Морфогенез нейроэндокринного аппарата поджелудочной железы человека тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Кривова, Юлия Сергеевна

• Кривова, Юлия Сергеевна
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кривова, Юлия Сергеевна

1.ВВЕДЕНИЕ

1.1. АКТУАЛЬНОСТЬ ТЕМЫ.

1.2. ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.

1.3. ПОЛОЖЕННИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ.

1.4. НАУЧНАЯ НОВИЗНА.

1.5. НАУЧНО-ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ.

II. ОБЗОРЛИЕРАТУРЫ

11.1. СТРОЕНИЕ ЭНДОКРИННОЙ ЧАСТИ ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ.

11.2. ИННЕРВАЦИЯ ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ.

11.2.1. Общие сведения.

11.2.2. Структура нейроэндокринных комплексов поджелудочной железы.

11.3. ЭМБРИОНАЛЬНОЕ РАЗВИТИЕ ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ МЛЕКОПИТАЮЩИХ.

11.3.1. Развитие эндокринной части поджелудочной железы млекопитающих.

11.3.2. Экспрессия факторов транскрипции при развитии эндокринной части поджелудочной железы млекопитающих.

11.3.3. Развитие нервного аппарата поджелудочной железы млекопитающих.

II. 4. РАЗВИТИЕ ПОДЖЕЛУДОЧНОЙ ЖЕЛЕЗЫ ЧЕЛОВЕКА.

11.4.1. Развитие эндокринной части поджелудочной железы человека.

11.4.2. Развитие нервного аппарата поджелудочной железы человека.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Морфогенез нейроэндокринного аппарата поджелудочной железы человека»

1.1. АКТУАЛЬНОСТЬ ТЕМЫ

Заболевания поджелудочной железы, такие как панкреатит, сахарный диабет 1-го и 2-го типа, различные опухоли, являются одними из самых распространенных патологий в современном мире. Сахарный диабет первого типа - аутоиммунное заболевание, приводящее к нарушениям эндокринной функции поджелудочной железы вследствие гибели инсулин-продуцирующих р-клеток (Злобина Е.Н., Дедов И.И., 1993; Один В.И., 2003; Балаболкин М.И., Клебанова Е.М., Креминская В.М., 2005; Дедов И.И., Шестакова М.В., 2007; Подгребельный А.Н., Смирнова О.М., Шестакова М.В., 2007; Петеркова, В.А., Лаптев Д.Н., 2009). Самым эффективным современным методом поддержания углеводного обмена у больных сахарным диабетом первого типа является заместительная инсулинотерапия. Однако в настоящее время ведутся активные разработки методов трансплантации Р-клеток для восстановления метаболизма у больных диабетом (Петеркова, В.А., Лаптев Д.Н., 2009). В связи с чем большое число работ посвящено строению, особенностям физиологии, а также механизмам дифференцировки р-клеток поджелудочной железы. Несмотря на большой объем накопленных данных, ряд вопросов остается малоизученными.

Гистологические и иммуногистохимические данные свидетельствуют о том, что в поджелудочной железе млекопитающих эндокринные клетки панкреатических островков (островков Лангерганса) и структуры нервной системы (нервные волокна, тела нейронов, глиальные клетки) объединены в сложноорганизованные комплексы, которые были названы нейроинсулярными (Persson-Sjogren S., Zashihin A. and Forsgren S., 2001; Sunami E. et al., 2001). Функциональная роль нейроинсулярных комплексов не ясна (Persson-Sjogren S., Zashihin A. and Forsgren S., 2001).

Другой интересной особенностью эндокринных клеток является их сходство по ряду биохимических и физиологических характеристик с нейронами. Известно, что в Р-клетках панкреатических островков экспрессируется ряд белков, характерных для нервной системы: S-100, GFAP (glial fibrillaiy acidic protein), GAD {glutamic acid decarboxylase), TH {tyrosin hydroxylase), NPY {neuropeptide Y), NSE {neuron specific enolase) и др. (Von Dorsche H.H. et al., 1989; Kim, J. et al., 1993; Teitelman G. et al., 1993; Tsui H. et al., 2003; Winer S. et al., 2003). Кроме того, при дифференцировке эндокринных клеток поджелудочной железы экспрессируется ряд факторов транскрипции, характерных для нервной системы — Ngn3 (neurogenin3), BETA2/NEUROD и др.

Во второй половине XX века разрабатывались разнообразные концепции, объясняющие причины сходства и интеграции нервных и эндокринных клеток в поджелудочной железе млекопитающих. Pearse A.G.E. в своей APUD {amine precursor uptake and decarboxylation) концепции и Fujita Т. в концепции «паранейрона» объясняли сходство Р-клеток и нейронов их происхождением из одного эмбрионального зачатка — нейроэктодермы (Fujita Т., 1976; Pearse A.G.E., 1976). В пользу гистогенетической близости эндокринных клеток поджелудочной железы к нервным клеткам говорят и филогенетические данные. У многих беспозвоночных клетки, секретирующие гормоны поджелудочной железы, были обнаружены в " нервной системе (Slack J.M., 1995). Однако нейроэкто дермальное происхождение эндокринных клеток было опровергнуто в ряде экспериментов с использованием химерных зародышей, а также по культивированию зачатка поджелудочной железы in vitro (Slack J.M., 1995).

В настоящее время показано, что эмбриональным источником эндокринных клеток поджелудочной железы являются стволовые и прогениторные клетки, локализованные среди эпителиальных клеток формирующихся протоков железы (Slack J.M., 1995; Edlund Н., 2001). Источниками нервных элементов служат волокна блуждающего (п. vagus) и чревного (n.splanchnicus) нервов, врастающие в развивающуюся поджелудочную железу, а также нейроны, которые дифференцируются из мигрировавших в железу клеток нервного гребня (Первушин В.Ю. и Ставрова Н.П., 1973; Башкин А.Д., 1988). Существует мнение, что сходство и интеграция эндокринных и нервных клеток поджелудочной железы обусловлены их развитием по единой нейроэндокринной программе. Работы по изучению развития нервного аппарата панкреатических островков в эмбриогенезе млекопитающих малочисленны. Поэтому представляется актуальным проведение исследований формообразования нейроэндокринного аппарата поджелудочной железы как единого целого.

Актуальность исследования нейроэндокринного аппарата поджелудочной железы и его морфогенеза обусловлена также существованием нейральной модели развития сахарного диабета 1-го типа. На NOD-мышах (nonobese diabetic mice) было показано, что нервный аппарат панкреатических островков, в частности периферическая оболочка из глиальных (шванновских) клеток, является первой мишенью аутоиммунной атаки (Saravia F. and Homo-Delarche F., 2003; Tsui H. et al., 2003). У мышей этой линии при развитии аутоиммунной реакции первыми появляются Т-лимфоциты аутореактивные к GFАР, GAD, S-100 - антигенам глиальных клеток. Сходные Т-лимфоциты выявляются и в крови больных диабетом пациентов и их ближайших родственников (Winer S. et al., 2003). На мышах NOD также было показано, что привлекать лимфоциты при развитии диабета могут расположенные внутри островков сенсорные нейроны, поскольку блокировка этих нейронов капсаицином приводит к значительному снижению проникновения лимфоцитов в островки и замедлению развития диабета (Razavi R. et al., 2006). Развитие аутоиммунной реакции на р-клетки происходит из-за их сходства по ряду экспрессируемых белков с нейронами.

Вопрос об участии структур нервной системы в патогенезе сахарного диабета 1-го типа у человека не решен. В литературе практически отсутствуют сведения о нервном аппарате поджелудочной железы и панкреатических островков у человека. Однако известно, что организация эндокринной части (Brissova М. et. al., 2005; Cabrera О. et al., 2006) и, возможно, нервного аппарата поджелудочной железы человека и мышей могут значительно различаться. Поэтому необходимы сведения об организации нейроэндокринного аппарата поджелудочной железы человека. Важное значение имеет также выявление в эндокринных клетках поджелудочной железы нейральных белков, которые могут являться мишенями для развития аутоиммунной атаки.

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Кривова, Юлия Сергеевна

VI. выводы

1. В онтогенезе поджелудочной железы человека наблюдается смена форм организации ее эндокринной части: внешний эпителий у 8-10-недельных плодов, панкреатические островки плащевого типа у плодов с 12-й по 32-ю недели развития, панкреатические островки мозаичного типа у поздних плодов (после 34-й недели), детей, взрослых.

2. При развитии поджелудочной железы человека выявлено изменение соотношения Р- и а-клеток. На 8-9-й неделе развития в поджелудочной железе преобладают р-клетки. С 12-й по 18-ю недели соотношение Р- и а-клеток одинаковое или а-клетки преобладают. Для всех плодов с 18-й по 32-ю недели развития характерно преобладание в поджелудочной железе а-клеток. На поздних сроках развития (34-40 недель), у детей и взрослых в поджелудочной железе преобладают р-клетки.

3. С помощью иммуногистохимических методов в эндокринных клетках поджелудочной железы обнаружена экспрессия белков, характерных для нервной системы (SNAP-25, NCAM, нейрон-специфического р-Ш тубулина). При развитии поджелудочной железы человека NCAM и нейрон-специфический P-III тубулин выявляются в эндокринных клетках с 14-й недели развития, экспрессия SNAP-25 начинается на 16-й неделе развития.

4. При помощи антител к белкам нервной системы (SNAP-25, NCAM, нейрон-специфическому P-III тубулину, периферину) установлено, что наряду с известными нервными ганглиями и пучками нервных волокон различного диаметра, существует сеть тонких нервных волокон в паренхиме поджелудочной железы. В телах ганглионарных нейронов и пучках нервных волокон экспрессируются все четыре исследованных маркера, тогда как в части тонких нервных волокон периферии не экспрессируется, что свидетельствует о гетерогенном белковом составе структур нервного аппарата поджелудочной железы.

5. Экспрессия нейральных белков в структурах нервного аппарата поджелудочной железы начинается на разных сроках ее развития. В ганглионарных нейронах и пучках нервных волокон 8-недельных плодов экспрессируются NCAM и нейрон-специфический р-Ш тубулин. Экспрессия SNAP-25 и периферина начинается с 14-й недели развития.

6. Нейроэндокринный аппарат поджелудочной железы человека меняется в онтогенезе. При развитии поджелудочной железы нервные волокна и ганглии располагаются плотнее, чем у взрослых. В поджелудочной железе плодов человека после 14-й недели развития выявлены нейроэндокринные комплексы I и II типов. Для детей и взрослых характерны единичные нейроэндокринные комплексы II типа, нейроэндокринные комплексы I типа не обнаружены.

7. В проведенном исследовании выявлены различия в организации нейроэндокринного аппарата поджелудочной железы человека и других видов млекопитающих (нутрии и монгольской песчанки). У всех исследованных видов присутствуют нейроэндокринные комплексы II типа, которые отличаются по обилию и характеру распределения нервных волокон. Нейроэндокринные комплексы I типа обнаружены только у нутрии и плодов человека.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кривова, Юлия Сергеевна, 2010 год

1. Балаболкин М.И., Клебанова Е.М., Креминская В.М. Лечениесахарного диабета и его осложнений. Руководство для врачей. — М.: Медицина. 2005. - 512 с.

2. Башкин АД. Развитие нервного аппарата поджелудочной железычеловека в пренатальном онтогенезе // Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. 1988. - 94. - №2. - С. 13-18.

3. Гартнер Л.П., Хайатт Д.Л. Цветной атлас гистологии. Пер. с англ.

4. Под ред. В.П. Сапрыкина. М.: Логосфера. — 2008. - 464 с.

5. Дедов И.И., Шестакова М.В. Алгоритмы специализированноймедицинской помощи больным сахарным диабетом. М.: Медицина.—2007.-112 с.

6. Елецкий Ю.К., Яглов В.В. Эволюция структурной организации .эндокринной части поджелудочной железы позвоночных. М.: Наука. 1978.- 166 с.

7. Злобина Е.Н., Дедов И.И. Современные концепциииммунопатогенеза инсулинозависимого сахарного диабета // Проблемы эндокринологии. — 1993. — 3. — №9. С. 51-58.

8. Мшованов А.П., Савельев С.В. Внутриутробное развитие человека.

9. Руководство для врачей. М.: МДВ. - 2006. - 384 с.

10. Один В.И. Аутоиммунный сахарный диабет. — СПб.: ВМедА. 2003.-344 с.

11. Петтен Б. М. Эмбриология человека. Пер. с англ. М.: Медгиз. —1959.-183 с.

12. Подгребелъный А.Н., Смирнова О.М., Шестакова М.В.

13. Дискуссионные методы лечения сахарного диабета // Сахарный диабет. 2007. - №1. - С. 33-34.

14. Стриэ/саков А.Н., Игнатко И.В., Фрязинова Е.М. Перинатальнаяэндокринология // Вопросы гинекологии, акушерства и перинатологии. 2008. - 7. - №5. - С. 52-58.

15. Тешермен Дж., Тешермен X. Физиология обмена веществ иэндокринной системы. Вводный курс. Пер. с англ. М.: Мир. -1989.-656 с.

16. Фалин Л.И. Развитие и цитодифференцировка островков

17. Лангерханса у эмбрионов и плодов человека. Становление эндокринных функций в зародышевом развитии. - М.: Наука. -1966.-с. 58-81.

18. Яглов В.В. Морфология и классификация ацино-островковыхклеток поджелудочной железы // Архив анатомии, гистологии, эмбриологии. 1975. - 69. - №12. - С. 20-23.

19. Яглов В.В. Морофология эндокринной части поджелудочнойжелезы амфибий // Архив анатомии, гистологии, эмбриологии. — 1976а. 70. - №3. - С. 73-78.

20. Яглов В.В. Морфология эндокринной части поджелудочной железырептилий // Архив анатомии, гистологии, эмбриологии. 19766. — 71.-№11.-С. 89-93.

21. Яглов В.В. Морфология эндокринной части поджелудочной железыптиц // Архив анатомии, гистологии, эмбриологии. 1977а. - 72. -№1. - С. 24-27.

22. Яглов В.В. К сравнительной морфологии эндокринной частиподжелудочной железы млекопитающих // Архив анатомии, гистологии, эмбриологии. 19776. - 72. - №4. - С. 83-88.

23. Яглов В.В. Морфология эндокринной части поджелудочной железыкостистых рыб // Архив анатомии, гистологии, эмбриологии. -1978. 74. — №1. — С. 111-115.

24. Яглов В.В. Актуальные проблемы биологии диффузнойэндокринной системы // Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. 1989. - 96. - №1. - с. 14-29.

25. Яглов В.В., Ломоносова Г. А. Диффузная эндокринная система. Итоги и перспективы исследования // Успехи современной биологии. 1985. - 99. - №2. - с. 264-276.

26. Ahren В. Autonomic regulation of islet hormone secretion implicationsfor health and disease // Diabetologia. 2000. - 43. - №4. - 393-410.

27. Ahren В., Bottcher G., Kowalyk S., Dunning B.E., Sundler F., Taborsky G.J. Jr. Galanin is co-localized with noradrenaline and neuropeptide Y in dog pancreas and celiac ganglion // Cell Tissue Res. 1990. - 261. -№1.-49-58.

28. Amelia C., Cappello F., Kahl P., Fritsch H., Lozanoff S., Sergi C. Spatial and temporal dynamics of the innervation during the development of fetal human pancreas // Neuroscience. — 2008. — 154. — №4. 1477-1487.

29. Accordi F., Bracci M.A., Ventola F. Pancreatic endocrine cells in Bufo bufo: immunocytochemistry and ultrastructure // J Anat. — 1998. — 192. -№2.-195-202.

30. Andrew A. An experimental investigation into the possible neural crest origin of pancreatic APUD (islet) cells // J Embryol Exp Morphol. -1976.-35.-№3.-577-593.

31. Apelqvist A., Li H., Sommer L., Beatus P., Anderson D.J., Honjo Т., Hrabe de Angelis M., Lendahl U., Edlund H. Notch signaling controls pancreatic cell differentiation // Nature. 1999. - 400 (6747). - 877881.

32. Artner I., Le Lay J., Hang Y., Elghazi L., Schisler J.C., Henderson E., Sosa-Pineda В., Stein R. MafB: an activator of the glucagon gene expressed in developing islet alpha- and beta-cells // Diabetes. 2006. -55. -№2.-297-304.

33. Ashery-Padan R., Zhou X., Marquardt Т., Herrera P., Toube L., Berry A., Gruss P. Conditional inactivation of Рахб in the pancreas causes early onset of diabetes // Dev Biol. 2004. - 269. - №2. - 479-488.

34. Beatens D., Malaisse-Lagae F., Perrelet A., Orci L. Endocrine pancreas: three-dimensional reconstruction shows two types of islets of Langerhans // Science. 1979. - 206. - №2444. - 1323-1325.

35. Berthoud H.-R., Powly T.L. Morphology and distribution of efferent vagal innervation of rat pancreas as revealed with anterograde transport of Dil // Brain Res. 1991. - 553. - №2. - 336-341.

36. Bonal C., Herrera P.L. Genes controlling pancreas ontogeny // Int J Dev Biol. 2008. - 52. - №7. - 823-835.

37. Brissova M., Flower M.J., Nicholson W.E., Chu A., Hirshberg В., Harlan D.M., Powers A.C. Assessment of human pancreatic islet architecture and composition by laser scanning confocal microscopy // J Histochem Cytochem. 2005. - 53. - №9. - 1087-1097.

38. Brunicardi F. C., Shavelle D.M., Andersen D.K. Neural regulation of the endocrine pancreas // Int J Pancreatol. 1995. - 18. -№3. - 177-195.

39. Buchan A.M.J. An immunocytochemical study of the endocrine pancreas of snakes // Cell Tissue Res. 1984. - 235. - №3. - 657-661.

40. Buchan A.M.J., Lance V., Polak J.M. The endocrine pancreas of Alligator mississippiensis // Cell Tissue Res. 1982. - 224. - №1. -117-128.

41. Burris R. and Hebrok M. Pancreatic innervation in mouse development and (3-cell regeneration // Neuroscience. 2007. - 150. - №3. - 592602.

42. Buono S., Odierna G 2nd., Putti R. Morphology of pancreas of some species belonging to the genera Phelsuma and Gecko (family Gekkonidae): evidence of apoptotic process during the seasonal cycle // Anat Embryol (Berl). 2006. - 211. - №5. - 413-421.

43. Castorina S., Romeo R. and Marcello M.F. Immunohistochemical study of intrinsic innervation in the human pancreas. J Biol Res Boll Soc Ital Biol Sper. - 1996. - 72. - №1-2. - 1-7.

44. Chandavar V.R., Naik P.R. Immunocytochemical detection of glucagons and insulin cells in endocrine pancreas and cyclic disparity of plasma glucose in the turtle Melanochelys trijuga IIJ Biosci. 2008. -33.-№2.-239-247.

45. Chen X.H., Itoh M., Sun W., Miki Т., Takeuchi Y. Localization of sympathetic and parasympathetic neurons innervating pancreas and spleen in the cat 11J Auton Nerv Syst. 1996. - 59. - №1-2. - 12-16.

46. Cirulli V., Beatens D., Rutishauser U., Halban P.A., Orci L., Rouiller D. G. Expression of neural cell adhesion molecule (N-CAM) in rat islets and its role in islet cell type segregation // J Cell Sci. — 1994. 107. — №6.- 1429-1436.

47. Collombat P., Mansouri A., Hecksher-Sorensen J., Serup P., Krull J., Gradwohl G., Gruss P. Opposing actions of Arx and Pax4 in endocrine pancreas development // Genes Dev. 2003. - 17. - №20. - 25912603.

48. Conelle-Gispert C., Halban P.A., Neimann H., Palmer H., Catsicas S., Sadoul K. SNAP-25 a and 25b isoforms are both expressed in insulin-secreting cells and can function in insulin secretion // Biochem J. — 1999. 339.-№1.- 159-165.

49. Delia Rosa A., Putti R. The endocrine pancreas of lacertids: an immunocytochemical study of the genera Pedioplanis and Meroles // Eur J Histochem. 1995. - 39. - №1. - 47-25.

50. Deltour L., Leduque P., Paldi A., Ripoche MA., Dubois P., Jami J. Polyclonal origin of pancreatic islets in aggregation mouse chimaeras // Development. 1991.- 112.-№4.- 1115-1121.

51. Donev S. Ultrastructural evidence for presence of a glial sheath investing the islets of Langerhans in the pancreas of mammals // Cell Tissue Res. 1984. - 237. - №2. - 343-348.

52. Duvillie В., Attali M, Bounacer A., Ravassard Ph., Basmaciogullari A., Scharfmann R. The mesenchyme controls the timing of pancreatic (3-cell differentiation // Diabetes. 2006. - 55. - №3. - 582-589.

53. Eidelman S., Damsky С. II., Wheelock M. J., Damjanov I. Expression of the cell-cell adhesion glycoprotein Cell-CAM 120/80 in normal human tissue and tumor // Amer J Pathol. 1989. - 135. - №1. - 101-110.

54. Edlund H. Developmental biology of the pancreas // Diabetes. 2001. — 50. — Suppl. 1. — S5-S9.

55. Elliot W.M., Youson J.H. Fine structure and immunocytochemistry of cells within the endocrine pancreas of larval and adult sea lampreys, Petromyzon marinus L // Am J Anat. 1988. - 182. - №1. - 73-83.

56. Esni F., Taljedal LB., Perl A.K., Cremer H, Christofori G., Semb H. Neural cell adhesion molecule (N-CAM) is requires for islet cell type segregation and normal ultrastructure in pancreatic islets // J Cell Biol. 1999. - 144. - №2. - 325-337.

57. Etayo J.C., Montuenga L.M., Sesma P., Diaz de Rada O., Rovira J., Villaro A.C. Characterization of pancreatic endocrine cells of the European common frog Rana temporaria II Gen Comp Endocrinol. -2000. 117. - №3. - 366-380.

58. Fink Т., Di Sebastiano P., Bochlerj M, Beger H.G., Weihe E. Growth-assotiated protein-43 and protein gene-product 9,5 innervation in human pancreas: changes in chronic pancreatitis // Neuroscience. — 1994. 63. - №1. - 249-266.

59. Fishman M.P. and Melton D.A. Pancreatic lineage analysis using a retroviral vector in embryonic mice demonstrates a common progenitor for endocrine and endocrine cells // Int J Dev Biol. 2002. - 46. - №2. -201-207.

60. Fontaine J., Le Douarin N. Analysis of entoderm formation in the avian blastoderm by use of quail-chick chimeras. The problem of the neuroectodermal origin of the cells of the APUD series // J Embryol Exp Morphol. 1977. - 41. - 209-222.

61. Forssmann W.G., Greenberg J. Innervation of the endocrine pancreas in primates. In: Coupland R.E., Forssmann W.G. (eds). Peripheral neuroendocrine interactions. NY.: Springer Verlag. - 1978. - 124133.

62. Fujita T. Histological studies on the neuro-insular complex in the pancreas of some mammals // Z Zselloforsch. 1959. - 50. - 94-109.

63. Fujita T. The gastro-enteric endocrine cell and its paraneuronic nature. In: (ed. by) R.E. Coupland and T. Fujita: Chromaffin, enterochromaffin and related cells. Amsterdam: Elsiver. — 1976. — 191-208.

64. Furuzawa Y., Ohmori Y., Watanabe T. Anatomical localization of sympathetic postganglionic and sensory neurons innervating the pancreas of the cat // J Vet Med Sci. 1996. - 58. - №3. - 243-248.

65. Gannon M, Ray M.K., Van Zee K., Rausa R, Costa R.H., Wright С. V. Persistent expression of HNF6 in islet endocrine cells causes disrupted islet architecture and loss of beta cell function // Development. 2000. - 127.-№13.-2883-2895.

66. Gegrell L. The postnatal occurrence of biogenic monoamines in pancreatic islets of golden humsters // Acta Endocrinol (Kbh). 1975. -78.-№2.-289-293.

67. Gilon P., Henquin J.-C. Mechanism and physiological significance of the cholinergic control of pancreatic P-cell function // Endocr Rev. — 2001. 22. - №5. - 565-604.

68. Goridis C. and Brunet J.F. NCAM: structural diversity, function and regulation of expression // Semin Cell Biol. 1992. - 3. - №3. - 189197.

69. Gradwohl G., Deirich A., Lemeur M., Guillemot F. Neurogenin3 is required for the development of the four endocrine cell lineages of the pancreas // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. - 97. - №4. - 1607-1611.

70. Grapin-Botton A., Majithia A.R., Meltom D.A. Key events of pancreas formation are triggered in gut endoderm by ectopic expression of pancreatic regulatory genes // Genes Dev. — 2001. — 15. №4. - 444454.

71. Groff K.E., Youson J.H. Fine structure and immunocytochemistry of cells within the endocrine pancreas of the gar (Lepisosteus osseus) // Can J Zool. 1998. - 76. - №1. - 6-18.

72. Hale M.A., Kagami H., Shi L., Holland A.M., Elasser HP., Hammer R.E., Macdonald R.J. The homeodomain protein PDX1 is required at mid-pancreatic development for the formation of exocrine pancreas // Dev Biol. 2005. - 286. - №1. - 225-237.

73. Hellerstrom C. and Swenne I. Functional maturation and proliferation of fetal pancreatic beta cells // Diabetes. — 1991. — 40. Suppl. 2. 8993.

74. Herrera P.L. Adult insulin- and glucagon-producting cells differentiate from two independent cell lineages // Development. 2000. - 127. -№11.-2317-2322.

75. Herrera, P. L., Huarte, J., Sanvito, F., Meda, P., Orci, L. and Vassalli, J. D. Embryogenesis of the murine endocrine pancreas; early expression of pancreatic polypeptide gene // Development. 1991. -113.-№4.- 1257-1265.

76. Henseleit K.D., Nelson S.B., Kuhlbrodt K., Hennings J.C., Ericson J., Sander M. Nkx6 transcription factor activity is required for alpha- and beta-cell development in the pancreas // Development. 2005. — 132. -№13.-3139-3149.

77. Huchtebrock H.J., Niebel W., Singer M.V., Forssmann W.G. Intrinsic pancreatic nerves after mechanical denervation of the extrinsic pancreatic nerves in dogs // Pancreas. 1991. - 6. - №1. - 1-8.

78. Jeon J., Correa-Medina M., Ricordi C., EdlundH., Diez J.A. Endocrine cell clustering during human pancreas development // J Histochem Cytochem. 2009. - 57. - №9. - 811-824.

79. Jirasek Т., Pisarikova E., Vikliclicky V., Mandys V. Expression of class III P-tubulin in malignant epithelial tumors: an immunohistochemical study using TU-20 and TuJ-1 antibodies // Folia Histochem Cytobiol. — 2007.-45.-№1.-41-45.

80. Johansson M, Andersson A., Carlsson P.-O., Jansson L. Perinatal development of the pancreatic islet microvasculature in rats // J Anat. — 2006.-208.-№2.- 191-196.

81. Jonsson J., Carlsson L., Edlund Т., EdlundH. Insulin-promoter-factor 1 is required for pancreas development in mice // Nature. 1994. — 371. — №6498.-606-609.

82. Jorgensen M.C., Ahnfelt-Ronne J., Hald J., Madsen O.D., Serup P., Hecksher-Sorensen J. An illutrated review of early pancreas development in the mouse // Endocr Rev. 2007. — 28. - №6. — 685705.

83. Jouhilahti E.-M., Peltonen S., Peltonen J. Class III p-tubulin is a component of the mitotic spindle in multiple cell types // J Histochem Cytochem. 2008. - 56. - №12. - 1113-1119.

84. Karlsson S., Ahren B. Cholecystokinin and the regulation of insulin secretion // Scand J Gastroenterol. 1992. - 27. - №3. - 161-165.

85. Karlsson S., Scheurink A.J. W., Steffens A.B., Ahren B. Involvement of capsaicin-sensitive nerves in regulation of insulin secretion and glucose tolerance in conscious mice // Am J Physiol. 1994. - 267. - 4 Pt. 2. -R1071-R1077.

86. Kasemeier-Kulesa J.C., Kulesa P.M., Lefcort F. Imaging neural crest cell dynamics during formation of dorsal root ganglia and sympathetic ganglia // Development. 2005. - 132. - №2. - 235-245.

87. Kawaguchi Y., Cooper В., Gannon M., Ray M., Macdonald R.J., Wright C.V. The role of the transcriptional regulator Ptfla in converting intestinal to pancreatic progenitors // Nat Genet. 2002. - 32. - №1. — 128-134.

88. Kawakami Т., Kasukabe Т., Takenaka Т. Distributions of immunoreactive neuropeptides in the pancreas of the bullfrog, Rana catesbeiana, demonstrated by immunofluorescence // Cell Tissue Res. -1995. 280. - №2. - 307-311.

89. Katsetos C., Herman M., Mork S. Class III P-tubulin in human development and cancer // Cell Motil Cytoskeleton. 2003. - 55. - №2. - 77-96.

90. Kim J., Richter W., Aanstoot H.J., Shi Y, Fu Q., Rajotte R., Warnock G., Baekkeskov S. Differential expression of GAD65 and GAD67 in human, rat, and mouse pancreatic islets // Diabetes. 1993. - 42. -№12.-1799-1808.

91. Kirchgessner A.L., Gershon M.D. Innervation of the pancreas by neurons in the gut // J Neurosci. 1990. - 10. - №5. - 1626-1642.

92. Kirchgessner A.L., Pintar J.E. Guinea pig pancreatic ganglia: projections, transmitter content, and the type-specific localization of monoamine oxidase // J Comp Neurol. 1991. - 305. - №4. - 613-631.

93. Kirsteen N., Browning F., Coleman F.H., Travagli R.A. Characterization of pancreas-projecting rat dorsal motor nucleus of vagus neurons // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2005. -288.-№5.-950-955.

94. Kobayashi S., Fujita T. Fine structure of mammalian and avian pancreatic islets with a special reference to D-cells and nervous elements // Z Zellforsch Mikrosk Anat. 1969. - №100. - 340-363.

95. Ku S.-к, Lee H.-s., Park K.-d., Lee J.-h. An immunohistochemical study of the pancreatic islets of the Mongolian gerbils, Meriones unguiculatus I IJ Vet Sci. 2001. - 2. - №1. - 9-14.

96. Landon F., Lemonnier M., Benarous R., Hue C., Fiszman M., Gros F., Portier M.M. Multiple mRNAs encode peripherin, a neuronal intermediate filament protein // EMBO J. 1989. - 8. - №6. - 17191726.

97. Lee J.H., Ku S.K., Lee H.S., Kitagawa H. An immunohistochemical study of endocrine cells in the pancreas of the Red-billied frog (Bombina orientalis) // Eur J Histochem. 2003. — 47. - №2. — 165172.

98. Love J.A., Szebeni K. Morphology and histochemistry of the rabbit pancreatic innervation // Pancreas. 1999. - 18. — №1. — 53-64.

99. Matsuoka T.A., Artner I., Henderson E., Means A., Sander M., Stein R. The MafA transcription factor appears to be responsible for tissue-specific expression of insulin // Proc Natl Acad Sci USA. 200. - 101. -№9.-2930-2933.

100. Memberg S.P., Hall A.K. Dividing neuron precursors express neuron-specific tubulin // Neurobiol. 1995. - 27. - №1. - 26-43.

101. Miralles F., Czernichow P., Scharfmann R. Follistatin regulates the relative proportions of endocrine versus exocrine tissue during pancreatic development // Development. 1998. - 125. - 6. - 10171024.

102. MO.Myojin Т., Kitamura N., Hondo E., Baltazar E.T., Pearson G.T., Yamada J. Immunohistochemical localization of neuropeptides in bovine pancreas // Anat Histol Embryol. 2000. - 29. - 3. - 167-172.

103. Nay a F.J., Huang H.P., Qui Y., Muton H., Demayo F.J., Leiter A.B., Tsai M.J. Diabetes, defective pancreatic morphogenesis, and abnormal enteroendocrine differentiation in BETA2/NeuroD-deficient mice // Genes Dev. 1997. - 11. - №18. - 2323-2334.

104. Oster A., Jensen J., Serup P., Galante Ph., Madsen O.D., Larsson L.-I. Rat pancreatic development in relation to two homeobox gene products (Pdxl and Nkx6.1) // J Histochem Cytochem. 1998. - 46. - №6. -707-715.

105. Peschke E., Peschke D., Hammer Т., Csernus V. Influence of melatonin and serotonin on glucose-stimulated insulin release from perifused rat pancreatic islets in vitro IIJ Pineal Res. 1997. - 23. - №3. - 156-163.

106. Pictet R.L., Rail L.B., Phelps P., Rutter W.J. The neural crest and the origin of the insulin producing and other gastrointestinal hormone producing cells // Science. 1976. - 191. - №4223. - 191-192.

107. Ml.Piper K., Brickwood S., Turnpenny L.W., Cameron I.T., Ball S.G., Wilson D.I., Hanley N.A. Beta cell differentiation during early human pancreas development 11J Endocrinol. 2004. -181.-№1.-11-23.

108. Pearse A.G.E. Neurotransmission and the APUD concept. In: (ed. by) R.E. Coupland and T. Fujita: Chromaffin, enterochromaffin and related cells. Amsterdam.: Elsiver. 1976. - P. 147-154.

109. Polak M., Bouchareb-Banaei L., Scharfmann R., Czernichow P. Early pattern of differentiation in the human pancreas // Diabetes. — 2000. — 49.-№2.-225-232.

110. Putti R., Delia Rossa A., Varano L., Laforgia V., Cavagnuolo A. An immunohistochemical study of the pancreas in the three genera of lacertids // Gen Comp Endocrinol. 1992. - 87. - №2. - 249-259.

111. Putti R., Delia Rossa A., Maglio M., Tagliafierro G. Islets and diffuse endocrine component in the pancreas of three red frogs species: relationships between endocrine and exocrine tissue // Tissue Cell. — 1997.-29.-№3.-355-363.

112. Rouiller D.G., Cirulli V. and Halban P.A. Differences in aggregation properties and levels of neural cell adhesion molecule (NCAM) between islet cell types // Exp Cell Res. 1990. - 191. - №2. - 305312.

113. Rutishauser U. Adhesion molecules of the nervous system // Curr Opin Neurobiol. 1993. - 3. - №5. - 709-715.

114. Sadoul К., Lang J., montecucco C., Weller U., Regazzi R., Catsicas S., Wollheim C.B., Halbal P.A. SNAP-25 is expressed in islets of Langerhans and is involved in insulin release // J Cell Biol. 1995. -128.-№6.- 1019-1028.

115. Saravia F., Homo-Delarche F. Is innervation an early target in autoimmune diabetes? // Trends Immunol. 2003. - 24. - №11. - 574579.

116. Setti Y., Cohen I.R., Dor Y., Harel D. Four-dimensional relastic modeling of pancreatic organogenesis // PNAS. 2008. - 105. - №51. - 20374-20379.

117. Scharfmann R., Xiao X, Heimberg H., Jacques M, Ravassard Ph. Beta cells within single human islets originate from multiple progenitors // PLoS ONE. 2008. - 3. -№10. - e3559.

118. Simsek N., Oztidogru Z. and Alabay B. Immunohistochemical studies on the splenic lobe of the pancreas in young Japanese quails (Coturnix c.japonica) // Dtsch Tierarztl Wochenschr. 2008. - 115. - №5. - 189193.

119. Slack J.M. Developmental biology of the pancreas // Development. — 1995. 121. - №6. - 1569-1580.

120. Sollner Т., Bennett M.K., Whiteheart S. W., Scheller R.H., Rothman J.E. A protein assembly-disassembly pathway in vitro may correspond to sequential steps of synaptic vesicle docking, activation and fusion // Cell. 1993. - 75. -№3. - 409-418.

121. Sosa-Pineda В., Chowdhury K., Torres M., Oliver G., Gruss P. The Pax4 gene is essential for differentiation of insulin-producting beta cells in the mammalian pancreas // Nature. 1997. - 386. - №6623. - 406409.

122. Stanger B.Z., Tanaka A.J., Melton D.A. Organ size is limited by the number of embryonic progenitor cells in the pancreas but not the liver // Nature. 2007. - 445. - №7130. - 886-891.

123. Stoffers D.A., Zinkin N.T., Stanojevic V., Clarke W.L., Haberner J.F. Pancreatic agenesis attributable to a single nucleotide deletion in the human IPF1 gene coding sequence I I Nat Genet. 1997. - 51. - №1. — 106-110.

124. Thomas N. W., Findlay J.A. Innervation of the endocrine pancreas in the mongolian gerbil (Meriones unguiculatus). In: Coupland R.E., Forssmann W.G. (eds). Peripheral neuroendocrine interactions. New York.: Springer Verlag. 1978. - P. 134-143.

125. Tsui H., Winer S., Jakowsky G., Dosch H.-M. Neuronal elements in the pathogenesis of type 1 diabetes // Rev Endoc Metab Disord. 2003. -4.-№3.-301-310.

126. XJpchurch B.H., Aponte G.W., Leiter A.B. Expression of peptide YY in all four islet cell types in the developing mouse pancreas suggests a common peptide YY-producing progenitor // Development. 1994. -120.-№2.-245-252.

127. Von Dorsche H.H., Fait K, Hahn H.J., Reiher H. Neuron-specific enolase (NSE) as a neuroendocrine cell marker in the human fetal pancreas //Acta Histochem. 1989. - 85. - №2. - 227-228.

128. Voss K.M., Lieselotte H., Kern H.F. Fine structural studies of the islets of Langerhans in the Djungarian humster (Phodopus sungorus) // Cell Tissue Res. 1978. - 191. - №2. - 333-342.

129. Walsh F.S. and Doherty P. Neural cell adhesion molecules of the immunoglobulin superfamily: role in axon growth and guidance // Annu Rev Cell Dev Biol. 1997. - 13. - 425-456.

130. Won M.H., Park H.S., Jeong Y.G., Park H.J. Afferent innervations of the rat pancreas: retrograde tracing and immunohistochemistry in the dorsal root ganglia // Pancreas. 1998. - 16. - №1. - 80-87.

131. Youson J.H, Al-Mahrouki A.A. Ontogenetic and phylogenetic development of the endocrine pancreas (islet organ) in fish // Gen Comp Endocrinol. 1999. - 116. -№3. -303-335.

132. Youson J.H., Al-Mahrouki A.A., Amemiya Y, Graham L.C., Montpetit C.J., Irwin D.M. The fish endocrine pancreas: review, new data and future research directions in ontogeny and phylogeny // Gen Comp Endocrinol. 2006. - 148. -№2. - 105-115.

133. Yui R., Nagata Y., Fujita T. Immunocytochemical studies of the islet and the gut of the arctic lamprey, Lamperta japonica // Arch Histol Cytol. 1988. - 51. -№1.