Организация базовых репликонов плазмид группы несовместимости P-7 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат биологических наук Волкова, Ольга Викторовна

• Волкова, Ольга Викторовна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Волкова, Ольга Викторовна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. Мобильные генетические элементы - неисчерпаемый источник генотипической изменчивости.

1Л. Вирусы: суперпаразиты и соучастники.

1.2. Плазмиды - ключевые «игроки» в процессе горизонтального переноса генетической информации.

1.3. Транспозоны - универсальные генетические челноки.

1.4. Интегроны - природные системы клонирования и экспрессии.

1.5. Геномные ос трова - «пластилин» для эволюционного процесса.

2. Системы репликации бактериальных плазмид.

2Л. Репликация по типу «катящегося кольца».

2.2. Репликация с вытеснением цепи (по типу D-петли).

2.3. Репликация по тета-типу.

3. Системы сегрегации низкокопийных плазмид.

3.1. Системы сегрегации типа 1.

3.2. Системы сегрегации типа II.

4. Поддержание плазмид за счет постсегрегациопной гибели бесплазмидиых клеток.

5. Несовместимость плазмид.

5.1. Свойство плазмидной несовместимости.

5.2. Классификация плазмид по группам несовместимости.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

1. Бактериальные штаммы и плазмиды.

2. Среды, источники углерода и антибиотики.

3. Конъюгация.

4. Выделение плазмидной ДНК.

5. Приготовление компетентных клеток E.coli.

6. Полимеразная цепная реакция (ГИДР).

7. Визуализация ДНК и выделение ДНК из геля.

8. Рестрикция ДНК и обработка концов фрагментом Клёнова.

9. Лигирование ДНК.

10. Мутагенез плазмиднои ДНК гидроксиламином.

11. Трансформация штаммов E.coli, Pseudomonas, Comamonas плазмиднои ДНК.

12. Секвепирование ДНК.

13. Конструирование минимальных репликонов плазмид Rmsl48, pFME5, pYl-3.

14. Конструирование базового репликона плазмиды pFME5.

15. Конструирование мини-репликона плазмиды pBS270.

16. Конструирование дефектных по par-vtнам вариантов pFME5mini.

17. Стабильность поддержания плазмиднои ДНК.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Структура области инициации репликации плазмиды резистентности к стрептомицину Rmsl48.

1.1. Структура минимального репликона Rmsl48.

1.2. Филогенетический анализ области repA-oriVплазмиды Rmsl48.

1.3. Предсказание структуры белка RepA Rmsl48.

2. Организация и особенности поддержания базового репликона плазмиды биодеградации нафчалина pFME5.

2.1. Структура базового репликона pFME5.

2.2. Особенности поддержания pFME5mini в гомо- и гетерологичных хозяевах.

2.3. Анализ пуклеотидной последовательности pFME5mini.

2.4. Мутационный анализ pFME5mini.

3. Классификация 1псР-7-плазмид, основанная на структурном разнообразии их базовых репликонов.

3.1. Полиморфизм области repAB-oriV.

3.2. Полиморфизм генов/?аг-локуса.

3.3. Минимальные репликоны рСАРИ-типа быстрее элиминируются из популяции псевдомонад, чем минимальные репликоны других типов.

3.4. 1псР-7-репликоны образуют 4 подгруппы, не отражающие принцип одна подгруппа - один кодируемый фенотип».

4. Мини-репликон плазмиды биодеградации капролактама/салицилата рВ8270 содержит новый ген инициатора репликации Тг£А-типа.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Организация базовых репликонов плазмид группы несовместимости P-7»

Бактерии рода Pseudomonas повсеместно распространены в природе и известны как деструкторы широкого спектра органических веществ, в том числе токсичных и канцерогенных поллютантов. С другой стороны, серьезной проблемой становится приобретение некоторыми условно патогенными представителями рода множественной устойчивости к антибиотикам [144]. Очень часто приведенные выше фенотипические признаки кодируются внехромосомиыми генетическими элементами - плазмидами биодеградации (D-плазмиды) и антибиотикорезистентности (R-плазмиды) [17, 151]. которые являются ключевыми «игроками» в процессе горизонтального переноса генетической информации в бактериальных популяциях.

Плазмиды классифицируюi по «даруемым» хозяину фенотипическим признакам, по размеру, способности к коныогационному переносу и т.н. Но наибольший интерес с молекулярно-генегической точки зрения предеiавляе! классификация плазмид по признаку несовместимости, поскольку она отражает эволюционный путь генетических элементов и основана на различиях структуры и функционирования их базовых репликонов, включающих области, ответственные за репликацию (минимальные репликоны) и стабильное поддержание плазмид в ряд}' бактериальных поколений. Плазмиды с близкородственными базовыми рспликонами не могут длительное время сосуществовав в одном бак1ериальном хозяине, т.е. несовместимы друг с другом и поэтому оiносяiся к одной группе несовмесшмосп! [12, 113J. Принадлежность плазмиды к той или иной группе несовместимости определяет круг бактериальных хозяев, способность к длительному сосуществованию с другими плазмидами в одном хозяине, а следовательно, судьбу генов биодеградации/резисгентности в конкретных микробных сообществах.

В сис1еме классификации плазмид нсевдомонад (IncP) насчитывается 14 групп несовмес1 имоеги (помимо целого блока неклассифицированных внехромосомных элементов) [17]. Особый ишерес для биотехнологии представляют группы Р-1. Р-7 и Р-9, включающие плазмиды биодеградации ксенобиотиков и компонентов нефти (галогепированных соединений, капролактама, ароматических углеводородов и др.). В отличие от Р-1 и Р-9 групп [10. 135]. до настоящего времени не были детально изучены механизмы поддержания и структурное разнообразие плазмид IncP-7-группы, не разработана их внутригрупповая классификация. D-плазмиды этой группы несовместимости вносят существенный вклад в биодеградативный потенциал окружающей среды и часто обнаруживаются в загрязненных образцах почвы и воды. Кроме того, некоторые из них кодируют гистоноподобные глобальные регуляторы транскрипции H-NS-семейства и могут модулировать экспрессию хромосомных генов, в том числе, усиливать транскрипцию mexEF-oprN-onepona, кодирующего эффлюкс-систему, повышая устойчивость бактериального хозяина к антибиотикам [169]. Известны и IncP-7-плазмиды антибиотикорезистентности (архетип группы - плазмида резистентности к стрептомицину Rmsl48 из клинических изолятов P.aeruginosa), исследование механизмов поддержания которых представляет несомненный интерес для клинической микробиологии.

Цели и задачи работы

Цель работы - исследование организации базовых репликоиов плазмид группы несовместимости Р-7.

В соответствии с целью были поставлены следующие задачи:

1. Сконструировать минимальные/базовые репликоны D- и R-плазмид группы Р-7.

2. Изучить организацию и особенности поддержания полученных репликонов.

3. Определить нуклеотидную последовательность полученных репликонов и провести филогенетический анализ областей, входящих в их состав.

4. Исследовать структурное разнообразие базовых репликонов и прилегающих к ним участков ДНК большой группы IncP-7-плазмид из лабораторной коллекции.

5. На основе полиморфизма нуклеотидных последовательностей области инициации репликации и /х/г-локуса разработать впутригрупповую классификацию Р-7-плазмид.

Научная новизна

В данной работе впервые получены минимальные репликоны плазмид биодеградации нафталина pFME5 и pYl-З и плазмиды устойчивости к стрептомицину Rmsl48 (архетип

1псР-7), а также базовый репликон рГМЕ5. Определены нуклеотидпые последовательности полученных репликонов, оценен круг их хозяев и стабильность поддержания. Проведен мутационный анализ базового репликона плазмиды рРМЕ5, выявивший области плазмидной ДНК, необходимые для ее стабильного поддержания.

Подобрана большая группа праймеров для детекции и характеристики различных областей и генов в составе базовых репликонов плазмид группы 1псР-7.

С помощью ПЦР, рестрикционного анализа и избирательного секвенирования впервые оценено структурное разнообразие базовых репликонов и гена герВ большой выборки 1псР-7-плазмид.

Па основе выявленного нуклеотидного полиморфизма участка герА-ог1У-раг\¥АВС впервые разработана внутригрупиовая система классификации Р-7-плазмид.

В составе 1псР-7-плазмиды биодеградации капролактама/салицилата рВ8270 обнаружен функционирующий 1псР-1 -подобный репликон, содержащий новый ген белка-инициатора репликации 'ПТА-семейства.

Научно-пракгическая значимость работы

Исследование организации и особенностей поддержания базовых репликонов плазмид группы 1псР-7 расширяе1 представления о системах репликации и сегрегации внехромосомных генетических -элементов и их эволюции, а оценка разнообразия Р-7-плазмид - о распространении в популяциях микроорганизмов биотехнологичеекп и клинически значимых фенотипических признаков, кодируемых плазмидами -этой группы.

Подобранные в работе праймеры, специфичные к различным участкам областей инициации репликации (герА-огИи активной сегрегации (раг1¥АВС) Р-7-плазмид, можно использовать для обнаружения и классификации новых плазмид группы 1псР-7, а также (в совокупности с праймерами, специфичными к ключевым генам биодеградации) для оценки биодеградативпого потенциала загрязненных территорий. Праймеры, специфичные к консервативному гену хеликазы иугО-типа (герВ), позволяют обнаружить инсерционные последовательности, внедренные в область, прилегающую к базовому репликону Р-7-плазмид. а при небольшом размере инсерций - установить их нуклео гидную последовательность.

В дальнейшем возможно применение специфичных к некоторым областям Р-7-базовых репликонов праймеров для диагностики и мониторинга эффективности терапии бактериальных инфекций, вызванных псевдомонадами, несущими R-плазмиды группы IncP-7. Более того, в связи с возросшими темпами распросфанения опосредованной плазмидами мультирезисгентности обсуждается возможность «ангиплазмидной iерапии» с целью формирования чувствительности клинических штаммов бактерий к антибиотическим препаратам [35]. «Мишенями» подобной терапии должны стать области, связанные с витальными для плазмидной ДНК процессами, а структура этих областей отличается у представителей разных групп несовместимости. Поэтому изучение организации базовых репликонов плазмид группы IncP-7 может лечь в основу разработки cooi встствующей «ангиплазмидной» герании. дополняющей лечение ан1ибак1ериальными препаратами, при обнаружении циркуляции клинически значимых R-плазмид эгой группы в больничных популяциях псевдомонад.

На основе базовых (или минимальных) репликонов IncP-7-плазмид могут быть созданы векторные конструкции. Учитывая круг потенциальных хозяев плазмид этой группы, вероятно использование P-7-репликонов в качестве векторов для клонирования в штаммах рода Pseudomonas и ингегративных - в других систематических группах бактерий. В часжосш. минимальный репликон плазмиды pFME5 мы успешно использовали для изоляции генов биодеградации капролакгама плазмиды pBS270.

Апробация работы

Результаты работы были представлены на 13-й и 15-й Международных путинских школах-конференциях молодых ученых «Биология - наука 21-го века» (Пущино, 2009 г. и 2011 г.). Всероссийской конференции с элемешами научной школы для молодежи «Экогоксикология-2010» (Тула. 2010 г.).

Диссертация была апробирована на совместном семинаре лабораторий биоло1ии плазмид и молекулярной микробиологии ФГБУН ИБФМ РАН и на заседании секции «Молекулярная биология» Ученого совета ФГУГГ «ГосПИИгенетика».

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 7 работ, в том числе 4 статьи и 3 публикации в сборниках трудов конференций.

Структура и объем диссертации

Диссертационная работа изложена на 125 страницах машинописного текста и состоит из следующих разделов: «Введение», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение», «Список литературы». Работа содержит 28 рисунков и 4 таблицы, список литературы включает 170 источников.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Волкова, Ольга Викторовна

выводы

1. Сконструированы минимальные репликоны IncP-7-илазмид биодеградации нафталина pFME5 и pYl-З, плазмиды устойчивости к стрептомицину Rmsl48, а также базовый репликон pFME5.

2. Полученные минимальные репликоны, состоящие из гена герА и области oriV могут поддерживаться только в бактериях рода Pseudomonas в селективных условиях. Присутствие кластера parWABC, кодирующего систему активной сегрегации, в составе базового репликона плазмиды pFME5 стабилизирует его наследование, но не расширяет круг хозяев. Ген рагС, кодирующий гипотетический белок, на стабильность не влияет.

3. У плазмид IncP-7-группы наиболее консервативен ген инициатора репликации герА, максимальная дивергенция его нуклеотидных последовательностей в пределах группы составляет 8%, в то время как области oriV - 27%. Плазмида Rmsl48 отличается от остальных членов группы числом итеронов, локализованных в oriV.

4. Раг-система плазмид группы 1псР-7 относится к типу 1а сегрегационных систем, состоящих из АТФазы Уолкера (РагА), ДНК-связывающего белка (РагВ) и центромероподобной последовательности parS, однако у представителей группы IncP-7 локализация потенциального сайта parS - между генами рагА и рагВ -уникальна. Необходимым компонентом Р-7-Раг-системы является мембранный белок с неизвестными функциями (ParW).

5. У 15-ти исследованных плазмид IncP-7-грунпы «ниже» гена герА по ходу цегш ДНК обнаружен высококонсервативный ген герВ, кодирующий ДНК-хеликазу, однако его ОРС и область, к ней прилегающая, является «горячей точкой» для внедрения чужеродной ДНК.

6. В составе плазмиды биодеградации капролактама/салицилата pBS270, несущей детерминанты несовместимости группы Р-7 и ген герВ, отсутствует кластер parWABC и необходимая для инициации репликации часть oriV. Получен мини-репликон pBS270 и определена его нуклсотидная последовательность. Выявлена химерная природа pBS270mini. В составе репликона обнаружен новый ген инициатора репликации Тг£А-типа, позволяющий классифицировать репликон как ІпсР-1-подобный.

7. Организация базовых репликонов исследованных Р-7-плазмид консервативна, однако различия в нуклеотидных последовательностях области инициации репликации и /?аг-локуса позволяют предложить первую систему классификации плазмид группы ІпсР-7, в которой репликоны образуют 4 подгруппы (а, |3, у, 5), не отражающие принцип «одна подгруппа - один кодируемый фенотип».

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Волкова, Ольга Викторовна, 2013 год

1. Воронин А.М., Кочетков В.В., Скрябин Г.К. Группы несовместимости плазмид биодеградации нафталина бактерий рода Pseudomonas II Генетика. 1980. Т. 16. С. 792-803.

2. Есикова Т.З., Грищенков В.Г., Воронин А.М. Плазмиды биодеградации с-капролактама//Микробиология. 1990. №4. С. 547-552.

3. Есикова Т.З., Грищенков В.Г., Кулаков Л.А., Моренкова М.А., Воронин А.М. Группы несовместимости плазмид биодеградации s-капролактама бактерий рода Pseudomonas // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 1990. №. 4. С. 25-28.

4. Есикова Т.З., Грищенков В.Г., Воронин А.М. Характер утилизации капролактама штаммами Pseudomonas spp. в зависимости от САР-плазмид и бактерий-хозяев // Прикладная биохимия и микробиология. 1993. Т. 29. № 2. С. 259-266.

5. Измалкова Т.Ю., Сазонова О.И., Соколов С.Л., Кошелева И.А., Воронин А.М. Плазмиды биодеградации нафталина и салицилата Р-7 группы несовместимости в штаммах флуоресцирующих псевдомопад // Микробиология. 2005. Т. 74. С. 1-7.

6. Кочетков В.В., Воронин А.М. Плазмиды биодеградации нафталина, несовместимые с плазмидами групп 1псР-2 и 1псР-7 // Генетика. 1985. Т. 21. № 4. С. 522-529.

7. Полевода Б.В., Цой Т.В., Воронин А.М. Структурно-функциональная организация R-плазмиды pBS222 с широким кругом бактериальных хозяев // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 1986. №. 12. С. 3-10.

8. Рыбчин В.Н. Основы генетической инженерии. 2-е изд., перераб. и доп.: Учебник для ВУЗов. СПб: Изд-во СПбГТУ, 2002. 522 с.

9. Adainczyk M., Jagura-Burdzy G. Spread and survival of promiscuous IncP-1 Plasmids //Acta Biochimica Polonica. 2003. V. 50. P. 425-453.

10. Austin S., Abeles A. Partition of unit-copy miniplasmids to daughter cells. II. The partition region of miniplasmid PI encodes an essential protein and a centromerelike site at which it acts // J. Mol. Biol. 1983. V. 169. P. 373-387.

11. Austin S., Nordstrom K. Partition-mediated incompatibility of bacterial Plasmids // Cell. 1990. V. 60. P. 351 -354.

12. Bale M.J., Fry J.C., Day M.J. Plasmid transfer between strains of Pseudomonas aeruginosa on membrane filters attached to river stones // J. Gen. Microbiol. 1987. V. 133. P. 3099-3107.

13. Barilla D., Hayes F. Architecture of the ParF-ParG protein complex involved in prokaryotic DNA segregation // Mol. Microbiol. 2003. V. 49. P. 487-^99.

14. Becq J., Gutierrez M.C. Rosas-Magallanes V., Rauzier J., Gicquel B., Neyrólles O., Deschavanne P. Contribution of horizontally acquired genomic islands to the evolution ofthe tubercle bacilli // Mol. Biol. Evol. 2007. V. 24. P. 1861-1871.

15. Bork P., Sander C., Valencia A. An ATPase domain common to prokaryotic eel! cycle proteins, sugar kinases, actin, and hsp70 heat shock proteins // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1992. V. 89. P. 7290-7294.

16. Boronin A.M. Diversity oí Pseudomonas plasmids: To what extent? // FEMS Microbiol. Letters. 1992. V. 79. P. 461-467.

17. Bouet J.Y., Rech J., Egloff S. Biek D.P., Lane D. Probing plasmid partition with centromere-based incompatibility // Mol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 511-525.

18. Bryan L.E., Semaka S.D., van den Elzen H.M., Kinnear J.E., Whitehouse R.L.S. Characteristics of R931 and other Pseudomonas aeruginosa R factors // Antimicrob. Agents Chemother. 1973, V. 3. P. 625-637.

19. Canchaya C., Proux C., Fournous G., Bruttin A. Brussow IT. Prophage genomics // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2003. V. 67. № 2. p. 238-276.

20. Carattoli A. Resistance plasmid families in Enterobacteriaceae // Antimicrob. Agents Chemother. 2009. V. 53. № 6. P. 2227-2238.

21. Carhart G., Megeman G. Improved method of selection for mutants of Pseudomonas putida II Appl. Microbiol. 1975. Vol. 30. № 6. P. 1046-1047.

22. Cerqua C., Ancsti V., Pyakurel A., Liu D„ Naon D., Wiche G., Baffa R„ Dimmer K.S., Scorrano L. Trichoplein/mitostatin regulates endoplasmic reticulum-mitochondria juxtaposition // EMBO reports. 2010. V. 11. P. 854 860.

23. Chattoraj D.K., Schneider T.D. Replication control of plasmid PI and its host chromosome: the common ground // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1997. V. 57. P. 145-186.

24. Chattoraj D. Control of plasmid replication by iterons: no longer paradoxical // Mol. Microbiol. 2000. V. 37. P. 467-476.

25. Chikami G.K., Guiney D.G., Schmidhauser T.J., Ilelinski D.R. Comparison of 10 IncP plasmids: homology in the regions involved in plasmid replication // J. Bacteriol. 1985. V. 162. P. 656-660.

26. Conley D.L., Cohen S.N. Isolation and characterization of plasmid mutations that enable partitioning of pSClOl replicons lacking the partition (par) locus // J. Bacteriol. 1995. V. 177. № 4. P. 1086-1089.

27. Dam M., Gerdes K. Partitioning of plasmid Rl.Ten direct repeats flanking the parA promoter constitute a centromere-like partition site parC, that expresses incompatibility//J. Mol. Biol. 1994. V. 236. P. 1289-1298.

28. Dam B. A type lb plasmid segregation machinery of the Advenella kashmirensis plasmid pBTK445 //Plasmid. 2011. V. 65. №2. P. 185-191.

29. Datta N., Hedges R.W. Compatibility groups among ft- R factors // Nature. 1971. V. 234. P. 222-223.

30. DeNap J.C., Hergenrother P.J. Bacterial death comes full circle: targeting plasmid replication in drug-resistant bacteria // Org. Biomol. Chem. 2005. V. 3. P. 959966.

31. Dennis J.J., Zylstra G.J. Plasposons: modular self-cloning minitransposon derivatives for rapid genetic analysis of gram-negative bacterial genomes // Appl. Environ. Microbiol. 1998. V. 64. №. 7. P. 2710-2715.

32. Dennis J.J. The evolution of IncP catabolic plasmids // Curr. Opin. Biotechnol. 2005. V. 16. P. 291-298.

33. Dunn N.W., Gunsalus I.C. Transmissible plasmid coding early enzymes of naphthalene oxidation in Pseudomonas putidci II J. Bacteriol. 1973. Vol. 114. № 3. P. 974-979.

34. Ebersbach G., Gerdes K. The double par locus of virulence factor pB171: DNA segregation is correlated with oscillation of ParA 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. V. 98. P. 15078-15083.

35. Ebersbach G., Gerdes K. Plasmid segregation mechanisms // Annu. Rev. Genet. 2005. V. 39. P. 453-479.

36. Ebersbach G., Sherratt D., Gerdes K. Partition-associated incompatibility caused by random assortment of pure plasmid clusters // Mol. Microbiol. 2005. V. 56. P. 14301440.

37. Engelberg-Kulka H., Glaser G. Addiction modules and programmed cell death and antideath in bacterial cultures // Annu. Rev. Microbiol. 1999. V. 53. P. 43-70.

38. Espinosa M., del Solar G., Rojo F., Alonso J.C. Plasmid rolling circle replication and its control //FEMS Microbiol. Lett. 1995. V. 130. P. 111-120.

39. Farrow K.A., Lyras D., Rood J.I. Genomic analysis of the erythromycin resistance element Tn5398 from Clostridium difficile II Microbiology. 2001. V.147. P. 2717-2728.

40. Fischer M.G., Suttle C.A. A virophage at the origin of large DNA transposons // Science. 2011. V. 332. № 6026. P. 231-234.

41. Fluit A.C., Schmitz F.-J. Resistance intcgrons and super-integrons // Clin. Microbiol. Infect. 2004. V. 10. P. 272-288.

42. Friedman S.A., Austin S.J. The PI plasmid-partition system synthesizes two essential proteins from an autoregulated operon // Plasmid. 1988. V. 19. P. 103-112.

43. Fujita M., Kubota M., Futai M., Amemura A. Identification and DNA sequencing of a new plasmid (pPSTl) in Pseudomonas stutzeri MO-19 // Plasmid. 1989. V. 22. №.3. P. 271-274.

44. Garcia de Viedma D., Serrano-Lopez A., Diaz-Orejas R. Specific binding of the replication protein of plasmid pPSlO to direct and inverted repeats is mediated by an HTH motif// Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 5048-5054.

45. Garcia de Viedma D., Giraldo R., Rivas G., Fernandez-Tresguerres E., Diaz-Orejas R. A leucine zipper motif determines different functions in a DNA replication protein // EMBO J. 1996. V. 15. P. 925-934.

46. Garcillan-Barcia M.P., De La Cruz F. Why is entry exclusion an essential feature of conjugative plasmids? //Plasmid. 2008. V. 60. P. 1-18.

47. Gardner M.N., Rawlings D.E. Evolution of compatible replicons of the related IncQ-like plasmids, pTC-F14 and pTF-FC2 // Microbiology. 2004. V. 150. P. 17971808.

48. Garner E.C., Campbell C.S., Mullins R.D. Dynamic instability in a DNA-segregating prokaryotic actin homolog// Science. 2004. V. 306. P. 1021-1025.

49. Gerdes K., Moller-Jensen J., Jensen R.B. Plasmid and chromosome partitioning: surprises from phylogeny // Mol. Microbiol. 2000. V. 37. P. 455-466.

50. Giraldo R. Defined DNA sequences promote the assembly of a bacterial protein into distinct amyloid nanostructures // PNAS. 2007. V. 104. № 44. P. 17388-17393. URL: http://www.pnas.org/cgi/doi/10.1073/pnas.0702006104

51. Giraldo R., Moreno-Diaz de la Espina S., Fernandez-Tresguerres M.E., GassetRosa F. RepA-WIIl prionoid. A synthetic amyloid proteinopathy in a minimalist host // Prion. 2011. V. 5. №2. P. 60-64.

52. Greated A., Titok M., Krasowiak R., Fairclough R.J., Thomas C.M. The replication and stable inheritance functions of IncP-9 plasmid pM3 // Microbiology -UK. 2000. V. 146. P. 2249-2258.

53. Grigoriev P.S., Lobocka M.B. Determinants of segregational stability of the linear plasmid-prophage N15 of Escherichia coli II Mol. Microbiol. 2001. V. 42. P. 355368.

54. Grindley N.D., Reed R.R. Transpositional recombination in prokaryotes // Annu. Rev. Biochem. 1985. V. 54. P. 863-896.

55. Godfrin-Estevenon A.M., Pasta F., Lane D. The parAB gene products of Pseudornonas putida exhibit partition activity in both P. putida and Escherichia coli // Mol. Microbiol. 2002. V. 43. P. 39-49.

56. Groisman E.A., Ochman H. Pathogenicity islands: bacterial evolution in quantum leaps // Cell. 1996. V. 87. P. 791-794.

57. Haines A.S., Jones K., Cheung M., Thomas C.M. The IncP-6 plasmid Rmsl49 consists of a small mobilizable backbone with multiple large insertions // J. Bacteriol. 2005. V. 187. № 14. P. 4728-4738.

58. Hamilton H.L., Dominguez N.M., Schwartz K.J., Hackett K.T., Dillard J.P. Neisseria gonorrhoeae secretes chromosomal DNA via a novel type IV secretion system //Mol. Microbiol. 2005. V. 55. P. 1704-1721.

59. Handa N., Ichige A., Kusano K., Kobayashi I. Cellular responses to postsegregational killing by restriction-modification genes // J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 2218-2229.

60. Hao J. J. Yarmolinsky M. Effects of the PI plasmid centromere on expression of PI partition genes // J. Bacteriol. 2002. V. 184. P. 4857-4867.

61. Heinemann J.A., Sprague G.F.Jr. Bacterial conjugative plasmids mobilize DNA transfer between bacteria and yeast // Nature. 1989. V. 340. P. 205-209.

62. Holloway B.W. Gcnctics ot Pseudomonas //Bacteriol. Rev. 1969. V. 33. P. 419443.

63. Ingmer H., Fong E.L., Cohen S.N. Monomer-dimer equilibrium of the pSClOl Rep A protein//J. Mol. Biol. 1995. V. 250. P. 309-314.

64. Izmalkova T.Yu., Mavrodi D.V. Sokolov S.L., Kosheleva I.A., Smalla K., Thomas C.M., Boronin A.M. Molecular classification of IncP-9 naphthalene degradation plasmids // Plasmid. 2006. V. 56. P. 1-10.

65. Jacoby G.A., Sulton L., Knobel L., Mammen P. Properties of IncP-2 plasmids of Pseudomonas spp. //Antimicrob. Agents Chemother. 1983. V. 24. P. 168-175.

66. Jacoby G.A. Resistance plasmids of Pseudomonas. In: The bacteria. Ed. Sokatch J.R. New York: Academic Press, Inc., 1986. P. 265-293.

67. Jensen R.B., Gerdes K. Programmed cell death in bacteria: proteic plasmid stabilization systems//Mol. Microbiol. 1995. V. 17. P. 205-210.

68. Jiang Y., Pogliano J., Helinski D.R., Konieczny I. ParE toxin encoded by the broad-host-range plasmid RK2 is an inhibitor of Escherichia coli gyrase // Mol. Microbiol. 2002. V. 44. P. 971-979.

69. Johnson J., Warren R.L., Branstrom A.A. Effects of FP2 and a mercury resistance plasmid from Pseudomonas aeruginosa PA103 on exoenzyme production // J. Clinic. Microbiol. 1991. V. 29. № 5. P. 940-944.

70. Juhas M., van der Meer J.R., Gaillard M., Harding R.M., Flood D.W., Crook D.W. Genomic islands: tools of bacterial horizontal gene transfer and evolution // FEMS Microbiol. Rev. 2009. V. 33. P. 376-393.

71. Khan S.A. Rolling-circle replication of bacterial plasmids // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. V. 61. №. 4. P. 442-455.

72. Kim Y.-J. Molecular mechanism of R1162 plasmid incompatibility exerted by direct repeat in the replicative origin // J. Biochem. Mol. Biol. 1996. V. 29. P. 63-67.

73. Kim H.J., Calcutt M.J., Schmidt F.J., Chater K.F. Partitioning of the linear chromosome during sporulation of Streptomyces coelicolor A3(2) involves an or/Clinked parAB locus // J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 1313-1320.

74. Klockgether J., Reva 0., Larbig K., Tummler B. Sequence analysis of the mobile genome island pKLC102 of Pseudomonas aeruginosa C // J. Bacteriol. 2004. V. 186. №.2. P. 518-534.

75. Kobayashi I. Behavior of restriction-modification systems as selfish mobile elements and their impact on genome evolution // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 3742-3756.

76. Koonin E.V. A superfamily of ATPases with diverse functions containing either classical or deviant ATP-binding motif// J. Mol. Biol. 1993. V. 229. P. 1165-1174.

77. Kulakauskas S. Lubys A. Ehrlich S.D. DNA restriction-modification systems mediate plasmid maintenance // J. Bacteriol. 1995. V. 177. P. 3451-3454.

78. Kulinska A., Czeredys M., Hayes F., Jagura-Burdzy G. Genomic and functional characterization of the modular broad-host-range RA3 plasmid, the archetype of the IncU group//Appl. Environ. Microbiol. 2008. V. 74. № 13. P. 4119-4132.

79. Kumari A., Minko I.G. Smith R.L., Lloyd R.S., McCuIlough A.K. Modulation of UvrD helicase activity by covalent DNA-protein cross-links // J. Biol. Chem. 2010. V. 285. P. 21313-21322.

80. Kunnimalaiyaan S., Inman R.B., Rakowski S.A., Filutowicz M. Role of pi dimmers in coupling ("handcuffing") of plasmid R6K's gamma ori itérons // J. Bacteriol. 2005. V. 187. №. 11. P. 3779-3785.

81. La Scola B., Desnues C., Pagnier I., Robert C., Barrassi L., Fournous G., Merchat M., Suzan-Monti M., Forterre P., Koonin E., Raoult D. The virophage as a unique parasite of the giant mimivirus //Nature. 2008. V. 455. № 7209. P. 100-104.

82. Lawley T.D., Taylor D.E. Characterization of the double-partitioning modules of R27: correlating plasmid stability with plasmid localization // J. Bacteriol. 2003. V. 185. P. 3060-3067.

83. Lee M.W. Rogers E.E., Stenger D.C. Functional characterization of replication and stability factors of an incompatibility group P-l plasmid from Xylella fastidiosa II Appl. Environ. Microbiol. 2010. V. 77. P. 7734-7740.

84. Lewis R.A., Bignell C.R., Zeng W., Jones A.C., Thomas C.M. Chromosome loss from par mutants of Pseudomonas putida depends on growth medium and phase of growth // Microbiology. 2002. V. 148. P. 537-548.

85. Lia W., Shi J., Wang X., Han Y„ Tong W„ Ma L., Liu B., Cai B. Complete nucleotide sequence and organization of the naphthalene catabolic plasmid pND6-l from Pseudomonas sp. strain ND6 // Gene. 2004. V. 336. P. 231-240.

86. Lilley A.K., Fry J.C., Day M.J., Bailey M.J. In situ transfer of an exogenously isolated plasmid between Pseudomonas spp. in sugar beet rhizosphere // Microbiology. 1994. V. 140. P. 27-33.

87. Lindsey R.L., Frye J.G., Fedorka-Cray P.J., Meinersmann R.J. Microarray-based analysis of IncA/C plasmid-associatcd genes from multidrug-resistant Salmonella enterica// Appl. Environ. Microbiol. 2011. V. 77. № 19. P. 6991-6999.

88. Loftic-Eaton W., Rawlings D.E. Comparative biology of two natural variants of the IncQ-2 family plasmids, pRAS3.1 and pRAS3.2 // J. Bacteriol. 2009. V. 191. № 20. P. 6436-6446.

89. Lynch A.S., Wang J.C. Use of an inducible site-specific recombinase to probe the structure of protein-DNA complexes involved in F plasmid partition in Escherichia coli/li. Mol. Biol. 1994. V. 236. P. 679-684.

90. Lynch A.S.,Wang J.C. SopB protein-mediated silencing of genes linked to the sopC locus of Escherichia coli F plasmid // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 1896-1900.

91. Lyras D., Rood J.I. Transposition of Tn¥4J/and Tn4453 involves a circular intermediate that forms a promoter for the large resolvase, TnpX // Mol. Microbiol. 2000. V.38 P. 588-601.

92. Maestro B. Sanz J.M., Diaz-Orejas R., Fernandez-Tresguerres E. Modulation of pPSlO host range by plasmid-encoded RepA initiator protein // J. Bacteriol. 2003. V. 185. P. 1367-1375.

93. Manen D„ Upegui-Gonzalez L.C., Caro L. Monomers and dimers of the RepA protein in plasmid pSClOl replication: domains in RepA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 8923-8927.

94. Marraffini L.A., Sontheimer E.J. CRISPR interference limits horizontal gene transfer in Staphylococci by targeting DNA // Science. 2008. V. 322. P. 1843-1845.

95. Meacock P.A., Cohen S.N. Partitioning of bactcrial plasmids during cell division: a c/s-acting locus that accomplishes stable plasmid inheritance // Cell. 1980. V. 20. P. 529-542.

96. Miller C.A., Beaucage S.L., Cohen S.N. Role of DNA superhelicity in partitioning of the pSClOl plasmid // Cell. 1990. V. 62. P. 127-133.

97. Moller-Jensen J., Borch J., Dam M., Jensen R.B., Roepstorff P., Gerdes K. Bacterial mitosis: ParM of plasmid R1 moves DNA by an actin-like insertional polymerization mechanism // Mol. Cell. 2003. V. 12. P. 1477-1487.

98. Neylon C., Kralicek A.V., Hill T.M., Dixon N.E. Replication termination in Escherichia colv. structure and antihelicase activity of the Tus-7er complex // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2005. V. 69. P. 501-526.

99. Ni L., Xu W., Kumaraswami M., Schumacher M.A. Plasmid protein TubR uses a distinct mode of HTH-DNA binding and rccruits the prokaryotic tubulin homolog TubZ to effect DNA partitioning// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. P. 11763-1 1768.

100. Nieto C., Giraldo R., Fernandez-Tresguerrcs E. Diaz R. Genetic and functional analysis of the basic replicon of pPSlO, a plasmid specific for Pseuciomonas isolated from Pseudomonas syringae pathovar savastanoi II J. Mol. Biol. 1992. V. 223. P. 415426.

101. Nordstrom K., Molin S., Light J. Control of replication of bacterial plasmids: genetics, molecular biology, and physiology of the plasmid R1 system // Plasmid. 1984. V. 12. P. 71-90.

102. Norman A., Flansen L.H., Sorensen S.J. Conjugative plasmids: vessels of the communal gene pool // Phil. Trans. R. Soc. B. 2009. V. 364. P. 2275-2289.

103. Novick R.P. Plasmid incompatibility // Microbiol. Rev. 1987. V. 51. P. 381395.

104. Ogura T., Hiraga S. Partition mechanism of F plasmid: two plasmid gene-encoded products and a c/s-acting region are involved in partition // Cell. 1983. V. 32. P. 351-360.

105. Osborn A.M., Boltner D. When phage, plasmids, and transposons collide: genomic islands, and conjugative- and mobilizable-transposons as a mosaic continuum // Plasmid. 2002. V. 48. P. 202-212.

106. Partridge S.R., Collis C.M., Ilall R.M. Class 1 integron containing a new gene cassette, aadAW, associated with In 1404 from R151 // Antimicrob. Agents Chemother.2002. V. 46. № 8. P. 2400-2408.

107. Ragan M.A., Beiko R.G. Lateral genetic transfer: open issues // Phil. Trans. R. Soc. B. 2009. V. 364. P. 2241-2251.

108. Ravin N.V., Rech J., Lane D. Mapping of functional domains in F plasmid partition proteins reveals a bipartite SopB-recognition domain in SopA // J. Mol. Biol.2003. V. 329. P. 875-889.

109. Rawlings D.E., Tietze E. Comparative biology of IncQ and IncQ-like plasmids // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2001. V. 65. № 4. P. 481-496.

110. Roberts R.C., Helinski D.R. Definition of a minimal plasmid stabilization system from the broad-host-range plasmid RK2 // J. Bacteriol. 1992. V. 174. P. 8119— 8132.

111. Rodionov O., Lobocka M., Yarmolinsky M. Silencing of genes flanking the PI plasmid centromere // Science. 1999. V. 283. P. 546-549.

112. Rose M.D., Fink G.R. KAR1, a gene required for function of both intranuclear and extranuclear microtubules in yeast // Cell. 1987. V. 48. № 6. P. 1047-1060.

113. Rowe-Magnus D.A., Mazel D. The role of intégrons in antibiotic resistance gene capture // Tnt. J. Med. Microbiol. 2002. V. 292. P. 115-125.

114. Ruzin A., Lindsay J., Novick R.P. Molecular genetics of SaPIl—a mobile pathogenicity island in Staphylococcus aureus 11 Mol. Microbiol. 2001. V. 41. P. 365— 377.

115. Saavedra De Bast M., Mine N., Van Melderen L. Chromosomal toxin-antitoxin systems may act as antiaddiction modules // J. Bacteriol. 2008. V. 190. P. 46034609.

116. Sagai H„ Hasuda K., Iyobc S., Bryan L.E. Ilolloway B.W., Mitsuhashi S. Classification of R plasmids by incompatibility in Pseudomonas aeruginosa II Antimicrob. Agents Chemother. 1976. V. 10. P. 573-578.

117. Sakai H., Komano T. DNA replication of IncQ broad-host range plasmids in Gram-negative bacteria // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1996. V. 60. P. 377-382.

118. Salyers A.A., Shoemaker N.B., Stevens A.M., Li L.-Y. Conjugative transposons: an unusual and diverse set of integrated gene transfer elements // Microbiol. Rev. 1995. V. 59. P. 579-590.

119. Sambrook J., Russel D.W. Molecular cloning: a laboratory manual. 3rd ed. Cold Spring Harbor, N.Y.: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2001. 2344 pp.

120. Scherzinger E., Haring V., Lurz R., Otto S. Plasmid RSF1010 DNA replication in vitro promoted by purified RSF1010 RepA, RepB and RepC proteins // Nucleic Acids Res. 1991. V. 19. P. 1203-1211.

121. Schumann W. Dynamics of the bacterial chromosome: structure and function. Weinheim (Germany): Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, 2006. 421 pp.

122. Scott J.R., Churchward G.G. Conjugative transposition // Ann. Rev. Microbiol. 1995. V. 49. P. 367-397.

123. Sevastsyanovich Y.R., Titok M.A., Krasowiak R., Bingle L.E.H., Thomas C.M. Ability of IncP-9 plasmid pM3 to replicate in Escherichia coli is dependent on both rep and par functions //Molec. Microbiol. 2005. V. 57. P. 819-833.

124. Sevastsyanovich Y.R. Krasowiak R., Bingle L.E.H., Haines A.S., Sokolov S.L., Kosheleva I.A., Leuchuk A.A., Titok M.A., Smalla K., Thomas C.M. Diversity of IncP-9 plasmids of Pseudomonas II Microbiolog}'. 2008. V. 154. P. 2929-2941.

125. Shahrabadi M.S., Bryan L.E., Van Den Elzen H.M. Further properties of P-2 R factors of Pseudomonas aeruginosa and their relationships to other plasmid groups // Can. J. Microbiol. 1975. V. 21. № 5. P. 592-605.

126. Shintani M., Fukushima N., Tezuka M., Yamane H., Nojiri H. Conjugative transfer of the the IncP-7 carbazole degradative plasmid, pCARl, in river water samples // Biotechnol. Lett. 2008. V. 30. № 1. P. 117-122.

127. Shintani M., Tokumaru H., Takahashi Yu., Miyakoshi M., Yamane H., Nishida H., Nojiri H. Alterations of RNA maps of IncP-7 plasmid pCARl in various Pseudomonas bacteria 11 Plasmid. 2011. V. 66. P. 85-92.

128. Shoemaker N.B., Wang G.-R., Salyers A.A. Multiple gene products and sequences required for the excision of the mobilizable integrated Bacteroides element NBU1 // J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 928-936.

129. Smith C.J., Parker A.C. The transfer origin for Bacteroides mobilizable transposon Tn4J55 is related to a plasmid family from Gram-positive bacteria // J. Bacteriol. 1998. V. 180. P. 435-439.

130. Stenger D.C., Lee M.W. Phylogeny of replication initiator protein TrfA reveals a highly divergent clade of incompatibility group PI plasmids // Appl. Environ. Microbiol. 2011. V. 77. № 7. P. 2522-2526.

131. Straleva T., Yordanov D. Pseudomonas aeruginosa a phenomenon of bacterial resistance // J. Med. Microbiol. 2009. V. 58. P. 1133-1148.

132. Summers D. Timing, self-control and a sense of direction are the secrets of multicopy plasmid stability // Mol. Microbiol. 1998. V. 29. P. 1137-1145.

133. Surtees J.A., Funnell B.E. The DNA binding domains of PI ParB and the architecture of the PI plasmid partition complex // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 12385-12394.

134. Thomas C.M., Haines A.S., Kosheleva I.A., Boronin A.M. Pseudomonas plasmids. In: Pseudomonas: model organism, pathogen, ceil factory. Ed. Rehm B.I I.A. Weinheim (Germany): Wiley-VCH Verlag GmbH & Co. KGaA, 2008. P. 293-330.

135. Tolmasky M.E., Colloms S., Blakely G., Sherratt D.J. Stability by multimer resolution of pJHCMWl is due to the TnJ33J resolvase and not to the Escherichia coli Xer system//Microbiology. 2000. V. 146. P. 581-589.

136. Top E.M., Moenne-Loccoz Y. Pembroke T., Thomas C.M. Phenotypic traits conferred by plasmids. In: The horizontal gene pool: bacterial plasmids and gene spread. Ed. Thomas C.M. Amsterdam: ITarwood Academic Publishers, 2000. P. 246-285.

137. Veaute X., Delmas S., Selva M., Jeusset J., Le Cam E., Matic I., Fabre F., Petit M.-A. UvrD helicase, unlike Rep helicase, dismantles RecA nucleoprotein filaments in Escherichia coli. II EMBO J. 2005. V. 24. P. 180-189.

138. Velappan N., Sblattero D., Chasteen L., Pavlik P., Bradbury A.R.M. Plasmid incompatibilily: more compatible than previously thought? // Protein Eng. Des. Sel. 2007. V. 20. №7. P. 309-313.

139. Wang J., Shoemaker N. Wang G.-R. Salyers A.A. Characterization of a Bacteroides mobilizable transposon, NBU2, which carries a functional lincomycin resistance gene // J. Bacteriol. 2000. V. 182. P. 3559-3571.

140. Waters V.L. Conjugation between bacterial and mammalian cells // Nat. Genet. 2001. V. 29. P. 375-376.

141. Wu L.J., Errington J. RacA and the Soj-SpoOJ system combine to effect polar chromosome segregation in sporulaling Bacillus subtilis II Mol. Microbiol. 2003. V. 49. P. 1463-1475.

142. Yamaguchi M„ Dao V., Modrich P. MutS and MutL activate DNA helicase II in a mismatch-dependent manner // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. P. 9197-9201.

143. Yamaichi Y., Nilci H. Active segregation by the Bacillus subtilis partitioning system in Escherichia coli II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97. P. 14656-14661.

144. Yano H., Miyakoshi M., Ohshima K., Tabata M., Nagata Y., Hattori M., Tsuda M. Complete nucleotide sequence of TOL plasmid pDKl provides evidence for evolutionary histor}' of IncP-7 catabolic plasmids // J. Bacteriol. 2010. V. 192. P. 43374347.

145. Yates P., Lane D., Biek D.P. The F plasmid centromere, sopC, is required for full repression of the sopAB operon // J. Mol. Biol. 1999. V. 290. P. 627-638.

146. Yau S., Lauro F.M., DeMaere M.Z., Brown M.V., Thomas T., Raftery M.J., Andrews-Pfannkoch C., Lewis M., Hoffman J.M., Gibson J.A., Cavicchioli R. Virophage control of antarctic algal host-virus dynamics // PNAS. 2011. V. 108. № 15. P. 61636168.