Обнаружение и функциональное исследование нейропептидов, гомологичных пептидам CNP улитки Helix lucorum L., в нервной системе других беспозвоночных тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.13, кандидат биологических наук Асеев, Николай Александрович

• Асеев, Николай Александрович
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Асеев, Николай Александрович

ПЕРЕЧЕНЬ СОКРАЩЕНИЙ H УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Физиологически активные пептиды в нервной системе беспозвоночных.

1.1.1. Нейропептиды семейства CNP.

1.1.2. Эволюционый аспект функционирования нейропептидов.

1.2.0бщее строение медицинской пиявки.

1.2.1. Нервная система медицинской пиявки.

1.2.1.1. Идентифицированные нейроны сегментарных ганглиев.

1.2.1.2. Идентифицированные нейроны субэзофагеального ганглия.

1.2.2. Лакунарная (сосудистая) система медицинской пиявки.

2. МЕТОДИКА.

2.1. Животные и препарирование.

2.2. Иммуноблоттинг.

2.3. Иммуногистохимия.

2.4. Электрофизиология.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. Поиск гомологичных CNP полипептидов в белковых фракциях, выделенных из нервной системы беспозвоночных разных типов.

3.2. Поиск CNP-иммунореактивных клеток в нервной системе медицинской пиявки.

3.2.1. Иммуногистохимическое окрашивание нервной системы медицинской пиявки whole-mount.

3.2.1.1.Исследование различий в уровне иммунореакции при окрашивании антителами к пептидам CNP4 и CNP2.

3.2.1.2.Влияние модулирующих воздействий на уровень иммунореакции.

3.2.2. Иммуногистохимическое окрашивание нервной системы медицинской пиявки на последовательных срезах.

3.3. Идентификация CNP-иммунореактивных клеток в нервной системе пиявки.

3.3.1. Анализ распределения CNP-иммунореактивных клеток в нервной системе пиявки и сопоставление с картой расположения нейронов.

3.3.2. Разработка и применение метода относительных автофлуоресцентных ориентиров.

3.3.3. Исследование природы CNP-иммунореактивности в межсегментарных коннективах.

3.3.4. Эксперименты с двойным мечением нейронов пиявки.

3.3.4.1. Двойное мечение нейронов субэзофагеального ганглия.

3.3.4.2. Двойное мечение нейронов других ганглиев.

3.3.5. Идентификация CNP-иммунореактивных нейронов 254, и 227 сегментарных ганглиев.

3.4. Исследование физиологических эффектов пептида CNP4 в нервной системе пиявки.

3.4.1. Аппликация пептида CNP4 в модели сенситизации моносинаптических ответов.

3.4.2. Аппликация пептида CNP4 на полуинтактных препаратах «сердце-мозг».

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1. Поиск гомологичных CNP полипептидов в белковых фракциях, выделенных из нервной системы беспозвоночных разных типов.

4.2. Поиск CNP-иммунореактивных клеток в нервной системе медицинской пиявки.

4.2.1. Иммуногистохимическое окрашивание нервной системы медицинской пиявки whole-mount.

4.2.1.1. Исследование различий в уровне иммунореакции при окрашивании антителами к пептидам CNP4 и CNP2.

4.2.1.2. Влияние модулирующих воздействий на уровень иммунореакции.

4.2.2. Иммуногистохимическое окрашивание нервной системы медицинской пиявки на последовательных срезах.

4.3. Идентификация CNP-иммунореактивных клеток в нервной системе пиявки.

4.3.1. Анализ распределения CNP-иммунореактивных клеток в нервной системе пиявки и сопоставление с картой расположения нейронов.

4.3.2. Разработка и применение метода относительных автофлуоресцентных ориентиров.

4.3.3. Исследование природы.CNP-иммунореактивности в межсегментарных коннективах.

4.3.4. Эксперименты с двойным мечением нейронов пиявки.

4.3.4.1. Двойное мечение нейронов субэзофагеального ганглия.

4.3.4.2. Двойное мечение нейронов других ганглиев.

4.3.5. Идентификация CNP-иммунореактивных нейронов 254, и 227 сегментарных ганглиев.

4.4. Исследование физиологических эффектов пептида CNP4 в нервной системе пиявки.

4.4.1. Аппликация пептида CNP4 в модели сенситизации моносинаптических ответов.

4.4.2. Аппликация пептида CNP4 на полуинтактных препаратах сердце-мозг».

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Обнаружение и функциональное исследование нейропептидов, гомологичных пептидам CNP улитки Helix lucorum L., в нервной системе других беспозвоночных»

Наверное, не осталось в биологии такой области, в которой можно было бы пренебречь влиянием эндогенных химических веществ. Однако, во многих направлениях науки о живом ввиду сложности изучаемого объекта описать этот вклад можно только в общем, лишь примерно указав на возможность влияния со стороны генов и неизвестных внутренних факторов. Именно поэтому очень перспективно выглядят исследования в области нейробиологии, изучающей такие сложные феномены, как поведение, обучение или память на клеточном и молекулярном уровне.

На данный момент имеется два методологических подхода к изучению поведения и других сложных функций нервной системы на уровне молекул. Один из успешно развивающихся подходов носит название нейрогенетики и использует методы классической и обратной генетики, такие как картирование хромосом или выведение нокаутных линий животных. Применяя этот подход, исследователи, как правило, изучают корреляции между различными параметрами поведения и генотипом животного. При этом реальные физиологические механизмы, связывающие гены с этологическим фенотипом либо не обсуждаются, либо остаются в области предположений.

Другим принципиальным подходом к изучению поведения является нейробиология. Начинавшаяся с изучения методами клеточной электрофизиологии простейших поведенческих актов на беспозвоночных животных (Kandel and Tauc, 1965), в последние несколько десятилетий эта область с одной стороны впитала в себя методы молекулярной биологии (Boguski and Jones, 2004), а с другой стороны её методы стали применяться для изучения таких сложных явлений, как выбор поведения и механизм принятия решений (Briggman et al., 2005). Так как основой нейробиологии являются физиологические методы, то в рамках этого подхода становится возможным изучение роли отдельных генов и их пептидных продуктов в механизмах реализации сложных функций нервной системы. Образно говоря, современные методы физиологии позволяют построить мостик между генами и поведением.

Наиболее хорошо изученным механизмом, по которому гены влияют на фенотип, является классический путь с образованием полипептидных продуктов путём транскрипции ДНК и последующей трансляции РНК клеточным аппаратом. Белки и пептиды влияют на функции нервной системы непосредственно, являясь нейромедиаторами (инсулин), нейромодуляторами (FMRF-амид), а также рецепторами к ним; будучи включёнными в каскады передачи сигналов (протеинкиназы) или метаболизма классических медиаторов и других нейроспецифичных веществ (ацетилхолинэстераза). Кроме этих, очевидных, путей известны также полипептиды, действующие в нервной системе через другие механизмы, например регуляторы экспрессии генов (CREB, Notch), белки цитоскелета (тубулин) или транспортные белки.

Эндогенные биоактивные вещества белковой (как и любой другой) природы распределены в нервной системе неравномерно, их содержание специфично в каждой структуре и даже в отдельных клетках мозга. Это позволяет говорить о клеточном фенотипе, который по-разному проявляется, например, в дофаминергических нейронах активирующей системы мозга или нектин-иммунореактивных стволовых клетках нервной системы. На позвоночных животных знание паттернов распределения нейроспецифичных веществ позволяет ставить эксперименты с экстирпацией или стимуляцией исследуемых структур. Нервная система беспозвоночных, которая характеризуется относительно малым количеством относительно крупных нейронов, позволяет ставить прямые физиологические эксперименты над клетками с известными нейрохимическими фенотипами.

В последнее десятилетие огромное число исследований посвящено изучению локализации и функции эндогенных биоактивных веществ различной природы в ЦНС беспозвоночных животных: моллюсков, нематод, кольчатых червей, насекомых, ракообразных (недавние обзоры: Nusbaum etal., 2001; Homberg, 2002; Nassel, 2002; Skiebe, 2003; Hummon et al., 2005). Значительное место в. этих работах занимает изучение паттернов распределения и механизмов действия нейропептидов.

Вещества этого класса широко распространены в нервных системах различных животных, начиная с диффузной нервной сети таких примитивных организмов, как кишечнополостные (Bosch and Fujisawa, 2001; Anderson etal., 2004) и заканчивая ЦНС человека (Storm and Tecott, 2005). При этом разнообразие нейропептидов позволяет им выполнять широкий диапазон функций в нервной системе. В основном, нейропептиды выбрасываются в синаптическую щель вместе с основным медиатором и играют модулирующую роль — меняют временные или амплитудные параметры постсинаптического ответа, влияют на выброс медиатора из пресинаптической терминали. Кроме того, нейропептиды могут распространяться далеко от места секреции, в таком случае их обычно называют нейрогормонами.

Действуя как модуляторы синаптических связей и нейрогормоны, пептиды участвуют в сложнейших функциях нервной системы и организма в целом. Для примера можно привести пептид NPY, участвующий в организации пищевого поведения у человека (Ramos et al., 2005) или пирокинины, без которых не может пройти развитие насекомых с полным превращением (Ewer, 2005). Нейропептиды могут иметь одинаковую или близкую структуру у беспозвоночных и млекопитающих. Необходимость исследования нейропептидов подчёркивается также тем, что нарушение их нормальной функции лежит в основе некоторых заболеваний нервной системы человека, таких как болезнь Альцгеймера, эпилепсия или симптом гипералгезии (Carro and Torres-Aleman, 2004; Baraban andTallent, 2004; King et al., 2005).

Одной из недавно открытых групп нейропептидов является семейство CNP (Command Neuron Peptides), предсказанное по нуклеотидной последовательности гена HCS2 и после обнаруженное иммунохимическими методами в ЦНС виноградной улитки Helix lucorum L. (Bogdanov et al., 1998; Balaban et al., 2001). Эти пептиды локализованы в нейронах сети оборонительного поведения улитки (ген HCS2 был выделен из командных нейронов этой сети); также недавно было исследовано распределение пептидов CNP в • ЦНС другого моллюска, Aplysia californica (Ierusalimsky etal., 2003). Изучение функций пептидов CNP только началось, однако уже показана их функция в модуляции оборонительной моторной программы, а также нейроростовые свойства (Коршунова и др., 2005). На данный момент неизвестно, ограничивается ли распространение семейства нейропептидов CNP нервной системой моллюсков или они свойственны также нервной системе других беспозвоночных животных.

Цели и задачи исследования.

Целью настоящей работы является поиск и исследование представителей нового семейства нейропептидов CNP в разных группах беспозвоночных животных. В соответствии с такой, поисковой, целью, в первую очередь необходимо было:

1. Выяснить, являются ли пептиды CNP уникальными для ЦНС улитки, или же гомологичные им пептиды присутствуют также в нервной системе других беспозвоночных животных.

Когда результаты иммуноблотгинга подтвердили предположение о широкой распространённости пептидов семейства CNP, нами были поставлены следующие задачи:

2. Выяснить, какие клетки нервной системы содержат гомологичные CNP пептиды — являются ли эти пептиды неспецифическими маркёрами всех клеток нервной ткани, локализованы в определённых клеточных типах (например, в глии или мотонейронах) или образуют ещё более специфичный паттерн распределения.

3. Провести сравнительный анализ паттерна CNP-иммунореактивных клеток с картами идентифицированных клеток, известными для некоторых беспозвоночных.

4. Охарактеризовать и по возможности идентифицировать CNP-иммунореактивные клетки, которые не обозначены на таких картах.

5. Так как, исходя из структуры, CNP являются секретируемыми пептидами, то возникает задача проверить эффекты аппликации синтетических пептидов CNP на нервную систему в физиологических концентрациях.

Научная новизна работы.

Нами впервые показано широкое распространение пептидов, гомологичных пептидам CNP улитки, в нервной системе беспозвоночных, не принадлежащих к типу Mollusca. Применённая модификация метода иммуноблотгинга с поликлональными антителами к пептидам CNP2 и CNP4 выявила присутствие гомологичных полипептидов в центральных ганглиях Lymnaea stagnalis, Lumbricus terrestris, Drosophila melanogaster и позволила определить их молекулярную массу.

С использованием иммуногистохимической техники окрашивания клеток, в ганглиях центральной и периферической нервной системы медицинской пиявки, Hirudo medicinalis, были впервые обнаружены CNP-иммунореактивные нейроны; на основе анализа большого количества препаратов нами была построена суммарная схема распространения таких нейронов в нервной системе пиявки. В нервной системе пиявки — так же, как и в ЦНС виноградной улитки — паттерн локализации CNP-иммунореактивных нейронов высокоспецифичен: пептиды выявляются в строго определённых кластерах с небольшим количеством идентифицируемых нейронов.

Благодаря правильно выбранному объекту исследования (медицинская пиявка является классической нейробиологической моделью) удалось продолжить исследование CNP-иммунореактивных нейронов и на уровне клеточной физиологии. В работе впервые предпринята попытка выяснить функции CNP-иммунореактивных нейронов и определить мишени биологического действия гомологичных CNP пептидов в организме представителя типа Annelida, пиявки Hirudo medicinalis. Электрофизиологическими методами мы идентифицировали часть нервной сети CNP-иммунореактивных интернейронов 254. В нашем исследовании не было обнаружено влияния пептида CNP4 на фасилитацию двух известных моносинаптических связей. Были показаны тормозные модулирующие эффекты на сердце и возбуждающие его мотонейроны. Существование физиологических эффектов подтверждает выдвинутую нами гипотезу о широком распространении пептидов семейства CNP в нервной системе беспозвоночных животных.

Положения, выносимые на защиту.

1. Пептиды CNP не являются уникальными для ЦНС улитки: это семейство нейропептидов представлено в нервной системе беспозвоночных животных разных типов.

2. В нервной системе пиявки гомологичные CNP пептиды локализованы высокоспецифично: в строго определённых кластерах с небольшим количеством идентифицируемых нейронов.

3. Синтетический пептид CNP4 оказывает модулирующее тормозное влияние на деятельность сердца пиявки.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Предваряя литературный обзор, хочется предупредить негодование академической читательской аудитории, уже замечающей на этой странице эпиграф, а возможно уже прочитавшей его, забегая вперёд. Дело в том, что мы рискнули параллельно обзору научной литературы по теме диссертации провести обзор художественной литературы, также не обходящей стороной актуальные проблемы биологической науки. Из этого второго литературного обзора были взяты короткие эпиграфы, релевантные подразделам научного обзора. Как нам кажется, редкое вкрапление кусков художественного текста не только не мешает восприятию научного текста, но и наоборот, должно облегчить чтение сухого изложения фактов. Всё же, на всякий случай, для эпиграфов мы старались брать достаточно авторитетные художественные источники, прошедшие испытание временем. Эпиграф на этой странице особенно интересен тем, что здесь в художественной литературе используются научные факты задолго до того, как они получили широкое признание в науке (открытие синаптической химической передачи А. Ф. Самойловым в 1925 году не было воспринято научной общественностью, признавшей существование химических синапсов только после экспериментов Дэйла, опубликованных в 1936 году (Dale etal., 1936)).

Заключение диссертации по теме «Физиология», Асеев, Николай Александрович

выводы.

1. Пептиды CNP не являются уникальными для ЦНС улитки: это семейство нейропептидов представлено в нервной системе беспозвоночных животных разных типов.

2. В нервной системе пиявки гомологичные CNP пептиды локализованы высокоспецифично: в строго определённых кластерах с небольшим количеством идентифицируемых нейронов.

3. Известные по литературе командные нейроны локомоции пиявки Trl, Тг2 и R3bl не являются CNP-иммунореактивными.

4. Впервые идентифицированные CNP-иммунореактивные клетки №254 сегментарного ганглия связаны между собой возбуждающими химическими синапсами и получают входы от сенсорных нейронов трёх разных типов.

5. Синтетический пептид CNP4 не оказывает модулирующего действия на фасилитацию двух известных моносинаптических связей N-AE hN-CV.

6. Синтетический пептид CNP4 оказывает модулирующее тормозное влияние на деятельность сердца пиявки непосредственно и через мотонейроны НЕ.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

Стоя на большом железном мосту, я бросил в реку двухкопеечную деньгу, сказав: «Нужно заботиться о науке будущего». Кто тот учёный рекокоп, кто найдёт жертву реке?

Вел. Хл., «Ка», 1915.

Полученные в настоящей работе результаты гармонично дополняют имеющиеся литературные данные о распространении в животном мире, локализации в нервной системе и физиологических функциях нейропептидов семейства CNP. Необходимо отметить, что изучение пептидов CNP имеет своей целью не одно только расширение знаний об этом конкретном семействе пептидов; как и любое фундаментальное исследование, оно вносит вклад в решение общих задач биологии.

К примеру, обнаружение гомологичных нейропептидов в разных типах беспозвоночных животных может рассматриваться как ещё одно свидетельство раннего эволюционного возникновения пептидных медиаторов. Учитывая, что расхождение типов беспозвоночных, представителей которых мы исследовали, датируется докембрием, можно предположить, что уже 600 миллионов лет назад существовали формы, использующие пептиды семейства CNP для передачи сигналов в нервной системе.

Другим интересным фактом, позволяющим обобщение, является показанное нами кластерное, повторяющееся от препарата к препарату, распределение пептидов CNP в нервной системе пиявки. Многие нейроспецифичные вещества распределены по такому же принципу, притом в некоторых случаях даже понятно функциональное значение такого распределения (например, дофаминергические клетки в ядрах ствола мозга позвоночных — substantia nigra). Мы считаем, что данные о строгом распределении биологически активных веществ аргументируют концепцию идентифицируемых нейронов (в современном её прочтении). Первоначальный вариант нейронной концепции был сформулирован Рамон-и-Кахалем, в противовес ретикулярной теории, предложенной Камилло Гольджи. С точки зрения ретикулярной теории, отдельные нервные клетки равноправны и дают ничтожный вклад в функционирование целой нервной сети. Напротив, само название концепции идентифицируемых нейронов подразумевает возможность идентифицировать, описать нейрон по свойствам, которыми обладает только он.

Крайним вариантом применения концепции идентифицируемых нейронов, наверное, являются «клетки моей бабушки» — нейроны способные кодировать сложные стимулы, целые образы — такие, например, как образ хищника для грызунов и птиц. Роль и сама идея существования гностических нейронов вызвала бурные обсуждения в конце 60-х годов XX века (Конорский, Барлоу, Леттвин и другие). Однако наибольшее распространение концепция идентифицируемых нейронов получила в нейробиологических работах 70-х, когда стало ясно, что для реализации многих видов поведения беспозвоночных животных достаточно активировать всего одну клетку (командный нейрон этого вида поведения). Термин «командный нейрон» введён в обиход нейробиологов Вирсмой, а его критерии и классическое определение концепции теперь она называлась концепцией командного нейрона) были даны Купферманном и Вейссом в 1978 году. На современном этапе развития науки спор о распределении функций между элементами нервной системы, начатый Гольджи и Кахалем, продолжается на новом уровне, между сторонниками теории клеточных ансамблей (Miguel A. Nicolelis, Gyorgy Buzsaki и другие) и теории оркестрирования (основатель Graham Hoyle, сторонники теории: С. J. Н. Elliott, Hans J. Pflueger, Eve Marder и другие). Хотя теория оркестрирования рассматривает вопрос управления в нервных сетях с иных позиций, чем концепция командного нейрона, в последнее время наметилась тенденция к объединению этих двух теорий в одну (Kupfermann and Weiss, 2001)

В более широком аспекте, применительно ко всем типам нейронов, соотношение химической специфичности и функциональной специализации было проанализировано Д. А. Сахаровым (Сахаров, 1974). Противопоставляя функциональную и генетическую гипотезы происхождения нейронов, Д. А. Сахаров приходит к выводу, что нейроны, использующие определённый медиатор, могут иметь совершенно разные функции. В первую очередь это связано с эволюцией постсинаптического механизма— рецепторных белков и других элементов каскада передачи сигнала. Однако, в ряду гомологичных нейронов, таких например, как гигантские метацеребральные клетки моллюсков, наблюдается единство функций. Гомология этих нейронов прослежена в представителях разных надотрядов моллюсков и везде их активирующее действие связано с медиатором серотонином. Интересно, что у других типов :, животных аналогичная функция также связана с моноаминами: у насекомых с октопамином, а у позвоночных с дофамином.

Известную путаницу в картину медиаторной специфичности вносит множественность медиаторов. Довольно давно известно, что каждое синаптическое окончание содержит множество физиологически активных веществ, выбрасывающихся локально в синаптическую щель или распространяющихся в организме более широко. При этом окончательный физиологический эффект зависит как от рецепторов-мишеней, так и от комбинации медиаторов, среди которых важную роль играют вещества пептидной природы. Учитывая большое разнообразие нейропептидов, становится очевидной необходимость их изучения для решения вопроса о соотношении функции нейрона и его химической специфичности.

Пожалуй, не будет преувеличением сказать, что до полного понимания вклада медиаторной специфичности в функциональную специализацию нейрона ещё очень далеко. В то же время ясно, что это ключевой вопрос концепции идентифицируемых нейронов на данных момент. Практически все нейробиологи сейчас так или иначе пытаются понять, каким образом в нервной системе сочетаются химическое кодирование сигнала и система связей между нейронами. Пока оптимального баланса, логично объясняющего всё наблюдаемое разнообразие паттернов физиологически активных веществ и распределение функций в нервной системе не найдено.

Подведём общий итог. Одной из глобальных задач нейробиологии является изучение физиологических механизмов, связывающих гены и поведение. В настоящей работе, усилия были сконцентрированы на исследовании функций нейронов с определённой химической специфичностью — содержащих нейропептиды семейства CNP. Было продемонстрировано, что пептиды этого семейства распределены сходным образом в нервных системах животных, принадлежащих к разным таксономическим типам и что по крайней мере какая-то часть функций нейропептидов семейства CNP может быть общей у разных животных. В основе работы лежит концепция идентифицируемых нейронов и её более поздние надстройки; мы полагаем, что полученные результаты поддерживают и развивают эти теоретические построения.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Асеев, Николай Александрович, 2005 год

1. Ашмарин и др. Нейрохимия: Учебник для биологических и медицинских

2. ВУЗов. /Под ред. акад. РАМН И. П. Ашмарина и проф. П. В. Стукалова. — Москва: Изд-во Института биомедицинской химии РАМН, 1996. — 470 с.

3. Балабан П. М. Сенситизация и привыкание в командных нейронахоборонительного рефлекса виноградной улитки //Журнал Высшей Нервной Деятельности 1978. - Т. 28, № 2. - С. 356-363.

4. Догель В. А. Зоология беспозвоночных: Учебник для университетов.

5. Под ред. проф. Полянского Ю. И. — 7-е изд. — М: Высш. школа, 1981. 606 с.

6. Коршунова Т. А., Малышев А. Ю., Захаров И. С., Иерусалимский В. Н.,

7. Балабан П. М. Функции пептида CNP4, кодируемого геном HSC2, в нервной системе Helix lucorum //Журнал высшей нервной деятельности 2005. - Т. 55, № 1. - С. 91-99.

8. Кэндел Э. Клеточные основы поведения. — М.: Мир, 1980.

9. Максимова О. А., Балабан П. М. Нейронные механизмы пластичностиповедения. — Москва: Наука, 1983.

10. Ноздрачев А. Д., Поляков Е. Л., Лапицкий В. П. Анатомиябеспозвоночных: пиявка, прудовик, дрозофила, таракан, рак. (Лабораторные животные). — Москва: Лань, 1999.

11. Сахаров Д. А. Генеалогия нейронов. — Москва: Наука, 1974.

12. Anderson P. A., Thompson L. F., Moneypenny С. G. Evidence for a commonpattern of peptidergic innervation of cnidocytes //Biol Bull 2004. -Vol. 207 (2).-Pp. 141-146.

13. Angstadt J. D., Friesen W. O. Modulation of swimming behaviorin the medicinal leech. II. Ionic conductances underlying serotonergic modulation of swim-gating cell 204 //J Comp Physiol A. 1993a. -Vol. 172 (2).-Pp. 235-248.

14. Angstadt J. D., Friesen W. O. Modulation of swimming behaviorin the medicinal leech. I. Effects of serotonin on the electrical properties of swim-gating cell 204 //J Comp Physiol A. 1993b. - Vol. 172 (2). -Pp. 223-234.

15. Balaban P. M. Sensitization and habituation in command neuronsof the defensive reflex in Helix lucorum //Neurosci. Behav. Physiol. 1980. Vol. 10 (4).-Pp. 340-345.

16. Balaban P. M. Cellular mechanisms of behavioral plasticity in terrestrial snail

17. Neurosci Biobehav Rev 2002. - Vol. 26 (5). - Pp. 597-630.

18. Balaban P. M., Poteryaev D. A., Zakharov I. S., Uvarov P., Malyshev A.,

19. Belyavsky A. V. Up- and down-regulation of Helix command-specific 2 (HCS2) gene expression in the nervous system of terrestrial snail Helix lucorum //Neuroscience 2001. - Vol. 103 (2). - Pp. 551-559.

20. Baraban S. C., Tallent M. K. Interneuron Diversity series: Interneuronalneuropeptides — endogenous regulators of neuronal excitability //Trends Neurosci 2004. - Vol. 27 (3). - Pp. 135-142.

21. Benjamin P. R., Rose R. M. Central generation of bursting in the feedingsystem of the snail, Lymnaea stagnalis //J. Exp. Biol. 1979. - Vol. 80. -Pp. 93-118.

22. Bi G. Q., Rubin J. Timing in synaptic plasticity: from detection to integration

23. Trends Neurosci 2005. - Vol. 28 (5). - Pp. 222-228.

24. Bogdanov Y. D., Balaban P. M., Poteryaev D. A., Zakharov I. S., Belyavsky A.

25. V. Putative neuropeptides and an EF-hand motif region are encoded by a novel gene expressed in the four giant interneurons of the terrestrial snail //Neuroscience 1998. - Vol. 85 (2). - Pp. 637-647.

26. Boguski M. S., Jones A. R. Neurogenomics: at the intersection of neurobiologyand genome sciences //Nat Neurosci 2004. - Vol. 7 (5). - Pp. 429-433.

27. Bosch Т. C., Fujisawa T. Polyps, peptides and patterning //Bioessays 2001.1. Vol. 23 (5).-Pp. 420-427.

28. Briggman К. L., Abarbanel H. D. I., Kristan W. В., Jr. Optical imaging ofneuronal populations during decision-making //Science 2005. -Vol. 307.-Pp. 896-901.

29. Brodfuehrer P. D., Debski E. A., O'Gara B. A., Friesen W. O. Neuronal controlof leech swimming //J Neurobiol 1995. - Vol. 27 (3). - Pp. 403-418.

30. Brodfuehrer P. D., Friesen W. O. From stimulation to undulation: a neuronalpathway for the control of swimming in the leech //Science 1986a. -Vol. 234.-Pp. 1002-1004.

31. Brodfuehrer P. D., Friesen W. O. Initiation of swimming activity by triggerneurons in the leech subesophageal ganglion. III. Sensory inputs to Trl and Tr2 //J Comp Physiol A. 1986b. - Vol. 159 (4). - Pp. 511-519.

32. Brodfuehrer P. D., Friesen W. O. Initiation of swimming activity by triggerneurons in the leech subesophageal ganglion. II. Role of segmental swim-initiating interneurons //J Comp Physiol A. 1986c. - Vol. 159 (4). -Pp. 503-510.

33. Brodfuehrer P. D., Friesen W. O. Initiation of swimming activity by triggerneurons in the leech subesophageal ganglion. I. Output connections of Trl and Tr2 //J Comp Physiol A. 1986d. - Vol. 159 (4). - Pp. 489-502.

34. Brusca R. C., Brusca G. J. Invertebrates. — 2nd ed. — Sunderland, MA, USA:1. Sinauer Press, 2002.

35. Cacciatore T. W., Brodfuehrer P. D., Gonzalez J. E., Jiang Т., Adams S. R.,

36. Tsien R. Y., Kristan W. В., Jr., Kleinfeld D. Identification of neural circuits by imaging coherent electrical activity with FRET-based dyes //Neuron 1999. - Vol. 23 (3). - Pp. 449-459.

37. Calabrese R. L. The roles of endogenous membrane properties and synapticinteraction in generating the heartbeat rhythm of the leech, Hirudo medicinalis //J Exp Biol 1979. - Vol. 82. - Pp. 163-176.

38. Calabrese R. L., Nadim F., Olsen О. H. Heartbeat control in the medicinalleech: a model system for understanding the origin, coordination, and modulation of rhytmic motor patterns //J Neurobiol 1995. - Vol. 27. -Pp. 390-402.

39. Cang J., Friesen W. O. Sensory modification of leech swimming: rhythmicactivity of ventral stretch receptors can change intersegmental phase relationships //J Neurosci 2000. - Vol. 20 (20). - Pp. 7822-7829.

40. Cang J., Friesen W. O. Model for intersegmental coordination of leechswimming: central and sensory mechanisms //J Neurophysiol 2002. -Vol. 87 (6). - Pp. 2760-2769.

41. Cang J., Yu X., Friesen W. O. Sensory modification of leech swimming:interactions between ventral stretch receptors and swim-related neurons //J Comp Physiol A. 2001. - Vol. 187.(7). - Pp. 569-579.

42. Carro E., Torres-Aleman I. The role of insulin and insulin-like growth factor Iin the molecular and cellular mechanisms underlying the pathology of Alzheimer's disease //Eur J Pharmacol 2004. - Vol. 490 (1-3). -Pp. 127-133.

43. Chen M. L., Muneoka Y., Walker R. J. Actions of a small cardioactive peptidefrom Mytilus, APNFLAYPRLamide, on central neurones of Helix aspersa //Gen Pharmacol 1995. - Vol. 26 (2). - Pp. 273-283.

44. Clancy В., Cauller L. J. Reduction of background autofluorescence in brainsections following immersion in sodium borohydride //J Neurosci Methods -1998.-Vol. 83 (2).-Pp. 97-102.

45. Conlon J. M., Larhammar D. The evolution of neuroendocrine peptides

46. Gen Comp Endocrinol 2005. - Vol. 142 (1-2). - Pp. 53-59.

47. Cottrell G. A., Davies N. W. Multiple receptor sites for a molluscan peptide

48. FMRFamide) and related peptides of Helix //J Physiol 1987. - Vol. 382. -Pp. 51-68.

49. Cowan W. M. The Emergence of Modern Neuroanatomy and Developmental

50. Neurobiology //Neuron 1998. - Vol. 20. - Pp. 413-426.

51. Crisp К. M., Klukas K. A., Gilchrist L. S., Nartey A. J., Mesce K. A.

52. Distribution and development of dopamine- and octopamine-synthesizing neurons in the medicinal leech //J Comp Neurol 2002. - Vol. 442 (2). -Pp. 115-129.

53. Crisp K. M., Mesce K. A. To swim or not to swim: regional effects ofserotonin, octopamine and amine mixtures in the medicinal leech //J Comp

54. Physiol A Neuroethol Sens Neural Behav Physiol 2003. - Vol. 189 (6). -Pp. 461-470.

55. Crisp К. M., Mesce K. A. A cephalic projection neuron involved in locomotionis dye coupled to the dopaminergic neural network in the medicinal leech //J Exp Biol 2004. - Vol. 207 (Pt 26). - Pp. 4535-4542.

56. Cropper E. C., Lloyd P. E., Reed W., Tenenbaum R., Kupfermann I., Weiss K.

57. R. Multiple neuropeptides in cholinergic motor neurons of Aplysia: evidence for modulation intrinsic to the motor circuit //Proc Natl Acad Sci U S A -1987a. Vol. 84 (10). - Pp. 3486-3490.

58. Cropper E. C., Tenenbaum R., Kolks M. A., Kupfermann I., Weiss K. R.

59. Myomodulin: a bioactive neuropeptide present in an identified cholinergic buccal motor neuron of Aplysia //Proc Natl Acad Sci U S A 1987b. -Vol. 84 (15). - Pp. 5483-5486.

60. Dale B. Blood pressure and its hydraulic function in Helix pomatia L

61. J Exp Biol 1973. - Vol. 59 (2). - Pp. 477-490.

62. Dale B. Extrusion, retraction and respiratory movements in Helix pomatia inrelation to distribution and circulation of the blood //J Zool 1974. -Vol. 173 (3).-Pp. 427-439.

63. Dale H., Feldberg W., Fogt M. Release of aceticholine at voluntary motornerve endings //J Physiol (Lond.) 1936. - Vol. 86. - Pp. 353-380.

64. De la Lande I. S., Waterson J. G. Modification of autofluorescence in theformaldehyde-treated rabbit ear artery by Evans blue //J Histochem Cytochem- 1968.-Vol. 16 (4).-Pp. 281-282.

65. Dockray G. J., Vaillant C., Williams R. G., Gayton R. J., Osborne N. N.

66. Vertebrate brain-gut peptides related to FMRFamide and Met-enkephalin Arg6Phe7 //Peptides 1981. - Vol. 2 Suppl 2. - Pp. 25-30.

67. Duan Y., Panoff J., Burrell B. D., Sahley C. L., Muller K. J. Repair and

68. Regeneration of Functional Synaptic Connections: Cellular and Molecular Interactions in the Leech //Cellular and Molecular Neurobiology 2005. -Vol. 25 (2).-Pp. 441-450.

69. Esch Т., Mesce K. A., Kristan W. B. Evidence for sequential decision makingin the medicinal leech //J Neurosci 2002. - Vol. 22 (24). -Pp. 11045-11054.

70. Evans В. D., Pohl J., Kartsonis N. A., Calabrese R. L. Identification of

71. RFamide neuropeptides in the medicinal leech //Peptides 1991. -Vol. 12 (5).-Pp. 897-908.

72. Ewer J. Behavioral actions of neuropeptides in invertebrates: insights from

73. Drosophila IIHorm Behav 2005. - Vol. 48 (4). - Pp. 418-429.

74. Fan R. J., Marin-Burgin A., French K. A., Otto Friesen W. A dye mixture

75. Neurobiotin and Alexa 488) reveals extensive dye-coupling among neurons in leeches; physiology confirms the connections //J Comp Physiol A Neuroethol Sens Neural Behav Physiol 2005. - Pp. 1-15.

76. Friesen W. O., Pearce R. A. Mechanisms of intersegmental coordination inleech locomotion //The Neurosciences 1993. - Vol. 5. - Pp. 41-47.

77. Fujisawa Y., Kubota I., Nomoto K., Minakata H., Yasuda-Kamatani Y., Ikeda

78. Т., Muneoka Y. A Mytilus peptide related to the small cardioactive peptides (SCPs): structure determination and pharmacological characterization //Comp Biochem Physiol С 1993a. - Vol. 104 (3). - Pp. 469-475.

79. Fujisawa Y., Ikeda Т., Takahashi Т., Furukawa Y., Muneoka Y., Matsumoto

80. S., Kuniyoshi H., Suzuki A. Effects of several peptides with Pro-Arg-Leu-NH2 C-terminal sequence on invertebrate muscles //Comp Biochem Physiol С 1993b. - Vol. 105 (3). - Pp. 471-477.

81. Gillis M. A., Anctil M. Monoamine release by neurons of a primitive nervoussystem: an amperometric study Hi Neurochem 2001. - Vol. 76 (6). -Pp. 1774-1784.

82. Gisselmann G., Plonka J., Pusch H., Hatt H. Drosophila melanogaster GRDand LCCH3 subunits form heteromultimeric GABA-gated cation channels //Br J Pharmacol 2004. - Vol. 142 (3). - Pp. 409-413.

83. Greenberg M. J., Price D. A. Relationships among the FMRFamide-likepeptides //Prog Brain Res 1992. - Vol. 92. - Pp. 25-37.

84. Grimmelikhuijzen C. J., Westfall J. A. The nervous systems of cnidarians. In:

85. The nervous system of invertebrates: an evolutionary and comparative approach. /О. Breidbach and W. Kutsch — Basel: Birkhauser, 1995. — Pp. 7-24.

86. Gustafsson M. К., Halton D. W., Kreshchenko N. D., Movsessian S. O.,

87. Raikova О. I., Reuter M., Terenina N. B. Neuropeptides in flatworms //Peptides 2002. - Vol. 23 (11). - Pp. 2053-2061.

88. Holmgren S., Jensen J. Evolution of vertebrate neuropeptides //Brain Res Bull 2001. - Vol. 55 (6). - Pp. 723-735.

89. Homberg U. Neurotransmitters and neuropeptides in the brain of the locust

90. Microsc Res Tech 2002. - Vol. 56 (3). - Pp. 189-209.

91. Hoyle С. H. Neuropeptide families and their receptors: evolutionaryperspectives //Brain Res 1999. - Vol. 848 (1-2). - Pp. 1-25.

92. Hummon А. В., Amare A., Sweedler J. V. Discovering new invertebrateneuropeptides using mass spectrometry //Mass Spectrom Rev — 2005. -in press.

93. Ierusalimsky V. N., Boguslavsky D. V., Belyavsky A. V., Balaban P. M. Helixpeptide immunoreactivity pattern in the nervous system of juvenile Aplysia //Brain Res Mol Brain Res 2003. - Vol. 120 (1). - Pp. 84-89.

94. Kandel E. R., Tauc L. Heterosynaptic facilitation in neurones of the abdominalganglion of Aplysia depilans Hi Physiol 1965. - Vol. 181 (1). - Pp. 1-27.

95. Keating H. H., Sahley C. L. Localization of the myomodulin-likeimmunoreactivity in the leech CNS //J Neurobiol 1996. - Vol. 30 (3). -Pp. 374-384.

96. King Т., Gardell L. R., Wang R., Vardanyan A., Ossipov M. H., Malan T. P.,

97. Jr., Vanderah T. W., Hunt S. P., Hruby V. J., Lai J., Porreca F. Role of NK-1 neurotransmission in opioid-induced hyperalgesia //Pain 2005. -Vol. 116(3).-Pp. 276-288.

98. Kristan W. В., Jr., Calabrese R. L. Rhythmic swimming activity in neurones ofthe isolated nerve cord of the leech //J Exp Biol 1976. - Vol. 65 (3). -Pp. 643-668.

99. Kristan W. В., Jr., Calabrese R. L., Friesen W. O. Neuronal control of leechbehavior //Prog Neurobiol 2005. - in press.

100. Kristan W. В., Skalak R., Wilson R. J. A., Skierczynski B. A., Murray J. A.,

101. Eisenhart F. J., Cacciatore T. W. Biomechanics of hydroskeletons, lessonslearned from studies of crawling in the medicinal leech. — New York: Springer-Verlag, 2000.

102. Kuffler S. W., Potter D. D. Glia in the Leech Central Nervous System:

103. Physiological Properties and Neuron-Glia Relationship //J Neurophysiol 1964. - Vol. 27. - Pp. 290-320.

104. Kuhlman J. R., Li C., Calabrese R. L. FMRF-amide-like substances in theleech. I. Immunocytochemical localization //J Neurosci 1985. - Vol. 5 (9). -Pp. 2301-2309.

105. Kupfermann I., Weiss K. R. The command neuron concept //Behav. Brain Sci.- 1978.-Vol.1.-Pp. 3-39.

106. Li C., Calabrese R. L. FMRFamide-like substances in the leech. III.

107. Biochemical characterization and physiological effects //J Neurosci 1987. Vol. 7 (2).-Pp. 595-603.

108. Marder E., Richards K. S. Development of the peptidergic modulation of arhythmic pattern generating network //Brain Res 1999. - Vol. 848 (1-2). -Pp. 35-44.

109. Masino M. A., Calabrese R. L. Period differences between segmentaloscillators produce intersegmental phase differences in the leech heartbeat timing network //J Neurophysiol 2002. - Vol. 87 (3). - Pp. 1603-1615.

110. Morishita F., Minakata HTakeshige K., Furukawa Y., Takata Т., Matsushima

111. O., Mukai S. Т., Saleuddin A. S., Horiguchi T. Novel excitatory neuropeptides isolated from a prosobranch gastropod, Thais clavigera: The molluscan counterpart of the annelidan GGNG peptides //Peptides 2005. -in press.

112. Muller K. J., Nicholls J. G. Different properties of synapses between a singlesensory neurone and two different motor cells in the leech C.N.S /ЯPhysiol 1974.-Vol. 238 (2).-Pp. 357-369.

113. Neurobiology of the leech /Edited by Muller K. J., Nicholls J. G., Stent G. S.

114. NY: Cold Spring Harbor Laboratory, 1981.

115. Muneoka Y., Morishita F., Furukawa Y., Matsushima O., Kobayashi M.,

116. Ohtani M., Takahashi Т., Iwakoshi E., Fujisawa Y., Minakata H. Comparative aspects of invertebrate neuropeptides //Acta Biol Hung 2000. Vol.51 (2-4).-Pp. 111-132.

117. Nadim F., Calabrese R. L. A slow outward current activated by FMRFamide inheart interneurons of the medicinal leech //J Neurosci 1997. - Vol. 17 (11). -Pp. 4461-4472.

118. Nassel D. R. Neuropeptides in the nervous system of Drosophila and otherinsects: multiple roles as neuromodulators and neurohormones //Prog Neurobiol 2002. - Vol. 68 (1). - Pp. 1-84.

119. Nicholls J., Wallace B. G. Modulation of transmission at an inhibitory synapsein the central nervous system of the leech //J Physiol 1978. - Vol. 281. — Pp. 157-170.

120. Nicholls J. G., Baylor D. A. Specific modalities and receptive fields of sensoryneurons in CNS of the leech //J Neurophysiol 1968. - Vol. 31 (5). -Pp. 740-756.

121. Nicholls J. G., Purves D. Monosynaptic chemical and electrical connexionsbetween sensory and motor cells in the central nervous system of the leech //J Physiol. 1970. - Vol. 209 (3). - Pp. 647-667.

122. Nicholls J. G., Purves D. A comparison of chemical and electrical synaptictransmission between single sensory cells and a motoneurone in the central nervous system of the leech //J Physiol. 1972. - Vol. 225 (3). -Pp. 637-656.

123. Nusbaum M. P., Blitz D. M., Swensen A. M., Wood D., Marder E. The roles ofco-transmission in neural network modulation //Trends Neurosci 2001. -Vol. 24 (3).-Pp. 146-154.

124. Nusbaum M. P., Kristan W. В., Jr. Swim initiation in the leech by serotonincontaining interneurones, cells 21 and 61 //J Exp Biol 1986. - Vol. 122. -Pp. 277-302.

125. O'Gara B. A., Chae H., Latham L. В., Friesen W. O. Modification of leechbehavior patterns by reserpine-induced amine depletion //J Neurosci 1991. Vol. 11(1).-Pp. 96-110.

126. O'Gara B. A., Friesen W. O. Termination of leech swimming activity by apreviously identified swim trigger neuron //J Comp Physiol A. 1995. -Vol. 177 (5).-Pp. 627-636.

127. Olsen О. H., Calabrese R. L. Activation of intrinsic and synaptic currents inleech heart interneurons by realistic waveforms //J Neurosci 1996. -Vol. 16 (16). - Pp. 4958-4970.

128. Opdyke C. A., Calabrese R. L. Outward currents in heart motor neurons of themedicinal leech //J Neurophysiol 1995. - Vol. 74 (6). - Pp. 2524-2537.

129. Ort C. A., Kristan W. В., Jr., Stent G. S. Neuronal control swimming in theleech. II. Identification and connection of the motor neurons //J. Comp. Physiol. 1974. - Vol. 94. - Pp. 121-154.

130. Pearce R. A., Friesen W. O. A model for intersegmental coordination in theleech nerve cord //Biol Cybern 1988. - Vol. 58 (5). - Pp. 301-311.

131. Price D. A., Greenberg M. J. Structure of a molluscan cardioexcitatoryneuropeptide //Science 1977. - Vol. 197 (4304). - Pp. 670-671.

132. Prosser C. L., Zimmerman G. L. Effects of drugs on the hearts of Arenicolaand Lumbricus. //Physiol. Zool. 1934. - Vol. 16. - Pp. 77-83.

133. Raffa R. B. The actions of FMRF-NH2 and FMRF-NH2 related peptides onmammals //NIDA Res Monogr- 1991. Vol. 105. - Pp. 243-249.

134. Ramos E. J., Meguid M. M., Campos A. C., Coelho J. C. Neuropeptide Y,alpha-melanocyte-stimulating hormone, and monoamines in food intake regulation //Nutrition 2005. - Vol. 21 (2). - Pp. 269-279.

135. Retzius M. G. Biologische Untersuchungen Neue Folge II. — Stockholm:1. Sampson and Wallin, 1891.

136. Roeder T. Octopamine in invertebrates //Prog Neurobiol 1999. -Vol. 59 (5).-Pp. 533-561.

137. Samarova E. I., Bravarenko N. I., Korshunova T. A., Gulyaeva N. V., Palotas

138. A., Balaban P. M. Effect of beta-amyloid peptide on behavior and synaptic plasticity in terrestrial snail //Brain Res Bull 2005. - Vol. 67 (1-2). -Pp. 40-45.

139. Schmidt J., Calabrese R. L. Evidence that acetylcholine is an inhibitory transmitter of heart interneurons in the leech //J Exp Biol 1992. -Vol. 171.-Pp. 329-347.

140. Schmidt J., Gramoll S., Calabrese R. L. Segment-specific effects of FMRFamide on membrane properties of heart interneurons in the leech //J Neurophysiol 1995. - Vol. 74 (4). - Pp. 1485-1497.

141. Shafer M. R., Calabrese R. L. Similarities and differences in the structure ofsegmentally homologous neurons that control the hearts of the leech, Hirudo medicinalis //Cell Tissue Res 1981. - Vol. 214 (1). - Pp. 137-153.

142. Shaw В. K., Kristan W. В., Jr. The whole-body shortening reflex of the medicinal leech: motor pattern, sensory basis, and interneuronal pathways //J Comp Physiol A. 1995. - Vol. 177 (6). - Pp. 667-681.

143. Shaw В. K., Kristan W. В., Jr. The neuronal basis of the behavioral choicebetween swimming and shortening in the leech: control is not selectively exercised at higher circuit levels //J Neurosci 1997. - Vol. 17 (2). -Pp. 786-795.

144. Simon T. W., Opdyke C. A., Calabrese R. L. Modulatory effects of FMRF

145. NH2 on outward currents and oscillatory activity in heart interneurons of the medicinal leech //J Neurosci 1992. - Vol. 12 (2). - Pp. 525-537.

146. Simon T. W., Schmidt J., Calabrese R. L. Modulation of high-threshold transmission between heart interneurons of the medicinal leech by FMRF-NH2 //J Neurophysiol 1994. - Vol. 71 (2). - Pp. 454-466.

147. Skiebe P. Neuropeptides in the crayfish stomatogastric nervous system //Microsc Res Tech 2003. - Vol. 60 (3). - Pp. 302-312.

148. Sommerville B. A. The circulatory physiology of Helix pomatia. I. Observations on the mechanism by which Helix emerges from its shell and on the effects of body movement on cardiac function //J Exp Biol 1973. -Vol. 59 (2). - Pp. 275-282.

149. Stent G. S., Kristan W. В., Jr., Torrence S. A., French K. A., Weisblat D. A.

150. Development of the leech nervous system //Int Rev Neurobiol 1992. -Vol. 33.-Pp. 109-193.

151. Stent G. S., Thompson W. J., Calabrese R. L. Neural control of heartbeat inthe leech and in some other invertebrates //Physiol Rev 1979. -Vol. 59(1).-Pp. 101-136.

152. Storm E. E., Tecott L. H. Social circuits: peptidergic regulation of mammaliansocial behavior //Neuron 2005. - Vol. 47 (4). - Pp. 483-486.

153. Stuart A. E. Excitatory and inhibitory motoneurons in the central nervous system of the leech //Science 1969. - Vol. 165 (895). - Pp. 817-819.

154. Stuart A. E. Physiological and morphological properties of motoneurones inthe central nervous system of the leech //J Physiol 1970. - Vol. 209 (3). -Pp. 627-646.

155. Stuart A. E., Hudspeth A. J., Hall Z. W. Vital staining of specific monoaminecontaining cells in the leech nervous system //Cell Tissue Res 1974. -Vol. 153(1).-Pp. 55-61.

156. Taghert P. H., O'Brien M. A., Schneider L. E., Roberts M. S. Moleculargenetic analysis of the FMRFamide-related neuropeptides m. Drosophila //Prog Brain Res 1992. - Vol. 92. - Pp. 163-174.

157. Taylor A. L., Cottrell G. W., Kleinfeld D., Kristan W. В., Jr. Imaging revealssynaptic targets of a swim-terminating neuron in the leech CNS //J Neurosci 2003. - Vol. 23 (36). - Pp. 11402-11410.

158. Tobin A. E., Calabrese R. L. Myomodulin increases ih and inhibits the na/kpump to modulate bursting in leech heart interneurons //J Neurophysiol -2005. Vol. 94 (6). - Pp. 3938-3950.

159. Waller A. Experiments on the section of the glossopharyngeal and hypoglossal nerves of the frog, and observations of the alterations produced thereby in the structure of the primitive fibres. //J, Anat. Lond. 1850. -Vol. 87 - Pp. 387—406.

160. Wang W. Z., Ernes R. D., Christoffers K., Verrall J., Blackshaw S. E. Hirudomedicinalis: a platform for investigating genes in neural repair //Cell Mol Neurobiol 2005. - Vol. 25 (2). - Pp. 427-440.

161. Wang Y., Price D. A., Sahley C. L. Identification and characterization of amyomodulin-like peptide in the leech //Peptides 1998. - Vol. 19 (3). -Pp. 487-493.

162. Wang Y., Strong J. A., Sahley C. L. Modulatory effects of myomodulin onthe excitability and membrane currents in Retzius cells of the leech //J Neurophysiol 1999. - Vol. 82 (1). - Pp. 216-225.

163. Weatherill D., Chase R. Modulation of heart activity during withdrawal reflexes in the snail Helix aspersa //J Comp Physiol A Neuroethol Sens Neural Behav Physiol 2005. - Vol. 191 (4). - Pp. 355-362.

164. Wenning A., Cymbalyuk G. S., Calabrese R. L. Heartbeat control in leeches.

165. Constriction pattern and neural modulation of blood pressure in intact animals //J Neurophysiol 2004a. - Vol. 91 (1). - Pp. 382-396.

166. Wenning A., Hill A. A., Calabrese R. L. Heartbeat control in leeches. II.

167. Fictive motor pattern //J Neurophysiol 2004b. - Vol. 91 (1). -Pp. 397-409.

168. Wiersma C., Ikeda K. Interneurons commanding swimmeret movements inthe crayfish Procambarus clarkii (Girard) //Comp Biochem Physiol 1964. Vol. 12.-Pp. 509-525.

169. Wilson R. J., Kristan W. В., Jr., Kleinhaus A. L. An increase in activity ofserotonergic Retzius neurones may not be necessary for the consummatory phase of feeding in the leech Hirudo medicinalis Hi Exp Biol — 1996. -Vol. 199 (6).-Pp. 1405-1414.

170. Wrenn С. C., Marriott L. K., Kinney J. W., Holmes A., Wenk G. L., Crawley

171. J. N. Galanin peptide levels in hippocampus and cortex of galanin-overexpressing transgenic mice evaluated for cognitive performance //Neuropeptides 2002. - Vol. 36 (6). - Pp. 413-426.

172. Yau K. W. Physiological properties and receptive fields of mechanosensoryneurones in the head ganglion of the leech: comparison with homologous cells in segmental ganglia //J Physiol 1976a. - Vol. 263 (3). - Pp. 489-512.

173. Yau K. W. Receptive fields, geometry and conduction block of sensory neurones in the central nervous system of the leech //J Physiol 1976b. -Vol. 263 (3). -Pp. 513-538.

174. Zhang J., Campbell R. E., Ting A. Y., Tsien R. Y. Creating new fluorescent probes for cell biology //Mol Cell Biol 2002. - Vol. 3. - Pp. 906-918.1. БЛАГОДАРНОСТИ.

175. Я хочу поблагодарить к. б. н. Наталью Пасикову, учившую меня работать на микротоме. Я благодарен к. б. н. Дмитрию Воронцову, чей живой интерес к работе способствовал бесконечным переработкам и улучшениям текста.