Морфологический и молекулярный аспекты повторной регенерации парной конечности низших позвоночных тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.05, кандидат биологических наук Никифорова, Алёна Игоревна

• Никифорова, Алёна Игоревна
• кандидат биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Никифорова, Алёна Игоревна

ОГЛАВЛЕНИЕ

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ

3. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

3. ¡.Регенерация конечности Urodela 7 3.2.Регенерация плавников Äctinopterygii

4. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

4.1. Материалы

4.2. Методы

5. РЕЗУЛЬТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1 .Исследования повторной регенерации конечности Pleurodeles waltl

(ребристого тритона). 60 2.Исследования регенерации плавников Polypteridae (многоперовых)

и Lepisosteus oculatus (пятнистой панцирной щуки)

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

7. ВЫВОДЫ

8. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

9. ПРИЛОЖЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Морфологический и молекулярный аспекты повторной регенерации парной конечности низших позвоночных»

1. ВВЕДЕНИЕ

Среди модельных объектов исследований регенерации конечности наземных позвоночных хвостатые амфибии (Urodela) занимают особое положение, поскольку способны к полному восстановлению сформированной конечности после ампутации. Изучение регенерации конечности Urodela представляет самостоятельное направление в современной биологии. На текущем этапе развития исследований феномен регенерации конечности Urodela рассматривают, главным образом, с точки зрения проблемы реализации генетической программы регенерации (Geraudie, Ferretti, 1998; Alvarado, Tsonis 2006; Whited, Tabin, 2009 и 2010). Анализу подвергаются молекулярные механизмы, контролирующие как частные процессы клеточного уровня (де- и редифференцировки клеток регенерата, регуляция пролиферации) (Kragl et al., 2009), так и механизмы регенерационных морфогенезов (Gardiner, Bryant, 1996). Подавляющее большинство фактов свидетельствует о том, что регенерация конечности во многом повторяет ее развитие в норме, поэтому восстановленные конечности и интактные морфологически схожи. Установлено, что молекулярно-генетические механизмы развития конечности и регенерации в известной мере совпадают (Bryant et al., 2002; Stoik-Cooper et al., 2007). Однако понимания соответствия тех или иных компонентов генетической программы частным процессам гисто- и морфогенезов для обоих процессов не достигнуто. Или иными словами в настоящее время остается неясным молекулярный механизм, определяющий специфичность морфологии нормальной и восстановленной конечности Urodela. Поэтому представляться актуальным поиск новым подходов, направленных на решения данной проблемы.

Известно что, хвостатые амфибии сохраняют способность к регенерации на протяжении значительного отрезка онтогенеза (Полежаев, 1956),а также могут регенерировать конечность повторно, что было экспериментально исследовано еще в XVIII столетии Спалланцани. Общепринятым считается положение, что повторные регенерации конечности более редукционны. Однако особенности повторного восстановления структур конечности Urodela не были исследованы детально. Проблема реализации морфогенетической программы в серии повторных регенерации конечности связана с вопросом определения ширины коридора

3

изменчивости регенерациоиных морфогенезов, а также установлением пределов морфологической вариабельности восстановленных структур конечности. Самостоятельным направлением в исследовании повторных регенерации конечности Urodela является вопрос об особенностях реализации генетической программы регенерации в серии последовательных ампутаций. Пониманию специфических функций генов, задействованных в контроле регенерации конечности, могут помочь исследования, в которых оценка точности восстановления структур конечности после первой и повторных регенераций была бы дополнена анализом количественных и пространственно-временных характеристик экспрессии генов, регулирующих регенерационный процесс.

В качестве модельной системы для подобных исследований удобно остановить выбор на скелете свободной конечности Urodela, а в анализ эффективности генетического контроля регенерации включить гены, связанные с процессом его формирования. Нормальная морфология, а также естественная вариабельность строения скелета конечностей, описаны для многих представителей различных таксонов хвостатых амфибий (Alberch, 1983; Dismore, Henken, 1986; Blanco, Alberch, 1992; Shubin et al., 1995; Shubin, 1996 и др.), что позволяет проводить сравнения между строением скелета конечности в норме и после регенерации. На основе анализа естественной внутри- и межвидовой изменчивости было простроено несколько сценариев эволюционных преобразований дистальных отделов скелета конечности хвостатых амфибий, главным образом связанных с ее миниатюризацией (Henken, 1985; Shubin et al., 1995; Shubin, 1996). Редукционную тенденцию, проявляющуюся в уменьшении числа индивидуальных элементов, принято считать ведущей в эволюции конечности Urodela. Редукционные тренды, сопровождающее восстановление скелета конечности Urodela при регенерации, изучены менее детально (Dearlove, Dresden, 1976), однако экспериментально показано, что их проявление может отличаться от вариантов нормальной морфологии (Dismore, Henken, 1986). Таким образом, паттерн изменчивость морфологии скелета в серии повторных регенераций конечности может включать специфические варианты, не характерные для конечности в норме.

Подобно различным саламандрам и тритонам, многие Actinopterygii (лучеперые рыбы) способны к регенерации парных конечностей. Интерес к проблеме регенерации плавников Actinopterygii особенно возрос за последние два десятилетия. Появление Danio rerio как модельного объекта для исследований регенерации плавника существенно расширило возможности исследований механизмов регенерации конечностей лучеперых, а также позволило сопоставить молекулярно-генетические основы регенерации плавника и конечностей наземных позвоночных (Akimenko et al., 2003). В отличие от парных конечностей тетрапод, плавники рыб снабжены кожной лопастью, которую поддерживают костные лучи. Согласно текущим преставлениям, регенерационные потенции представителей различных семейств таксона ограничены кожной лопастью и костными лучами, а эндоскелет плавника не может быть восстановлен. (Akimenko et al., 2003; Galis et al., 2003; Padhi et al., 2004). Ряд наблюдений не позволяет считать данную точку зрения единственно правильной (Казанцев, 1935; Кудокоцев, Силкина, 1967; Kirschbaum, Meunier, 1981). Однако на текущий момент удобные модели исследования регенерации эндоскелета плавника у Actinopterygii отсутствуют. В связи с вопросом о пределах восстановительных потенций конечностей Actinopterygii представляется актуальным привлечение новых модельных объектов для исследований регенерации. Особого внимания в данном контексте заслуживают представители филогенетически ранних линий Actinopterygii. Наличие развитого базального отдела парного плавника у представителей данных групп обеспечивает возможность проведения ампутации на проксимальных уровнях, а сложный эндоскелет парных плавников является перспективной моделью для изучения морфологических эффектов регенерации парного плавника лучеперых рыб (в том числе и после повторных ампутаций). В связи со специфичными для каждого из изучаемых таксонов особенностями морфологии и развития эндоскелета конечности, эффект повторных регенераций у Actinopterygii и Urodela может быть различным.

2. ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ

Настоящая работа, состоит из двух частей, объединенных общей идеей оценки морфологических и генетических эффектов повторных регенерации парной конечности у представителей двух групп низших позвоночных - 11гоёе1а и Асйпор1е^н. И игоёе1а, и Асйш^е^и имеют способность к повторным регенерациям, являясь при этом филогенетически далекими таксонами. Таким образом, сравнение повторных регенераций у этих двух таксонов позволяет выявить влияние фактора повторных регенераций, не связанного со специфическими для конкретного таксона особенностями морфогенеза конечности, на характер развития и морфологию регенерата. Целью первой части было исследование повторных регенерационных процессов конечности испанского тритона {РЫигойеЫя м>аШ), для этого были поставлены следующие задачи:

- выявление паттерна изменчивости морфологии дистальных отделов скелета задней конечности (плюсны и предплюсны) тритона в ряду повторных регенераций и определение раунда регенерации при котором достигается ее контрастное состояние;

- оценка особенностей формирования дистальных отделов скелета в ходе повторных регенераций, сравнение динамики роста регенератов;

- количественное определение экспрессии генов Бк-З, Нвс70, 8ох9 (вовлеченных в контроль регенерационных процессов) при повторных регенерациях конечности тритона.

Целью второй части было изучение морфологических эффектов восстановления эндоскелета парных плавников низших Асйпор1егу§и. Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

- поиск модельных объектов, обладающих возможностью к эффективной регенерации эндоскелета парных плавников;

- морфологическое описание хода регенерации грудного плавника сенегальского многопера (Ро1ур1егш senegalus);

- анализ влияния эффекта повторных регенераций на морфологию и развитие эндоскелета грудного плавника сенегальского многопера.

З.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

3.1 Регенерация конечности 11гос1е1а

Способность к регенерации является неотъемлемым свойством живых организмов. Регенераторные процессы происходят на всех уровнях организации живого, их значение для организма заключается в поддержании устойчивого функционального статуса. Принято различать регенерацию физиологическую и репаративную. Физиологическая регенерация свойственна организму в норме, ее роль состоит естественном обновлении структур. Репаративная регенерация происходит в ответ на повреждение. Разные организмы демонстрируют различные регенерационные возможности. Как известно, некоторые низшие позвоночные (анамнии) могут восстанавливать утраченный хрусталик глаза, а млекопитающие к этому не способны. Репаративная регенерация может приводить к восстановлению исходной организации поврежденной структуры, либо к устранению дефекта без сохранения характерных особенностей строения структуры. Регенерация конечностей хвостатых амфибий является одним из наиболее ярких примеров репаративной регенерации сложного органа позвоночного, завершающейся восстановлением его исходной организации.

На всем протяжении истории изучения репаративной регенерации позвоночных, хвостатые амфибии особенно часто служили объектом исследований. Интерес исследователей к группе хвостатых амфибий (11гоёе1а) обусловлен высокими регенерационными возможностями ее представителей. Различные игос1е1а, как в личиночном, так и во взрослом состоянии, обладают способностью к полной регенерации внешних органов, включая парные конечности и хвост. В отличие от них, бесхвостые амфибии утрачивают данную способность во время метаморфоза (Полежаев, 1956). Регенерационные потенции внешних органов у птиц и млекопитающих менее яркие: у птиц ампутированная почка конечности не восстанавливается без экзогенного воздействия, а у млекопитающих регенерируют только дистальные фаланги пальцев у эмбрионов и новорожденных (Нап е1 а1., 2005). У взрослых рептилий, птиц и млекопитающих конечности не регенерируют (Полежаев, 1947). Таким образом, конечность игос!е1а представляет уникальную модель исследований регенерации конечности позвоночного.

Вероятно, ни один орган не изучали так подробно, как конечность Urodela, пытаясь определить причины регенерации, поскольку результаты исследований в перспективе всегда рассматривали как путь к решению биомедицинских задач. Детальное описание гистологической картины регенерации конечности было выполнено для различных видов хвостатых амфибий: взрослых тритонов (Notophthalmus viridescens) (Iten, Bryant, 1973), амбистом (Ambistoma mexicanum) (Tank et al.,1976), а также личинок (Ambistoma maculatum) (Stocum, 1979). Восстановление ампутированной конечности Urodela проходит по типу эпиморфной регенерации. Ключевым событием процесса является образование недифференцированного предшественника (регенерационной бластемы), аналога почки конечности в индивидуальном развитии. Дальнейшее регенерационное развитие конечности связано с реализацией в регенерате морфогенетической программы, близкой к программе нормального развития конечности. Общее описание событий регенерационного процесса приводится в монографии Б. Карлсона (Карлсон, 1986), а также в ряде статей (Goss 1961; Carlson, 1974; Карлсон, 1982; Bryant et al., 2002). Процесс регенерации традиционно подразделяют на ряд стадий, которые в значительной мере перекрываются. Непосредственно после ампутации конечности разворачивается комплекс событий заживления раны. При этом происходит остановка кровотечения, сокращение мягких тканей культи, образование над раневой поверхностью сгустка фибрина и миграции эпидермиса на раневую поверхность. Ключевым событием данной стадии, критерием ее завершения, а также условием продолжения регенерации является эпителизация раневой поверхности. Экспериментально показано, что ампутированные конечности, лишенные раневого эпидермиса, не регенерируют (Goss, 1956). Раневой эпидермис происходит от эпидермиса культи, и функционально он не равнозначен интактному эпидермису конечности. Замена раневого эпидермиса на лоскут интактного эпидермиса останавливает регенерационный процесс на этапе заживления раны (Tassava et al.,1986). В настоящее время известно, что раневой эпидермис и эпидермис интакной конечности отличаются наборами синтезируемых белков, а также количественными показателями их экспрессии (Geraudie, Ferretti, 1998).

JaSSsv.

TV-1"X*- "i.1 ■:

NHi- -V

• - Ah ft r,

■■■I;.«»:

••». •r tii; • ■ . , '»4

MH>

"■" *'» i . , ■

4 '

■r .

• f

H

1- 2 d

I .

М/

Заключение диссертации по теме «Биология развития, эмбриология», Никифорова, Алёна Игоревна

7. ВЫВОДЫ

1. Консервативные элементы индивидуальной программы развития эндоскелета парной конечности низших позвоночных воспроизводятся при повторных регенерациях конечности у тритона и многопера, при этом изменчивость морфологии эндоскелета регенератов превышает ее вариабельность в норме. У тритона общий паттерн изменчивости предплюсны в серии повторных восстановлений конечности охватывает основные варианты естественного разнообразия морфологии предплюсны современных 1]гос1е1а.

2. Основной эффект повторных ампутаций конечности проявляется в усилении редукционной тенденции при ее регенерации.

У тритона уменьшение числа элементов предплюсны связано с нарушением нормального паттерна дифференцировки индивидуальных элементов внутри их общих зачатков. Чаше всего нарушения происходят в постаксильном тяже скелетогенной мезенхимы, и проявляются как выпадение, редукция или внешнее объединение элементов дистальной тарзальной серии.

У многопера аномалии морфологии эндоскелета грудного плавника ассоциированы с нарушением типичного пространственного паттерна дифференцировки индивидуальных элементов в прохордальном диске. При смешении границы образования медиальных лучей в проксимальные области прохордального диска происходит редукция центрального базального элемента грудного плавника.

3. В ходе анализа эффекта повторных регенераций у тритона, не выявлено статистически достоверных изменений уровня экспрессии генов Г)1х-3, Нзс70, 8ох9, принадлежащих к иерархически разным системам контроля регенерационного процесса. Таким образом, не отмечено связи различий морфологии регенератов в 1 и 4 регенерациях с изменением уровня экспрессии данных генов.

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Повторная регенерация парной конечности была исследована у представителей двух таксонов низших позвоночных - игос1е1а и Асйпор1егу§и. Предложенная в настоящей работе модель повторных регенераций раскрывает пределы изменчивости регенерационного морфогенеза эндоскелета парной конечности. Консервативные элементы программы развития скелета конечности воспроизводятся в каждой последующей регенерации, что позволяет установить гомологию индивидуальных элементов скелета регенерата и нормальной конечности. Знание основного направления, в котором изменяется морфология структур регенерата, позволяет использовать серии регенераций как модель для установления взаимосвязи между морфологическими эффектами повторной регенерации и активностью генов, контролирующих ее ход. Мы полагаем, что изучение этой взаимосвязи позволяет также подойти к проблеме определения специфических функций генов, вовлеченных в регуляцию процессов эпиморфной регенерации конечности.

По результатам работы у исследованных объектов - РмаШ и P.senegaulus была выявлена общая тенденция, состоящая в упрощении морфологии конечности после повторных регенераций. Ведущая тенденция восстановления дистальных отделов скелета задней конечности Р.мгаШ (плюсны и предплюсны) проявляется в редукции числа индивидуальных элементов данных отделов. При повторных регенерациях степень редукции предплюсны повышается, в крайнем проявлении редукции предплюсна регенератов приобретает черты типичной морфологии предплюсны хвостатых амфибий с редуцированными конечностями. В индивидуальных случаях после первой и второй регенерации в предплюсне формируются дополнительные элементы, появление которых имитирует возвращение предплюсны к анцестральному состоянию. Основные типы нарушений морфологии предплюсны регенератов коррелируют с общим паттерном меж- и внутривидовой изменчивости предплюсны игос1е1а и связны с нарушением дифференцировки индивидуальных скелетных элементов внутри общих прохордральных зачатков.

Достигаемое в результате первой и четвертой регенерации контрастное состояние морфологии дистальных отделов скелета конечности Р.м?аШ позволило использовать модель повторных регенераций для выявления возможной взаимосвязи морфологических эффектов регенерации и активностью генов, вовлеченных в этот процесс. Для того чтобы охарактеризовать особенности реализации генетической программы развития в 1-й и 4-й регенерации, был проведен количественный анализ экспрессии генов ОЫ-З, Нзс70 и Бох9 на стадии бластемы, а также на этапе начала дифференцировок индивидуальных элементов дистальных отделов скелета. Согласно полученным результатам, эффект повторных ампутаций не отразился на изменении уровня экспрессии трех функционально различных генов, принадлежащих к иерархически разным системам контроля регенерационного процесса. Таким образом, не было отмечено связи различий морфологии регенератов в 1 и 4 регенерациях с изменением уровня экспрессии данных генов. Однако, вполне допустимо, что анализ экспрессии большего числа генов при повторных регенерациях конечности может выявить ассоциации между изменениями на уровне морфологии регенератов и на уровне генетического контроля регенерации.

Регенерация плавников у представителей Ро1ур1епс1ае (многоперовых) и Ьер1зоз1е1ёае (панцирниковых) была исследована нами впервые. Согласно результатам исследования, представители двух групп низших АсИпор1е^п обладают различными регенерационными потенциями. Многоперовые рыбы способны регенерировать как фрагмент кожной лопасти, восстанавливая каждый индивидуальный костный луч, так и практически полностью удаленный грудной плавник, вместе с дифференцированным эндоскелетом. Данная черта объединяет многоперовых рыб и хвостатых амфибий. Панцирные щуки не способны к эффективному восстановлению плавников при проксимальных ампутациях, но регенерируют фрагменты дистальной лопасти. Таким образом, их регенерационные возможности ограничены экзоскелетом также как у многих Те1еоз1е1. Согласно анализу литературы, на данный момент многоперовые рыбы - единственные представители Ас1;тор1егу§п, у которых обнаружена способность к восстановлению исходной структуры эндоскелета плавника при регенерации. Таким образом, полученные нами данные расширяют представление о регенерационных лимитах Ас1шор1е^п.

Регенерация грудных плавников Ро1ур1епс1ае и парных конечностей и 11гос1е1а основана на единых принципах эпиморфной регенерации. Традиционные разделение процесса регенерации конечности хвостатых амфибий на ряд индивидуальных этапов регенерации - заживления раны, образования регенерационной бластемы, дифференцировки и роста регенерата, применимо и к модели регенерации грудного плавника многопера. В ходе регенерации эндоскелет грудного плавника, как и в ходе нормального развития конечности, исходно образуется в виде единого предшественника, внутри которого затем происходит обособление индивидуальных элементов. Регенерационный паттерн дифференцировок внутри прохордального диска более вариабелен, что приводит к формированию регенератов с нестандартной морфологией эндоскелета. У многопера аномалии морфологии эндоскелета грудного плавника ассоциированы с нарушением типичного пространственного паттерна дифференцировки индивидуальных элементов в прохордальном диске. При смешении границы образования медиальных лучей в проксимальные области проходального диска происходит редукция центрального базального элемента грудного плавника. Возможности многоперовых рыб не лимитированы однократным восстановлением плавников, что позволило исследовать влияние фактора повторных регенерации на морфологию и формирование эндоскелета регенерата, не связанного со специфическими особенностями морфогенеза конечности игос!е1а. Согласно нашим данным точность восстановления эндоскелета грудного плавника многопера после повторной ампутации снижается, редукционные тенденции восстановления скелета усаливаются. Наиболее яркое проявление редукционной тенденции восстановления эндоскелета грудного плавника связано с потерей трибазального состояния. При редукции базального отдела эндоскелет регенератов плавников многопера напоминает эндоскелет грудных плавников представителей таксонов, появившихся в эволюции Ас1лпор1е^п значительно позднее.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Никифорова, Алёна Игоревна, 2012 год

8. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1.Брунст В. В. 1937 Исследование влияния рентгеновских лучей на формирование скелета при регенерации конечности тритона // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. Т.З. с. 255-258.

2.Воробьева Э. И. Ольшевская О. П. 1997 Особенности развития парных конечностей Ranodon sibiricus Kessler (Hynobiidae, Caudata) // Онтогенез Т. 28 с. 188-197

3.Гуртовой H.H., Матвеев Б.С., Дзержинский Ф.Я. 1976 Практическая зоотомия позвоночных (низшие хордовые, бесчелюстные, рыбы). М.: Высшая школа. 357 с.

4.Дзержинский Ф.Я. 1998 Сравнительная анатомия позвоночных животных . М.: ЧеРо Из-во МГУ. 208 с.

5.Казанцев В.П. 1935 Гистологические исследования процессов регенерации при ампутации хвостового стебля и грудных плавников у мальков лосося (Salmo salar L.) // Труды лаборатории экспериментальной зоологии и морфологии животных академии наук СССР. Т. IV. с. 57-97

6.Карлсон Б. М.1986 Регенерация М.: Наука. 296 с.

7.Карлсон Б.М. 1982 Морфогенез регенерирующей конечности амфибий // Онтогенез Т. 13.с. 339-358

8.Кудокоцев В.П., Силкина М.В. 1967 Регенерационные процессы после ампутации заднего конца тела у костистых рыб // Биологические науки №6 с. 39-42

9.Кэррол Р. 1992 Палеонтология и эволюция позвоночных: В Зх т. Т.1: пер. с англ. М.: Мир. 282 с.

Ю.Нельсон Дж.С. 2009 Рыбы мировой фауны: Пер. 4-го перераб. англ. изд. М.: Книжный дом «ЛИБРОКОМ». 880 с.

П.Полежаев JI.B. 1936 Роль эпителия при регенерации и нормальном онтогенезе конечности у амфибий // Зоол. Ж. Т. 15 с. 277-291

12.Полежаев JI.B.1947 Очерк исследований по регенерации в СССР с 1917 по 1947 г. // Успехи Современной Биологии Т.24. с. 247-268.

И.Полежаев JI.B.1956 Изменение регенерационной способности у животных // Известия Академии наук СССР Сер. Биологическая. №1 с. 60-83

14.Риваненкова М. JL, Соколов А. Ю., Ахматова Е. Н., Бурлакова О. В., Голиченков В. А. 2006 Атипичность регенератов конечности Urodela: отклонение или закономерность? // Вестн. Моск. Ун-та Сер. 16 биология. Т.З С. 29-39

15.Ромер А. Парсонс Т. 1992 Анатомия позвоночных, в 2-х тт. Т.1: пер. с англ.М.: Мир. 358 с.

16.Румянцев А.В. 1958 Опыт исследования эволюции хрящевой и костной тканей. М.: Издательство Академии Наук СССР. 378с.

17.Akimenko М.А., Mary-Beffa М., Becerra J., Geraudie J. 2003 Old questions, new tools, and some answers to the mystery of fin regeneration // Dev. Dyn. V.226. P. 190201

18.Alberch P. 1983 Morphological variation in the neotropical salamander genus bolitoglossa // Evolution V. 37. P. 906-919

19.Alvarado A.S., Tsonis P.A. 2006 Bridging the regeneration gap: genetic insights from diverse animal models// Dev. Biol. 1997 V. 94. P. 9159-9164. // Nature reviews Genetics. V. 7. P.837-884

20.Ausoni S., Sartore. 2009 From fish to amphibians to mammals: in search of novel strategies to optimize cardiac regeneration // J. Cell Biol. V. 184. P. 357 - 364

21.Bartch P., Gemballa S., Piotrowski T. 1997 The embryonic and larval development of Polypterus senegalus Cuvier, 1829: its staging with reference to external and skeletal feature, behavior and locomotion habits // Acta Zoologica (Stockholm) V.78 P.309-328

22.Bi W., Deng J.M., Zhang Z., Behringer R.R., de Crombrugghe B. 1999 Sox9 is required for cartilage formation //Nat. Genet. V.22. P. 85-89

23.Broussonet P.M.A. 1789 Memoir on the regeneration of certain parts of the bodies of fishes // Literary magazine and British review V. 3.P. 111-113.

24.Bryant S.V., Endo T., Gardiner D.M. 2002 Vertebrate limb regeneration and the origin of limb stem cell // International Journal of Developmental Biology. V. 46. P. 887896

25.Bryant S.V., Iten L. I. 1974 The regulative ability of the limb regeneration blastema ofnotophlhalmus viridescens: experiments in situ // Wilhelm Roux' Archiv. V. 174. P. 90-101

26.Buemi M., Lacquaniti A., Bolignano D., Maricchiolo G., Favaloro A., Buemi A., 2009,The erythropoietin and regenerative medicine: a lesson from fish // European Journal of Clinical Investigation V. 39. P. 993- 999

27.Carlson B.M. 1974 Factors controlling the initiation and cessation of early events in the regenerating process. In Neoplasia and Cell Differentiation. Karger. 60-105 p.

28.Chiang E.F., Pai C.I., Wyatt M„ Yan Y.L., Postlethwait J., Chung B. 2001 Two Sox9 genes on duplicated zebrafish chromosomes: expressionof similar transcription activators in distinct sites // Dev. Biol. V.231. P. 149-163

29.Coates M.I. 1996 The Devonian tetrapod Acanthostega gunnari Jarvik: postcranilal anatomy, basal tetrapod interrelationships and patterns of skeletal evolution // Transaction of the Royal Society of Ediburgh, Earth Sciences V.87. P. 363-421

30.Coates M.I., Clark J.I. 1990 Polydactyly in the earliest know tetrapod limbs // Nature V.347. P. 66-69

31.Cresko W.A., Yan Y.L., Baltrus D.A., Amores A., Singer A., Rodriguez-Mari A., Postlethwait J.H. 2003 Genome duplication, subfunction partitioning, and lineage divergence: Sox9 in stickleback and zebrafish // Dev. Dyn. V.228. P. 480-489

32.Crombrugghe B., Lefebvre V., Nakashima K. 2001 Regulatory mechanisms in the pathways of cartilages and bone formation // Current option in Cell Biology V. 13. P. 721727

33.Davis M. C., Shubin N. H., Force A. 2004 Pectoral fin and girdle development in the basal Actinopterygians Polyodon spathula and Acipenser transmontanus II Journal of Morphology V. 262. P. 608-628.

34.Davis M.C., Randall D., Shubin N. 2007 An autopodial-like pattern of Hox expression in the fins of a basal actinopterygian fish // Nature V.447 P.473-476

35.Dearlove G.E, Dresden M.H. 1976 Regenerative abnormalities in notophthalmus viridescens induced by repeated amputations // J. Exp. Zool. V. 96. P. 251-262

36.Deng C., Wynshaw-Boris, Zhou F., Kuo A., Leder P. 1999 Fibroblast growth factors receptor 3 is a negative regulator of bone growth // Cell V.84. P. 911-921

37.Dismore C. E., Henken J. 1986 Native variant limbs skeletal patterns in the red-backed salamander, Plethodon cinereus, are not regenerated // Journal of Morphology. V. 190. P. 191-200

38.Dournon C., Bautz A., Membre H., Lautier M., Collenot A. 1998 Expression of hindlimb abnormalities ander rearing temperature effects during the larval

39.development of the salamander Pleurodeles waltl (urodele amphibian) // Develop. Growth. Differ. V. 40. P. 555-565

40.Eguchi G., Eguchi Y., Nakamura K., Yadav M. C., Millan J.L., Tsonis P.A. 2011 Regenerative capacity in newts is not altered by repeated regeneration and ageing // Nat. Commun. 2011. 2:384

41.Endo, Yokoyama, Tamura K. 1997 Shh expression in developing and regenerating limb buds of Xenopus leavis // Development. V.220. P. 296-306

42.Foster J.W., Dominguez-Steglich M.A., Guioli S., Kowk G., WellerP.A., Stevanovic M., Weissenbach J., Mansour S., Young I.D., Goodfellow P.N. et al. 1994 Campomelic dysplasia and autosomal sex reversal caused by mutations in an SRY-related gene // Nature V.372. P. 525-530

43.Galis F., Wagner G.P., Jockusch E. L. 2003 Why is limb regeneration possible in amphibians but not in reptiles, birds, and mammals? // Evolution and development. V.5. P. 208-220

44.Gallien L., Durocher M. 1957 Table chronologique du developpment chez Pleurodeles waltlii Michah // Bull. Biol. Fr. Belg. V.91. P. 97-114

45.Gardiner D. M., Bryant S.V. 1996 Molecular mechanisms in the control of limb regeneration: the role of homeobox genes // International Journal of Developmental Biology. V. 40. P. 797-805

46.Gardiner D. M., Bryant S.V. Molecular mechanisms in the control of limb regeneration: the role of homeobox genes // International Journal of Developmental Biology. 1996. V. 40. P. 797-805.

47.Gardner D.M., Blumberg B., Komine Y., Bryant S.V. 1995 Regulation of HoxA expression in developing and regenerating axolotl limbs // Development V. 121. P. 17311741

48.Geraudie J., Ferretti P. 1998.Gene expression during amphibian limb regeneration // International Review of Cytology V. 180. P. 1-50

49.Goss R. J., Stagg M.V. 1957 The regeneration of fins and fin rays in Fundulus heteroclitus //J. Exp. Zool. V.136 P.487-507

50.Goss R.G. 1956 Regenerative inhibition following limb amputation and immediate insertion into the body cavity // Anat. Rec. V. 126. P. 15-27

51.Goss R.G. 1961 Regeneration of vertebrate appendages // Advances in morphogenesis. V. l.P. 103-152

52.Goss R.G., Stagg M.W. 1957 The regeneration of fins and fin rays in Fundulus heteroclitus // J. Exp. Zool. V. 137. P. 487- 507

53.Hall B.K. 1975 Evolutionary consequences of skeletal differentiation // Amer. Zool.V. 15. P. 329-350

54.Han M., Yang X., Taylor G., Burdsal C.A., Anderson R.A., Muneoka K. 2005 Limb regeneration in higher vertebrates: developing a roadmap // Anat Rec. B New Anat.V.287. P. 14-24

55.Hanken J., Wake D. 1993 Five new species of minute salamanders, genus thorius (Caudata: Plethodontidae), from Northern Oaxaca, Mexico // Copeia V. 1994. P. 573-590

56.Helfman S., Bruce B.C., Bowen B.W. 2009 The diversity of fishes, biology, ecology, and evolution. Wiley-Blackwel. 720 p.

57.Henken J. 1985 Morphological novelty in the limb skeleton accompanies miniaturization in salamanders // Science V. 229. P. 871-874

58.Henken J. 1985 Morphological novelty in the limb skeleton accompanies miniaturization in salamanders // Science V. 229. P. 871-874

59.Hitchcock P. F., Raymond P. 1992 Retinal regeneration // TINS V. 15. P. 103 - 107

60.Hassan M. Q., Javed A., Morasso M., Karlin J., Montecino M., van Wijnen A .J., Stain G.S, Stain J.L., Lian J.B. 2004 Dlx3 transcriptionl regulation of osteoblasts differentiation: temporal recruitment of Msx2, Dlx3, and Dlx5 homeodomen proteins and chromatin of the ostecalcin Gene // Molecular and Cellular Biology V.24. P. 9248-9261

61 .Iovine M.K. 2007 Conserved mechanisms regulate outgrowth in zebrafish fins // Nat. Chem.Biol. V.3. P. 613-618

62.1ten L.E., Bryant S. 1973 Forelimb regeneration from different levels of amputationin the newt, Notophthalmus viridescens: length, rate, and stages // Wilhelm Roux' Arehiv. V. 173. P.263-282

63.Janzik D., Cerny R. 2010 Pectoral fin development in the Senegal bichir (Polypterus senegalus) II III Evo Devo P. 197.

64.Kelly W.L., Bryden M.M. 1983 A modified differential stain for cartilage and bone in whole mount preparation of mammalian fetuses and small vertebrate // Stain Technology. V.58. P. 131-134

65.Kirschbaum F., Meunier F.J. 1981 Experimental regeneration of the caudal skeleton of the Glass knifefish, Eigenmannia virescens (Rhamphichthydae, Gymnotoidei) // J. of Morph. V.168. P. 121-135

66.Knopf F., Hammond C., Chekuru A., Kurth T., Hans S., Weber C. W., Mahatma G., Fisher S., Brand M., Schulte-Merker S., Weidinger G. 2011 Bone regenerates via dedifferentiationof osteoblasts in the zebrafish fin // Developmental Cell V.20 P.713-724

67.Kohno H., Taki Y. 1983 Comments on the development of fin-supports in fishes // Japanese Journal of Ichthyology V. 30. P. 284-290.

68.Kragl M., Knapp D., Nacu E., Khattak S., Maden M., Epperlein H.H., Tanaka M. 2009 Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl limb regeneration // Nature V. 460. P. 59 - 67

69.Lauthier M. 1971 Etude descriptive d'anomalies spontanées des membres postérieurs chez Pleurodeles waltlii Michah // Annls Embryol. Morph. V. 4. P. 65-78

70.Lauthier M. 1977 An ultrastructural study of the early stages of development of the hind limb bud in Pleurodeles waltlii Michah. (Amphibia, Urodela) // J. Embryol Exp. Morphol. V. 38. P. 1-18

71.Lautier M. 1980 Cell death and abnormalities in limb morphogenesis of Pleurodeles waltlii Michah. (Urodela, Amphibia) after nitrogen mustard treatment // Wilhelm Roux' Archiv. V. 189. P. 35-45

72.Lebedev O.A., Coates M. I. 1995 The postcranial skeleton of the Devonian tetrapod Tulerpeton curtum Lebedev // Zoological Journal of the Linnean Society V.114. P. 307348

73 .Levandodosky M., Sun X., Martin G.R. 2000 Fgf8 signaling from AER is essential for normal limb development // Nature Genetics V.26. P. 460-463.

74.Lévesque M., Guimond J-C., Pilote M., Leclerc S., Moldovan F., Roy S 2005 Expression of Heat-Shock Protein 70 During Limb Development and Regeneration in the Axolotl // Dev. Dyn. V.233. P. 1525-1534

74.Mabee P. 2000 Developmental data and phylogenetic systematics: evolution of the vertebrate limb // Amer. Zool. Y.40 P.789-800

76.Maden M. 1981. Morphallaxis in an epimorphic system: size, growth control and pattern formation during amphibian limb regeneration // J. Embryol. Exp. Morph. V. 65. P. 151-167

77.Matsuda H., Yokoama H., Endo T., Tamura K., Ide H., 2001 An epidermal signals regulates Lmx-1 expression and dorsal-ventral pattern during Xenopus limb regeneration // Dev.Biol. V.229. P. 351-362.

78.Matsukawa T., Arai K., Koriyama Y., Liu Z., Kato S. 2004 Axonal regeneration of fish optic nerve after injury // Biol. Pharm. Bull. V. 27. P. 445 - 451

79.Misof B., Wagner G. 1992 Regeneration in Saralia pavo (Blennidae, Teleostei) histogenesis of the regenerating pectoral fin suggests different mechanisms for morphogenesis and structural maintenance // Anat. Embryol. V. 186. P. 153-165

80.Morgan T.H. 1906 The physiology of regeneration // J. Exp. Zool. V.3. P. 457-500.

81.Morimoto R. 1998 Regulation of the heat shock transcriptional response: cross talk between a family of heat shock factors, molecular chaperones, and negative regulators // Gen. and Dev. V.12. P. 3788-3796.

82.Morril C.V. 1906 Regeneration of certain structures in Fundulus heteroclitus II Biol. Bull. V. 12. P. 11- 12

83.Mullen, L.M., Bryant, S.V., Torok, M.A., Blumberg B., Gardiner, D.M. 1996 Nerve dependency of regeneration: the role of distal-less and FGF signaling in amphibian limb regeneration // Development V. 122. P. 3487-3497

84.Narbit S.M. 1929 The role of the fin rays in the regeneration in the tail-fins of fisher // Biol. Bull. V.56. P. 235-266.

85.Narbit S.M. 1931 The role of the basal plate of the tail in regeneration in the tail-fins of fishes (Fundulus and Carassius) // Biol. Bull. V.60. P. 60-63.

86.Nechiporuk A., Poss K.D., Johnson S.L., Keanting M.T. 2003 Positional cloning of a temperature-sensitive mutant emmental reveals a role for slyl during cell proliferation in zebrafish fin regeneration // Dev. Biol. V. 258. P. 291-306.

87.Noack K., Zardoya R., Meyer A. 1996 The complete mitochondrial DNA sequence of the bichir (Polypterus ornatipinnis), a basal ray-finned fish: ancient establishment of the consensus vertebrate gene order // Genetics V. 144. P. 1165- 1180

88.Nollen E. A. A., Morimoto R. 2002 Chaperoning signaling pathways: molecular chaperones as stress-sensing 'heat shock' proteins // Journal of Cell Science V.115. P. 2809-2816

89.Nye H.L. Cameron J.A., Chermoff E.A., Stocum D.L. 2003 Pegeneration of the urodele limb: a review // Dev. Dyn. V. 226. P. 280-294

90.Padhi B.K., Joly L., Tellis P., Smith A., Nanjappa P., Chevrette M., Ekker M., Akimenko M.A. 2004. Screen for genes differentially expressed during regeneration of the zebrafish caudal fin // Dev. Dyn. V.231. P. 527-541

91.Poleo G., Brown C.W., Laforest L., Akimenko M.-A. 2001 Cell proliferation and movement during early fin regeneration in zebrafish // Dev. Dyn. V. 221. P. 380-390.

92.Ramakers, C., Ruijter, J. M., Deprez, R. H., Moorman, A. F. 2003 Assumption-free analysis of quantitative real-time polymerase chain reaction (PCR) data // Neurosci Lett. V. 339. P. 62-66

92. Reimschuessel R. 2001 A fish model of renal regeneration and development // ILAR Journal V. 42. P. 285 - 291

93.Rienesl J., Wagner G, 1992 Constancy andchange of basipodial variation patterns: a comparative study of crested and marbled newts—Trituruscristatus, Triturus marmoratus—and their natural hybrids // J. Evol. Biol. V. 5. P. 307-324

94.Rousseaux C.G. 1985 Automated differential staining for cartilage and bone in whole mount preparation of vertebrates // Stain Technology. V.60. P. 295-297

95.Santamaría J.A., Becerra J. 1991 Tail fin regeneration in teleosts: cell-extracellular matrix interaction in blastemal differentiation // Journal of Anatomy V. 176. P. 9-21.

96.Santamaría J.A., Marí-Beffa M., Santos-Ruiz L., Becerra J. 1996 Incorporation of bromodeoxyuridine in regenerating fin tissue of goldfish Carassius auratus // J. Exp. Zool. V. 275. P. 300-307.

97.Santamaría J.A., Mari-Beffa, Becerra J. 1992 Interaction of the lepidotrichial matrix component during tail fin regeneration in the teleosts, // Differentiation V. 49. P. 1143 -150

98.Santos-Ruiz L., Santamaría J.A., Ruiz-Sanchez J., Becerra J. 2002 Cell proliferation during blastema formation in the regenerating teleost fin // Dev. Dyn. T. 223. V. 262-272.

99.Satoh A., Endo T., Abe M., Yakushiji N., Ohgo S., Tamura K., Ide H. 2006 Characterization of Xenopus digits and regenerated limbs of the froglet // Dev. Dyn. V. 235. P. 3316-3326

lOO.Schaeffer B. 1941 The morphological and functional evolution of the tarsus in amphibians and reptiles // Bull. Am. Mus. Nat Hist. V. 78. P. 395-472

101.Scheie, J. H., Lehmann, K. E., Buschmann, I. R., Unger, T., Funke-Kaiser H. 2006.Quantitative real-time RT-PCR data analysis: current concepts and the novel "gene expression's CT difference" formula // J. Mol. Med. V. 84. P. 901-910

102.Schnapp E., Kragl M., Rubin L., Tanaka E.M. 2005 Hedgehog signaling controls dorsoventral patterning, blastema cell proliferation and cartilage induction during axolotl tail regeneration // Development V.132. P. 3243-3253

103.Schotté O.E. 1961 Systemic factors of initiation of regenerative process in limbs of larval and adult salamanders. In Molecular in cellular synthesis. The Ronald Press Co. 161-192 p.

104.Schotté O.E., Haal A.B. 1952 Effect of hypophysectomy upon phases of regeneration in progress (Triturus viridescens) // J. Exp. Zool. V. 121. P. 521-560

105.Shao J., Qian X., Zhang C., Xu Z. 2009 Fin regeneration from tail segment with musculature, endoskeleton, and scales // J. Exp. Zool. (Mol. Dev.Evol.)V. 312. P. 262269.

106.Shi D.L, Boucaup J.C. 1995 The chronological development of the urodele amphibian Pleurodeles waltl (Michah) // Int. J. Dev.Biol. V.19. P. 427-441

107.Shubin N. H., Alberch P. 1986 A morphogenetic approach to the origin and basic organization of the tetrapod limb // Evolutionary biology. V.20. P. 319-387

108.Shubin N. Phytogeny, variation, and morphological integration 1996. // Evolution V. 36. P. 51-60

109.Shubin N., Wake D. 1996 Phytogeny, variation, and morphological integration // Amer. Zool.V. 36. P. 51-60

1 lO.Shubin N., Wake D.B., Crawford A.J. 1995 Morphological variation in the limbs of Taricha granulosa (Caudata: Salamandridae): evolutionary and phylogenetic implications // Evolution V. 49. P. 874-884

111.Singer M. 1952 The influence of the nerve in regeneration of the amphibian extremity // Quart. Rev. Biol. V. 27. P. 169 - 200

112.Sire J. Y., Huysseine A. 2003 Formation of dermal skeletal and dental tissues in fish: a comparative and evolutionary approach // Biological Reviews V. 78. P. 219-249.

113.Stocum D.L 1979 Stages of forelimb regeneration in Ambistoma maculatum II J. Exp.Zool. V.209. P. 395-416

114.Stocum D.L. 1978 Regeneration of symmetrical hindlimbs in larval salamander // Science V. 200. P. 790-793

115.Stoik-Cooper C.L. Moon R. T., Weidinger G. 2007 Advances in signaling in vertebrate regeneration as a prelude to regenerative medicine // Genes. Dev. V. 21. P. 1292-1325

116.Suzuki M., Yakushiji N„ Nakada Y., Satoh A., Ide. H., Tamura K. 2006 Limb Regeneration in Xenopus laevis Froglet // The Scientific World Journal V.6. P. 26-37.

117.Takayama S., Xie Z., Reed J. C.1996 An evolutionarily conserved family of hsp70/hsc70 molecular chaperone regulators // The Journal of Biological Chemistry V.274.P. 781-786

118.Tank P.W., Carlson B.M., Connelly T.G. A staging system for forelimb regeneration in the axolotl, Ambistoma mexicanum II J. Morph. V.150. P. 117-128

119.Tassava R. A., Johnson-Wint B., Gross J. 1986. Regenerate epithelium and skin glands of the adult newt react to the same monoclonal antiboby // J. Exp. Zool. V. 293. P. 229 - 240

120.Tassava R.A. 1969 Hormonal and nutritional requirements for limb regeneration and survival of adult newts // J. Exp. Zool. V. 170. P. 33 -53

121.Tawk M., Joulie C.,Vriz S.2000 Zebrafish Hsp40 and Hsc70 genes are both induced during caudal fin regeneration // Mechanisms of Development V.99. P. 183-186

122.Torok M.A., Gardiner D., Izpisua-Belmonte J-C., Bryant S.V. Sonic Hedgehog (shh) expression in developing and regenerating axolotl limbs // J. Exp. Zool. V. 284. P. 197-206

123.Tsukahara F., Yoshioka T, Muraki T. 2000 Molecular and Functional Characterization of HSC54, a Novel Variant of Human Heat-Shock Cognate Protein 70// Molecular Pharmacology V.58. P. 1257-1263

124.Vascotto S.G., Beug S, Liversage R.A., Tsilfidis C. 2005 Nvp-actin and NvGAPDH as normalization factors for gene expression analysis in limb regenerates and cultured blastema cells of the adult newt, Notophthalmus viridescens II Int. J. Dev. Biol. V. 49. P. 833-842

125.Venkatesh B., Erdmann M.V., Brenner S. 2001Molecular synapomorphies resolve evolutionary relationships of extant jawed vertebrates // PNAS V. 98. P. 11382- 11380

126.Vlaskalin T., Wong C. J., Tsilfidis C. 2004 Growth and apoptosis during larval forelimb development and adult forelimb regeneration in the newt {Notophthalmus viridescens) II Dev. Genes Evol. V. 214. P. 423-431

127.Vlaskalin T., Wong C.J., Tsilfidis T., 2004 Growth and apoptosis during larval forelimb development and adult forelimb regeneration in the newt {Notophthalmus viridescens) //Dev. Genes. Evol. V.214. P. 423-431

128.Vorobyeva E.I. 1999 The problem of Polydactyly in amphibians // Russian Jounal of Herpetology V. 6. P. 95-103

129.Vorobyeva E.I., Antipenkova T.P., Kolobayeva O.V., Hinchliffe J. R 2000 Some peculiarities of development in two population of Salamandrella keyserlingii (Hynobiidae, Caudata) // Russian Journal of Herpetology. V. 2. P. 115-122

130.Vorobyeva E.I., Hinchliffe J. R. 1996 Developmental pattern and morphology of Salamandrella keyserlingii limbs (Amphibia, Hynobiidae) including some evolution aspects //Russian Journal of Herpetology. V. 3. P. 68-81

131.Wagner G., Misof B. 1992 Evolutionary modification of regeneration capability in vertebrates: a comparative study on teleost pectoral fin regeneration // J. Exp. Zool. V.261.P. 62-78

132.Wagner T., Wirth J., Meyer J., Zabel B., Held M., Zimmer J., Pasantes J., Bricarelli F.D., Keutel J., Hustert E 1994 Autosomal sex reversal and campomelic dysplasia are caused by mutations in and around the SRY-related gene Sox9 // Cell V.79. P. 1111-1120

133.Whited J. L., Tabin C. J. 2009 Limb regeneration revisited // Journal of Biology 8: 5.

134.Whited J. L., Tabin C. J. Regeneration review reprise 2010 // Journal of Biology. 9: 15.

135.Wood A., Throgood P. 1984 An analysis of in vivo cell migration during teleost fin morphogenesis // J. Cell Set V.66 P.205-222

136.Wunder W. 1942 Versuche über die Regeneration des Schwanzes beim Hecht (Esox lucius L.) II Archiv für mikroskopische Anatomie und Entwicklungsmechanik V. 142. P. 183-199.

137.Yan Y.L., Miller C.T., Nissen R.M., Singer A., Liu D„ Kirn A., Draper B„ Willoughby J., Morcos P.A., Amsterdam A., Chung B.C., Westerfeld M., Haffter P., Hopkins N., Kimmel C., Postlethwait J.H., Nissen R. 2002 A zebrafish Sox9 gene required for cartilagemorphogenesis // Development V.129. P. 5065-5079

138.Zaffaroni N.P., Arias E., Zavanella T. 1996 Natural variation in the limb skeletal pattern of the created newt, Triturus carniflex (Amphibia, Salamandridae) // Journal of Morphology. V. 213. P. 265-273

139.Zylberberg L., Sire J.-Y., Nanci A. 1997 Immunodetection of amelogenin-like proteins in the ganoine of experimentally regenerating scales of Calamoichthys calabaricus, a primitive Actinopterygian Fish // Anatomical Record V. 249. P. 86-95.