Особенности и физиологическая роль ингибирования АТФазной активности протонной АТФ-синтазы магниевым комплексом АДФ тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат наук Лапашина Анна Сергеевна

• Лапашина Анна Сергеевна
• кандидат наук
• 2021

Оглавление диссертации кандидат наук Лапашина Анна Сергеевна

1. Оглавление

1. Оглавление

2. Список сокращений

3. Введение

3.1. Актуальность работы и предмет исследования

3.2. Цели и задачи работы

3.2.1. Цели работы

3.2.2. Задачи работы

3.3. Научная новизна исследования

3.4. Практическая значимость исследования

3.5. Положения, выносимые на защиту

3.6. Методология и методы диссертационного исследования

3.7. Степень достоверности полученных результатов

3.8. Личный вклад соискателя

3.9. Апробация результатов работы

4. Обзор литературы

4.1. Строение АТФ-синтаз из организмов разных таксономических групп

4.2. Каталитические механизмы АТФ-синтазы

4.2.1. Механизмы работы Fl-субкомплекса

4.2.1.1. Гидролиз АТФ

4.2.1.2. Синтез АТФ

4.2.2. Транспорт ионов Fo-субкомплексом

4.3. Регуляция активности АТФ-синтазы

4.3.1. Редокс-регуляция АТФ-синтазы хлоропластов

4.3.2. Ингибирование АТФазной активности белковыми факторами и субъединицей

4.3.2.1. 1Б1 - ингибитор АТФ-синтазы митохондрий

4.3.2.2. Субъединица £ - бактериальный аналог Ш1

4.3.2.3. Субъединица 8 у бактерий и растений

Регуляция е-субъединицей у разных организмов

Структурные предпосылки е-зависимой регуляции. Взаимодействие е с

вDELSEED

Связывание АТФ е-субъединицей

Факторы, влияющие на конформационные переходы е

Влияние е на синтез АТФ

Физиологическая роль s-зависимой регуляции

4.3.3. Ингибирование АТФазной активности комплексом MgАДФ

4.3.3.1. Влияние М§АДФ, Дин+ и фосфата на АТФазную активность FoFi хлоропластов, митохондрий и эубактерий

4.3.3.2. Химические вещества, влияющие на АДФ-ингибирование 64 Азид 64 Сульфит 64 Детергенты. LDAO

4.3.3.3. Роль некаталитических сайтов в АДФ-ингибировании

4.3.3.4. АДФ-ингибирование у E. coli

4.3.3.5. Аминокислотные остатки, участвующие в АДФ-ингибировании

4.3.3.6. Взаимодействие АДФ-ингибирования и s-зависимой регуляции

4.3.3.7. Физиологическая роль АДФ-ингибирования

5. Материалы и методы

5.1. Реактивы и материалы

5.2. Получение множественного выравнивания ß-субъединиц эубактериальных АТФ-синтаз

5.3. Генно-инженерные манипуляции и работа с бактериями

5.3.1. Сайт-направленный мутагенез в E. coli

5.3.2. Инактивация оперона АТФ-синтазы в хромосоме E. coli

5.3.3. Мутагенез в геноме B. subtilis

5.3.4. Измерение кривых роста B. subtilis

5.4. Получение препаратов для биохимических исследований

5.4.1. Приготовление вывернутых мембранных частиц

5.4.2. Выделение и очистка Fi

5.4.3. Выделение и очистка FoFi

5.4.4. Инкорпорация FoFi в протеолипосомы

5.5. Методы измерения ферментативной активности

5.5.1. АТФазная активность

5.5.1.1. Измерение активности по закислению среды

5.5.1.2. Измерение активности в сопряженной АТФ-регенерирующей системе

5.5.2. АТФ-зависимый протонный транспорт

5.5.3. Синтез АТФ

6. Результаты и обсуждение

6.1. Выбор аминокислотных остатков для мутагенеза

6.2. Остатки F139, F189L и V319T субъединицы ß участвуют в АДФ-ингибировании FoFi E. coli

6.3. Остаток ßL249 регулирует АДФ-ингибирование FoFi E. coli и его модуляцию фосфатом

6.3.1. Fi E. coli с заменой ßL249Q менее активен, но сильнее активируется сульфитом

6.3.2. Замена ßL249Q усилила АДФ-ингибирование в целом FoFi E. coli

6.3.3. FoFi E. coli с заменой ßL249Q активируется фосфатом

6.4. Обратная замена ßQ259L ослабляет АДФ-ингибирование фермента

B. subtilis и приводит к снижению жизнеспособности клеток iii

7. Заключение

8. Выводы

9. Список публикаций по теме диссертации

9.1. Статьи, опубликованные в журналах Scopus, WoS, RSCI i20

9.2. Тезисы докладов и материалы конференций i20

10. Список цитируемой литературы

11. Благодарности

2. Список сокращений

- трансмембранная разность электрохимического потенциала протонов A^Na+ - трансмембранная разность электрохимического потенциала ионов натрия Ау - трансмембранная разность электрического потенциала

ANC - мутант АТФ-синтазы с дефектными некаталитическими (noncatalytic) сайтами связывания нуклеотидов

ACMA - 9-amino-6-chloro-2-methoxyacridine, 9-амино-6-хлоро-2-метоксиакридин AMP-PNP - adenosine 5'-(ß,y-imido)triphosphate, аденозин-5'ф,у-имидо)трифосфат, негидролизуемый аналог АТФ

Ap5A - P1,P5-Di(adenosine-5')pentaphosphate, P1,P5-ди(аденозин-5') пентафосфат ATPyS - Adenosine 5'-(3-thiotriphosphate), аденозин-5'-(3-тиотрифосфат), медленно гидролизуемый аналог АТФ

BCA - bicinchoninic acid, бицинхониновая кислота Cm - chloramphenicol, хлорамфеникол

CmR - chloramphenicol-resistant, устойчивый к хлорамфениколу

COG - Clusters of Orthologous Groups of proteins, кластеры ортологичных групп белков, или Clusters of Orthologous Genes, кластеры ортологичных генов

DAPIT - diabetes-associated protein in insulin-sensitive tissue, «ассоциированный с диабетом белок инсулинчувствительных тканей», одна из субъединиц АТФ-синтазы митохондрий

DCCD - N,N-dicyclohexylcarbodiimide, ^№дициклогексилкарбодиимид, ингибитор опосредованного АТФ-синтазой протонного транспорта DTT - ditihiothreitol, дитиотреитол

EDTA - ethylenediaminetetraacetic acid, этилендиаминтетрауксусная кислота Erm - erythromycin, эритромицин

ErmR - erythromycin-resistant, устойчивый к эритромицину

FRET - Förster resonance energy transfer, Ферстеровский резонансный перенос энергии HEPES - 4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazineethanesulfonic acid, 4-(2-гидроксиэтил)-1-пиперазинэтансульфоновая кислота IF1 - inhibitory factor 1, ингибиторный фактор

kcat - число оборотов: количество молекул субстрата, которое фермент превращает в продукт за единицу времени; обычно измеряется в с-1 Kd - dissociation constant, константа диссоциации

Km - Michaelis constant, константа Михаэлиса Km - kanamycin, канамицин

KmR - kanamycin-resistant, устойчивый к канамицину

LDAO - lauryldimethylamine N-oxide, лаурилдиметиламин N-оксид

MLQ (то же, что и 6.8PL) - одна из субъединиц АТФ-синтазы митохондрий,

протеолипид весом 6.8 кДа, содержащий на N-конце последовательность Met-Leu-Gln

NADH - nicotinamide adenine dinucleotide, reduced form, никотинамидаденин-

динуклеотид, восстановленная форма

NADPH - nicotinamide adenine dinucleotide phosphate, reduced form, никотинамид-адениндинуклеотидфосфат, восстановленная форма Ni-NTA - nickel-nitrilotriacetate, никель-нитрилотриацетат

NTRC - NADPH-dependent thioredoxin reductase C, NADPH-зависимая тиоредоксин-редуктаза С

OD600, optical density measured at a wavelength of 600 nm, оптическая плотность, измеряемая при длине волны 600 нм

OSCP - olygomycin sensitivity conferring protein, белок, придающий чувствительность к олигомицину (одна из субъединиц АТФ-синтазы митохондрий)

PDB ID - идентификатор в банке трехмерных структур макромолекул PDB (Protein Data Bank)

рКа - отрицательный логарифм константы диссоциации кислоты pmf - protonmotive force, протон-движущая сила

SDS-PAGE - sodium dodecyl sulphate-polyacrylamide gel electrophoresis, электрофорез белков в полиакриламидном геле в денатурирующих условиях (в присутствии додецилсульфата натрия) Sp - spectinomycin, спектиномицин

SpR - spectinomycin-resistant, устойчивый к спектиномицину

WT - wild type, дикий тип

АДФ - аденозиндифосфат

АТФ - аденозинтрифосфат

ГДФ - гуанозиндифосфат

ИДФ - инозиндифосфат

н.п. - нуклеотидная пара

ПЦР - полимеразная цепная реакция

СМЧ - вывернутые субмитохондриальные частицы

Фн или Фн - неорганический фосфат ЦКП - центр коллективного пользования

3. Введение 3.1. Актуальность работы и предмет исследования

АТФ-синтаза F-типа (F-АТФаза, FoF1, комплекс V) представляет собой один из важнейших ферментов клеточной энергетики. У прокариотических организмов он располагается в плазматической мембране, а у эукариот - во внутренней мембране митохондрий и в мембране тилакоидов хлоропластов. АТФ-синтаза катализирует синтез АТФ из АДФ и неорганического фосфата, используя энергию трансмембранной разности электрохимического потенциала протонов (Дни+) или, в случае некоторых прокариот, ионов натрия (Дн^+). В качестве генераторов A/wh+ или A^Na+ могут выступать белки дыхательных и фотосинтетических электрон-транспортных цепей, бактериородопсины, а также некоторые мембранные переносчики метаболитов. При снижении активности этих ферментов АТФ-синтаза может работать в обратном направлении и самостоятельно генерировать A^h+ или A^Na+, используя для этого энергию гидролиза АТФ. У некоторых эубактерий АТФ-синтаза может представлять собой единственный генератор A^h+ или A^Na+ в клетке.

АТФ-синтаза состоит из двух субкомплексов: гидрофильного F1, который связывает нуклеотиды и фосфат, и мембранного Fo, осуществляющего трансмембранный перенос протонов или ионов натрия. В определенных условиях in vitro эти субкомплексы могут быть разъединены; свободный F1 может проявлять АТФазную активность, а Fo пассивно транспортирует H+ или Na+ через мембрану вниз по соответствующему градиенту.

АТФазная активность АТФ-синтазы или Fl-субкомплекса может достигать чрезвычайно высоких значений: фермент может гидролизовать сотни и даже тысячи молекул АТФ в секунду. Такая активность может оказаться губительной для организмов и органелл, которые генерируют A^h+ или A^Na+ за счет электрон-транспортных цепей, а АТФ-синтазу используют в основном для синтеза АТФ. В условиях, когда A^h+ или A^Na+ падает (например, в присутствии веществ, разобщающих дыхание и фосфорили-рование; у фотосинтетиков - при снижении интенсивности освещения; в митохондриях - при ишемии, и т.д.), высокая АТФазная активность АТФ-синтазы может привести к чрезмерной растрате внутриклеточного АТФ. Кроме того, АТФ может гидролизоваться свободным F1, образующимся в ходе посттрансляционной сборки АТФ-синтазы. Механизмы ингибирования АТФазной активности интенсивно изучаются; наиболее

распространенным из них является неконкурентное ингибирование комплексом MgАДФ (АДФ-ингибирование). Связывание MgАДФ в каталитическом сайте в отсутствие неорганического фосфата может с некоторой вероятностью привести к переходу фермента в неактивное состояние; в отсутствие магния этого перехода не происходит. Восстановление активности возможно в результате тепловых флуктуаций или под воздействием A^h+. АДФ-ингибирование описано для всех изученных АТФ-синтаз, однако его выраженность и особенности у разных организмов неодинаковы. Так, АТФазная активность FoF1 и F1 митохондрий, хлоропластов и ряда бактерий (Bacillus sp. PS3, Bacillus subtilis и др.) значительно ингибируется MgАДФ; некоторые из этих ферментов (например, из бактерий Paracoccus denitrificans или Caldalkali-bacillus thermarum) практически не демонстрируют АТФазной активности в отсутствие химических веществ-активаторов, облегчающих высвобождение ингибиторного АДФ из каталитического сайта. В качестве активатора может выступать и неорганический фосфат, который препятствует АДФ-ингибированию и стимулирует гидролиз. Вместе с тем, некоторые организмы, по всей видимости, используют АТФ-синтазу как АТФ-зависимый генератор A^h+, а АТФ получают из других источников. В качестве примера можно привести факультативно анаэробную Escherichia coli в составе кишечной флоры позвоночных, а также определенные виды Streptococcus, которые являются облигатными анаэробами и неспособны к дыханию. Для последних АТФазная активность FoF1 является жизненно необходимой и, в том числе, обеспечивает поддержание рН цитоплазмы при закислении среды обитания, АТФ-зависимо выкачивая протоны из клетки против градиента концентрации. Для таких организмов сильное АДФ-ингибирование может оказаться невыгодным. У FoF1 E. coli АДФ-ингибирование выражено относительно слабо, и, в отличие от наблюдаемого на ферментах из других организмов, усиливается, а не ослабляется фосфатом. Таким образом, кажется логичным предположить, что «сильное» или «слабое» АДФ-ингибирование АТФазной активности АТФ-синтазы является результатом эволюционного приспособления к тем или иным условиям жизни.

Несмотря на изложенные выше соображения, физиологическая роль АДФ-ингибирования до сих пор не получила экспериментального подтверждения. Кроме того, несмотря на заметное количество биохимических исследований, молекулярный механизм АДФ-ингибирования, а также структурные предпосылки различий в его свойствах у разных организмов остаются неизвестными. Настоящая работа посвящена исследованию механизма АДФ-ингибирования в АТФ-синтазе бактерий и его значения

in vivo. Для экспериментов использовали два модельных организма с неодинаковой выраженностью АДФ-ингибирования: E. coli («слабое», усиливается в присутствии неорганического фосфата) и B. subtilis («сильное», ослабляется в присутствии фосфата).

3.2. Цели и задачи работы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Особенности и физиологическая роль ингибирования АТФазной активности протонной АТФ-синтазы магниевым комплексом АДФ»

3.2.1. Цели работы

1) Найти аминокислотные остатки, определяющие свойства АДФ-ингибирования АТФазной активности АТФ-синтазы бактерий (выраженность, модуляция неорганическим фосфатом).

2) Изменяя свойства АДФ-ингибирования с помощью точечного мутагенеза по найденным позициям, показать влияние АДФ-ингибирования на выживаемость бактериальных клеток.

3.2.2. Задачи работы

1) Используя множественное выравнивание каталитических субъединиц ß бактериальных АТФ-синтаз, отобрать позиции с ограниченной консервативностью, которые, с одной стороны, не являются критически важными для катализа, но вместе с тем могли бы участвовать в регуляции активности фермента.

2) Изменяя тип аминокислотного остатка по отобранным позициям, исследовать роль этих остатков в АДФ-ингибировании АТФ-синтазы двух организмов с разными типами ингибирования (E. coli, B. subtilis).

3) Получить геномных мутантов бактерий с «сильным» и «слабым» АДФ-ингибированием и сравнить параметры роста полученных штаммов.

3.3. Научная новизна исследования

В ходе работы удалось найти единичный остаток, принадлежащий каталитической субъединице ß и в заметной степени влияющий на свойства АДФ-ингибирования, а также несколько других остатков, чья роль в АДФ-ингибировании оказалась минорной. Кроме того, в ходе работы удалось показать физиологическую значимость выраженного АДФ-ингибирования у B. subtilis; насколько известно автору работы, этот результат представляет собой первое экспериментальное свидетельство роли АДФ-ингибирования in vivo. Полученные результаты позволяют утверждать, что АДФ-ингибирование АТФазной активности АТФ-синтазы является не «побочным

эффектом» катализа, но эволюционно важной регуляторной надстройкой, позволяющей тонко приспосабливать фермент под нужды клетки.

3.4. Практическая значимость исследования

Роль АТФ-синтазы в жизнедеятельности бактерий трудно переоценить: этот фермент связывает две ключевых энергетических «валюты» клетки - АТФ и A^h+ (или, в случае некоторых организмов, A^Na+). Во-первых, понимание механизмов работы и регуляции АТФ-синтазы и энергозависимых процессов в живой клетке необходимо для создания эффективных бактериальных штаммов-продуцентов в биотехнологии. Во-вторых, в силу заметных различий между АТФ-синтазами бактерий и митохондрий, FoFi является удобной мишенью для разработки антибактериальных средств. Так, для бедаквилина - ингибитора АТФ-синтазы палочки Коха Mycobacterium tuberculosis -показана селективность в сравнении с ферментом митохондрий около 10000 раз [1]; это вещество успешно применяется для лечения туберкулеза, а бактерицидное действие других веществ той же группы (диарилхинолинов) активно исследуется в отношении грамположительных патогенов (например, золотистого стафилококка Staphylococcus aureus [2]). Известно, что для многих патогенных микроорганизмов функционирование АТФ-синтазы является жизненно необходимым; в их числе пневмококк Streptococcus pneumoniae [3] и синегнойная палочка Pseudomonas aeruginosa [4,5]. Другие патогены, такие как E. coli и Salmonella enterica (серотип Typhimurium), в отсутствие АТФ-синтазы способны размножаться, однако их вирулентность заметно снижается [6,7]. Таким образом, исследование регуляторных особенностей АТФ-синтазы бактерий, отличающих ее от митохондриального фермента, делает возможной разработку новых антибактериальных препаратов, селективно блокирующих этот фермент у патогенных организмов, и поэтому представляет заметный практический интерес.

3.5. Положения, выносимые на защиту

1) Замена L249Q в субъединице ß АТФ-синтазы E. coli усиливает ингибирование АТФазной активности фермента комплексом MgАДФ, а также меняет характер фосфат-зависимой регуляции активности.

2) Обратная замена в гомологичной позиции (ßQ259L) в АТФ-синтазе B. subtilis, напротив, приводит к ослаблению АДФ-ингибирования.

3) Мутантный штамм B. subtilis с ослабленным АДФ-ингибированием АТФазной активности АТФ-синтазы вытесняется штаммом дикого типа из смешанных

культур при аэробном росте. Таким образом, в этих условиях сильное АДФ-

ингибирование, свойственное дикому типу, дает бактериям конкурентное

преимущество.

3.6. Методология и методы диссертационного исследования

Исследование выполнено с применением классических методов биоинформатики (получение и анализ множественных выравниваний), генной инженерии (молекулярное клонирование, введение точечных мутаций в бактериальную хромосому), биохимии (выделение и очистка рекомбинантных белков с помощью аффинной хроматографии, а также спектрофотометрические, флуориметрические и люминометрические методы определения активности ферментов) и микробиологии (анализ роста бактерий, в том числе в смешанных культурах).

3.7. Степень достоверности полученных результатов

Приведенные в работе данные получены с использованием современных методов исследований; полученные результаты являются статистически достоверными и воспроизводимыми. Все измерения проводились как минимум в троекратной повторности.

3.8. Личный вклад соискателя

Существенный личный вклад соискателя присутствовал на всех этапах работы: подбор и анализ литературы по теме работы, планирование и проведение экспериментов, обработка и анализ экспериментальных данных, интерпретация результатов, подготовка результатов к публикации, написание статей и представление результатов работы на семинарах и конференциях.

3.9. Апробация результатов работы

Результаты работы были представлены в виде доклада на заседании научного семинара Ученого совета НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского МГУ. Кроме того, автор неоднократно представляла результаты разных этапов работы на Европейской конференции по биоэнергетике (2012 год, Фрайбург-им-Брайсгау, Германия; 2014 год, Лиссабон, Португалия; 2018 год, Будапешт, Венгрия).

4. Обзор литературы 4.1. Строение АТФ-синтаз из организмов разных таксономических групп

FoFi-АТФ-синтаза (АТФаза F-типа, F-АТФаза, F0F1) найдена у бактерий, небольшого числа архей, а также в хлоропластах и митохондриях эукариотических клеток. FoFi принадлежит к группе роторных АТФаз - белковых наномашин, сопрягающих трансмембранный перенос протонов или ионов натрия с синтезом и/или гидролизом АТФ посредством ротационного механизма. Эти ферменты состоят из двух мультисубъединичных субкомплексов, вращающихся друг относительно друга в процессе катализа, и имеют общее эволюционное происхождение, сходную структуру и каталитический механизм. Помимо F-АТФаз, к роторным АТФазам относят А-АТФазы (AoAi-АТФ-синтазы), встречающиеся у архей и некоторых эубактерий, а также эу-кариотические АТФазы V-типа. Настоящая работа посвящена исследованию FoFi-АТФ-синтазы, поэтому в дальнейшем тексте термин «АТФ-синтаза» будет обозначать именно фермент F-типа, если не указано иное.

В прокариотической клетке АТФ-синтаза располагается в плазматической мембране, в митохондриях - во внутренней мембране, а в хлоропластах - в мембранах тилакоидов. Молекула АТФ-синтазы состоит из двух частей: гидрофобного субкомплекса Fo (у бактерий - около 150 кДа), погруженного в мембрану и осуществляющего трансмембранный перенос протонов или ионов натрия, и каталитического субкомплекса Fi (около 350 кДа), который у прокариот располагается в цитоплазме, в митохондриях - в матриксе, а в хлоропластах - в строме, выступает над поверхностью мембраны более чем на 100 Ä и связывает нуклеотиды и неорганический фосфат. Оба субкомплекса мультисубъединичны; они могут быть разъединены (например, под воздействием ультразвука в отсутствие ионов магния) с сохранением своих активностей: встроенный в мембрану Fo способен к пассивному транспорту протонов или ионов натрия в соответствии с А^н+ или A^Na+ [8], в то время как Fi является АТФазой и способен катализировать гидролиз АТФ до АДФ и фосфата [9].

АТФ-синтазы митохондрий, хлоропластов и эубактерий различаются между собой по субъединичному составу. Наиболее просто устроенный фермент встречается у эубактерий. На рис. 4.1 приведена структура одной из наиболее изученных бактериальных АТФ-синтаз, фермента термофильной эубактерии Bacillus sp. PS3. Сог-

Рис. 4.1. Строение бактериального FoFi. На рисунке представлена структурная модель FoFi Bacillus sp. PS3 ([10], PDB ID: 6N2Z). А, общий вид фермента; субъединицы asßsyeS располагаются в цитоплазме клетки и образуют F1, субъединицы ab2c10 полностью или частично погружены в плазматическую мембрану и образуют FO. Б, цветом выделены субъединицы, составляющие «ротор», т.е. вращающийся при катализе субкомплекс yec10. В, цветом выделены субъединицы, принадлежащие к «статорной» части фермента (a3ß3§ab2).

ласно современной классификации, этот организм стоит отнести к роду Geobacillus с наибольшим сходством к G. thermoleovorans. Тем не менее в литературе, посвященной исследованиям АТФ-синтазы, традиционно используется название Bacillus sp. PS3, поэтому в дальнейшем тексте этот организм будет называться именно так.

Каталитический субкомплекс Fi у большинства бактерий состоит из 5 типов субъединиц в стехиометрии азРзубе, а мембранный субкомплекс Fo - из 3 типов субъединиц в стехиометрии ab2cn, где n может быть разным в зависимости от вида и у E. coli равняется 10. Большая часть Fi представлена кольцевым гексамером из чередующихся субъединиц a и ß, на поверхностях взаимодействия которых расположены сайты связывания нуклеотидов. Диаметр aзßз-кольца составляет около 100 Ä. Центральную полость внутри aзßз-кольца занимает вытянутый a-спиральный домен субъединицы у, который имеет асимметричное строение и неодинаково взаимодействует с разными частями кольца, обеспечивая сопряжение между каталитическими сайтами. Субъединица у в заметной степени (на 30 Ä) простирается за пределы aзßз-гексамера в сторону мембраны, где вместе с субъединицей 8 взаимодействует с кольцом из c-субъединиц и образует центральный стержень фермента, вращающийся внутри гексамера в ходе катализа. Внутренняя полость с-кольца, по всей видимости, заполнена

фосфолипидами [ii], однако имеются данные, указывающие на присутствие внутри кольца молекул хинонов [i2].

Субкомплексы Fi и Fo также соединены между собой периферическим стеблем, который представляет собой димер из субъединиц b. Гидрофильная а-спиральная С-концевая часть этого димера соединена с удаленной от мембраны стороной a3ß3-гексамера посредством субъединицы 5, которая взаимодействует с а-спиральными N-концевыми участками трёх субъединиц а. Мембранная N-концевая часть b-димера связана с субъединицей a, которая, в свою очередь, прилежит к c-кольцу. Трансмембранный перенос протонов происходит в области взаимодействия c-кольца и субъединицы a и сопровождается вращением «роторной части» фермента (yscn) относительно субъединицы a и азßз-гексамера. Периферический стебель обеспечивает неподвижность азßз-гексамера относительно ab2 при вращении субъединицы у.

Перечисленные субъединицы являются необходимыми для синтетазной активности фермента и имеют гомологи во всех известных в настоящее время АТФ-синтазах. FoFi хлоропластов, цианобактерий и ряда других эубактерий (например, пурпурных бактерий Rhodobacter capsulatus и Rhodospirillum rubrum) по субъединичному составу отличаются от фермента E. coli лишь тем, что вместо гомодимера b2 содержат гетеродимер из двух разных, но сходных между собой белков, b и b' [i3-i5].

У некоторых прокариот имеются ферменты особого типа, называемые N-АТФ-азами. Они лишены субъединицы 5 - ее заменяет дополнительный домен субъединицы b. Такие ферменты, по всей видимости, не синтезируют АТФ, а выполняют функцию АТФ-зависимого насоса, выбрасывающего из клетки ионы натрия или протоны. Геномный анализ показал, что N-АТФазы всегда содержатся в клетке в дополнение к «обычной» F-АТФазе [i6].

Митохондриальная АТФ-синтаза устроена наиболее сложным образом и состоит из более 15 типов субъединиц [i7-20]. Недавно полученная структура тетрамера FoFi свиньи содержит субъединицы 18 типов [2i]. Дополнительные субъединицы (такие, для которых не имеется гомологов в бактериальном и хлоропластном ферментах) принадлежат в основном Fo-субкомплексу. «Классический» митохондриальный Fi (фермент дрожжей или млекопитающих) содержит лишь одну дополнительную субъединицу, называемую 8. В свою очередь, гомолог бактериальной и хлоропластной s в митохондриальном Fi называется 5, а гомолог бактериальной и хлоропластной 5 в составе митохондрий носит название OSCP (от ошибочного названия «oligomycin sensiti-

Bacillus sp. PS3 Saccharomyces cerevisiae

+p* а к*

'У' пространство

Рис. 4.2. Структура периферических стеблей эубактериального и митохондриального FoF1. Слева: FoF1 эубактерии Bacillus sp. PS3 ([10], PDB ID: 6N2Z). Справа: FoFi из митохондрий пекарских дрожжей Saccharomyces cerevisiae ([20], PDB ID: 6CP6). Для каждого из ферментов показан общий вид сбоку и вид со стороны периферического стебля. Субъединицы, составляющие периферический стебель, окрашены каждая в отдельный цвет; в серый цвет окрашены субъединицы, не относящиеся к периферическому стеблю. Звездочкой (*) отмечены субъединицы митохондриального фермента, участвующие в димеризации. Подчеркнуты названия субъединиц, гомологичных субъединицам FoF1 эубактерий (кроме субъединицы b, см. в тексте). В скобках приведены альтернативные названия субъединиц фермента дрожжей. Черным шрифтом указаны субъединицы митохондриального Fo, не разрешенные в представленной структурной модели мономерного FoFi.

vity conferring protein» - «белок, придающий чувствительность к олигомицину» [22]).

Строение митохондриального Fo-субкомплекса заметно сложнее, чем Fo бактерий и хлоропластов (Рис. 4.2). От бактериального предка Fo митохондрий унаследовал лишь с-кольцо и субъединицу a, необходимые для осуществления протонного транспорта. Имеется также субъединица b, которая, подобно субъединице b бактерий, представляет собой вытянутый а-спиральный белок и в составе периферического стебля соединяет F i с мембранной частью фермента. Тем не менее, аминокислотные последовательности митохондриальной и бактериальной b-субъединиц практически не имеют сходства [23]. Кроме того, в отличие от Fo бактерий, митохондриальный фермент содержит лишь одну копию субъединицы b. Структурную функцию второй копии b в митохондриальном ферменте выполняют три другие субъединицы. В верхней части периферического стебля располагается субъединица F6 (h), которая вместе с b связывается с субъединицей OSCP в составе Fi. Среднюю часть периферического стебля занимает субъединица d. Наконец, в основании периферического стебля располагается погруженная в толщу мембраны субъединица A6L [20]. Мембранная часть митохондриального Fo содержит также субъединицы f e, g и ещё несколько полипептидов. Так, в состав Fo-субкомплекса млекопитающих (в частности, быка Bos taurus) входят протеолипиды MLQ (6.8PL) и

ВЛР1Т [24-26], а в состав Fo дрожжей - полипептиды ^ и k. Некоторые исследователи считают, что 6.8PL и а также DAPIT и k являются ортологами [27]. Имеются данные о наличии у дрожжей cerevisiae и Pichia angusta ещё одной субъединицы Fo, называемой l и являющейся ортологом k [28]. Для некоторых субъединиц митохонд-риальных FoFl в литературе можно встретить альтернативные названия; они приведены в скобках в Таблице 4.1.

Стоит отметить, что подавляющее большинство исследований структуры и субъединичного состава эукариотических митохондриальных АТФ-синтаз проводилось на ферментах из модельных организмов, принадлежащих к группе заднежгутиковых

Таблица 4.1. Субъединичный состав Fc^-комплексов бактерий (на примере кишечной палочки E. coli), хлоропластов (на примере шпината Spinacea oleracea) и митохондрий быка (Bos taurus) и пекарских дрожжей (Saccharomyces cerevisiae). В скобках указаны альтернативные названия для некоторых субъединиц, встречаемые в литературе. Субъединичный состав митохондриального FOF1 организмов других таксономических групп может в заметной степени отличаться от указанного в таблице.

Бактерии Хлоропласты Митохондрии Функция

E. coli S. oleracea S. cerevisiae B. taurus

Fi а A а а Катализ, регуляция

ß В ß ß Катализ, регуляция

Y Г Y Y Катализ, структурная роль, регуляция в ферменте хлоропластов

5 A OSCP (5) OSCP Структурная

£ E 5 5 Структурная; регуляция в хлоропластах и у некоторых бактерий

- - £ £ Структурная

Fo a a (IV) a (6) a Протонный транспорт

b2 b (I), ¿'(II) b (4) b Структурная, в митохондриях -димеризация

cio ci4 (III) cio (9) c8 Протонный транспорт

- - d d Структурная

- - e e Структурная, димеризация

- - f f Структурная, протонный транспорт

- - h F6 Структурная

- - g g Структурная, предполагается участие в димеризации

- - 8 (ATP8, aapi) A6L Структурная

- - i (j) MLQ (6.8PL) Предположительно участвует в сборке и димеризации

- - k DAPIT Предположительно участвует в олигомеризации димеров

- - l - Функция неясна

(Opisthokonta), включающей в себя животных и грибы. Вместе с тем митохондриальные FoFi из эукариот других групп заметно отличаются от «канонических» ферментов млекопитающих и дрожжей. Эти отличия в основном связаны со строением субкомплекса Fo, т.е. мембранной части и периферического стебля, которые по большей части состоят из особых субъединиц, не имеющих гомологов в АТФ-синтазе дрожжей или млекопитающих и характерных только для данной таксономической группы. По своему размеру и весу такие FoFi заметно превосходят FoFi дрожжей или быка (порядка 600 кДа). В литературе описаны митохондриальные АТФ-синтазы хлорофициевых водорослей (класс Chlorophyceae: Chlamydomonas reinhardtii и Polytomella sp., 10 специфических субъединиц в составе Fo, вес мономера около 800 кДа [29]), эвгленовых (класс Euglenozoa: Euglena gracilis, 13 специфических субъединиц в Fo, вес мономера около 1 МДа [30]) и споровиков (тип Apicomplexa: Toxoplasma gondii, 17 специфических субъединиц в Fo, вес мономера около 900 кДа [31]). Из «канонических» субъединиц Fo эти ферменты содержат только с-кольцо и субъединицу a; в некоторых случаях предполагают еще несколько родственных субъединиц. У эвгленовых, по крайней мере у E. gracilis и трипаносомы T. brucei, имеются также дополнительные субъединицы в составе Fi: это три копии субъединицы p18, каждая из которых связана с внешней поверхностью одной из a-субъединиц и не участвует в катализе, однако необходима для правильной сборки комплекса [30,32,33].

Важной особенностью митохондриальных АТФ-синтаз является их способность образовывать димеры. Она описана для ферментов дрожжей [34,35], водорослей [29,30,36,37], простейших [31,38], высших растений [39] и позвоночных [40] и, по всей видимости, присуща всем митохондриальным FoF1. Две молекулы АТФ-синтазы в составе димера соединяются между собой мембранными частями и/или периферическими стеблями, а Fl-субкомплексы разнесены в пространстве; таким образом, димер имеет V-образную или U-образную форму. Выделяют несколько типов димеров, характерных для определенных групп эукариот [41]. Строение димера определяется строением Fo-субкомплекса; между участвующими в димеризации субъединицами Fo митохондриальных АТФ-синтаз из разных таксономических групп гомология наблюдается не всегда. Совсем недавно было напрямую продемонстрировано, что димеры АТФ-синтазы при реконструкции в липосомы за счет своей формы изгибают мембрану, а также самопроизвольно собираются в протяженные ряды [42]. Именно эти ряды, по-видимому, обеспечивают формирование митохондриальных крист, располагаясь вдоль складок внутренней митохондриальной мембраны. Так, показано, что у дрожжей

S. cerevisiae делеции участвующих в димеризации субъединиц Fo приводят к изменению морфологии митохондрий: кристы исчезают вовсе или их число резко снижается, а форма меняется с пластинчатой или тубулярной на округлую [43-45]. Для АТФ-синтаз некоторых организмов предполагают олигомеризацию более высоких порядков, которую также связывают со строением крист. Например, у инфузории Tetrahyme-na thermophila АТФ-синтаза образует тетрамеры, которые приводят к формированию тубулярных крист [38], а у токсоплазмы Toxoplasma gondii димеры АТФ-синтазы укладываются в пентагональную структуру, благодаря которой мембрана образует луковицеобразные выросты [3i].

Важно отметить, что описанные в этом разделе различия в устройстве АТФ-синтаз из разных организмов никак не затрагивают каталитическое ядро фермента: субъединицы, участвующие непосредственно в катализе синтеза/гидролиза АТФ (а, ß, у) и в протонном транспорте (a, c) обнаружены в составе всех известных на данный момент функциональных АТФ-синтаз, и обладают заметным структурным сходством. Аминокислотные последовательности субъединиц а, ß и у (в особенности а и ß) характеризуются очень высокой степенью консервативности. Последовательности субъединиц a и c гораздо более вариабельны, однако ключевые аминокислотные остатки, участвующие в переносе протонов, практически абсолютно консервативны. Все это позволяет распространить выводы, сделанные в ходе исследований катализа на ферменте быка и ряда бактерий, на все АТФ-синтазы в целом. Вместе с тем регуля-торные механизмы АТФ-синтаз из разных организмов весьма разнообразны и обеспечивают эффективную работу фермента в широком спектре условий.

4.2. Каталитические механизмы АТФ-синтазы

В присутствии ионов Mg2+ АТФ-синтаза катализирует реакцию, соответствующую уравнению:

АДФ + Фн + mH+ ~ АТФ + №o, (i)

где Фн - неорганический фосфат. В зависимости от рН среды, в которой находится Fi, синтез АТФ может сопровождаться поглощением протонов (а гидролиз, напротив, их выделением); это связано с различием между суммарной кислотностью субстратов (АДФ и фосфата) и кислотностью продукта реакции (АТФ). В уравнении (1) число таких протонов отражает коэффициент m, который при рН > 7,2 приблизительно равняется i. На m также влияет концентрация ионов Mg2+, которые с неодинаковой аффинностью образуют комплексы с нуклеотидами и фосфатом.

Изменение свободной энергии Гиббса для реакции синтеза АТФ (1) описывается уравнением

АСдтф = А+ RT-In (-[АФ-), (2)

АТФ [АДФ]-[Фн]'[Н+]т

где ^САТф- 30 кДж/моль - стандартное изменение энергии Гиббса для реакции синтеза АТФ при рН = 7,0; R - универсальная газовая постоянная (8,314 Дж/(моль-К)), Т -температура в кельвинах (К); квадратными скобками обозначены молярные концентрации реагирующих веществ. С учетом примерных концентраций веществ-участников реакции в живых клетках (несколько мМ АТФ, сотни мкМ АДФ, десятки мМ фосфата, рН - 7,3), ^САТф- 50 кДж/моль. Такая теоретическая оценка хорошо согласуется с экспериментальными работами по определению этой величины [46]. Таким образом, синтез АТФ в клетках сопряжен с совершением работы.

Согласно хемиосмотической теории Митчелла [47], эту работу осуществляют мембранные цепи переноса электронов: например, дыхательная цепь - набор окислительно-восстановительных ферментов и коферментов, переносящих электроны с восстановительных эквивалентов на кислород, или фотосинтетические электрон-транспортные цепи, по которым электроны движутся от фотоокисленного хлорофилла к акцептору. Функционирование таких цепей сопровождается трансмембранным переносом протонов и приводит к возникновению на мембране протон-движущей силы, которая используется АТФ-синтазой для синтеза АТФ. Помимо «классических» протонных АТФ-синтаз, существуют также натрий-транслоцирующие ферменты, использующие для синтеза АТФ энергию электрохимического градиента ионов натрия [48]. К ним относятся, например, FoFi АТФ-синтаза анаэробной эубактерии Propioni-genium modestum [49,50] и FoFi эубактерии Ilyobacter tartaricus, которая также является строгим анаэробом [51,52]. Некоторые исследователи считают такие ферменты и натриевую энергетику в целом более древними с точки зрения эволюционного процесса [53,54]. Структурные особенности натрий-зависимых АТФ-синтаз рассматриваются ниже в разделе «Транспорт ионов Fo-субкомплексом». Здесь же для простоты будет обсуждаться только протонная энергетика, поскольку все сказанное в равной степени применяется и к натриевой.

Протон-движущая сила (pmf, protonmotive force) обычно складывается из двух составляющих: концентрационного протонного градиента рН (ApH) и трансмембранной разности электрического потенциала (Ay) - и измеряется в милливольтах. В русскоязычной литературе более широко употребляется понятие A/wh+. Эта величина измеря-

ется в кДж/моль и показывает, какая энергия высвобождается или тратится при транспорте 1 моль протонов через мембрану. Протон-движущая сила и А^ы+ связываются уравнениями:

Дын+ = —РА'ф + 2,3 ■ ИТ ■ АрН (3а),

pmf = = Агр- 2.3 ■ — ■АрН (3б),

Р Р

где F - число Фарадея (96 485,3 Кл/моль), R - универсальная газовая постоянная (8,314 Дж/(моль-К)), Т - температура в кельвинах (К), АрН - разность рН между положительно и отрицательно заряженными сторонами мембраны. При комнатной температуре (25°С) уравнение для протон-движущей силы приобретает вид:

рт/ « А^ -60 мВ ■ АрН (3в);

таким образом, при изменении АрН на единицу протон-движущая сила меняется примерно на 60 мВ.

При термодинамическом равновесии энергия переноса через мембрану протонов должна соответствовать изменению свободной энергии Гиббса для синтеза АТФ: п-Ады+ =^^атф (4),

где п - число переносимых через мембрану протонов на молекулу АТФ. Это число зависит от стехиометрии с-кольца и лежит в пределах 2,67-5,67. Таким образом, принимая АСатф% 50 кДж/моль, можно заключить, что равновесию соответствуют значения А^н+ от 8,8 до 18,5 кДж/моль (т.е. pmf от 90 до 200 мВ) в зависимости от организма [55,56].

В условиях равновесия реакция, катализируемая АТФ-синтазой, идет как в прямом, так и в обратном направлении; скорости синтеза и гидролиза АТФ равны. В случае, когда энергия трансмембранного переноса протонов превышает энергию синтеза АТФ, транспорт протонов идет в соответствии с градиентом и фермент катализирует синтез; если наоборот - фермент гидролизует АТФ, переносит протоны через мембрану и сам является генератором А^н+. Пассивная утечка протонов через сопряженную АТФ-синтазу в живых клетках, по всей видимости, не происходит: так, на хроматофорах КЬ. сарзи^т утечку протонов удалось наблюдать только при снижении концентрации нуклеотидов до нескольких мкМ [57].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Лапашина Анна Сергеевна, 2021 год

10. Список цитируемой литературы

1. Haagsma A.C. et al. Selectivity of TMC207 towards mycobacterial ATP synthase compared with that towards the eukaryotic homologue // Antimicrob. Agents Chemother. 2009. Vol. 53, № 3. P. 1290-1292.

2. Balemans W. et al. Novel antibiotics targeting respiratory ATP synthesis in Gram-positive pathogenic bacteria // Antimicrob. Agents Chemother. 2012. Vol. 56, № 8. P. 4131-4139.

3. Ferrandiz M.J., de la Campa A.G. The membrane-associated F0F1 ATPase is essential for the viability of Streptococcus pneumoniae // FEMS Microbiol. Lett. 2002. Vol. 212, № 1. P. 133-138.

4. Glasser N.R., Kern S.E., Newman D.K. Phenazine redox cycling enhances anaerobic survival in Pseudomonas aeruginosa by facilitating generation of ATP and a protonmotive force // Mol. Microbiol. 2014. Vol. 92, № 2. P. 399-412.

5. Poulsen B.E. et al. Defining the core essential genome of Pseudomonas aeruginosa // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2019. Vol. 116, № 20. P. 10072-10080.

6. Jones S.A. et al. Respiration of Escherichia coli in the mouse intestine // Infect. Immun. 2007. Vol. 75, № 10. P. 4891-4899.

7. Northen H. et al. Salmonella enterica serovar Typhimurium mutants completely lacking the F0F1 ATPase are novel live attenuated vaccine strains // Vaccine. 2010. Vol. 28, № 4. P. 940-949.

8. Schneider E., Altendorf K. Bacterial adenosine 5'-triphosphate synthase (F1F0): purification and reconstitution of F0 complexes and biochemical and functional characterization of their subunits // Microbiol. Rev. 1987. Vol. 51, № 4. P. 477-497.

9. Dunn S.D., Heppel L.A. Properties and functions of the subunits of the Escherichia coli coupling factor ATPase // Arch. Biochem. Biophys. 1981. Vol. 210, № 2. P. 421-436.

10. Guo H., Suzuki T., Rubinstein J.L. Structure of a bacterial ATP synthase // eLife. 2019. Vol. 8.

11. Meier T. et al. The central plug in the reconstituted undecameric c cylinder of a bacterial ATP synthase consists of phospholipids // FEBS Lett. Wiley Online Library, 2001. Vol. 505, № 3. P. 353-356.

12. Vlasov A.V. et al. Unusual features of the c-ring of F1F0 ATP synthases // Sci. Rep. 2019. Vol. 9, № 1. P. 18547.

13. Hahn A. et al. Structure, mechanism, and regulation of the chloroplast ATP synthase // Science. 2018. Vol. 360, № 6389.

14. Weber J. ATP synthase: subunit-subunit interactions in the stator stalk // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1757, № 9-10. P. 1162-1170.

15. Falk G., Walker J.E. DNA sequence of a gene cluster coding for subunits of the Fo membrane sector of ATP synthase in Rhodospirillum rubrum. Support for modular evolution of the F1 and Fo sectors // Biochem. J. Portland Press Limited, 1988. Vol. 254, № 1. P.109-122.

16. Dibrova D.V., Galperin M.Y., Mulkidjanian A.Y. Characterization of the N-ATPase, a distinct, laterally transferred Na+-translocating form of the bacterial F-type membrane ATPase // Bioinformatics. 2010. Vol. 26, № 12. P. 1473-1476.

17. Walker J.E. et al. Identification of the subunits of F1Fo-ATPase from bovine heart mitochondria // Biochemistry. 1991. Vol. 30, № 22. P. 5369-5378.

18. Collinson I.R. et al. Fo membrane domain of ATP synthase from bovine heart mitochondria: purification, subunit composition, and reconstitution with F1-ATPase // Biochemistry. 1994. Vol. 33, № 25. P. 7971-7978.

19. Jonckheere A.I., Smeitink J.A.M., Rodenburg R.J.T. Mitochondrial ATP synthase: architecture, function and pathology // J. Inherit. Metab. Dis. 2012. Vol. 35, № 2. P. 211-225.

20. Srivastava A.P. et al. High-resolution cryo-EM analysis of the yeast ATP synthase in a lipid membrane // Science. 2018. Vol. 360, № 6389.

21. Gu J. et al. Cryo-EM structure of the mammalian ATP synthase tetramer bound with inhibitory protein IF1 // Science. 2019. Vol. 364, № 6445. P. 1068-1075.

22. MacLennan D.H., Tzagoloff A. Studies on the mitochondrial adenosine triphosphatase system. IV. Purification and characterization of the oligomycin sensitivity conferring protein // Biochemistry. 1968. Vol. 7, № 4. P. 1603-1610.

23. Walker J.E., Dickson V.K. The peripheral stalk of the mitochondrial ATP synthase // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1757, № 5-6. P. 286-296.

24. Chen R. et al. Association of two proteolipids of unknown function with ATP synthase from bovine heart mitochondria // FEBS Lett. 2007. Vol. 581, № 17. P. 3145-3148.

25. Ohsakaya S. et al. Knockdown of DAPIT (diabetes-associated protein in insulinsensitive tissue) results in loss of ATP synthase in mitochondria // J. Biol. Chem. 2011. Vol. 286, № 23. P. 20292-20296.

26. Fujikawa M. et al. Population of ATP synthase molecules in mitochondria is limited by available 6.8-kDa proteolipid protein (MLQ) // Genes to Cells. 2014. Vol. 19, № 2. P. 153-160.

27. He J. et al. Assembly of the membrane domain of ATP synthase in human mitochondria // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2018. Vol. 115, № 12. P. 2988-2993.

28. Liu S. et al. The purification and characterization of ATP synthase complexes from the mitochondria of four fungal species // Biochem. J. 2015. Vol. 468, № 1. P. 167-175.

29. Murphy B.J. et al. Rotary substates of mitochondrial ATP synthase reveal the basis of flexible F1-F0 coupling // Science. 2019. Vol. 364, № 6446.

30. Mühleip A., McComas S.E., Amunts A. Structure of a mitochondrial ATP synthase with bound native cardiolipin // eLife. 2019. Vol. 8.

31. Mühleip A. et al. ATP synthase hexamer assemblies shape cristae of Toxoplasma mitochondria // Nat. Commun. 2021. Vol. 12, № 1. P. 120.

32. Montgomery M.G. et al. ATP synthase from Trypanosoma brucei has an elaborated canonical F1-domain and conventional catalytic sites // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2018. Vol. 115, № 9. P. 2102-2107.

33. Gahura O. et al. The F1-ATPase from Trypanosoma brucei is elaborated by three copies of an additional p18-subunit // FEBS J. 2018. Vol. 285, № 3. P. 614-628.

34. Arnold I. et al. Yeast mitochondrial F1F0-ATP synthase exists as a dimer: identification of three dimer-specific subunits // EMBO J. 1998. Vol. 17, № 24. P. 7170-7178.

35. Guo H., Bueler S.A., Rubinstein J.L. Atomic model for the dimeric Fo region of mitochondrial ATP synthase // Science. 2017. Vol. 358, № 6365. P. 936-940.

36. Dudkina N.V. et al. Structure of dimeric ATP synthase from mitochondria: an angular association of monomers induces the strong curvature of the inner membrane // FEBS Lett. 2005. Vol. 579, № 25. P. 5769-5772.

37. van Lis R. et al. Identification of novel mitochondrial protein components of Chlamydomonas reinhardtii. A proteomic approach // Plant Physiol. 2003. Vol. 132, № 1. P. 318-330.

38. Flygaard R.K. et al. Type III ATP synthase is a symmetry-deviated dimer that induces membrane curvature through tetramerization // Nat. Commun. 2020. Vol. 11, № 1. P. 5342.

39. Eubel H., Jänsch L., Braun H.-P. New insights into the respiratory chain of plant mitochondria. Supercomplexes and a unique composition of complex II // Plant Physiology. 2003. Vol. 133. P. 274-286.

40. Strauss M. et al. Dimer ribbons of ATP synthase shape the inner mitochondrial membrane // EMBO J. 2008. Vol. 27, № 7. P. 1154-1160.

41. Kühlbrandt W. Structure and mechanisms of F-type ATP synthases // Annu. Rev. Biochem. 2019. Vol. 88. P. 515-549.

42. Blum T.B. et al. Dimers of mitochondrial ATP synthase induce membrane curvature and self-assemble into rows // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2019.

43. Paumard P. et al. The ATP synthase is involved in generating mitochondrial cristae morphology // EMBO J. 2002. Vol. 21, № 3. P. 221-230.

44. Arselin G. et al. The modulation in subunits e and g amounts of yeast ATP synthase modifies mitochondrial cristae morphology // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 39. P.40392-40399.

45. Davies K.M. et al. Structure of the yeast F1F0-ATP synthase dimer and its role in shaping the mitochondrial cristae // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2012. Vol. 109, № 34. P. 13602-13607.

46. Veech R.L. et al. Relationship between inorganic ion distribution, resting membrane potential, and the AG' of ATP hydrolysis: a new paradigm // FASEB J. 2019. Vol. 33, № 12. P. 13126-13130.

47. Mitchell P. Coupling of phosphorylation to electron and hydrogen transfer by a chemi-osmotic type of mechanism // Nature. 1961. Vol. 191. P. 144-148.

48. Dimroth P., Cook G.M. Bacterial Na+- or H+-coupled ATP synthases operating at low electrochemical potential // Adv. Microb. Physiol. 2004. Vol. 49. P. 175-218.

49. Laubinger W., Dimroth P. Characterization of the ATP synthase of Propionigenium modestum as a primary sodium pump // Biochemistry. 1988. Vol. 27, № 19. P. 7531-7537.

50. Dimroth P. Primary sodium ion translocating enzymes // Biochim. Biophys. Acta. 1997. Vol. 1318, № 1-2. P. 11-51.

51. Neumann S., Matthey U., Kaim G. Purification and properties of the F1F0 ATPase of Ilyobacter tartaricus, a sodium ion pump // J. Bacteriol. 1998. Vol. 8, № 13. P. 3312-3316.

52. Meier T. et al. Structure of the rotor ring of F-type Na+-ATPase from Ilyobacter tartaricus // Science. 2005. Vol. 308, № 5722. P. 659-662.

53. Mulkidjanian A.Y. et al. Evolutionary primacy of sodium bioenergetics // Biol. Direct. 2008. Vol. 3. P. 13.

54. Dibrova D.V. et al. Ancient systems of sodium/potassium homeostasis as predecessors of membrane bioenergetics // Biochemistry . 2015. Vol. 80, № 5. P. 495-516.

55. Steigmiller S., Turina P., Graber P. The thermodynamic H+/ATP ratios of the H+-ATP synthases from chloroplasts and Escherichia coli // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2008. Vol. 105, № 10. P. 3745-3750.

56. Petersen J. et al. Comparison of the H+/ATP ratios of the H+-ATP synthases from yeast and from chloroplast // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2012. Vol. 109, № 28. P. 11150-11155.

57. Feniouk B. A., Mulkidjanian A.Y., Junge W. Proton slip in the ATP synthase of Rhodobacter capsulatus: induction, proton conduction, and nucleotide dependence // Biochim. Biophys. Acta. 2005. Vol. 1706, № 1-2. P. 184-194.

58. Zharova T.V., Vinogradov A.D. Energy-dependent transformation of F0F1-ATPase in Paracoccus denitrificans plasma membranes // J. Biol. Chem. 2004. Vol. 279, № 13. P.12319-12324.

59. Cook G.M. et al. Purification and biochemical characterization of the F1F0-ATP synthase from thermoalkaliphilic Bacillus sp. strain TA2.A1 // J. Bacteriol. 2003. Vol. 185, № 15. P. 4442-4449.

60. Hoffmann A., Dimroth P. The ATPase of Bacillus alcalophilus. Purification and properties of the enzyme // Eur. J. Biochem. 1990. Vol. 194, № 2. P. 423-430.

61. Hicks D.B., Krulwich T.A. Purification and reconstitution of the F1F0-ATP synthase from alkaliphilic Bacillus firmus 0F4. Evidence that the enzyme translocates H+ but not Na+ // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 33. P. 20547-20554.

62. Rondelez Y. et al. Highly coupled ATP synthesis by F1-ATPase single molecules // Nature. 2005. Vol. 433, № 7027. P. 773-777.

63. Cross R.L., Nalin C.M. Adenine nucleotide binding sites on beef heart F1-ATPase. Evidence for three exchangeable sites that are distinct from three noncatalytic sites // J. Biol. Chem. 1982. Vol. 257, № 6. P. 2874-2881.

64. Malyan A.N. Noncatalytic nucleotide binding sites: properties and mechanism of involvement in ATP synthase activity regulation // Biochemistry (Moscow). 2013. Vol. 78, № 13. P. 1512-1523.

65. Senior A.E. Catalytic sites of Escherichia coli F1-ATPase // J. Bioenerg. Biomembr. 1992. Vol. 24, № 5. P. 479-484.

66. Cingolani G., Duncan T.M. Structure of the ATP synthase catalytic complex (F1) from Escherichia coli in an auto-inhibited conformation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2011. Vol. 18, № 6. P. 701-707.

67. Weber J. et al. Specific placement of tryptophan in the catalytic sites of Escherichia coli F1-ATPase provides a direct probe of nucleotide binding: maximal ATP hydrolysis occurs with three sites occupied // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268. P. 20126-20133.

68. Senior A.E., Wilke-Mounts S., al-Shawi M.K. Lysine 155 in beta-subunit is a catalytic residue of Escherichia coli F1 ATPase // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268, № 10. P. 6989-6994.

69. Senior A.E., Nadanaciva S., Weber J. The molecular mechanism of ATP synthesis by F1F0-ATP synthase // Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 2002. Vol. 1553, № 3. P. 188-211.

70. Senior A.E., al-Shawi M.K. Further examination of seventeen mutations in Escherichia coli F1-ATPase beta-subunit // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, № 30. P. 2147121478.

71. Walker J.E. et al. Distantly related sequences in the alpha- and beta-subunits of ATP synthase, myosin, kinases and other ATP-requiring enzymes and a common nucleotide binding fold // EMBO J. 1982. Vol. 1, № 8. P. 945-951.

72. Weber J. et al. Mg2+ coordination in catalytic sites of F1-ATPase // Biochemistry. 1998. Vol. 37, № 2. P. 608-614.

73. Komoriya Y. et al. Principal role of the arginine finger in rotary catalysis of F1-ATPase // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287, № 18. P. 15134-15142.

74. Nadanaciva S. et al. Importance of F1-ATPase residue alpha-Arg-376 for catalytic transition state stabilization // Biochemistry. 1999. Vol. 38, № 47. P. 15493-15499.

75. Nadanaciva S., Weber J., Senior A.E. Binding of the transition state analog MgADP-fluoroaluminate to F1-ATPase // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, № 11. P. 7052-7058.

76. Menz R.I., Walker J.E., Leslie A.G. Structure of bovine mitochondrial F1-ATPase with nucleotide bound to all three catalytic sites: implications for the mechanism of rotary catalysis // Cell. 2001. Vol. 106, № 3. P. 331-341.

77. Rees D.M. et al. Structural evidence of a new catalytic intermediate in the pathway of ATP hydrolysis by F1-ATPase from bovine heart mitochondria // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2012. Vol. 109, № 28. P. 11139-11143.

78. Rao R., Al-Shawi M.K., Senior A.E. Trinitrophenyl-ATP and-ADP bind to a single nucleotide site on isolated beta-subunit of Escherichia coli F1-ATPase. In vitro assembly

of F1-subunits requires occupancy of the nucleotide-binding site on beta-subunit by nucleoside triphosphate // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 12. P. 5569-5573.

79. Ono S. et al. Origin of apparent negative cooperativity of F1-ATPase // Biochim. Biophys. Acta. 2003. Vol. 1607, № 1. P. 35-44.

80. Al-Shawi M.K., Parsonage D., Senior A. E. Adenosine triphosphatase and nucleotide binding activity of isolated beta-subunit preparations from Escherichia coli F1F0-ATP synthase // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 10. P. 5595-5601.

81. Kagawa Y., Ohta S., Otawara-Hamamoto Y. a3ß3 complex of thermophilic ATP synthase. Catalysis without the y-subunit // FEBS Lett. Elsevier, 1989. Vol. 249, № 1. P. 67-69.

82. Gao F. et al. In vitro assembly of the core catalytic complex of the chloroplast ATP synthase // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270, № 17. P. 9763-9769.

83. Kaibara C. et al. Structural asymmetry of F1-ATPase caused by the y subunit generates a high affinity nucleotide binding site // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 5. P. 24332438.

84. Dunn S.D., Tozer R.G., Zadorozny V.D. Activation of Escherichia coli F1-ATPase by lauryldimethylamine oxide and ethylene glycol: relationship of ATPase activity to the interaction of the epsilon and beta subunits // Biochemistry. 1990. Vol. 29, № 18. P. 43354340.

85. Ishmukhametov R.R., Galkin M. A., Vik S.B. Ultrafast purification and reconstitution of His-tagged cysteine-less Escherichia coli F1F0 ATP synthase // Biochim. Biophys. Acta. 2005. Vol. 1706, № 1-2. P. 110-116.

86. Suzuki T. et al. Chemomechanical coupling of human mitochondrial F1-ATPase motor // Nat. Chem. Biol. 2014. Vol. 10, № 11. P. 930-936.

87. Matsuno-Yagi A., Hatefi Y. Estimation of the turnover number of bovine heart F0F1 complexes for ATP synthesis // Biochemistry. 1988. Vol. 27, № 1. P. 335-340.

88. Etzold C., Deckers-Hebestreit G., Altendorf K. Turnover number of Escherichia coli F0F1 ATP synthase for ATP synthesis in membrane vesicles // Eur. J. Biochem. 1997. Vol. 243, № 1-2. P. 336-343.

89. Boyer P.D. The ATP synthase -- a splendid molecular machine // Annu. Rev. Biochem. 1997. Vol. 66. P. 717-749.

90. Grubmeyer C., Cross R.L., Penefsky H.S. Mechanism of ATP hydrolysis by beef heart mitochondrial ATPase. Rate constants for elementary steps in catalysis at a single site // J. Biol. Chem. 1982. Vol. 257, № 20. P. 12092-12100.

91. Al-Shawi M.K., Senior A.E. Complete kinetic and thermodynamic characterization of the unisite catalytic pathway of Escherichia coli F1-ATPase. Comparison with mitochondrial F1-ATPase and application to the study of mutant enzymes // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 36. P. 19640-19648.

92. al-Shawi M.K., Senior A.E. Catalytic sites of Escherichia coli F1-ATPase. Characterization of unisite catalysis at varied pH // Biochemistry. 1992. Vol. 31, № 3. P. 878885.

93. Park J.O. et al. Metabolite concentrations, fluxes and free energies imply efficient enzyme usage // Nat. Chem. Biol. 2016. Vol. 12, № 7. P. 482-489.

94. Boyer P.D., Cross R.L., Momsen W. A new concept for energy coupling in oxidative phosphorylation based on a molecular explanation of the oxygen exchange reactions // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1973. Vol. 70, № 10. P. 2837-2839.

95. Penefsky H.S. Energy-dependent dissociation of ATP from high affinity catalytic sites of beef heart mitochondrial adenosine triphosphatase // J. Biol. Chem. 1985. Vol. 260, № 25. P. 13735-13741.

96. Xiao R., Penefsky H.S. Unisite catalysis and the delta subunit of F1-ATPase in Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, № 30. P. 19232-19237.

97. Souid A.K., Penefsky H.S. Energetics of ATP dissociation from the mitochondrial ATPase during oxidative phosphorylation // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270, № 16. P. 9074-9082.

98. Al-Shawi M.K., Parsonage D., Senior A.E. Thermodynamic analyses of the catalytic pathway of F1-ATPase from Escherichia coli. Implications regarding the nature of energy coupling by F1-ATPases // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 8. P. 4402-4410.

99. Senior A.E. The proton-translocating ATPase of Escherichia coli // Annu. Rev. Biophys. 1990. Vol. 19, № 1. P. 7-41.

100. Penefsky H.S., Cross R.L. Structure and mechanism of FoF1-type ATP synthases and ATPases // Adv. Enzymol. Relat. Areas Mol. Biol. 1991. Vol. 64. P. 173-214.

101. Weber J., Senior A.E. Catalytic mechanism of F1-ATPase // Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1997. Vol. 1319, № 1. P. 19-58.

102. Abrahams J.P. et al. Structure at 2.8 A resolution of F1-ATPase from bovine heart mitochondria // Nature. 1994. Vol. 370. P. 621-628.

103. Weber J., Wilke-Mounts S., Senior A.E. Cooperativity and stoichiometry of substrate binding to the catalytic sites of Escherichia coli F1-ATPase. Effects of magnesium, inhibitors, and mutation // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, № 32. P. 20462-20467.

104. Dou C., Fortes G., Allison W.S. The alpha3(betaY341W)3gamma subcomplex of the F1-ATPase from the thermophilic Bacillus PS3 fails to dissociate ADP when MgATP is hydrolyzed at a single catalytic site and attains maximal velocity when three catalytic sites are saturated with MgATP // Biochemistry. 1998. Vol. 37. P. 16757-16764.

105. Syroeshkin A.V. et al. Kinetic mechanism of F0F1 mitochondrial ATPase: Mg2+ requirement for MgATP hydrolysis // Biochemistry . 1999. Vol. 64, № 10. P. 1128-1137.

106. Milgrom Y.M., Murataliev M.B., Boyer P.D. Bi-site activation occurs with the native and nucleotide-depleted mitochondrial F1-ATPase // Biochem. J. 1998. Vol. 330 (Pt 2). P.1037-1043.

107. Ren H., Allison W.S. Substitution of ßGlu201 in the a3ß3y subcomplex of the F1-ATPase from the thermophilic Bacillus PS3 increases the affinity of catalytic sites for nucleotides // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 14. P. 10057-10063.

108. Weber J. et al. Tryptophan fluorescence provides a direct probe of nucleotide binding in the noncatalytic sites of Escherichia coli F1-ATPase // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, № 15. P. 11261-11268.

109. Duncan T.M. et al. Rotation of subunits during catalysis by Escherichia coli F1-ATPase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1995. Vol. 92, № 24. P. 10964-10968.

110. Noji H. et al. Direct observation of the rotation of F1-ATPase // Nature. 1997. Vol. 386, № 6622. P. 299-302.

111. Yasuda R. et al. F1-ATPase is a highly efficient molecular motor that rotates with discrete 120 degree steps // Cell. 1998. Vol. 93, № 7. P. 1117-1124.

112. Yasuda R. et al. Resolution of distinct rotational substeps by submillisecond kinetic analysis of F1-ATPase // Nature. 2001. Vol. 410, № 6831. P. 898-904.

113. Shimabukuro K. et al. Catalysis and rotation of F1 motor: cleavage of ATP at the catalytic site occurs in 1 ms before 40 substep rotation // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2003. Vol. 100, № 25. P. 14731-14736.

114. Nishizaka T. et al. Chemomechanical coupling in F1-ATPase revealed by simultaneous observation of nucleotide kinetics and rotation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2004. Vol. 11, № 2. P. 142-148.

115. Adachi K. et al. Coupling of rotation and catalysis in F1-ATPase revealed by single-molecule imaging and manipulation // Cell. 2007. Vol. 130, № 2. P. 309-321.

116. Masaike T. et al. Cooperative three-step motions in catalytic subunits of F1-ATPase correlate with 80 degrees and 40 degrees substep rotations // Nat. Struct. Mol. Biol. 2008. Vol. 15, № 12. P. 1326-1333.

117. Okuno D., Iino R., Noji H. Rotation and structure of F0F1-ATP synthase // J. Biochem. 2011. Vol. 149, № 6. P. 655-664.

118. Walker J.E. The ATP synthase: the understood, the uncertain and the unknown // Biochem. Soc. Trans. 2013. Vol. 41, № 1. P. 1-16.

119. Sugawa M. et al. F1-ATPase conformational cycle from simultaneous single-molecule FRET and rotation measurements // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2016. P. 1524720113.

120. Uchihashi T. et al. High-speed atomic force microscopy reveals rotary catalysis of rotorless Fi-ATPase // Science. 2011. Vol. 333, № 6043. P. 755-758.

121. Iino R., Noji H. Rotary catalysis of the stator ring of F1-ATPase // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 2012. Vol. 1817, № 10. P. 1732-1739.

122. Czub J., Grubmüller H. Rotation triggers nucleotide-independent conformational transition of the empty ß subunit of F1-ATPase // J. Am. Chem. Soc. 2014. Vol. 136, № 19. P. 6960-6968.

123. Ueno H. et al. ATP-driven stepwise rotation of F0F1-ATP synthase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. Vol. 102, № 5. P. 1333-1338.

124. Bilyard T. et al. High-resolution single-molecule characterization of the enzymatic states in Escherichia coli F1-ATPase // Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 2013. Vol. 368, № 1611. P. 20120023.

125. Zarco-Zavala M. et al. The 3*120° rotary mechanism of Paracoccus denitrificans F1-ATPase is different from that of the bacterial and mitochondrial F1-ATPases // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2020. Vol. 117, № 47. P. 29647-29657.

126. Fischer S. et al. ATP synthesis catalyzed by the ATP synthase of Escherichia coli reconstituted into liposomes // Eur. J. Biochem. 1994. Vol. 225, № 1. P. 167-172.

127. Al-Shawi M.K., Ketchum C.J., Nakamoto R.K. The Escherichia coli F0F1 gammaM23K uncoupling mutant has a higher K0.5 for Pi. Transition state analysis of this mutant and others reveals that synthesis and hydrolysis utilize the same kinetic pathway // Biochemistry. 1997. Vol. 36, № 42. P. 12961-12969.

128. Dewey T.G., Hammes G.G. Steady state kinetics of ATP synthesis and hydrolysis catalyzed by reconstituted chloroplast coupling factor // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256, № 17. P. 8941-8946.

129. Junesch U., Gräber P. The rate of ATP-synthesis as a function of ApH and Ay catalyzed by the active, reduced H+-ATPase from chloroplasts // FEBS Lett. 1991. Vol. 294, № 3. P.275-278.

130. Vinogradov A.D. Steady-state and pre-steady-state kinetics of the mitochondrial F1F0 ATPase: is ATP synthase a reversible molecular machine? // J. Exp. Biol. 2000. Vol. 203. P. 41-49.

131. Weber J., Senior A.E. ATP synthase: what we know about ATP hydrolysis and what we do not know about ATP synthesis // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. 2000. Vol. 1458, № 2. P. 300-309.

132. Watanabe R. et al. Mechanical modulation of catalytic power on F1-ATPase // Nat. Chem. Biol. 2012. Vol. 8, № 1. P. 86-92.

133. Galkin M.A., Vinogradov A.D. Energy-dependent transformation of the catalytic activities of the mitochondrial F0F1-ATP synthase // FEBS Lett. 1999. Vol. 448, № 1. P. 123-126.

134. Wei J.-M., Howlett B., Jagendorf A. Azide inhibition of chloroplast ATPase is prevented by a high protonmotive force // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. 1988. Vol. 934, № 1. P. 72-79.

135. Chernyak B.V., Khodjaev E.Y. Energization of the membrane prevents the formation of tight inactive complexes of ATPase with MgADP in submitochondrial particles // FEBS Lett. 1989. Vol. 254, № 1. P. 79-82.

136. Junge W., Lill H., Engelbrecht S. ATP synthase: an electrochemical transducer with rotatory mechanics // Trends Biochem. Sci. 1997. Vol. 22, № 11. P. 420-423.

137. Vik S.B., Antonio B.J. A mechanism of proton translocation by F1F0 ATP synthases suggested by double mutants of the a subunit // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, № 48. P. 30364-30369.

138. Allegretti M. et al. Horizontal membrane-intrinsic a-helices in the stator a-subunit of an F-type ATP synthase // Nature. 2015. Vol. 521, № 7551. P. 237-240.

139. Klusch N. et al. Structural basis of proton translocation and force generation in mitochondrial ATP synthase // eLife. 2017. Vol. 6. P. e33274.

140. Miller J.H. Jr et al. Electric field driven torque in ATP synthase // PLoS One. 2013. Vol. 8, № 9. P. e74978.

141. Elston T., Wang H., Oster G. Energy transduction in ATP synthase // Nature. 1998. Vol. 391, № 6666. P. 510-513.

142. Hoppe J. et al. An Asp—Asn substitution in the proteolipid subunit of the ATP-synthase from Escherichia coli leads to a non-functional proton channel // FEBS Lett. 1982. Vol. 145, № 1. P. 21-24.

143. Lightowlers R.N. et al. The proton pore in the Escherichia coli FoF1-ATPase: a requirement for arginine at position 210 of the a-subunit // Biochim. Biophys. Acta. 1987. Vol. 894, № 3. P. 399-406.

144. Jiang W., Fillingame R.H. Interacting helical faces of subunits a and c in the F1F0 ATP synthase of Escherichia coli defined by disulfide cross-linking // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1998. Vol. 95, № 12. P. 6607-6612.

145. Sambongi Y. et al. Mechanical rotation of the c subunit oligomer in ATP synthase (F0F1): direct observation // Science. 1999. Vol. 286, № 5445. P. 1722-1724.

146. Düser M.G. et al. 36 degrees step size of proton-driven c-ring rotation in F0F1-ATP synthase // EMBO J. 2009. Vol. 28, № 18. P. 2689-2696.

147. Ishmukhametov R. et al. Direct observation of stepped proteolipid ring rotation in E. coli F0F1-ATP synthase // EMBO J. 2010. Vol. 29, № 23. P. 3911-3923.

148. Mitome N. et al. Essential arginine residue of the F0-a subunit in F0F1-ATP synthase has a role to prevent the proton shortcut without c-ring rotation in the F0 proton channel // Biochem. J. 2010. Vol. 430, № 1. P. 171-177.

149. Mitchell P. Epilogue: from energetic abstraction to biochemical mechanism // Symp. Soc. Gen. Microbiol. 1977. Vol. 27. P. 383-423.

150. Mulkidjanian A.Y. Proton in the well and through the desolvation barrier // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1757, № 5-6. P. 415-427.

151. Fischer S., Gräber P. Comparison of ApH-and A^-driven ATP synthesis catalyzed by the H+-ATPases from Escherichia coli or chloroplasts reconstituted into liposomes // FEBS Lett. 1999. Vol. 457, № 3. P. 327-332.

152. Kaim G., Dimroth P. Voltage-generated torque drives the motor of the ATP synthase // EMBO J. 1998. Vol. 17, № 20. P. 5887-5895.

153. Soga N. et al. Kinetic equivalence of transmembrane pH and electrical potential differences in ATP synthesis // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287, № 12. P. 9633-9639.

154. Laubinger W., Dimroth P. The sodium ion translocating adenosine triphosphatase of Propionigenium modestum pumps protons at low sodium ion concentrations // Biochemistry. 1989. Vol. 28, № 18. P. 7194-7198.

155. Leone V. et al. 0n the principle of ion selectivity in Na+/H+-coupled membrane proteins: experimental and theoretical studies of an ATP synthase rotor // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2015. Vol. 112, № 10. P. E1057-E1066.

156. Krah A. et al. Structural and energetic basis for H+ versus Na+ binding selectivity in ATP synthase F0 rotors // Biochim. Biophys. Acta. 2010. Vol. 1797, № 6-7. P. 763-772.

157. von Ballmoos C., Wiedenmann A., Dimroth P. Essentials for ATP synthesis by F1F0 ATP synthases // Annu. Rev. Biochem. 2009. Vol. 78. P. 649-672.

158. Watt I.N. et al. Bioenergetic cost of making an adenosine triphosphate molecule in animal mitochondria // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2010. Vol. 107, № 39. P. 1682316827.

159. Preiss L. et al. Structure of the mycobacterial ATP synthase F0 rotor ring in complex with the anti-TB drug bedaquiline // Sci Adv. 2015. Vol. 1, № 4. P. e1500106.

160. Sobti M. et al. Cryo-EM structures of the autoinhibited E. coli ATP synthase in three rotational states // eLife. 2016. Vol. 5. P. e21598.

161. Matthies D. et al. The c13 ring from a thermoalkaliphilic ATP synthase reveals an extended diameter due to a special structural region // J. Mol. Biol. 2009. Vol. 388, № 3. P. 611-618.

162. Preiss L. et al. The c-ring stoichiometry of ATP synthase is adapted to cell physiological requirements of alkaliphilic Bacilluspseudofirmus 0F4 // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2013. Vol. 110, № 19. P. 7874-7879.

163. Vollmar M. et al. Structure of the c14 rotor ring of the proton translocating chloroplast ATP synthase // J. Biol. Chem. 2009. Vol. 284, № 27. P. 18228-18235.

164. Pogoryelov D. et al. High-resolution structure of the rotor ring of a proton-dependent ATP synthase // Nat. Struct. Mol. Biol. 2009. Vol. 16, № 10. P. 1068-1073.

165. Schulz S. et al. Molecular architecture of the N-type ATPase rotor ring from Burkholderiapseudomallei // EMB0 Rep. 2017. Vol. 18, № 4. P. 526-535.

166. Pogoryelov D. et al. Engineering rotor ring stoichiometries in the ATP synthase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2012. Vol. 109, № 25. P. E1599-E1608.

167. Cherepanov D.A., Mulkidjanian A.Y., Junge W. Transient accumulation of elastic energy in proton translocating ATP synthase // FEBS Lett. 1999. Vol. 449, № 1. P. 16.

168. Sielaff H. et al. Domain compliance and elastic power transmission in rotary F0F1-ATPase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2008. Vol. 105, № 46. P. 17760-17765.

169. Junge W., Sielaff H., Engelbrecht S. Torque generation and elastic power transmission in the rotary F0F1-ATPase // Nature. 2009. Vol. 459, № 7245. P. 364-370.

170. Schürmann P., Buchanan B.B. The ferredoxin/thioredoxin system of oxygenic photosynthesis // Antioxid. Redox Signal. 2008. Vol. 10, № 7. P. 1235-1274.

171. Kramer D.M., Crofts A.R. Activation of the chloroplast ATPase measured by the electrochromic change in leaves of intact plants // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. 1989. Vol. 976, № 1. P. 28-41.

172. Yang J.-H. et al. Structural basis of redox modulation on chloroplast ATP synthase // Commun Biol. 2020. Vol. 3, № 1. P. 482.

173. Kramer D.M. et al. Regulation of coupling factor in field-grown sunflower: A Redox model relating coupling factor activity to the activities of other thioredoxin-dependent chloroplast enzymes // Photosynth. Res. 1990. Vol. 26, № 3. P. 213-222.

174. Carrillo L.R. et al. Multi-level regulation of the chloroplast ATP synthase: the chloroplast NADPH thioredoxin reductase C (NTRC) is required for redox modulation specifically under low irradiance // Plant J. 2016. Vol. 87, № 6. P. 654-663.

175. Bald D. et al. Redox regulation of the rotation of F1-ATP synthase // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276, № 43. P. 39505-39507.

176. Kohzuma K. et al. Thioredoxin-insensitive plastid ATP synthase that performs moonlighting functions // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2012. Vol. 109, № 9. P. 3293-3298.

177. Kohzuma K. et al. The role of light-dark regulation of the chloroplast ATP Synthase // Front. Plant Sci. 2017. Vol. 8. P. 1248.

178. Hisabori T. et al. Molecular evolution of the modulator of chloroplast ATP synthase: origin of the conformational change dependent regulation // FEBS Lett. 2003. Vol. 545, № 1. P. 71-75.

179. Werner-Grüne S. et al. Insertion of a «chloroplast-like» regulatory segment responsible for thiol modulation into y-subunit of FoF1-ATPase of the cyanobacterium Synechocystis 6803 by mutagenesis of atpC // Mol. Gen. Genet. 1994. Vol. 244, № 2. P. 144150.

180. Sunamura E.-I. et al. Physiological impact of intrinsic ADP inhibition of cyanobacterial F0F1 conferred by the inherent sequence inserted into the gamma subunit // Plant Cell Physiol. 2010. Vol. 51, № 6. P. 855-865.

181. Pullman M.E., Monroy G.C. A naturally occurring inhibitor of mitochondrial adenosine triphosphatase // J. Biol. Chem. 1963. Vol. 238. P. 3762-3769.

182. Gledhill J.R. et al. How the regulatory protein, IF1, inhibits F1-ATPase from bovine mitochondria // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007. Vol. 104, № 40. P. 15671-15676.

183. Cabezón E. et al. Dimerization of bovine F1-ATPase by binding the inhibitor protein, IF1 // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 37. P. 28353-28355.

184. Tomasetig L. et al. Dimerization of F0F1 ATP synthase from bovine heart is independent from the binding of the inhibitor protein IF1 // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1556, № 2-3. P. 133-141.

185. Garcia-Bermudez J., Cuezva J.M. The ATPase inhibitory factor 1 (IF1): A master regulator of energy metabolism and of cell survival // Biochim. Biophys. Acta. 2016. Vol. 1857, № 8. P. 1167-1182.

186. Panchenko M.V., Vinogradov A.D. Interaction between the mitochondrial ATP synthetase and ATPase inhibitor protein. Active/inactive slow pH-dependent transitions of the inhibitor protein // FEBS Lett. Elsevier, 1985. Vol. 184, № 2. P. 226-230.

187. Cabezon E. et al. Modulation of the oligomerization state of the bovine F1-ATPase inhibitor protein, IF1, by pH // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 33. P. 25460-25464.

188. Bason J.V. et al. Pathway of binding of the intrinsically disordered mitochondrial inhibitor protein to F1-ATPase // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2014. Vol. 111, № 31. P. 11305-11310.

189. Garcia-Bermudez J. et al. PKA phosphorylates the ATPase inhibitory factor 1 and inactivates its capacity to bind and inhibit the mitochondrial H+-ATP Synthase // Cell Rep. 2015. Vol. 12, № 12. P. 2143-2155.

190. Ichikawa N., Ando C., Fumino M. Caenorhabditis elegans MAI-1 protein, which is similar to mitochondrial ATPase inhibitor (IF1), can inhibit yeast FoF1-ATPase but cannot be transported to yeast mitochondria // J. Bioenerg. Biomembr. 2006. Vol. 38, № 2. P. 93-99.

191. Chimeo C. et al. The shrimp mitochondrial FoF1-ATPase inhibitory factor 1 (IF1) // J. Bioenerg. Biomembr. 2015. Vol. 47, № 5. P. 383-393.

192. Norling B. et al. Evidence for an endogenous ATPase inhibitor protein in plant mitochondria. Purification and characterization // Eur. J. Biochem. 1990. Vol. 188, № 2. P. 247-252.

193. Polgreen K.E. et al. Primary structure and properties of the inhibitory protein of the mitochondrial ATPase (H+-ATP synthase) from potato // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1995. Vol. 1229, № 2. P. 175-180.

194. Nakazono M. et al. Characterization of two cDNA clones encoding isozymes of the F1F0-ATPase inhibitor protein of rice mitochondria // Planta. 2000. Vol. 210, № 2. P. 188194.

195. Yoshida Y. et al. Isolation of a gene for a regulatory 15-kDa subunit of mitochondrial F1Fo-ATPase and construction of mutant yeast lacking the protein // Eur. J. Biochem. 1990. Vol. 192, № 1. P. 49-53.

196. Hashimoto T., Yoshida Y., Tagawa K. Simultaneous bindings of ATPase inhibitor and 9K protein to F1Fo-ATPase in the presence of 15K protein in yeast mitochondria // J. Biochem. 1990. Vol. 108, № 1. P. 17-20.

197. Robinson G.C. et al. The structure of F1-ATPase from Saccharomyces cerevisiae inhibited by its regulatory protein IFX // Open Biol. 2013. Vol. 3, № 2. P. 120164.

198. Cabezón E. et al. Homologous and heterologous inhibitory effects of ATPase inhibitor proteins on F-ATPases // J. Biol. Chem. 2002. Vol. 277, № 44. P. 41334-41341.

199. Ichikawa N., Ogura C. Overexpression, purification, and characterization of human and bovine mitochondrial ATPase inhibitors: comparison of the properties of mammalian and yeast ATPase inhibitors // J. Bioenerg. Biomembr. 2003. Vol. 35, № 5. P. 399407.

200. Venard R. et al. Investigation of the role and mechanism of IF1 and STF1 proteins, twin inhibitory peptides which interact with the yeast mitochondrial ATP synthase // Biochemistry. 2003. Vol. 42, № 24. P. 7626-7636.

201. Le Breton N. et al. Dimerization interface and dynamic properties of yeast IF1 revealed by site-directed spin labeling EPR spectroscopy // Biochim. Biophys. Acta. 2016. Vol. 1857, № 1. P. 89-97.

202. Ichikawa N. et al. Activation of ATP hydrolysis by an uncoupler in mutant mitochondria lacking an intrinsic ATPase inhibitor in yeast // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 11. P. 6274-6278.

203. Fujikawa M. et al. Assessing actual contribution of IF1, inhibitor of mitochondrial FoF1, to ATP homeostasis, cell growth, mitochondrial morphology, and cell viability // J. Biol. Chem. 2012. Vol. 287, № 22. P. 18781-18787.

204. Sagan L. On the origin of mitosing cells // J. Theor. Biol. 1967. Vol. 14, № 3. P. 255-274.

205. Wang Z., Wu M. An integrated phylogenomic approach toward pinpointing the origin of mitochondria // Sci. Rep. 2015. Vol. 5. P. 7949.

206. Morales-Ríos E. et al. A novel 11-kDa inhibitory subunit in the F1F0 ATP synthase of Paracoccus denitrificans and related a-proteobacteria // The FASEB Journal. 2010. Vol. 24, № 2. P. 599-608.

207. Zarco-Zavala M. et al. The Z subunit of the F1FO-ATP synthase of a-proteobacteria controls rotation of the nanomotor with a different structure // FASEB J. 2014. Vol. 28, № 5. P. 2146-2157.

208. Cabezón E. et al. The structure of bovine IF1, the regulatory subunit of mitochondrial F-ATPase // EMBO J. 2001. Vol. 20, № 24. P. 6990-6996.

209. García-Trejo J.J. et al. The inhibitory mechanism of the Z subunit of the F1FO-ATPase nanomotor of Paracoccus denitrificans and related a-proteobacteria // J. Biol. Chem. 2016. Vol. 291, № 2. P. 538-546.

210. Mendoza-Hoffmann F. et al. The biological role of the Z subunit as unidirectional inhibitor of the F1Fo-ATPase of Paracoccus denitrificans // Cell Rep. 2018. Vol. 22, № 4. P. 1067-1078.

211. Morales-Rios E. et al. Structure of ATP synthase from Paracoccus denitrificans determined by X-ray crystallography at 4.0 Â resolution // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2015. Vol. 112, № 43. P. 13231-13236.

212. Varghese F. et al. Deleting the IF1-like Z subunit from Paracoccus denitrificans ATP synthase is not sufficient to activate ATP hydrolysis // Open Biol. 2018. Vol. 8, № 1.

213. Jarman O.D., Biner O., Hirst J. Regulation of ATP hydrolysis by the s subunit, Z subunit and Mg-ADP in the ATP synthase of Paracoccus denitrificans // Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. Elsevier, 2021. Vol. 1862, № 3. P. 148355.

214. Yoshida M. et al. Reconstitution of thermostable ATPase capable of energy coupling from its purified subunits // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1977. Vol. 74, № 3. P. 936-940.

215. Sternweis P.C. The epsilon subunit of Escherichia coli coupling factor 1 is required for its binding to the cytoplasmic membrane // J. Biol. Chem. 1978. Vol. 253, № 9. P. 3123-3128.

216. Richter M.L., Patrie W.J., McCarty R.E. Preparation of the epsilon subunit and epsilon subunit-deficient chloroplast coupling factor 1 in reconstitutively active forms // J. Biol. Chem. 1984. Vol. 259, № 12. P. 7371-7373.

217. Patrie W.J., McCarty R.E. Specific binding of coupling factor 1 lacking the delta and epsilon subunits to thylakoids // J. Biol. Chem. 1984. Vol. 259, № 17. P. 11121-11128.

218. Giraud M.F., Velours J. The absence of the mitochondrial ATP synthase delta subunit promotes a slow growth phenotype of rho- yeast cells by a lack of assembly of the catalytic sector F1 // Eur. J. Biochem. 1997. Vol. 245, № 3. P. 813-818.

219. Sielaff H., Duncan T.M., Börsch M. The regulatory subunit 8 in Escherichia coli F0F1-ATP synthase // Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 2018. Vol. 1859, № 9. P. 775-788.

220. Feniouk B. A., Suzuki T., Yoshida M. The role of subunit epsilon in the catalysis and regulation of F0F1-ATP synthase // Biochim. Biophys. Acta. 2006. Vol. 1757, № 5-6. P. 326-338.

221. Nelson N., Nelson H., Racker E. Partial resolution of the enzymes catalyzing photophosphorylation. XII. Purification and properties of an inhibitor isolated from chloroplast coupling factor 1 // J. Biol. Chem. 1972. Vol. 247, № 23. P. 7657-7662.

222. Smith J.B., Sternweis P.C., Heppel L.A. Partial purification of active delta and epsilon subunits of the membrane ATPase from Escherichia coli // J. Supramol. Struct. 1975. Vol. 3, № 3. P. 248-255.

223. Smith J.B., Sternweis P.C. Purification of membrane attachment and inhibitory subunits of the proton translocating adenosine triphosphatase from Escherichia coli // Biochemistry. 1977. Vol. 16, № 2. P. 306-311.

224. Laget P.P., Smith J.B. lnhibitory properties of endogenous subunit epsilon in the Escherichia coli F1-ATPase // Arch. Biochem. Biophys. 1979. Vol. 197, № 1. P. 83-89.

225. Sternweis P.C., Smith J.B. Characterization of the inhibitory 8 subunit of the proton-translocating adenosine triphosphatase from Escherichia coli // Biochemistry. 1980. Vol. 19, № 3. P. 526-531.

226. Nakanishi-Matsui M. et al. Stochastic high-speed rotation of Escherichia coli ATP synthase F1 sector: the 8 subunit-sensitive rotation // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281, № 7. P. 4126-4131.

227. Kuki M. et al. Functional domains of 8 subunit of Escherichia coli H+-ATPase F0F1 // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, № 33. P. 17437-17442.

228. Nowak K.F., Tabidze V., McCarty R.E. The C-terminal domain of the 8 subunit of the chloroplast ATP Synthase is not required for ATP synthesis // Biochemistry. 2002. Vol. 41, № 51. P. 15130-15134.

229. Peskova Y.B., Nakamoto R.K. Catalytic control and coupling efficiency of the Escherichia coli F0F1 ATP synthase: influence of the Fo sector and epsilon subunit on the catalytic transition state // Biochemistry. 2000. Vol. 39. P. 11830-11836.

230. Cipriano D.J., Dunn S.D. The role of the 8 subunit in the Escherichia coli ATP synthase: the C-terminal domain is required for efficient energy coupling // J. Biol. Chem. 2006. Vol. 281, № 1. P. 501-507.

231. Ketchum C.J., Nakamoto R.K. A Mutation in the Escherichia coli F0F1-ATP synthase rotor, yE208K, perturbs conformational coupling between transport and catalysis // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273, № 35. P. 22292-22297.

232. Kato Y. et al. Thermophilic F1-ATPase is activated without dissociation of an endogenous inhibitor, 8 subunit // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, № 40. P. 24906-24912.

233. Tsumuraya M. et al. Effect of 8 subunit on the rotation of thermophilic Bacillus F1-ATPase // FEBS Lett. 2009. Vol. 583, № 7. P. 1121-1126.

234. Kato-Yamada Y. et al. 8 subunit, an endogenous inhibitor of bacterial F1-ATPase, also inhibits F0F1-ATPase // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, № 48. P. 33991-33994.

235. Keis S. et al. Inhibition of ATP hydrolysis by thermoalkaliphilic F1F0-ATP synthase is controlled by the C terminus of the epsilon subunit // J. Bacteriol. 2006. Vol. 188, № 11. P. 3796-3804.

236. Ferguson S.A. et al. Regulation of the thermoalkaliphilic F1-ATPase from Caldalkalibacillus thermarum // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2016. Vol. 113, № 39. P. 10860-10865.

237. Mizumoto J. et al. 8 subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase relieves MgADP inhibition // PLoS One. 2013. Vol. 8, № 8. P. e73888.

238. Akanuma G. et al. C-terminal regulatory domain of the 8 subunit of F0F1 ATP synthase enhances the ATP-dependent H+ pumping that is involved in the maintenance of cellular membrane potential in Bacillus subtilis // Microbiology open. 2019. Vol. 8, № 8. P. e00815.

239. Zubareva V.M. et al. The effect of C-terminal domain of 8 subunit on ATPase activity of Bacillus subtilis ATP synthase // Proceedings of the 3rd International Conference in celebration of the 85th birthday of professor V P. Skulachev. Abstract Book. TORUS PRESS, 2020. P. 50-50.

240. Wilkens S. et al. Structural features of the epsilon subunit of the Escherichia coli ATP synthase determined by NMR spectroscopy // Nat. Struct. Biol. 1995. Vol. 2, № 11. P.961-967.

241. Wilkens S., Capaldi R.A. Solution structure of the epsilon subunit of the F1-ATPase from Escherichia coli and interactions of this subunit with beta subunits in the complex // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273, № 41. P. 26645-26651.

242. Uhlin U., Cox G.B., Guss J.M. Crystal structure of the epsilon subunit of the proton-translocating ATP synthase from Escherichia coli // Structure. 1997. Vol. 5, № 9. P. 1219-1230.

243. Rodgers A.J.W., Wilce M.C.J. Structure of the gamma-epsilon complex of ATP synthase // Nat. Struct. Mol. Biol. 2000. Vol. 7, № 11. P. 1051-1054.

244. Suzuki T. et al. FoF1-ATPase/synthase is geared to the synthesis mode by conformational rearrangement of epsilon subunit in response to proton motive force and ADP/ATP balance // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, № 47. P. 46840-46846.

245. Shirakihara Y. et al. Structure of a thermophilic F1-ATPase inhibited by an 8-subunit: deeper insight into the 8-inhibition mechanism // FEBS J. 2015. Vol. 282, № 15. P. 2895-2913.

246. Schulenberg B., Capaldi R.A. The 8 subunit of the F1F0 complex of Escherichia coli: cross-linking studies show the same structure in situ as when isolated // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 274, № 40. P. 28351-28355.

247. Tsunoda S.P. et al. Large conformational changes of the epsilon subunit in the bacterial F1F0 ATP synthase provide a ratchet action to regulate this rotary motor enzyme // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2001. Vol. 98, № 12. P. 6560-6564.

248. Kato-Yamada Y., Yoshida M., Hisabori T. Movement of the helical domain of the 8 subunit is required for the activation of thermophilic F1-ATPase // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 46. P. 35746-35750.

249. Iino R. et al. Real-time monitoring of conformational dynamics of the epsilon subunit in F1-ATPase // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 48. P. 40130-40134.

250. Saita E.-I. et al. Activation and stiffness of the inhibited states of F1-ATPase probed by single-molecule manipulation // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285, № 15. P. 1141111417.

251. Hara K. et al. The role of the betaDELSEED motif of F1-ATPase: propagation of the inhibitory effect of the epsilon subunit // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276, № 26. P. 2396923973.

252. Feniouk B.A. et al. Conformational transitions of subunit epsilon in ATP synthase from thermophilic Bacillus PS3 // Biophys. J. 2010. Vol. 98, № 3. P. 434-442.

253. Garcia J.J., Capaldi R.A. Unisite catalysis without rotation of the y-8 domain in Escherichia coli F1-ATPase // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 273, № 26. P. 15940-15945.

254. Ahmad Z., Tayou J., Laughlin T.F. Asp residues of ßDELSEED-motif are required for peptide binding in the Escherichia coli ATP synthase // Int. J. Biol. Macromol. 2015. Vol. 75. P. 37-43.

255. Nakanishi-Matsui M. et al. Inhibition of F1-ATPase rotational catalysis by the carboxyl-terminal domain of the e subunit // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289, № 44. P. 3082230831.

256. Watts S.D., Tang C., Capaldi R.A. The stalk region of the Escherichia coli ATP synthase. Tyrosine 205 of the y subunit is in the interface between the F1 and Fo parts and can interact with both the 8 and c oligomer // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 45. P. 28341-28347.

257. Kato-Yamada Y., Yoshida M. Isolated e subunit of thermophilic F1-ATPase binds ATP // J. Biol. Chem. 2003. Vol. 278, № 38. P. 36013-36016.

258. Yagi H. et al. Structures of the thermophilic F1-ATPase epsilon subunit suggesting ATP-regulated arm motion of its C-terminal domain in F1 // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2007. Vol. 104, № 27. P. 11233-11238.

259. Kato-Yamada Y. Isolated epsilon subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase binds ATP // FEBS Lett. 2005. Vol. 579, № 30. P. 6875-6878.

260. Kato S., Yoshida M., Kato-Yamada Y. Role of the e subunit of thermophilic F1-ATPase as a sensor for ATP // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282, № 52. P. 37618-37623.

261. Kato-Yamada Y. High affinity nucleotide-binding mutant of the 8 subunit of thermophilic F1-ATPase // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2016. Vol. 469, № 4. P. 11291132.

262. Krah A., Takada S. On the ATP binding site of the 8 subunit from bacterial F-type ATP synthases // Biochim. Biophys. Acta. 2016. Vol. 1857, № 4. P. 332-340.

263. Krah A., Kato-Yamada Y., Takada S. The structural basis of a high affinity ATP binding 8 subunit from a bacterial ATP synthase // PLoS One. 2017. Vol. 12, № 5. P. e0177907.

264. Krah A., Takada S. On the Mg2+ binding site of the 8 subunit from bacterial F-type ATP synthases // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 2015. Vol. 1847, № 10. P. 1101-1112.

265. Mendel-Hartvig J., Capaldi R.A. Catalytic site nucleotide and inorganic phosphate dependence of the conformation of the epsilon subunit in Escherichia coli adenosine triphosphatase // Biochemistry. 1991. Vol. 30, № 5. P. 1278-1284.

266. Mendel-Hartvig J., Capaldi R.A. Nucleotide-dependent and dicyclohexylcarbodiimide-sensitive conformational changes in the epsilon subunit of Escherichia coli ATP synthase // Biochemistry. 1991. Vol. 30, № 45. P. 10987-10991.

267. Aggeler R., Capaldi R.A. Nucleotide-dependent movement of the e subunit between a and ß subunits in the Escherichia coli FiFo-type ATPase // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 23. P. 13888-13891.

268. Sobti M. et al. Cryo-EM reveals distinct conformations of E. coli ATP synthase on exposure to ATP // eLife. 2019. Vol. 8. P. 43864.

269. Masaike T. et al. Probing conformations of the ß subunit of F0F1-ATP synthase in catalysis // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006. Vol. 342, № 3. P. 800-807.

270. Iino R. et al. Mechanism of inhibition by C-terminal a-helices of the e subunit of Escherichia coli F0F1-ATP synthase // J. Biol. Chem. 2009.

271. Taniguchi N. et al. The regulatory C-terminal domain of subunit s of F0F1 ATP synthase is dispensable for growth and survival of Escherichia coli // J. Bacteriol. 2011. Vol. 193, № 8. P. 2046-2052.

272. Shah N.B., Duncan T.M. Aerobic growth of Escherichia coli is reduced, and ATP synthesis is selectively inhibited when five C-terminal residues are deleted from the s subunit of ATP synthase // J. Biol. Chem. 2015. Vol. 290, № 34. P. 21032-21041.

273. Gerlini A. et al. The role of host and microbial factors in the pathogenesis of pneumococcal bacteraemia arising from a single bacterial cell bottleneck // PLoS Pathog. 2014. Vol. 10, № 3. P. e1004026.

274. Avron M. Light-dependent adenosine triphosphatase in chloroplasts // J. Biol. Chem. 1962. Vol. 237. P. 2011-2017.

275. Petrack B. et al. Studies on the hydrolysis of adenosine triphosphate by spinach chloroplasts // J. Biol. Chem. 1965. Vol. 240. P. 906-914.

276. Carmeli C., Lifshitz Y. Effects of Pi and ADP on ATPase activity in chloroplasts // Biochim. Biophys. Acta. 1972. Vol. 267, № 1. P. 86-95.

277. Strotmann H., Bickel-Sandkötter S. Energy-dependent exchange of adenine nucleotides on chloroplast coupling factor (CF1) // Biochim. Biophys. Acta. 1977. Vol. 460, № 1. P. 126-135.

278. Shoshan V., Selman B.R. The relationship between light-induced adenine nucleotide exchange and ATPase activity in chloroplast thylakoid membranes // J. Biol. Chem. 1979. Vol. 254, № 18. P. 8801-8807.

279. Dunham K.R., Selman B.R. Regulation of spinach chloroplast coupling factor 1 ATPase Activity // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256, № 1. P. 212-218.

280. Dunham K.R., Selman B.R. Interactions of inorganic phosphate with spinach coupling factor 1. Effects on ATPase and ADP binding activities // J. Biol. Chem. 1981. Vol. 256, № 19. P. 10044-10049.

281. Feldman R.I., Boyer P.D. The role of tightly bound ADP on chloroplast ATPase // J. Biol. Chem. 1985. Vol. 260, № 24. P. 13088-13094.

282. Fitin A.F., Vasilyeva E.A., Vinogradov A.D. An inhibitory high affinity binding site for ADP in the oligomycin-sensitive ATPase of beef heart submitochondrial particles // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. Vol. 86, № 2. P. 434-439.

283. Minkov I.B. et al. Mg2+-induced ADP-dependent inhibition of the ATPase activity of beef heart mitochondrial coupling factor F1 // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1979. Vol. 89, № 4. P. 1300-1306.

284. Vasilyeva E.A. et al. Kinetics of interaction of adenosine diphosphate and adenosine triphosphate with adenosine triphosphatase of bovine heart submitochondrial particles // Biochem. J. 1980. Vol. 188, № 3. P. 807-815.

285. Vasilyeva E.A. et al. Kinetic mechanism of mitochondrial adenosine triphosphatase. ADP-specific inhibition as revealed by the steady-state kinetics // Biochem. J. 1982. Vol. 202, № 1. P. 9-14.

286. Bulygin V.V., Vinogradov A.D. Interaction of Mg2+ with F0F1 mitochondrial ATPase as related to its slow active/inactive transition // Biochem. J. 1991. Vol. 276 (Pt 1). P. 149-156.

287. Martins O.B., Tuena de Gomez-Puyou M., Gomez-Puyou A. Pre-steady-state studies of the adenosine triphosphatase activity of coupled submitochondrial particles. Regulation by ADP // Biochemistry. 1988. Vol. 27, № 19. P. 7552-7558.

288. Drobinskaya I.Y. et al. Tightly bound adenosine diphosphate, which inhibits the activity of mitochondrial F1-ATPase, is located at the catalytic site of the enzyme // FEBS Lett. 1985. Vol. 182, № 2. P. 419-424.

289. Czarnecki J.J., Dunham K.R., Selman B.R. Photoaffinity labeling of the tight ADP binding site of the chloroplast coupling factor one (CF1): the effect on the CF1-ATPase activity // Biochim. Biophys. Acta. Elsevier, 1985. Vol. 809, № 1. P. 51-56.

290. Zhou J.M. et al. Relationship of tightly bound ADP and ATP to control and catalysis by chloroplast ATP synthase // Biochemistry. 1988. Vol. 27, № 14. P. 5129-5135.

291. Melandri B.A., Baccarini-Melandri A., Fabbri E. Energy transduction in photosynthetic bacteria. IV. Light-dependent ATPase in photosynthetic membranes from Rhodopseudomonas capsulata // Biochim. Biophys. Acta. 1972. Vol. 275, № 3. P. 383-394.

292. Edwards P.A., Jackson J.B. The control of the adenosine triphosphatase of Rhodospirillum rubrum chromatophores by divalent cations and the membrane high energy state // Eur. J. Biochem. 1976. Vol. 62, № 1. P. 7-14.

293. Slooten L., Nuyten A. Activation-deactivation reactions in the ATPase enzyme in Rhodospirillum rubrum chromatophores // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. Elsevier, 1981. Vol. 638, № 2. P. 305-312.

294. Slooten L., Nuyten A. Nucleotide exchange and control of ATPase activity in Rhodospirillum rubrum chromatophores // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. Elsevier, 1981. Vol. 638, № 2. P. 313-326.

295. Turina P. et al. Activation of the H+-ATP synthase in the photosynthetic bacterium Rhodobacter capsulatus // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, № 16. P. 11057-11063.

296. Krab K. et al. Activation of the H+-ATP synthase in thylakoid vesicles from the cyanobacterium Synechococcus 6716 by A^h+. Including a comparison with chloroplasts, and introducing a new method to calibrate light-induced A^h+ // Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Bioenergetics. 1993. Vol. 1141, № 2-3. P. 197-205.

297. Höckel M. et al. Kinetic studies on bacterial plasma membrane ATPase (F1). Nucleotide-induced long term inactivation of ATP hydrolyzing activity is linked to the formation of multiple «tight» enzyme nucleotide complexes // J. Biol. Chem. 1978. Vol. 253, № 12. P. 4292-4296.

298. Perez J.A., Ferguson S.J. Kinetics of oxidative phosphorylation in Paracoccus denitrificans. 2. Evidence for a kinetic and thermodynamic modulation of FoF1-ATPase by the activity of the respiratory chain // Biochemistry. 1990. Vol. 29, № 46. P. 10518-10526.

299. Pacheco-Moisés F. et al. Sulfite and membrane energization induce two different active states of the Paracoccus denitrificans F0F1-ATPase // European Journal of Biochemistry. Wiley Online Library, 2000.

300. Zharova T.V., Vinogradov A.D. Proton-translocating ATP-synthase of Paracoccus denitrificans: ATP-hydrolytic activity // Biochemistry (Moscow). 2003. Vol. 68, № 10. P. 1101-1108.

301. Yoshida M., Allison W.S. Characterization of the catalytic and noncatalytic ADP binding sites of the F1-ATPase from the thermophilic bacterium, PS3 // J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261, № 13. P. 5714-5721.

302. Paik S.R., Jault J.-M., Allison W.S. Inhibition and inactivation of the F1 adenosine triphosphatase from Bacillus PS3 by dequalinum and activation of the enzyme by lauryl dimethylamine oxide // Biochemistry. 1994. Vol. 33. P. 126-133.

303. Jault J.M., Allison W.S. Slow binding of ATP to noncatalytic nucleotide binding sites which accelerates catalysis is responsible for apparent negative cooperativity exhibited by the bovine mitochondrial F1-ATPase // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268, № 3. P. 1558-1566.

304. Bald D. et al. The noncatalytic site-deficient alpha3beta3gamma subcomplex and F0F1-ATP synthase can continuously catalyse ATP hydrolysis when Pi is present // Eur. J. Biochem. 1999. Vol. 262, № 2. P. 563-568.

305. Mitome N. et al. The presence of phosphate at a catalytic site suppresses the formation of the MgADP-inhibited form of F1-ATPase // Eur. J. Biochem. 2002. Vol. 269, № 1. P. 53-60.

306. Hirono-Hara Y. et al. Pause and rotation of F1-ATPase during catalysis // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2001. Vol. 98, № 24. P. 13649-13654.

307. Hirono-Hara Y. et al. Activation of pausing F1 motor by external force // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2005. Vol. 102, № 12. P. 4288-4293.

308. Feniouk B.A., Suzuki T., Yoshida M. Regulatory interplay between proton motive force, ADP, phosphate, and subunit epsilon in bacterial ATP synthase // J. Biol. Chem. 2007. Vol. 282, № 1. P. 764-772.

309. Zharova T.V., Vinogradov A.D. Energy-linked binding of Pi is required for continuous steady-state proton-translocating ATP hydrolysis catalyzed by F0F1 ATP synthase // Biochemistry. 2006. Vol. 45, № 48. P. 14552-14558.

310. Syroeshkin A.V., Vasilyeva E.A., Vinogradov A.D. ATP synthesis catalyzed by the mitochondrial F1F0 ATP synthase is not a reversal of its ATPase activity // FEBS Lett. Elsevier, 1995. Vol. 366, № 1. P. 29-32.

311. Vasilyeva E.A. et al. Kinetic mechanism of mitochondrial adenosine triphosphatase. Inhibition by azide and activation by sulphite // Biochem. J. 1982. Vol. 202, № 1. P. 15-23.

312. Larson E.M., Umbach A., Jagendorf A T. Sulfite-stimulated release of [3H]ADP bound to chloroplast thylakoid ATPase // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. 1989. Vol. 973, № 1. P. 78-85.

313. Bowler M.W. et al. How azide inhibits ATP hydrolysis by the F-ATPases // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2006. Vol. 103, № 23. P. 8646-8649.

314. Ebel R.E., Lardy H.A. Stimulation of rat liver mitochondrial adenosine triphosphatase by anions // J. Biol. Chem. 1975. Vol. 250, № 1. P. 191-196.

315. Webster G.D., Edwards P.A., Jackson J.B. Interconversion of two kinetically distinct states of the membrane-bound and solubilised H+-translocating ATPase from Rhodospirillum rubrum // FEBS Lett. 1977. Vol. 76, № 1. P. 29-35.

316. Moyle J., Mitchell P. Active/inactive state transitions of mitochondrial ATPase molecules influenced by Mg2+, anions and aurovertin // FEBS Lett. 1975. Vol. 56, № 1. P. 5561.

317. Bakels R.H. et al. The effect of sulfite on the ATP hydrolysis and synthesis activities in chloroplasts and cyanobacterial membrane vesicles can be explained by competition with phosphate // Arch. Biochem. Biophys. 1996. Vol. 332, № 1. P. 170-174.

318. Cappellini P. et al. Sulfite stimulates the ATP hydrolysis activity of but not proton translocation by the atp synthase of Rhodobacter capsulatus and interferes with its activation by AH+ // Eur. J. Biochem. 1997. Vol. 248, № 2. P. 496-506.

319. Milgrom Y.M., Cross R.L. Nucleotide binding sites on beef heart mitochondrial F1-ATPase. Cooperative interactions between sites and specificity of noncatalytic sites // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268, № 31. P. 23179-23185.

320. Larson E.M., Jagendorf A.T. Sulfite stimulation of chloroplast coupling factor ATPase // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1989. Vol. 973, № 1. P. 6777.

321. Du Z.Y., Boyer P.D. On the mechanism of sulfite activation of chloroplast thylakoid ATPase and the relation of ADP tightly bound at a catalytic site to the binding change mechanism // Biochemistry. 1990. Vol. 29, № 2. P. 402-407.

322. Malyan A.N. Activation of MgADP-inactivated chloroplast F1-ATPase depends on oxyanion binding to noncatalytic sites // Doklady. Biochemistry and biophysics. 2013. Vol. 450. P. 123.

323. Yu F., McCarty R.E. Detergent activation of the ATPase activity of chloroplast coupling factor 1 // Arch. Biochem. Biophys. 1985. Vol. 238, № 1. P. 61-68.

324. Pick U., Bassilian S. Activation of magnesium ion specific adenosine triphosphatase in chloroplast coupling factor 1 by octyl glucoside // Biochemistry. American Chemical Society, 1982. Vol. 21, № 24. P. 6144-6152.

325. Hicks D.B., Krulwich T. A. Purification and characterization of the F1 ATPase from Bacillus subtilis and its uncoupler-resistant mutant derivatives // J. Bacteriol. 1987. Vol. 169, № 10. P. 4743-4749.

326. Norling B. The effect of anionic detergents on the ATPase activity of isolated F1 from the thermophilic bacterium PS3 // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1986. Vol. 136, № 3. P. 899-905.

327. Suhai T. et al. Highly sensitive detection of ATPase activity in native gels // Electrophoresis. 2009. Vol. 30, № 20. P. 3622-3625.

328. Lötscher H.R., deJong C., Capaldi R.A. Interconversion of high and low adenosine triphosphatase activity forms of Escherichia coli F1 by the detergent lauryldimethylamine oxide // Biochemistry. 1984. Vol. 23, № 18. P. 4140-4143.

329. Montero-Lomeli M., Dreyfus G. Activation of Mg-ATP hydrolysis in isolated Rhodospirillum rubrum H+-ATPase // Archives of Biochemistry and Biophysics. 1987. Vol. 257, № 2. P. 345-351.

330. Yang J.-H. et al. Purification and biochemical characterization of the ATP synthase from Heliobacterium modesticaldum // Protein Expression and Purification. 2015. Vol. 114. P. 1-8.

331. Jault J. et al. The alpha3beta3 gamma complex of the F1-ATPase from thermophilic Bacillus PS3 containing the alpha D261N substitution fails to dissociate inhibitory MgADP from a catalytic site when ATP binds to noncatalytic sites // Biochemistry. 1995. Vol. 34, № 50. P. 16412-16418.

332. Ren H.M., Allison W.S. Photoinactivation of the F1-ATPase from spinach chloroplasts by dequalinium is accompanied by derivatization of methionine beta183 // J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272, № 51. P. 32294-32300.

333. Vazquez-Laslop N., Dreyfus G. Mitochondrial H+-ATPase activation by an amine oxide detergent // J. Biol. Chem. 1986. Vol. 261, № 17. P. 7807-7810.

334. Glaser E. et al. Activation of F1 -ATPase isolated from potato tuber mitochondria // FEBS Lett. 1987. Vol. 223, № 2. P. 304-308.

335. Murataliev M.B., Boyer P.D. The mechanism of stimulation of MgATPase activity of chloroplast F1-ATPase by non-catalytic adenine-nucleotide binding. Acceleration of the ATP-dependent release of inhibitory ADP from a catalytic site // Eur. J. Biochem. 1992. Vol. 209, № 2. P. 681-687.

336. Matsui T. et al. Catalytic activity of the alpha3beta3gamma complex of F1-ATPase without noncatalytic nucleotide binding site // The Journal of Biological Chemistry. 1997. Vol. 272, № 13. P. 8215-8221.

337. Amano T. et al. alpha3beta3gamma complex of F1-ATPase from thermophilic Bacillus PS3 can maintain steady-state ATP hydrolysis activity depending on the number of non-catalytic sites // Biochem. J. 1999. Vol. 343 Pt 1. P. 135-138.

338. Ishikawa T., Kato-Yamada Y. Severe MgADP inhibition of Bacillus subtilis F1-ATPase is not due to the absence of nucleotide binding to the noncatalytic nucleotide binding sites // PLoS One. 2014. Vol. 9, № 9. P. 1-5.

339. Bennett B.D. et al. Absolute metabolite concentrations and implied enzyme active site occupancy in Escherichia coli // Nat. Chem. Biol. 2009. Vol. 5, № 8. P. 593-599.

340. Senior A.E. et al. Catalytic properties of Escherichia coli F1-ATPase depleted of endogenous nucleotides // Arch. Biochem. Biophys. 1992. Vol. 297, № 2. P. 340-344.

341. Hyndman D.J. et al. Nucleotide-binding sites on Escherichia coli F1-ATPase. Specificity of noncatalytic sites and inhibition at catalytic sites by MgADP // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, № 46. P. 28871-28877.

342. Kato Y. et al. Analysis of time-dependent change of Escherichia coli F1-ATPase activity and its relationship with apparent negative cooperativity // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1995. Vol. 1231, № 3. P. 275-281.

343. Sekiya M. et al. Single molecule behavior of inhibited and active states of Escherichia coli ATP synthase F1 rotation // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285, № 53. P. 4205842067.

344. Fischer S., Graber P., Turina P. The Activity of the ATP synthase from Escherichia coli is regulated by the transmembrane proton motive force // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275, № 39. P. 30157-30162.

345. D'Alessandro M., Turina P., Melandri B.A. Intrinsic uncoupling in the ATP synthase of Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta. 2008. Vol. 1777, № 12. P. 1518-1527.

346. Milgrom Y.M., Duncan T.M. F-ATP-ase of Escherichia coli membranes: The ubiquitous MgADP-inhibited state and the inhibited state induced by the s-subunit's C-terminal domain are mutually exclusive // Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 2020. Vol. 1861, № 7. P. 148189.

347. D'Alessandro M. et al. Modulation of coupling in the Escherichia coli ATP synthase by ADP and Pi: Role of the s subunit C-terminal domain // Biochim. Biophys. Acta. 2017. Vol. 1858, № 1. P. 34-44.

348. Jault J.-M. et al. The alpha3beta3gamma subcomplex of the F1-ATPase from the thermophilic Bacillus PS3 with the betaT165S substitution does not entrap inhibitory MgADP in a catalytic site during turnover // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271, № 46. P. 28818-28824.

349. Omote H., Maeda M., Futai M. Effects of mutations of conserved Lys-155 and Thr-156 residues in the phosphate-binding glycine-rich sequence of the F1-ATPase beta subunit of Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, № 29. P. 20571-20576.

350. Mueller D.M. A mutation altering the kinetic responses of the yeast mitochondrial F1-ATPase // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, № 28. P. 16552-16556.

351. Hu D. et al. The C. reinhardtii CF1 with the mutation ßT168S has high ATPase activity // FEBS Lett. 1998. Vol. 421, № 1. P. 65-68.

352. Nathanson L., Gromet-Elhanan Z. Mutagenesis of ß-Glu-195 of the Rhodospirillum rubrum F1-ATPase and its role in divalent cation-dependent catalysis // J. Biol. Chem. ASBMB, 1998. Vol. 273, № 18. P. 10933-10938.

353. Feniouk B.A. et al. Met23Lys mutation in subunit gamma of F0F1-ATP synthase from Rhodobacter capsulatus impairs the activation of ATP hydrolysis by protonmotive force // Biochim. Biophys. Acta. 2007. Vol. 1767, № 11. P. 1319-1330.

354. Ketchum C.J., Al-Shawi M.K., Nakamoto R.K. Intergenic suppression of the gammaM23K uncoupling mutation in F0F1 ATP synthase by betaGlu-381 substitutions: the role of the beta380DELSEED386 segment in energy coupling // Biochem. J. 1998. Vol. 330. P.707-712.

355. Konno H. et al. The regulator of the F1 motor: inhibition of rotation of cyanobacterial F1-ATPase by the epsilon subunit // EMBO J. 2006. Vol. 25, № 19. P. 45964604.

356. Haruyama T., Hirono-Hara Y., Kato-Yamada Y. Inhibition of thermophilic F1-ATPase by the 8 subunit takes different path from the ADP-Mg inhibition // Biophysics . 2010. Vol. 6. P. 59-65.

357. Dunn S.D. et al. Epsilon subunit of Escherichia coli F1-ATPase: effects on affinity for aurovertin and inhibition of product release in unisite ATP hydrolysis // Biochemistry. 1987. Vol. 26, № 14. P. 4488-4493.

358. Shah N.B. et al. F1-ATPase of Escherichia coli: The epsilon-inhibited state forms after ATP hydrolysis, is distinct from the ADP-inhibited state, and responds dynamically to catalytic site ligands // J. Biol. Chem. 2013. Vol. 288, № 13. P. 9383-9395.

359. Nakano M. et al. ATP hydrolysis and synthesis of a rotary motor V-ATPase from Thermus thermophilus // J. Biol. Chem. 2008. Vol. 283, № 30. P. 20789-20796.

360. Singh D., Grüber G. Crystallographic and enzymatic insights into the mechanisms of Mg-ADP inhibition in the A1 complex of the A1A0 ATP synthase // J. Struct. Biol. 2018. Vol. 201, № 1. P. 26-35.

361. Kishikawa J.-I. et al. Molecular basis of ADP inhibition of vacuolar V-type ATPase/synthase // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289, № 1. P. 403-412.

362. Galperin M.Y. et al. Expanded microbial genome coverage and improved protein family annotation in the COG database // Nucleic Acids Res. 2015. Vol. 43, № Database issue. P. D261-D269.

363. Dibrova D.V. et al. COGcollator: a web server for analysis of distant relationships between homologous protein families // Biol. Direct. 2017. Vol. 12, № 1. P. 29.

364. Finn R.D., Clements J., Eddy S.R. HMMER web server: interactive sequence similarity searching // Nucleic Acids Res. 2011. Vol. 39, № Web Server issue. P. W29-W37.

365. Edgar R.C. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32, № 5. P. 1792-1797.

366. Waterhouse A.M. et al. Jalview Version 2 - a multiple sequence alignment editor and analysis workbench // Bioinformatics. 2009. Vol. 25, № 9. P. 1189-1191.

367. Landt O., Grunert H.P., Hahn U. A general method for rapid site-directed mutagenesis using the polymerase chain reaction // Gene. 1990. Vol. 96, № 1. P. 125-128.

368. Datsenko K.A., Wanner B.L. One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2000. Vol. 97, № 12. P. 6640-6645.

369. Zakataeva N.P. et al. A simple method to introduce marker-free genetic modifications into the chromosome of naturally nontransformable Bacillus amyloliquefaciens strains // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2010. Vol. 85, № 4. P. 1201-1209.

370. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. Elsevier, 1976. Vol. 72. P. 248-254.

371. Nishimura M., Ito T., Chance B. Studies on bacterial photophosphorylation. III. A sensitive and rapid method of determination of photophosphorylation // Biochim. Biophys. Acta. 1962. Vol. 59. P. 177-182.

372. Pullman M.E. et al. Partial resolution of the enzymes catalyzing oxidative phosphorylation. I. Purification and properties of soluble dinitrophenol-stimulated adenosine triphosphatase // J. Biol. Chem. 1960. Vol. 235. P. 3322-3329.

373. Feniouk B.A. et al. A point mutation, betaGln259Leu, relieves MgADP inhibition in Bacillus PS3 ATP synthase. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Bioenergetics. 2012. Vol. 1817, Supplement. P. S132012.

374. Dunn S.D. The isolated gamma subunit of Escherichia coli F1 ATPase binds the epsilon subunit // J. Biol. Chem. 1982. Vol. 257, № 13. P. 7354-7359.

375. Hicks D.B., Cohen D.M., Krulwich T. A. Reconstitution of energy-linked activities of the solubilized F1F0 ATP synthase from Bacillus subtilis // J. Bacteriol. 1994. Vol. 176, № 13. P. 4192-4195.

11. Благодарности

Автор бесконечно благодарна своему научному руководителю, Б. А. Фенюку, за все, чему тот научил автора за почти десять лет совместной работы. Автор благодарна своим соавторам и коллегам, бывшим и нынешним, которые помогали, обучали, поддерживали, напутствовали, дискутировали и давали советы: Р.А. и Л.А. Зиновкиным, М.В. Витушкиной, А.С. Приходько, Д.А. Кнорре, И.М. Савченко, К.В. и И.И. Галкиным, А.В. Богачеву, Н.В. Ацаркиной, К.Г. Лямзаеву, Б.В. Черняку, О.Ю. Плетюшкиной, Ю.Н. Антоненко, Т.И. Рокицкой и многим другим. Отдельно хочется поблагодарить студентов и выпускников ФББ МГУ, которые под руководством автора принимали участие в описанных в этой работе экспериментах: Т.Е. Шугаеву, К.М. Березину, Т.Д. Холину, Ф.О. Гусева, А.В. Елисеева и Е.Е. Борисова, - а также тех студентов, которые работают под руководством автора сейчас и посвятили много времени чтению текста этой работы: В.М. Зубареву, С.М. Бруман и Д.О. Третьякова. Наконец, автор сердечно благодарна членам своей семьи: М.Д. Голубеву, В.В., С.Л. и В.С. Лапашиным, А.Д. Кирилловой и Д.А. Дроздову - и друзьям, которые были рядом в сложные для автора моменты и, без сомнения, очень многое сделали для того, чтобы эта работа появилась на свет.