Оценка исходного материала вида Raphanus Sativus L. с использованием методов репродуктивной биологии для селекции на гетерозис тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 06.01.05, кандидат сельскохозяйственных наук Заячковская, Татьяна Владимировна

• Заячковская, Татьяна Владимировна
• кандидат сельскохозяйственных наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат сельскохозяйственных наук Заячковская, Татьяна Владимировна

ВВЕДЕНИЕ

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ ф ^ ^ Использование гетерозиса в селекции культур вида Raphanus sativus

1.2 Стерильность растений

1.2.1. Морфобиологическая характеристика ЦМС

1.2.2. Физиолого-биохимическая характеристика ЦМС

1.2.3. Генетические основы возникновения ЦМС у высших растений

1.2.4. Система ЦМС-Ogura у дайкона и практические результаты ее использования

1.3. Метод культуры клеток и тканей in vitro w 1.3.1 Способы регенерации растений

1.3.2. Этапы процесса регенерации

1.3.3. Влияние внутренних и внешних факторов на процессы морфогенеза

1.4. Культура изолированных клеток и тканей в селекции растений 40 рода Raphanus

II. ЦЕЛИ, ЗАДАЧИ, НАУЧНАЯ НОВИЗНА, ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ, МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ ф 2.1. Цель, задачи, научная новизна и практическая значимость исследований

2.2. Место и условия проведения исследований

2.3. Материалы и методы исследований

III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

3.1. Особенности микроспорогенеза и микрогаметогенеза у фер-тильных и стерильных растений вида Raphanus sativus

3.2. Морфологические особенности цветка у андростерильной формы дайкона MS Gensuke и фертильных растений вида Raphanus sativus

3.3 Оптимизация методики определения жизнеспособности пыль- 77 Ш цы культур вида Raphanus sativus

3.4. Характеристика гибридов Fi на основе формы дайкона с ЦМС- 84 Ogura по комплексу селекционно-ценных признаков

3.4.1. Проявление признака стерильности ЦМС-Ogura у гибридов F i

3.4.2. Характеристика гибридов Fi по качественным и количествен- 88 ным признакам листа

3.4.3. Характеристика гибридов Fj по качественным и количественным признакам корнеплода

3.4.4. Наследование основных морфобиологических признаков у гибридов Fi

3.5. Разработка элементов технологии клонального микроразмножения растений вида Raphanus sativus из гипокотильных экс-плантов в условиях in vitro

3.5.1. Стерилизация исходного материала

3.5.2. Влияние типа и возраста экспланта на процессы органогенеза in vitro

3.5.3. Влияние различных комбинаций ауксинов и цитокининов на процессы морфогенеза у различных образцов вида Raphanus sativus

3.5.4. Влияние различных биологически активных веществ на органогенез in vitro

3.5.5. Влияние положения экпланта на питательной среде на процессы органогенеза

3.5.6. Влияние низкой температуры на процессы органогенеза

3.6. Разработка методов индукции морфогенного каллусогенеза из бутонов стерильных растений вида Raphanus sativus.

3.6.1. Влияние линейного размера бутона на индукцию морфгенного каллусогенеза

3.6.2. Влияние состава питательной среды на морфогенный каллусо-генез из пестиков бутонов

3.6.3. Влияние стрессовых факторов и биологически активных веществ на эффективность морфогенного каллусогенеза

3.7. Укоренение и адаптация растений - регенерантов к условиям in vivo

Выводы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Оценка исходного материала вида Raphanus Sativus L. с использованием методов репродуктивной биологии для селекции на гетерозис»

Актуальность темы. В настоящее время существенно расширилось представление о роли репродуктивной биологии в селекционной практике. Половая и вегетативная репродукция является центральным вопросом на разных этапах селекционного процесса, начиная с оценки и создания исходного материала и вплоть до получения сортов и гибридов. Особую актуальность это направление имеет при получении гетерозисных гибридов, использование которых увеличивает урожай на 10-30% по сравнению с сортами.

Производство гибридных семян культур вида Raphanus sativus имеет фундаментальное значение в современном сельскохозяйственном растениеводстве как в отношении повышения урожайности и качества выращиваемой продукции, так и получаемой прибыли. Начиная с 30-х годов у многих видов Raphanus sativus гибридные семенаг получают, используя главным образом, гены самонесовместимости. Однако сложность спорофитной системы самонесовместимости привела к сокращению количества линий используемых в семеноводстве. Эта система требует также трудоемкого опыления бутонов для достижения высокой гомозиготности линий и получения изогенных линий с целью отбора родительских компонентов. Наиболее полно преимущества генетического подхода, препятствующего самоопылению при гибридном семеноводстве культур вида Raphanus sativus, проявляются при использовании цитоплазматической мужской стерильности (Бунин М. С., 1994). В связи с этим важное значение для гетеро-зисной селекции вида Raphanus sativus приобретают исследования по созданию гибридов Fi этих культур на основе Ogura-ЦМС, источником которой может являться японский дайкон.

Многие приемы использования, в том числе оценка особенностей проявления этого типа стерильности, основываются на данных репродуктивной биологии по развитию пыльника и пыльцы, аномалиях развития. Изучение закономерностей развития пыльника, микроспор и мужского гаметофита на клеточна гетерозис вида Raphanus sativus.

С другой стороны, методы культуры тканей и органов в репродуктивной биологии в настоящее время приобретают все большее значение для построения рациональных систем создания гибридных семян в селекции овощных культур. Важными предпосылками экономически выгодного использования методов культуры тканей являются высокие коэффициенты размножения при сохранении генетической стабильности; а также экономия времени при размножении в условиях in vitro, что дает возможность эффективно включать их в селекционный процесс.

Получение линий путем инцухта у культур вида Raphanus sativus вследствие сильной инцухт-депрессии значительно затруднено, а часто вообще неосуществимо. В связи с этим методы культуры клеток и тканей в производстве элитных растений, их размножении, а также генетически идентичном вегетативном сохранении стерильных форм вида Raphanus sativus приобретают особую актуальность. Однако по литературным данным лишь единичные экспериментальные исследования преимущественно авторов Японии, Китая, Кореи посвящены вопросам регенерации растений рода Raphanus в процессе клонально-го микроразмножения в условиях in vitro.

В связи с этим разработка основных элементов, оценка перспективности использования технологии клонального микроразмножения, а также других методов репродуктивной биологии имеют перспективное значение, в частности, при создании сортов и гибридов, поддержании и размножении инцухт-линий без дальнейшего снижения их жизнеспособности, сохранении и размножении оригинального материала с цитоплазматической мужской стерильностью, представляющего селекционную ценность для селекции на гетерозис вида Raphanus sativus.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Использование гетерозиса в селекции культур вида Raphanus sativus

Опыт мировой селекции сельскохозяйственных культур доказал экономическую эффективность гетерозиса. Использование лучших по своей продуктивности гетерозисных гибридов растений обеспечивает увеличение урожайности на 10-30% и более и поэтому применение эффекта гетерозиса является в настоящее время важным приемом увеличения производства сельскохозяйственной продукции.

Однако, несмотря на большие успехи гетерозисной селекции, механизм гетерозиса до настоящего времени неясен. Суть генетических концепций, объясняющих природу гетерозиса, сводится к тому, что причина гетерозиса заключается во взаимодействии наследственных факторов, полученных гибридов от родительских организмов с разной наследственностью (Даскалов, 1980; Филатов, Супонева, 1978). Кроме того, анализ литературных данных позволяет предположить, что, скорее всего гетерозис затрагивает и многие стороны обмена веществ организма. Вследствие этого физиологические процессы у гибрида протекают более интенсивно, чем у родительских форм (Смирнова, 1966; Филатов, 1988, Кобылянец, 1968; Боос, 1972; Корж, 1974; Ерина, 1975).

Открытие явления гетерозиса у гибридов первого поколения быстро нашло свое применение в практике его использования во многих сельскохозяйственных культурах (огурец, кукуруза, томат, морковь, свекла, перец и др.). Результаты проведенных исследований и зарубежный опыт свидетельствуют о высокой эффективности гетерозиса также у представителей семейства капустных - редьке и редисе, капусте.

В настоящее время урожай редиса в ряде развивающихся стран намного ниже уровней, уже достигнутых в развитых странах (Shahidullah et al., 1991), культур вида Raphanus sativus.

Гибриды Fi, полученные от скрещивания разных сортов редиса, как правило, отличаются от исходных форм по мощности роста и количеству листьев, а также скороспелостью, хорошими вкусовыми качествами и выравненностью признаков корнеплодов и листьев (Bonnet, 1975). При этом нередко наблюдается повышение урожайности по сравнению с исходными формами и стандартными сортами (Pandey et al., 1978; Singh and Singh, 1984; Nasir et al., 1985; Singh et al., 1986).

Повышение урожайности гибридов является суммарным эффектом доминирования или промежуточного наследования по элементарным структурным признакам: длине и диаметру корнеплода, длине и ширине лепестков цветка (Нарбут С. И., Фадеева Т. С., 1966). Степень проявления гетерозиса находится в тесной связи с условиями роста и развития гибридов. Наблюдаются заметные реципрокные различия в связи с несомненной материнской предетерминацией свойств в развитии гибридов, особенно на первых этапах роста (Шебалина, Сазонова, 1985).

В определенной мере проявление гетерозиса у редиса связано с размерами и формой корнеплодов. Согласно Нарбут С. И. и Фадеевой Т. С. (1966) в первом гибридном поколении от скрещивания длиннокорнеплодных сортов с округлыми, длина корнеплода гибридов приближалась к длиннокорнеплодному родителю, а диаметр - к круглокорнеплодному. В результате гибриды образовывали корнеплод промежуточной формы, превосходящий родительские по массе.

Эффект гетерозиса значительно изменяется в зависимости от компонентов скрещивания. Не все межсортовые гибриды редиса дают достаточно высокий положительный результат, поэтому необходимо выделение генетических источников с высокой общей и специфической комбинационной способностью. При гибридизации масличных и корнеплодных форм проявляется значительный гетерозисный эффект по урожайности зеленой массы, особенно на гсграплоидним уровне (Корябин II.А., 1978);----

Гибридизация контрастных форм способствует выведению сортов широкого ареала, так как при этом происходит обогащение генетической природы растений редиса. Создаваемые гибридные популяции обеспечивают получение стабильно высоких урожаев и качества продукции в меняющихся условиях произрастания.

Гетерозисные комбинации весьма перспективны для использования в селекционной работе при выведении сортов. При подборе пар для скрещивания редиса необходимо учитывать закономерности наследования признаков растений.

При скрещивании растений с красной и белой окраской корнеплода в Fi гибридов, как правило, получаются фиолетовые корнеплоды. Однако могут появляться и другие типы окраски - красная, розовая, неоднородная, когда в одной и той же комбинации скрещивания часть растений Fi имеет фиолетовый и сиреневый корнеплод, а другая - розовый (Сазонова JI.B., 1973).

В F2 в первом случае выщепляются формы с фиолетовыми, красными и белыми корнеплодами, во втором - с красными и белыми. В ряде случаев при скрещивании белокорнеплодных сортов с краснокорнеплодными гибриды Fi имеют красные корнеплоды, а в F2 - красные, розовые и белые, что свидетельствует о сложном характере наследования этого признака. Количественные соотношения растений с той или иной окраской корнеплода в F2 , по данным разных авторов, не всегда совпадают, что служит основанием для различных интерпретаций генетических закономерностей, определяющих характер расщепления.

Окраска коры - сортовой признак. Разнообразие редиса по цвету корнеплода обусловлено присутствием в клеточном соке тканей вторичной коры соединений, относящихся к группе флавоноидов: антоцианов и флавонолов (Шебалина, Сазонова, 1985). Антоцианы обусловливают фиолетовую и красную окраску, флавонолы - светло-желтую. детерминации признака окраски корнеплода. Почти в каждом исследовании дана своя трактовка генетических закономерностей наследования окраски корнеплода, основанная на конкретном материале, не согласующаяся с результатами других исследователей. Так, гипотезы моногибридного и комплиментарного характера детерминации окраски корнеплода не увязываются с фактами появления в Fj гибридов красно- и розовоокрашенных корнеплодов от скрещиваний растений с белыми и красными корнеплодами. Предположенная для объяснения этого явления гипотеза кумулятивной полимерии неприменима для комбинаций с фиолетовой окраской Fj гибридов. Ни одна из выдвинутых гипотез не объясняет факта получения разнородных по окраске Fi гибридов при скрещивании красного редиса с белым.

По мнению Frost (1923) фиолетовый цвет определяется доминантным, а красный - рецессивным состоянием одной пары аллелей, поэтому наблюдается моногибридное расщепление.

Вопрос о наследовании формы корнеплода представляет не только научный, но и практический интерес, поскольку установлено, что с ней коррелирует продуктивность. Сорта с удлиненной формой корнеплода, как правило более урожайные, чем с круглой. При скрещивании длиннокорнеплодных и круглых редисов доминирует длинноплодность (признак предка). В ряде случаев в Fi длина корнеплода гибридных растений приближается к длиннокорнеплодному родителю, а диаметр - к круглокорнеплодному, что вызывает увеличение урожайности. Механизм высокой продуктивности корнеплода в данном случае состоит в суммарном эффекте наследования двух независимых признаков, определяющих структуру продуктивного органа. В Fj доминирует длина корнеплодного родителя, а диаметр - круглого. Фенотип, свойственный Ffгибридам может быть реализован в последующих поколениях за счет накопления аллелей лучшей по данному признаку родительской формы. Такой путь, по-видимому, является реальным способом перевода желательного фенотипа в константное состояние. образом, в тех случаях, когда гетерозис Fj гибридов обусловлен формой корнеплода, ее легко можно перевести путем отбора в константное состояние. Этот принцип подбора пар широко применяется в мировой селекции для получения высокопродуктивных Fi гибридов.

Редис легко скрещивается с целым рядом близких к нему по биологии растений. Ценные в практическом отношении гибриды, обладающие гетерозисом, получены от скрещивания редиса с капустой и редькой. По данным Огнева В.В и Ткачевой JI.A (2004), межсортовые гибриды редиса и дайкона отличаются жаростойкостью и засухоустойчивостью, а также устойчивостью к стрелкованию и огрублению корнеплодов. В то же время эти гибриды имеют ряд отрицательных признаков. Практически все они позднеспелые, имеют очень крупные корнеплоды, не привлекательны по окраске и имеют более острый вкус, чем привычные редисы. В связи с этим селекционная работа с этими гибридами должна быть направлена на устранение отрицательных качеств им присущих, но без утраты положительных свойств (Огнев В.В., Ткачева JI.A., 2004).

В последние годы в каталогах ведущих зарубежных семеноводческих фирм Японии, Франции, Нидерландов и в других странах (Beijo Zaden, Rick Zwaan, Roijl Sluis) предлагаются семена Fi гибридов редиса, производство которых занимает 90-100% площадей (Hawlader et al., 1997). Это объясняется тем, что Fj гибриды по сравнению с сортовыми популяциями за счет гетерозисного эффекта более урожайны, а высокая морфологическая и биологическая однородность позволяет увеличить выход стандартной продукции с единицы площади. В нашей стране в предлагаемом к выращиванию сортименте Fi гибриды редиса пока отсутствуют, хотя в некоторых учреждениях селекционная работа по созданию гетерозисных гибридов редиса ведется. Преимущественное использование в этих исследованиях имеют линии редиса и дайкона самонесовместимого типа с рецессивными сигнальными признаками родительских компонентов, что дает

Барашева, 1999).

Механизмы контроля опыления, основанные на тех или иных системах мужской стерильности (МС), являются наиболее надежными в гибридном семеноводстве капустных культур, при этом цитоплазматическая мужская стерильность, представляет наибольший интерес в практической работе по гетерозисной селекции, поэтому в последние годы все большее внимание при селекции гибридов редиса уделяется андростерильности. По некоторым данным, в нашей стране уже проводились исследования по получению гибридов редиса на основе ЦМС (Даньков, 2001). Однако полученные результаты не нашли широкого применения в селекционной практике.

В связи с этим дальнейшие исследования по созданию гибридов Fi редиса на основе ЦМС-Ogura, источником которой является японский дайкон, имеют перспективное значение для селекции на гетерозис вида Raphanus sativus.

Заключение диссертации по теме «Селекция и семеноводство», Заячковская, Татьяна Владимировна

Выводы

1. Нарушения в развитии пыльника стерильных растений проявляются в виде деструктивных изменений в соматических тканях на стадии тетрад микроспор с последующими отклонениями в развитии одноядерных микроспор (изменение вакуолизации и формирования клеточной стенки) в бутонах длиной 2,5 мм у андростерильной формы дайкона и 3-4 мм у гибридов Fi. Отличительным признаком стерильных цветков является уменьшение длины тычинки и выступающий пестик.

2. На способность пыльцы растений вида Raphanus sativus прорастать в условиях in vitro большее влияние оказывает концентрация сахарозы в питательной среде (доля влияния от 44,4 до 85,2), чем рН среды (доля влияния от 4,72 до 26,83%). Процент прорастания пыльцы по мере увеличения значения этих показателей увеличивается (максимальный эффект достигается при сочетании 20% - ной концентрации сахарозы и рН=9).

3. Способность андростерильной формы дайкона передавать стерильность ЦМС-Ogura гибридному потомству в 64% комбинаций позволяет при подборе соответствующего опылителя получать гибридные популяции с высоким содержанием стерильных растений (до 70%) и может использоваться для создания стерильных форм редиса.

4. По большинству изученных морфобиологических признаков у гибридов Fi дайкона и редиса наблюдается сверхдоминирование. Гетерозис по диаметру корнеплода наиболее выражен у гибридов, имеющих округло-овальный корнеплод; по массе растения, корнеплода и высоте розетки в группе гибридных комбинаций, образующих овальные корнеплоды.

5. Для успешного клонального размножения растений редисо-редечной группы в условиях in vitro путем прямой регенерации наиболее эффективным эксплантом является верхняя часть гипокотилей с участком меристематических тканей эпикотиля, выделенная с 4-5 суточных стерильных проростков. Различное расположение гипокотилей на питательной среде оказывает влияние на частоту процесса регенерации и количество растений-регенерантов, образующихся на одном экспланте, в зависимости от культуры вида Raphanus sativus.

6. Присутствие в питательной среде МСм регуляторов роста НУК с ТДЗ и НУК с БАП в концентрациях 0,2 мг/л способствует наиболее эффективной регенерации побегов. Предобработка гипокотильных эксплантов 0,1% раствором нитрата серебра в течение 1 часа способствует увеличению растений-регенерантов с одного экспланта, что позволяет повысить коэффициент размножения в 1,2-5 раз.

7. Бесгормональная питательная среда МСм является наиболее эффективной для укоренения растений-регенерантов, полученных в процессе размножения из гипокотильных эксплантов в условиях in vitro, по сравнению со средами, содержащими регуляторы роста ИУК и НУК.

Практические рекомендации

Для проращивания пыльцы фертильных растений использовать питательную среду состава (на 100 мл): борная кислота - 10мг, нитрат кальция - 10мг, сахароза - 20г., рН=9.

С целью поддержания стерильных форм и ценных генотипов растений вида Raphanus sativus рекомендовать методику клонального размножения в условиях in vitro:

1) в качестве исходного экспланта использовать верхние фрагменты гипокотилей с участком меристематических тканей эпикотиля, выделенные из 4-5 суточных стерильных проростков;

2) для индукции процессов регенерации побегов использовать среду МСм с регуляторами роста НУК с ТДЗ, НУК с БАП в концентрациях 0,2 мг/л;

3) для повышения количества растений-регенерантов с одного экспланта использовать предобработку гипокотилей 0,1% раствором нитрата серебра в течение 1 часа;

4) для укоренения образовавшихся растений-регенерантов использовать бесгормональную питательную среду МСм.

Для создания гетерозисных гибридов Fi с высокой продуктивностью и стерильных линий редиса можно рекомендовать в качестве материнской формы андростерильную форму дайкона с ЦМС-Ogura; для выделения форм, являющихся закрепителями стерильности - сортопопуляцию редиса Дуро.

146

Список литературы диссертационного исследования кандидат сельскохозяйственных наук Заячковская, Татьяна Владимировна, 2005 год

1. Алимова Г.К. Характер поведения тапетума при цитоплазматической мужской стерильности кукурузы. В кн.: Материалы Всесоюз. Симпоз. По эмбриологии растений. - Киев: Наук. Думка, 1968. - С. 11-12.

2. Атрашенок Н.В., Люлькина Е.И., Ильченко В.П. Ультраструктура клеток пыльника у стерильной и фертильной форм ячменя. В кн.: Гетерозис и количественная наследственность. - Минск: Наука и техника, 1977. - С. 122-131.

3. Балашова Н.Н., Игнатов А.Н., Самохвалов А.Н., Рогачев Ю.Б., Шмыкова Н.А. Жизнеспособность микрогаметофита белокочанной капусты под влиянием возбудителей бактериозов и килы // С.-Х. Биология. 1995. № 5. - С. 115-118.

4. Балков И.Я. ЦМС сахарной свеклы. М.: Агропромиздат, 1990. - С. 127145.

5. Боос Г.В. Генетические и физиолого-биохимические аспекты изучения гетерозиса культурных растений // Бюллетень Всесоюз. НИИ растениеводства им. Н.И. Вавилова. 1972. № 24. - С. 11-17.

6. Бритиков Е.А. Физиология опыления растений и оплодотворения у растений. -М.: Знание, 1957. С. 23-28.

7. Бунин М.С. Создание и использование андростерильной линии дайкона в селекции гибридов Fi редьки и редиса. Материалы VI съезда Всероссийского общества генетиков и селекционеров им. Н.И Вавилова. М., 1992. Ч. 11.-С. 23.

8. Бунин М.С. Репродуктивная биология и селекция растений // С.-х. биология. 1993. № 6. - С. 134-138.

9. Бунин М.С. Мужская стерильность сельскохозяйственных растений семейства Brassicaceae и ее использование в селекции // Обзор иностранной литературы. С.- х. биология. - 1994. №1. - С. 15-24.

10. Бунин М.С. Новые овощные культуры России М.: ФГНУ "Росинфор-магротех", 2002. - С. 290-302.

11. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей как метод изучения процессов роста и морфогенеза растений. М.: Наука. - 1964. - С. 58-64.

12. Бутенко Р.Г. Биология клеток высших растений in vitro и биотехнологии на их основе: Учеб. Пособие. М.: ФБК-Пресс, - 1999. - С. 48-72.

13. Бутенко Р.Г., Строгонов Б., Бабаева Ж. Соматический эмбриогенез в культуре тканей моркови в условиях высокой концентрации солей в среде. ДАН СССР, 1967. Т. 175.№5.-С. 1179-1181.

14. Бутенко Р., Кучко А. Физиологические аспекты получения, культивирования и гибридизации изолированных протопластов картофеля. Физиол. Расг. 1979. Т. 26. Вып. 5.-С. 1110-1118.

15. Важнецкая Е.Р. Некоторые особенности биологии брюквы и репы в связи с межвидовой гибридизацией. Автореф. дис. канд. с.-х. наук. JI. 1965. -26с.

16. Галеев Г.С., Цветкова В.И. Нормализация биохимических процессов в пыльниках при восстановлении фертильности у растений кукурузы с цитоплазматической мужской стерильностью (ЦМС). Докл. Васхнил. -1969. №7. С. 15-19.

17. Голубева Е.А. Особенности ультраструктуры пыльников сахарной свеклы при ЦМС. В кн.: ЦМС и селекция растений. Киев. 1979. - С. 103-105.

18. Гамбург К.З., Рекославская Н.И., Швецов С.Г. Ауксины в культурах тканей и клеток растений. Новосибирск: Наука. 1990. - 243с.

19. Гупта Ш. Ц., Нанда К. развитие аномальных клеток тапетума и их значение. В кн.: Апомиксис у растений и животных. М.: Наука, 1978. Вып. 35. - С.211-216.

20. Данвелл Д.М. Культура гаплоидных клеток // Биотехнология растений: культура клеток / Пер. с анг. Под ред. Р. Г. Бутенко. М.: Агропромиздат, 1989.-С. 33-51.

21. Даскалов X. Состояние теоретических исследований по гетерозису овощных культур и его практическое использование // Гетерозис: теория и практика. -М.: Колос, 1968. С. 152-167.

22. Доспехов В.А. Методика полевого опыта М.: Агропромиздат, 1985. -351с.

23. Использование биотехнологических методов для получения исходного селекционного материала капусты. Под ред. Бунина М.С., М.: ФГНУ "Росинформагротех", - 2004. - 44с.

24. Кобылянец М.С. Некоторые физиолого-биохимические показатели гетерозиса у гибридов кукурузы и их родительских форм // Автореф. Дис. Канд. биол. Наук / Горки, Белорусская с.-х. академия, 1968. 20с.

25. Корж Б.В. Фотосинтез и урожай гетерозисных гибридов кукурузы // Бюлл. ВНИИ растениеводства им. Н. И. Вавилова. 1974. № 40. - С. 1727.

26. Корябин Н.А. Использование полиплоидии и гетерозиса для повышения продуктивности редьки масличной. Автореф. дис. на соиск. учен. степ, канд. с.-х. наук. М., 1978. 23с.

27. Кучеренко JI.A. Подходы к разработке технологии массовой регенерации растений in vitro. В кн: Биология культивируемых клеток и биотехнология растений. М.: Наука, 1991. - С. 232-242.

28. Лях В.А., Сорока А.И., Мищенко Л.Ю., Калинова М.Г., Мирошниченко Е.Н. Методы отбора ценных генотипов на уровне пыльцы.

29. Методические указания по гаметной селекции сельскохозяйственных растений (методология, результаты и перспективы). М.: 2000. - С. 149195.

30. Марьяхина И.Л. К ранней диагностике мужской стерильности у кукурузы. В кн.: Морфогенез растений. М., 1961. Т. 1. - С. 511-513.

31. Миронова О.Ю. Разработка и совершенствование технологий клонального микроразмножения декоративно-цветочных культур. Авт. дисс. на со-иск. уч. степ. канд. биол. наук. М., 2004. - 22с.

32. Моисеева Н., Володарский А., Бутенко Р. Выявление антигенов-маркеров стеблевой меристемы табака. Физиол. Раст., 1979. Т. 26. Вып. 3. - С. 479-484.

33. Монахос Г.Ф., Барашева Г.М. Наследование массы корнеплода инбред-ными линиями редиса (Raphanus sativus L. var. sativus) // Известия тимирязевской сельскохозяйственной академии. 1999. Вып. 1. - С. 92-100.

34. Нарбут С.И., Фадеева Т.С. Проявление гетерозиса у редиса, табака и земляники. Генетика, 1966. № 3. - С. 86-117.

35. Паушева З.П. Практикум по цитологии растений. М.: Агропромиздат, 1988.-271 с.

36. Пирев М.Н. Гистохимическое исследование пыльников фертильных и стерильных по пыльце форм подсолнечника. В кн.: Биология оплодотворения и гетерозис культурных растений. Кишинев, 1956. Вып. 4. - С. 98-116.

37. Полевой В.В. Физиология растений: Учебник для биологических специальностей вузов. М.: Высш. шк., 1989. - С. 244-379.

38. Половинкина Е.В. Цитоэмбриологическое изучение мужскистерильных форм сахарной свеклы. В кн. Селекция растений с использованием ци-топлазматической мужской стерильности. Киев: Урожай, 1966. - С. 368375.

39. Протасевич Р.Т. Количественная характеристика изменений в проводящей системе стерильных по пыльце растений. В кн.: Проблемы экспериментальной генетики. Минск, 1972. - С. 102-108.

40. Радчук В.В., Блюм Я.Б., Рышка У.И. Изучение регенерации и получения трансгенных растений у различных сортов белокочанной капусты // Физиология растений, 2000. Т. 47. № 3. С. 453-460.

41. Ралдугина Г.Н., Соболькова Г.И. Генотипические различия при действии абсцизовой кислоты на каллусные культуры Brassica Napus L., Физиология растений, 1994. Том 41. №5. С. 702-706.

42. Рябинина М.И. Строение проводящего пучка тычинок фертильных и стерильных пшениц. В кн.: Половой процесс и эмбриогенез растений. М., 1973.-С. 204-205.

43. Савченко Л.Ф., Резникова С.А. Некоторые особенности ЦМС у шалфея мускатного. Тр. по прикл. ботанике, генетике и селекции, 1975. Т. 54. №2.-С. 250-254.

44. Сазонова JI.B. Проявление гетерозиса у межсортовых гибридов редиса. Тр. по прикл. бот., ген. и сел., 1971. Т. 15. Вып. 1. С. 45-63.

45. Симоненко В.К. Исследование микроспорогенеза кукурузы с цитоплазма-тической мужской стерильностью. Изв. АН СССР, 1964. № 10. - С. 5158.

46. Симоненко В.К. Влияние микроспороцитов и образование "гигантской" пыльцы у ЦМС форм сорго. Науч.-техн. бюл. ВСГИ, Одесса, 1974. Вып. 23.-С. 32-39.

47. Симоненко В.К. Цитологическое проявление различных типов генетически обусловленной и фенотипической мужской стерильности. В кн.: Цитоплазматческая мужская стерильность и селекция растений. Киев: Наук. Думка, 1979.-С. 170-172.

48. Смирнова Н.П. Некоторые особенности фотосинтетического аппарата инбредной и гибридной кукурузы // Гетерозис в растениеводстве. Ставрополь, 1966. - С. 82-90.

49. Ткачева А.А., Поляков А.В. Регенерация растений огурца in vitro. В кн.: Биотехнология овощных, цветочных и малораспространенных культур. -М.: ГНУ ВНИИО РАСХН, 2004. Вып. 1 С. 118-121.

50. Турбин Н.В., Палилова А Н., Люлькина Е.И. Изучение структуры митохондрий в семяпочках у гибридов кукурузы, полученных от скрещивания стерильных линий с линиями-восстановителями фертильности. Докл. АН СССР. Сер. Биол., 1968. Т. 182. №3. - С. 699-700.

51. Устинова У.И. К изучению мужской стерильности у кукурузы. Докл. АН СССР, 1959. Т. 127. №3. - С. 689-692.

52. Филатов Г.В. Гетерозис: физиолого-генетическая природа. М.: Агро-промиздат, 1988. - С. 5-13.

53. Филатов Г.В., Супонина СЛ. Генетические аспекты формирования и функционирования фотосинтетического аппарата гетерозисных растений // Тезисы докл. XIV Междунар. Генетического конгресса, часть I. М.: Наука, 1978. - С. 85-102.

54. Шебалина М.А., Сазонова, Л.В. Культурная флора СССР // Корнеплодные растения семейства Капустные. Л.: Агропромиздат, 1985. Т. 18. - С. 284-298.

55. Ширяева Э.И., Ярмолюк Г.И. Цитоэмбриологические и гистохимические особенности цитоплазматической и генной мужской стерильности у сахарной свеклы. В кн.: Цитоплазматическая мужская стерильность и селекция растений. Киев: Наук. Думка, 1979. - С. 182-185.

56. Шмыкова Н.А., Агафонов А.Ф. Изучение влияния ТДЗ на гиногенез у лука репчатого // Новые методы селекции и создание адаптивных сортов сельскохозяйственных культур: результаты и перспективы: Тез. Докл. Научные сессии, 1-3 июля. Киров, 1998. С. 56-68.

57. Яшвили М.Н. К изучению ультраструктуры эндотеция стенки пыльника кукурузы с ЦМС. В кн.: Тез. Докл. X Всесоюз. Конф. По электронной микроскопии. Ташкент, 1976. Т. 2. - С. 378-380.

58. Abraham V.; George 1., Srinivasan V.T. Seed yield and oil content of mustard somaclones (Brassica Juncea (Linn., Czern and Coss.) // Curr. Sci. India -1988.-V. 57.-P. 1019.

59. Alam S., Sandal P.G. Electrophoretic analyses of anther proteins from male-fertile and male-sterile sudangrass, Sorghum vulgare var Sudanense (Piper) // Crop Sci. 1969. - V. 9. - № 2. - P. 157-159.

60. Albertsen M.C., Palmer R.G. A comparative light and electronmicroscopic study of microsporogenesis in male sterile (MSi) and male fertile soybeans (Glicine Max (L.) Merr.) // Amer. J. Bot. - 1979. - V. 66. - P. 253-265.

61. Ampomah-Dwamena C., Conner A. J., Fautrier A.G. Genotypic response of lettuce cotyledons to regeneration in vitro // Sci. Hort. -1997. -V. 71. -P. 137-145.

62. Arndt F., Rusch R., Stillfried H. V. SN49537, a new cotton defoliant // Plant Physiol. 1976. - V. 57. - P. 599.

63. Artschwager F. Pollen degeneration in male sterile sugar beets with special referance to the tapetal Plasmodium // J. Agr. Res. 1947. - V. 75. - P. 191197.

64. Atanasoff D. The viral nature of cytoplasmic male sterility in plants // Phytopa-thol. Z. 1971. - V. 70. - P. 306-322.

65. Baroncelli S., Buiatti M., Bennici A. Genetics of growth and differentiation in vitro of Brassica oleracea var. botrytis. I. Differences between 6 inbred lines // Z. Pflanzenzuchtg. 1973. - V. 73. - P. 298-302.

66. Barsby Т., Curtis G.J., Lonsdale D.M. A specific rearrangement of mitochondrial DNA induced by tissue culture // Theor Appl. Genet. 1989. - V. 77. - P. 620-624.

67. Bednarska E. The effect of exogenous Ca ions on pollen grain germination and pollen tube growth investigations with the use of 45Ca2+, verapamil, La3+ and ruthenium red // Sex. Plant Reprod. - 1989. - V. 2. - P. 53-58.

68. Beyer E.M. A potent inhibitor of ethylene action in plants // Plant Physiol. -1976.-V. 58.-P. 268-271.

69. Bhattacharya N.M., Sen S.K. Production of plantlets through somatic embryo-genesis in Brassica campestris // Zeitschrift fur Pflanzenphysiologie. 1980. -V. 99.-P. 357-361.

70. Bogre L., Meskiene J., Heberle-Bors E., Hirt H. Stressing the role of MAP kinases in mitogenic stimulation // Plant Molecular Biology. 2000. - V. 43. -P. 705-718.

71. Bogunia H., Przywara L. Effect of carbohydrates on callus induction and regeneration ability in Brassica napus L. // Acta Biologia Cracoviensia, ser. Botanica. 2000. - V. 42. - № 1. - p. 79-86.

72. Bonhome S., Budar F., Ferault M., Pelletier G. A 2,5 kb Ncol Fragment of Ogura radish mitochondrial DNA is correlated with cytoplasmic male sterility in Brassica cybrids // Curr. Genet. 1991. - V. 19. - P. 121-127.

73. Bonnet A. Introduction and utilization of a cytoplasmatic male sterility in early European varieties of radish-Raphanus sativus L. // Ann. Amelior. Plantes. -1975. V.25. - №4. - P. 381-397.

74. Boulay M. In vitro propagation of tree species. In: Green C.E., Somers D.A., Hackett W.P., Biesboer D.D. (ed.): Plant Tissue and Cell Culture. 1987. - P. 367-382.

75. Briggle l.W. Interaction of cytoplasm and genes in male sterile corn crosses involving two inbred lines // Agron. J. 1956 - V. 48. - N. 12. - P. 569-573.

76. Brooks J., Brooks M., Chien L. The anther tapetum in cytoplasmic-genetic male sterile Sorghum // Amer. J. Bot. 1966. V. 53. - P. 902-907.

77. Budar F. Mitochondrial chimeric genes and male sterility. Comptes Rendus des Seances de la Societe de Biologie et de ses Filiales. 1995. - V. 189. - № 6. -P. 1105-1117.

78. Buiatti M., Baroncelli S., Bennici A. Genetics of growth and differentiation in vitro of Brassica oleracea var. botrytis. IV. Genotype-hormone interactions // Z. Pflanzenzuchtg. 1974. - V. 73. - P. 298-302.

79. Butenko R., Frolova Z., Lipsky A., Reshetnyak O. Characteristics of Panax Ginseng Strains and growth of cell suspension in bioreactors. Proc. Of the 6th Int. Ginseng Symposium. 1993. - P. 150-154.

80. Carrington C.M.S., Esnard J. The elongation response of watermelon hypocot-yls to indole-3-acetic acid: a comparative study of excised segments and intact plants // Journal of Exp. Bot. 1988. - V. 39. - P. 441-450.

81. Cecchini E., Natali L., Cavallini A. Durante M. DNA variation in regenerated plants of pea (Pisum sativum L.) // Theor. Appl. Genet. 1992. - V. 84. - P. 874-879-----

82. Chauhan S.V.S., Singh S.P. Pollen abortation in male-sterile hexaploid wheat

83. Norm") having Aegilops ovata L. cytoplasm // Crop. Sci. 1966. - V. 6. - P. 532-535.

84. Chauhan S.V.S., Singh S.P. Studies on pollen abortation in Cucumis melo L. // Agra. Univ. J. Res. Sci. 1968. - V. 17. - P. 11-22.

85. Cheng P.C., Greyson R.I., Walden D.B. Comparison of anther development in genie male-sterile (ms 10) and in male-fertile corn (Zea mays) from light microscopy // Canad. J. Bot. 1979. - V. 57. - P. 578-596.

86. Chi G.K. and Pua E.G. Ethylene inhibitors on hanged de novo shoot regeneration from cotyledons of Br. campestris ssp. chinensis (Chinese cabbage) in vitro // Plant Science. 1989. - V. 64. - P. 243-250.

87. Chi G.L., Barfield D.G., Sim G.E., Pua E.C. Effect of AgN03 and aminoeth-oxyvinylglycin on in vitro shoot and root organogenesis from seedlings ex-plants of recalcitrant Brassica genotypes // Plant Cell Rep. 1990. -V. 9. - P. 195-198.

88. Chi G.L., Pua E.C., Goh C.J. Role ethylene on de novo shoot regeneration from cotyledonary explants of Brassica campestris ssp. pekinensia (lour) Oles-son in vitro // Plant Physiol. 1991. - V. 96. - P. 176-183.

89. Christianson M.L., Warnick D.A. Competence and determination in the ptocess of in vitro shoot organogenesis // Dev. Biol. 1983. - V. 95. - P. 288293.

90. Chuong P.V., Beversdorf W.D., Powell A.D., Pauls K.P. The use of haploid protoplast fusion to combine cytoplasmic atrazine resistance and cytoplasmic male sterility in Brassica napus // Plant Cell, Tissue Organ Cult. 1988. - V. 12.-P. 181-184.

91. Coen E.S. Flower development // Curr. Opin. Cell Biol. 1992. - V. 4. - P. 929-933.

92. Colby S.M., Juncosa A.M., Meredith C.P. Cellular differences in Agrobacte-rium susceptibility and regenerative capacity restrict the development of transgenic grapevines. 1993. - V. 116. - P. 356-361.

93. Curtis G.J. Graft-transmission of male sterility in sugar beet (Beta vulgaris) // Euphytica. 1967. - V. 16. - P. 419-424.

94. De Block M., Brouwer D., Tenning P. Transformation of Br. napus and Br. ol-eracea using agrobacterium tumefatiens and the expression of the bar and neo Genes in the transgenic plants // Plant Physiol. 1989. - V. 91. - P. 694-701.

95. De Klerk G.J. How to measure somaclonal variation // Acta bot. Neerl. 1990. -V. 39.-P. 129-144.

96. Deng S.Y., Heap. I.M., Klein T.A. In vitro vegetative propagation of Chinese cabbage // Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1991. - V. 26. - P. 135-139.

97. Derksen J., Ruttens Т., van Amstel Т., de Win A., Doris F., and Steer M. Regulation of pollen tube growth // Acta Bot. Neerl. 1995. -V. 44. - P. 93-119.

98. De Vries A.P., le T.S. Electron-microscopy of anther tissue and pollen of male sterile and fertile wheat (Triticum aestivum L.) // Euphytica/ 1970 - V.19. -N. l.-P. 103-120.

99. Dewey R.E., Levings C.S., Timothy D.H. Novel recombinations in the maize mitochondrial genome produce a unique transcriptional unit in the Texas male-sterile cytoplasm // Cell. 1986. - V. 44. - P. 439-449.

100. Dietert M.F., Barron S.A., Yoder O.C. Effects of genotypes on in vitro culturein the genus Brassica // Plant. Sci. Lett. 1982. - V. 26. - P. 233-240.

101. Dubey R.S. Pollen abortation in crape-jasmine // Indian J. Hort. 1970. - V. 27.-P. 54-56.

102. Duvic D.N. Cytoplasmic pollen sterility in corn // Adv. Genet. 1965 - V. 13. -P. 1-55.

103. Edwardson J. Cytoplasmic male sterility // Bot. Rev. 1970. - V. 36. - P. 341

104. Edwardson J. and Corbett M.K. Asexual transmission of cytoplasmic male sterility // Proc. Natl. Acad. Sci U. S. A. 1961. - V. 47. - P. 390-396.

105. Engelke Т., Hulsmann S., Tatlioglu T. A comparative study microsporogenesis and anther wall development in different types of genie and cytoplasmic male sterilities in chives // Plant-breeding. 2002. - V. 121. - № 3. - P. 254-258.

106. Erichsen A.W. and Ross J.C. Inheritance of colchicines induced male sterility in Sorghum // Crop Sci. 1963. - V. 3. - P. 335-338.

107. Erickson L., Grant I., Beversdorf W. D. Cytoplasmic male sterility in rapeseed (Brassica napus L.). 1. Restriction patterns of chloroplast and mitohondrial DNA // Theor. Appl. Genet. 1986. - V. 72. - P. 145-150.

108. Eschrich W. Untersuchungen uber den Ab- und Aufbau der Callose. III. Mit-teilung uber Callose // Ztschr. Bot. 1961. - Bd. 49. - S. 153-157.

109. Evans D. A., Sharp W. R., Flick С. E. Plant regeneration from cell cultures // Hort. Rev. 1981. - V. 3. -P. 214-314.

110. Fan Z., Stefansson B.R., Sernyk J.L. Maintainers and restorers for three male-sterility-inducing cytoplasm in rape (Brassica napus L.) // Can. J. Plant. Sci. -V. 1986. V. 66. - P. 229-234.

111. Fari M., Czako M. Relationship between position and morphogenetic response of pepper hypocotyl explants cultured in vitro // Sci. Hort. 1981. - V. 15. - P. 207-213.

112. Feijo J.A., Malho R., and Obermeyer G. Ion dynamics and its possible role during in vitro pollen germination and tube growth. Protoplasma. 1995. - V. 187.-P. 155-167.

113. Fellman C.D., Read P.E., Hosier M.A. Effects of tidiazuron and CPPU on meristem formation and shoot proliferation // Hort. Sci. 1987. - V. 22. - № 6. -P. 1197-1200.

114. Filion W.G. and Christie B.R. The mechanism of male sterility in a clone of orchard grass (Dactylis glomerata 1.) // Crop Sci. 1966. - V. 6. - P. 345-347.

115. Finstad K., Brown D.W., Joy K. Characterization of competence during induction of somatic embryogenesis in alfalfa tissue culture // Plant Cell Tissure Organ Cult. 1993. - V. 34. - P. 125-132.

116. Frankel R. Graft induced transmission to progeny of cytoplasmic male sterility in Petunia. Science. 1956. - V. 124. - P. 684-685.

117. Frankel R., Iznar S., Nitsan J. Timing of callose activity and cetoplasmic male sterility in Petunia. Biochem. Genet. 1969. - V. 3. - P. 451-455.

118. Frankenberger E.A., Hasegawa P.M., Tigchelaar E.C. Influence of environment and developmental stage on the shoot-forming capacity of tomato genotypes // Z. Pflanzenphysiol. 1981. - V. 102. - P. 221-232.

119. Frost H.B. Heterosis and dominance of size factors in Raphanus. Genet. -1923.-V. 8.-P. 94-126.

120. Flinn B.S., Webb D.T., Newcomb W. The role of cell clusters and promeriste-moids in determination and competence for caulogenesis by Pinus strobes cotyledons in vitro // Can. J. Bot. 1988. - V. 66. - P. 1556-15675.

121. Flavell R. A model for mechanism of cytoplasmic male sterility in plants, with special reference to maize. Plant Sci. Lett. 1954. - P. 259-263.

122. Fu T.D. Production and research of rapeseed in the People's Republic of China. Eucarp. Crucif. Newslett. 1981. - V. 6. - P. 6-7.

123. Fukasawa H., Mito K. Paper chromatographic analysis of chlorophylls in cytoplasmic male-sterile wheat. Seiken Ziho. 1957. - V. 8. - P. 4-8.

124. Gambley R.L., Dodd W.A. The influence of cotyledons in axillary and adventitious shoots production from cotyledonary nodes of Cucumis sativus L. (cucumber) // Journal of Experimental Botany. 1991. - V. 42. - P. 1131-1135.

125. Gatz A., Drozdowska L., Rogozinska J. Plant regeneration from seed and seedlings explants of pepper cv. Bryza via organogenesis. Biological Bulletin of

126. Poznan. 1995. - V. 32. - P. 13-14.

127. Genga A., Allavena A. Factors affecting morphogenesis from immature cotyledons of Phaseolus coccineus L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1991. -V. 27.-P. 189-196.

128. Georgieva J.D. Histochemical investigations of certain oxireductases in the anthers of cytoplasmic male-sterile tobacco. C. R. Acad. Bulg. Sci. 1978. - V. 31.-P. 1353-1356.

129. Goetz M., Godt D.E., Guivarc H.A., Kahmann U., Chriqui D., Roitsch T. Induction of male sterility in plants by metabolic engineering of the carbohydrate supply. Proceed, of the Nat. Acad, of Sci. of the U. S. A. 2001. - V. 98. - № 11.-P. 6522-6527.

130. Goldberg R.B., Beals T.P., Sanders P.M. Anther development: basic principles and practical applications. The Plant Cell. 1993. - V. 5. - № 10. - P. 12171229.

131. Goldsmish G.A. Current developments in the breeding of Fi hybrid annuals. Hort. Sci. 1968. - V. 3. - P. 269-271.

132. Green C.E. Prospects for crop improvement in the field of cell culture. Hort. Sci.-1977.-V. 12.-P. 131-134.

133. Guo J.D., Niemela Т., Talisalo U., Pulli S. Maintenance of male sterile germ-plasm in Brassica rapa by in vitro propagation. Agr. And Food Scince in Finland. 2000. - V. 9. - P. 231-238.

134. Guo J.X., Sun R.F., Song J.X., Zhang S.J. Microsporogenesis of several male-sterile lines in Brassica rapa L. ssp. pecinensis. Acta Hort. Sinica. 2001. - V. 28.-№5.-P. 409-414.

135. Handa H. Molecular genetic studies of mitochondrial genome in rapeseed (Brassica napus L.). Bull. Natl. Inst. Agrobiol. 1993. - № 8. - P. 47-105.

136. Handa H., Nakajima К. Gene for tRNALys is encoded in the rapeseed (Brassica napus L.). 1. Intraspecific variation of mitochondrial DNA. Biophys. Biochim. et. Acta.-1992.-V. 1130.-P. 117-119.

137. Hanson M., Pruitt K., Nivison H. Male sterility loci in plant mitohondrial genomes. Oxford Surveys of plant Mol. Biol. 1989. - №6. - P. 61-85.

138. Hayward M.D., Manthriratna M.A.P.P. Pollen development and variation in the genus Lolium. I. Pollen size and tapetal relationships in male-fertiles and male-steriles. Ztschr. Pflanzenzucht. 1972. - Bd. 67. - S. 131-144.

139. Hawlader M.S.H., Mian M.A.K., Ali M. Identification of male sterility lines for Ogura radish (Raphanus sativus L.). Euphytica. 1997. - V. 96. - P. 297300.

140. Heslop-Harrison J. and HeSlop-Harrison Y. Long-day and auxin induced male sterility in Silene pendula L. Port. Acta Biol. 1958. - V. 5. - P. 79-94.

141. Heyne E. G. and Livers R. W. Use of male sterility in the breeding of self pollinating crops. Proc. XII Int. Cong. Genet. 1968. - P. 230-231.

142. Horeau N., Arora R., Bhoiwani S.S A comparative study of in vitro shoot regeneration from cotyledon and root explants of four varieties of Brassica ol-eracea L. Curr. Sci. (India). 1988. - V. 57.-№24.-P. 1349-1351.

143. Horner H.T. A comparative light- and electronmicroscopic study of micro-sporogenesis inmale-fertile and cytoplasmic male-sterile sunflower (Helianthus annuus). Amer. J. Bot. 1977 - V. 64. - P. 745-759.

144. Hossain M.A., Mian M., Rasul M.G. Investigations into the causes of segregation of Ogura male in Bangladeshi cultivars of radish. Plant Breed. 2002. -V. 121.-№4.-P. 354-356.

145. Huang B.Q., Liu Y.Q., Wu W.H., Xue X.Q. Production and cytogenetics of in-tergeneric hybrids between Ogura CMS Brassica napus and Raphanus sativus. Cruciferae Newsletter. 2002. - № 24. - P. 25-27.

146. Hussein E.A. Morphogenesis and carbohydrate metabolism of Mentha piperita L. under salt stress in vitro. In: Biotechnology of vegetable, flower and not widely spread crop. 2004. - P. 250-255.

147. Jackson J.F. Borate control of energy-driven protein secretion from pollen and interaction of bofate with auxin or herbicide a possible role for boron in membrane events. See Ref. - 1991. - V. 99. - P. 221-229.

148. Jaffe L.A., Weisenseel M.H., and Jaffe L.F. Calcium accumulations within the growing tips of pollen tubes. J. Cell Biol. 1975. - V. 67. - P. 488-492.

149. Jain R.K., Sharma D.R., Chowdhury I.B. High frequency regeneration and heritable somaclonal variation in Brassica juncea. Euphytica. 1989. - V. 40 -№1-2.-P. 75-81.

150. Jain S., Nainawatee H.S., Jain R.K., Chowdhury J.B. Proline status of genetically stable salt tolerant Brassica Juncea L. somaclones and their parent cv. Prakash. Plant Cell. Rep. 1991. - V. 9. - P. 684-687.

151. Jang J.C., Leon P., Zhou L., Sheen J. Hexokinase as a sugar sensor in higher plants. The plant Cell. 1997. - V. 9. - P. 5-19.

152. Jarl C., Bornmann C. Correction of chlorophyll-defective, male-sterile winter oilseed rape (Brassica napus) through organelle exchange: phenotypic evalu-tion of progeny. Hereditas. 1988. - V. 108. - P. 97-102.

153. Jasik J., De Klerk G.J. Anatomical and ultrastructural examination of adventitious root formation in stem slices of apple. Biol. Plant. 1997. - V. 39. - P. 79-90.

154. Jeannin G., Bronner R., Hanne G. Somatic embryogenesis and organogenesisinduced on the immature zygotic embryo of sunflower (Helianthus annuus L.) cultivated in vitro: role of the sugar. Plant Cell. Reports. 1995. - V. 15. - P. 200-204.

155. Jelaska S., Magnus V. Seretin M., Lacan G. Induction of embryognenic callus in Cucurbita pepo hypocotyls explants by indole-3-ethanol and its sugar conjugates. Physiol. Plant. 1985. - V. 64. - P. 237-242.

156. Jones D., Stinson H., Khoo U. Transmissible variations in the cytoplasm within species of higher plant. Proc. Nat. Acad. Sci. US. 1957 - V. 43. - P. 598-602.

157. Joppa H.A., McNeal F.H., Wash J.R. Pollen and anther development in cytoplasmic male sterile wheat Triticum aestivum L. Crop Sci. -1966. V. 6. - P. 296-297.

158. Jourdan P.S., and Earle E.D. Genotypic variability in the frequency of plant regeneration from leaf protoplasts of four Brassica spp. and Raphanus sativus. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1989. - V. 114. -№ 2. - P. 343-349.

159. Julliard J., Sossountzov I., Habricot Y., Pelletier G. Hormonal requirement and tissue competency for shoot organogenesis in two cultivars of Brassica napus. Physiol. Plant. 1992. - V. 84. - P. 521-530.

160. Kameya Т., Kansaki H., Toki S., Abe T. Transfer of radish (Raphanus sativus L.) chloroplasts into cabbage (Brassica oleracea L.) by protoplast fusion. Jpn. J. Genet. 1989. - V. 64. - P. 27-34.

161. Kartha K.K., Michayluk M.R., Kao R.N. Callus formation and plant regeneration from mesophill protoplasts of rape plants (Brassica napus L. cv. Zephir.). Plant Sci. Lett. 1974. - V. 3. - P. 265-271.

162. Katiyar R.K., Chopra V.L. Somaclonally induced earliness in a Brassica juncea germplasm accession with field resistance to important diseases. Plant Breed. -1990.-V. 104.-P. 262-264.

163. Katsumi M., Chiba Y., Fukuyama M. The roles of the cotyledons and auxin in the adventitious root formation of hypocotyls cuttings of light-grown cucumber seedlings. Physiol. Plant. 1969. - V. 22. - P. 993-1000.

164. Kaul C.L. Investigations into causes of sterility. II. Tabernaemontana cornaria

165. Willd. Cytologic 1970. - V. 35. - P. 570-576.

166. Kaul C.L. and Singh S.P. Induction of male sterility in Allium сера L. Curr. Sci. 1967. - V. 36. - P. 676-677.

167. Kenneth D., Laser K.D., Lersten N.R. Anatomy and Cytology of microsporo-genesis in cytoplasmic male sterile angiosperms. The Botanical review. -1972. V. 38. - №3 - P. 425-454.

168. Kevers C., Coumans M., Coumans-Gillis M., Caspar T. Physiological and biochemical events leading to vitrification of plant cultured in vitro. Physiol. PI.1984.-V. 61.-P. 69-74.

169. Khehra G.S., Mathias R.J. The interaction of genotype, explants and media on the regeneration of shoots from complex explants of Brassica napus L. Journal of Experimental Botany. 1992. - V. 43. - P. 1413-1418.

170. Kidd H.J. The inheritance of restoration of fertility in cytoplasmic male-sterile sorghum a preliminary report. Sorghum News Lett. - 1961. - V. 4. - P. 4749.

171. Kim S.Y., Hong C.B., Lee I. Heat shock stress causes stage-specific male sterility in Arabidopsis thaliana. Journal of Plant Research. 2001. - V. 114. - № 1115. - P. 301-307.

172. Kim D.H., Kang J.G., Kim S.J., Kim B.D. Identification of coxll and atp6 regions as associated to CMS in Capsicum annuum by using PFLP and long accurate PCR. J. Korean Society for Hort. Sci. 2001. - V. 42. - № 2. - P. 121127.

173. Kinoshira T. and Nagao S. Inheritance of pollen sterility induced by the irradiation. Bull. Sugar Beet Res. Suppl. 1966. - V. 7. - P. 40-42.

174. Kirti P.B., Chopra V.L.A simple method of inducing somatic embryogenesis in Brassica juncea (L) Czern and Coss. Plant Breed. 1989. -V. 102. - № 1. - P. 73 - 78.

175. Klimaszewska K., Keller W.A. High frequency plant regeneration from thin cell layer explants of Brassica napus. Plant Cell, Tissue and Organ culture.1985.-V. 4.-P. 183-197.

176. Knox R.B., Friederich E. Tetrad pollen grain-development and sterility in Leschenaultia formasa (Goodeniaceae). New Phytol. 1974. - V. 73. - P. 251258.

177. Kozai T. Photoautotrophic micropropagaTION. In vitro Cellular and Developmental Biology Plant. 1991. - V. 27. - P. 47-51.

178. Kuginaki Y., Nacamura K., Hida K-I., Yosicawa H. Varietal differences in embryogenic and regenerative ability in microspore culture of Chinese cabbage (Br. Campestris spp. Pekinensis) // Breeding Science. 1997. - V. 47. - P. 341-346.

179. Kuranochi Т., Kawaguchi К., Tanaka M. Male sterility in sugar beet induced by cooling treatment and its application to cross-pollination for breeding. Breeding Scince. 2000. - V. 50. - № 4. - P. 283-289.

180. Kuo C.G., Tsay J.S. Propagating Chinese cabbage by axillary bud culture. Hort Sci. 1977. - V. 12. - P. 456-457.

181. Landsmann J., Uhrig H. Somaclonal variation in Solanum tuberosum detected at the molecular level. Theor Appl. Genet. 1985. - V. 71. - P. 500-505.

182. Larkin P.J., Scowcroft W.R. Somaclonal variation a novel source of variability from cell cultures for plant improvement. Theor. Appl. Genet. - 1981. - V. 60.-P. 197-214.

183. Laser K.D., Lersten N.R. Anatomy and cytology of microsporogenesis in cytoplasmic male sterile angiosperms. Bot. Rev. 1972 - V. 38. - P. 425-454.

184. Lazzeri P.A., Dunwell J.M. In vitro shoot regeneration from seedling root segments of Brassica napus cultivars. Ann. Bot. 1984. - V. 54. - № 3. - P. 341 -350.

185. Leaver C.J. Cytoplasmic male sterility in higher plants // Reproductive biologyant plant breeding. Berlin; Heidelberg: Springer-Verlag. 1992. - P. 87-99.

186. Lee Y.H, Cho H.S., and Kim H.I. Plant regeneration from leaf protoplasts of Raphanus sativus. RDA. J. Agri. Sci. 1996. - V. 38. - № 1. - P. 318-323.

187. Lee S.J., Warmke H.E. Organelle size and number in fertile and T-cytoplasmic male-sterile corn. Amer. J. Bot. 1979. - V. 66. - P. 141-148.

188. Li Т., Neumann K.H. Embryogenesis and endogenous hormone content of cell cultures of some carrot varieties (Daucus carota L.). Ber. Deut. Bot. Ges. -1985.-V. 98.-P. 227-235.

189. Logemann E., Wu S. C., Shroder J. Gene activation by UV light, fungal elicitor or fungal infection in Petroselium crispum is correlated with repressin of cell cycle related genes. Plant J. V. 8. - P. 865-876.

190. Lonsdale D.M. Cytoplasmic male sterility: a molecular perspective. Plant. Physiol. Biochem. 1987. - V. 25. - P. 265-271.

191. Makaroff C.A., Apel I.J., Palmer J.D. The role of coxl associated repeated sequences in plant mitochondrial DNA rearrangements and radish cytoplasmic male sterility. Cur. Genet. 1991. - № 19. - P. 183-190.

192. Mascarenhas J.P. The biochemistry of angiosperm pollen development. Bot. Rev. 1975.-V. 41.-P. 259-314.

193. Mascarenhas J.P. Gene activity during pollen development. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1990. - V. 41. - P. 317-338.

194. Masuda R., Kikuta Y., Okazawa Y. Arevision of the medium for somatic embryogenesis in carrot suspension culture. J. Fac. Agr. Hokkaido Univ. 1981. -V. 60.-P. 183-193.

195. Matsubara S., Murakami K., Tawara H., Hamamoto Y., Harasawa N. Promoters of in vitro pollen germination of Radish and Brassica campestris. J. Japan.

196. Soc. Hort. Sci. 1999. - V. 68. - № 2. - P.421-427.

197. McNnaughton I.H., Ross C.L. Interspecific and intergeneric hybridization in the Brassicaceae with special emphasis on the improvement of forage crops. Scot. Plant Br. Sta. 57th Ann. Rep. Invergowrie. 1978. - P. 75-100.

198. Mets T.D., Dixit R., Earle E.D. Agrobacterium tumefaciens -mediated transformation of broccoli (Br. oleracea var. italica) and cabbage (Br. oleracea var. capitata). Plant Cell Rep. 1995. - V. 15. - P. 287-292.

199. Michalczuk L., Cooke T.J. Cohen J.D. Auxin levels at different stages of carrot somatic embryogenesis. Phytochemistry. 1992. - V. 31. - P. 1097-1103.

200. Мок M.C., Мок D.W.S., Armstrong D.J., Shudo K., Isogai Y. Okamoto T. Cy-tokinin activity of N-phenyl-N'-l, 2, 3-thiadiazol-5-ylurea (Thidiazuron). Phytochemistry. 1982. - V. 21. - P. 1509-1511.

201. Morrish F.M., Hanna W.W. Vasil I.K. The expression and perpetuation of inherent somatic variation in regenerants from embryogenic cultures of Pennise-tum glaucum (L.) R. Br. (rearl millet). Theor. Appl. Genet. 1990. - V. 80. -P. 409-416.

202. Moss G.I. and Heslop-Harrison J. Photoperiod and pollen sterility in maize. Ann. Bot. 1968. - V. 32. - P. 833-846.

203. Mukherjee S.K., Rathinasabapathi В., Gupta N. Low sugar and osmotic requirements for shoot regeneration from leaf pieces of Solanum melongena L. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1991. - V. 25. - P. 13-16.

204. Muller E., Brown P.T.H., Hartke S., lorz H. DNA variation in tissue-culture-derived rice plants. Theor. Appl. Genet. 1990. - V. 80. - P. 637-679.

205. Murakami Т., Ono Y., Takahata Y. Phytogormonal and genotypic factors affecting shoot regeneration from cotyledonary explants of radish (Raphanus sativus). Plant Tissue Cult Lett. 1995. -V. 12. - P. 321-323.

206. Murata M., Orton T.J. Callus initiation and regeneration capacities in Brassica species. Plant. Cell. Tissue Organ Cult. 1987. - V. 11. - P. 111-123.

207. Myers J.M., Simon P.W. Continuous callus production and regeneration of garlic (Allium sativum L.) using root segments shoot tip-derived plantlets.

208. Plant Cell. Rep. 1998. - V.l 7. - P. 726-730.

209. Nacamura N. Studies on male steriliry in the onion. I. Cytological studies of anthers of male sterile plants. Sci. Rep. Hyogo Univ. Agr. Sci., Agr. 1954. -V. l.-P. 118-122.

210. Narasimhulu S.B., Chopra V.L. Specific shoot regeneration response of coty-ledonary explants of Brassicas. Plant. Cell. Rep. 1988. - V. 7. - P. 104-106.

211. Narasimhulu S.B., Kirti P.B., Chopra V.L. Somatic embryogenesis in Brassica nigra (Koch). Journal of Experimental Botany. 1992. -V. 43. - P. 1203-1207.

212. Narkhede M.N., Phadnis B.A., Thombre M.V. Cytological studies in some male sterile Jowwars (Sorghum vulgare Pers.) and their maintainers and restorers. Cytologia. 1968. - V. 33. - P. 168-173.

213. Nasir F., Ahmed J., Khan M. I. Expression of heterosis for biochemical traits in Raphanus sativus L. Zeitschrift fur Ackerund Pflanzenbau. 1985. - V. 155. -№ 3. - P. 159-171.

214. Newton K. Plant mitochondrial genomes organization, expression and variation. Ann. Rev. Plant. Mol. Biol. 1988. - № 39. - P. 503-532.

215. Nieuwhof M. Cytoplasmic-genic male sterility in radish (Raphanus sativus L.). Identification of maintainer, inheritance of male sterility and effect of environmental factors. Euphytica. 1990. - V. 47. - P. 171-177.

216. Nieuwkerk J.P., Zimmerman R.H., Fordham I. Yhidiazuron stimulation of apple shoot proliferation in vitro. HortScience. 1986. - V. 21. - P. 516-518.

217. Nishi S. and Hiraoka T. Histological studies on the degenerative process of male sterility in some vegetable crops. Bull. Natl. Inst. Agric. Sci. Japan. -1958-Ser. E, № 6. P.

218. Nishi S., Kawata J., Toda M. In the Breeding of interspecific hybrids between two genomes "c" and "a" of Brassica through the application of embrio culture techniques. Jpn. J. Breed. 1959. - V. 8. - P. 215-222.

219. Palmer J.D., Shields C.R., Cohen D.B., Orton T.J. Chloroplast DNA evolution and the origin of amphidiploid Brassica species. Theor. Appl. Genet. 1983. -V. 65.-P. 181-189.

220. Pandey S.C., Panditta M.L. and Dixit J. Heterosis and combining ability in radish (R. sativus L.). Haryana J. Hort. Sci. 1978. - V. 7. - P. 197-202.

221. Peeters A.J.M., Gerads W., Barendse G.W.M., Wullems G.J. In vitro flower bud formation in tobacco: interaction of hormones. Plant Physiol. 1991. - V. 95.-P. 174-178.

222. Pelletier G. Organelle manipulation by cybridization: methods, results and applications. In: Quiros, C. F. and McGuire, E. (eds.) Proc. 5th Crucifer genet. Workshop, Univ. of California, Davis, USA. № 1989. - V. 4. - № 7-9. - P. 15-16.

223. Pelletier G. Cybrids in oilseed Brassica crops throuth protoplast fusion. In: Ba-jaj, Y. P. S. (ed.). Biotechnology in Agriculture and Forestry 10. Legumes and Oilseed Crops I. Springer Verlag, Berlin. 1990. - P. 418-433.

224. Pelletier G., Primard C., Vedel F., Cherit P., Remy R., Rousselle P., Renard M. Intergeneric cytoplasmic hybridization in Cruciferae by protoplast fusion. Mol. Gen. Genet. 1983. - V. 191. - P. 244-250.

225. Perennes C., Clab N., Gugliem B. Ars A3 a possible mediator in the signal transduction patway during against cell cycle arrest by salicylic acid and UV irradiation? J. Cell. Sci. 1999. - V. - 112. - P. 1181-1190.

226. Peschke V.M. and Phillips R.L. Genetic implications of somaclonal variationin plants. Adv. Genet. 1993. - V. 30. - P. 41-68.

227. Peterson C.E. Plant introduction in the improvement of vegetable cultivars. Hort. Sci. 1975. - V. 10. - № 6. - P. 575-579.

228. Peterson P.A. Cytoplasmically inherited male sterility in Capsicum. Amer. Natur. 1958. - V. 90. - P. 111-119.

229. Pike L.M. and Yoo K.S. A tissue culture technique for the clonal propagation of onion immature flower buds. Sci. Hort. 1990. - V. 45. - P. 31-36.

230. Plader W., Malepszy S., Burza W., Rusinowski Z. The relationship between the regeneration system and genetic variability in the cucumber (Cucumis sativus L.). Euphytica. 1998. - V. 103. - P. 9-15.

231. Polowick P.L., Sawhney V.K. In vitro floral development of oilseed rape (Brassica napus L.): The effects of pH and plant growth regulators. Journal of experimental Botany. 1991. - V. 42. - P. 1583-1588.

232. Preece J.E. Can nutrient salts partially substitute for plant growth regulators? Plant Tissue Cult. Biotechnol. 1995. - V. 1. - P. 26-37.

233. Pua E.C., Chi G.L. De novo shoot morphogenesis and plant growth of mustard (Brassica juncea) in vitro in relation to ethylene. Physiol. Plant. 1993. - V. 88. - P. 467-474.

234. Pua E.C., Sim G.E., Chi G.L., Kong L.F. Synergistic effect of inhibitors and putrescine on shoot regeneration from hypocotyls explants of Chinese radish (Raphanus sativus L. var. longipinnatus Bailey) in vitro. 1996. - V. 15. - P. 685-690.

235. Reinert J., Bajaj Y.P.S., Zbell B. Aspects of organization-organogenesis, em-bryogenesis, cytodifferentiation. In: Street H. E. (ed.). Plant Tissue and Cell Culture. 2nd ed. Univ of California Press, Berkeley, Los Angeles. 1977. - P. 389-427. .

236. Renard M, Delourme R., Mesquida J. et al. Male sterilities and Fi h//hybrids in Brassica. Reproductive biology ant plant breeding. Berlin, Heidelberg. Springer-Verlag. 1992. - P. 107-119.

237. Rhoades M.M. The cytoplasmic inheritance of male sterility in Zea mays. -Science. 1931. - V. 73. -P. 340-341.

238. Rietveld R.C., Bressan R.A., Hsaegawa P.M. Somaclonal variation in tuber disc-derived population of potato. II. Differential effect of genotype. Theor. Appl. Genet. 1993. - V. 87. - P. 305-313.

239. Rohrbach U. Beitrage zum Problem der Pollen Sterilitat bei Beta vulgaris L. I. Untersuchungen uber die ontogenese des Phanotyps. Ztschr. Pflanzenzucht. -1965. Bd. 53. - №2. - S. 105-124.

240. Rorabaugh P.A., Salisbury F.B. Graviotropism in higher plant shoots. VI. Changing sensitivity to auxin in gravistimulated soybean hypocotyls. Plant Physiology. 1989. - V. 91. - P. 1329-1338.

241. Sakai S., Imaseki H. Auxin-induced ethylene production by mung bean hypocotyls segments. Plant cell physiology. 1971. - V. 12. - P. 349-359.

242. Sakai Т., Imamura J. Intergeneric transfer of cytoplasmic male sterility between Raphanus sativus (cms line) and Brassica napus through cytoplast-protoplast fusion. Theor. Appl. Genet. 1990. - V. 80. - P. 421-427.

243. Sandberg E. and Glimelios K. A method for production of interspecific hybrids within Brassicaceae via somatic hybridization, using resynthesis of Brassica napus as a model. Plant Sci. 1986. - V. 43. - P. 155-162.

244. Sanjeet K., Rai SK., Banerjee M.K., Kaloo G., Kumar S. Cytological mechanisms of male sterility in a nuclear-cytoplasmic line of chilli pepper (Capsicum annum L.). Capsicum and Eggplant Newsletter. 2001. - № 20. - P. 64- 67.

245. Sato S., Katoh N., Iwai S., Hagimori M. Establishment of reliable methods of in vitro pollen germination and pollen preservation of Brassica rapa (syn. B. campestris). Euphytica. 1998. - V. 103. - P. 29-33.

246. Skoog F., Miller C.O. Chemical regulation of growth and organ formation in plant tissues cultures in vitro. Symp. Soc. Exp. Biol. 1957. - V. 11. - P. 118130.

247. Sing S. Inducted organ differentiation in hypocotyls segments callus and cell suspension cultures of rape Br. napus campestris . Indian J. Exp. Biol. —1981. — V. 19.-P. 658-660.

248. Singh S. In vitro plantlet from internodel and inflorescence axis of Brassica ol-eracaa var. botrytis. Curr. Sci. (India). 1988. -V. 57. - № 13. - P. 730-732.

249. Singh S.,Chandra N. Morphogenesis and plantlet formation in callus and suspension cultures of cauliflower (Brassica oleracea var. Botrytis). Beitr. Biol. Pflanz. 1985. - V. 60. - № 2. - P. 191—198.

250. Sjodin C. Brassicaceae, aplant family well suited for modern biotechnology.

251. Svedland В. and Vasil I.K. Cytogenetic characteristics of embryogenic callus and regenerated plants of Pennisetum americanum (L) K. Schum. Theor Appl Genet. 1985. 69 - P. 575-581.

252. Takahashi M. Exine initiation and substructure in pollen of Caesalpinia japon-ica (Leguminosae: Caesalpinoideae). Am. J. Bot. 1993. - V. 80. - P. 192197.

253. Takeshita M., Kato M., Tokumasu S. Aplicasition of ovule culture to the production of intergeneric hybridis in Brassica and Raphanus. Jpn. J. Genet. 1980. -V. 35-P. 373-387.

254. Taylor L.P.,'and Hepler P.K. Pollen germination and tube growth. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1997. - V. 48. - P. 461-491.

255. Theologis A. One rotten apple spoils the whole bushel: the role of ethylene in fruit ripening. Cell. 1992. - V. 70. - P. 181-184.

256. Tokumasu S. Histological studies on pollen degeneration in male-sterile radishes. Jap. J. Breed. 1957. - V. 6. - P.249-254.

257. Torres A.C., Cantliffe D.J., Laughner В., Bieniek M., Nagata R., Ashraf M., Ferl R.J. Stable transformation of lettuce cultivar South Bay from cotyledon explants. Plant Cell, Tissue and Organ Culture. 1993. - V. 3. - P. 279-285.

258. Trewavas A.J. Is plant development regulated by changes in concentracion of growth substances? Trends in Biochemical Science. 1983. - V. 7. - P. 354357.

259. Vasil I.K. Physiology and cytology of anther development. Biol. Rev. Cambridge Phil. Soc. 1967. - V. 42. - P. 327-373.

260. Vyvadilova M., CSc., Zelenkova S. The use of in vitro cultures in Brassica napus L. Sci. Agr. Bohemoslovaca. 1987. - V. 19. - № 4. - P. 261-266.

261. Walters T.W., Earle E.D., Dickson M.H. Male-sterile, cold-tolerant cauliflower. In: McFerson J.R., Kresovich S. and Dwyer S.G. (eds.). Proc. 6th Cruci-fer Genet. Work shop, Cornell Univ. Ithaca, N. Y. 1990. - V. 10. - № 6-9. -P. 41.

262. Wang H., Tang X.H., Zhao J.X. Study of the application of the ecotype GMS line H90S of rapeseed (Brassica napus L.). Journal of Mountain Agr. and Biology. 2001. - V. 20. -№ 5. - P. 321-324.

263. Wang X.D., Li Y.Y. Development of transgenic restore of cytoplasmic male sterility in upland cotton. Agr. Sci. in China. 2002. - V. 1. - № 4. - P. 375380.

264. Warmke H.E., Overman M.A. Cytoplasmic male sterility in Sorghum. I. Cal-lose behavior in fertile and sterile anthers. J. Hered. 1972. - V. 63. - P. 102108.

265. Wernicke W., Milkovits L. The regeneration potential of wheat shoot meris-tems in the presence and absence of 2.4-Dichlorophenoxyacetic acid. Proto-plasma. 1986. - V. 131.-P. 131-141.

266. Wu Т., Gao X.M., Zhang J.Z. Anatomical study of fertility and anther development in photo-thermo-sensitive genes male sterile rice. Journal of South. Agr. Univ. 2002. - V. 24. - № 2. - P. 138-140.

267. Xinrun Z., Conner A.J. Genotypic effects on tissue culture response of lettuce cotyledons. J. Genet. And Breed. 1992. - V. 46. - P. 287-290.

268. Yamagishi H. and Terachi T. Male sterility induced by the cross combination between wild and cultivated radishes (Raphanus sativus L.). Kyoto Intl Conf. Hall, Kyoto, Japan. 1994. - P. 301.

269. Yang M.Z., Jia S.R., Pua E.C. High frequency of plant regeneration from hy-pocotyls explants of Brassica carinata A. Br. Plant Cell, Tissue and Organ Cultore. 1991. - V. 24. - P. 79-82.

270. Yarrow S.A., Wu S.C., Barsby T.L., Kemble R.J., Shepard J.F. The introduction of cms mitochondria to triazine tolerant Brassica napus L. var. Regent by micromanipulation of individual heterokaryons. Plant. Cell. Rep. 1986. - V. 5.-P. 415-418.

271. Yeomann, MacLod. Tissue (callus) cultures-techniques. In: Street HE (ed) Plant Tissue and Cell Culture. 2nd ed, Univ of California Press, Berkeley, Los Angeles. 1977. -P. 31-59.

272. Zenkteler M. Microsporogenesis and tapetel development in normal and male sterile carrots (Daucus carota). Amer. J. Bot. 1962 - V. 49. - P.341-348.

273. Zhang F.L., Takahata Y.J., Xu B. Medium and genotype factors influencing shoot regeneration from cotyledonary explants of Chinese cabbage (Brassica campestris L. ssp.pekinensis). Plant Cell Rep. 1998. - V. 17. - P. 780-786.

274. Zhang X.K., Li J.N., Tang Z.L., Chen Y.P., Ни X.M. Metabolism of saccharide and protein in flower buds of genie + cytoplasmic male sterile line of rape (Brassica napus L.). J. South. Agr. Univ. 2000. - V. 22. - № 2. - P. 105-107.

275. Zhou J., Wu H., Collet G.F. Histological study of initiation and development in vitro adventitious roots in minicuttings of the apple rootstocks of M26 and EMLA9. Physiol. Plant. 1992. - V. 84. - P. 433-440.