Оптические биосенсоры для определения фенольных соединений и органических пероксидов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.02, кандидат химических наук Малинина, Любовь Игоревна

• Малинина, Любовь Игоревна
• кандидат химических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат химических наук Малинина, Любовь Игоревна

Оглавление

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. ФЕРМЕНТАТИВНЫЕ БИОСЕНСОРЫ ДЛЯ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ФЕНОЛЬНЫХ СОЕДИНЕНИЙ

Индикаторные системы, ферменты, методы детектирования

Иммобилизация ферментов при создании биосенсоров для определения фенольных соединений

Особенности сенсорного определения фенольных соединений в органических и водно-органических средах

Аналитические характеристики и практическое применение ферментативных сенсоров для определения фенольных соединений

ГЛАВА 2. ФЕРМЕНТАТИВНЫЕ СЕНСОРЫ ДЛЯ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ОРГАНИЧЕСКИХ ПЕРОКСИДОВ

Биосенсоры на основе безмедиаторных индикаторных систем

Биосенсоры на основе индикаторных систем, включающих медиаторы

Биосенсоры, основанные на регистрации изменения концентрации кислорода

Биосенсор, основанный на образовании окрашенного соединения

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 3. ИСХОДНЫЕ ВЕЩЕСТВА, ПОСУДА, АППАРАТУРА, ОБРАБОТКА РЕЗУЛЬТАТОВ ИЗМЕРЕНИЙ, МЕТОДИКА ЭКСПЕРИМЕНТА

Исходные вещества

Посуда и аппаратура

Методики экспериментов

Обработка результатов измерений

2

ГЛАВА 4. ДИЗАЙН БИОСЕНСОРА И ИНДИКАТОРНАЯ СИСТЕМА

Выбор конструкции биосенсора

Выбор индикаторной системы и иммобилизация реагентов в пленках

Оптимизация условий получения биочувствительного слоя на основе хитозана и изучение его поведения в присутствии органических растворителей

ГЛАВА 5. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ВОДОРАСТВОРИМЫХ ФЕНОЛЬНЫХ СОЕДИНЕНИЙ

Оптимизация условий определения водорастворимых фенольных соединений

Определение водорастворимых фенольных соединений с помощью оптических биосенсоров

ГЛАВА 6. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ВОДОНЕРАСТОРИМЫХ ФЕНОЛЬНЫХ СОЕДИНЕНИЙ

Выбор условий для определения с помощью оптического биосенсора фенольных соединений нерастворимых в воде

Определение нерастворимых в воде фенольных соединений с помощью оптического биосенсора

ГЛАВА 7. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ОРГАНИЧЕСКИХ ПЕРОКСИДОВ С ПОМОЩЬЮ ОПТИЧЕСКОГО БИОСЕНСОРА

ГЛАВА 8. АНАЛИЗ РЕАЛЬНЫХ ОБЪЕКТОВ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Оптические биосенсоры для определения фенольных соединений и органических пероксидов»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы. Одной из актуальных задач современной аналитической химии является создание простых средств контроля качества разнообразной продукции и мониторинга состояния окружающей среды. Включение в такие аналитические средства биологических компонентов -ферментов, антител, ДНК - позволяет повысить чувствительность и селективность анализа и расширяет его возможности за счет высокой избирательности биохимических взаимодействий. В последние 20 лет во всем мире активно проводятся исследования, направленные на создание ферментативных сенсоров для определения биологически активных неорганических и, особенно, органических веществ в объектах окружающей среды, продуктах питания, фармацевтических препаратах, физиологических жидкостях. Тем не менее, остается актуальной проблема совершенствования предложенных и создания новых биосенсоров в результате внедрения новых типов конструкций, индикаторных систем, оригинальных способов иммобилизации ферментов, обеспечивающих их активность и стабильность при хранении и проведении каталитических процессов в неблагоприятных для белков условиях и средах. Кроме того, важными аспектами таких разработок является расширение области возможного применения сенсоров для анализа различных реальных объектов (в том числе нерастворимых или ограниченно растворимых в воде) и определение в них соединений, которым ранее было уделено недостаточное внимание.

Подавляющее большинство существующих ферментативных сенсоров основано на электрохимической регистрации аналитического сигнала, и с их помощью успешно определяют органические соединения многих классов. Значительно меньшее внимание уделяется созданию и развитию биосенсоров с оптическим детектированием. При этом новые индикаторные системы и приемы регистрации оптического сигнала способны расширить возможности ферментативных методов за счет увеличения числа определяемых веществ и анализируемых объектов и в дальнейшем позволят упрочить место оптических биосенсоров среди современных средств анализа.

Для создания новых биосенсоров целесообразно использовать такие ферменты, которые катализируют превращение либо только одного какого-либо соединения (примеры таких узко специфических ферментов крайне малочисленны), либо группы близких по свойствам веществ; особый интерес представляют ферменты, одновременно катализирующие превращение разных по свойствам и строению соединений, например, субстратов-восстановителей и субстратов-окислителей. В этой связи чрезвычайно перспективно применение пероксидазы из корней хрена (ПХ). Этот хорошо изученный высокоактивный коммерческий фермент катализирует превращение разных групп органических веществ, определение которых представляет значительный интерес; в частности, субстратами-восстановителями пероксидазы являются фенольные соединения различного строения, а в роли субстратов-окислителей могут выступать органические пероксиды. К первым относятся многие важнейшие экотоксиканты, гормоны, антиоксиданты природного и промышленного назначения, вторые могут исполнять роль маркеров качества пищевых продуктов, а также являются важным техническим и фармацевтическим сырьем. Следовательно, определение перечисленных классов органических соединений является актуальной задачей химического анализа, решение которой особенно важно при анализе реальных объектов со сложной для спектрофотометрического и ферментативного анализа матрицей (например, мазей, кремов, продуктов питания) без предварительной пробоподготовки. Следует отметить, что этим проблемам функционирования оптических ферментативных сенсоров посвящены лишь единичные публикации.

Цель работы- создание оптических ферментативных сенсоров для определения фенольных соединений и органических пероксидов в объектах различной природы.

Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:

- предложить такие индикаторные системы и дизайн* биосенсора для

* термин заимствован из англоязычной литературы, поскольку он наиболее полно соответствует всему комплексу характеристик сенсора: конструкции, составу и закреплению чувствительного слоя, способам проведения индикаторной реакции и регистрации сигнала.

фенольных соединений и органических пероксидов, которые бы позволили регистрировать оптический сигнал вне анализируемого раствора для того, чтобы исключить отделение матрицы образца и, кроме того, упростить анализ сред, содержащих органические растворители;

- изучить влияние различных органических растворителей на отклик биосенсора и его зависимость в водных и водно-органических средах от содержания веществ с разными свойствами и структурой: растворимых и нерастворимых в воде фенольных соединений и органических пероксидов;

продемонстрировать возможности использования разработанного биосенсора для определения фенольных соединений и органических пероксидов: апробировать его в анализе разных типов реальных объектов (водорастворимых, нерастворимых в воде и несмешивающихся с ней) без предварительной подготовки.

Научная новизна. Разработан способ получения прозрачных, каталитически активных, стабильных в водной и водно-органической средах биочувствительных пленок на основе пероксидазы хрена (ПХ), тирозиназы и лакказы, иммобилизованных в матрицу природного полимера хитозана. Предложена новая индикаторная система, основанная на реакции взаимодействия хитозана с продуктами ферментативного окисления фенольных соединений, с использованием которой на основе полученных биочувствительных пленок, закрепленных на стеклянной пластинке, созданы простые оптические сенсоры для определения фенольных соединений и органических пероксидов, позволяющие регистрировать оптический сигнал вне анализируемого раствора, что исключает необходимость отделения матрицы образца и его предварительной пробоподготовки.

Установлены отличия в селективности чувствительных слоев на основе оксидоредуктаз ПХ, тирозиназы и лакказы по отношению к простейшим ди- и три-фенолам в предложенной индикаторной системе. Впервые выявлено взаимодействие хитозана с флавоноидами после их ферментативного окисления.

Показано, что изменение параметров среды (рН и природы буферного раствора, биокатализатора, содержания ДМСО, температуры) позволяет

регулировать эффективность присоединения к хитозану продуктов ферментативного окисления фенолов различной структуры.

Обнаружено, что введение уЗ-циклодекстрина в реакцию пероксидазного окисления кверцетина приводит к 20% увеличению скорости этой реакции.

Практическая значимость работы. На основе полученных пленок {пероксидаза/хитозан}, {лакказа/хитозан}, {тирозиназа/хитозан} разработаны простые оптические ферментативные сенсоры для определения фенольных соединений и пероксидов в мутных и непрозрачных растворах. Показано, что индикаторное соединение в пленке настолько стабильно, что аналитический сигнал может быть измерен месяцы спустя после проведения анализа. Разработаны методики определения веществ различной структуры (гидрохинона, пирокатехина, кверцетина, рутина, эскулетина, 2-бутанонпероксида, бензоилпероксида) с помощью оптического биосенсора в водной и водно-органической среде (в присутствии ДМСО). Методики апробированы для анализа реальных объектов (в том числе, водонерастворимых) в водных и водно-органических растворах с минимальной пробоподготовкой, заключавшейся в суспендировании образца в водной среде или полярном органическом растворителе.

Автор выносит на защиту:

- способ получения биочувствительных прозрачных пленок состава {фермент (пероксидаза хрена, грибная тирозиназа или лакказа) - природный полиэлектролит хитозан} на стеклянных (кварцевых) пластинках, которые сохраняют прозрачность и механическую прочность после выдерживания в водной и водно-органической средах, и проявляют каталитическую активность в реакциях превращения фенольных субстратов указанных ферментов, а в случае пероксидазы - и пероксидов;

- индикаторную систему (реакцию взаимодействия хитозана с продуктами ферментативного окисления фенольных соединений), положенную в основу простого оптического сенсора для определения фенольных соединений и органических пероксидов, позволяющего регистрировать аналитический сигнал вне анализируемого раствора, без отделения матрицы сложного образца и его предварительной пробоподготовки;

- результаты изучения кинетики окисления кверцетина пероксидом водорода, катализируемого пероксидазой, в присутствии и в отсутствие макроциклического комплексообразователя (3-циклодекстрина;

- данные о влиянии на эффективность взаимодействия между хитозаном и продуктами ферментативного окисления фенольных соединений различной структуры параметров среды (рН, природы буферного раствора, биокатализатора, температуры, содержания полярного органического растворителя ДМСО);

- методики определения субстратов-восстановителей (простейших фенольных соединений, флавоноидов и кумаринов) и субстратов-окислителей (органических пероксидов), апробированные в анализе фармацевтических препаратов.

Заключение диссертации по теме «Аналитическая химия», Малинина, Любовь Игоревна

выводы

1. Разработан способ получения прозрачных, механически прочных и каталитически активных пленок состава {пероксидаза-хитозан}, {тирозиназа-хитозан}, {лакказа-хитозан}, сохраняющих свои свойства после выдерживания в водных и водно-органических средах (в присутствии до 40% ДМСО, ацетонитрила, этанола).

2. Предложена новая индикаторная система: взаимодействие продуктов ферментативного окисления фенолов с хитозаном с образованием ковалентно связанного с ним светопоглощающего аддукта, позволяющая регистрировать аналитический сигнал непосредственно в матрице биочувствительного слоя вне анализируемого раствора.

3. На основе полученных пленок и предложенной индикаторной системы созданы оптические биосенсоры простой конструкции для определения фенольных соединений и органических пероксидов в объектах со сложной матрицей без предварительной пробоподготовки.

4. В результате изучения влияния на чувствительность и селективность биосенсоров состава их чувствительного слоя, рН, концентрации, природы буферного раствора и фермента, температуры, содержания полярного органического растворителя (ДМСО) разработаны методики определения в водных или водно-органических средах растворимых и нерастворимых в воде фенольных соединений и органических пероксидов в диапазонах концентраций, соответственно: гидрохинона и пирокатехина - 20-200 и 25-250 мкМ; кверцетина, рутина, эскулетина - 10-200, 10-150, 10-150 мкМ; 2-бутанонпероксида и бензоилпероксида - 0.05-1 и 0.05-25 мМ.

5. Продемонстрирована возможность применения сенсора, созданного на основе пленки {пероксидаза-хитозан}, для анализа реальных объектов (крема, геля, витамина в таблетках и порошка для приготовления инъекций) без отделения матрицы и полной гомогенизации анализируемого раствора, а также в присутствии органического растворителя ДМСО.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Малинина, Любовь Игоревна, 2013 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Nistor С., Emneus J., Gorton L., Ciucu A. Improved stability and altered selectivity of tyrosinase based graphite electrodes for detection of phenolic compounds. //Anal. Chim. Acta. 1999. V. 387. P. 309-326.

2. Canofeni S., DiSario S., Mela J., Pilloton R. Comparison of immobilisation procedures for development of an electrochemical PPO-based biosensor for online monitoring of a depuration process. // Anal. Lett. 1994. V. 27. P. 1659-1669.

3. Olmo M., Diez C., Molina A., Orbe I., Vilchez J.L. Resolution of phenol, o-cresol, /я-cresol and p-cresol mixtures by excitation fluorescence using partial least-squares (PLS) multivariate calibration. // Anal. Chim. Acta. 1996. V. 335. P. 22-23.

4. Robbins R.J. Phenolic acids in foods: an overview of analytical methodology. // J. Agric. Food Chem. 2003. V. 51. P. 2866-2888.

5. Campanella L., Favero G., Sammartino M. P., Tomassetti M. The effect of organic solvent properties on the response of a tyrosinase enzyme sensor. // Talanta. 1994. V. 41. P. 1015-1023.

6. Serra В., Reviejo A.J., Pingarron J. M. Composite multienzyme amperometric biosensors for an improved detection of phenolic compounds. // Electroanalysis. 2003. V. 15. P. 1737-1744.

7. Chang S.C., Rawson K., McNeil С J. Disposable tyrosinase-peroxidase bi-enzyme sensor for amperometric detection of phenols. // Biosens. Bioelectron. 2002. V. 17. P. 1015-1023.

8. Kaoutit M. E., Naranjo-Rodriguez I., Temsamani K., Dominguez de la Vega M., Hidalgo-Hidalgo de Cisneros J.L. Dual laccase-tyrosinase based sonogel-carbon biosensor for monitoring polyphenols in beers. // J. Agric. Food Chem. 2007. V. 55. P. 8011-8018.

9. Solna R., Sklada P. Amperometric flow-injection determination of phenolic compounds using a biosensor with immobilized laccase, peroxidase and tyrosinase. // Electroanalysis. 2005. V. 17. P. 2137-2146.

10. Jarosz-Wilkolazka A., Ruzgas Т., Gorton L. Amperometric detection of mono-and diphenols at Cerrena unicolor laccase-modified graphite electrode: correlation between sensitivity and substrate structure. // Talanta. 2005. V. 66. P. 1219-1224.

11. Lisdat F., Wollenberger U., Makower A., Hortnagl H., Pfeiffer D., Scheller F.W. Catecholamine detection using enzymatic amplification.// Biosens.Bioelectron.l997.V.

12. P. 1199-1211.

12. Ghindilis, A. L.; Michael, N.; Makower, A. A new sensitive and simple method for detection of catecholamines from adrenal chromaffin cells. // Pharmazie 1995. V. 50. P. 599-600.

13. Szeponik J., Moller B., Pfeiffer D., Lisdat F., Wollenberger U., Makower A., Scheller F. W. Ultrasensitive bienzyme sensor for adrenaline. // Biosens. Bioelectron. 1997. V. 12. P. 947-952.

14. Bier F.F., Ehrentreich-Foerster E., Scheller F.W., Makower A., Eremenko A., Wollenberger U., Bauer C.G., Pfeiffer D., Michael N. Ultrasensitive biosensors. // Sens. Actuators, B. 1996. V. 33 P. 5-12.

15. Lisdat F., Wollenberger U. Trienzyme amplification system for the detection of catechol and catecholamines using internal co-substrate regeneration. // Anal. Lett. 1998. V. 31. P. 1275-1285.

16. Streffer K., Vijgenboom E., Tepper A.W.J.W., Makower A., Scheller F.W., Canters G.W., Wollenberger U. Determination of phenolic compounds using recombinant tyrosinase from Streptomyces antibioticus. // Anal. Chim. Acta. 2001. V. 427. P. 201-210.

17. Osina M. A., Bogdanovskaya V. A., Tarasevich M. R. Bioamperometric Assay of Phenol Derivatives Using a Laccase-Nafion Composite. // Russian J. Electrochem. 2003. V. 39. P. 407-412.

18. Wu X. J., Choi M. M. F., Wu X. M. An organic-phase optical phenol biosensor coupling enzymatic oxidation with chemical reduction. // Analyst. 2004. V. 129. P. 11431149.

19. Huang J., Fang H., Liu Ch., Gu E., Jiang D. A novel fiber optic biosensor for the determination of adrenaline based on immobilized laccase catalysis. // Anal. Lett. 2008. V. 41. P. 1430-1442.

20. Abdullah J., Ahmad M., Heng L.Y., Karuppiah N., Sidek H. Immobilization of tyrosinase in chitosan film for an optical detection of phenol. // Sens. Actuators, B. 2006. V. 114. P. 604-609.

21. Abdullah J., Ahmad M., Karuppiah N., Heng L.Y., Sidek H. Chitosan-based tyrosinase optical phenol biosensor employing hybrid nafion/sol-gel silicate for MBTH immobilization. // Talanta. 2006. V. 40. P. 527-532.

22. Abdullah J., Ahmad M., Heng L.Y., Karuppiah N., Sidek H. Stacked films immobilization of MBTH in nafion/sol-gel silicate and horseradish peroxidase in chitosan for the determination of phenolic compounds. // Anal. Bioanal. Chem. 2006. V. 386. P. 1285-1292.

23. Abdullah J., Ahmad M., Heng L.Y., Karuppiah N., Sidek H. An optical biosensor based on immobilization of laccase and MBTH in stacked films for the detection of catechol. // Sensors. 2007. V. 7. P. 2238-2250.

24. Paranjpe P., Dutta S., Karve M., Padhye S., Narayanaswamy R. A Disposable Optrode Using Immobilized Tyrosinase Films. // Analytical Biochem. 2001. V. 294. P. 102-107.

125

25. Fiorentino D., Gallone A., Fiocco D., Palazzo G., Mallardi A. Mushroom tyrosinase in polyelectrolyte multilayers as an optical biosensor for o-diphenols.// Biosens. Bioelectron. 2010. V. 25. P. 2033-2037.

26. Jang E., Son K.J., Kim B., Koh W.-G. Phenol biosensor based on hydrogel microarrays entrapping tyrosinase and quantum dots. // Analyst. 2010. V. 135. P. 28712878.

27. Park S., Jang E., Koh W.-G., Bumsang K. Fabrication and characterization of optical biosensors using polymer hydrogel microparticles and enzyme-quantum dot conjugates. // Sens. Actuators, B. 2010. V. 150. P. 120-125.

28. Stoica L., Lindgren-Sjolander A., Ruzgas T., Gorton L. Biosensor based on cellobiose dehydrogenase for detection of catecholamines. // Anal. Chem. 2004. V. 76. P. 4690-4696.

29. Nistor C., Rose A., Farre M., Stoica L., Wollenberger U., Ruzgas T., Pfeiffer Damia Barcelo D., Gorton L., Emneusa J. In-field monitoring of cleaning efficiency in waste water treatment plants using two phenol-sensitive biosensors. // Anal. Chim. Acta. 2002. V. 456. P. 3-17.

30. Lisdat F., Wollenberger U., Paeschke M., Scheller F.W. Sensitive catecholamine measurement using a monoenzymatic recycling system. // Anal. Chim. Acta. 1998. V. 368. P. 233-241.

31. Lisdat F., Wollenberger U., Makower A., Hortnagl H., Pfeiffer D., Scheller F.W. Catecholamine detection using enzymatic amplification. // Biosens. Bioelectron. 1997. V. 12. P. 1199-1211.

32. Climent P. V., Serralheiro M. L. M., Rebelo M. J. F. Development of a new amperometric biosensor based on polyphenoloxidase and polyethersulphone membrane. // Pure Appl. Chem. 2001. V. 73. P. 1993-1999.

33. Shan D., Zhang J., Xue H.-G., Zhang Y.-C., Cosnier S., Ding Sh.-N. Polycrystalline bismuth oxide films for development of amperometric biosensor for phenolic compounds. // Biosens. Bioelectron. 2009. V. 24 P. 3671-3676.

34. Abu Hanifah Sh., Yook Heng L., Ahmad M. Biosensors for Phenolic compounds by Immobilization of tyrosinase in photocurable metacylic-acrylic membranes of varying hydrophylicities. //Anal. Sci. 2009. V. 25. P. 779-784.

35. Rijiravanich P., Aoki K., Chen J., Surareungchai W., Somasundru M. Micro-cylinder biosensors for phenol and catechol based on layer-by-layer immobilization of tyrosinase on latex particles: Theory and experiment. // J. Electroanal. Chem. 2009. V. 589. P. 249-258.

36. Topfu S., Sezgintiirk M. K., Dinfkaya E. Evaluation of a new biosensor-based mushroom (Agaricus bisporus) tissue homogenate: investigation of certain phenolic compounds and some inhibitor effects. // Biosens. Bioelectron. 2004. V. 20. P. 592-597.

126

37. Stanca S., Popescu I.C., Oniciu L. Biosensors for phenol derivatives using biochemical signal amplification. // Talanta. 2003. V. 61. 501-507.

38. Fan Q., Shan D., Xuea H., Hea Yu., Cosnier S. Amperometric phenol biosensor based on laponite clay-chitosan nanocomposite matrix. // Biosens. Bioelectronics. 2007. V. 22. P.816-821.

39. Wang G., Xu J.J., Ye L.H., Zhu J.J., Chen H.Y. Highly sensitive sensors based on the immobilization of tyrosinase in chitosan. // Bioelectrochemistry. 2002. V. 57. P. 3338.

40. Zhang T., Tian B., Kong J., Yang P., Liu B. A sensitive mediator-free tyrosinase biosensor based on an inorganic-organic hybrid titania sol-gel matrix. // Anal. Chim. Acta. 2003. V. 489. P. 199-206.

41. Han E., Shan D., Xue H., Cosnier S. Hybrid material based on chitosan and layered double hydroxides: characterization and application to the design of amperometric phenol biosensor. // Biomacromolecules. 2007. V. 8. P. 971-975.

42. Ying Liu, Xiaohu Qu, Hongwei Guo, Hongjun Chen, Baifeng Liu, Shaojun Dong . Facile preparation of amperometric laccase biosensor with multifunction based on the matrix of carbon nanotubes-chitosan composite. // Biosens. Bioelectron. 2006. V. 21. P. 2195-2201.

43. Brondani D., Scheeren C.W., Dupont J., Vieira I. C. Biosensor based on platinum nanoparticles dispersed in ionic liquid and laccase for determination of adrenaline. // Sens. Actuators, B. 2009. V. 140. P. 252-259.

44. Li Y.-F., Liu Zh.-M., Liu Y.-L., Yang Y.-H., Shen G.-L., Yu R.-Q. A mediatorfree phenol biosensor based on immobilizing tyrosinase to ZnO nanoparticles. // Anal. Biochem. 2006. V. 349. P. 33-40.

45. Xu X., Guo M., Lu P., Wang R.. Development of amperometric laccase biosensor through immobilizing enzyme in copper-containing ordered mesoporous carbon (Cu-OMC)/chitosan matrix. //Mater. Sci. Eng. C. 2010. V.30. P. 722-729.

46. Carralero V., Mena M. L., Gonzalez-Cortes A., Yanez-Sedeno P., Pingarron, J. M. « Development of a tyrosinase biosensor based on gold nanoparticles-modified glassy

carbon electrodes: application to the measurement of a bioelectrochemical polyphenols index in wines. // Anal. Chim. Acta. 2005. V. 528. P. 1-8.

47. Brondani D., Dupont, J., Spinelli A., Vieira I.C. Development of biosensor based on ionic liquid and corn peroxidase immobilized on chemically crosslinked chitin. // Sens. Actuators, B. 2009. V. 138. P. 236-243.

48. Topcu Sulak M., Erhan E., Keskinler B. Amperometric Phenol Biosensor Based on Horseradish Peroxidase Entrapped PVF and PPy Composite Film Coated GC Electrode. //Appl. Biochem. Biotechnol. 2010. V. 160. P. 856-867

49. Ameer Q., Adeloju S.B. Development of a potentiometric catechol biosensor by entrapment of tyrosinase within polypyrrole film. // Sens. Actuators, B. 2009. V. 140. P. 5-11.

50. Wang B., Dong Sh. Organic-phase enzyme electrode for phenolic determination based on a functionalized sol-gel composite. // J. Electroanal. Chem. 2000. V. 487. P. 4550.

51. Campanella L., Favero G., Persi L., Sammartino M.P., Tomassetti M., Visco G. Organic phase enzyme electrodes: applications and theoretical studies. // Anal. Chim. Acta. 2001. V. 426. P. 235-247.

52. Yu. J, Ju H. Pure organic phase phenol biosensor based on tyrosinase entrapped in a vapor deposited titania sol-gel membrane. // Electroanalysis. 2004. V. 16. P. 13051310.

53. Yu J., Liu S., Ju H. Mediator-free phenol sensor based on titania sol/gel encapsulation matrix for immobilization of tyrosinase by a vapor deposition method. // Anal. Chim. Acta. 2001. V. 441. P. 95-105.

54. Cruz Vieira I., Fatibello-Filho O. Biosensor based on paraffin:graphite modified with sweet potato tissue for the determination of hydroquinone in cosmetic cream in organic phase. // Talanta. 2000. V. 52. P. 681-689.

55. Zhang S., Zhao H., John R. A dual-phase biosensing system for the determination of phenols in both aqueous and organic media. // Anal. Chim. Acta . 2001. V. 441. P. 95105.

56. Gutes A., Cespedes F., Alegret S., del Valle M. Determination of phenolic compounds by a polyphenol oxidase amperometric biosensor and artificial neural network analysis. // Biosens. Bioelectron. 2005. V. 20. P. 1668-1673.

57. Abdullah J., Ahmad M., Heng L.Y., Karuppiah N., Sidek H. Evaluation of an optical phenolic biosensor signal employing artificial neural networks. // Sens. Actuators, B. 2008. V. 134. P. 959-965.

58. Torrecilla J. S., Mena M. L., Yanez-Sedeno P., Garcia J. Application of artificial neural network to the determination of phenolic compounds in olive oil mill wastewater. //J. Food Eng. 2007. V. 81. P. 544-552.

59. Bioelectrochemistry; fundamentals, experimental techniques, and applications. P.N Bartlett, Ed. Wiley: 2008. 478 p.

60. Verola Mataveli L. R., de Jesus Antunes N., Lima Brigagao M.R.P., Schmidt de Magalhaes C., Wisniewski C., Orival Luccas P. Evaluation of a simple and low cost potentiometric biosensor for pharmaceutical and in vivo adrenaline determination. // Biosens. Bioelectron. 2010. V. 26. P. 798-802.

61. Tsai Y.-Ch., Chiu Ch.-Ch. Amperometric biosensors based on multiwalled carbon nanotube-Nafion-tyrosinase nanobiocomposites for the determination of phenolic compounds. // Sens. Actuators B. 2007. V. 125. P. 10-16.

62. Hervas Perez J.P., Sanchez-Paniagua Lopez M., Lopez-Cabarcos E., Lopez-Ruiz B. Amperometric tyrosinase biosensor based on polyacrylamide microgels. // Biosens. Bioelectron. 2006. V. 22 P. 429-439.

63. Kim M. A., Lee W.-Y. Amperometric phenol biosensor based on sol-gel silicate/Nafion composite film. // Anal. Chim. Acta. 2003. V. 479. P. 143-150.

64. Liu Z., Liu B., Kong J., Deng J. Probing trace phenols based on mediator free alumina sol-gel-derived tyrosinase biosensor. // Anal. Chem. 2000. V. 72. P. 4707-4712.

65. Vedrine C., Fabiano S., Tran-Minh C. Amperometric tyrosinase based biosensor using an electrogenerated polythiophene film as an entrapment support. // Talanta. 2003. V. 59. P. 535-544.

66. Freire R. S., Ferreira M.M.C., Duran N., Kubota L. T. Dual amperometric biosensor device for analysis of binary mixtures of phenols by multivariate calibration using partial least squares. //Anal. Chim. Acta. 2003. V. 485. P. 263-269.

67. Yang Sh., Li Y., Jiang X., Chen Zh., Lin X. Horseradish peroxidase biosensor based on layer-by-layer technique for the determination of phenolic compounds. //Sens. Actuators, B. 2006. V. 114. P. 774-780.

68. Suprun E.V., Budnikov H.C., Evtugyn G.A., Brainina Kh.Z.. Bi-enzyme sensor based on thick-film carbon electrode modified with electropolymerized tyramine. // Bioelectrochemistry. 2004. V. 63. P. 281-284.

69. M. Diaconu, S. C. Litescu, G. L. Radu. Laccase-MWCNT-chitosan biosensor-a new tool for total polyphenolic content evaluation from in vitro cultivated plants. // Sens. Actuators, B. 2010. V. 145. P. 800-806.

70. Leite O. D., Fatibello-Filho O., Barbosa A. M. Determination of Catecholamines in Pharmaceutical Formulations Using a Biosensor Modified with a Crude Extract of Fungi Laccase (Pleurotus ostreatus). // J. Braz. Chem. Soc. 2003. V. 14.P. 297-303.

71. Jarosz-Wilkolazkaa A., Ruzgas T., Gorton L. Amperometric detection of mono-and diphenols at Cerrena unicolor laccase-modified graphite electrode correlation between sensitivity and substrate structure. // Talanta. 2005. V. 66. P. 1219-1224.

72. Vianello F., Ragusa S., Cambria M. T., Rigo A. A high sensitivity amperometric biosensor using laccase as biorecognition element. // Biosens. Bioelectron. 2006. V. 21. P. 2155-2160.

73. Rose A., Scheller F. W., Wollenberger U., Pfeiffer D. Quinoprotein glucose dehydrogenase modified thick-film electrodes for the amperometric detection of phenolic

compounds in flow injection analysis. // Fresenius J. Anal. Chem. 2001. V. 369. P. 145152.

74. Ruzgas T., Csoregi E., Emneus J., Gorton L., Marko-Varga G. Peroxidase-modified electrodes: fundamentals and application. // Anal. Chim. Acta. 1996. V. 330. P. 123-138.

75. Konash A., Magner E. Characterization of an organic phase peroxide biosensor based on horseradish peroxidase immobilized in Eastman AQ. // Biosens. Bioelectron. V. 22. 2006. P. 116-123.

76. Campanella L., Martini U., Sammartino M.P., Tomassetti M. A new catalase enzyme sensor able to determine the hydrogen peroxide directly in chloroform. // Analusis. 1996. V. 24. P. 288-294.

77. Campanella L., Martini U., Sammartino M.P., Tomassetti M. The effect of organic solvent properties on a catalase enzyme sensor for monitoring hydrogen peroxide in non aqueous solutions. //Electroanalysis. 2005. V. 8. P. 1150-1154.

78. Joo H., Yoo Y., Ryu D. A biosensor stabilized by polyethylene glycol for the monitoring of hydrogen peroxide in organic solvent media. // Enzyme Microb. Technol. 1996. V. 19. P. 50-56.

79. Iwuoha E.I., Smyth M.R. Organic-phase amperometric biosensors. // Anal, commun. 1996. V. 33. P. 23-26.

80. Baldini E., Dali Orto V. C., Danilowicz C., Rezzano I., Calvo E. J. Amperometric detection of peroxides using peroxidase and porphyrin biomimetic modified electrodes. // Electroanalysis. 2002. V. 14. P. 1157-1164.

81. Wollenberger U., Wang J., Ozsoz M., Gonzalez-Romero E. Bulk modified enzyme electrodes for reagentless detection of peroxides. // Bioelectrochem. Bioenerg. 1991. V. 26. P. 287-296.

82. Moore A.N.J., Katz E., Willner I. Electrocatalytic reduction of organic peroxides in organic solvents by microperoxidase-11 immobilized as a monolayer on a gold electrode. // J. Electroanal. Chem. 1996. V. 417. P. 189-192.

83. Guo Y., Dong S. Organic phase enzyme electrodes based on organohydrogel. // Anal. Chem. 1997. V. 69. P. 1904-1908.

84. Dimcheva N., Horozova E. Horseradish peroxidase-based organic-phase enzyme electrode. // Anal. Bioanal. Chem. 2005. V. 382. P. 1374-1379.

85. Tsai W.-Ch., Cass A. E.G. Ferrocene-modified horseradish peroxidase enzyme electrodes. A kinetic study on reactions with hydrogen peroxide and linoleic hydroperoxide. //Analyst. 1995. V. 120. P. 2249-2254.

86. Garcia-Moreno E., Ruiz M.A., Barbas C., Pingarron J.M. Determination of organic peroxides in reversed micelles with a poly-N-methylpyrrole horseradish peroxidase amperometric biosensor. // Anal. Chim. Acta. 2001. V. 448. P. 9-17.

87. Mulchandani A., Wang C. L., Weetall H. H. Amperometric detection of peroxides with poly(anilinomethylferrocene)-modified enzyme electrodes. // Anal. Chem. 1995. V. 67. P. 94-100.

88. Gundogan-Paul M., Celebi S. S., Ozyoruk H., Yildiz A. Amperometric enzyme electrode for organic peroxides determination prepared from horseradish peroxidase immobilized in poly(vinylferrocenium) film. // Biosens. Bioelectron. 2002. V. 17. P. 875881.

89. Vidal I. G., Tescarollo Diasa I. L., de Oliveira Neto G., de Vasconcellos Lanza M. R., Taboada Sotomayor M.D.P. Carbamide Peroxide Determination in Tooth Whitening Using a Reagentless HRP-Biosensor. // Anal. Lett. 2009. V. 42. P. 352-365.

90. Haiying L., Shaohua Y., Yiqin Q., Zhaojin W. Amperometric Biosensors Sensitive to Organic Peroxides Based on Immobilization of Redox Organic Dyes and Horseradish Peroxidase in Polyester Ionomer Film. // J. Shanghai Univ. 1998. V. 2. P. 320-325.

91. Kozan J.V.B., Silva R.P., Serrano S.H.P., Lima A.W.O., Angnes L. Amperometric detection of benzoyl peroxide in pharmaceutical preparationsusing carbon paste electrodes with peroxidases naturally immobilized on coconut fibers. // Biosens. Bioelectro. 2010. V. 25. P. 1143-1148.

92. Campanella L., Giancola D., Gregori E. Determination of hydroperoxides in nonaqueous solvents or mixed solvents, using a biosensor with two antagonist enzymes operating in parallel. // Sens. Actuators., B. 2003. V. 95. P. 321-327.

93. Wang J., Rivas G., Liu J. A catalase electrode for organic phase enzymatic Analysis. //Anal. Lett. 1995. V. 28. P. 2287-2295.

94. Campanella L., Sammartino M.P, Tomassetti M Zanella S. Hydroperoxide detmeination by a catalyse OPEE: application to the study of extra virgin olive oil rancidification process. // Sens. Actuators, B. 2001. V. 76. P. 158-165.

95. Horozova E., Dimcheva N., Jordanova Z. Study of catalase electrode for organic peroxides assays. //Bioelectrochemistry. 2002. V. 58. P. 181-187.

96. Hanko M., Bruns N., Tiller J.C., Heinze J. Optical biochemical sensor for determining hydroperoxides in nonpolar organic liquids as archetype for sensors consisting of amphiphilic conetworks as immobilisation matrices. // Anal. Bioanal. Chem. 2006. V. 386. P. 1273-1283.

97. Hanko M., Bruns N., Rentmeister S., Tiller J.C., Heinze J. Nanophase-separated amphiphilic conetworks as versatile matrixes for optical chemical and biochemical sensors. // Anal. Chem. 2006. V. 78. P. 6376-6383.

98. Кольтгоф И.М., Сендел Е.Б. Количественный анализ. М.: Госхимиздат, 1948. С. 822.

99. Лурье Ю.Ю. Справочник по аналитической химии. М.: Химия. 1989. 480 с.

100. Дерффель К. Статистика в аналитической химии. М.: Мир. 1994. 267 с.

101. Payne, G. F., M. V. Chaubal, T. A. Barbari. Enzyme-catalyzed polymer modification: reaction of phenolic compounds with chitosan films. // Polymer. 1996. V. 37. P.4643-4648.

102. Kumar G., Bristow J.F., Smith P.J., Payne G.F. Enzymatic gelation of the natural polymer chitosan. // Polymer. 2000. V. 41. P. 2157-2168.

103. Kumar M. N. V., Muzzarelli, R. A. A., Muzzarelli C., Sashiwa H., Domb. A. J. Chitosan chemistry and pharmaceutical perspectives // Chem. Rev. 2004. V. 104. P. 6017-6084.

104. Shao L., Kumar G., Lenhart J.L., Smith P.J., Payne G.F. Enzymatic modification of the synthetic polymer polyhydroxystyrene. // Enzyme Microb. Technol. 1999. V. 25. P. 660-668.

105. Решетняк E.A., Никитина H.A., Логинова Л.П., Мчедлов-Петросян H.О., Светлова Н.В. Протолитические и комплексообразующие свойства индикаторов в среде желатинового геля. // Вюник Харювського национального ушверситету. 2005. № 669. XiMifl. Вип. 13(36). С. 67-82.

106. Коновалова О.Ю., Логинова Л.П. Особенности протекания индикаторной реакции на первичные ароматические амины в желатиновой пленке. // Методы и объекты химического анализа. 2008. Т. 3. № 2. С. 147-156.

107. Ettinger M., Ruchhoft С., Lishka R. Sensitive 4-aminoantipyrine method for phenolic compounds. // Anal. Chem. 1951. V. 23. P. 1783-1788.

108. Yamaguchi Y., Hayashl Ch. Determination of urinary total phenolic compounds with use of 4-aminoantipyrine: suggested screening test for hyperthyroidism and for catecholamine-producing tumor. // Clin. Chem. 1977. V. 23. P. 2151-2154.

109. Fiamegos, Y., Stalikas C., Pilidis G. 4-Aminoantipyrine spectrophotometric method of phenol analysis: Study of the reaction products via liquid chromatography with diode-array and mass spectrometric detection. // Anal. Chim. Acta. 2002. V. 467. P. 105-114.

110. Cun-guang Y. Progress of optical determination for phenolic compounds in sewage. //J. Environ. Sci. 1998. V. 10. P. 76-86.

111. Pospisilova M., Polasek M., Svobodova D. Spectrophotometric study of reactions of substituted phenols with MBTH in alkaline medium; the effect of phenol structure on the formation of analitically useful coloured products. // Mikrochim Acta. 1998. V. 129. P. 201-208.

112. Gasparic J., Svobodova D., Pospisilova M. Investigation of the colour reaction of phenols with the MBTH reagent. // Mikrochim. Acta. 1977. V. 1. P. 241-250

113. Svobodova D., Gasparic J. Investigation of the colour reaction of phenols with 4-aminoantipyrine. //Mikrochim. Acta. 1971. V. 2. P. 384-390.

114. Friestad H., Ott D.E., Gunther F.A. Automated Colorimetric Microdetermination of Phenols by Oxidative Coupling with 3-Methyl-2-Benzothiazolinone Hydrazone. // Anal. Chem. 1969. V. 41. P. 1750-1754.

115. Trotta F., Ferrari R.P., Laurenti E., Moraglio G., Trossi A. Removal of phenols from aqueous solutions in the presence of horseradish peroxidase and cyclodextrin derivatives. //J. Inclusion. Phenom. Mol. Recogn. 1996. V. 1-3. P. 225-228.

116. Lucas-Abellän C., Fortea I., Gabaldon J.A., Nünez-Delicado E. Encapsulation of quercetin and myricetin in cyclodextrins at acidic pH. // J. Agric. Food Chem. 2008. V. 56. P. 255-259.

117. Chen J.B., Xia C.G., Li S.B. Kinetic study on horseradish peroxidase interacting with cyclodextrin. // Chinese Chem. Lett. 2000. V. 11. P. 721-724.

118. Reihmann M.H., Ritter H. Oxidative oligomerization of cyclodextrin-complexed bifunctional phenols catalyzed by horseradish peroxidase in water. // Macromol. Chem. Phys. 2000. V. 201. P. 798-804.

119. Chen J.B., Xu Y., Xia C.G., Li S. B. Effect of cyclodextrin on the activity and secondary structure of horseradish peroxidase. // Protein Pept Lett. 2004 V. 11. P. 509513.

120. Setti L., Scali S., Angeli I.D., Pifferi P.G. Horseradish peroxidase-catalysed oxidative coupling of 3-methil-2-benzotiazolinone hydrazone and methoxyphenols. // Enzyme Microb. Tech. 1998. V. 22. P. 656-661.

121. Кирейко A.B. Пероксидаза в полиэлектролитном комплексе и мицеллах поверхностно-активных веществ для определения ее субтартов и эффекторов в водно-органических средах. Дис. канд. хим. наук. М.: МГУ, 2009. 213 с.

122. Singh М., Thomas М. Biocatalytic oxidation of hydroquinone to p-benzoquinone in a water-organic solvent two-phase system. // Biotechnol. Lett. 1985. V. 7. P. 663-664.

123. Vau Maanen J.M.S., Verkerk U.H., Broersen J., Lafleur M.V.M., De Vries J., Retel J., Pinedo H.M. Semi-quinone formation from the catechol and ortho-quinone metabolites of the antitimor agent VP-16-213. // Free Rad. Res. Comms. 1988. V. 4. P. 371-384.

124. Erdem A., Pabuccuoglu A., Meric В., Kerman K., Osnoz M. Electrochemical biosensor based on horseradish peroxidase for the determination of oxidizible drugs. // Turk. J. Med. Sei. 2000. V. 30. P. 349-354.

125. Morozova O.V., Shumakovich G.P., Shleev S.V., Yaropolov Y.A. Laccase-mediator systems and their applications: a review. // Appl. Biochem. Microbiol. 2007. V. 43. P.523-535.

126. Gregg D.C., Nelson J.M. The action of tyrosinase on hydroquinone. // J. Am. Chem. Soc. 1940. V. 62. P. 2510-2512.

127. Mayberry J.M., Malette M.F. Inhibition of the tyrosinase oxidation of one substrate by another. // J. Gen. Physiol. 1962. V. 45. P. 1239-1245.

128. Divi R.L., Doerge D.R. Mechanism-based inactivation of lactoperoxidase and theroid peroxidase by resorcinol derivatives. // Biochemistry. 1994. V. 33. P. 9668-9674.

129. Battino R., Rettich T., Tominaga T. The solubility of oxygene and ozone in liquids. // J. Phys. Chem. Data. 1983. V. 12. P. 163-178.

130. Leung K.-N., Leung P.Y., Kong L.P., Leung P. K. Immunomodulatory Effects of Esculetin (6,7-Dihydroxycoumarin) on Murine Lymphocytes and Peritoneal Macrophages. // Cell. Mol. Immunol. 2005. V. 2. P. 181-188.

131. Ogbu Ambrose E., Egbuonu Anthony C.C., Lawrence E. Time and dose dependent effects of esculetin on some routine parameters of biochemical function in male wistar rats. //U.S. Int. Res. J. Biochem. Bioinform. 2012. V. 2. P. 105-108.

132. Awad H.M., Boersma M.G., Vervoort J., Rietjens I.M. Peroxidase-catalyzed formation of quercetin quinone methide-glutathione adducts. // Arch. Biochem. Biophys. 2000. V. 378. P. 224-233.

133. Boots A.W, Kubben N., Haenen G., Bast A. Oxidized quercetin reacts with thiols rather than with ascorbate: implication for quercetin supplementation. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. V. 308. P. 560-565.

134. Takahama U. Spectrophotometric study on the oxidation of rutin by horseradish peroxidase and characteristics of the oxidized products. // Biochim. Biophys. Acta. 1986. V. 882. P. 445-451.

135. Munoz-Munoz J.L., Garcia-Molina F., Varón R, Rodriguez-Lopez J.N., Garcia-Canovas F., Tudela J. Kinetic characterization of the oxidation of esculetin by polyphenol oxidase and peroxidase. // J. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2007 V. 71. P. 390-396.

136. Koontz J.L., Marcy J.E., O'Keefe S.F., Duncan S.E. Cyclodextrin inclusion complex formation and solid-state characterization of the natural antioxidants a-tocopherol and quercetin. // J. Agrie. Food Chem. 2009. V. 57. P. 1162-1171.

137. Garcia-Moreno M., Moreno-Conesa M., Rodriges-López J.N., Garcia-Cánovas F., Varón, R. Oxidation of 4-tert-butylcatechol and dopamine by hydrogen peroxide catalyzed by horseradish peroxidase. // Biol. Chem. 1999. V. 380. P. 689-694.

138. Copeland R.A. Enzymes: a practical introduction to structure, mechanism, and data analysis. Wiley, 2000. 390 p.

139. Villalonga R., Cao R., Fragoso A. Supramolecular chemistry of cyclodextrins in enzyme technology. // Chem. Rev. 2007. V. 107. P. 3088-3116.

140. Desiderio C., Ossicini L., Fanali S. Analysis of hydroquinone and some of its ethers by using capillary electrochromatography. //J. Chromatogr., A. 2000. V. 887. P. 489-496.

141. Siddique S., Parveen Z., Ali Z., Zaheer M. Qualitative and Quantitative Estimation of Hydroquinone in Skin Whitening Cosmetics. // J. Cosmet., Dermatol. Sci. Appl.2012. V.2.P. 224-228.

142. Wang L.-H. Simultaneous determination of hydroquinone ethers in cosmetics after preconcentration at a carbon paste electrode. Analyst. 1995. V. 120. P. 2241-2244.