Новые голубые оксидазы, активные в нейтрально-щелочной среде: физико-химические, кинетические и структурные свойства тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Ренфельд Жанна Владимировна

• Ренфельд Жанна Владимировна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Ренфельд Жанна Владимировна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Распространение лакказ в природе, их функции и локализация

1.2. Индукция и множественность форм грибных лакказ

1.3. Структура генов грибных лакказ и их регуляция

1.4. Экспрессия грибных лакказных генов

1.5.1. Общая структура молекулы

1.5.2. Структура активных центров лакказ и механизм каталитической реакции

1.6. Физико-химические свойства грибных лакказ

1.6.1. рН-оптимум и рН-стабильность

1.6.2. Температурный оптимум и термостабильность

1.7. Кинетические свойства лакказ

1.8. Трансформация фенольных соединений посредством лакказ

1.9. Области применения лакказ

1.10. Сведения о лакказах из грибов рода Муто^естт и Сжуи1ат1а

1.11. Сведения об известных грибных лакказах, наиболее активных в нейтрально-щелочной среде

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Объекты исследования

2.2. Реактивы

2.3. Методы культивирования

2.4. Определение лакказной активности

2.5. Определение субстратной избирательности и рН-оптимума лакказ культуральных жидкостей грибов

2.6. Очистка ферментов

2.6.1. Этапы очистки лакказы грибаМ. топйит УКМ Б-3565

2.6.2. Этапы очистки лакказ гриба С. geniculata УКМ Б-3561

2.7. Определение нативной и субъединичной массы очищенных ферментов

2.8. Дегликозилирование ферментов

2.9. Определение концентрации белка

2.10. Определение рН- и температурного оптимума очищенных лакказ

2.11. Определение спектральных характеристик лакказ

2.12. Определение кинетических параметров лакказ

2.13. Трансформация фенольных соединений, выделение и идентификация ключевых интермедиатов трансформации

2.14. Получение нуклеотидных последовательностей генов лакказ гриба M. roridum VKM F-3565 и C. geniculata VKM F-3561

1.14.1. Выделение геномной ДНК

2.14.2. Выделение тотальной РНК и синтез кДНК

2.14.3. Получение центральных фрагментов лакказных генов

2.14.4. Получение фланкирующих участков лакказных генов

2.14.5. Получение полных последовательностей лакказных генов

2.14.6. Анализ результатов ПЦР

2.14.7. Анализ полученных последовательностей

2.14.8. Нуклеотидные и аминокислотные последовательности, депонированные в базу данных GenBank

2.15. Получение экспрессионного вектора для гетерологической экспрессии лакказы гриба M. roridum VKM F-3565 в прокариотической системе на основе E. coli

2.15.1. Экспрессия лакказы гриба M. roridum VKM F-3565 в прокариотической системе на основе E. coli

2.16. Гомологическое моделирование и структурный анализ

2.17. Филогенетический анализ

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Отбор штаммов с лакказной активностью

3.2. Оптимизация условий погруженного культивирования отобранных грибов с целью повышения лакказной активности

3.2.1. Оптимизация культивирования M. roridum VKM F-3565

3.2.2. Оптимизация культивирования гриба С. geniculata УКМ Б-3561

3.3. Определение субстратной избирательности и рН-оптимума лакказ культуральных жидкостей грибов М. топйит УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561

3.4. Получение гомогенных препаратов нетипичных алкалофильных лакказ грибов М. гоШит УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561

3.4.1. Очистка лакказы гриба М. гоп^т УКМ Б-3565

3.4.2. Очистка лакказоподобных оксидаз гриба С. geniculata УКМ Б-3561

3.5. Физико-химические и спектральные свойства выделенных лакказ грибов М. гоп^т УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561

3.5.1. Нативные и субъединичные массы

3.5.2. Т-, рН-оптимумы и стабильность выделенных лакказ

3.5.3. Спектральные свойства выделенных лакказ

3.6. Кинетические свойства выделенных лакказ

3.7. Исследование трансформации фенилпропаноидов и фенольных соединений лакказными препаратами грибов М. гоп^т УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561

3.8. Полные последовательности генов лакказ гриба М. гоп^т УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561

3.8.1. Изоляция, идентификация и филогенетическое родство гена, кодирующего лакказу гриба М. гоп^т УКМ Б-3565

3.8.2. Изоляция, идентификация и филогенетический анализ генов, кодирующих лакказы гриба С. geniculata УКМ Б-3561

3.9. Филогенетический анализ аминокислотных последовательностей лакказ с известной кристаллической структурой и лакказ, выведенных из нуклеотидных последовательностей изолированных генов

3.10. Промоторные области лакказных генов М. гоп^т УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561

3.10.1. Регуляторные элементы лакказного генаМ. гоп^т УКМ Б-3565

3.10.2. Регуляторные элементы лакказного гена С. geniculata УКМ Б-3561

3.11. Разработка экспрессионной системы для получения рекомбинантной алкалофильной лакказы аскомицетаМ. гоп^т УКМ Б-3565

3.12. Гомологическое моделирование и структурный анализ лакказы гриба M. roridum

VKM F-3565 и лакказы I C. geniculata VKM F-3561

3.13. Распределение заряда на поверхности Коннолли молекул алкалофильных и типичных "кислых" лакказ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Новые голубые оксидазы, активные в нейтрально-щелочной среде: физико-химические, кинетические и структурные свойства»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы. Лакказа (КФ 1.10.3.2, CAZy - AA1_1, и-дифенол: кислород оксидоредуктаза, фенол оксидаза, голубая оксидаза) - это медьсодержащая оксидаза, катализирующая одноэлектронное окисление широкого спектра ароматических (фенолов, анилинов, ариламинов, тиолов, монолигнолов, лигнина и т.д.) и неароматических органических субстратов (аскорбиновой кислоты, лизина), а также некоторых неорганических ионов ([Mo(CN>]4-, [Fe(CN>]4-, [Os(CN)6]4-, [W(CN>]4 и Mn2+) с сопутсвующим четырехэлектронным восстановлением молекулярного кислорода до воды (Mayer and Staples, 2002; Baldrian, 2006; Munoz et al., 1997; Riva, 2006; Santhanam et al., 2011; Chauhan et al., 2017; Guan et al., 2018; Brugnari et al., 2021; Sun et al.,2021; Bai et al., 2023; Gal>zka et al., 2023). Лакказы и лакказоподобные ферменты широко распространены в природе: они обнаружены у растений, бактерий, архей, грибов, лишайников, насекомых, губок, молюсков, нематод и даже у человека (Baldrian, 2006; Riva, 2006; Santhanam et al., 2011; Chauhan et al., 2017; Guan et al., 2018; Janusz et al., 2020; Sun et al., 2021; Gal>zka et al., 2023; Bai et al., 2023). Лакказы участвуют как в анаболических, так и в катаболических процессах.

Свойства лакказ сделали их весьма привлекательным инструментом в современных биотехнологиях разрушения ксенобиотиков, в производстве синтетических моющих средств, делигнификации и обесцвечивания красителей в стоках текстильного производства, в косметике (краска для волос, отбеливающая зубная паста), в пищевой промышленности (удаление кислорода в продуктах питания для увеличения срока хранения), в органическом синтезе и т.д. (Dao, 2022; Aaslyng et al., 1999; Karamyshev et al., 2003; Boutique et al., 2004; Patel et al., 2019; Couto and Herrera, 2006; Demarche et al., 2012; Pezzella et al., 2015; Arregui et al., 2019; Loi et al., 2021; Sahay, 2021; Cardullo et al., 2022; Gal>zka et al., 2023).

В последние годы с появлением новых технологий, осуществляемых в нейтрально-щелочных средах (клеточных платформ биосинтеза фармакологически и промышленно ценных соединений, биосенсоров, биотопливных элементов для имплантируемых устройств, 3D-наноустройств для биомедицинских целей, синтеза C-N гетерополимерных красителей и т. д.), неустанно растет интерес к поиску и исследованию биотехнологически ценных нетипичных грибных лакказ (медьсодержащих/голубых оксидаз), активных в нейтрально-щелочной среде (Ferry and Leech, 2005; Kunamneni et al., 2008; Mikolasch and Schauer, 2009; Kudanga et al., 2011; Szczupak et al., 2012; Casero at al., 2013; Reuillard et al., 2015; Vicente et al., 2016; Mate et al., 2017; Cardullo et al., 2022). Обладая высоким редокс-потенциалом и, как следствие, широкой субстратной специфичностью грибные лакказы

имеют значительные преимущества перед бактериальными лакказами и лакказоподобными ферментами. Однако, большинство типичных грибных лакказ функционально активны в кислой области рН, что значительно затрудняет их использование в технологических процессах, протекающих в нейтрально-щелочном окружении. Таким образом, поиск и исследование грибных лакказ и лакказоподобных ферментов, активных в нейтрально-щелочной среде являются актуальными задачами.

Степень разработанности темы. Из около 300 исследованных на сегодняшний день лакказ известно о существовании чуть более десяти нетипичных грибных лакказ, максимально активных в отношении фенольных субстратов в нейтрально-щелочной среде (pHcm>7.0). Так среди базидиальных грибов известны: лакказа гриба Coprinus cinereus с оптимумом окисления сирингалдазина около рН7.0 (Schneider et al.,1999; Yaver et al., 1999), рекомбинантная лакказа гриба Moniliophthora perniciosa FA553 с рН-оптимум окисления гваякола при рН7.5 (Liu et al., 2015), три лакказы из Rhizoctoniapraticola 93a с рН-оптимумом окисления 2,6-диметоксифенола при рН7.4 (Rogalski et al., 2011), лакказа wt lcc4 из Rhizoctonia solani с рН-оптимумом окисления сирингалдазина при рН7.0 (Wahleithner et al., 1996), лакказа гриба Pleurotus pulmonarius CCB19, максимально активная с гваяколом при рН7.0 (De Souza and Peralta, 2003). Лакказы грибов базидиомицетов Panaeolus papilionaceus CBS 630.95 и Coprinus friesii CBS 629.95 проявляли максимальную активность с 2.6-диметоксифенолом при рН8.0 (Heinzkill et al., 1998). Среди аскомицетов известны рекомбинантная лакказа гриба Scytalidium thermophilum ST26 с рН-оптимумом реакции с сирингалдазином при рН7.0 (Xu et al., 1996), рекомбинантная лакказа из аскомицета Acremonium murorum, проявляющая максимальную активность в отношении сирингалдазина при рН8.5-9.0 (Gouka et al., 2001), а также лакказа из Myrothecium verrucaria 24G-4, наиболее активная при рН9.0 в реакции полимеризации 4-аминоантипирина и фенола (Sulistyaningdyah et al., 2004).

Кроме того, известны лакказы, проявляющие свою максимальную активность в средах с рН, близким к нейтральному. Среди базидиальных лакказ известно о рекомбинантной лакказе Lcc9 Coprinopsis cinerea с максимальной активностью в отношении сирингалдазина при рН6.5 (Xu et al., 2019a), лакказе Flac1 гриба Flammulina velutipes с рН-оптимумом окисления ароматических субстратов в диапазоне рН5.5-6.5 (Saito et al., 2012), лакказе гриба Rigidoporus lignosus с рНопт6.2 реакции окисления 2,6-диметоксифенола (Bonomo et al., 1998). Также имеются сообщения о лакказах аскомицетов с рН-оптимумом активности, близким к нейтральной области рН: рекомбинантная лакказа rMtl гриба Myceliophthora thermophila CBS 117.65 имела рН оптимум окисления сирингалдазина при рН6.0-7.0 (Berka et al., 1997), лаккказа аскомицета

Melanocarpus albomyces VTT D-96490 была максимально активна c гваяколом и сирингалдазином при рН5.0-7.5 и 6.0-7.0, соответственно (Kiiskinen et al., 2002), рекомбинантная лакказа McoG из аскомицета Aspergillus niger проявляла максимальную активность с ^№диметил-и-фенилендиамином (DMPPDA) при рН6.0 (Tamayo-Ramos et al., 2012; Ferraroni et al., 2017), рекомбинантная лакказа аскомицета Sordaria macrospora k-hell наиболее эффективно окисляла ароматические субстраты (сирингалдазин, гваякол и 2,6-диметоксифенол) в диапазоне рН5.0-7.0 (Yang et al., 2020).

На данный момент, физико-химические, кинетические и спектральные свойства вышеупомянутых лакказ изучены слабо. Еще менее исследованными являются структурные свойства этих ферментов. На сегодняшний день кристаллические структуры разрешены только для лакказ грибов Melanocarpus albomyces (PDB: 1GWO, 2Q9O, 3DKH, 3QPK; Kiiskinen et al., 2002), Myceliophthora thermophila (PDB: 6F5K; Berka et al., 1997) и Aspergillus niger (PDB: 5LM8; Ferraroni et al., 2017), проявляющих максимальную активность в нейтральной или близкой к нейтральной среде. Также разрешена кристаллическая структура лакказы гриба Thielavia arenaria, активной (50%) с гваяколом при рН7.0, но имеющая максимальную активность при рН5.5 (PDB: 3PPS; Kallio et al., 2011).

Совсем недавно нашим коллективом была показана способность ряда грибов продуцировать оксидазы, проявляющие наибольшую активность в отношении фенольных субстратов и фенилпропаноидов в нейтрально-щелочной среде (при рН7.0-9.0): Rhizoctonia solani VKM F-895, Myrothecium verrucaria VKM F-3851, Myrothecium roridum VKM F-3565 и Curvularia geniculata VKM F-3561 (Kolomytseva et al., 2017; Podieiablonskaia et al., 2017). Однако алкалофильные лакказы не были выделены и охарактеризованы.

Таким образом, имеющихся данных об алкалофильных лакказах недостаточно, чтобы понять природу их функциональной активности в нейтрально-щелочных средах и, несомненно, требуется проведение комплексных кинетических, спектральных и структурных исследований подобных ферментов.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы являлся поиск лакказ аскомицетов, наиболее активных в нейтрально-щелочных средах, и комплексное исследование их физико-химических, кинетических, спектральных и структурных свойств для определения природы их функциональной активности в нетипичных для лакказ условиях среды.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1) Провести скрининг культур аскомицетов, продуцирующих лакказы, активные с фенилпропаноидами и фенольными соединениями в нейтрально-щелочной среде. Оптимизировать условия культивирования наиболее перспективных грибов с целью повышения продукции алкалофильных лакказ;

2) Осуществить очистку алкалофильных лакказ, продуцируемых отобранными грибами. Исследовать их физико-химические, спектральные и кинетические свойства;

3) Исследовать способность лакказ отобранных грибов трансформировать фенилпропаноиды и фенольные соединения в нейтральной среде;

4) Установить полные нуклеотидные последовательности лакказных генов, экспрессируемых на пиках лакказной активности отобранных аскомицетов, провести филогенетический анализ полученных неуклеотидных и аминокислотных последовательностей генов и кодируемых ими белков, соответственно;

5) Получить гомологические модели пространственной структуры исследуемых лакказ, осуществить структурный анализ ферментов с целью поиска детерминант, участвующих в сохранении функциональной активности лакказ в среде с повышенным значением рН.

Научная новизна и теоретическая значимость работы. Впервые из грибной коллекции (ВКМ ИБФМ РАН) отобраны новые аскомицеты Myгothecium гоп^т УКМ Б-3565 и Cuгvulaгia geniculata УКМ Б-3561, продуцирующие лакказы с наибольшей активностью в нейтрально-щелочной среде, и оптимизированы условия их культивирования с целью увеличения их алкалофильной лакказной активности.

Разработаны схемы очистки, впервые выделены и всесторонне охарактеризованы нетипичные алкалофильные голубые оксидазы обоих аскомицетов. Впервые показано существование лакказоподобных нетипичных высокомолекулярных (около 870-1035 кДа) оксидаз гриба С. geniculata УКМ Б-3561.

Впервые выделены и охарактеризованы новые ди-, три- и тетрамерные продукты окисления фенилпропаноидов и фенольных соединений в нейтральной среде, катализируемого выделенными лакказами грибов M. гоп^т УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561. Впервые показана возможность получения из кофейной кислоты с помощью лакказ потенциально промышленно ценных соединений: дигидроксибензилового спирта и гидрокситирозола.

Впервые установлены полные нуклеотидные последовательности лакказных генов грибов M. гоп^т УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561, кодирующих ферменты, активно продуцирующиеся на пике алкалофильной лакказной активности грибов. Исследованы регуляторные элементы в их промоторных областях. Показано наибольшее

родство лакказного гена гриба M. roridum VKM F-3565 с генами экспериментально неизученных лакказ и медьсодержащих оксидаз грибов родов Colletotrichum, Fusarium и Verticillium, а также родство лакказного гена гриба C. geniculata VKM F-3561 с аналогичными неисследованными генами грибов родов Alternaria, Bipolaris и Cochliobolus. Обнаружено филогенетическое родство аминокислотных последовательностей продуктов идентифицированных генов с лакказами и лакказоподобными ферментами аскомицетов с известной структурой.

Впервые получены гомологические модели пространственной структуры лакказ грибов M. roridum VKM F-3565 и C. geniculata VKM F-3561. Сравнительный анализ структур полученных моделей с структурами типичных "кислых" и алкалофильных грибных лакказ с подтвержденными свойствами позволил впервые обнаружить новый внутримолекулярный канал, предположительно отвечающий за аккумуляцию и транспорт протонов к Т2/Т3-медному центру лакказ, что обеспечивает его функциональную активность в нейтрально-щелочной среде.

Научно-практическое значение. Разработаны способы получения нетипичных лакказ грибов M. roridum VKM F-3565 и C. geniculata VKM F-3561, активных с фенилпропаноидами и фенольными соединениями в нейтрально-щелочной среде (Myasoedova et al., 2017; Renfeld et al., 2023; Патенты РФ № 2664483, № 2773712).

Полные нуклеотидные последовательности лакказных генов грибов M. roridum VKM F-3565 и С. geniculata VKM F-3561 могут быть использованы для получения рекомбинантных форм ферментов для биотехнологических целей.

Способность лакказ грибов M. roridum VKM F-3565 и С. geniculata VKM F-3561 катализировать реакцию полимеризации и трансформации фенольных соединений и фенилпропаноидов в нейтрально-щелочной среде может быть использована для биосинтеза фармакологически и промышленно ценных соединений посредством клеточных платформ.

Результаты исследований ранее не зарегистрированных у грибов высокоолигомерных ферментов с лакказными свойствами вносят фундаментальный вклад в основы биохимии оксидоредуктаз, а выявленная в ходе комплексных исследований ранее неизвестная структура (протонный канал) в молекулах алкалофильных грибных лакказ углубляет наши знания о механизмах катализа оксидаз и открывает перспективы для новых направлений фундаментальных и прикладных исследований и разработок, в частности подходов для целенаправленного изменения свойств промышленно ценных ферментов.

Личный вклад автора. Автор работы участвовал во всех этапах исследования, включающих все микробиологические эксперименты, разработку схем очистки алкалофильных лакказ, биохимическую и спектральную характеристику полученных ферментов, выделение и очистку продуктов трансформации фенилпропаноидов и фенольных соединений, а также молекулярно-биологические исследования и сравнительный структурный анализ. Автор проводил поиск и анализ литературных источников, обработку полученных результатов. Автором осуществлена подготовка публикаций и представление полученных результатов на конференциях.

Положения, выносимые на защиту:

1) В результате скрининга отобраны новые перспективные культуры аскомицетов M. гoгidum УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561 с алкалофильной лакказной активностью, определены оптимальные условия их погруженного культивирования с целью повышения продукции алкалофильных лакказ;

2) Впервые очищены мономерная алкалофильная лакказа гриба M. гoгidum УКМ Б-3565 с молекулярной массой около 80.0 кДа и две уникальные олигомерные лакказы гриба С. geniculata УКМ Б-3561 с молекулярными массами около 870 и 1035 кДа. Определены физико-химические, кинетические и спектральные свойства выделенных лакказ, подтвердившие их наибольшую активность с фенилпропаноидами и фенольными соединениями в нейтрально-щелочной среде и при повышенных температурах (65-70оС);

3) Алкалофильные лакказы исследуемых грибов способны полимеризовать фенилпропаноиды и фенольные соединения в нейтральной среде с образованием ранее не исследованных ди-, три- и тетрамерных продуктов. Продемонстрирована возможность получения из кофейной кислоты с помощью лакказ потенциально промышленно ценных соединений: дигидроксибензилового спирта и гидрокситирозола;

4) Установлены полные нуклеотидные последовательности лакказных генов грибов M. гoгidum УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561, кодирующих ферменты, активно продуцирующиеся на пике алкалофильной лакказной активности, выведены их соответствующие аминокислотные последовательности. Обнаружен ряд регуляторных элементов в промоторных областях исследованных генов.

5) С помощью гомологического моделирования впервые предсказаны пространственные структуры лакказ грибов M. гoгidum УКМ Б-3565 и С. geniculata УКМ Б-3561. Обнаружен новый внутримолекулярный канал, предположительно отвечающий за аккумуляцию и транспорт протонов снаружи молекулы алкалофильной лакказы к ее Т2/Т3-медному центру, что обеспечивает функциональную активность фермента в нейтрально-щелочной среде.

Степень достоверности и апробация работы. Работа выполнена в лаборатории энзиматической деградации органических соединений Института биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г.К. Скрябина Российской академии наук - обособленного подразделения Федерального государственного бюджетного учреждения науки «Федеральный исследовательский центр «Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук».

Достоверность результатов исследований подтверждена большим объемом экспериментальных данных, полученных с использованием современных методов исследований (микробиологических, биохимических, спектрофотометрических, молекулярно-биологических методов, методов молекулярного моделирования и структурного анализа), а также проведением их статической обработки.

Работы были выполнены в рамках международного проекта "Биоэкономичный синтез лигнанов", поддержанного Министерством образования и науки РФ (Соглашение № 14.616.21.0001, RFMEFI61614X0001), в рамках программы DAAD "Research Grants -Short-Term Grants, 2018" (стипендия № 57378443) с осуществлением стажировки в период с 15.08.2018 по 14.11.2018 г. в Научно-Исследовательском центре Юлих Германии (Институт Био- и Геонаук (ИБГ-1)), при поддержке фонда РФФИ в рамках проекта РФФИ-Аспиранты № 20-34-90059 «Промышленно-ценные алкалофильные оксидазы аскомицетов Myrothecium roridum F-3565 и Curvularia geniculata F-3561» (2020-2022 гг.), а также при поддержке Фонда содействия развитию малых форм предприятий в научно-технической сфере в рамках индивидуального проекта "УМНИК-2021" (№ 17366ГУ/2022 (номер 0074517), 2021-2023 гг.) по теме "Разработка способов получения фармацевтически ценных полимеров фенилпропаноидов на основе алкалофильных оксидаз аскомицетов".

Результаты работ представлены на XIII Международной конференции ученых-биологов «Симбиоз-Россия 2022» (Пермь, 2022 г.), на 25-й Пущинской школе-конференции молодых ученых с международным участием «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2022 г.), на Всероссийской конференции с международным участием и элементами научной школы для молодежи "Экотоксикология" (Тула, 2019, 2020, 2021 и 2022 гг.) (получено 3 диплома I степени и 1 диплом II степени), на VI-VIII Пущинской конференции «Биохимия, физиология и биосферная роль микроорганизмов» (Пущино, 2017, 2019, 2021 и 2022 гг.), на VIII научной конференции молодых ученых: биотехнологов, молекулярных биологов, вирусологов, биофизиков и биоинформатиков (наукоград Кольцово Новосибирской области, 2021 г.), в XXXIII Зимней международной молодежной научной школе "Перспективные направления физико-химической биологии и

биотехнологии" (Москва, 2021 г.), а также на XI Молодежной школе-конференции с международным участием «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2016 г.).

Кроме того, полученные результаты были представлены на 3-х международных выставках: XXIII Международной выставке химической промышленности и науки «Химия - 2020» (Москва, ЦВК «Экспоцентр»), XXII Международной выставке химической промышленности и науки "Химия - 2019" (Москва) и XVII Международной специализированной выставке "БиоТехПром и Аналитика - 2019" (Москва).

Автор диссертации награжден стипендией Правительства РФ для аспирантов в 2019 году, научной премией имени Г.К. Скрябина (по направлению "Биохимия") в 2019 году, а также почетной грамотой за III место в номинации "Научно-исследовательские работы студентов и магистрантов" в городском конкурсе работ молодых ученых (Пущино, 2018 г.).

Полученные результаты, заключение и выводы, сформулированные в диссертации, отвечают целям и задачам работы.

Публикации. По теме диссертационной работы опубликована 31 работа: 7 статей в журналах, индексируемых в библиографических базах Web of Science, Scopus и РИНЦ (из них 5 статей в журналах из перечня ВАК), 1 статья в репозитарии Authorea, 2 патента, 14 тезисов на конференциях, а также 7 нуклеотидных и аминокислотных последовательностей, депонированных в базу данных GenBank (NCBI).

Структура и объём диссертации. Диссертационная работа содержит следующие разделы: оглавление, обзор литературы, материалы и методы исследования, результаты и их обсуждение, заключение, выводы, список сокращений, список используемой литературы, список работ, опубликованных по теме диссертации. Работа изложена на 219 страницах, содержит 14 таблиц и 66 рисунков. Список литературы включает 456 публикаций, из них 451 зарубежный источник.

Благодарности. Автор выражает огромную благодарность своему научному руководителю к.б.н., в.н.с. Коломыцевой М. П. за наставничество и помощь на протяжении всего процесса выполнения и написания диссертации, за переданные знания и навыки практической работы, а также ЗДН РФ, проф., д.б.н. Головлевой Л. А. за курирование и важные советы на начальных этапах работы.

Автор благодарит всех сотрудников лаборатории энзиматической деградации органических соединений ИБФМ РАН ФИЦ ПНЦБИ РАН за оказанную помощь в проведении экспериментов, за моральную поддержку и плодотворную рабочую

атмосферу: н.с. Черных А. М., к.б.н. с.н.с. Мясоедову Н. М., ст. лаб. Воробьеву Н. Н., м.н.с. Гайдину А. С., м.н.с. Егорову А. Д., м.н.с. Горину С. Ю. и к.б.н. н.с. Моисееву О. В.

Отдельную благодарность автор выражает н.с. Черных А. М за неоценимую помощь в обработке и анализе молекулярно-биологических данных, за проведение гомологического моделирования и расчёта электростатического потенциала на поверхности белковых молекул.

Автор благодарит н.с. Баскунова Б. П. за проведение масс-спектрометрического анализа полученных продуктов трансформации и их идентификацию.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Распространение лакказ в природе, их функции и локализация

Лакказы широко распространены в природе, что может объясняться разнообразием выполняемых ими физиологических функций. Они были обнаружены у растений, бактерий, архей, грибов, лишайников, насекомых, губок, моллюсков, нематод и даже у человека (Baldrian, 2006; Riva, 2006; Santhanam et al., 2011; Martins et al., 2015; Chauhan et al., 2017; Guan et al., 2018; Janusz et al., 2020; Sun et al., 2021; Gal^zka et al., 2023; Bai et al., 2023). Лакказы участвуют как в анаболических, так и в катаболических процессах.

Первая лакказа была обнаружена в 1883 году в соке китайского лакового дерева Toxicodendron vernicifluum (раньше Rhus vernicifera) (Yoshida, 1883) и стала наиболее изученной растительной лакказой (Bai et al., 2023). Позже лакказы были найдены и у других растений: Arabidopsis thaliana (McCaig et al., 2005), Zea mays (Andersen et al., 2009), Populus trichocarpa (Lu et al. , 2013), Populus euramericana и Lolium perenne (Morozova et al., 2007b), Gossypium (Balasubramanian et al., 2016) , Oryza sativa (Liu et al., 2020), Prunus avium (Berni et al., 2019), Pyrus bretschneideri (Cheng et al., 2019), Citrus sinensis (Xu et al., 2019b), Glycine max (Liu et al., 2020), Litchi chinensis (Wei et al., 2021). Также лакказа была обнаружена в плодах манго, персика и банана (Joel et al., 1978), в ксилеме табака и кипариса (Bao et al., 1993). У высших растений лакказы входят в состав внутриклеточных ферментных комплексов, участвующих непосредственно в синтезе клеточной стенки растений (в частности, лигнина) и биологически активных лигнанов (Giardina et al., 2010; Piscitelli et al., 2010; Berthet et al., 2012). Лакказы растений также участвуют в образовании каменистых клеток (склереидов) у плодов некоторых фруктовых деревьев (Cheng et al., 2019), в формировании поясков Каспари — опробковевших и одревесневшие участков клеточных стенок растений (Zhuang et al., 2020) , в пигментации (Mayer and Staples et al., 2002), в биосинтезе флавоноидов и жасмоновой кислоты (растительного гормона) (Xu et al., 2022). Также показано участие лакказ в заживлении поврежденных участков растений и метаболизме железа (Mayer and Staples et al., 2002; Hoopes and Dean, 2004; Piscitelli et al., 2010). Кроме того, лакказы обнаружены у зеленых водорослей, присутствующих, как в водной, так и в наземной среде (Otto and Schlosser, 2014; Gal^zka et al., 2023). Основная роль этих ферментов заключается в детоксикации фенольных соединений и участии в синтезе клеточных стенок и соединений, поглощающих УФ-излучение, а также в усвоении питательных веществ водорослями.

Работа Ohnishi была первым докладом о лакказоподобной деятельности в кутикуле куколки дрозофилы Drosophila virilis (Ohnishi, 1954). С тех пор лакказы были обнаружены у насекомых многих отрядов: Coleoptera, Diploptera, Diptera, Dictyoptera, Hymenoptera,

Hemiptera, Isoptera, Lepidoptera, Odonata, Orthoptera (Futahashi et al., 2011; Nishide et al., 2020; Gal^zka et al., 2023). Лакказы найдены в слюнных железах, средней кишке, мальпигиевых канальцах и эпидермисе насекомых (Gal^zka et al., 2023). Показано, что эти ферменты участвуют в формировании кутикулы (отверждении эпидермиса) и пигментации (синтезе меланина) насекомых (Futahashi et al., 2011; Asano et al., 2019; Gal^zka et al., 2023). При ее участии происходило заживление ран, осуществлялись морфогенез и развитие иммунной системы насекомого (Gal^zka et al., 2023) . Кроме того, показано, что в клетках кишечника насекомых лакказа выполняет защитную функцию, предохраняя клетки от токсичных производных лигнина, попадающих в организм хозяина в результате потребления им растительных продуктов (Hattori et al., 2005; Gal^zka et al., 2023).

Среди животных кроме насекомых лакказы были обнаружены и у других организмов. Так, показано, что лакказа морской губки Suberites domuncula являлась компонентом антибактериальной защиты (Li et al., 2015), а у молюска Meretrix petechialis лакказа участвовала в формировании раковины (Yue et al., 2019). Лакказоподобные ферменты найдены и у нематод Caenorhabditis remanei, Ancylostoma ceylanicum и Haemonchus contortus (Janusz et al., 2020). Недавно было показано, что генетическая изменчивость в гене LACC1 человека, кодирующем мультимедную оксидазу, влияет на риск болезни Крона, проказы, язвенного колита и ювенильного идиопатического артрита (Assadi et al., 2016). Функция LACC1, по-видимому, способствует окислению жирных кислот с сопутствующей активацией воспаления, продукцией активных форм кислорода и антибактериальными ответами в макрофагах. У многих других видов млекопитающих идентифицирована подобная нуклеотидная последовательность (Janusz et al., 2020).

В 1993 году вперые была обнаружена лакказа у прокариотического организма Azospirillum lipoferum (Givaudan et al., 1993). Затем постепенно были исследованы лакказы множества других бактерий как грамположительных (Aquisalibacillus, Bacillus, Brevibacterium, Geobacillus, Geobacterial, Lactobacillus, Lysinibacillus, Mycobacterium, Rhodococcus, Staphylococcus, Streptomyces, и др.), так и грамотрицательных (Alteromonas, Bordetella, Caulobacter, Delfia, Enterobacter, Klebsiella, Marinomonas, Proteobacterium, Pseudomonas, Sinorhizobium, Thermus, Yersinia и др.) (Guan et al., 2018; Arregui et al., 2019; Brugnari et al., 2021; Olmeda et al., 2021; Agarwal et al., 2022; Gal^zka et al., 2023). Кроме того, лакказоподобный фермент был найден у архей (Haloferax volcanii) (Arregui et al., 2019). В настоящий момент наиболее охарактеризованым бактериальным ферментом является лакказоподобный белок оболочки спор (CotA) бактерий рода Bacillus: B. subtilis, B. pumilus, B. licheniformis, B. halodurans, Bacillus sp. HR03, B. vallismortis, B. tequilensis, B.

amyloliquefaciens, Bacillus sp. ADR, B. sphaericus, B. clausii, B. altitudinis, B. safensis, B. cereus и др.. Также хорошо изученными являются лакказы бактерий рода Streptomyces: S. coelicolor, S. cyaneus, S. griseus, S. lavendulae, S. psammoticus, S. ipomoea, S. sviceus, S. bikiniensis, S. violaceusniger, S. lividans и S. viridosporus. В бактериях лакказы чаще всего экспрессируются внутриклеточно, значительно реже - внеклеточно с низким уровнем выхода лакказной активности (Dube et al., 2008; Goodwin, 2010; Sondhi et al., 2014; Janusz et al., 2020; Agarwal et al., 2022; Gal^zka et al., 2023). Внутриклеточные и внеклеточные лакказы отвечают за нейтрализацию токсичных соединений (внутриклеточных продуктов, высвобождаемых в ходе биохимических реакций, или поллютантов). В естественных условиях бактериальные лакказы также участвуют в пигментации, морфогенезе, окислении токсинов и защите от ультрафиолетового излучения, в резистентности к меди, а также в сшивке белков оболочки бактериальных спор (Guan et al., 2018; Agarwal et al., 2022; Gal^zka et al., 2023).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Ренфельд Жанна Владимировна, 2023 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Келети Т. Основы ферментативной кинетики // Издательство Мир 1990. -

с. 28.

2. Мясоедова Н.М. и др. Cелективная регуляция продукции изоформ лакказы грибом Lentinus strigosus 1566. // Прикл. биохимия и микробиология. - 2015. - Т. 51, № 2. - с. 221.

3. Мясоедова Н.М. и др. Новые эффективные продуценты грибных лакказ // Прикл. биохимия и микробиология. - 2008. - Т. 44, № 1. - с. 84-89.

4. Подъяблонская Е.В. и др. Myrothecium verrucaria F-3851 - продуцент лакказ, трансформирующих фенольные соединения в нейтрально-щелочной области рН // Микробиология. - 2017. - Т. 86, № 3. - с. 344-351.

5. Черных А.М., Леонтьевский А.А., Головлёва Л.А. Новые приемы повышения выхода лакказы гриба Lentinus tigrinus // Прикл. биохимия и микробиология. - 2005. - Т. 41, № 5. - с. 578-581.

6. Aaslyng D., Tsuchiya R., Gaffar A.G. et al. Tooth bleaching / Patent № WO-9706775-A1 US. - 1999.

7. Abdel-Mohsen H.T. et al. Synthesis of disulfides by laccase-catalyzed oxidative coupling of heterocyclic thiols // Green Chem. - 2013. - Vol. 15, № 6. - P. 1490-1495.

8. Abyanova A.R. et al. A heterologous production of the Trametes hirsuta laccase in the fungus Penicillium canescens // Appl. Biochem. Microbiol. - 2010. - Vol. 46, № 3. - P. 313-317.

9. Adelakun O.E. et al. Enzymatic modification of 2,6-dimethoxyphenol for the synthesis of dimers with high antioxidant capacity // Process Biochem. - 2012a. - Vol. 47, № 12. - P. 1926-1932.

10. Adelakun O.E. et al. Laccase-catalyzed dimerization of ferulic acid amplifies antioxidant activity // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2012b. - Vol. 74, № 1-2. - P. 29-35.

11. Ademakinwa A.N., Agboola F.K. Biochemical characterization and kinetic studies on a purified yellow laccase from newly isolated Aureobasidium pullulans NAC8 obtained from soil containing decayed plant matter // J. Genet. Eng. Biotechnol. Academy of Scientific Research and Technology, - 2016. - Vol. 14, № 1. - P. 143-151.

12. Agarwal N. et al. Bacterial laccases as biocatalysts for the remediation of environmental toxic pollutants: A green and eco-friendly approach—A review // Water. -2022. - Vol. 14. - P. 1 -12.

13. Agrawal K. et al. Process optimization, purification and characterization of alkaline stable white laccase from Myrothecium verrucaria ITCC-8447 and its application in delignification of agroresidues // Int. J. Biol. Macromol. - 2019. - Vol. 125. - P. 1042-1055.

14. Agrawal K., Chaturvedi V., Verma P. Fungal laccase discovered but yet undiscovered // Bioresour. Bioprocess. - 2018. - Vol. 5, № 4.- P. 1-12.

15. Alcalde M. Laccase: biological functions, molecular structure and industrial applications. Industrial enzymes: structure, functions and applications // Dordrecht, The Netherlands: Springer - 2007. - P. 461-476.

16. Almagro Armenteros J.J. et al. SignalP 5.0 improves signal peptide predictions using deep neural networks // Nat. Biotechnol. - 2019. - Vol. 37, № 4. - P. 420-423.

17. Altschul S.F. et al. Basic local alignment search tool // J. Mol. Biol. - 1990. -Vol. 215, № 3. - P. 403-410.

18. Alvarez J.M. et al. Expression of genes encoding laccase and manganese-dependent peroxidase in the fungus Ceriporiopsis subvermispora is mediated by an ACE1-like copper-fist transcription factor // Fungal Genet. Biol. - 2009. - Vol. 46, № 1. - P. 104-111.

19. Andberg M. et al. Essential role of the C-terminus in Melanocarpus albomyces laccase for enzyme production, catalytic properties and structure // FEBS J. - 2009. - Vol. 276, № 21. - P. 6285-6300.

20. Andersen J.R. et al. Development and mapping of gene-tagged SNP markers in laccases of maize (Zea mays L.) // Plant Breed. - 2009. - Vol. 128, № 4. - P. 423-425.

21. Antal Z. et al. Single oligonucleotide nested PCR: A rapid method for the isolation of genes and their flanking regions from expressed sequence tags // Curr. Genet. -2004. - Vol. 46, № 4. - P. 240-246.

22. Arregui L. et al. Laccases: structure, function, and potential application in water bioremediation // Microb. Cell Fact. BioMed Central. - 2019. - Vol. 18, № 1. - P. 1-33.

23. Asano T. et al. Mini-review an insect-specific system for terrestrialization: Laccase-mediated cuticle formation // Insect Biochem. Mol. Biol. - 2019. - Vol. 108. - P. 6170.

24. Assadi G. et al. Functional analyses of the Crohn's disease risk gene LACC1 // PLoS One. - 2016. - Vol. 11, № 12. - P. 1-18.

25. Aza P. et al. Protein engineering approaches to enhance fungal laccase production in S. cerevisiae // Int. J. Mol. Sci. - 2021. - Vol. 22, № 3. - P. 1-19.

26. Babu P.R., Pinnamaneni R., Koona S. Occurrences, physical and biochemical properties of laccase // Univ. J. Environ. Res. Technol. - 2012. - Vol. 2. - P. 1-13.

27. Bai Y. et al. Characterization of plant laccase genes and their functions // Gene. -2023. - Vol. 852. - P. 1-11.

28. Bailey M.R. et al. Improved recovery of active recombinant laccase from maize seed // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2004. - Vol. 63, № 4. - P. 390-397.

29. Baker C.J.O., White T.C. Expression of laccase I and IV genes from Trametes versicolor in Trichoderma reesei // ACS Symp. Ser. - 2001. - Vol. 785. - P. 413-425.

30. Balasubramanian V.K. et al. Genome-wide identification of multifunctional laccase gene family in cotton (Gossypium spp.); Expression and biochemical analysis during fiber development // Sci. Rep. - 2016. - Vol. 6, № 3032. - P. 1-16.

31. Baldrian P. Fungal laccases-occurrence and properties // FEMS Microbiol. Rev. -2006. - Vol. 30, № 2. - P. 215-242.

32. Baldrian P. Purification and characterization of laccase from the white-rot fungus Daedalea quercina and decolorization of synthetic dyes by the enzyme // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2004. - Vol. 63, № 5. - P. 560-563.

33. Banerjee U.C., Vohra R.M. Production of laccase by Curvularia sp. // Folia Microbiol. (Praha). - 1991. - Vol. 36, № 4. - P. 343-346.

34. Baneyx F. Recombinant protein expression in Escherichia coli // Current Opinion in Biotechnology. - 1999. - Vol. 10, № 5. - P. 411-421.

35. Bao W. et al. A laccase associated with lignification in loblolly pine xylem // Science. - 1993. - Vol. 260, № 5108. - P. 672-674.

36. Beckett R.P. et al. Role of laccases and peroxidases in saprotrophic activities in the lichen Usnea undulata // Fungal Ecol. - 2015. - Vol. 14. - P. 71-78.

37. Bello A. et al. Evaluation of the dye decolourization potential of laccase producing Curvularia lunata SS17 // Dutse J. Pure Appl. Sci. - 2021. - Vol. 7, № 2. - P. 2732.

38. Bello A. et al.. Optimization of laccase production by Curvularia lunata using maize cob as substrate // Bussiness Law binus. - 2020. - Vol. 4, № 4. - P. 460-468.

39. Benghazi L. et al. Production of the Phanerochaete flavido-alba laccase in Aspergillus niger for synthetic dyes decolorization and biotransformation // World J. Microbiol. Biotechnol. - 2014. - Vol. 30, № 1. - P. 201-211.

40. Berka R.M. et al. Characterization of the gene encoding an extracellular laccase of Myceliophthora thermophila and analysis of the recombinant enzyme expressed in Aspergillus oryzae // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - Vol. 63, № 8. - P. 3151-3157.

41. Berni R. et al. Identification of the laccase-like multicopper oxidase gene family of sweet cherry (Prunus avium L.) and expression analysis in six ancient Tuscan varieties // Sci. Rep. - 2019. - Vol. 9, № 1. - P. 1-14.

42. Berthet S. et al. Role of plant laccases in lignin polymerization // Advances in Botanical Research. 1st ed. - 2012. - Vol. 61. - P. 145-172.

43. Bertrand B., Martínez-Morales F., Trejo-Hernández M.R. Fungal laccases: induction and production // Rev. Mex. Ing. Química. - 2013. - Vol. 12, № 3. - P. 473-488.

44. Bertrand B., Martínez-Morales F., Trejo-Hernández M.R. Upgrading laccase production and biochemical properties: strategies and challenges // Biotechnol. Prog. - 2017. -Vol. 33, № 4. - P. 1015-1034.

45. Billette C., Gibard T., Foulongne-oriol M. Origin of laccase gene structural diversity in edible mushrooms // Proc. 7th Int. Conf. Mushroom Biol. Mushroom Prod. - 2011.

- P.212-223.

46. Binz T., Canevascini G. Purification and partial characterization of the extracellular laccase from Ophiostoma novo-ulmi // Curr. Microbiol. - 1997. - Vol. 35, № 5. -P. 278-281.

47. Bleve G. et al. Molecular cloning and heterologous expression of a laccase gene from Pleurotus eryngii in free and immobilized Saccharomyces cerevisiae cells // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2008. - Vol. 79, № 5. - P. 731-741.

48. Bohlin C. et al. Heterologous expression of Trametes versicolor laccase in Pichia pastoris and Aspergillus niger // Appl. Biochem. Biotechnol. - 2006. - P. 195-214.

49. Bonomo R.P. et al. A comparative study of two isoforms of laccase secreted by the "white-rot" fungus Rigidoporus lignosus, exhibiting significant structural and functional differences // J. Inorg. Biochem. - 1998. - Vol. 71, № 3-4. - P. 205-211.

50. Boratyn G.M. et al. Domain enhanced lookup time accelerated BLAST // Biol. Direct. - 2012. - Vol. 7. - P. 1-14.

51. Borghi-Pangoni F.B. et al. Preparation and characterization of bioadhesive system containing hypericin for local photodynamic therapy // Photodiagnosis Photodyn. Ther. - 2017.

- Vol. 19. - P. 284-297.

52. Boutique J.P., Burckett-Saint J.C., Coosemans T.R. et al. Pouched cleaning compositions Patent № 6,815,410. US Washington. - 2004.

53. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. - 1976. -Vol. 72. - P. 248-254.

54. Branchi B., Galli C., Gentili P. Kinetics of oxidation of benzyl alcohols by the dication and radical cation of ABTS. Comparison with laccase-ABTS oxidations: An apparent paradox // Org. Biomol. Chem. - 2005. - Vol. 3, № 14. - P. 2604-2614.

55. Bronikowski A. et al. Expression of a new laccase from Moniliophthora roreri at high levels in Pichia pastoris and its potential application in micropollutant degradation // AMB Express. - 2017. - Vol. 7, № 1. - P.1-13.

56. Brugnari T. et al. Laccases as green and versatile biocatalysts: from lab to enzyme market—an overview // Bioresour. Bioprocess. - 2021. - Vol. 8, № 1. - P. 1-29.

57. Bulter T. et al. Functional expression of a fungal laccase in Saccharomyces cerevisiae by directed evolution // Appl. Environ. Microbiol. - 2003. - Vol. 69, № 2. - P. 987995.

58. Butterfield C.N., Tebo B.M. Substrate specificity and copper loading of the manganese-oxidizing multicopper oxidase Mnx from Bacillus sp. PL-12 // Metallomics. Royal Society of Chemistry, - 2017. - Vol. 9, № 2. - P. 183-191.

59. Call H.P., Mücke I. History, overview and applications of mediated lignolytic systems, especially laccase-mediator-systems (Lignozym-process) // J. Biotechnol. - 1997. -Vol. 53, № 2-3. - P. 163-202.

60. Camarero S. et al. Engineering platforms for directed evolution of laccase from Pycnoporus cinnabarinus // Appl. Environ. Microbiol. - 2012. - Vol. 78, № 5. - P. 13701384.

61. Cambria M.T. et al. Production, purification, and properties of an extracellular laccase from Rigidoporus lignosus // Protein Expr. Purif. - 2000. - Vol. 18, № 2. - P. 141-147.

62. Cañero C. D., Roncero M.I.G. Functional analyses of laccase genes from Fusarium oxysporum // Phytopathology. - 2008. - Vol. 98, № 5. - P. 509-518.

63. Canessa P. et al. The copper-dependent ACE1 transcription factor activates the transcription of the mco1 gene from the basidiomycete Phanerochaete chrysosporium // Microbiology. - 2008. - Vol. 154, № 2. - P. 491-499.

64. Cannatelli M.D., Ragauskas A.J. Laccase-catalyzed synthesis of 2,3-ethylenedithio- 1,4-quinones // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2015. - Vol. 119. - P. 85-89.

65. Cardullo N., Muccilli V., Tringali C. Laccase-mediated synthesis of bioactive natural products and their analogues // RSC Chem. Biol. Royal Society of Chemistry. - 2022. -Vol. 3, № 6. - P. 617-647.

66. Casas-Finet J.R. et al. Characterization of the copper-and silver-thiolate clusters in N-terminal fragments of the yeast ACE1 transcription factor capable of binding to its specific DNA recognition sequence // Biochemistry. - 1992. - Vol. 31, № 28. - P. 6617-6626.

67. Casero E. et al. Laccase biosensors based on different enzyme immobilization strategies for phenolic compounds determination // Talanta. - 2013. - Vol. 115. - P. 401-408.

68. Cazares-Garcia S.V., Vazquez-Garciduenas M.S., Vazquez-Marrufo G. Structural and phylogenetic analysis of laccases from Trichoderma: A bioinformatic approach // PLoS One. - 2013. - Vol. 8, № 1.- P. 1-13.

69. Chakraborty T. et al. Multicopper oxidases in Saccharomyces cerevisiae and human pathogenic fungi // J. Fungi. - 2020. - Vol. 6, № 2. - P. 1-11.

70. Chakroun H. et al. Purification and characterization of a novel laccase from the ascomycete Trichoderma atroviride: Application on bioremediation of phenolic compounds // Process Biochem. - 2010. - Vol. 45, № 4. - P. 507-513.

71. Chauhan P.S. et al. Enhanced thermostability and anticancer activity in breast cancer cells of laccase Immobilized on Pluronic-stabilized nanoparticles // ACS Applied Materials and Interfaces. - 2019. - Vol. 11, № 43. - P. 1-42.

72. Chauhan P.S., Goradia B., Saxena A. Bacterial laccase: recent update on production, properties and industrial applications // 3 Biotech. - 2017. - Vol. 7, № 5. - P. 120.

73. Chefetz B., Chen Y., Hadar Y. Purification and characterization of laccase from Chaetomium thermophilium and its role in humification // Appl. Environ. Microbiol. - 1998. -Vol. 64, № 9. - P. 3175-3179.

74. Chen S., Ge W., Buswell J.A. Molecular cloning of a new laccase from the edible straw mushroom Volvariella volvacea: Possible involvement in fruit body development // FEMS Microbiol. Lett. - 2004. - Vol. 230, № 2. - P. 171-176.

75. Cheng X. et al. Comprehensive genome-wide analysis of the pear (Pyrus bretschneideri) laccase gene (PbLAC) family and functional identification of PbLAC1 involved in lignin biosynthesis // PLoS One. - 2019. - Vol. 14, № 2. - P. 1-24.

76. Chernykh A. et al. Laccase isoforms with unusual properties from the basidiomycete Steccherinum ochraceum strain 1833 // J. Appl. Microbiol. - 2008. - Vol. 105, № 6. - P. 2065-2075.

77. Cho E.A. et al. Decolorization of indigo carmine by laccase displayed on Bacillus subtilis spores // Enzyme Microb. Technol. - 2011. - Vol. 49, № 1. - P. 100-104.

78. Choy H.A., Jones G.H. Phenoxazinone synthase from Streptomyces antibioticus: Purification of the large and small enzyme forms // Arch. Biochem. Biophys. - 1981. - Vol. 211, № 1. - P. 55-65.

79. Colao M.C. et al. Heterologous expression of lcc1 gene from Trametes trogii in Pichiapastoris and characterization of the recombinant enzyme // Microb. Cell Fact. - 2006. -Vol. 5. - P. 1-11.

80. Collins P.J., Dobson A.D.W. Regulation of laccase gene transcription in Trametes versicolor // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - Vol. 63, № 9. - P. 3444-3450.

81. Collins P.J., Dobson A.D.W., Field J.A. Reduction of the 2,2'-azinobis(3-ethylbenzthiazoline-6-sulfonate) cation radical by physiological organic acids in the absence and presence of Manganese // Appl. Environ. Microbiol. - 1998. - Vol. 64, № 6. - P. - 20262031.

82. Coniglio A. et al. Oxidation of amides by laccase-generated aminoxyl radicals // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2008. - Vol. 50, № 1. - P. 40-49.

83. Constantin M.A., Conrad J., Beifuss U. An unprecedented oxidative trimerization of sesamol catalyzed by laccases // Tetrahedron Lett. - 2012. - Vol. 53, № 26. - P. 3254-3258.

84. Copete L.S. et al. Identification and characterization of laccase-type multicopper oxidases involved in dye-decolorization by the fungus Leptosphaerulina sp. // BMC Biotechnol. BMC Biotechnology. - 2015. - Vol. 15, № 1. - P. 1-13.

85. Courty P.E. et al. Expression analysis of multi-copper oxidases in the ectomycorrhizal basidiomycete Laccaria bicolor // New Phytol. - 2009. - P. 736-750.

86. Couto S.R., Herrera T.J.L. Industrial and biotechnological applications of laccases: A review // Biotechnol. Adv. - 2006. - Vol. 24, № 5. - P. 500-513.

87. Curran L.M.C.L.K. et al. Review of advances in the development of laccases for the valorization of lignin to enable the production of lignocellulosic biofuels and bioproducts // Biotechnol. Adv. - 2022. - Vol. 54. - P. 1-12.

88. D'Annibale A. et al. Substrate specificity of laccase from Lentinus edodes // Acta Biotechnol. - 1996. - Vol. 16, № 4. - P. 257-270.

89. Dahiya J.S., Singh D., Nigam P. Characterisation of laccase produced by Coniothyrium minitans // J. Basic Microbiol. - 1998. - Vol. 38, № 5-6. - P. 349-359.

90. Dameron C.T. et al. Distinct metal binding configurations in ACE1 // Biochemistry. - 1993. - Vol. 32, № 28. - P. 7294-7301.

91. Dao A.T.N. Biodegradation of 2, 3, 7, 8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin by a ligninolytic fungus and its laccases. PhD-Thesis - 2022.

92. Das N., Chakraborty T.K., Mukherjee M. Purification and characterization of laccase-1 from Pleurotus florida // Folia Microbiol.- 2000. - Vol. 45, № 5. - P. 447-451.

93. De Souza M.C.G., Zilly, A., Peralta, R. M. Production of laccase as the sole phenoloxidase by a Brazilian strain of Pleurotus pulmonarius in solid state fermentation // J. Basic Microbiol.- 2002. - Vol. 42, № 2. - P. 83-90.

94. De Souza M.C.G., Peralta R.M. Purification and characterization of the main laccase produced by the white-rot fungus Pleurotus pulmonarius on wheat bran solid state medium // J. Basic Microbiol. - 2003. - Vol. 43, № 4. - P. 278-286.

95. De Wilde C. et al. Transgenic rice as a novel production system for Melanocarpus and Pycnoporus laccases // Transgenic Res. - 2008. - Vol. 17, № 4. - P. 515-527.

96. Demarche P. et al. Harnessing the power of enzymes for environmental stewardship // Biotechnol. Adv. - 2012. - Vol. 30, № 5. - P. 933-953.

97. Diezel W., Kopperschläger G., Hofmann E. An improved procedure for protein staining in polyacrylamide gels with a new type of Coomassie Brilliant Blue // Anal. Biochem.

- 1972. - Vol. 48, № 2. - P. 617-620.

98. Dolinsky T.J. et al. PDB2PQR: An automated pipeline for the setup of Poisson-Boltzmann electrostatics calculations // Nucleic Acids Res. - 2004. - Vol. 32. - P. 665-667.

99. Dong J.L., Zhang Y.Z. Purification and characterization of two laccase isoenzymes from a ligninolytic fungus Trametes gallica // Prep. Biochem. Biotechnol. - 2004.

- Vol. 34, № 2. - P. 179-194.

100. Dube E. et al. Homologous cloning, expression, and characterisation of a laccase from Streptomyces coelicolor and enzymatic decolourisation of an indigo dye // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2008. - Vol. 79, № 4. - P. 597-603.

101. Ducros V. et al. Crystal structure of the type-2 Cu depleted laccase from Coprinus cinereus at 2.2 Ä resolution // Nat. Struct. Biol. - 1998. - Vol. 5, № 4. - P. 310-316.

102. Ducros V. et al. Short communications structure of the laccase from Coprinus cinereus at E resolution : evidence for different " type 2. - 2001. - P. 333-336.

103. Durrens P. The phenoloxidases of the ascomycete Podospora anserina: The three forms of the major laccase activity // Arch. Microbiol. - 1981. - Vol. 130, № 2. - P. 121-124.

104. Edens W.A. et al. Purification and characterization of a secreted laccase of Gaeumannomyces graminis var. tritici // Appl. Environ. Microbiol. - 1999. - Vol. 65, № 7. -P.3071-3074.

105. Eggert C., Temp U., Eriksson K.E.L. The ligninolytic system of the white rot fungus Pycnoporus cinnabarinus: Purification and characterization of the laccase // Appl. Environ. Microbiol. - 1996. - Vol. 62, № 4. - P. 1151-1158.

106. Elhusseiny S.M. et al. Proteome analysis and in vitro antiviral, anticancer and antioxidant capacities of the aqueous extracts of Lentinula edodes and Pleurotus ostreatus edible mushrooms // Molecules. - 2021. - Vol. 26. - P. 4623.

107. Elsayed A.M. et al. Purification and biochemical characterization of two laccase isoenzymes isolated from Trichoderma harzianum S7113 and its application for bisphenol A degradation // Microb. Cell Fact. BioMed Central, - 2023. - Vol. 22, № 1. - P. 1-12.

108. Elshafei A.M. et al. Optimization of laccase production from Penicillium martensii NRC 345 // Adv. Life Sci. - 2012. - Vol. 2, № 1. - P. 31-37.

109. Enaud E. et al. A novel azoanthraquinone dye made through innovative enzymatic process // Dye. Pigment. - 2010. - Vol. 85, № 3. - P. 99-108.

110. Espinosa-Diez C. et al. Antioxidant responses and cellular adjustments to oxidative stress // Redox Biol. - 2015. - Vol. 6. - P. 183-197.

111. Farnet A.M. et al. Purification of a laccase from Marasmius quercophilus induced with ferulic acid: Reactivity towards natural and xenobiotic aromatic compounds // Enzyme Microb. Technol. - 2004. - Vol. 34, № 6. - P. 549-554.

112. Farnet A.M. et al. Purification, partial characterization, and reactivity with aromatic compounds of two laccases from Marasmius quercophilus strain 17 // Can. J. Microbiol. - 2000. - Vol. 46, № 3. - P. 189-194.

113. Feng B.Z., Li P. Cloning, characterization and expression of a novel laccase gene Pclac2 from Phytophthora capsici // Brazilian J. Microbiol. - 2014. - Vol. 45, № 1. - P. 351357.

114. Feng X. et al. Enhancement of laccase activity by marine-derived deuteromycete Pestalotiopsis sp. J63 with Agricultural residues and inducers // Chinese J. Chem. Eng. Chemical Industry and Engineering Society of China (CIESC) and Chemical Industry Press (CIP), - 2013. - Vol. 21, № 10. - P. 1182-1189.

115. Ferraroni M. et al. Crystal structure of a blue laccase from Lentinus tigrinus: Evidences for intermediates in the molecular oxygen reductive splitting by multicopper oxidases // BMC Struct. Biol. - 2007. - Vol. 7. - P. 1-13.

116. Ferraroni M. et al. Reaction intermediates and redox state changes in a blue laccase from Steccherinum ochraceum observed by crystallographic high/low X-ray dose experiments // J. Inorg. Biochem. - 2012. - Vol. 111. - P. 203-209.

117. Ferraroni M. et al. Structure and function of Aspergillus niger laccase McoG // Biocatalysis. - 2017. - Vol. 3, № 1. - P. 1-21.

118. Ferry Y., Leech D. Amperometric detection of catecholamine neurotransmitters using electrocatalytic substrate recycling at a laccase electrode // Electroanalysis. - 2005. -Vol. 17, № 2. - P. 113-119.

119. Fersht A. Structure and mechanism in protein science. World scientific. - 1999. P.

- 650.

120. Forootanfar H., Faramarzi M.A. Insights into laccase producing organisms, fermentation states, purification strategies, and biotechnological applications // Biotechnol. Prog. - 2015. - Vol. 31, № 6. - P. 1443-1463.

121. Forte S. et al. Synthesis and structural characterization of a novel phenoxazinone dye by use of a fungal laccase // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2010. - Vol. 63, № 3-4. - P. 116120.

122. Fukushima Y., Kirk T.K. Laccase component of the Ceriporiopsis subvermispora lignin-degrading system // Appl. Environ. Microbiol. - 1995. - Vol. 61, № 3. - P. 872-876.

123. Futahashi R. et al. Laccase2 is required for cuticular pigmentation in stinkbugs // Insect Biochem. Mol. Biol. - 2011. - Vol. 41, № 3. - P. 191-196.

124. Gal^zka A., Jankiewicz U., Szczepkowski A. Biochemical characteristics of laccases and their practical application in the removal of xenobiotics from water // Appl. Sci. -2023. - Vol. 13, № 7. - P. 1-43.

125. Galhaup C. et al. Characterization of the major laccase isoenzyme from Trametes pubescens and regulation of its synthesis by metal ions // Microbiology. - 2002a. - Vol. 148, № 7. - P. 2159-2169.

126. Galhaup C. et al. Increased production of laccase by the wood-degrading basidiomycete Trametes pubescens // Enzyme Microb. Technol. - 2002b. - Vol. 30, № 4. - P. 529-536.

127. Galhaup C., Haltrich D. Enhanced formation of laccase activity by the white-rot fungus Trametes pubescens in the presence of copper // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2001. -Vol. 56, № 1-2. - P. 225-232.

128. Galli C. et al. Concerted electron/proton transfer mechanism in the oxidation of phenols by laccase // ChemBioChem. - 2013. - Vol. 14, № 18. - P. 2500-2505.

129. Ganachaud C. et al. Trimerisation of indole through laccase catalysis // Tetrahedron Lett. - 2008. - Vol. 49, № 15. - P. 2476-2478.

130. Garavaglia S. et al. The structure of Rigidoporus lignosus laccase containing a full complement of copper ions, reveals an asymmetrical arrangement for the T3 copper pair // J. Mol. Biol. - 2004. - Vol. 342, № 5. - P. 1519-1531.

131. Garg N. et al. Cloning, sequence analysis, expression of Cyathus bulleri laccase in Pichia pastoris and characterization of recombinant laccase // BMC Biotechnol. - 2012. -Vol. 12. - P. 1-12.

132. Garg N. et al. Laccase of Cyathus bulleri: structural, catalytic characterization and expression in Escherichia coli // Biochim. Biophys. Acta - Proteins Proteomics. - 2008. - Vol. 1784, № 2. - P. 259-268.

133. Garzillo A.M.V. et al. Laccase from the white-rot fungus Trametes trogii // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1998. - Vol. 49, № 5. - P. 545-551.

134. Gavezzotti P. et al. Laccase-catalyzed dimerization of piceid, a resveratrol glucoside, and its further enzymatic elaboration // Adv. Synth. Catal. - 2015. - Vol. 357, № 8. - P. 1831-1839.

135. Geige J.P. et al. Laccases of Rigidoporus lignosus and Phellinus noxius // Appl. Biochem. Biotechnol. - 1986. - Vol. 13. - P. 97-110.

136. Giardina P. et al. Laccases: A never-ending story // Cell. Mol. Life Sci. - 2010. -Vol. 67, № 3. - P. 369-385.

137. Giardina P., Sannia G. Laccases: Old enzymes with a promising future // Cell. Mol. Life Sci. - 2015. - Vol. 72, № 5. - P. 855-856.

138. Givaudan A. et al. Polyphenol oxidase in Azospirillum lipoferum isolated from rice rhizosphere: Evidence for laccase activity in non-motile strains of Azospirillum lipoferum // FEMS Microbiol. Lett. - 1993. - Vol. 108, № 2. - P. 205-210.

139. Glazunova O.A. et al. Laccases with variable properties from different strains of Steccherinum ochraceum: Does glycosylation matter? // Int. J. Mol. Sci. - 2019. - Vol. 20, № 8. - P. 1-9.

140. Glazunova O.A. et al. Structure-function study of two new middle-redox potential laccases from basidiomycetes Antrodiella faginea and Steccherinum murashkinskyi // Int. J. Biol. Macromol. - 2018. - Vol. 118, № 2017. - P. 406-418.

141. Gomaa O.M., Momtaz O.A. Copper induction and differential expression of laccase in Aspergillusflavus // Brazilian J. Microbiol. - 2015. - Vol. 46, № 1. - P. 285-292.

142. Goodwin C.M. The laccase from Micromonospora sp. 044 30-1 as a biocatalyst for synthesis of antioxidant compounds // Thesisis, University of Cape Town, - 2010.

143. Goralczyk-Binkowska A. et al. Laccase activity of the ascomycete fungus Nectriella pironii and innovative strategies for its production on leaf litter of an urban park // PLoS One. - 2020. - Vol. 15, № 4. - P. 1-18.

144. Gouka R.J. et al. Cloning of a phenol oxidase gene from Acremonium murorum and its expression in Aspergillus awamori // Appl. Environ. Microbiol. - 2001. - Vol. 67, № 6.

- P.2610-2616.

145. Gramss G. Reappraising a controversy: Formation and role of the azodication (ABTS2+) in the laccase-ABTS catalyzed breakdown of lignin // Fermentation. - 2017. - Vol. 3, № 27. - P. 3-27.

146. Gu C. et al. Engineering the expression and characterization of two novel laccase isoenzymes from Coprinus comatus in Pichia pastoris by fusing an additional ten amino acids tag at N-terminus // PLoS One. - 2014. - Vol. 9, № 4. - P.1-11.

147. Guan Z.B. et al. Bacterial laccases: promising biological green tools for industrial applications // Cell. Mol. Life Sci. - 2018. - Vol. 75, № 19. - P. 3569-3592.

148. Guerram M., Jiang Z.Z., Zhang L.Y. Podophyllotoxin, a medicinal agent of plant origin: Past, present and future // Chin. J. Nat. Med. China Pharmaceutical University, - 2012.

- Vol. 10, № 3. - P. 161-169.

149. Guo M. et al. Optimization of the expression of a laccase gene from Trametes versicolor in Pichia methanolica // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2006. - Vol. 71, № 6. - P. 848-852.

150. Gupta R., Brunak S. Prediction of glycosylation across the human proteome and the correlation to protein function // Pac. Symp. Biocomput. - 2002.- P. 310-322.

151. Gutiérrez-Antón M. et al. Improvement of laccase production by Thielavia terrestris Co3Bag1. enhancing the bio-catalytic performance of the native thermophilic TtLacA via immobilization in copper alginate gel beads // J. Fungi. - 2023. - Vol. 9, № 3. - P. 1-24.

152. Hahn V. et al. Enzymatic cyclizations using laccases: Multiple bond formation between dihydroxybenzoic acid derivatives and aromatic amines // Green Chem. - 2010. - Vol. 12, № 5. - P. 879-888.

153. Hahn V. et al. Synthesis of model morpholine derivatives with biological activities by laccase-catalysed reactions // Biotechnol. Appl. Biochem. - 2009. - Vol. 54, № 4.

- P.187-195.

154. Hajdok S. et al. The laccase-catalyzed domino reaction between catechols and heterocyclic 1,3-dicarbonyls and theunambiguous structure elucidation of the products by NMR spectroscopy and X-ray crystal structure analysis // J. Org. Chem. - 2009. - Vol. 74, № 19. - P. 7230-7237.

155. Hakala T.K. et al. Manganese peroxidases, laccases and oxalic acid from the selective white-rot fungus Physisporinus rivulosus grown on spruce wood chips // Enzyme Microb. Technol. - 2005. - Vol. 36, № 4. - P. 461-468.

156. Hakulinen N. et al. A near atomic resolution structure of a Melanocarpus albomyces laccase // J. Struct. Biol. - 2008. - Vol. 162, № 1. - P. 29-39.

157. Hakulinen N. et al. Crystal structure of a laccase from melanocarpus albomyces with an intact trinuclear copper site // Nat. Struct. Biol. - 2002. - Vol. 9, № 8. - P. 601-605.

158. Halâmkovâ L. et al. Implanted biofuel cell operating in a living snail // J. Am. Chem. Soc. - 2012. - Vol. 134, № 11. - P. 5040-5043.

159. Hall T.A. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT // Nucl Acids Symp Ser. - 1999. - Vol. 41. - P. 9598.

160. Hao J. et al. Production of laccase by a newly isolated deuteromycete fungus Pestalotiopsis sp. and its decolorization of azo dye // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. - 2007. -Vol. 34, № 3. - P. 233-240.

161. Harris T.K., Turner G.J. Structural basis of perturbed pKa values of catalytic groups in enzyme active sites // IUBMB Life. - 2002. - Vol. 53, № 2. - P. 85-98.

162. Hattori M. et al. Laccase-type phenoloxidase in salivary glands and watery saliva of the green rice leafhopper, Nephotettix cincticeps // J. Insect Physiol. - 2005. - Vol. 51, № 12. - P. 1359-1365.

163. Heinzkill M. et al. Characterization of laccases and peroxidases from wood-rotting fungi (family Coprinaceae) // Appl. Environ. Microbiol. - 1998. - Vol. 64, № 5. - P. 1601-1606.

164. Hildén K. et al. Heterologous expression and structural characterization of two low pH laccases from a biopulping white-rot fungus Physisporinus rivulosus // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2013. - Vol. 97, № 4. - P. 1589-1599.

165. Hildén K. et al. Novel thermotolerant laccases produced by the white-rot fungus Physisporinus rivulosus // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2007. - Vol. 77, № 2. - P. 301-309.

166. Hildén K., Hakala T.K., Lundell T. Thermotolerant and thermostable laccases // Biotechnol. Lett. - 2009. - Vol. 31, № 8. - P. 1117-1128.

167. Hirai H. et al. Efficient expression of laccase gene from white-rot fungus Schizophyllum commune in a transgenic tobacco plant // FEMS Microbiol. Lett. - 2008. - Vol. 286, № 1. - P. 130-135.

168. Hlushko R., Ankner J.F., Sukhishvili S. Dynamics and self-healing of layer-by-layer hydrogen-bonded films of linear synthetic polyphenols // Macromolecules. - 2021. - Vol. 54, № 16. - P. 7469-7479.

169. Hlushko R., Hlushko H., Sukhishvili S.A. A family of linear phenolic polymers with controlled hydrophobicity, adsorption and antioxidant properties // Polym. Chem. - 2018. - Vol. 9, № 4. - P. 506-516.

170. Hong C.S. et al. Selective oxidation of glycerol to mesoxalic acid by laccase/2,2,6,6-tetramethylpiperidine-N-oxyl system: Effect of process conditions and the kinetic modeling // Chem. Eng. Commun. Taylor & Francis, - 2019. - Vol. 206, № 12. - P. 1645-1660.

171. Hong F., Meinander N.Q., Jönsson L.J. Fermentation strategies for improved heterologous expression of laccase in Pichiapastoris // Biotechnol. Bioeng. - 2002. - Vol. 79, № 4. - P. 438-449.

172. Hong Y.Z. et al. Cloning of a laccase gene from a novel basidiomycete Trametes sp. 420 and its heterologous expression in Pichia pastoris // Curr. Microbiol. - 2007. - Vol. 54, № 4. - P. 260-265.

173. Hoopes J.T., Dean J.F.D. Ferroxidase activity in a laccase-like multicopper oxidase from Liriodendron tulipifera // Plant Physiol. Biochem. - 2004. - Vol. 42, № 1. - P. 27-33.

174. Hoshida H. et al. Copper-dependent production of a Pycnoporus coccineus extracellular laccase in Aspergillus oryzae and Saccharomyces cerevisiae // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2005. - Vol. 69, № 6. - P. 1090-1097.

175. Hoshida H. et al. Isolation of five laccase gene sequences from the white-rot fungus Trametes sanguinea by PCR, and cloning, characterization and expression of the laccase cDNA in yeasts // J. Biosci. Bioeng. - 2001. - Vol. 92, № 4. - P. 372-380.

176. Hossain K.M.G. et al. Enzyme-mediated coupling of a bi-functional phenolic compound onto wool to enhance its physical, mechanical and functional properties // Enzyme Microb. Technol. - 2010. - Vol. 46, № 3-4. - P. 326-330.

177. Hu D.D. et al. A laccase with antiproliferative activity against tumor cells from an edible mushroom, white common Agrocybe cylindracea // Phytomedicine. - 2011. - Vol. 18, № 5. - P. 374-379.

178. Huang H.W., Zoppellaro G., Sakurai T. Spectroscopic and kinetic studies on the oxygen-centered radical formed during the four-electron reduction process of dioxygen by Rhus vernicifera laccase // J. Biol. Chem. - 1999. - Vol. 274, № 46. - P. 32718-32724.

179. Huy N.D. et al. Characterization of a recombinant laccase from Fusarium oxysporum HUIB02 for biochemical application on dyes removal // Biochem. Eng. J., - 2021. - Vol. 168, № February. - P. 107958.

180. Ikeda R. et al. Enzymatic oxidative polymerization of 2,6-dimethylphenol // Macromolecules. - 1996. - Vol. 29, № 27. - P. 8702-8705.

181. Ikeda R. et al. Enzymatic oxidative polymerization of 4-hydroxybenzoic acid derivatives to poly(phenylene oxide)s // Polym. Int. - 1998. - Vol. 47, № 3. - P. 295-301.

182. Ilyasov I.R. et al. ABTS/PP decolorization assay of antioxidant capacity reaction pathways // Int. J. Mol. Sci. - 2020. - Vol. 21, № 3.

183. Inoue H., Nojima H., Okayama H. High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids // Gene. - 1990. - Vol. 96, № 1. - P. 23-28.

184. Irfan M. et al. Optimized production, purification and molecular characterization of fungal laccase through Alternaria alternata // Turkish J. Biochem. - 2018. - Vol. 43, № 6. -P. 613-622.

185. Iyer G., Chattoo B.B. Purification and characterization of laccase from the rice blast fungus, Magnaporthe grisea // FEMS Microbiol. Lett. - 2003. - Vol. 227, № 1. - P. 121126.

186. Janusz G. et al. Cloning and characterization of a lacease gene from biotechnologically important basidiomycete Cerrerna unicolor // J. Fac. Agric. Kyushu Univ. -2012. - Vol. 57, № 1. - P. 41-49.

187. Janusz G. et al. Fungal laccase, manganese peroxidase and lignin peroxidase: Gene expression and regulation // Enzyme Microb. Technol. - 2013. - Vol. 52, № 1. - P. 1-12.

188. Janusz G. et al. Laccase properties, physiological functions, and evolution // Int. J. Mol. Sci. - 2020. - Vol. 21, № 3. - P. 1-25.

189. Jasinska A. et al. Lignocellulose resources for the Myrothecium roridum laccase production and their integrated application for dyes removal // Int. J. Environ. Sci. Technol. -2019. - Vol. 16, № 8. - P. 4811-4822.

190. Jasinska A. et al. Novel laccase-like multicopper oxidases from the Myrothecium roridum fungus - production enhancement, identification and application in the dye removal process // Acta Biochim. Pol. - 2018. - Vol. 65, № 2. - P. 287-295.

191. Jawale J.P. et al. Isolation, characterization and optimizations of laccase producer from soil: A comprehensive study of application of statistical approach to enhance laccase productivity in Myrothecium verrucaria NFCCI 4363 // Bioresour. Technol. Reports. - 2021. -Vol. 15. - P. 100751.

192. Joel D.M., Marbach I., Mayer A.M. Laccase in Anacardiaceae // Phytochemistry.

- 1978. - Vol. 17, № 4. - P. 796-797.

193. Jolivalt C. et al. Expression of laccase Illb from the white-rot fungus Trametes versicolor in the yeast Yarrowia lipolytica for environmental applications // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2005. - Vol. 66, № 4. - P. 450-456.

194. Jones S.M. et al. Rapid decay of the native intermediate in the metallooxidase Fet3p enables controlled Fe II oxidation for efficient metabolism // J. Am. Chem. Soc. - 2020.

- Vol. 142, № 22. - P. 10087-10101.

195. Jones S.M., Solomon E.I. Electron transfer and reaction mechanism of laccases // Cell. Mol. Life Sci. - 2015. - Vol. 72, № 5. - P. 869-883.

196. Jung J., Lee S.J. Biochemical and biodiversity insights into heavy metal ion-responsive transcription regulators for synthetic biological heavy metal sensors // J. Microbiol. Biotechnol. - 2019. - Vol. 29, № 10. - P. 1522-1542.

197. Junghanns C. et al. Towards higher laccase activities produced by aquatic ascomycetous fungi through combination of elicitors and an alternative substrate // Eng. Life Sci. - 2008. - Vol. 8, № 3. - P. 277-285.

198. Jurrus E. et al. Improvements to the APBS biomolecular solvation software suite // Protein Sci. - 2018. - Vol. 27, № 1. - P. 112-128.

199. Kaal E.E.J., Field J.A., Joyce T.W. Increasing ligninolytic enzyme activities in several white-rot basidiomycetes by nitrogen-sufficient media // Bioresour. Technol. - 1995. -Vol. 53, № 2. - P. 133-139.

200. Kaczmarek M.B. et al. Laccases-enzymes with an unlimited potential // Biotechnol Food Sci. - 2017. - Vol. 81, № 1. - P. 41-70.

201. Kalia S. et al. Laccase-assisted surface functionalization of lignocellulosics // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2014. - Vol. 102. - P. 48-58.

202. Kallio J.P. et al. Crystal structure of an ascomycete fungal laccase from Thielavia arenaria - Common structural features of asco-laccases // FEBS J. - 2011. - Vol. 278, № 13. -P.2283-2295.

203. Kaluskar V.M. et al. Production of laccase by immobilized cells of Agaricus sp.: Induction effect of xylan and lignin derivatives // Appl. Biochem. Biotechnol. - Part A Enzym. Eng. Biotechnol. - 1999. - Vol. 76, № 3. - P. 161-170.

204. Kanunfre C.C., Zancan G.T. Physiology of exolaccase production by Thelephora terrestris // FEMS Microbiol. Lett. - 1998. - Vol. 161, № 1. - P. 151-156.

205. Karamyshev A.V. et al. Laccase-catalyzed synthesis of conducting polyaniline // Enzyme Microb. Technol. - 2003. - Vol. 33, № 5. - P. 556-564.

206. Kaur D. et al. Protein motifs for proton transfers that build the transmembrane proton gradient // Front. Chem. - 2021. - Vol. 9. - P. 1-20.

207. Kidwai M. et al. First time reported enzymatic synthesis of new series of quinoxalines - A green approach // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2012. - Vol. 74, № 3-4. - P. 236-240.

208. Kidwai M., Poddar R., Diwaniyan S. Laccase from basidiomycetous fungus-catalyzed synthesis of substituted benzopyranocoumarins via domino reaction // Synth. Commun. - 2011. - Vol. 41, № 5. - P. 695-706.

209. Kiiskinen L.L. Characterization and heterologous production of a novel laccase from Melanocarpus albomyces // VTT Publ. - 2004. - Vol. 2, № 556. - P. 1-94.

210. Kiiskinen L.L., Viikari L., Kruus K. Purification and characterisation of a novel laccase from the ascomycete Melanocarpus albomyces // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2002.

- Vol. 59, № 2-3. - P. 198-204.

211. Kilaru S., Hoegger P.J., Kües U. The laccase multi-gene family in Coprinopsis cinerea has seventeen different members that divide into two distinct subfamilies // Curr. Genet. - 2006. - Vol. 50, № 1. - P. 45-60.

212. Kim J.K., Lim S.H., Kang H.W. Cloning and characterizatio of a novel laccase gene, fvlac7, based on the genomic sequence of Flammulina velutipes // Mycobiology. - 2013.

- Vol. 41, № 1. - P. 37-41.

213. Kittl R. et al. A chloride tolerant laccase from the plant pathogen ascomycete Botrytis aclada expressed at high levels in Pichia pastoris // J. Biotechnol. - 2012a. - Vol. 157, № 2. - P. 304-314.

214. Kittl R. et al. Constitutive expression of Botrytis aclada laccase in Pichia pastoris // Bioengineered. - 2012b. - Vol. 3, № 4. - P. 232-235.

215. Klonowska A. et al. LAC3, a new low redox potential laccase from Trametes sp. strain C30 obtained as a recombinant protein in yeast // Enzyme Microb. Technol. - 2005. -Vol. 36, № 1. - P. 34-41.

216. Ko C.H., Chen S.S. Enhanced removal of three phenols by laccase polymerization with MF/UF membranes // Bioresour. Technol. - 2008. - Vol. 99, № 7. - P. 2293-2298.

217. Ko E.M., Leem Y.E., Choi H.T. Purification and characterization of laccase isozymes from the white-rot basidiomycete Ganoderma lucidum // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2001. - Vol. 57, № 1-2. - P. 98-102.

218. Kojima Y. et al. Cloning, sequence analysis, and expression of ligninolytic phenoloxidase genes of the white-rot basidiomycete Coriolus hirsutus // J. Biol. Chem. - 1990.

- Vol. 265, № 25. - P. 15224-15230.

219. Kolomytseva M. et al. Rapid identification of fungal laccases/oxidases with different pH-optimum // Process Biochem. - 2017. - Vol. 62. - P. 174-183.

220. Kolomytseva M.P. et al. Laccase isoform diversity in basidiomycete Lentinus strigosus 1566: Potential for phenylpropanoid polymerization // Int. J. Biol. Macromol. - 2019.

- Vol. 137. - P. 1199-1210.

221. Komori H., Higuchi Y. Structural insights into the O2 reduction mechanism of multicopper oxidase // J. Biochem. - 2015. - Vol. 158, № 4. - P. 293-298.

222. Koroleva O. V. et al. Isolation and study of some properties of laccase from the Basidiomycetes Cerrena maxima // Biochem. - 2001. - Vol. 66, № 6. - P. 618-622.

223. Koschorreck K. et al. Cloning and characterization of a new laccase from Bacillus licheniformis catalyzing dimerization of phenolic acids // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2008.

- Vol. 79, № 2. - P. 217-224.

224. Kubicek C.P. et al. Genetic and metabolic diversity of Trichoderma: A case study on South-East Asian isolates // Fungal Genet. Biol. - 2003. - Vol. 38, № 3. - P. 310-319.

225. Kudanga T. et al. Potential applications of laccase-mediated coupling and grafting reactions: A review // Enzyme Microb. Technol. - 2011. - Vol. 48, № 3. - P. 195-208.

226. Kudanga T., Nemadziva B., Le Roes-Hill M. Laccase catalysis for the synthesis of bioactive compounds // Appl. Microbiol. Biotechnol. Applied Microbiology and Biotechnology, - 2017. - Vol. 101, № 1. - P. 13-33.

227. Kumari H.L., Sirsi M. Purification and properties of laccase from Ganoderma lucidum // Arch. Mikrobiol. - 1972. - Vol. 84, № 4. - P. 350-357.

228. Kunamneni A. et al. Laccases and their applications: A patent review // Recent Pat. Biotechnol. - 2008. - Vol. 2, № 1. - P. 10-24.

229. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nat. Publ. Gr. - 1970. - Vol. 227. - P. 680-685.

230. Lahtinen M. et al. On the reactivity of the Melanocarpus albomyces laccase and formation of coniferyl alcohol dehydropolymer (DHP) in the presence of ionic liquid 1-allyl-3-methylimidazolium chloride // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2013. - Vol. 85-86. - P. 169-177.

231. Larrondo L.F. et al. Heterologous expression of laccase cDNA from Ceriporiopsis subvermispora yields copper-activated apoprotein and complex isoform patterns // Microbiology. - 2003. - Vol. 149, № 5. - P. 1177-1182.

232. Larson T.M., Anderson A.M., Rich J.O. Combinatorial evaluation of laccase-mediator system in the oxidation of veratryl alcohol // Biotechnol. Lett. - 2013. - Vol. 35, № 2.

- P. 225-231.

233. Laufer Z. et al. Occurrence of laccases in lichenized ascomycetes of the Peltigerineae // Mycol. Res. - 2006. - Vol. 110, № 7. - P. 846-853.

234. Leonowicz A., Edgehill R.U., Bollag J.M. The effect of pH on the transformation of syringic and vanillic acids by the laccases of Rhizoctonia praticola and Trametes versicolor // Arch. Microbiol. - 1984. - Vol. 137, № 2. - P. 89-96.

235. Leonowicz A., Grzywnowicz K. Quantitative estimation of laccase forms in some white-rot fungi using syringaldazine as a substrate // Enzyme Microb. Technol. - 1981. - Vol. 3, № 1. - P. 55-58.

236. Leontievsky A.A. et al. Transformation of 2, 4, 6-trichlorophenol by free and immobilized fungal laccase // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2001. - Vol. 57, № 1-2. - P. 8591.

237. Leontievsky A.A. et al. Transformation of 2,4,6-trichlorophenol by the white rot fungi Panus tigrinus and Coriolus versicolor // Biodegradation. - 2000. - Vol. 11, № 5. - P. 331-340.

238. Leutbecher H. et al. A new laccase-catalyzed domino process and its application to the efficient synthesis of 2-aryl-1H-benzimidazoles // Tetrahedron Lett. - 2011. - Vol. 52, № 5. - P. 605-608.

239. Li G. et al. Functional characterization of laccase isozyme (PoLcc1) from the edible mushroom Pleurotus ostreatus involved in lignin degradation in cotton straw // Int. J. Mol. Sci. - 2022. - Vol. 23, № 21. - P.1-16.

240. Li H., Robertson A.D., Jensen J.H. Very fast empirical prediction and rationalization of protein pKa values // Proteins Struct. Funct. Genet. - 2005. - Vol. 61, № 4. -P. 704-721.

241. Li J.F. et al. High production of laccase B from Trametes sp. in Pichia pastoris // World J. Microbiol. Biotechnol. - 2007. - Vol. 23, № 5. - P. 741-745.

242. Li Q. et al. Potential biological role of laccase from the sponge Suberites domuncula as an antibacterial defense component // Biochim. Biophys. Acta - Gen. Subj. -2015. - Vol. 1850, № 1. - P. 118-128.

243. Li W. et al. A laccase gene reporting system that enables genetic manipulations in a brown rot wood decomposer fungus Gloeophyllum trabeum // Microbiol. Spectr. American Society for Microbiology, - 2023. - Vol. 11, № 1. - P. 1-12.

244. Liebminger S., Siebenhofer M., Guebitz G. Oxidation of glycerol by 2,2,6,6-tetramethylpiperidine-N-oxyl (TEMPO) in the presence of laccase // Bioresour. Technol. -2009. - Vol. 100, № 20. - P. 4541-4545.

245. Liers C. et al. Production, purification and partial enzymatic and molecular characterization of a laccase from the wood-rotting ascomycete Xylaria polymorpha // Enzyme Microb. Technol. - 2007. - Vol. 41, № 6-7. - P. 785-793.

246. Lin Y. et al. Purification and characterization of a novel laccase from Coprinus cinereus and decolorization of different chemically dyes // Mol. Biol. Rep. - 2013. - Vol. 40, № 2. - P. 1487-1494.

247. Lisov A. V. et al. Laccases produced by lichens of the order Peltigerales // FEMS Microbiol. Lett. - 2007. - Vol. 275, № 1. - P. 46-52.

248. Lisov A. V. et al. Transformation of humic acids by two-domain laccase from Streptomyces anulatus // Process Biochem. - 2019. - Vol. 76. - P. 128-135.

249. Lisova Z.A., Lisov A.V., Leontievsky A.A. Two laccase isoforms of the basidiomycete Cerrena unicolor VKMF-3196. Induction, isolation and properties // J. Basic Microbiol. - 2010. - Vol. 50, № 1. - P. 72-82.

250. Litvintseva A.P., Henson J.M. Cloning, characterization, and transcription of three laccase genes from Gaeumannomyces graminis var. tritici, the take-all fungus // Appl. Environ. Microbiol. - 2002. - Vol. 68, № 3. - P. 1305-1311.

251. Liu H. et al. Expression and characterization of LacMP, a novel fungal laccase of Moniliophthoraperniciosa FA553 // Biotechnol. Lett. - 2015. - Vol. 37, № 9. - P. 1829-1835.

252. Liu M. et al. Evolutionary divergence of function and expression of laccase genes in plants // J. Genet. - 2020. - Vol. 99, № 1. - P. 1-16.

253. Liu W. et al. Molecular cloning and characterization of a laccase gene from the basidiomycete Fome lignosus and expression in Pichia pastoris // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2003. - Vol. 63, № 2. - P. 174-181.

254. Liu Z. et al. A newly isolated Paecilomyces sp. WSH-L07 for laccase production: Isolation, identification, and production enhancement by complex inducement // J. Ind. Microbiol. Biotechnol. - 2009. - Vol. 36, № 10. - P. 1315-1321.

255. Llevot A. et al. Selective laccase-catalyzed dimerization of phenolic compounds derived from lignin: Towards original symmetrical bio-based (bis) aromatic monomers // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2016. - Vol. 125. - P. 34-41.

256. Loi M. et al. Fungal laccases: The forefront of enzymes for sustainability // J. Fungi. - 2021. - Vol. 7, № 12. - P. 1-25.

257. Lu S. et al. Ptr-miR397a is a negative regulator of laccase genes affecting lignin content in Populus trichocarpa // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. - 2013. - Vol. 110, № 26. - P. 10848-10853.

258. Lyons J.I. et al. Diversity of ascomycete laccase gene sequences in a southeastern US salt marsh // Microb. Ecol. - 2003. - Vol. 45, № 3. - P. 270-281.

259. Ma S. et al. Expression, purification, and characterization of a novel laccase from Setosphaeria turcica in Eschericha coli // J. Basic Microbiol. - 2018. - Vol. 58, № 1. - P. 6875.

260. Macellaro G. et al. Effective mutations in a high redox potential laccase from Pleurotus ostreatus // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2014. - Vol. 98, № 11. - P. 4949-4961.

261. Madzak C. et al. Heterologous production of a laccase from the basidiomycete Pycnoporus cinnabarinus in the dimorphic yeast Yarrowia lipolytica // FEMS Yeast Res. -2005. - Vol. 5, № 6-7. - P. 635-646.

262. Maestre-Reyna M. et al. Structural and functional roles of glycosylation in fungal laccase from Lentinus sp. // PLoS One. - 2015. - Vol. 10, № 4. - P. 1-28.

263. Mai Pham L.T. et al. Heterologous expression, characterization, and comparison of laccases from the white rot causing basidiomycete Cerrena Unicolor // Catal. Res. - 2022. -Vol. 02, № 03. - P. 1-33.

264. Majcherczyk A., Johannes C., Hüttermann A. Oxidation of aromatic alcohols by laccase from Trametes versicolor mediated by the 2,2'-azino-bis-(3-ethylbenzothiazoline-6-sulphonic acid) cation radical and dication // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 1999. - Vol. 51, № 2. - P. 267-276.

265. Manda K. et al. Carbon-oxygen bond formation by fungal laccases: Cross-coupling of 2,5-dihydroxy-N-(2-hydroxyethyl)-benzamide with the solvents water, methanol, and other alcohols // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2007. - Vol. 76, № 2. - P. 407-416.

266. Manna S.K. et al. Novel derivative of benzofuran induces cell death mostly by G2/M cell cycle arrest through p53-dependent pathway but partially by inhibition of NF-kB // J. Biol. Chem. - 2010. - Vol. 285, № 29. - P. 22318-22327.

267. Mansur M. et al. Identification of a laccase gene family in the new lignin-degrading basidiomycete CECT 20197 // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - Vol. 63, № 7. -P.2637-2646.

268. Marbach I., Harel E., Mayer A.M. Molecular properties of extracellular Botrytis cinerea laccase // Phytochemistry. - 1984. - Vol. 23, № 12. - P. 2713-2717.

269. Marchler-Bauer A. et al. CDD: A Conserved Domain Database for the functional annotation of proteins // Nucleic Acids Res. - 2011. - Vol. 39, № SUPPL. 1. - P. 225-229.

270. Margot J. et al. Bacterial versus fungal laccase: Potential for micropollutant degradation // AMB Express. - 2013. - Vol. 3. - P. 1-14.

271. Marjasvaara A. et al. Laccase-catalyzed polymerization of two phenolic compounds studied by matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight and electrospray ionization fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry with collision-induced dissociation ex // Biomacromolecules. - 2006. - Vol. 7, № 5. - P. 16041609.

272. Martins L.O. et al. Laccases of prokaryotic origin: Enzymes at the interface of protein science and protein technology // Cell. Mol. Life Sci. - 2015. - Vol. 72, № 5. - P. 911922.

273. Marzorati M. et al. Selective laccase-mediated oxidation of sugars derivatives // Green Chem. - 2005. - Vol. 7, № 5. - P. 310-315.

274. Maté D. et al. Laboratory evolution of high-redox potential laccases // Chem. Biol. - 2010. - Vol. 17, № 9. - P. 1030-1041.

275. Mate D.M. et al. Blood tolerant laccase by directed evolution // Chem. Biol. -2013. - Vol. 20, № 2. - P. 223-231.

276. Mate D.M., Alcalde M. Laccase engineering: From rational design to directed evolution // Biotechnol. Adv. - 2015. - Vol. 33, № 1. - P. 25-40.

277. Mate D.M., Alcalde M. Laccase: a multi-purpose biocatalyst at the forefront of biotechnology // Microb. Biotechnol. - 2017. - Vol. 10, № 6. - P. 1457-1467.

278. Mayer A.M., Staples R.C. Laccase: New functions for an old enzyme // Phytochemistry. - 2002. - Vol. 60, № 6. - P. 551-565.

279. McCaig B.C., Meagher R.B., Dean J.F.D. Gene structure and molecular analysis of the laccase-like multicopper oxidase (LMCO) gene family in Arabidopsis thaliana // Planta. - 2005. - Vol. 221, № 5. - P. 619-636.

280. Mekmouche Y. et al. Gram-scale production of a basidiomycetous laccase in Aspergillus niger // J. Biosci. Bioeng. - 2014. - Vol. 117, № 1. - P. 25-27.

281. Mikolasch A. et al. Synthesis of 3-(3,4-dihydroxyphenyl)-propionic acid derivatives by N-coupling of amines using laccase // Tetrahedron. - 2002. - Vol. 58, № 38. -P.7589-7593.

282. Mikolasch A., Schauer F. Fungal laccases as tools for the synthesis of new hybrid molecules and biomaterials // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2009. - Vol. 82, № 4. - P. 605624.

283. Min K.L. et al. Characterization of a novel laccase produced by the wood-rotting fungus Phellinus ribis // Arch. Biochem. Biophys. - 2001. - Vol. 392, № 2. - P. 279-286.

284. Minuth W., Esser K. M.K. The phenoloxidases of the ascomycete Podospora anserina // Eur. J. Biochem. - 1971. - Vol. 90, № 1. - P. 73-82.

285. Mogharabi M., Faramarzi M.A. Laccase and laccase-mediated systems in the synthesis of organic compounds // Adv. Synth. Catal. - 2014. - Vol. 356, № 5. - P. 897-927.

286. Mohit E., Tabarzad M., Faramarzi M.A. Biomedical and fharmaceutical-related applications of laccases // Curr. Protein Pept. Sci. - 2020. - Vol. 21, № 1. - P. 78-98.

287. Morozova O. V et al. " Blue " laccases. - 2007b. - Vol. 72, № 10. - P. 11361150.

288. Morozova O. V. et al. Laccase-mediator systems and their applications: A review // Appl. Biochem. Microbiol. - 2007a. - Vol. 43, № 5. - P. 523-535.

289. Mostafa M., Takano F., Ohta T. Unique phenyl ether type biflavonoids, zizyflavosides A and B with biomimetic synthesis for zizyflavoside A // Heterocycles. - 2010. - Vol. 81, № 11. - P. 2497-2509.

290. Muñoz C. et al. Laccase isoenzymes of Pleurotus eryngii: Characterization, catalytic properties, and participation in activation of molecular oxygen and Mn2+ oxidation // Appl. Environ. Microbiol. - 1997. - Vol. 63, № 6. - P. 2166-2174.

291. Myasoedova N.M. et al. Novel laccase—producing ascomycetes // Microbiol. -2017. - Vol. 86, № 4. - P. 503-511.

292. Nagai M. et al. Purification and characterization of an extracellular laccase from the edible mushroom Lentinula edodes, and decolorization of chemically different dyes // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2002. - Vol. 60, № 3. - P. 327-335.

293. Nan, ZHENG, Min Z. et al. Dye decolorization by self-immobilized Curvularia lunata mycelial pellets // Mycosystema. - 2010. - Vol. 29, № 5. - P. 746-752.

294. Nevalainen K.M.H., Te'o V.S.J., Bergquist P.L. Heterologous protein expression in filamentous fungi // Trends Biotechnol. - 2005. - Vol. 23, № 9. - P. 468-474.

295. Ng T.B., Wang H.X. A homodimeric laccase with unique characteristics from the yellow mushroom Cantharellus cibarius // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 2004. - Vol. 313, № 1. - P. 37-41.

296. Nicotra S. et al. Biotransformation of resveratrol: Synthesis of trans-dehydrodimers catalyzed by laccases from Myceliophtora thermophyla and from Trametes pubescens // Tetrahedron. - 2004. - Vol. 60, № 3. - P. 595-600.

297. Nicotra S. et al. Laccase-mediated oxidation of the steroid hormone 17ß-estradiol in organic solvents // Tetrahedron Asymmetry. - 2004. - Vol. 15, № 18. - P. 2927-2931.

298. Nishide Y. et al. Diversity and function of multicopper oxidase genes in the stinkbug Plautia stali // Sci. Rep. - 2020. - Vol. 10, № 1. - P. 1-9.

299. Ogden B.R.C., Adams D.A. Electrophoresis in agarose and acrylamide gels. -1987. - Vol. 152. - P. 61-87.

300. Ohga S., Royse D.J. Transcriptional regulation of laccase and cellulase genes during growth and fruiting of Lentinula edodes on supplemented sawdust // FEMS Microbiol. Lett. - 2001. - Vol. 201, № 1. - P. 111-115.

301. Ohnishi E. Tyrosinase in Drosophila virilis // Annot Zool Japon. - 1954. - P. 3339.

302. Okamoto K. et al. Cloning and characterization of a laccase gene from the white-rot basidiomycete Pleurotus ostreatus // Mycoscience. - 2003. - Vol. 44, № 1. - P. 11-17.

303. Olajuyigbe F.M., Fatokun C.O. Biochemical characterization of an extremely stable pH-versatile laccase from Sporothrix carnis CPF-05 // Int. J. Biol. Macromol. - 2017. -Vol. 94. - P. 535-543.

304. Olmeda I. et al. Structural analysis and biochemical properties of laccase enzymes from two Pediococcus species // Microb. Biotechnol. - 2021. - Vol. 14, № 3. - P. 1026-1043.

305. Osipov E. et al. Effect of the L499M mutation of the ascomycetous Botrytis aclada laccase on redox potential and catalytic properties // Acta Crystallogr. Sect. D Biol. Crystallogr. - 2014. - Vol. 70, № 11. - P. 2913-2923.

306. Osma J.F. et al. Mandarin peelings: The best carbon source to produce laccase by static cultures of Trametespubescens // Chemosphere. - 2007. - Vol. 67, № 8. - P. 1677-1680.

307. Otterbein L. et al. Molecular cloning of the cDNA encoding laccase from Pycnoporus cinnabarinus I-937 and expression in Pichiapastoris // Eur. J. Biochem. - 2000. -Vol. 267, № 6. - P. 1619-1625.

308. Otto B., Schlosser D. First laccase in green algae: purification and characterization of an extracellular phenol oxidase from Tetracystis aeria // Planta. - 2014. -Vol. 240, № 6. - P. 1225-1236.

309. Ottoni C.A. et al. White-rot fungi capable of decolourising textile dyes under alkaline conditions // Folia Microbiol.- 2013. - Vol. 58, № 3. - P. 187-193.

310. Paavola J.L. et al. Crystal structures of a dodecameric multicopper oxidase from Marinithermus hydrothermalis // Acta Crystallogr. Sect. D Struct. Biol. - 2021. - Vol. 77. - P. 1336-1345.

311. Palmer A.E. et al. Spectroscopic studies and electronic structure description of the high potential T1 Cu site in fingal laccase // Faseb J. - 1999. - Vol. 13, № 7. - P. 7138-7149.

312. Palmieri G. et al. A novel white laccase from Pleurotus ostreatus // J. Biol. Chem. - 1997. - Vol. 272, № 50. - P. 31301-31307.

313. Palmieri G. et al. Atypical laccase isoenzymes from copper supplemented Pleurotus ostreatus cultures // Enzyme Microb. Technol. - 2003. - Vol. 33, № 2-3. - P. 220230.

314. Palmieri G. et al. Copper induction of laccase isoenzymes in the ligninolytic fungus Pleurotus ostreatus // Appl. Environ. Microbiol. - 2000. - Vol. 66, № 3. - P. 920-924.

315. Palonen H. et al. Purification, characterization and sequence analysis of a laccase from the ascomycete Mauginiella sp. // Enzyme Microb. Technol. - 2003. - Vol. 33, № 6. - P. 854-862.

316. Paraschiv G. et al. Laccases—versatile enzymes used to reduce environmental pollution // Energies. - 2022. - Vol. 15, № 5. - P. 1835.

317. Park N., Park S.S. Purification and characterization of a novel laccase from Fomitopsispinicola mycelia // Int. J. Biol. Macromol. - 2014. - Vol. 70. - P. 583-589.

318. Paszczynski A., Huynh V.B., Crawford R. Comparison of ligninase-I and peroxidase-M2 from the white-rot fungus Phanerochaete chrysosporium // Arch. Biochem. Biophys. - 1986. - Vol. 244, № 2. - P. 750-765.

319. Patel N. et al. Mode of action, properties, production, and application of laccase: A review // Recent Pat. Biotechnol. - 2019. - Vol. 13, № 1. - P. 19-32.

320. Pereira-Patron A. et al. Molecular characterization of laccase genes from the basidiomycete Trametes hirsuta Bm-2 and analysis of the 5' untranslated region (5'UTR) // 3 Biotech. - 2019. - Vol. 9, № 4. - P. 1-12.

321. Perez J., Jeffries T.W. Mineralization of 14C-ring-labeled synthetic lignin correlates with the production of lignin peroxidase, not of manganese peroxidase or laccase // Appl. Environ. Microbiol. - 1990. - Vol. 56, № 6. - P. 1806-1812.

322. Perez J., Martinez J., de la Rubia T. Purification and partial characterization of a laccase from the white rot fungus Phanerochaete flavido-alba // Appl. Environ. Microbiol. -1996. - Vol. 62, № 11. - P. 4263-4267.

323. Périé F.H. et al. Purification and characterization of laccases from the white-rot basidiomycete Dichomitus squalens // Arch. Biochem. Biophys. - 1998. - Vol. 353, № 2. - P. 349-355.

324. Pezzella C. et al. The Pleurotus ostreatus laccase multi-gene family: Isolation and heterologous expression of new family members // Curr. Genet. - 2009. - Vol. 55, № 1. - P. 45-57.

325. Pezzella C., Guarino L., Piscitelli A. How to enjoy laccases // Cell. Mol. Life Sci. - 2015. - Vol. 72, № 5. - P. 923-940.

326. Pickel B. et al. An enantiocomplementary dirigent protein for the enantioselective lacease-catalyzed oxidative coupling of phenols // Angew. Chemie - Int. Ed. - 2010. - Vol. 49, № 1. - P. 202-204.

327. Piscitelli A. et al. Heterologous laccase production and its role in industrial applications // Bioeng. Bugs. - 2010. - Vol. 1, № 4. - P. 252-262.

328. Piscitelli A. et al. Induction and transcriptional regulation of laccases in fungi // Curr. Genomics. - 2011. - Vol. 12, № 2. - P. 104-112.

329. Piscitelli A. et al. Recombinant expression of Pleurotus ostreatus laccases in Kluyveromyces lactis and Saccharomyces cerevisiae // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2005. -Vol. 69, № 4. - P. 428-439.

330. Podieiablonskaia E. V. et al. Myrothecium verrucaria F-3851, a producer of laccases transforming phenolic compounds at neutral and alkaline conditions // Microbiol. -2017. - Vol. 86, № 3. - P. 370-376.

331. Pollegioni L., Tonin F., Rosini E. Lignin-degrading enzymes // FEBS J. - 2015. -Vol. 282, № 7. - P. 1190-1213.

332. Polyakov K.M. et al. Structure of native laccase from Trametes hirsuta at 1.8 Â resolution // Acta Crystallogr. Sect. D Biol. Crystallogr. International Union of Crystallography, - 2009. - Vol. 65, № 6. - P. 611-617.

333. Potthast A. et al. A novel method for the conversion of benzyl alcohols to benzaldehydes by laccase-catalyzed oxidation // J. Mol. Catal. A Chem. - 1996. - Vol. 108, № 1. - P. 5-9.

334. Prasad K.K. et al. Laccase production using Pleurotus ostreatus 1804 immobilized on PUF cubes in batch and packed bed reactors: Influence of culture conditions // J. Microbiol. - 2005. - Vol. 43, № 3. - P. 301-307.

335. Qi Y.B. et al. Multicomponent kinetic analysis and theoretical studies on the phenolic intermediates in the oxidation of eugenol and isoeugenol catalyzed by laccase // Phys. Chem. Chem. Phys. Royal Society of Chemistry, - 2015. - Vol. 17, № 44. - P. 29597-29607.

336. Radveikiene I. et al. Biosynthesis, purification, characterization and immobilization of laccase from Lithothelium sp. // Chemija. - 2020. - Vol. 31, № 3. - P. 178190.

337. Ranieri D. et al. Optimization of recombinant fungal laccase production with strains of the yeast Kluyveromyces lactis from the pyruvate decarboxylase promoter // FEMS Yeast Res. - 2009. - Vol. 9, № 6. - P. 892-902.

338. Record E. et al. Expression of the Pycnoporus cinnabarinus laccase gene in Aspergillus niger and characterization of the recombinant enzyme // Eur. J. Biochem. - 2002. -Vol. 269, № 2. - P. 602-609.

339. Rehman A.U., Thurston C.F. Purification of laccase I from Armillaria mellea // J. Gen. Microbiol. - 1992. - Vol. 138, № 6. - P. 1251-1257.

340. Reinhammar B. Kinetic studies on Polyporus and tree laccases // Multi-Copper Oxidases. - 1997. - P. 167-200.

341. Renfeld Z.V. et al. The laccase of Myrothecium roridum VKM F-3565: A new look at fungal laccase tolerance to neutral and alkaline conditions // ChemBioChem. - 2023. -Vol. 24, № 4. - P. 1 -14.

342. Reuillard B. et al. One-year stability for a glucose/oxygen biofuel cell combined with pH reactivation of the laccase/carbon nanotube biocathode // Bioelectrochemistry. - 2015.

- Vol. 106. - P. 73-76.

343. Riva S. Laccases: blue enzymes for green chemistry // Trends Biotechnol. - 2006.

- Vol. 24, № 5. - P. 219-226.

344. Rivera-Hoyos C M. et al. Fungal laccases // Fungal Biol. Rev. - 2013. - Vol. 27, № 3-4. - P. 67-82.

345. Robinson J.R., Isikhuemhen O.S., Anike F.N. Fungal-metal interactions: A review of toxicity and homeostasis // J. Fungi. - 2021. - Vol. 7, № 3.

346. Robles A. et al. Phenol-oxidase (laccase) activity in strains of the hyphomycete Chalara paradoxa isolated from olive mill wastewater disposal ponds // Enzyme Microb. Technol. - 2000. - Vol. 26, № 7. - P. 484-490.

347. Robles-Almazan M. et al. Hydroxytyrosol: bioavailability, toxicity, and clinical applications // Food Res. Int. - 2018. - Vol. 105. - P. 654-667.

348. Rodríguez E. et al. Isolation of two laccase genes from the white-rot fungus Pleurotus eryngii and heterologous expression of the pel3 encoded protein // J. Biotechnol. -2008. - Vol. 134, № 1-2. - P. 9-19.

349. Rodríguez-Delgado M.M. et al. Laccase-based biosensors for detection of phenolic compounds // TrAC - Trends Anal. Chem. The Authors, - 2015. - Vol. 74. - P. 2145.

350. Rogalski J. et al. Purification of extracellular laccase from Rhizoctoniapraticola // J. Fac. Agric. Kyushu Univ. - 2011. - Vol. 56, № 1. - P. 1-7.

351. Rogalski J., Dawidowicz A.L., Leonowicz A. Purification and immobilization of the inducible form of extracellular laccase of the fungus Trametes versicolor // Acta Biotechnol. - 1990. - Vol. 10, № 3. - P. 261-269.

352. Ryan S. et al. An acid-stable laccase from Sclerotium rolfsii with potential for wool dye decolourization // Enzyme Microb. Technol. - 2003. - Vol. 33, № 6. - P. 766-774.

353. Sahay R. Fungal laccase as a green catalyst // Int. J. Environ. Agric. Biotechnol. -2021. - Vol. 6, № 3. - P. 045-058.

354. Sahay R. Fungal laccase mediator and its biocatalytic potential applications: A review // Biotecnol Apl. - 2011. - Vol. 38, № No.1. - P. 1101-1109.

355. Saito K.O. et al. Electrochemical characterization of a unique, "neutral" laccase from Flammulina velutipes // J. Biosci. Bioeng. - 2013. - Vol. 115, № 2. - P. 159-167.

356. Saito K.O. et al. Isolation of a novel alkaline-induced laccase from Flammulina velutipes and its application for hair coloring // J. Biosci. Bioeng. The Society for Biotechnology, Japan, - 2012. - Vol. 113, № 5. - P. 575-579.

357. Saloheimo M., Niku-Paavola L.-M. Heterologous production of a ligninolytic enzyme: expression of the Phlebia radiata laccase gene in Trichoderma reesei // Nat. Biotechnol. - 1991. - Vol. 9. - P. 987-990.

358. Santhanam N. et al. Expression of industrially relevant laccases: Prokaryotic style // Trends Biotechnol. - 2011. - Vol. 29, № 10. - P. 480-489.

359. Saparrat M.C.N. et al. Induction, isolation, and characterization of two laccases from the white rot basidiomycete Coriolopsis rigida // Appl. Environ. Microbiol. - 2002. -Vol. 68, № 4. - P. 1534-1540.

360. Scherer M. et al. Aspergillus nidulans catalase-peroxidase gene (cpeA) is transcriptionally induced during sexual development through the transcription factor StuA // Eukaryot. Cell. - 2002. - Vol. 1, № 5. - P. 725-735.

361. Schilling B. et al. Expression of Neurospora crassa laccase under the control of the copper-inducible metallothionein-promoter // Curr. Genet. - 1992. - Vol. 22, № 3. - P. 197-203.

362. Schliephake K. et al. Transformation and degradation of the disazo dye Chicago Sky Blue by a purified laccase from Pycnoporus cinnabarinus // Enzyme Microb. Technol. -2000. - Vol. 27, № 1-2. - P. 100-107.

363. Schlippert M. et al. Enzymatic thiol Michael addition using laccases: Multiple C-S bond formation between p-hydroquinones and aromatic thiols // J. Mol. Catal. B Enzym. -2016. - Vol. 126. - P. 106-114.

364. Schlosser D., Höfer C. Laccase-catalyzed oxidation of Mn2+ in the presence of natural Mn3+ chelators as a novel source of extracellular H2O2 production and its impact on manganese peroxidase // Appl. Environ. Microbiol. - 2002. - Vol. 68, № 7. - P. 3514-3521.

365. Schneider P. et al. Characterization of a Coprinus cinereus laccase // Enzyme Microb. Technol. - 1999. - Vol. 25, № 6. - P. 502-508.

366. Scott S.L. et al. Spectroscopic parameters, electrode potentials, acid ionization constants, and electron exchange rates of the 2,2'-azinobis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonate) radicals and ions // J. Phys. Chem. - 1993. - Vol. 97, № 25. - P. 6710-6714.

367. Sekme S., Ataci N., Arisan I. Studies on laccase activity in the filamentous fungus Trichoderma reesei // European Journal of Biology. - 2013. - Vol. 72, № 2. - P. 37-42.

368. Shebanova A.D. et al. Novel biocatalyst from Microthielavia ovispora VKM F-1735 for industrial dye decolorization in the absence of mediators // Process Biochem. - 2021.

- Vol. 109. - P. 186-197.

369. Shiba T. et al. Oxidation of isoeugenol and coniferyl alcohol catalyzed by laccases isolated from Rhus vernicifera Stokes and Pycnoporus coccineus // J. Mol. Catal. - B Enzym. - 2000. - Vol. 10, № 6. - P. 605-615.

370. Shin K.S., Lee Y.J. Purification and characterization of a new member of the laccase family from the white-rot basidiomycete Coriolus hirsutus // Arch. Biochem. Biophys.

- 2000. - Vol. 384, № 1. - P. 109-115.

371. Shleev S.V. et al. Comparison of physico-chemical characteristics of four laccases from different basidiomycetes // Biochimie. - 2004. - Vol. 86, № 9-10. - P. 693-703.

372. Shnyreva A.V. et al. Antiproliferative activity and cytotoxicity of some medicinal wood-destroying mushrooms from Russia // Int. J. Med. Mushrooms. - 2018. - Vol. 20, № 1. -P. 1-11.

373. Shumakovich G. et al. Laccase-mediated synthesis of conducting polyaniline // J. Mol. Catal. B Enzym. - 2012. - Vol. 77. - P. 105-110.

374. Sigoillot C. et al. Natural and recombinant fungal laccases for paper pulp bleaching // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2004. - Vol. 64, № 3. - P. 346-352.

375. Singh G. et al. A pH-stable laccase from alkali-tolerant y-proteobacterium JB: Purification, characterization and indigo carmine degradation // Enzyme Microb. Technol. -2007. - Vol. 41, № 6-7. - P. 794-799.

376. Singha A. et al. Tuning the type 1 reduction potential of multicopper oxidases: uncoupling the effects of electrostatics and H-bonding to histidine ligands // J. Am. Chem. Soc.

- 2023. - Vol. 145, № 24. - P. 13284-13301.

377. Sitarz A.K., Mikkelsen J.D., Meyer A.S. Structure, functionality and tuning up of laccases for lignocellulose and other industrial applications // Crit. Rev. Biotechnol. - 2016. -Vol. 36, № 1. - P. 70-86.