Морфология краниального шейного узла и функциональные характеристики его нейронов в постнатальном онтогенезе крысы тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.00.02, кандидат медицинских наук Коробкин, Александр Анатольевич

• Коробкин, Александр Анатольевич
• кандидат медицинских наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат медицинских наук Коробкин, Александр Анатольевич

1. Введение

2. Обзор литературы 1Ь

2.1 .Анатомия краниального шейного ганглия млекопитающих

2.2.Гистологическая характеристика нейронов .симпатических^ узлов млекопитающих

2.3.Возрастное развитие симпатических ганглиев'

2.4.Изменение морфометрических характеристик нейронов- в онтогенезе

2.5.Нейрохимические особенности симпатических узлов у 20 млекопитающих

2.5.1.Общие представления о нейротрансмиттерах и их классификация

2.5.2. Нейротрансмиттеры в симпатических узлах

2.5.3.Локализация и функциональное значение нейропептида У 23 как нейротрансмиттера

2.5.4.Морфо-функциональные особенности кальбиндин-содержащих нейронов

2.5.5.Изменение нейрохимических характеристик симпатических 27 нейронов в онтогенезе млекопитающих

2.5.6.Маркеры пролиферации и апоптоза в симпатических 29 нейронах

2.6.Формирование связей с органами-мишенями нейронов 30 паравертебральных узлов в онтогенезе

2.7.Фоновая электрическая активность симпатических нейронов 31 и волокон

2.7.1. Фоновая электрическая активность симпатических 32 нейронов

2.7.2.Ритмические разряды в эфферентных симпатических 33 нейронов

2.7.3.Изменения фоновой электрической активности 36 симпатических нейронов и волокон в постнатальном онтогенезе

3. Материал и методы исследования

3.1 .Выбор объекта изучения

3.2 .Постановка эксперимента

3.3.Препарирование ветвей узла

3.4.Перфузия и забор материала 41 3.5.Определение размеров ганглия и вычисление его объема

З.б.Выявление иммунопозитивных структур

3.7.Исследование проекций нейронов краниальных шейных 44 ганглиев при помощи ретроградного аксонного транспорта Fast Blue

3.8.Анализ^анных морфологических методов исследования

3.9.Регистрация>фоновой электрической активности нейронов 46 узла

3.10.анализ данных фоновой электрической активности нейронов 47 узла

3.11 .Регистрация^ анализ фоновой электрической активности ветвей краниального шейного узла

РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ

4. Анатомические особенности краниального шейного ганглия? крысы в онтогенезе 50 4.1 .Особенности формы КШГ в ходе возрастного развития 50 4.1.1 .Форма КШГ у новорожденных 10-суточных крысят 52 4.1.2.Варианты формы КШГ у 20-суточных и более взрослых 52 животных

4.2.Расположение КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии в онтогенезе 53 4.2.1 .Особенности расположения КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии у новорожденных крысят

4.2.2.Топография КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии у 10-суточных крысят

4.2.3.Расположение КШГ относительно бифуркации общей сонной артерии у 20-суточных и более взрослых животных

4.3.Размеры и объем узла у животных разных возрастов

4.4.Варианты отхождения ветвей КШГ у животных разных возрастов

4.4.1. Варианты отхождения ветвей КШГ у новорожденных крысят

4.4.2. Варианты отхождения ветвей КШГ у 10- и 20-суточных 58 крысят

4.4.3. Варианты отхождения ветвей КШГ у 3 0-суточных крысят

4.4.4. Варианты отхождения ветвей КШГ у двухмесячных крыс

4.4.5. Варианты отхождения ветвей КШГ у шестимесячных крыс 59 Резюме

5. Морфологическая характеристика нейронов краниального шейного ганглия крысы в онтогенезе

5.1 .Размеры и форма нейронов КШГ в онтогенезе

5.2.Распределение нейронов КШГ по размерным группам в 62 онтогенезе

5.3.Число нейронов краниального шейного ганглия в процессе возрастного развития

Резюме

Иммуногистохимическая характеристика нейронов краниальнопынейного узла в постнатальном онтогенезе

6.1 .Возрастные особенности нейронов; содержащих тирозингидроксилазу

6.2.Нейропептид У-содержащие нейроны в постнатальном онтогенезе

6.3.Кальбиндин-содержащие нейроны«в>постнатальном онтогенезе

6.4. К167-иммунопозитивные нейроны в КШГ крысы в постнатальном онтогенезе

6.5.Каспаза 3-иммунопозитивные нейроны в КШГ в постнатальном онтогенезе

Резюме

Возрастные особенности фоновой электрической активности 86 симпатических нейронов и волокон

7.1 .Возрастные особенности фоновой электрической активности 86 волокон шейного симпатического ствола у крыс

7.1.1 .Фоновая активность волокон шейного симпатического ствола новорожденных крысят

7.1.2. Фоновая активность волокон шейного симпатического ствола 10-дневных крысят

7.1.3. Фоновая активность волокон шейного симпатического ствола животных в возрасте 20 суток и старше

7.2. Возрастные особенности фоновой электрической активности волокон наружного сонного нерва

7.2.1. Фоновая активность волокон наружного сонного нерва новорожденных и 10-суточных крысят

7.2.2. Фоновая активность волокон наружного сонного нерва у 90 20-суточных и более старших животных

7.3.Фоновая электрическая активность нейронов КШГ в онтогенезе

7.3.1.Фоновая активность симпатических нейронов КШГ новорожденных и 10-дневных крысят

7.3.2. Фоновая активность симпатических нейронов КШГ 20-дневных животных 96 7.3.3 .Характер ритмической активности нейронов у крыс старше

30 дней жизни

Резюме

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Морфология краниального шейного узла и функциональные характеристики его нейронов в постнатальном онтогенезе крысы»

К важнейшим структурно-функциональным элементам автономной (вегетативной) нервной системы относятся симпатические узлы, которые, по современным представлениям, являются не только пунктами переключения сигналов на пути из центральной нервной системы к рабочим органам, но и низшими интегративными центрами. Известные к настоящему времени принципы строения и функции во многом основаны на результатах работы Дж. Ленгли (Langley, 1925), зарубежных и отечественных исследователей структуры и функции ее мозговых центров, узлов, сплетений, нейронейрональных и нейротканевых взаимоотношений (В.И.Скок, 1970; Н.Г.Колосов, 1972; Gabella, 1976; А.Д.Ноздрачев, 1978, 1983; Elfvin, 1983; McLachlan, 1995; А.Д.Ноздрачев, А.В.Янцев, 1995; О.С.Тарасова с соавт., 2002).

При этом достаточно точно были установлены детали анатомического строения различных симпатических узлов, морфометрические и функциональные характеристики симпатических нейронов. Применение современных иммуногистохимических методов, а также использование методов компьютерной обработки морфологических и электрофизиологических данных позволило существенно дополнить данные о нейрохимических и функциональных особенностях нейронов, что нашло свое отражение в монографиях последних лет (А.Д.Ноздрачев, Е.И.Чумасов, 1999; А.Д.Ноздрачев, М.М.Фатеев, 2002; Janig, 2006).

В ходе возрастного развития нейронов симпатических узлов происходят изменения, сопровождающиеся возрастанием размеров нервных клеток, изменением их нейротрансмиттерного состава, особенностей фоновой электрической активности (Rubin, 1985; В.Н.Швалев с соавт., 1992; Masliukov, 2003; Masliukov, Timmermans, 2004; П.М.Маслюков с соавт., 2006). Имеются сведения, что в ходе постнатального онтогенеза происходит запрограммированная гибель нервных клеток (Shepherd, 2004; Glebova, Ginty,

2004). Однако сведения о динамике изменения морфометрических, нейрохимических и электро физиологических характеристик симпатических нейронов в постнатальном онтогенезе являются противоречивыми.

В! связи с этим5 была, поставлена цель установить, закономерности^ возрастных изменений анатомии* краниального* шейного узла крыс, нейрохимического' состава нейронов; характеристик фоновой активности нейронов, пре- и постганглионарных волокон.

Конкретные задачи исследования включали:

1. Определить анатомические особенности, варианты отхождения ветвей и морфометрические характеристики нейроцитов краниального шейного узла у крыс в процессе возрастного развития.

2. Установить иммуногистохимические характеристики нейронов краниального шейного узла крыс, содержащих различные нейротрансмиттеры в постнатальном онтогенезе.

3. Выявить характеристики фоновой активности нейронов краниального шейного узла крыс, а также пре- и постганглионарных волокон узла у крыс в онтогенезе.

В результате морфологических исследований установлено, что краниальный шейный ганглий крысы характеризуется вариабельностью форм, расположения относительно бифуркации общей сонной артерии и характером отхождения ветвей. Наиболее распространенной является веретенообразная форма, представляющая в сечении эллипс. Форма в виде песочных часов встречается у 10-суточных и более взрослых животных в меньшем проценте случаев.

Выявлены основные варианты отхождения. ветвей краниального шейного узла с правой и левой стороны. Обнаружено три варианта отхождения ветвей от краниальной трети узла, имеется два варианта отхождения ветвей от средней части ганглия и выявлено два варианта начала ветвей от каудальной трети ганглия. Различий между правым и левым ганглиями не обнаружено. Доказано, что топография краниального шейного ганглия в онтогенезе не остается постоянной. В первые 10 суток после рождения узел смещается в краниальном направлении по отношению к бифуркации общей сонной артерии.

Морфометрический анализ нейроцитов показал, что в ходе онтогенеза возрастают средняя площадь сечения и максимальный диаметр. Число нейронов в краниальном шейном ганглии не меняется в онтогенезе. Процессы пролиферации и апоптоза нейронов в краниальном шейном ганглии незначительно выражены лишь у новорожденных животных

Получены новые данные о том, что уже у новорожденных животных в звездчатом ганглии большая часть нейроцитов содержит одновременно тирозингидроксилазу и нейропептид У. В дальнейшем, в ходе возрастного развития, процент таких нейронов увеличивается, в то время как доля кальбиндин-иммунопозитивных нейронов имеет максимальное значение в первые 10 суток жизни, а затем снижается на протяжении первых двух месяцев жизни.

В работе получены новые сведения о том, что нервные связи краниального шейного ганглия с сосудами шеи сформированы и существуют с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются тирозингидроксилазо-иммунопозитивными и кальбиндиниммунонегативными. Часть нейронов узла, проецирующихся к сосудам шеи, N содержит нейропептид У. Процент вазомоторных нейронов, содержащих НПУ, увеличивается в первые 20 суток жизни.

Впервые установлено, что импульсная активность нейронов крысят ранних возрастных групп (новорожденных и 10-дневных) характеризовалась низкой частотой разрядов и наличием большого процента нейронов с апериодической активностью. В процессе возрастного развития происходит увеличение частоты импульсации и разнообразие паттерна активности. Характер нейронной фоновой активности формируется в онтогенезе у крыс уже к 20 дню жизни. Окончательное формирование амплитудно-частотных характеристик нейронной активности в краниальном шейном ганглии крысы завершается к концу 1 месяца жизни.

Получены, новые данные и об особенностях возрастных изменений фоновой электрической- активности* отдельных ветвей. Фоновая электрическая: активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается, гетерохронно. В' преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суток жизни. В пре- и постганглионарных волокнах наибольшее значение мощности приходится на частоты, синхронные' с сердечной деятельностью. Окончательно характер активности становится сопоставимым с взрослым животным в преганглионарных волокнах — с 20 суток, а в постганглионарных - с 30 суток жизни.

Полученные результаты расширяют представление о морфологических особенностях как самого краниального шейного ганглия, так и составляющих его нейронов и их изменениях в процессе возрастного развития. Полученные нормативные морфо-функциональные характеристики нейроцитов и ветвей краниального шейного ганглия необходимы для оценки результатов исследования закономерностей иннервации внутренних органов грудной полости и шеи, имеют значение для сравнительной анатомии и физиологии и решения возможности экстраполяции экспериментальных данных на человека.

Конкретные результаты проведенного исследования могут использоваться как новые сведения о структуре и функции краниального шейного ганглия в учебном процессе на кафедрах анатомии и физиологии.

На защиту выносятся следующие положения:

1. Краниальный шейный узел крысы характеризуется вариабельностью форм, характера отхождения ветвей и расположения относительно бифуркации общей сонной артерии.

2. В постнатальном онтогенезе число нейронов краниального шейного узла крысы достоверно не меняется. При этом в краниальном шейном ганглии в первые шесть месяцев жизни отсутствуют процессы пролиферации и апоптоза нейронов.

3. Нейроны краниального шейного узла с различными иммуногистохимическими характеристиками, а также пре- и постганглионарные волокна развиваются гетерохронно.

4. Морфологические и функциональные характеристики нейронов краниального шейного ганглия крысят становятся сопоставимыми с характеристиками взрослого животного к концу второго месяца жизни.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Анатомия человека», Коробкин, Александр Анатольевич

ВЫВОДЫ

1. В постнатальном онтогенезе происходят морфологические изменения краниального шейного ганглия, сопровождающиеся I появлением формы в виде песочных часов у 10-суточных и более взрослых животных. После рождения.узел смещается в краниальном направлениишо отношению к бифуркации общей сонной артерии.

2. Наблюдаются вариации в, числе отходящих ветвей от краниальной (три варианта), каудальной (два варианта) и средней'трети (два варианта) краниального шейного ганглия. В отношении вариантов ветвей, отходящих от краниальной и каудальной трети ганглия, не наблюдается возрастных различий. У 10-суточных и более взрослых животных, число ветвей, отходящих от средней трети ганглия, увеличивается по сравнению с новорожденными животными.

3. Среднее число нейронов в краниальном шейном узле с момента рождения достоверно не изменяется. При этом в ганглии, в постнатальном онтогенезе, не наблюдаются процессы пролиферации и апоптоза;нейронов.

4. Популяция нейронов краниального шейного узла с момента рождения является гетерогенной по иммуногистохимическим характеристикам. Подавляющее большинство нейронов (свыше 98%) содержат фермент синтеза катехоламинов тирозингидроксилазу. У новорожденных крысят 52% нейронов узла содержат нейропептид У и 22% - кальбиндин.

5. Популяции нейронов краниального шейного ганглия с различными иммуногистохимическими характеристиками развиваются гетерохронно. В первые 20 суток жизни наблюдается увеличение процентного содержания нейропептид У-иммунореактивных нейронов. После первых 10 суток жизни значительно уменьшается доля кальбиндин-позитивных нейронов, достигая минимальных значений к концу второго месяца жизни. Окончательно формирование нейрохимического состава краниального шейного ганглия крысы завершается к концу второго месяца жизни.

6. Иннервация сосудов скелетных мышц осуществляется нейронами краниального шейного ганглия уже с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются тирозингидроксилазо-иммунопозитивными и кальбиндин-иммунонегативными. В онтогенезе, в первые 20 суток жизни, у крыс увеличивается процент нейронов, иннервирующих сосуды и содержащих нейропептид У.

7. В краниальном шейном ганглии крыс фоновая активность нейронов с момента рождения выражена слабо. В онтогенезе увеличивается частота, амплитуда импульсации, возрастает процент нейронов, разряжающихся синхронно с сердечной деятельностью, и уменьшается доля нейронов с апериодическим типом импульсации. Характер фоновой электрической активности нейронов ганглия окончательно формируется уже к 20 суткам жизни.

8. Фоновая электрическая активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается гетерохронно. В преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суткам жизни. Окончательно характер активности становится сопоставимым с взрослым животным в преганглионарных волокнах - с 20 суток, а в постганглионарных - с 30 суток жизни.

8. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проведенной работы выявлены анатомические особенности' краниального шейного^ ганглия, морфометрические, иммуногистохимические характеристики* нейронов > краниального«.шейного ганглия и особенности их фоновой, активности у крысят в постнатальном онтогенезе.

Исследование проведено с использованием классических нейроморфологических, иммуногистохимических и электрофизиолошческих методов. При изучении вариантов отхождения нервов от ганглия применялся метод препарирования. Для выявления нейрохимического состава нейронов узла применялся иммуногистохимический метод с использованием двойного мечения антителами и последующей флуоресцентной микроскопией. Определение морфометрических свойств нейроцитов производилось при помощи компьютерных программ анализа изображений. Фоновая активность отдельных нейронов и волокон определялась электрофизиологическими методами.

Результаты показали, что краниальный шейный ганглий крысы, характеризуется вариабельностью форм, расположения относительно бифуркации общей сонной артерии и характером отхождения ветвей. Наиболее распространенной является веретенообразная форма, представляющая в сечении эллипс. Форма в виде песочных часов встречается у 10-суточных и более взрослых животных в меньшем проценте случаев.

В постнатальном онтогенезе закономерно с увеличением длины и массы животного возрастают размеры и объем краниального шейного узла. Длина узла в ходе возрастного развития увеличивается в два раза, ширина - в полтора раза, толщина - в два раза, в то время как длина крысы — в четыре раза (В.И. Западнюк, 1974). Объем узла возрастает восьмикратно. У человека симпатические ганглии приобретают размеры, свойственные взрослым, к 8-13 годам. Размеры узлов к этому времени возрастают вдвое по сравнению с новорожденными (К.И. Гришан, 1965). Таким образом, анатомически краниальный шейный ганглий, у млекопитающих является-достаточно сформированным к моменту рождения:

Тем не менее, топография краниального' шейного ганглия, в. онтогенезе не остается, постоянной. В первые 10 суток после рождения узел смещается в краниальном направлении по отношению к бифуркации общей сонной артерии.

У крысят разного возраста наблюдались вариации в числе отходящих ветвей от краниальной, каудальной и средней трети ЮНГ. Нами обнаружено три варианта отхождения ветвей от краниальной трети узла. При этом от краниальной трети ганглия отходит внутренний сонный нерв, а также могут быть дополнительные ветви: ветвь к подъязычному нерву и одна дополнительная ветвь, лежащая между ними, идущая в область яремного отверстия. Имеется два варианта отхождения ветвей от средней части ганглия, когда раздельно отходит наружный сонный нерв, а также вариант, когда могут раздельно начинаться наружный сонный нерв, несколько ветвей к блуждающему нерву, и к глотке. От каудальной трети отходили одна или две ветви к краниальной щитовидной артерии.

В отношении вариантов ветвей, отходящих от краниальной и каудальной трети ганглия, не наблюдается возрастных различий. От средней трети ганглия у всех новорожденных крысят обнаруживался единственно отходящий наружный сонный нерв в виде тонкой ветви, расположенный более краниально по сравнению с другими возрастными группами. У 10-суточных и более взрослых животных, число ветвей, отходящих от средней трети ганглия, увеличивается до трех. Вероятно, при этом не происходит роста новых нервных волокон, а происходит расщепление одного нервного ствола на три ветви. Можно предположить, что при этом суммарное количество нервных волокон во всех трех ветвях не меняется, т.к. общее число нейронов в узле в онтогенезе остается постоянным. В звездчатом ганглии кошки и крыс основные варианты отхождения ветвей, присущие взрослым животным, уже сформированы к моменту рождения (П.М. Маслюков, 1997, М.Б.Корзина, 2008).

Установлено, что характеристики нейронов претерпевают изменения в постнатальном онтогенезе. Проведенные морфометрические и гистохимические исследования свидетельствуют о неоднородности клеточного состава нейронов краниального шейного ганглия крысы уже к моменту рождения. Имеются отдельные популяции нейронов, различные по морфологическим и функциональным особенностям.

Исследование морфометрических параметров нейроцитов звездчатого узла крысы в постнатальном онтогенезе позволило установить, что размеры нейронов увеличиваются в несколько раз: площадь сечения с 170±6 мкм2 у новорожденных до 518±26 мкм2 у шестимесячных, соответственно. Это соответствует данным полученным на разных животных: кошке, собаке (МавНикоу, 2003; Рюгейо е1 а1., 2007).

Площадь сечения нейронов после рождения возрастает, что сопровождается снижением плотности нервных клеток на центральных срезах. У новорожденных животных плотность расположения нейронов равнялась 2655+251 на мм2, у шестимесячных - 616±41, соответственно. Те же закономерности выявлены ранее на звездчатом узле крысят и котят разных возрастов (МаэНикоу, 2003; М.Б.Корзина, 2008).

В ганглии новорожденного крысенка крупные клетки отсутствуют, основную массу составляют нейроны малых размеров. В процессе возрастного развития увеличивается доля средних (с площадью сечения 400-800 мкм ) и крупных клеток (с площадью сечения более 800 мкм") и уменьшается процент мелких клеток (с площадью сечения до 400 мкм2). Крупные нейроны со средней площадью сечения 601-800 мкм впервые появляются у одномесячных животных. Нейроны с площадью сечения свыше 1200 мкм2 встречались только у шестимесячных животных.

Сходным образом происходят изменения нейронов различных размерных групп в звездчатом« ганглии крыс и кошек в постнатальном онтогенезе, однако в краниальном < шейном ганглии крыс преобладают более мелкие клетки (Masliukov, 2003; М'.Б.Корзина, 2008).

Согласно литературным-, данным, в» краниальном шейном* ганглии крысят наблюдается значительное уменьшение числа нервных клеток в течение первой постнатальной недели (Wright et аГ., 1983). Однако' в настоящей работе при применении антител к ферменту апоптоза — ферменту каспазе 3 не было выявлено значимого процента клеток, подвергающихся запрограммированной гибели. В тоже время, результаты другой серии экспериментов с использованием маркера пролиферации Ki67 свидетельствуют о незначительной пролиферации нервных клеток в возрасте до 10 суток жизни. Все это хорошо согласуется с нашими расчетными данными, указывающими на то, что в онтогенезе крыс число нейронов в краниальном шейном ганглии достоверно не менялось и варьировало от 43345+5946 у 10-суточного и до 51429+7246 у 20-суточного, соответственно. Данные литературы свидетельствуют, что у новорожденных мышей процент пролиферирующих Ki67-иммунопозитивных клеток в краниальном шейном узле составляет 20, затем снижается и к концу третьей недели жизни только 0.4% клеток сохраняют способность к делению. При этом основная масса делящихся клеток представлена клетками глии, у новорожденной мыши выявляется лишь несколько процентов нейробластов, которые исчезают у более взрослых (Shi et al., 2008).

Установлено изменение иммуногистохимических характеристик нейронов в ходе онтогенеза. Это согласуется с литературными данными, указывающими на то, что параллельно с функциональным созреванием в нейронах симпатических узлов идет перестройка медиаторного состава, которая может происходить под влиянием целого ряда различных трофических факторов (Ernsberger, 2001). Тем не менее, набор нейротрансмиттеров, характерный для взрослого организма, присутствует в краниальном шейном ганглии крыс уже с момента рождения.

Установлено, что также как и у взрослых, у новорожденных основная масса- нервных клеток содержит ферменты синтеза норадреналина. Часть же норадренергических нейронов содержит и другие нейротрансмиттеры. Различий между иммуногистохимическими особенностями нейронов правого и левого ганглия не наблюдалось.

У новорожденных животных в звездчатом ганглии большая часть нейроцитов содержала одновременно тирозингидроксилазу и нейропептид У. В первые 20 суток жизни процент нейропептид У-иммунопозитивных нейронов увеличивается. Это согласуется с данными, полученными на краниальном шейном узле взрослой крысы (Richardson et al., 2006). В краниальном шейном ганглии морской свинки данная группа нейроцитов также преобладает, начиная с периода раннего эмбриогенеза (Morris et al., 2001). Очевидно, это можно объяснить ангиогенным эффектом нейропептида У на возрастающее количество сосудов микроциркуляторного русла в процессе онтогенеза (Zukowska-Grojec et al., 1998).

У новорожденных и 10-суточных крысят в краниальном шейном узле выявляется достаточно большой процент кальбиндин-иммунореактивных нейронов. После первых 10 суток жизни значительно уменьшается доля кальбиндин-позитивных нейронов, достигая минимальных значений к концу второго месяца жизни. Это хорошо коррелирует с данными литературы, полученными при исследовании центральной нервной системы, свидетельствующими, что в онтогенезе процентное содержание различных типов кальций-связывающих белков меняется. По последним данным, в частности, уменьшается процент нейронов, содержащих кальбиндин. Доля кальретинин- и парвальбумин-иммунореактивных нейронов остается неизменной (Choi et al., 2010). Очевидно, это связано с тем, что кальций играет важную роль в возрастных и стрессиндуцированных изменениях ЦНС. В развивающихся нейронах при участии; ионов кальция происходит регуляция роста нейронов: и. морфологической пластичности, в частности конуса роста и развитие дендритов (Yano et al., 1998; Simons, Pellionisz, 2006): Вероятно; кальбиндин особенно! важен на ранних этапах постнатального развития нервной системы и впоследствии его роль уменьшается.

С возрастом животных увеличивается доля средних и крупных нейронов, содержащих тирозингидроксилазу и уменьшается процент мелких и очень мелких. Нейроны с различными иммуногистохимическими характеристиками имеют разные размеры. Нейропептид Y - и кальбиндин -содержащие нейроны имеют меньшую среднюю площадь сечения по сравнению с тирозингидроксилазо-иммунопозитивными нейронами. В свою очередь, кальбиндин -иммунопозитивные нейроны в первые 10 суток жизни имеют достоверно меньшие размеры по сравнению с нейропептид Y-содержащими; клетками, а у более взрослых животных средняя площадь сечения кальбиндин-содержащих нейронов достоверно превосходит аналогичный показатель нейропептид Y-иммунореактивных клеток. О меньшем; размере нейронов, содержащих нейропептид Y и кальбиндин, у взрослых крыс свидетельствуют и литературные данные (Richardson et al., 2006).

Нервные связи краниального шейного узла с сосудами шеи сформированы и существуют с момента рождения. Все симпатические вазомоторные нейроны являются тирозингидроксилазоиммунопозитивными и кальбиндин-иммунонегативными. Часть нейронов краниального шейного узла, проецирующихся к сосудам шеи, содержит нейропептид Y. Процент вазомоторных нейронов, содержащих нейропептид Y, увеличивается в первые 20 суток жизни. Сходный; паттерн (увеличение процентного соотношения меченых клеток между 10 и 20 днями жизни) был продемонстрирован ранее при исследовании связей нейронов звездчатого узла с органами-мишенями (П.М.Маслюков, 2000):

Можно предположить, что в этом периоде орган-мишень может влиять на нейротрансмиттерные свойства нейрона.

Фоновая электрическая активность, нейронов краниального шейного узла крысят ранних возрастных групп (новорожденных и 10-суточных)-характеризовалась низкой частотой* разрядов и наличием большого процента нейроновх апериодической активностью. Это можно объяснить^ морфологической и функциональной незрелостью нейронов« и синаптической передачи в ранних возрастных периодах (Anderson, et al., 2002; П.М.Маслюков, А.Д.Ноздрачев, 2006).

Нейроны, имеющие сердечную ритмику импульсации, не были обнаружены у животных первых десяти дней жизни. У 20-дневных крысят процент нейронов с таким характером импульсации был очень небольшим. Сравнительно небольшая доля нейронов с разрядами, синхронными с ЭКГ, в симпатических узлах у животных раннего возраста была отмечена в ряде работ (Sica et al., 1994; 2002). Вероятно, причиной таких изменений является перестройка взаимоотношений между симпатическим и парасимпатическим звеном автономной нервной системы и увеличения влияния на симпатическую нервную систему со стороны барорецепторов, преимущественно аортальной и синокаротидной зон.

Частотный компонент, совпадающий с сердечной деятельностью является результатом активности стволовых центров, в частности нейронов ростральной ветролатеральной области продолговатого мозга, ингибируемых импульсами от барорецепторов (Barman, Kenney, 2007; Gilbey, 2007). Дыхательная ритмика также имеет супраспинальное происхождение (Barman et al., 2005). В то же время, часть нейронов ростральной ветролатеральной области продолговатого мозга обладает спонтанной активностью, и внешние влияния могут лишь модулировать внутреннюю активность этого осциллятора. Помимо этого, приводятся доказательства участия других супраспинальных структур в генерации ритма: латерального тегментального поля, ретикулярной формации моста

Barman et al., 2005; Barman, Kenney, 2007; Gilbey, 2007; Pilowsky et al., 2008).

Во всех возрастных группах наибольший процент нейронов проявлял нерегулярную активность. Это совпадает с данными, полученными на взрослых животных (В.И.Скок, А.Я.Иванов, 1989; McLachlan, 2003; Malpas, 2004). Тем не менее, в спектре мощности фоновой электрической активности, зарегистрированной от нервов, наибольшую часть занимают частоты, имеющие сердечную ритмику (Masliukov, 2003; П.М.Маслюков, А.Д.Ноздрачев, 2006). Возможная причина расхождений заключается в том, что в основе регистрации электрической активности от целых нервов лежит отведение суммированных потенциалов действия отдельных волокон. Чем более синхронны разряды в волокнах, тем больше амплитуда сигналов (Malpas, 2004). Очевидно, нейроны, проявляющие сердечную ритмику, разряжаются более синхронно по сравнению с нейронами, обнаруживающими другой характер активности.

У новорожденных в спектре мощности фоновой электрической активности преганглионарных волокон шейного симпатического ствола амплитуда мощности частот, синхронных с деятельностью сердца и дыханием была достоверно меньше аналогичных показателей у 10-суточных и более взрослых крысят. У 10-суточных животных частоты, связанные с деятельностью сердца и дыханием имеют примерно равную мощность. С 20 суток жизни частоты, имеющую сердечную составляющую, преобладают в спектре мощности.

В постганглионарных волокнах наружного сонного нерва у новорожденных животных синхронные разряды отсутствуют. В частотном спектре отсутствуют пики и сам спектр по своему характеру близок к шуму. Отдельные пики, выделяющиеся из фона, появляются у 10-суточного крысенка, в частности, синхронные с сердечной деятельностью. Сердечная составляющая в фоновой электрической активности наибольшую амплитуду спектра мощности получает с 20 суток жизни. В целом, спектр мощности фоновой электрической активности постганглионарных нервов у крыс в возрасте 20 дней и старше имеет те же частоты, что и в шейном* симпатическом стволе. Окончательное становление характера* фоновой импульсации постганглионарных волокон« приходится на ЗО сутки жизни, где становится более выраженной частота, связанная с дыханием, присутствующая, впоследствии и у более взрослых.

Следовательно, фоновая электрическая активность в пре- и постганглионарных волокнах развивается гетерохронно. В' преганглионарных она присутствует с момента рождения, в постганглионарных появляется лишь к 10 суткам жизни. Причиной асинхронии может служить незрелость синаптической передачи» у новорожденных животных (В.С.Шевелева, 1977). В пре- и постганглионарных волокнах наибольшее значение мощности приходится на частоты, синхронные с сердечной деятельностью. Окончательно характер активности становится сопоставимым с взрослым животным, в преганглионарных волокнах — с 20 суток, а в постганглионарных - с 30 суток жизни.

Характер изменения средней амплитуды разряда отдельных нейронов сходен с аналогичным процессом в целом нерве (МазНикоу, 2003; П.М.Маслюков, А.Д.Ноздрачев, 2006). При регистрации активности отдельных нейронов и целых нервов амплитуда потенциалов окончательно устанавливается к концу 1 месяца жизни.

Таким образом, краниальный шейный ганглий крысы уже с момента рождения является функционирующим элементом симпатической нервной системы. Анатомически у новорожденных крысят краниальный шейный ганглий является сформированным. В то же время, клеточный состав ганглия- в этом возрасте является незрелым. В ходе постнатального онтогенеза происходит рост, дифференцировка нейронов, преобразование медиаторного состава, характера фоновой активности. Изменение морфо-функциональных характеристик нейронов происходит гетерохронно.

Окончательное формирование характера фоновой нейронной активности завершается к концу 1 месяца жизни. Созревание набора нейротрансмиттеров в краниальном шейном узле крысы завершается к концу второго месяца жизни. Окончательно размеры нейроцитов стабилизируются к шести месяцам жизни.

109

Список литературы диссертационного исследования кандидат медицинских наук Коробкин, Александр Анатольевич, 2011 год

1. Автандилов Г.Г. Медицинская морфометрия. М.: Медицина, 1990. -384с.

2. Ашмарин И.П. Стукалов П.В. Нейрохимия М., 1996. - 470 с.

3. Бабминдра В. П. Структурная пластичность межнейронных синапсов.-Л., 1972.- 181с.

4. Бабминдра В.П., Брагина Т.А. Структурные основы межнейронной интеграции.- Л., 1982.- 164 с.

5. Голуб Д.М. Строение периферической нервной системы в эмбриогенезе человека. Атлас. Минск, 1962. 377 с.

6. Гришан ЬС.И. О возрастных особенностях строения верхнего шейного симпатического узла // Матер. 7-й науч. конф. по вопросам возрастной морфологии, физиологии, биохимии. М., 1965. С. 49-50.

7. Гусев Н.Б. Внутриклеточные Са-связывающие белки. Часть 1. Классификация и структура // Соровский образовательный журнал. -1998.-№5.-С. 2-9.

8. Жаботинский Ю.М. Нормальная и патологическая морфология вегетативных ганглиев. М., 1953. 292 с.

9. Западнюк И.П. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. Киев, 1974. - 304 с.

10. Ю.Колосов Н.Г. Вегетативный узел. Л., 1972. 51 с.

11. Корзина М.Б. Анатомические и функциональные особенности звездчатого агнглия белой крысы в постнатальном онтогенезе. // Автореф. дисс. к.м.н. — Ярославль, 2009. — 28 с.

12. Корзина М.Б., Емануйлов А.И., Новаковская С.А., Арчакова Л.И., Маслюков П.М. Развитие нейронов звездчатого узла крыс, содержащих мембранные мускариновые и пуринорецепторы // Морфология. 2008. — Т. 134. - № 6. - С. 27-31.

13. Королева C.B., Ашмарин И.П. Нейропептид Y: многообразие и кажущаяся противоречивость функций. Анализ возможных опосредованных эффектов // Усп. физиол. наук. 2000. - Т. 31. - № 1. -С. 31-46.

14. Костина Т.Ф. Активность каудального брыжеечного, ганглия в, зависимости от приходящей к нему импульсации (возрастной аспект) // Нейрофизиология. 1971. - Т. 3. - № 5. - С. 533-541.

15. Кущ A.A., Ярыгин В.Н. Полиплоидия одноядерных и двуядерных нейронов в верхнем шейном узле кролика // Цитология. 1965. Т. 7. N 2. с. 228-233.

16. Лакин Г.Ф. Биометрия.- М.: Наука, 1980. 293 с.

17. Маслюков П.М. Связи нейронов звездчатого ганглия кошки с органами-мишенями в постнатальном онтогенезе // Российский физиологический журнал им. И.М.Сеченова. 2000. - Т. 86. - № 6. - С. 703-710.

18. Маслюков П.М., Ноздрачев А. Д. Ритмическая электрическая активность в ветвях звездчатого ганглия кошки в постнатальном онтогенезе // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2006. - Т. 92. - № З.-С. 324-329.

19. Маслюков П.М., Ноздрачев А.Д., Timmermans J.-P. Возрастные особенности нейротрансмиттерного состава нейронов звездчатого узла. Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 2006. Т. 92. - № 2. - С. 214-220.

20. Николлс Дж.Г., Мартин А.Р., Валлас Б.Дж., Фукс П.А. От нейрона к мозгу. М., 2003. - 672 с.

21. Ноздрачев А.Д. Кортикостероиды и симпатическая нервная система. Л., 1969. 172 с.

22. Ноздрачев А.Д. Анатомия кошки. Л., 1973. 232 с.

23. Ноздрачев А.Д. Вегетативная рефлекторная дуга. Л., 1978, - 232с.

24. Ноздрачев А.Д. Физиология вегетативной нервной системы. Л., 1983.-296с.

25. Ноздрачев А.Д. Химическая структура периферического автономного (висцерального) рефлекса // Успехи физиологических наук. 1996. - Т. 27. - № 2. - С. 28-60.

26. Ноздрачев А.Д., Маслюков П.М. Нейропептид У и автономная нервная система > // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. — 2011. — Т. 47.-№2.-С. 105-112.

27. Ноздрачев А.Д., Фатеев М.М: Звездчатый ганглий: структура и функции.- СПб., 2002.- 239с.

28. Ноздрачев А.Д., Поляков E.JI. Анатомия крысы.- СПб., 2001.- 464с.

29. Ноздрачев А.Д., Поляков E.JL, Федин А.Н. Анатомия кролика.- СПб., 2009.- 353 с.

30. Ноздрачев А.Д., Фатеев М.М. Звездчатый ганглий. Структура и функции. СПб, 2002. - 239 с.

31. Ноздрачев А.Д., Чумасов Е.И. Периферическая нервная система. СПб, 1999.-281 с.

32. Ноздрачев А.Д., Янцев A.B. Автономная передача. СПб, 1995. - 283 с.

33. Поповиченко A.JI. К возрастной морфологии звездчатого узла. Автореф. дисс. канд. мед. наук. Караганда, 1960. - 20 с.

34. Скок В.И. Физиология вегетативных ганглиев.- Л., 1970.- 235с.

35. Скок В. И., Иванов А. Я. Естественная активность вегетативных ганглиев. Киев, 1989. 176с.

36. Тарасова О.С., Мартьянов A.A., Родионов И.М. Роль медиаторов в регуляции артериального давления // Природа, 2002. № 11, С. 21-27.

37. Тасбулатова Р.Д. К вопросу о возрастной морфологии верхнего шейного симпатического узла // Уч. записки анатомов, гистологов и эмбриологов республик Средней Азии и Казахстана.- Ташкент, 1966.-Вып. 2.- С. 66-68.

38. Черниговский В.Н. Интероцепторы. М., 1960. - 660 с.

39. Шаширина М.М. О структурной организации верхнего шейного симпатического узла кошки // Архив, анат., гистол. и эмбриол. 1963. — Т. 45.-С. 59-64.

40. Швалев В.Н., Сосунов^ А.А., Гуски Г. Морфологические основы иннервации^сердца. М., 1992. 368 с.

41. Шевелева B.C. Эволюция функции симпатических ганглиев в онтогенезе. Л., 1977. 438 с.

42. Щербин Ю.И. Амплитудные и частотные характеристики спонтанной активности симпатического нерва у нормотензивных крыс. Рос. физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 90 (4): 437-446. 2004.

43. Ярыгин Н.Е., Ярыгин В.Н. Патологические и приспособительные изменения нейрона. М., 1973. 190 с.

44. Abrahamsson С. Neuropeptide Yl- and Y2-receptor-mediated cardiovascular effects in the anaesthetized guinea pig, rat, and rabbit // J. Cardiovasc. Pharmacol. 2000. V 36. P. 451-458.

45. Adrian E.D., Bronk D.W., Philips G. Discharges in mammalian sympathetic nerves // J. Physiol. 1932. - V. 74. - P. 115-133.

46. Anderson R.I., Morris J.L., Gibbins I.L. Neurochemical differentiation of functionally distinct populations of autonomic neurons // J. Сотр. Neurol. 2001. V. 429 P. 419-435.

47. Anderson R.L., Jobling P., Matthew S.E., Gibbins I.L. Development of convergent synaptic inputs to subpopulations of autonomic neurons // J. Сотр. Neurol. 2002. - V. 447. - P. 218-233.

48. Apostolova G, Dechant G. Development of neurotransmitter phenotypes in sympathetic neurons // Auton. Neurosci. 2009. - V. 151. — P. 30-38.

49. Armstrong A., Ryu Y.K., Chieco D., Kuruvilla R. Frizzled3 is required for neurogenesis and target innervation during sympathetic nervous system development // J. Neurosci. -2011. -V. 31. P. 2371-2381.

50. Baekey D.M., Dick Т.Е., Paton J.F. Pontomedullary transection attenuates central respiratory modulation of sympathetic discharge, heart rate and thebaroreceptor reflex in the in situ rat preparation // Exp Physiol. — 2008. — V. 93.-P. 803-816.

51. Baffi J., Gores.T., Slowik F., Horvath M., Lekka N., Pasztor E., Palkovits M. Neuropeptides in the human superior cervical ganglion // Brain Res. 1992 V. 570. P. 272-278.

52. Baker D.M., Santer R.M. Morphometric studies on pre- and paravertebral sympathetic neurons in-the rat: changes with age // Mech: Ageing Dev. -1988.-V. 42.-P. 139-145.

53. Balasubramaniam A. Neuropeptide Y family of hormones: receptor subtypes and antagonists // Peptides. 1997. V. 18. P. 445-457.

54. Barman S.M., Gebber G.L. Basis for synchronization of sympathetic and phrenic nerve discharges // Am. J. Physiol. 1976. - V. 231. - R1601-1607.

55. Barman S.M., Gebber G.L. Sympathetic nerve rhythm of brain stem origin // Am. J. Physiol. 1980. - V. 239. - R42-47.

56. Barman S.M., Gebber G.L. Rostral ventrolateral medullary and caudal medullary raphe neurons with activity correlated to the 10-Hz rhythm in sympathetic nerve discharge // J. Neurophysiol. 1992. - V. 68. - P. 15351547.

57. Barman S. M., Gebber G. L. Lateral tegmental field neurons play a permissive role in governing the 10-Hz rhythm in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1993. - V. 265. - R1006-R1013.

58. Barman S. M., Gebber G. L. Subgroups of rostral ventrolateral medullary and caudal medullary raphe neurons based on patterns of relationship to sympathetic nerve discharge and axonal projections // J. Neurophysiol. -1997.-V. 77.-P. 65-75.

59. Barman S.M., Gebber G.L. Role of ventrolateral medulla in generating the 10-Hz rhythm in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2007. - V. 293. - R223-233.

60. Barman S.M., Kenney M.J. Methods of analysis and physiological relevance of rhythms in sympathetic nerve discharge // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol.- 2007. V. 34. - P. 350-355.

61. Bell D., Allen A.R., Kelso E.J., Balasubramaniam A., McDermott B.J. Induction of hypertrophic responsiveness of cardiomyocytes to neuropeptide Y in response to pressure overload // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2002. - V. 303.-P 581-591.

62. Bischoff A.- Michel M.C. Renaleffects of neuropeptide Y // Eur. J. Physiol.- 1998. Y. 435. - P. 443-453.

63. Black I.B. Regulation of autonomic development // Ann. Rev. Neurosci. -1978. V.l. - P.183-214.

64. Booth L.C., Bennet L., Guild S.J., Barrett C.J., May C.N., Gunn A.J., Malpas S.C. Maturation-related changes in the pattern of renal sympathetic nerve activity from fetal life to adulthood // Exp Physiol. — 2011. — V. 96. — P. 85-93.

65. Boczek-Funcke A., Dembowsky K., Habler H. J., Janig W., Michaelis M. Respiratory-related activity patterns in preganglionic neurones projecting into the cat cervical sympathetic trunk // J. Physiol. 1992. - V. 457. - P. 277-296.

66. Brown D.C., Gatter K.C. Ki67 protein: the immaculate deception? Histopathology. 2002. - V. 40. - P. 2-11.

67. Brown D.R., Brown L.V., Patwardhan A., Randall D.C. Sympathetic activity and blood pressure are tightly coupled at 0.4 Hz in conscious rats // Am. J. Physiol. 1994. -V. 267. - R1378-R1384.

68. Cane K.N., Anderson C.R. Generating diversity: Mechanisms regulating»the differentiation of autonomic neuron phenotypes // Auton. Neurosci. — 2009. -V. 151.-P. 17-29.

69. Castro F. de. Sympathetic ganglia normal and pathological. In: Cytology and, cellular pathology of nervous system. / Ed*. W. Penfield. Paul. B. Hoeber, New York, 1932. PI 317-379:

70. Choi J.H., Lee.C.H., Yoo K.Y., Hwang P.K., Lee I.S., Lee Y.L., Shin KG., Won M.H. Age-related changes in calbindin-D28k, parvalbumin, and calretinin immunoreactivity in the dog main olfactory bulb // Cell Mol. Neurobiol. 2010. - V. 30. - P. 1-12.

71. Cochard, P., Goldstein, M., Black, I.B. Initial development of the noradrenergic phenotype in autonomic neuroblasts of the rat embryo in vivo //Dev.Biol. 1979.-V. 71.-P. 109-114.

72. Davies A.M. Extracellular signals regulating sympathetic neuron survival and target innervation during development // Auton. Neurosci. 2009. - V. 151.-P. 39-45.

73. Douglas W.W., Ritchie J.M. The conduction of impulses through the superior cervical and accessory cervical ganglia of the rabbit. J. Physiol. (London). 1956.-V. 133.-P. 220-231.

74. Elfvin L.G. (Ed.) Autonomic Ganglia. Chichester, 1983. - 385 p.

75. Ernsberger, U. The development of postganglionic sympathetic neurons: coordinating neuronal differentiation and diversification // Auton. Neurosci.: Basic and Clin. 2001. - V. 94. - P. 1-13.

76. Ernsberger U., Rohrer H. Development of the cholinergic neurotransmitter phenotype in postganglionic sympathetic neurons // Cell Tissue Res. 1999. V. 297. P. 339-361.

77. Fioretto E.T., de Abreu R.N., Castro M.F., Guidi W.L., Ribeiro A.A. Macro-and microstructure of the superior cervical ganglion in dogs, cats and horses during maturation // Cells Tissues Organs. 2007. - V. 186. - P. 129-140.

78. Gabella G. Structure of the autonomic nervous system. London; New York, 1976. 214 p.

79. Gebber, G. L. Central determinants of sympathetic nerve discharge // In: Central Regulation of Autonomic Functions, pp 126-144. Eds. A. D. Loewy and K. M. Spyer. Oxford University Press. New York, 1990.

80. Gebber G.L., Barman S.M. Basis for 2-6 cycles/s rhythm in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1980. - V. 239. - R48-56.

81. Gebber G.L., Zhong S., Paitel Y. Bispectral analysis of complex patterns of sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1996. - V. 271. - R1173-R1185.

82. Gebber G.L., Zhong S., Barman S.M., Paitel Y., Orer H.S. Differential relationships among the 10-hz rhythmic discharges of sympathetic nerves with different targets // Am. J. Physiol. 1994. - V. 267. - R387-R399.

83. Gibbins I.L., Jobling P., Morris J.L. Functional organization of peripheral vasomotor pathways // Acta Physiol. Scand. 2003. - V. 177. - P. 237-245.

84. Gilbey M.P. Sympathetic rhythms and nervous integration // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 2007. - V. 34. - P. 356-361.

85. Glebova N.O., Ginty D.D. Heterogeneous requirement of NGF for sympathetic target innervation in vivo. J. Neurosci. — 2004. V. 24. — P. 743-751.

86. Goldhawk D.E., Meakin S.O., Verdi J.M. Subpopulations of rat B21 neuroblasts exhibit differential neurotrophin responsiveness during sympathetic development // Dev. Biol. 2000. V. 218. P. 367-377.

87. Gonsalvez D.G., Kerman I.A., McAllen R.M., Anderson C.R. Chemical coding for cardiovascular sympathetic preganglionic neurons in rats // J. Neurosci. 2010. - V. 30. - P. 11781 -11791.

88. Gootman P.M., Cohen M.I. Efferent splanchnic activity and systemic arterial pressure // Am. J. Physiol. 1970. - V. 219. - P. 897-903.

89. Gootman P.M., Cohen M.I. Sympathetic rhythms in spinal cats // J. Auton. Nerv. Syst. 1981. - V. 3. - P. 379-387.

90. Gootman P.M., Hundley B.W., Sica A.L. The presence of coherence in sympathetic and phrenic activities in a developing mammal // Acta Neurobiol. Exp. 1996 V. 56 N1 P. 137-145.

91. Grkovic I., Anderson C.R. Calbindin D28K-immunoreactivity identifies distinct subpopulations of sympathetic pre- and postganglionic neurons in the rat // J. Comp. Neurol. 1997. -V. 386. - P. 245-259.

92. Guild S.J., Barrett C.J., McBryde F.D., Van Vliet B.N., Head G.A., Burke S.L., Malpas S.C. Quantifying sympathetic nerve activity: problems, pitfalls and the need for standardization // Exp Physiol. 2010. - V. 95. - P. 41-50.

93. Guyenet P.G., Filtz T.M., Donaldson S.R. Role of excitatory amino acids in rat vagal and sympathetic baroreflexes // Brain Res. 1987. - V. 407. - P. 272-284.

94. Habler H.J., Janig W. Coordination of sympathetic and respiratory systems: neurophysiological experiments // Clin. Exp. Hypertens. 1995. - V. 17. - P. 223-235.

95. Haddad C., Armour J.A. Ontogeny of canine intrathoracic cardiac nervous system. I I Am. J. Physiol. 1991. - V. 261. - Pt2. - R 920-927.

96. Hansel D.E., Eipper B.A., Ronnett G.V. Neuropeptide Y functions as a neuroproliferative factor//Nature: 2001. - V. 410. - P. 940-944.

97. Heitler W.J. Practical tools for analysing rhythmic neural activity // J. Neurosci. Methods. 2009. - V. 185. - P. 151-164.

98. Hellstrom P.M. Mechanisms involved in colonic vasoconstriction and inhibition of motility induced by neuropeptide Y // Acta Physiol. Scand. -1987.-V. 129.-P. 549-556.

99. Hirst, G.D.S., McLachlan, E.M. Post-natal development of ganglia in the lower lumbar sympathetic chain of the rat // J. Physiol. 1984. - V. 349. -P. 119-134.

100. Hodges G.J., Jackson D.N., Mattar L., Johnson J.M., Shoemaker J.K. Neuropeptide Y and neurovascular control in skeletal muscle and skin // Am. J. Physiol. Regulatory Integrative Comp. Physiol. 2009. - V. 297. - P. 546555.

101. Hope B.T., Michael G.J., Knigge K.M., Vincent S.R. Neuronal NADPH-diaphorase is a nitric oxide synthase // Proc. Natl. Acad. Sci. -1991.-V. 88.-P. 2811-2814.

102. Hopkins, D.A., Gootman, P.M., Gootman, N., Armour, J.A. Anatomy of medullary and peripheral autonomic neurons innervating the neonatal porcine heart // J. Auton. Nerv. Syst. 1997. V. 64. P. 74-84.

103. Janig W. Integrative action of the autonomic nervous system: neurobiology of homeostasis. Cambridge, 2006 - 608 p.

104. Janssen B.J.A., Malpas S.C., Burke S.L., Head G.A. Frequency-dependent modulation of renal blood flow by renal nerve activity in conscious rabbits //Am. J. Physiol. 1997. - V. 273. - R. 597-R608.

105. Jobling P., Gibbins I.L. Electrophysiological and morphological diversity of mouse sympathetic neurons // J. Neurophysiol. 1999. - V. 82. -P. 2747-2764.

106. Kummer W., Fischer A., Kurkowski R., Heym C. The sensory and sympathetic innervation of guinea-pig lung and trachea as studied by< retrograde neuronal tracing and double-labeling immunohistochemistry // Neuroscience. 1992. - V. 49. - P. 715-737.

107. Leonard B.L., Navakatikyan М.А., Malpas S.C. Differential regulation of the oscillations in sympathetic nerve activity and renal blood flow following volume expansion // Auton. Neurosci. 2000. - V. 83. - P. 19-28.

108. Leong S.K., Wong W.C. An ultrastructural study of the stellate ganglion of the pigtailed monkey (Macacca nemestina) // J. Anat. 1989. V. 164. P. 1-18.

109. Li Y.W., Guyenet P.G. Effect of substance P on CI and other bulbospinal cells of the RVLM in neonatal rats // Am. J. Physiol. 1997. - V. 273. - R805-R813.

110. Lipski J., Merrill E.G. Electrophysiological demonstration of the projection from expiratory neurones in the rostral medulla to contralateral dorsal respiratory group // Brain Res. 1980. - V. 197. - P. 521-524.

111. Lipski J., Kanjhan R., Kruszewska B., Rong W.F. Properties of presympathetic neurones in the rostral ventrolateral medulla in the rat: an intracellular study in vivo // J. Physiol. 1996. - V. 490. - P. 729-744.

112. Liutkiene G., Stropus R., Pilmane M., Dabuzinskiene A. Age-related structural and neurochemical changes of the human superior cervical« ganglion // Ann. Anat. 2007. - V. 189. - P. 499—509:

113. Lundberg J.M., Franco-Cereceda A., Lou Y.P., Modin A., Pernow J. Differential release of classical transmitters and peptides // Adv. Second Messenger Phosphoprotein. Res. 1994. - V. 29. - P. 223-234.

114. Malpas S.C. A new model for the generation of sympathetic nerve activity // Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 1995. - V. 22. - P. 11-15.

115. Malpas, S.C. The rhythmicity of sympathetic nerve activity // Prog. Neurobiol. 1998. - V 56. - P. 65-96.

116. Malpas S.C. , Bendle R.D., Head G.A., Ricketts J.H. Frequency and amplitude of sympathetic discharges by baroreflexes during hypoxia in conscious rabbits // Am. J. Physiol. 1996. - V. 271. - H2563-H2574.

117. Masliukov P.M. Sympathetic neurons of the cat stellate ganglion in postnatal ontogenesis: morphometric analysis // Auton. Neurosci. 2001. -V. 89.-P. 48-53.

118. McDennott B.J., Millar B.C., Piper HiM. Cardiovascular, effects of neuropeptide Y: receptor interactions and cellular mechanisms // Cardiovasc. Res. 1993. - V. 27. - P. 893-905.

119. McLachlan E.M. The formation of synapses in mammalian sympathetic ganglia reinnervated with preganglionic or somatic nerve // J. Physiol. 1974. V. 237. P. 217-242.1311. McLachlan E.M. (Ed;) Autonomic Ganglia. Luxembourg, 1995. -471 p.

120. McLachlan E.M. Transmission of signals through sympathetic ganglia—modulation; integration or simply distribution? // Acta Physiol. Scand. 2003. -V. 177. - P. 227-235.

121. Meckler R.L., Weaver L.C. Characteristics of ongoing and reflex discharges of single splenic and: renal sympathetic postganglionic fibres in cats // J; Physiol. 1988. - V. 396; - P; 139-153.

122. Millar B.C., Schluter K.D., Zhou X.J., McDermott B.J., Piper H.M. Neuropeptide Y stimulates hypertrophy of adult ventricular cardiomyocytes // Am. L Physiol. Cell Physiol. 1994. - V. 266. - C1271-G1277.

123. Millhorn D.E. Neural respiratory and circulatory interaction during chemoreceptor stimulation and cooling of ventral medulla // J. Physiol. -1986.-V. 370.'-P. 217-231.

124. Moyer J.R., Furtak S.C., McGann J.P., Brown T.H. Aging-related changes in calcium-binding proteins in rat perirhinal cortex // Neurobiol. Aging. -2010.

125. Moreira T.S., Takakura A.C., Colombari E., Guyenet P.G. Central chemoreceptors and sympathetic vasomotor outflow // J. Physiol. 2006. — V. 577.-V. 369-386.

126. Morris J.L., Anderson R.L., Gibbins I.L. Neuropeptide Y imminoreactivity in cutaneous sympathetic and sensory neurons during development of the guinea pig // J. Comp. Neurol. 2001. - V. 437. - № 3. -P. 321-334.

127. Morris J.L., Gibbins I.L., Kadowitz P.J., Herzog H., Kreulen D.L., Toda N., Claing A. Roles of peptides and other substances in cotransmission from vascular autonomic and sensory neurons // Can. J. Physiol. Pharmacol. 1995. V. 73. P. 521-532.

128. Ninomiya I., Akiyama T., Nishiura N. Mechanism of cardiac-related synchronized cardiac sympathetic nerve activity in awake cats // Am. J. Physiol. 1990. - V. 259. - R499-506.

129. Orer H.S., Gebber G.L., Barman S.M. Role of serotonergic input to the ventrolateral medulla in expression of the 10-Hz sympathetic nerverhythm // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2008. - V. 294. -R1435-1444.

130. Parker S.L., Balasubramaniam A. Neuropeptide Y Y2 receptor in health and disease // Br. J. Pharmacol. 2008: - V. 153. - P. 420-431.

131. Pilowsky P.M., Jiang C., Lipski J. An intracellular study of respiratory neurons in the rostral ventrolateral medulla of the rat and their relationship to catecholamine-containing neurons // J: Comp: Neurol. 1990. - V. 301. - P. 604-617.

132. Pilowsky P., Llewellyn-Smith I.J., Minson J., Chalmers J. Sympathetic preganglionic neurons in rabbit spinal cord that project to the stellate or the superior cervical ganglion // Brain Res. 1992. - V. 577. - P 181-188.

133. Protas L., Qu J., Robinson R.B. Neuropeptide y: neurotransmitter or trophic factor in the heart? News Physiol. Sci. 2003. - V. 18. - P. 181-185.

134. Ribeiro A.A.C.M., Davis C., Gabella G. Estimate of size and total number of neurons in superior cervical ganglion of rat, capybara and horse // Anat. Embryol. 2004. - V. 208. - P. 367-380.

135. Richardson R.J., Grkovic I., Anderson C.R. Immunohistochemical analysis of intracardiac ganglia of the rat heart // Cell Tissue Res. 2003. -V.314.-P. 337-350.

136. Richardson, R.J., Grkovic I., Allen* A.M., Anderson C.R. Separate neurochemical classes of sympathetic postganglionic neurons project to-the left ventricle of the rat heart // Cell Tissue Res. 2006 - V. 324. - P. 9-16:

137. Rubin E. Development-of the rat superior cervical ganglion: ganglion cell maturation // J. Neurosci. 1985. V. 5. P. 673-684.

138. Santer R.M., Symons D. Distribution of NADPH-diaphorase activity in rat» paravertebral', prevertebral and pelvic sympathetic ganglia // Cell Tissue Res. V. 271. P. 115-121.

139. Schlicker E., Kathmann M. Presynaptic neuropeptide receptors // Handb. Exp. Pharmacol. 2008. - V. 184. - P. 409-434.

140. Schütz- B, von Engelhardt J, Gördes M, Schäfer MK, Eiden LE, Monyer H, Weihe E. Sweat gland innervation is pioneered by sympathetic neurons expressing a cholinergic/noradrenergic co-phenotype in the1 mouse // Neuroscience. 2008 -V. 156. - P. 310-318.

141. Shepherd G. The synaptic organization of the brain. Oxford; 2004. -719 p.

142. Sica A.L., Siddiqi Z.A. Respiration-related features of sympathetic discharges in the developing-kitten // J. Auton. Nerv. Syst. 1993. - V. 44. -P. 77-84.

143. Sica A.L., Gootman P.M., Gootman N., Armour J.A. Neuronal activity of the stellate ganglia in neonatal swine // J. Auton. Nerv. Syst. -1994. v. 48.-P. 273-277.

144. Sica A.L., Ruggiero D.A., Zhao N., Gootman P:M. Developmental changes in heart rate variability during exposure to prolonged hypercapnia in piglets // Auton. Neurosci. 2002. - V. 100. - P. 41-49.

145. Sica A.L., Siddiqi Z.A., Gandhi4 M.R., Condermi G. Evidence for central pattering of sympathetic discharge in kittens // Brain Res. 1990. -V. 530-P. 349-352. •

146. Simons M.J., Pellionisz A.J. Genomics, morphogenesis and biophysics: triangulation of Purkinje cell development // Cerebellum. 2006. -V. 5.-P. 27-35.

147. Stauss H.M., Persson P.B., Johnson A.K., Kregel K.C. Frequency-response characteristics of autonomic nervous system function in conscious rats // Am. J. Physiol. 1997. - V. 273. - H786-H795.

148. Su C.K., Fan Y.P., Chen C.C., Chern Y. Supraspinal contribution to splanchnic sympathetic activity in neonatal mouse and rat brainstem-spinal cord in vitro // Auton. Neurosci. 2010. V. 156. - P. 51-59.

149. Sun M.K. Central neural organization and control of sympathetic nervous system in mammals // Prog. Neurobiol. 1995. - V. 47. - P. 157-233.

150. Takakura A.C., Colombari E., Menani J.V., Moreira T.S. Ventrolateral medulla mechanisms involved in cardiorespiratory responses to central chemoreceptor activation in rats. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2011. - V. 300. - R501-510.

151. Teitelman, G., Baker, H., Joh, T.H., Reis, D.J. Appearance of catecholamine-synthesizing enzymes during development of rat sympathetic nervous system: possible role of tissue environment // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1979. V. 76. P. 509-513.

152. Uddman R., Tajti J., Sundler F., Cardell L.O. The presence of hemeoxygenase and biliverdin reductase in human cranial ganglia indicates arole for carbon monoxide in neural transmission // Neuro. Endocrinol. Lett. -2004. V. 25. - № 6. - P. 423-428.

153. Vidovic M., Hill C.E. Withdrawal of collaterals of sympathetic axons to the rat eye during postnatal' development: the role of function // J. Auton. Nerv. Syst. 1988. - V. 22. - P. 57-65.

154. Vidovic M., Hill C.E., Hendry I. A. Developmental time course of the sympathetic postganglionic innervation of the rat eye // Brain Res. 1987. -V. 429.-P. 133-138.

155. Voyvodic J.T. Peripheral target regulation of dendritic geometry in the rat superior cervical ganglion // J. Neurosci. 1989. - V. 9. - P. 1997-2010.

156. Weems W.A., Szurszewski J.H. An intracellular analysis of some intrinsic factors controlling neural output from inferior mesenteric ganglion of guinea pigs // J. Neurophysiol. 1978. - V. 41. - P. 305-321.

157. Wright L.L., Cunningham T.J., Smolen A.J. Developmental neuron death in the rat superior cervical sympathetic ganglion cell counts and ultrastructure // J. Neurocytol. 1983. V. 12, N 5. P. 727-738.

158. Xiang Z., Bo X., Burnstock G. P2X receptors immunoreactivity in the rat cochlea, vestibular ganglion and cochlear nucleus // Hear. Res. 1999. -V. 128.-P. 190-196.

159. Yano S., Tokumitsu H., Soderling T.R. Calcium promotes cell survival through CaM-K kinase activation of the protein-kinase-B pathway. Nature. 1998. - V. 396. - P. 584-587.

160. Yuan J., Kroemer G. Alternative cell death mechanisms in development and beyond. Genes Dev. 2010. - V. 24. - P. 2592-2602.

161. Zhong S., Barman S.M., Gebber G.L. Effects of brain stem lesions on 10-Hz and 2- to 6-Hz rhythms in sympathetic nerve discharge // Am. J. Physiol. 1992. - V. 262. - R1015-R1024.