Особенности первичной структуры транскрибируемой ДНК как фактор регуляции транскрипции тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Часов, Виталий Васильевич

• Часов, Виталий Васильевич
• кандидат биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Часов, Виталий Васильевич

СОДЕРЖАНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Общая физико - химическая и энзиматическая характеристика РНК- 6 полимеразы Е.соП

2. Характеристика процесса транскрипции

2.1. Образование специфических комплексов РНК-полимеразы с промотором

2.1.1. Структурная организация промоторов

2.1.2. Характеристика процесса комплексообразования РНК-полимеразы с 16 промотором

2.1.3. Регуляция процесса комплексообразования РНК-полимеразы с промотором с 18 помощью внешних факторов

2.2. Инициация транскрипции

2.3. Элонгация транскрипции 23 2.3 .1. Характер движения РНК-полимеразы во время элонгации и факторы, определяющие стабильность элонгирующего комплекса

2.3.2. Регуляция процесса элонгации цепи РНК с помощью внешних факторов

2.4. Терминация транскрипции

2.4.1. Общая характеристика процесса терминации транскрипции

2.4.2. Роль динамики синтеза РНК в регуляции экспрессии генов

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности первичной структуры транскрибируемой ДНК как фактор регуляции транскрипции»

Клетки одноклеточных организмов постоянно находятся в контакте с окружающей средой и непосредственно подвержены действию ее изменяющихся физико - химических факторов. Следовательно, они должны обладать мощными системами контроля, обеспечивающими их быстрый рост в благоприятных условиях и эффективное выживание в неблагоприятных. Для оптимального жизнеобеспечения клетки система синтеза ключевых макромолекул должна поддерживаться в стабильном и строго сбалансированном состоянии, поэтому необходимо наличие множественных регуляторных систем, чувствительных к изменяющимся факторам и оперативно обеспечивающих экспрессию востребованного набора генов. Для этого бактериальные клетки используют разнообразные регуляторные системы, значительная часть которых функционирует во время транскрипции.

Эффективность транскрипции индивидуальных генов контролируется на всех стадиях транскрипционного цикла. В течение многих лет основное внимание исследователей было направлено на изучение механизмов регуляции транскрипции, действующих при взаимодействии РНК-полимеразы со специальными сигнальными участками ДНК: промоторами и терминаторами, расположенными, соответственно, в начале и в конце каждого гена или оперона. Эти участки ДНК имеют общие для разных генов особенности в их структурной организации и могут быть идентифицированы с помощью специальных алгоритмов. Копируемые во время транскрипции нуклеотидные последовательности генов строго индивидуальны. Тем не менее, они также содержат некоторые структурные особенности, которые прямо или опосредованно влияют на локальную скорость транскрипции и, проявляя зависимость от физико-химических факторов среды, могут приводить к существенному замедлению или даже остановке синтеза РНК. Изучение структуры транскрибируемой области генов может предоставить ценную информацию как о механизмах регуляции транскрипции, действующих на стадии элонгации, так и об эволюции регуляторных сигналов, закодированных в нуклеотидной последовательности ДНК-матрицы и синтезируемого РНК-продукта.

В рамках данного исследования, предпринятого с использованием современных экспериментальных и статистических методов, удалось выявить неизвестную ранее общую особенность в первичной структуре прилегающей к промотору транскрибируемой части генов, которая может быть потенциально значимой для динамики перехода транскрипционного комплекса к продуктивному синтезу РНК и использоваться транскрипционным аппаратом в качестве дополнительного элемента, обеспечивающего координированную регуляцию экспрессии генов. Полученные данные указывают на необходимость учета свойств прилегающей к промотору транскрибируемой части генов при формулировке общих принципов организации промоторных участков ДНК и могут быть использованы для построения усовершенствованных алгоритмов поиска промоторов и создания эффективных искусственных конструкций для генно-инженерных работ.

Актуальность предпринятого исследования обусловлена фундаментальной значимостью принципов белково - нуклеинового взаимодействия и ключевой ролью процесса транскрипции в регуляции клеточного метаболизма.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Уровень экспрессии индивидуальных генов контролируется на всех стадиях транскрипционного цикла с использованием самых разнообразных механизмов. Наиболее мощные механизмы действуют на стадии комплексообразования фермента транскрипции РНК-полимеразы с промоторными участками разных генов. Эти механизмы определяют частоту актов инициации транскрипции. Наряду с этим, в настоящее время выявлены многочисленные факты, свидетельствующие о том, что продуктивный синтез РНК не является монотонной реакцией. Механизмы регуляции транскрипции, действующие на стадии элонгации, на сегодняшний день являются предметом пристального внимания исследователей. На основе имеющегося материала предложен ряд структурно -функциональных моделей организации элонгирующего комплекса, с помощью которых анализируются причины, способные привести к временным или необратимым остановкам синтеза РНК. Эти модели будут подробно рассмотрены в предлагаемом обзоре. Данные, характеризующие РНК-полимеразу, а также наиболее изученный процесс её комплексообразования с промоторными участками ДНК, будут приведены в объеме, необходимом для понимания основного материала.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Часов, Виталий Васильевич

выводы

1. Доказано функциональное значение конформационного перехода комплекса РНК-полимеразы Е. coli с промотором T7D, происходящего при температуре ~30°С. Показано, что при физиологической температуре (35-37°С) одновременно существуют два типа инициирующих транскрипционных комплексов, различающихся между собой по эффективности перехода к продуктивному синтезу РНК, следовательно, регуляция транскрипции отдельных генов может осуществляться с помощью этого физико -химического фактора.

2. Показано, что в процессе продуктивного синтеза РНК, инициированного с промотора T7D, происходит множество остановок транскрипции. Картированы места остановок. Показано, что в прилегающей к промотору транскрибируемой области они соответствуют положению периодически повторяющегося элемента CTTTAGG.

3. Показано, что на свойства элонгирующего комплекса влияет структура протяженного участка транскрибируемой ДНК, в частности делеция и вставка элементов, способных участвовать в формировании вторичных структур.

4. Выявлена неизвестная ранее особенность в структурной организации прилегающей к промотору транскрибируемой части генов, которая заключается в периодичном распределении А/Т-треков, и показано возможное влияние этих элементов на динамику синтеза РНК.

ОБЩЕЕ ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Ключевая роль транскрипции в экспрессии генетической информации и в адаптации клеточного метаболизма к изменяющимся условиям среды определяет актуальность всестороннего исследования этого процесса. Из всех стадий транскрипционного цикла наименее изученной является стадия элонгации. Так, факторы, определяющие устойчивость комплекса к диссоциации при высочайшей скорости и точности копирования матрицы, до сих пор остаются предметом дискуссии, а механизмы регуляции транскрипции, действующие на стадии элонгации, в последние годы привлекают все большее внимание исследователей. Во время элонгации транскрипции РНК-полимераза способна узнавать и отвечать на внутренние регуляторные сигналы, закодированные в нуклеотидной последовательности ДНК-матрицы и синтезируемого РНК-продукта. Итогом ответа на сигнал может быть временная или необратимая остановка синтеза РНК. При этом уровень имеющихся в настоящее время знаний о структуре элонгирующего транскрипционного комплекса не позволяет в полной мере объяснить молекулярные механизмы, приводящие к этим остановкам. Существующие молекулярно-биологические методы исследования элонгирующих комплексов связаны с необходимостью фиксации транскрипционного комплекса в заданном положении, что, в большинстве случаев, является технически сложной задачей. Это требует развития новых и более широкого применения доступных биофизических и статистических методов исследования. В частности, в отличие от промоторной части генов, нуклеотидные последовательности транскрибируемой области генов не были исследованы статистически.

В данной работе были рассмотрены две возможности регуляции процесса транскрипции, приводящие к снижению выхода полноразмерного РНК-продукта. Так, в ходе работы было установлено, что температурные условия являются фактором, определяющим соотношение двух типов инициирующих транскрипционных комплексов РНК-полимеразы Е.соН с промотором Т7Б. Эти комплексы различаются между собой по функциональным и структурным характеристикам. Один из них сохраняет способность в течение длительного времени осуществлять абортивный синтез коротких олигонуклеотидов, в то время как второй легко превращается в элонгирующий комплекс и переходит к продуктивному синтезу РНК. Цепь этих событий лежит в основе подавления продуктивной реакции, так как часть молекул фермента отвлекается от синтеза полноразмерного продукта.

Полученные на первом этапе данные послужили поводом для более детального исследования свойств элонгирующих комплексов. Это позволило зарегистрировать многочисленные остановки транскрипции, не характерные для большинства промоторов. Было установлено, что причиной этих остановок являются особенности структурной организации транскрибируемой ДНК. Остановки синтеза РНК также снижают эффективность выхода полноразмерного РНК-продукта.

С помощью статистического анализа проводился поиск общих закономерностей в структуре прилегающих к промотору нуклеотидных последовательностей ДНК, потенциально значимых для динамики перехода транскрипционного комплекса к продуктивному синтезу РНК. Это позволило выявить неизвестную ранее особенность в структуре прилегающей к промотору транскрибируемой части генов, которая заключается в преимущественном присутствии А/Т-треков в нескольких характерных положениях.

Была предпринята попытка выяснить функциональное значение этих элементов, благодаря чему показано их влияние на свойства элонгирующих комплексов. Полученные данные определяют область предполагаемых дальнейших исследований и указывают на необходимость учета свойств прилегающей к промотору транскрибируемой области генов при формулировке общих принципов организации промоторных участков ДНК.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Часов, Виталий Васильевич, 2000 год

1. Албертс Б., Брей Д., Льюис Дж., Рэфф М., Роберте К., Уотсон Дж. (1994). Молекулярная биология клетки, Москва, Мир, т.2, с. 184-186.

2. Бродолин К.Л., Студитский В.М., Мирзабеков А.Д. (1993). Исследования структуры РНК-лолимеразы E.Coli и ее комплекса с lacUV5 промотором с помощью белок белковых и ДНК-белковых сшивок, образуемых формальдегидом, Молекулярная биология, 27, 1085-1092.

3. Горгошидзе М.З., Минят Э.Е., Горин A.A., Демчук Е.Я., Фарутин В.А., Иванов В.И. (1992). SLS новый тип укладки полинуклеотидной цепи, Молекулярная биология, 26, 1263-1273.

4. Камзолова С.Г., Озолинь О.Н. (1980). Роль уЗ-субъединицы РНК-полимеразы в регуляции активности гена, Молекулярная биология, 14, 759-765.

5. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. (1984). Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование.-М. :Мир.

6. Масулис И.С., Часов В.В., Костяницына Е.Г., Озолинь О.Н. (1998). Некоторые аспекты белково нуклеинового узнавания в процессе инициации транскрипции, Молекулярная биология, 32, 598-602.

7. Никифоров В.Г. (1987). РНК-полимераза бактерий: сравнительные исследования, Успехи микробиологии, 21, 105-151.

8. Озолинь О.Н., Утешев Т. А., Камзолова С.Г. (1988). РНК-полимераза рифампицин устойчивого мутанта E.coli имеет измененную селективность к промоторам ДНК фага Т7, Молекулярная биология, 22, 384-392.

9. Aso Т., Lane W.S., Conaway J.W. Conaway R.C. (1995). Elongin (SIII): a multisubunit regulator of elongation by RNA polymerase II, Science, 269, 1439-1443.

10. Auble D.T., Allen T.L., Haseth PL. (1986). Promoter recognition by E.coli RNA polymerase. Effect of substitutions in the spacer DNA separating the -10 and -35 regions, J. Biol. Chem., 261, 11202-11206.

11. Bardeleben C., Kassavetis G.A., Geiduschek E.P. (1994). Encounters of Saccharomyces cerevisiae RNA polymerase III with its transcription factors during RNA chain elongation, J. Mol. Biol., 235, 1193-1205.

12. Basby S., Ebright R. (1994). Promoter structure, promoter recognition, and transcription activation in procaryotes, Cell, 79, 743-746.

13. Belyaeva T., Griffiths L., Minchin S.,Cole J., Busby S. (1993). The E.coli CysG promoter belongs to the "extended -10" class of bacterial promoters, Biochem. J., 296, 851-857.

14. Berg D., Barrett K., Chamberlin M. (1971). Purification of two forms of E.coli RNA polymerase and of sigma component. In: Meth. Enzymol. Moldave K., Grossman L. Eds., 21, 506-519, Academic Press, New York.

15. Bertrand-Burgraff E., Lefevre J.F., Danne M. (1984). A new experimental approach for studying the association between RNA polymerase and the tet promoter of pBR322, Nucleic Acids Research, 12, 1697-1707.

16. Bertrand-Burgraff E., Dunand J., Fuchs R.P.P., Lefevre J.F. (1990). Kinetic studies of the modulation of ada promoter activity by upstream elements, the EMBO J., 9, 2265-2271.

17. Bossi L. and Smith D.M. (1984). Conformational change in the DNA associated with an unusual promoter mutation in the tRNA operon of Salmonella, Cell, 39, 643-652.

18. Brunner M. and Bujard H. (1987). Promoter recognition and promoter strength in the E. coli system, the EMBO J., 6, 3139-3145.

19. Buc H. and McClure W.R (1985). Kinetic of open complex formation between E.coli RNA polymerase and the lacUV5 promoter, Biochemistry, 24, 2712-2723.

20. Burgess R.R. and Jendrisak J.J. (1975). A procedure for the rapid, large-scale purification of E.coli RNA polymerase involving polymin P precipitation and DNA-cellulose chromatography, Biochemistry, 14, 4634-4638.

21. Burns C.M., Richardson L.V., Richardson J.P (1998). Combinatorial effects of NusA and NusG on transcription elongation and r/zo-dependent termination in E.coli, J. Mol. Biol., 278, 307-316.

22. Burova E., Hung S.C., Sagitov V., Stitt B.L., Gottesman M.E. (1995). E.coli NusG protein stimulates transcription elongation rates in vivo and in vitro, J. Bacteriology, 177, 13881392.

23. Burova E. and Gottesman M.E. (1995). NusG overexpression inhibits Wzo-dependent termination in E.coli, Mol. Microbiol., 17, 633-641.

24. Busby S. and Ebright R. (1994). Promoter structure, promoter recognition and transcription activation in procaryotes, Cell, 79, 743-746.

25. Carpousis A. J. and Gralla J. D. (1980). Cycling of ribonucleic acid polymerase to produce oligonucleotides during initiation in vitro at the lacUVS promoter, Biochemistry, 19, 3245-3253.

26. Chamberlin M.J. and Nierman W.C. (1979). A quantitative assay for bacterial RNA polymerase, J. Biol. Chem., 254, 10061-10069.

27. Chamberlin M.J. (1995). New models for the mechanism of transcription elongation and its regulation, Harvey Lect. ,88, 1-21.

28. Chan B., Busby S. (1989). Recognition of nucleotide sequences at the Escherichia coli galactose operon PI promoter by RNA polymerase, Gene, 84, 227-236.

29. Chan B., Spassky A., Busby S. (1990). The organization of open complex between E.coli RNA polymerase and DNA fragments carrying promoter galPl either with or without consensus -35 region sequences, Biochemical J., 270, 141-148.

30. Chan C.L. and Landick R. (1989). The Salmonella typhimuriiim his operon leader region contains an RNA hairpin-dependent transcription pause site, J. Biol. Chem., 264, 20796-20804.

31. Chan C.L. and Landick R. (1997). Effects of neutral salts on RNA chain elongation and pausing by E.coli RNA polymerase, J. Mol. Biol., 268, 37-53.

32. Cowing D.W., Mecsas J., Record M.T. Jr., Gross C.A. (1989). Intermediates in the formation of the open complex by RNA polymerase holoenzyme containing the sigma factor sigma 32 at the groE promoter, J. Mol. Biol., 210, 521-531.

33. Darst S.A., KubalekE.W., Kornberg R.D. (1989). Three-dimensional structure of E.Coli RNA polymerase holoenzyme determined by electronic crystallography, Nature, 340, 730-732.

34. Darst S.A., Edwards A.M., Kubalek E.W., Kornberg R.D. (1991). Three-dimensional structure of yeast RNA polymerase II at 16A resolution, Cell, 66, 121-128.

35. Darst S.A., Polyakov A., Richter C., Zhang G. (1998). Insights into Escherichia coli RNA polymerase structure from a combination of X-ray and electron crystallography, J. struct, biol, 124,115-122.

36. Das A. (1993). Control of transcription termination by RNA-binding proteins, Annu. Rev. Biochem62, 893-930.

37. Debenham P.G., Pongs O., Travers A.A. (1980). Formylmethionyl tRNA alters RNA polymerase specificity, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 77, 870-874.

38. Dudda R., Hart P. (1973). Pattern recognition and scene analysis, New York.

39. Duval Valentin G. and Ehrlich R. (1986) Interaction between E.coli RNA polymerase and the TetR promoter frompsClOl, Nucl. Acids Res., 14, 1967-1983.

40. Ebright R. and Busby S. (1995). The E.coli RNA polymerase a subunit: structure and function, Current Opinion in Genetics and Development, 5, 197-203.

41. Ellinger T., Behnke D., Bujard H. Gralla ID. (1994). Stalling of coli RNA polymerase in the +6 to +12 region in vivo is associated with tight binding to consensus promoter elements, J. Mol Biol., 239, 455-465.

42. Farnham P.J. and Platt T. (1980). A model for transcription termination suggested by studies on the trp attenuator in vitro using base analogs, Cell, 20, 739-748.81

43. Fujita N. and Ishihama A (1996). Reconstitution of RNA polymerase, Methods Enzymol., 173,121-130.

44. Gaal T., Ross W., Blatter E E., Tang H., Jia X., Krishnan V.V., Assa Munt N., Ebright R.H., Gourse R.L. (1996). DNA-binding determinants of the alpha subunit of RNA polymerase: novel DNA-binding domain architecture, Genes Dev., 10, 16-26.

45. Gamper H.B. and Hearst J.E. (1982). A topological model for transcription based on unwinding angle analysis of E.Coli RNA polymerase binary, initiation and ternary complexes, Cell, 29, 81-90.

46. Glass R.E., Jones S T., Nene V., Nomura T., Fujita N, Ishihama A. (1986). Genetic studies on the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase. Localisation of a region involved in promoter selectivity, Mol. Gen. Genet., 203, 487-491.

47. Gourse R.L., d Boer H.A., Nomura M. (1986). DNA determinants of rRNA synthesis in E.coli: growth rate dependent regulation, feedback inhibition, upstream activation, antitermination, Cell, 44, 197-205.

48. Gragerov A.I. (1986). Cold sensitive mutations in /? and /T-subunit genes affecting the interaction of RNA polymerase with promoters, Mol. Gen. Genet., 203, 399-403.

49. Gralla J.D., Carpousis A.J., Stefano J.E. (1980). Productive and abortive initiation of transcription in vitro at the lacUV5 promoter, Biochemistry, 19, 5864-5869.

50. Gross G., Fields D.A., Bautz E.K.F. (1976). Characterization of a tsfi mutant RNA polymerase of E.coli, Mol. Gen. Genet., 147,337-341.

51. Gu W., Wind M., Reines D. (1996). Increased accomodation of nascent RNA in a product site on RNA polymerase II during arrest, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 6935-6940.

52. Guajardo R. and Sousa R (1997). A model for the mechanism of Polymerase translocation, J. Mol. Biol, 265, 8-19.

53. Hanna M.M. and Meares C.F. (1983). Topography of transcription path: the leading end of nascent RNA through the E.Coli transcription complex, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 80, 42384242.

54. Harley B. and Reinolds R.P. (1987). Analysis of E.coli promoter sequences, Nucl. Acids Res., 15, 2343-2361.

55. Hawley D.K. and McClure W.R. (1983). Compilation and analysis of E.coli promoter RNA sequences, Nucl. Acids Res., 11, 2237-2255.

56. Helmann J.D. and Chamberlin M.J. (1988). Structure and function of bacterial sigma factors, Annual Rev. Biochem., 57, 839-872.

57. Hofer B., Muller D., Koster H. (1985). The pathway of E.coli RNA polymerase -promoter complex formation as visualized by footprinting, Nncl. Acids Res., 13, 5995-6013.

58. Horton N., Lewis M., Lu P. (1997). Escherichia coli lac repressor lac operator interaction and the influence of allosteric effectors, J. Mol. Biol., 265, 1-7.

59. Horwitz A.H., Morandi C., Wilcox G. (1980). Deoxiribonucleic acid sequence of araBAD promoter mutants of E.coli,./. Bacterial., 142, 659-667.

60. Jacquet M.A. and Ehrlich R. (1985). In vivo and in vitro effect of mutations in tetA promoter from psClOl: insertion of poly dA/dT stretch in the spacer region does not inactivate the promoter, Biochimie, 67, 987-997.

61. Jeon Y.H., Negishi T., Shirakawa M., Yamazaki T., Fujita N., Ishihama A., Kyogoku Y. (1995). Solution structure of the activator contact domain of the RNA polymerase alpha subunit, Science, 270, 1495-1497.

62. Jeon C. and Agarwal K. (1996). Fidelity of RNA polymerase II transcription controlled by elongations factor TFIIS, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 13677-13682.

63. Jin D.J. (1994). Slippage synthesis at the galP2 promoter of Escherichia coli and its regulation by UTP concentration and cAMP receptor protein, J. Biol. Chem., 269, 17221-17227.

64. Jin D. J. and Turabough C.L. (1994). An E.coli RNA polymerase defective in transcription due to its overproduction of abortive initiation products, J. Mol. Biol., 236, 72-80.

65. Jin D.J. (1996). A mutant RNA polymerase reveals a kinetic mechanism for the switch between nonproductive stuttering synthesis and productive initiation during promoter clearance, J. Biol. Chem., 271, 11659-11667.

66. Julicher F. and Bruinsma R. (1998). Motion of RNA polymerase along DNA: a stochastic model, Biophysical J., 74, 1169-1185.

67. Kadesch T., Rosenberg S., Chamberlin M.J. (1982). Binding of E.coli RNA polymerase holoenzyme to bacteriophage T7 DNA, J. Mol. Biol., 155, 1-29.

68. Kainz M., Roberts J.W. (1995). Kinetic of RNA polymerase initiation and pausing at the lambda late gene promoter in vivo, J. Mol. Biol., 254, 808-814.

69. Kainz M. and Gourse R. (1998). The C-terminal domain of the alpha subunit of E.Coli RNA polymerase is required for efficient Äfto-dependent transcription termination, J. Mol. Biol., 284, 1379-1390.

70. Kammerer W., Deuschle U., Gentz R., Bujard H. (1986). Functional dissection of E.coli promoters: information in the transcribed region is involved in the late steps of the overall process, EMBO J., 5, 2995-3000.

71. Keene R.G., Luse D.S. (1999). Initially transcribed sequences strongly affect the extent of abortive initiation by RNA polymerase II, J. Biol. Chem., 274, 11526-11534.

72. Keller E.B., Calvo J.M. (1979). Alternative secondary structures of leader RNAs and the regulation of the trp, phe, his, thr, leu operons, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 76, 6186-6190.

73. Kingston R.E., Nierman W.C., Chamberlin M.J. (1981). A direct effect of guanosine tetraphosphate on pausing of Escherichia coli RNA polymerase during RNA chain elongation, J.Biol. Chem., 256, 2787-2797.

74. Kingston R.E., Chamberlin M.J. (1981). Pausing and attenuation of in vitro transcription in the rrrtB operon of E. coli, Cell, 27, 523-531.

75. Knaus R. and Bujard H. (1988). PL of coliphage lambda: an alternative solution for an efficient promoter, the EMBO J., 7, 2919-2923.

76. Komissarova N. and Kashlev M. (1997a). Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 94, 1755-1760.

77. Komissarova N. and Kashlev M. (1997b). RNA polymerase switches between inactivated and activated states by translocating back and forth along the DNA and the RNA, J. Biol. Chem., 272, 15329-15338.

78. Krohn M. and Wagner R. (1996). Transcriptional pausing of RNA polymerase in the presence of guanosine tetraphosphate depends on the promoter and gene sequence, J. Biol. Chem., 271, 23884-23894.

79. Krummel B. and Chamberlin M. (1989). RNA chain initiation by E.Coli RNA polymerase structural transition of the enzyme in early ternary complexes, Biochemistry, 28, 7828-7842.

80. Krummel B. and Chamberlin M. (1992). Structural analysis of ternary comlexes of E.coli RNA polymerase. Individual complexes halted along different transcription units have distinct and unexpected biochemical properties, J. Mol. Biol., 225, 221-234.

81. Kubori T. and Shimamoto N. (1996). A branched pathway in the early stage of transcription by E.coli RNA polymerase, J. Mol. Biol., 256, 449-457.

82. Malhotra A., Severinova E., Darst S.A. (1996). Crystal structure of a sigma 70 subunit fragment from E.coli RNA polymerase, Cell, 87, 127-136.

83. Margalit H., Shapiro B.A., Nussinov R, Owens J., Jernigan R.L. (1988). Helix stability in procaryotic promoter regions, Biochemistry, 27, 5179-5188.

84. Mason S.W., Li J., Greenblatt J. (1992). Host factor requirements for processive antitermination of transcription and suppresion of pausing by the N protein of bacteriophage X, J. Biol. Chem., 267, 19418-19426.

85. McAllister C.F. and Achberger E.C. (1988). Effect of polyadenine containing curved DNA on promoter utilization in Bacillus subtilis, J. Biol. Chem., 263, 11743-11749.

86. McClure W.R., Cech C.L. (1978). On the mechanism of rifampicin inhibition of RNA synthesis, J. Biol. Chem., 253, 8949-8956.

87. Meilhammer R. (1975). Effect of bacteriophage T4-indused modification of E.coli RNA polymerase on gene expression in vitro, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 72, 4928-4932.

88. Mescas J., Cowing D.W., Gross C.A. (1991). Development of RNA polymerase -promoter contacts during open complex formation, J. Mol. Biol., 220, 587-597.

89. Mindlin S.Z., Ilyina T.S., Voeykova T.A., Velkov W (1972). Genetical analysis of rifampicin resistant mutants of E.Coli K12, Molec. Gener. Genet, 115, 115-121.

90. Mooney R.A., Artsimovich I. and Landick R. (1998). Information processing by RNA polymerase: recognition of regulatory signals during RNA chain elongation, J. Bacteriology, 180, 3265-3275.

91. Mote J. Jr., Reines D. (1998). Recognition of a human arrest site is conserved between RNA polymerase II and prokaryotic RNA polymerases, J. Biol. Chem., 273, 16843-16852.

92. Mukherjee K. and Chatteiji D. (1997). Studies on the omega subunit of E. coli RNA polymerase its role in the recovery of denatured enzyme activity, Eur. J. Biochem., 247, 884889.

93. Munson L. M. and Reznikoff W. S. (1981). Abortive initiation and long ribonucleic acid synthesis,Biochemistry, 20, 2081-2085.

94. Murakami K., Fujita N., Ishihama A. (1996). Transcription factor recognition surface on RNA polymerase alpha subunit is involved in contact with the DNA enhancer element, The EMBOJ., 15, 4358-4367.

95. Nehrke K.W. and Piatt T. (1994). A quarternary transcription termination complex: reciprocal stabilization by rho factor and NusG protein, J. Mol. Biol., 243, 830-839.

96. Negishi T., Fujita N., Ishihama A. (1995). Structural map of the alpha subunit of E.coli RNA polymerase: structural domains identified by proteolytic cleavage, J. Mol. Biol., 248, 723728.

97. Nomura T., Fujita N., Ishihama A. (1986). Promoter selectivity of E.coli RNA polymerase: alteration by fMet tRNA, Nucl. Acids Res., 14, 6857-6870.

98. Nudler E., Goldfarb A., Kashlev M. (1994). Discontinuous mechanism of transcription elongation, Science, 265, 793-796.

99. Nudler E., Kashlev M., Nikiforov V., Goldfarb A. (1995). Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming, Cell, 81, 351-357.

100. Nudler E., Avetissova E., Markovtsov V., Goldfarb A. (1996). Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex, Science, 273, 211-217.

101. Nudler E., Mustaev A., Lukhtanov E., Goldfarb A. (1997). The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase, Cell, 89, 33-41.

102. Nudler E., Gusarov I., Avetissova E., Kozlov M., Goldfarb A. (1998). Spatial organisation of transcription elongation complex in Escherichia coli, Science, 281, 424-428.

103. Nudler E. (1999). Transcription elongation: structural basis and mechanisms, J. Mol. Biol, 288, 1-12.

104. O'Neill M.C. (1989). E.coli promoters. Consensus as it relates to spacing class, specificity, repeat structures and three dimensional organization, J. Biol. Chem., 264, 55225530.

105. O'Neill M.C. and Chiafari. (1989). E.coli promoters. A spacing class -dependent promoter search protocol, J. Biol. Chem., 264, 5531-5534.

106. OrphanidesG., LeRoy G., Chang C.H., Luse D.S., Reinberg D. (1998). FACT, a factor, that facilitates transcript elongation through nucleosomes, Cell, 92, 105-116.

107. Ozoline ON, Uteshev T.A., Kamzolova S.G. (1991). Specific modification of E.coli RNA polymerase with monomercury derivative of fluorescein acetate, BBA, 1076, 387-394.

108. Ozoline O.N. Uteshev T.A., Masulis I.S., Kamzolova S.G. (1993). Interaction of bacterial RNA polymerase with two different promoters of phage T7 DNA. Conformational analysis, BBA, 1172, 251-261.

109. Ozoline O.N., Tsyganov MA. (1995). Structure of open promoter complexes with E.coli RNA polymerase as revealed by the DNAse I footprinting technique: compilation analysis, Nucl. Acids Res., 23, 4533-4541.

110. Ozoline O.N., Deev A.A., Arkhipova M.V. (1997). Non-canonical sequence elements in the promoter structure. Cluster analysis of promoters recognized by E.coli RNA polymerase, Nucl. Acids Res., 25, 4703-4709.

111. Oxender D.L., Zarawski G., Yanofsky. (1979). Attenuation in the Escherichia coli tryptophan operon: role of RNA secondary structure involving the tryptophan codon region, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 76, 5524-5528.

112. Platt T. (1994). Rho and RNA: models for recognition and response, Mol. Microbiol., 11, 983-990.

113. Polyakov A., Severinova E. and Darst S. (1995). Three-dimentional structure of E.Coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme, Cell, 83, 365-373.

114. Primakoff P., Artz S.W. (1979). Positive control of lac operon expression in vitro by guanosine 5"-diphosphate 3'- diphosphate, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 76, 1726-1730.

115. Puhler G., Leffers H., Gropp F., Palm P., Klenk H.P., Lottspeich F., Garrett R.A., Zillig W. (1989). Archaebacterial DNA-dependent RNA polymerases testify to the evolution of the eukariotic nuclear genome, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 86, 4569-4573.

116. Qi F., Turnbough C.L.Jr. (1995). Regulation of codBA operon expression in E.coli by UTP-dependent reiterative transcription and UTP-sensitive transcriptional site switching, J. Mol. Biol., 254, 552-565.

117. Reeder T.C. and Hawley D.K. (1996). Promoter proximal sequences modulate RNA polymerase II elongation by a novel mechanism, Cell, 87, 767-777.

118. Rice G.A., Kane C.M., Chamberlin M.J. (1991). Footprinting analysis of mammalian RNA polymerase II along its transcript: an alternative view of transcription elongation, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 4245-4249.

119. Richardson J.P. (1993). Transcription termination, Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., 28, 130.

120. Richardson J.P. (1996). Structural organization of transcription termination factor rho, J. Biol. Chem., 271, 1251-1254.

121. Ring B.Z., Yarnell W.S., Roberts J.W. (1996). Function of E.coli RNA polymerase a factor d" in promoter proximal pausing, Cell, 86, 485-494.

122. Roberts C.W. and Roberts J.W. (1996). Base-specific recognition of the nontemplate strand of promoter DNA by E.coli RNA polymerase, Cell, 86,495-501.

123. Roberts J.W. (1996). Transcription termination and its control. In Regulation of gene expression in E.coli, p.27-45, R.G. Landes Company, Austin, TX.

124. Roe J.H., Burgess R.R., Record M.T. (1985). Temperature dependence of the rate constant of the E.coli RNA polymerase XPR promoter interaction, J. Mol. Biol., 184, 441-455.

125. Rokeach L.A., Kassavetis G.A., Zyskind J.W. (1987). RNA polymerase pauses in vitro within the Escherichia coli origin of replication at the same sites where termination occurs in vivo, J. Biol. Chem., 262, 7264-7272.

126. Rosenberg S., Kadesch T.R., Chamberlin M.J. (1982). Binding of E.coli RNA polymerase holoenzyme to bacteriophage T7 DNA, J. Mol. Biol., 155, 31-51.

127. Ross W., Gosink K.K., Salomon J., Igarashi K., Zou C., Ishihama A., Severinov K, Gourse R.L. (1993). A third recognition element in bacterial promoters: DNA binding by the alpha subunit of RNA polymerase, Science, 262, 1407-1413.

128. Rudd K.E., Bochner B.R., Cashel M., Roth J.R. (1985). Mutations in the spoT gene of Salmonella typhimurium: effects on his operon expression, J. Bacteriol., 163, 534-542.

129. Samkurashvili I. and Luse D.S. (1996). Translocation and transcriptional arrest during transcript elongation by RNA polymerase II, J. Biol. Chem., 271, 23495-23505.

130. Savery N.J., Rhodius V.A., Wing H.J., Busby S.J. (1995). Transcription activation at E.coli promoters dependent on the cyclic AMP receptor protein: effects of binding sequences for the RNA polymerase alpha subunit, Biochem. J., 309, 77-83.

131. Schickor P., Metzger W., Werel W., Lederer H., Heumann H. (1990). Topography of intermediates in transcription initiation of E.coli, The EMBO J., 9, 2215-2220.

132. Schultz P., Calia H., Riva M., Sentenac A., Oudet P. (1993). Three-dimensional model of yeast RNA polymerase I determined by electron microscopy of two-dimensional crystals, The EMBOJ., 12, 2601-2607.

133. Schmidt M.C., Chamberlin M.J. (1984a). Amplification and isolation of Escherichia coli nusA protein and studies of its effects on in vitro RNA chain elongation, Biochemistry, 23, 197203.

134. Schmidt M.C., Chamberlin M.J. (1984b). Binding of rho factor to Escherichia coli RNA polymerase mediated by misA protein, J. Biol. Chem., 259, 15000-15002.

135. Schmidt M.C., Chamberlin M.J. (1987). NusA protein ofE.coli is an efficient transcription termination factor for certain terminator sites, J. Mol. Biol., 195, 809-818.

136. Severinov K., Mustaev A., Severinova E., Bass I., Kashlev M., Landick R, Nikiforov V., Goldfarb A., Darst S.A. (1995). Assembly of functional E.coli RNA polymerase containing beta subunit fragments, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 92, 4591-4595.

137. Severinov K., Mooney R, Darst S.A., Landick R. (1997). Tethering of the large subunits of E.coh RNA polymerase, J. Biol Chem., 272, 24137-24140.

138. Severinova E., Severinov K., Fenew D., Marr M., Brody E.N., Roberts J.W., Chait B.T., Darst S.A. (1996). Domain organization of the E.coli RNA polymerase sigma 70 subunit, J. Mol. Biol., 263, 637-647.

139. Siebenlist U., Simpson R, Gilbert W. (1980). E.coli RNA polymerase interacts homologously with two different promoters, Cell, 20, 269-281.

140. Sigmund C.D. and Morgan E.A (1988). NusA protein affects transcriptional pausing and termination in vitro by binding to different sites on the transcription complex, Biochemistry, 27, 5622-5627.

141. Spassky A., Kirkegaard, Buc H. (1985). Changes in the DNA structure of the lacUV5 promoter during formation of an open complex with E.coli RNA polymerase, Biochemistry, 24, 2723-2731.

142. Stefano J.E., Gralla J.D. (1980). Kinetic investigation of the mechanism of RNA polymerase binding to mutant lac promoters, J. Biol. Chem., 255, 10423-10430.

143. Straney D.C., Crothers D.M. (1985). Intermediates in transcription initiation from the E.coli lacUVS promoter, Cell, 43, 449-459.

144. Studitsky V.M., Kassavetis G.A., Geiduschek E.P., Felsenfeld G. (1997). Mechanism of transcription through the nucleosome by eukaryotic RNA polymerase, Science, 278, 1960-1963.

145. Sugiura M., Segawa K., Yoshinaga K., Fujio Y., Tto N. (1977). A temperature sensitive mutant of E.coli with an altered RNA polymerase, Biochem. Biophys. Res. Commun., 76, 739745.

146. Sujatha S., Chatteiji D. (1999). Detection of putative Zn(II) binding sites within Escherichia coli RNA polymerase: inconsistency between sequence-based prediction and 65Zn blotting, FEBSLett., 454, 169-171.

147. Sullivan S.L. and Gottesman M.E. (1992). Requirement for E.coli NusG protein in factor dependent transcription termination, Cell, 68, 989-994.

148. Sweetser D., Nonet M., Young R. (1987). Procariotic and eucariotic RNA polymerases have homologous core subunits, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 84, 1192-1196.

149. Szoke P.A., Allen T.L., Haseth P.L. (1987). Promoter recognition by E.coli RNA polymerase. Effects of base substitutions in the -10 and -35 regions, Biochemistry, 26, 61886194.

150. Travers A. (1984). Conserved features of coordinately regulated Escherichia coli promoters, Nucl. Acids Res., 12, 2605-2618.

151. Travers A. (1987). Structure and function of E.coli promoter DNA, CRC Crit. Rev. in Biochem., v.12, iss. 3, 181-219.

152. Travers A. (1991). DNA binding and kinking sequence dependence and function, Current opinion in structural biology, 1, 114-122.

153. Tu A.H., Turnbough C.L.J. (1997). Regulation of upp expression in Escherichia coli by UTP-sensitive selection of transcriptional start sites coupled with UTP-dependent reiterative transcription, J. Bacteriol., 179, 6665-6673.

154. Uptain S.M., Chamberlin M.J. (1997). Escherichia coli RNA polymerase terminates transcription efficiently at r/zo-independent terminators on single-stranded DNA templates, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 94, 13548-13553.

155. Uptain S.M., Kane C., Chamberlin M.J. (1997). Basic mechanisms of elongation and its regulation,^«/?«. Rev. Biochem., 66, 117-172.

156. Walstrom K.M., Dozono J.M., von Hippel P.H. (1997). Kinetics of the RNA-DNA helicase activity of E.coli transcription termination factor rho. Processivity, ATP consumption and RNA binding, Biochemistry, 36, 7993-8004.

157. Walter G., Zillig W., Palm P., Fuch E. (1967). Initiation of DNA-dependent RNA synthesis and the effect of heparin on RNA polymerase, Eur. J. Biochem., 3, 194-201.

158. Wang M.D., Meier T.I., Chan C.L., Feng G., Lee D.N., Landick R. (1995). Discontinuous movements of DNA and RNA in RNA polymerase accompany formation of a paused transcription complex, Cell, 81, 341-350.

159. Wang M D., Schnitzer M.J., Yin H., Landick R., Gelles J., Block S.M. (1998). Force and velocity measured for single molecules of RNA polymerase, Science, 282, 902-907.

160. Wang Hong-Yun, Elston T., Mogilner A., Oster G. (1998). Force generation in RNA polymerase, Biophysical J., 74, 1186-1202.

161. Whipple F.W., Sonenshein A.L. (1992). Mechanism of initiation of transcription by Bacillus subtilis RNA polymerase at several promoters, J. Mol. Biol., 223, 399-414.

162. Williams R. and Chamberlin M. (1977). Electron microscope studies of transient complexes formed between E.Coli RNA polymerase to DNA, Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 74, 3740-3744.

163. Wilson K.S., Conant C.R., von Hippel P H. (1999). Determinants of the stability of transcription elongation complexes: interactions of the nascent RNA with the DNA template and the RNA polymerase, J. Mol. Biol., 289, 1179-1194.

164. Winkler M.E.and Yanofsky C. (1981). Pausing of RNA polymerase during in vitro transcription of the tryptophan operon leader region, Biochemistry, 20, 3738-3744.

165. Woody A.J.M., Woody R.W., Malcolm A.D.B. (1987). Effect of ppGpp on transcription by DNA dependent RNA polymerase from E.coli: circular dichroism, absorption and specific transcription studies, Biophys. Biochem. Acta, 909, 115-126.

166. Yager T.D. and von Hippel P.H. (1987). Transcript elongation and termination in E.Coli. In Escherichia Coli and Salmonella typhimurium, Washington, D.C.: American Society for microbiology, 1241-1275.

167. Yager T.D. and von Hippel P.H. (1991). A thermodynamic analysis of RNA transcript elongation and termination in E.Coli, Biochemistry, 30, 1097-1118.

168. Yang X. and Roberts J.W. (1989). Gene Q antitermination protein of E.coli phages 82 and A suppress pausing by RNA polymerase at a p-dependent terminator and other sites, Proc. Natl Acad. Sei. USA, 86, 5301-5305.

169. Zhang G, Darst S.A. (1998). Structure of the E.coli RNA polymerase alpha subunit amino terminal domain, Science, 281, 262-266.

170. Zhang G., Campbell E.A., Minakhin L., Richter C., Severinov K, Darst S.A. (1999). Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3A resolution, Cell, 98, 811824.

171. Zillig W., Palm R, Hell A. (1976). Function and reassembly of subunits of DNA-dependent RNA-polymerase. In: RNA polymerase (ed. Losick and Chamberlin), Cold Spring Harbor lab., p. 101-125.