Органотипическая культура сетчатки глаза как модель для оценки эффективности трансплантации клеток тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.05, кандидат биологических наук Сергеев, Сергей Александрович

• Сергеев, Сергей Александрович
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сергеев, Сергей Александрович

1. Введение.

2. Обзор литературы.

2.1. Строение и функциональные взаимосвязи сетчатки.

2.2. Развитие сетчатки.

2.3.Регенерация сетчатки.

2.3.1. Нейротрофические факторы в развитии и репарации сетчатки.

2.4. Культуры клеток сетчатки и их применение.

2.4.1. Первичные культуры сетчатки.

2.4.2. Культуры ретинобластомы.

2.4.3. Культуры, полученные генно-инженерными методами.

2.5. Клеточная терапия дегенеративных заболеваний сетчатки.

2.5.1. Ниша стволовых клеток.

2.5.2. Пластичность стволовых клеток.

2.5.3. Трансплантация клеток ПЭ в сетчатку глаза.

2.5.4. Стволовые клетки мезенхималъпого происхождения.

2.5.5. Нейральные стволовые/прогеииториые клетки (НСПК).

3. Материалы и методы.

3.1. Получение культур сетчатки.

3.2. Нанесение повреждения.

3.3. Получение и культивирование клеток для трансплантации.

3.4. Атомно-силовая микроскопия1.

3.5. Трансплантация клеток in vitro.

3.6. Трансплантация клеток in vivo.

3.7. Оценка результатов.

3.7.1. Иммуногистохимический анализ.

3.7.2. Морфологический анализ популяций клеток.:.

3.7.3. Регистрация деполяризации мембраны трансплантированных клеток.

3.7.4. Индекс площади.

3.7.5. Вестерн-блот анализ.

3.7.6. Сканирующая электронная микроскопия.

3.7.7. Получение изображений.

3.7.8. Статистический анализ.

4. Результаты.

4.Г. Морфологический анализ выселяющихся клеток эксплантатов сетчатки.

4.2. Взаимодействие с трофическими факторами.

4.3. Транспланатция клеток in vivo.

4.4. Трансплантация клеток in vitro - использование эксплантационной культуры сетчатки как модели для прослеживания миграционной способности инъецированных клеток.

4.4.1. Поведение ММСК, трансплантированных в эксплантат сетчатки.

4.4.2.Поведение НСПК, трансплантированных в эксплантат сетчатки.

4.4.2. Поведение клеток ПЭ, трансплантированных в эксплантат сетчатки.

4.5. Исследование последствий трансплантации НСПК и ММСК в органотипическую культуру сетчатки глаза, поврежденную инфракрасным лазерным излучением in vitro.

4.5.1. Возможность функциональной репарации нейросетчатки с использованием трансплантации клеток.

5. Обсуждение.

5.1. Морфологический анализ выселяющихся клеток эксплантатов сетчатки.

5.2. Взаимодействие с трофическими факторами.

5.3. Трансплантация клеток - использование эксплантационной культуры сетчатки как модели для исследования миграционной активности инъецированных клеток.

5.4. Исследование последствий трансплантации НСПК и ММСК в органотипическую культуру сетчатки глаза, поврежденную инфракрасным лазерным излучением.

5.4.1. Возможность функциональной репарации нейросетчатки с использованием трансплантации клеток.

6. Выводы.

7. Литература.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Органотипическая культура сетчатки глаза как модель для оценки эффективности трансплантации клеток»

Возможность направленной и контролируемой дифференцировки стволовых клеток является одной из наиболее актуальных задач современной биологии развития. Накопленные к настоящему времени данные по решающему значению микроокружения для дальнейшего развития трансплантированных стволовых клеток позволили применить принципиально новые подходы для* их терапевтического' введения; а публикации^ по трансдифференцировке одних клеточных типов в. другие открывают широкие перспективы к репарации повреждений* тканейг с использованием клеточной терапии [Hill et al., 2008]. Существует два-подхода к лечению нейродегенеративных заболеваний^ нашедшие широкое применение в нейрохирургии головного мозга и интенсивно внедряющиеся^ офтальмологию [Kretz et al, 2004]. Первый заключается в стимуляции собственных резервных механизмов репарации сетчатой- оболочки* [Z/zö«g et al., 2002] под действием1 нейротрофических факторов, инъецируемых в. непосредственной близости- от возникшего дефекта: Второй' — в, трансплантации малодифференцированных (стволовых/прогениторных) -\Parmar, 2002] или', высокоспециализированных [Ming et al., 2009] клеток.вь место повреждения. Несмотря на значительные методологические отличия этих подходов, их терапевтическое действие достаточно сходно. В обоих случаях в область дегенерации нервных клеток вводятся трофические факторы, обладающие нейропротекторным действием и стимулирующие резидентные стволовые клетки к пролиферации. В случае введения белковых препаратов - это прямая доставка факторов роста, при трансплантации клеток — это доставка опосредованная инъецированными клетками, секретирующими коктейль факторов в окружающую среду. ^

Оба подхода имеют свои преимущества и недостатки. Так, при введении факторов роста происходит их быстрое прониконовение в область повреждения, приводящее к минимизации развития острой дегенерации.

Однако вводимые белковые молекулы либо их комплексы подвержены? 4 быстрому распаду в тканях организма и выведению из них, что существенно снижает концентрацию вводимого препарата и, в свою очередь, ослабляет терапевтическое действие. В противоположность введению необходимых факторов, трансплантация клеток-продуцентов факторов роста решает проблему частых повторных инъекций, способна поддерживать физиологические концентрации регуляторных молекул на протяжении длительного времени в непосредственной близости от места дегенерации. Кроме того, трансплантированные клетки способны интегрироваться в ткани реципиента и сами могут участвовать в репарации возникшего дефекта [Dahlmann et al., 2010]. Для* предотвращения развития необратимых нейродегенеративных процессов в сетчатке глаза применяют трансплантацию клеток с широкими потенциями к дифференцировке — стволовых/прогениторных элементов нервной ткани или клеток стромы костного мозга. Введенные в организм реципиента-данные клетки не только активно мигрируют к месту повреждения и замещают своими дифференцированными потомками утраченные элементы дефектной ткани, но й поддерживают функциональность поврежденной ткани и активируют ее собственные системы репарации Blong et al, 2010]. Фундаментальные исследования возможности заселения трансплантированными клетками' новых ниш с последующей их дифференцировкой согласно новому микроокружению являются основополагающими для разработки и оптимизации наиболее эффективных клинических протоколов клеточной трансплантологии [West et al, 2010].

Изменения в сетчатой оболочке глаза, вызванные разнообразными внешними повреждающими факторами, часто ведут к частичной или полной утрате зрения. Несмотря на различие этиологических факторов, в основе развития целого ряда патологий сетчатки в большинстве случаев дисфункциональные изменения сетчатой оболочки сопровождаются разрушением клеточных взаимосвязей и гибелью нейронов; аналогичные процессы происходят и при старении организма. Функциональная 5 реабилитация сетчатки при патологии различного генеза в настоящее время остается актуальной задачей. Для эффективного лечения патологических состояний сетчатки необходимо детальное рассмотрение процессов, вовлеченных в их возникновение и развитие, и процессов, приводящих к их репарации.

Наиболее перспективными клеточными популяциями, применяемыми для трансплантации при лечении дегенеративных процессов в сетчатке глаза, являются нейральные стволовые/прогениторные клетки (НСПК) [Александрова и др., 2005, Blong а1, 2010], клетки пигментного эпителя глаза (ПЭ) \Semkova ег а1, 2002] и мультипотентные клетки стромы костного мозга (ММСК) [РЫппеу е1 а1, 2004].

Применение НСПК в качестве материала для трансплантации обусловлено их нейрональным происхождением, то есть при введении в сетчатку данные клетки попадают в микроокружение, способствующее поддержанию их пролиферации и дифференцировки, получают возможность взаимодействовать с нейрональным^ клетками самой сетчатки и непосредственно участвовать в замещении- утраченных в результате повреждения элементов сетчатки глаза. Удачные экспериментальные исследования, посвященные использованию НСПК для терапии-нейродегенеративных заболеваний, позволяют говорить о перспективности применения данной клеточной популяции и в клиниеской офтальмологии. Кроме того, инъекции клеток ПЭ и нейральных предшественников при различных патологиях сетчатки приводят к значительному улучшению клинической картины и быстрой репарации повреждений сетчатки глаза. Однако процедура выделения НСПК достаточно трудоемка и требует привлечения в качестве источника эмбрионального материала, что приводит к возникновению морально-этических проблем, трудностям' получения материала в короткие сроки и невозможности получения аллогенных для пациента клеток.

В последние годы накоплен значительный материал по возможности дифференцировки других мультипотентных клеток взрослого организма в нейрональном направлении, в частности — по трансдифференцировке клеток стромы костного мозга - ММСК. В ряде работ по трансплантации клеток костного мозга в ткани нейрального происхождения in vivo (в том числе и в сетчатку глаза) отмечается морфологическое и биохимическое преобразование ММСК не только в нейроны, но и в терминально-дифференцированные фотореципторные клетки \Sanchez-Ramos, 2002; Tomita. et al, 2006; Tao et al., 2010]. Костный мозг представляет собой сравнительно легкодоступный донорский материал для выделения аллогенных мультипотентных клеток, использование которого позволяет избежать многих проблем, присутствующих при применении эмбриональных НСПК [.Kabos et ah, 2002]. Однако вопрос о функциональном замещении нервных клеток* трансдифференцированными ММСК и их потомками остается открытым [Lei et ah, 2007]. Наблюдаемый положительный', клинический эффект после трансплантации ММСК в нейрональные структуры в первую очередь обусловлен коктейлем факторов, секретируемых инъецированными клетками; способных к активации собственных процессов репарации; ткани реципиента. Поэтому целесообразность применения клеток костного мозга в качестве материала для трансплантации при лечении дегенеративных процессов в нейросетчатке требует дальнейшего исследования и разработки новых модельных систем, позволяющих получать информацию на протяжении всего времени эксперимента от отдельных трансплантированных клеток.

Несмотря' на то, что показана способность трансплантированных клеток дифференцироватьсяв нейрональном направлении, длительная сохранность клеток донора в сетчатке и эффективное функциональное восстановление этой комплексной структуры глаза возможно лишь при образовании адекватных взаимосвязей между введенными клетками и тканью реципиента. К сожалению, накопленный к настоящему времени 7 теоретический и практический материал в области биологии стволовых клеток не позволяет достоверно прогнозировать эффективность терапии при помощи клеточной трансплантации. Мы все еще далеки от полного понимания тех механизмов, которые запускают восстановление ткани реципиента при введении клеток, и в настоящее время не представляется возможным этот процесс контролировать. Все еще остаются нерешенными фундаментальные вопросы о взаимодействии, введенных клеток с микроокружением реципиента. Продолжаются дискуссии-, о механизмах избирательной миграции трансплантата в области поражения и восстановления ткани [Levkovitch-Verbin, et ai, 2010]. Таюке недостаточно исследовано поведение инъецированных клеток при трансплантации в развивающиеся структуры, не закончившие свою дифференцировку. И, i наконец, остается непонятным, что происходит с клетками и их потомками в ткани реципиента в первые часы после транспалантации, с ' какими структурами они устанавливают взаимосвязи, и как регулируется их поведение [Klassen étal, 2011].

На все эти вопросы может помочь найти ответы метод органотипического культивирования. Моделирование в экспериментальных условиях трансплантации стволовых клеток в организм реципиента на примере инъекции этих же клеток в эксплантат in vitro позволяет гораздо глубже понять клеточную иерархию в различных тканях и организацию их ниш. При данном типе культивирования удается получить образцы практически нативной ткани, длительное время сохраняющие исходную цитоархитектонику и клеточный состав in vitro. Накопление экспериментальных данных в этой области позволит значительно продвинуться, в понимании функционирования организма на клеточном и субклеточном уровнях, а значит, повысит практический выход из экспериментальных работ [Niemeyer, 2001]. В связи с этим целесообразно создание адекватных модельных систем, максимально приближенных к условиям in vivo, которые позволят не только с легкостью детектировать 8 i процессы клеточной миграции, дифференцировки и гибели клеток на любых сроках после трансплантации, но и вносить коррективы в поведение трансплантируемых клеток. Одной из таких моделей является органотипическая эксплантационная культура сетчатки глаза крысы [Johansson etal., 2000, Ghosh et al., 2010].

Наиболее удачной экспериментальной моделью повреждения сетчатки глаза следует признать индуцированное лазером повреждение клеток [Castanheira et al., 2008]. Данный подход позволяет наносить локальные повреждения заданной интенсивности, то есть получать воспроизводимые результаты во всей серии экспериментов. Кроме того, широкое применение лазерной аппаратуры в повседневной жизни существенно увеличивает шансы травмирования сетчатки ее излучением, что делает данную модель достаточно актуальной. Лазерное излучение - разновидность неионизирующего электромагнитного излучения, характеризующегося монохроматичностью, когерентностью, поляризованностью, изотропностью которое способно оказывать дозозависимый эффект на биологические ткани. Проходя через биологический объект, энергия излучения частично рассеивается в виде тепла, частично • передается окружающим- молекулам,-вызывая их активацию с последующим переизлучением энергии и ее тепловой диссипацией. Существуют три основных типа повреждения тканей, вызванных лазерным облучением: тепловые эффекты, фотохимическое воздействие, а также акустические переходные эффекты. В зависимости от интенсивности воздействия и времени экспозиции, эффект облучения лазером может быть как положительным, стимулирующим пролиферативную активность клеток, так и отрицательным, приводящим к гибели клеток, их разрушению, температурной коагуляции белков и испарению органических веществ. Ввиду возможности независимо контролировать различные параметры лазерного излучения, его применение в экспериментальных работах по моделированию повреждения нейрональных сетей представляется чрезвычайно перспективным и удобным [Zhang et al., 2004].

2. Обзор литературы

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Сергеев, Сергей Александрович

6. Выводы

1. Получены эксплантационные культуры сетчатки, которые сохраняют гистотипическую организацию ткани и ее клеточный состав при культивировании in vitro до 2-х месяцев.

2. Эксплантаты сетчатки реагируют на введение трофических факторов (BDNF, PEDF, эритропоэтина, ангиопоэтина) и препаратов (Авастина™, Церебролизина) усилением процессов миграции, клеток края разрастания, ускорением их дифференцировки, увеличением жизнеспособности нейрональных клеток и самоорганизацией выселившихся нейронов в примитивные нервные сети.

3. При трансплантации in vitro ММСК, НСПК и клеток ПЭ в эксплантаты сетчатки с первых часов до 3-х суток наблюдается активная миграция инъецированных клеток от места их введения.

4. Показано, что определяющим фактором дифференцировки трансплантированных in vitro клеток является их новое микроокружение: ММСК приобретают - только нейроноподобную морфологию, в то время как НСПК приобретают иммуноцитохимические маркеры дифференцирующихся нейронов.

5. Разработана методика контролируемого повреждения эксплантатов сетчатки инфракрасным лазерным излучением, показано усиление миграционной активности трансплантированных клеток в направлении нанесенного дефекта, а так же ускорение их дифференцировки по сравнению с сетчаткой без травмы.

6. При трансплантации клеток в эксплантаты сетчатки после нанесения лазерного повреждения показана зависимость интеграции клеток от способа их трансплантации: для НСПК и ММСК оптимальным являлось их введение во внутренний ядерный слой эксплантата сетчатки, а для клеток ПЭ — нанесение на его поверхность.

7. Показано, что для эффективного встраивания клеток в состав сетчатки в месте повреждения, их трансплантация должна быть

138 произведена не позднее, чем через сутки после нанесения повреждения.

8. Показана принципиальная возможность заместительной интеграции трансплантированных НСПК и ММСК в поврежденную область сетчатки глаза, однако в последнем случае лишь 0,1% клеток, претерпевает истинную трансдифференцировку и приобретает способность к функциональной репарации дефектов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сергеев, Сергей Александрович, 2011 год

1. Александрова MA. Дифференцировка эмбрионального неокортекса при трансплантации у крыс // Бюлл.эксперим. биол.мед. 1998. Т. 126, приложение 1. С.88-91.

2. Александрова М.А., Ермакова И.В., Лосева Е.В. Миграция клеток от неокортикальных трансплантатов // Доклады Академии наук. 1993. Т.328". №5.С.619-621.

3. Александрова М.А., Сабурина И.Н., Корочкин Л.И., Ревищин A.B., Репин B.C., Ржанинова A.A., Сухих Г.Т. Поведение и дифференцировка нейрональных стволовых клеток in vivo. // Известия АН. Серия биологическая. 2001. №6. С. 656-665.

4. Александрова М.А., Сабурина И.Н., Полтавцева P.A., Марей М.В., Дубровина И.В., Ревищин A.B., Корочкин Л.И., Сухих Г.Т. Миграция и развитие нейральных стволовых клеток человека при трансплантации в мозг крыс. // Цитология. 2001. Т. 43. №9. С. 838.

5. Викторов И.В., Александрова О.П., Алексеева Т.Ю. Роллерная органная культура сетчатки постнатальных крыс. // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2006. Т. 142. №4. С.486-489.

6. Ю.Кухарчук A.JI. Стволовые клетки и регенеративно-пластическая медицина//Трансплантология. 2004. Т.7. № 3. С.76-90.

7. П.Максимова Е.В. Онтогенез коры больших полушарий. / М. Наука. 1990. 184С.

8. Межевикина JI.M., Григорьев П.А., Фесенко Е.Е., Серышева В.В. Влияние фактора, ингибирующего лейкемию, на состояние бислойной липидной мембраны // Цитология. 2001. Т.43. № 9. С.878.

9. Милюшина JI.A., Кузнецова A.B., Григорян Э.Н., Александрова М.А. Фенотипическая пластичность клеток ретинального пигментного эпителия глаза взрослого человека in vitro. // Клеточные технологии в биологии и медицине. 2011. №2. С.71.

10. Полтавцева P.A., Марей М.В., Дубровина И.В. и др. Анализ развития стволовых нейральных клеток человека in vitro // Цитология.2001. Т.43. № 9. С.884-885.

11. Репин B.C. Эмбриональная стволовая клетка: от фундаментальных исследований в клинику.// Патологическая физиология и эксперим. терапия. 2001. N.2. С.3-8.

12. Репин B.C., Сабурина И.Н. Эмбриональные и взрослые стволовые клетки: место в современной медицине. // Лабораторная медицина. 2006. №8. С.33-44.

13. Робустова О.В., Бессмертный A.M. Современные представления об этиологии и патогенезе неоваскулярной глаукомы. // Глаукома. 2003. №4. С.58-63.

14. Сабурина И.Н. Эпителио-мезенхимальная пластичность мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток в норме и патологии (эксперимнтальное исследование). / Дис. док. биол. наук. Москва. 2010.

15. Сирман В.М., Сирман Я. В. Проблемные вопросы клеточной трансплантации // Трансплантология,- 2004.-Т.7, № 3.-С.58-67.

16. Сотников О.С. Статика и структурная кинетика живых асинаптических дендритов / Наука. Санкт-Петербург. 2008. 397 с.

17. Шахбазов А.В., Гончарова Н.В., Космачева С.М., Картель Н.А., Потапнев М.П. Пластичность фенотипа и профиля экспрессии мезенхимальных стволовых клеток человека в нейрогенных условиях. // Клеточные технологии в биологии и медицине 2009. № 2, С.77-81

18. Шпак А. А., Гаврилова Н. И., Ланевская Н. И.Дегтярева М. В. Нейротрофический фактор головного мозга у больных первичной глаукомой.// Офтальмохирургия. 2006. V. Р. 14-16.

19. АЬе Т. Regeneration of the retina using pigment epithelial cell transplantation. //Nippon Ganka Gakkai Zasshi. 2002. V.106. N.12. P.778-803.

20. Adams A. Stanford researchers track human stem cells transplanted into rat brain. //Eurekalert.2007. P. 183.

21. Aharonowiz M., Einstein O., Fainstein N., Lassmann H., Reubinoff В., BenHur T. Neuroprotective effect of transplanted human embryonic stem cell-derived neural precursors in an animal model of multiple sclerosis. // PLoS ONE. 2008. V.3. N.9. P.l-10.

22. Aimone J.B., Deng W., Gage F.H. Adult, neurogenesis: integrating theories and separating functions. // Trends Cogn Sci. 2010. V. 14. N.7. P.325-37.

23. Alexandrova M.A., Saburina I.N., Poltavtseva R.A., Revistchin A.V., Korochkin L.I., Sukhikh G.T. Behavior of human neural progenitor cells transplanted to rat brain. // Development Brain Research. 2001. V.132. Supp 1.2. P. 1-3.

24. AH R.R., Sowden J.C. Regenerative medicine: DIY eye. // Nature. 2011. V.472. N.7341. P.42-3.

25. Anjos-Afonso F, Siapati EK, Bonnet D. In vivo contribution of murine mesenchymal stem cells into multiple cell-types under minimal damage conditions. // J Cell Sci. 2004. V.117. P.5655-64.

26. Atkinson J., Panni M.K., Lund R.D. Effects of neurotrophins on embryonic retinal outgrowth. // Brain Res Dev Brain Res. 1999. V.l 12. N.2. P. 173-80.

27. Avwenagha O., Campbell G., Bird M.M. Distribution of GAP-43, beta-III tubulin and F-actin in developing and regenerating axons and their growth cones in vitro, following neurotrophin treatment. // J Neurocytol. 2003. V.32. N.9. P.1077-89.

28. Avwenagha O., Campbell G., Bird M.M. The outgrowth response of the axons of developing and regenerating rat retinal ganglion cells in vitro to neurotrophin treatment. // J Neurocytology. 2003. V.32. P. 1055-1075

29. Bahr S., Wolff J.R. Postnatal development of axosomatic synapses in the rat visual cortex: morphogenesis and quantitative evaluation. // J Comp- Neurol. 1985. V. 233. N.3. P.405-20

30. Bandyopadhyay M., Rohrer B. Photoreceptor structure and function is maintained in organotypic cultures of mouse retinas. // Molecular Vision. 2010. V.16. P. 1178-1185.

31. Banin E., Obolensky A., Idelson M., Hemo I., Reinhardtz E., Pikarsky E., Ben-Hur T., Reubinoff B. Retinal incorporation and differentiation of neural precursors derived- from human embryonic stem cells. // Stem Cells. 2006. V.24. N.2. P.246-57.

32. Beltrami A.P., Cesselli D., Bergamin N. Multi-potent cells can be generated in vitro from several adult humanorgans (heart, liver and bone marrow). // Blood. 2007. V.l 10. N.9. P.343 8-3446.

33. Bischof J., Müller A., Fänder M., Knippschild U., Fischer D. Neurite outgrowth of mature retinal ganglion cells and PC 12 cells requires activity of CK18 and CKle. // PLoS One. 2011. V.6. N.6. P.20857.

34. Borghuis B.G., Tian L., Xu Y., Nikonov S.S., Vardi N., Zemelman B.V., Looger L.L. Imaging light responses of targeted neuron populations in the rodent retina. // J Neurosci. 2011 Feb 23;31(8):2855-67.

35. Brazelton T.R., Rossi F.M., Keshet G.I., Blau H.M. From marrow to brain: expression of neuronal phenotypes in adult mice. // Science. 2000.V.290. N.5497. P. 1775-9.

36. Bronzi D., Bramanti V., Tomassoni D., Laureanti F., Grasso S., Li Volsi G., Avola R. Neural markers expression in rat bone marrow mesenchymal stem cell cultures treated with neurosteroids. // Neurochem Res. 2010. V.35. N.12. P.2154-60.

37. Bull N.D., Martin K.R. Concise Review: Toward Stem Cell-Based Therapies for Retinal'Neurodegenerative Diseases // Stem Cells. 2011. V.29. P. 11701175.

38. Carlson B.M. Human Embryology and Developmental Biology. / Mosby. 4th edition. 1999. 5IIP.

39. Carpenter M.K., Xia Cui, Zhong-yi-Mu, Jackson J., Sherman S., Seiger A., Wahlberg L.U. In vitro expansion of a multipotent population of a human neural progenitor cells. // Experimental Neurology. 1999. V.158. P.265-278.

40. Carri N.G., Perris R., Johansson S., Ebendal T. Differential outgrowth of retinal neurites on purified extracellular matrix molecules. // J Neurosci Res. 1988. V.19.P.428-39.

41. Castanheira P., Torquetti L., Nehemy M.B., Goes A.M. Retinal incorporation and differentiation of mesenchymal stem cells intravitreally injected in the injured retina of rats. // Arq Bras Oftalmol. 2008. V.71. N.5. P.644-50.

42. Castro R.F., Jackson K.A., Goodell M.A., Robertson C.S., Li, H.5 Shine, H.D. Failure of bone marrow cells to transdifferentiate into neural cells in vivo. // Science. 2002. V.297. P. 1299.

43. Chacko D.M., Das A.V., Zhao X., James J., Bhattacharya S., Ahmad I. Transplantation of ocular stem cells: the role of injury in incorporation and differentiation of grafted cells in the retina. // Vision Res. 2003. V.43. N.8. P.937-46.

44. Chen H., Weber A.J. BDNF Enhances Retinal Ganglion Cell Survival in Cats with Optic Nerve Damage. // IOVS. 2001. V.42. N.5. P.966-974.

45. Chiou S.H., Kao C.L., Peng C.H., Chen S.J., Tarng Y.W., Ku H.H., Chen Y.C., Shyr Y.M., Liu R.S., Hsu C.J., Yang D.M., Hsu W.M., Kuo C.D., Lee C.H. Biochem Biophys Res Commun. 2005. V.326. N.3. P.578-85.

46. Colter D.C., Class R., DiGirolamo C.M., Prockop D.J. Rapid expansion of recycling stem cells in cultures of plastic-adherent cells from human bone marrow. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V.97. N.7. P.3213-8.

47. Dahlmann-Noor A., Vijay S., Jayaram H., Limb A., Khaw P.T. Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve. // Can J Ophthalmol. 2010. V.45. N.4. P.333-41.

48. Dai C., Qin Y.Z., Li Y., Raisman G., Li D. Survival of retinal ganglion cells in slice culture provides a rapid screen for olfactory ensheathing cell preparations. // Brain Res. 2010. V.1354. P.40-6.

49. Dawson D.W., Volpert O.V., Gillis P., Crawford S. E., Xu H.-J. Benedict W., Bouck N. P. Pigment Epithelium Derived Factor: a potent inhibitor of angiogenesis. // Science. 1999. V.285. P.244-248.

50. Denton M.L., Foltz M.S., Schuster K.J., Noojin G.D. In vitro model that approximates retinal damage threshold trends. // .J Biomedical Optics. 2008. V.13.N.5. P. 054014-1-6.

51. Devine S.M., Cobbs C., Jennings M., Bartholomew A., Hoffman R. Mesenchymal stem cells distribute to a wide range of tissues following systemic infusion into nonhuman primates. // Blood. 2003. V.101. N.8. P.2999-3001.

52. Doetsch F. A niche for adult neural stem cells. // Curr Opin Genet Dev. 2003. V.13. N.5. P.543-550.

53. Doetsch F., Alvarez-Buylla A. Network of tangential pathways for neuronal migration in adult mammalian brain. // Proc Natl Acad Sci USA. 1996. V.93. N.25 P.14895-900.

54. Doetsch F., Garcia-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. Regeneration of a-germinal layer in the adult mammalian brain. // Proc Natl Acad Sci USA. 1999. V.96. N.20. P. 11619-24.

55. Doetsch F., Petreanu L., Caille I., Garcia-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. EGF Converts Transit-Amplifying Neurogenic Precursors in the Adult Brain into Multipotent Stem Cells. //Neuron. 2002. V.36. P. 1021-1034.

56. Edelman, G.M., Jones F.S. Gene regulation of cell adhesion molecules in neural morphogenesis. // Acta Paediatr Suppl. 1997. V.422. P.12-19.

57. Eichler W., Yafai Y., Keller T., Wiedemann P., Reichenbach A. PEDF derived from glial Mu. ller cells: a possible regulator of retinal angiogenesis. // Experimental Cell Research. 2004. V.299. P.68- 78.

58. Eiraku M., Takata N., Ishibashi H., Kawada M., Sakakura E., Okuda S., Sekiguchi K., Adachi T., Sasai Y. Self-organizing optic-cup morphogenesis in three-dimensional culture. //Nature. 2011. V.472. N.7341. P.51-6.

59. Engelsberg K., Ehinger B., Wasselius J., Johansson K. Apoptotic cell death and microglial cell responses in cultured rat retina. // Graefe's Arch Clin Exp Ophthalmol. 2004. V.242. P.229-239.

60. Engelsberg K., Ghosh F. Human Retinal Development in an in situ Whole Eye Culture System. // DevNeurosci. 2011. Jul 21. Epub ahead of print.

61. Engelsberg K., Johansson K., Ghosh F. Development of the Embryonic Porcine Neuroretina in vitro. // Ophthalmic Res. 2005. V.37. P.104-111.

62. Eriksson C., Bjorklund A., Wictorin K. Neuronal differentiation following transplantation of expanded mouse neurosphere cultures derived from different embryonic forebrain regions. // Experimental Neurology. 2003. V. 184. P.615-635.

63. Estes M.L., Ransohoff R.M., McMahon J.T., Jacobs B.S., Barna B.P. Characterization of adult human astrocytes derived from explant culture. // J Neurosci Res. 1990. V.27. P.697-705.

64. Faiz M., Acarin L., Castellano B., Gonzalez B. Proliferation dynamics of germinative zone cells in the intact and excitotoxically lesioned postnatal rat brain. // BMC Neuroscience. 2005. V.6.:N.26. P. 1-16.

65. Fedoroff S., Richardson A. Protocols for Neural Cell Culture. / 3rd Ed. Humana Press, Inc., Totowa, NJ. 2002. 35lp.

66. Fintz A.C., Audo I., Hicks D., Mohand-Said S., Léveillard T., Sahel J. Partial characterization of retina-derived cone neuroprotection in two culture models of photoreceptor degeneration. // Invest Ophthalmol Vis Sci. 2003. V.44. N.2. P.818-25.

67. Forsberg C., Smith-Berdan S. Parsing the niche code: the molecular mechanisms governing hematopoietic stem cell adhesion and differentiation. // Haematologica. 2009. V.94.N.11. P. 1477-1481.

68. Friedenstein A.J., Gorslcaja J.F., Kulagina N.N. Fibroblast precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. // Exp Hematol. 1976. V.4. N.5. P.267-74.

69. Friedenstein A.J., Piatetzky-Shapiro II., Petrakova K.V. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells. // J Embryol Exp Morphol. 1966. V.16. N.3. P.381-90.

70. Gamm D.M., Nelson A.D., Svendsen C.N. Ann N.Y. Human retinal progenitor cells grown as neurospheres demonstrate time-dependent changes in neuronal and glial cell fate potential. // Acad Sci. 2005. V.1049. P.107-17.

71. Gangaraju V.K., Lin H. MicroRNAs: key regulators of stem cells. // Nat Rev Mol Cell Biol. 2009. V.10. N.2. P.l 16-25.

72. Ghosh F., Arne'r K., Engelsberg K. Isolation of Photoreceptors in the Cultured Full-Thickness Fetal Rat Retina. // Investigative ' Ophthalmology & Visual Science. 2009. V. 50. N.2. P.826-835.

73. Gimble J.M., Zvonic S., Floyd Z.E., Kassem M., Nuttall M.E. Playing with bone and fat. // J. Cell. Biochem. 2006. V.98. P.251-266.

74. Gordon D., Scolding N.J. Human mesenchymal stem cell culture for neural transplantation. //Methods Mol BioL2009. V.549. P. 103-18.

75. Guo L., Yin F., Meng H.Q., Ling L., Hu-He T.N., Li P., Zhang C.X., Yu S., Duan D.S., Fan H.X. Differentiation of mesenchymal stem cells into dopaminergic neuron-like cells in vitro. // Biomed Environ Sci. 2005. V.18. N.l. P.36-42.

76. Gustmann S., Dünker D. In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture. // JoVE. V.35. P.l-5. http://www.iove.com/index/Details.stp?ID=l 634.

77. Halfter W., Willem M., Mayer U. Basement Membrane-Dependent Survival of Retinal Ganglion Cells. // IOVS. 2005. V.46. N.3. P.1000-1001.

78. Hara A., Niwa M., Kunisada T., Yoshimura N., Katayama M., Kozawa O., Mori H. Embryonic stem cells are capable of generating a neuronal network in the adult mouse retina. // Brain Res. 2004. V.999. N.2. P.216-21.

79. Harris R.G., Herzog E.L., Bruscia E.M., Grove J.E., Van Arnam J.S., Krause D.S. Lackofafusion requirement for development of bone marrow-derived epithelia. // Science. 2002. V.305. N.5680. P.90-93.

80. Hayes G.M.,Woodroofe M.N., Cuzner M.L. Characterisation of microglia isolated from adult human and' rat brain. // J Neuroimmunol. 1988. V.19. P. 177-89.

81. Herzog E.L., Chai L., Krause D.S. Plasticity of marrow-derived stem cells. // Blood. 2003. V.102. P.3483-3493.

82. Ho M., Yu D., Davidsion M.C., Silva G.A. Comparison of standard surface chemistries for culturing mesenchymal stem cells prior to neural differentiation. // Biomaterials. 2006. V.27. N.24. P.4333-9.

83. Hofstetter C.P., Schwarz E.J., Hess D., Widenfalk J., El Manira A., Prockop D.J., Olson L. Marrow stromal cells form guiding strands in the injured spinal cord and promote recovery. // Proc Natl Acad Sci. USA. 2002. V.99. N.4. P.2199-204.

84. Hu J., Bok D. A cell culture medium that supports the differentiation of human retinal pigment epithelium into functionally polarized monolayers. // Mol Vis. 2001. V.7. P. 14-9.

85. Hutchings H., Maitre-Boube M., Tombran-Tink J., Plou J. Pigment epithelium-derived factor exerts opposite effects on endothelial cells of différent phenotypes. // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2002. V.294. P.764-769.

86. Ikeda K., Tanihara H., Honda Y., Tatsuno T., Noguchi H., Nakayama C. BDNF Attenuates Retinal Cell Death Caused by Chemically Induced Hypoxia in Rats. //IOVS. 1999. V.40. N.9 P.2130-2140.

87. Ivey K.N., Srivastava D. MicroRNAs as regulators of differentiation and cell fate decisions. // Cell Stem Cell. 2010. V.7. N.l. P.36-41.

88. Jakeman L.B., Wei P., Guan Z., Stokes B.T. Brain-derived neurotrophic factor stimulates hindlimb stepping and sprouting of cholinergic fibers after spinal cord injury. //Exp Neurol. 1998. V.154. N.l. P. 170-84.

89. Jiang Y., Vaessen B., Lenvik T., Blackstad M., Reyes M., Verfaillie C.M. Multipotent progenitor cells can be isolated from postnatal murine bone marrow, muscle, and brain. // Experimental Hematology. 2002. V.30. N.8. P.896-904.

90. Jin W., Xing Y.Q., Yang A.H. Epidermal growth factor promotes the differentiation of stem cells derived from human umbilical cord blood into neuron-like cells via taurine induction in vitro. // In Vitro Cell Dev Biol Anim. 2009. V.45. N.7. P.321-7.

91. Joannides A., Gaughwin P., Scott M., Watt S., Compston A., Chandran S. Postnatal astrocytes promote neural induction from adult human bone marrow-derived stem cells. // J Hematother Stem Cell Res. 2003. V.12. N.6. P.681-8.

92. Joe A.W., Gregory-Evans K. Mesenchymal stem cells and potential applications in treating ocular disease. // Curr Eye Res. 2010. V.35. N.ll. P.941-52.

93. Johansson K., Ehinger B. Structural changes in the developing retina maintained in vitro. // Vision Research. 2005. V.45. P.3235-3243.

94. Johnson T.V., Bull N.D., Martin K.R. Identification of barriers to retinal engraftment of transplanted stem cells. // Invest Ophthalmol" Vis Sci. 2010. V.51. N.2. P.960-70.

95. Jonas J.B., Witzens-Harig M.5 Arseniev L., Ho A.D. Intravitreal autologous bone marrow derived mononuclear cell transplantation: a feasibility report. // Acta 0phthalmol.2008. V.86. N.2. P.225-6.

96. Jonas J.B., Witzens-Harig M., Arseniev L., Ho A.D. Intravitreal autologous bonemarrow-derived mononuclear cell transplantation. // Acta Ophthalmol. 2010. V.88. N.4. P.131-2.

97. Kabos P., Ehtesham M., Kabosova A., Black K.L., Yu J.S.Generation of Neural Progenitor Cells from Whole Adult Bone Marrow. // Experimental Neurology. 2002. V.178. P.288-293.

98. Kafienan W., Mistry S., Williams C., Hollander. Nucleostemin is a marker of proliferating stromal stem cells in adult human bone marrow. // Stem Cells. 2005. V.24.N.4. P.l 113-20.

99. Kang S.K., JunaS.E., Bae Y.C., Jung J.S. I nteractions between human adipose stromal cells and mouse neural stem cells in vitro. // Developmental Brain Research. 2003. V.145. P.141-149.

100. Karl M.O., Reh Т.A. Regenerative medicine for retinal diseases: activating the endogenous repair mechanisms// Trends Mol Med. 2010. V.16. N.4. P. 193-202.

101. Kashiwagi F., Kashiwagi K., Iizuka Y.,Tsukahara S. Effects of Brain-Derived Neurotrophic Factor and Neurotrophin-4 on Isolated Cultured Retinal Ganglion Cells: Evaluation by Flow Cytometry. // IOVS. 2000. V.41. N.8. P.2373-2377.

102. Kassis I., Vaknin-Dembinsky A., Karussis D. Bone marrow mesenchymal stem cells: agents of immunomodulation and neuroprotection. // Curr Stem Cell Res Ther. 2011. V.6. N.l. P.63-8.

103. Kerrison J.B., Duh E.J., Yu Y., Otteson D.C., Zack D.J. A system for inducible gene expression in retinal ganglion cells. // Invest Ophthalmol Vis Sci. 2005. V.46. N.8. P.2932-9.

104. Kim S., Honmou O., Kato K., Nonaka Т., Houlcin K., Hamada H., Kocsis J.D. Neural differentiation potential of peripheral blood- and bone-marrow-derived precursor cells. // Brain Res. 2006. V.l 123. N.l. P.27-33.

105. Koizumi A., Zeck G., Ben Y., Masland R.H., Jakobs T.C. Organotypic culture of physiologically functional adult mammalian retinas. // PLoS One. 2007. V.2.N.2.P.221.

106. Krause D.S., TheiseN.D., Collector M.I., Henegariu O., Hwang S., Gardner R., Neutzel S., Sharkis S J. Multi-organ, multi-lineage engraftment by a single bone marrow-derived stem cell. // Cell. 2001. V.105. N.3. P.369-77.

107. Kretz A., Hermening S.H., Isenmann S. A novel primary culture technique for adult retina allows for evaluation of CNS axon regeneration in rodents. // J Neuroscience Methods. 2004. V.136 P.207-219.

108. Kucia M., Reca R., Campbell F.R. A population of very small embryonic-like (VSEL) CXCR4(+)SSEA-1 (+)Oct-4+ stem cells identified in adult bone marrow. // Leukemia. 2006. V.20. N.5. P.857-869.

109. Kucia M., Reca R., Jala V.R., Dawn B., Ratajczak J., Ratajczak, M.Z. Bone marrow as a home of heterogenous populations of nonhematopoietic stem cells. //Leukemia. 2005. Y.19.N.7. P.l 118-1127.

110. Kulbatski I. Stem/precursor cell-based CNS therapy: the importance of circumventing immune suppression by transplanting autologous cells. // Stem Cell Rev. 2010. V.6. N.3.405-10.

111. Kurimoto Y., Shibuki H., Kaneko Y., Ichikawa M., Kurokawa T., Takahashi M., Yoshimura N. Transplantation of adult rat hippocampus-derived neural stem cells into retina injured by transient ischemia. // Neurosci Lett. 2001. V.306. N.l-2. P.57-60.

112. Lamoury F.M., Croitoru-Lamoury J., Brew, B.J. Undifferentiated mouse mesenchymal stem cells spontaneously express neural and stem cell markers Oct-4 and Rex-1. // Cytotherapy. 2006. V.8. N.3. P.228-242.

113. Lapidot T., Kollet O. The brain-bone-blood triad: traffic lights for stem-cell homing and mobilization. // Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2010. P.l-6.

114. Layer P.G., Robitzki A., Rothermel A., Willbold E. Of layers and spheres: the reaggregate approach in tissue engineering. // Trends Neurosci. 2002. V.25. N.3. P.131-4.

115. Layer P.G., Rothermel A., Willbold E. From stem cells towards neural layers: a lesson from re-aggregated embryonic retinal cells. //Neuroreport. 2001. V. 12. N7. P.39-46.

116. Lei Z., Yongda L., Jun M., Yingyu S., Shaoju Z., Xinwen Z., Mingxue Z. Culture and neural differentiation of rat bone marrow mesenchymal stem cells in vitro. // Cell Biology International. 2007. V.31. P.916-923.

117. Lepore A.C., Neuhuber B., Connors T.M., Han S.S., Liu Y., Daniels M.P., Rao M.S., Fischer I. Long-term fate of neural precursor cells following transplantation into developing and adult CNS. //Neuroscience. 2006. V.139. N.2. P.513-30.

118. Levin L.A. Retinal Ganglion Cells and Supporting Elements in Culture. // J Glaucoma. 2005. V.14. P.305-307.

119. Li N., Li X.R., Yuan J.Q. Effects of bone-marrow mesenchymal stem cells transplanted into vitreous cavity of rat injured by ischemia/reperfusion. // Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2009. V.247. N.4. P.503-14.

120. Linser P., Saad A.D., Soh B.M., Moscona A.A. Cell contact-dependent regulation of hormonal induction of glutamine synthetase in embryonic neural retina. // Prog Clin Biol Res. 1982. V.85.B. P.445-58.

121. Lois C., García-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. Chain migration of neuronal precursors. // Science. 1996. V.271. N.5251. P.978-81.

122. Lu В., Wang S., Girman S., McGill Т., Ragaglia V., Lund R. Human adult bone marrow-derived somatic cells rescue vision in a rodent model of retinal degeneration. // Exp Eye Res. 2010. V.91. N.3. P.449-55.

123. Lu P., Blesch A., Tuszynski M.H. Induction of Bone Marrow Stromal Cells to Neurons: Differentiation, Transdifferentiation, or Artifact? // JNeuroscience Research. 2004. V.77. P.174-191.

124. Lye M.H., Jakobs T.C., Masland R.H., Koizumi A. Organotypic culture of adult rabbit retina. // J Vis Exp. 2007. V.3. P.190.

125. Ma Y. Т., Hsieh Т., Forbes M. E., et al. BDNF injected into the superior colliculus reduces developmental retinal ganglion cell death. // J Neurosci. 1998.- V.18. P.2097-107.

126. Machalinska A., Baumert В., Kuprjanowicz L., Wiszniewska В., Karczewicz D., Machalinski B. Potential application of adult stem cells in retinal repair—challenge for regenerative medicine. // Curr Eye Res. 2009. V.34. N.9. P.748-60.

127. MacLaren R.E., Pearson R.A., MacNeil A., Douglas R.H., Salt Т.Е., Akimoto M., Swaroop A., Sowden J. C., AH R.R. Retinal repair by transplantation of photoreceptor precursors. // Nature. 2006.V.444. P.203-207.

128. Madhavan L., Ourednik V., Ourednik J. Neural stem/progenitor cells initiatethe formation of cellular networks that provide neuroprotection by growth157factor-modulated antioxidant expression. // Stem Cells. 2008. V.26. N.l. P.254-65.

129. Massirer K.B., Carromeu C., Griesi-Oliveira K., Muotri AR. Maintenance and differentiation of neural stem cells. // Syst Biol Med. 2011. V.3. N.l. P.107-14.

130. Merkle F., Alvares-Buylla A. Neural stem cells in mammalian development // Curr. Opin. Cell Biol. 2006. V.18. P.704-709.

131. Merkle F.T., Tramontin A.D., Garcia-Verdugo J.M., Alvarez-Buylla A. Radial glia give rise to adult neural stem cells in the subventricular zone. // Proc Natl Acad Sci USA. 2004. V.101. P. 17528-17532.

132. Meyer J.S., Katz M.L., Maruniak J.A., Kirk M.D. Embryonic stem cell-derived neural progenitors incorporate into degenerating retina and enhance survival of host photoreceptors. // Stem Cells. 2006. V.24. N.2. P.274-83.

133. Mezey E., Chandross K.J., Harta G., Maki R.A., McKercher S.R. Turning blood into brain: cells bearing neuronal antigens generated in vivo from bone marrow. // Science. 2000. V.290. N.5497. P.1779-82.

134. Ming G.L., Song H. Adult neurogenesis in the mammalian brain: significant answers and significant questions. //Neuron. 2011. V.70. N.4. P.687-702.

135. Miyata T., Kawaguchi A., Saito K., Kawano M., Muto T., Ogawa M. Asymmetric production of surface-dividing and non-surface-dividing cortical progenitor cells. //Development. 2004. V.131. N.13. P.3133-45.

136. Momin E.N., Mohyeldin A., Zaidi H.A., Vela G., Quiñones-Hinojosa A. Mesenchymal stem cells: new approaches for the treatment of neurological diseases. // Curr Stem Cell Res Ther. 2010. V.5. N.4. P.326-44.

137. Montana C.L., Myers C.A., Corbo J.C. Quantifying the activity of cis-regulatory elements in the mouse retina by explant electroporation. // J Vis Exp. 2011. V.28. N.52. P.2821.

138. Moritoh S., Tanaka K.F., Jouhou H., Ikenaka K., Koizumi A. Organotypic tissue culture of adult rodent retina followed by particle-mediated acute gene transfer in vitro. // PLoS One. 2010 . V.5. N.9. P.12917.

139. Moscona A.A., Kirk D.L.Control of glutamine synthetase in the embryonic retina in vitro. // Science. 1965. V.148. P.519-21.

140. Munoz-Elias G., Akiva J.M., Coyne T.M.,Woodbury D., Black I.B. Adult Bone Marrow Stromal Cells in the Embryonic Brain: Engraftment, Migration, Differentiation, and Long-Term Survival. // J Neuroscience. 2004. V. 24. N.19. P.4585- 4595.

141. Murer M.G., Yan Q., Raisman-Vozari R. Brain-derived neurotrophic factor in the control human brain, and in Alzheimer's disease and Parkinson's disease. //Prog Neurobiol. 2001. V.63. N.l. P.71-124.

142. Nagasawa T., Omatsu Y., Sugiyama T. Control of hematopoietic stem cells by the bone marrow stromal niche: the role of reticular cells. // Trends Immunol. 2011. V.32. N.7. P.315-20.

143. Narayan P.J., Gibbons H.M., Mee E.W., Faull R.L.M., Dragunow M. High throughput quantification of cells with, complex morphology in mixed cultures. // J Neurosci Meth 2007. V.164. P.339-49

144. Niemeyer G. Retinal research using the perfused mammalian eye. // Progress in Retinal and Eye Research. 2001. V.20. N.3. P.289-318.

145. Oka S.M., Frederick J.M., Landers R.A., Bridges C.D.B. Adult human retinal cells in culture, identification of cell types and expression of differentiated properties. // Experimental Cell Research. 1985. V.159 P. 127140.

146. Orkin S.H., Zon L.I. // Hematopoiesis and stem cells: Plasticity versus developmental heterogeneity. Nature Immunology. 2002. V.3. N.4. P.323-328.

147. Otani A., Kinder K., Ewalt K., Otero F.J., Schimmel P., Friedlander M., Bone marrow-derived stem cells target retinal astrocytes and can promote or inhibit retinal angiogenesis. //Nat. Med. 2002. V.8. P. 1004-1010.

148. Otani T., Yamaguchi Y., Kishi S. Serous macular detachment secondary to distant retinal vascular disorders. // Retina. 2004. V.5. P.758-62.

149. Parmar M., Skogh C., Bjorklund A., Campbell K. Regional specification of neurosphere cultures derived from subregions of the embryonic telencephalon. // Molecular and Cellular Neuroscience. 2002. V.21. P.645-656.

150. Pease M.E., McKinnon S.J., Quigley H.A., Kerrigan-Baumrind L.A., Zack DJ. Obstructed Axonal Transport of BDNF and Its Receptor TrkB in Experimental Glaucoma. // IOVS. 2000. V.41. N.3. P.764-774.

151. Phinney D.G., Hill K., Michelson C. et al. Biological activities encoded by the mMSC transcriptome provide a basis for their developmental potential and broad therapeutic efficacy. // Stem Cells. 2004. P.236.

152. Pinzo-Duarte G., Kohler K., Arango-Gonzalez B., Guenther E. Cell differentiation, synaptogenesis, and influence of the retinal pigment epithelium in a rat neonatal organotypic retina culture. // Vision Research. 2000. V.40. P.3455-3465.

153. Pluchino S., Cusimano M., Bacigaluppi M., Martino G. Remodelling the injured CNS through the establishment of atypical ectopic perivascular neural stem cell niches. //Arch Ital Biol. 2010. V.148. N.2. P. 173-83.

154. Polisetti N., Ghaitanya V.G., Babu P.P., Vemuganti G.K. Isolation, characterization and differentiation potential of rat bone marrow stromal cells. //Neurol India. 2010 . V.58. N.2. P.201-8.

155. Quigley H.A., McKinnon S.J., Zack D.J., Pease M.E., Kerrigan-Baumrind L.A., Kerrigan D.F., Mitchell R.S. Retrograde Axonal Transport of BDNF in Retinal Ganglion Cells Is Blocked by Acute IOP Elevation in Rats. // IOVS. 2000. V.41. N.l 1. P.3460-3466.

156. Rafii S., Lyden, D.L. Therapeutic stem and progenitor cell transplantation for organ vascularization and regeneration. // Natural Medicines. 2003. V.9. N.6. P.702—712.

157. Ratajczak M.Z., Zuba-Surma E.K., Machalinski B., Ratajczak J., Kucia M. Very Small Embryonic-Like (VSEL) Stem Cells: Purification from Adult Organs, Characterization, and Biological Significance. // Stem Cell Rev. 2008. V.4. P.89-99.

158. Ratajczak J., Zuba-Surma E., Paczkowska E., Kucia M., Nowacki P., Ratajczak MZ. Stem cells for neural regeneration—a potential application' of very small embryonic-like stem cells. // J Physiol Pharmacol. 2011. V.62. N.l. P.3-12.

159. Reyes M., Lund T., Lenvik T., Aguar D., Koodie L., Verfaillie C.M. Purification and ex vivo expansion of postnatal human marrow mesodermal progenitor sells. //Blood. 2001. V.98. P.2615-2625.

160. Reynolds B.A., Weiss S. Clonal and'population analyses demonstrate that an EGF-responsive mammalian embryonic CNS precursor is a stem cell. // Developmental Biology. 1996. V.175. P.l-13.

161. Rodriguez F.D., Vecino E. Stem- cell plasticity, neuroprotection and regeneration in human eye diseases. // Curr Stem Cell Res Ther. 2010. V.29

162. Rorke L.B., Gilden D.H., Wroblewska z> Santoli D. Human brain in tissue culture. IV. Morphological characteristics. // J Comp Neurol. 1975. V.161. P.329-40.

163. Sakaguchi D.S., Van Hoffelen S.J., Young M.J. Differentiation and morphological integration of neural progenitor cells transplanted into the developing mammalian eye. // Ann NY Acad Sci. 2003. V.995. P. 127-39.

164. Savelyev S.A., Larsson K.C., Johansson A.S., Lundkvist G.B.Slice preparation, organotypic tissue culturing and luciferase recording of clock gene activity in the suprachiasmatic nucleus. // J'Vis Exp. 2011. V.15. N.48. P.2439.

165. Schraufstatter I.U., Discipio R.G., Khaldoyanidi S. Mesenchymal stem cells and their microenvironment. // Front Biosci. 2011. V. 17. P.2271-88.

166. Schrepfer S., Deuse T., Lange C., Katzenberg R., Reichenspurner H., Robbins R.C., Pelletier M.P. Simplified protocol to isolate, purify, and culture expand mesenchymal stem cells. // Stem Cells Dev. 2007. V.l. P.105-7.

167. Seiler M.J., Aramant R.B., Bergstrom A. Co-transplantation of embryonic retina and retinal pigment epithelial cells to rabbit retina. // Curr Eye Res. 1995. V.14. N.3. P.199-207.

168. Shi H., Yang W„ Cui Z.H., Lu C.W., Li X.H., Liang L.L., Song E. Tracking of CFSE-labeled endothelial progenitor cells in laser-injured mouse retina. // Chin Med J. 2011. V. 124. N.5. P.751 -7.

169. Shi Q., Rafíi S., Wu M.H. Evidence for circulating bone marrow-derived endothelial cell. // Blood. 1998. V.92. N.2. P.362-367.

170. Singh M.S., Maclaren R.E. Stem cells as a therapeutic tool for the blind: biology and future prospects. // Proc Biol Sci. 2011. Aug 3. Epub ahead of print. n

171. Siqueira R.C., Voltarelli'J.C., Messias A.M., Jorge R. Possible mechanisms of retinal function recovery with the use of cell therapy with bone marrow-derived stem cells. // Arq Bras Oftalmol. 2010. V.73. N.5. P.474-9.

172. Soares S., Sotelo C. Adult neural stem cells from the mouse subventricular zone are limited in migratory ability compared to progenitor cells of similar origin. //Neuroscience. 2004. V.128. P.807-817

173. Song S., Sanchez-Ramos J.R. Preparation of Neural Progenitors from Bone Marrow and Umbilical Cord Blood. // Methods in Molecular Biology. 2006. V.438. P.123-133.

174. Spradling A., Drummond-Barbosa D., Kai T. Stem cells find their niche. // Nature. 2001. V.414. N.6859. P.98-104.

175. Steven W., Mu W.X., Bowers W. J., Klein W.H. Retinal, ganglion cell differentiation in cultured mouse retinal explants. // Methods. 2002. V.28. P.448—456.

176. Takahashi M., Palmer T.D., Takahashi J., Gage F.H. Widespread integration and survival of adult-derived neural progenitor cells in the developing optic retina. // Mol Cell Neurosci. 1998. V.12. N.6. P.340-8.

177. Takano M. Brain derived Neutrophic factor Enhances Neurite Regeneration from Retinal Ganglion Cells in Aged Human Retina in vitro. // Exp. Eye. Res. 2002. V.74. P.319-323.

178. Tao Y.X., Xu H.W., Zheng Q.Y., FitzGibbon T. Noggin induces human bone marrow-derived mesenchymal stem cells to differentiate into neural and photoreceptor cells. // Indian J Exp Biol. 2010.V.48. N.5. P.444-52.

179. Tokumine J., Kakinohana O., Cizkova D., Smith D.W., Marsala M. Changes in spinal GDNF, BDNF, and NT-3 expression after transient spinal cord ischemia in the rat. // J Neurosci Res. 2003. V.74. N.4. P.552-61.

180. Tomita M., Mori Т., Maruyama K., Zahir Т., Ward M., Umezawa A., Young M.J. A comparison of neural differentiation and retinal transplantation with bone marrow-derived cells and retinal progenitor cells. // Stem Cells. 2006. V.24. N.10. P.2270-8.

181. Tseng P.Y., Chen С J., Sheu C.C., Yu C.W., Huang Y.S. Spontaneous differentiation of adult rat marrow stromal cells in a long-term culture. // J Vet Med Sci. 2007. V.69. N.2. P.95-102.

182. Uccelli A., Benvenuto F., Laroni A., Giunti D. Neuroprotective features of mesenchymal stem cells. // Best Pract Res Clin Haematol. 2011. V.24. N.l. P.59-64.

183. Uchida N., Buck D.W., He D., Reitsma M.J., Masek M., Phan T.V., -Tsukamoto A.S., Gage F.H., Weissman I.L. Direct isolation of human central nervous system stem.cells. // PNAS. 2000: V.97. N.26. P.14720-14725.

184. Urrea C., Castellanos D. A., Sagen J., Tsoulfas P., Bramlett H. M., Dietrich W. D. Widespread cellular proliferation and- focal neurogenesis after traumatic brain injury in the rat. // Restorative Neurology and Neuroscience. 2007. V.25. P.65-76.

185. Surgeons rats. //ProcNatl Acad Sci USA. 1999. V.96. N.6. P.3126-31.

186. Uccelli A., Benvenuto F., Laroni A., Giunti D. Neuroprotective features of mesenchymal stem cells. // Best.Pract Res Clin Haematol. 2011. V.24. N.l. P.59-64.

187. Valtink M., Engelmann K. Culturing of retinal pigment epithelium cells. // Dev Ophthalmol: 2009. V:43. P. 109-19.

188. Vassilopoulos G., Russell D.W. Cell fusion: an alternative to stem cell plasticity and its therapeutic implications. // Curr Opin Genet Dev. 2003. V.5. P.480-5.

189. Wallace V.A. Stem cells: a source for neuron repair in retinal disease. // Can J Ophthalmol. 2007. V.42. N.3. P.442-6.

190. Wallace V.A. Concise review: making a retina—from the building blocks to clinical applications. // Stem Cells. 2011. V.29. N.3. P.412-7.

191. Wang L., Zhang Z., Wang Y., Zhang R., Chopp M. Treatment of stroke with erythropoietin enhances neurogenesis and angiogenesis and improves neurological function in rats. // Stroke. 2004. V.35. N.7. P. 1732-7.

192. Wang S., Lu B., Girman S., Duan J., McFarland T., Zhang Q.S., Grompe M., Adamus G., Appukuttan B., Lund R. Non-invasive stem cell therapy in a rat model for retinal degeneration and vascular pathology. // PLoS One. 2010V.5. N.2. P.e9200.

193. Wang Z.Y., ShenL.J., Zhao K.IC., Song Z.M., Qu J. Elevated Erythropoietin in Vitreous of Patients with Rhegmatogenous Retinal Detachment and Proliferative Vitreoretinopathy. // Ophthalmic Res. 2009. V.42. N.15. P.138-140.

194. Watanabe M., Tokita Y., Kato M., Fukuda A.Y. Intravitreal Injections of Neurotrofic Factors and Forskolin Enhanse Survival and Axonal Regeneration of Axotomized Ganalion Cells in Cat Retina. // Neuroscience. 2003. V.116 P.733-742.

195. Wojcik-Stanaszek L., Gregor A., Zalewska T. Regulation of neurogenesis by extracellular matrix and integrins. // Acta Neurobiol Exp.2011. V. 1. N. 1. P.103-12.

196. Woodbury D., Schwarz E.G., Prockop D.J., Black I.J. Adult Rat and Human Bone Marrow Stromal Cells Differentiate Into Neurons. // J Neuroscience Research. 2000. V.61. P.364-370.

197. Xu Z., Jiang F., Zeng Y., Alkhodari H.T., Chen F. Culture of rat retinal ganglion cells. // J Huazhong Univ Sci Technolog Med Sci. 2011. V.31. N.3. P.400-3.

198. Yafai Y., Lange J., Wiedemann P., Reichenbach A., Eichler W. Pigment Epithelium-Derived Factor Acts as an Opponent of Growth-Stimulatory Factors in Retinal Glial-Endothelial Cell Interactions. // Glia. 2007. V.55. P.642-651.

199. Yaji N., Yamato M., Yang J., Okano T., Hori S. Transplantation of tissue-engineered retinal pigment epithelial cell sheets in a rabbit model. // Biomaterials. 2009. V.30. N.5. P.797-803.

200. Yamagata M., Sanes J.R. Lamina-specific cues guide outgrowth and arborization of retinal axons in the optic tectum. // Development. 1995. V.121. P. 189-200.

201. Yang X.T., Bi Y.Y., Feng D.F. From the vascular microenvironment to neurogenesis. // Brain Res Bull. 2011. V.84.N.1P.1-7.

202. Yao J., Tucker B.A., Zhang X., Checa-Casalengua P., Herrero-Vanrell R., Young M.J. Robust cell integration from co-transplantation of biodegradable MMP2-PLGA microspheres with retinal progenitor cells. // Biomaterials. 2011. V.32. N.4. P.1041-50.

203. Ying Q.L., Nichols J., Evans E.P., Smith A.G. Changing potency by spontaneous fusion. //Nature. 2002. V.416. N.6880. P.485-7.

204. Young M.J., Ray J., Whiteley S.J., Klassen H., Gage F.H. Neuronaldifferentiation and morphological integration of hippocampal progenitor cells167

205. Работа выполнена при реализации ФЦП «Кадры научной и научно-педагогической России на 2009-2013гг.»6Э