Молекулярные основы генетической гетерогенности и клинической вариабельности наследственных периферических нейропатий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, доктор наук Щагина Ольга Анатольевна
Щагина Ольга Анатольевна
доктор наук
2023
- Специальность ВАК РФ00.00.00
- Количество страниц 383
Оглавление диссертации доктор наук Щагина Ольга Анатольевна
ОГЛАВЛЕНИЕ
ВВЕДЕНИЕ
Актуальность темы исследования
Степень разработанности темы
Цель и задачи исследования
Научная новизна
Теоретическая и практическая значимость работы
Методология и методы диссертационного исследования
Положения, выносимые на защиту
Степень достоверности результатов
Апробация работы
Личный вклад автора в проведение исследования
Соответствие диссертации паспорту научной специальности
Публикации по теме диссертации
Объем и структура работы
ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1 Классификации наследственных периферических нейропатий и их распространенность в отдельных популяциях
1.2 Клинико-генетические и электрофизиологические характеристики периферических нейропатий
1.2.1 Патофизиология
1.2.2 Клинические характеристики
1.2.3 Электрофизиология
1.2.4 Другие объективные методы обследования
1.2.5 Шкалы оценки и диагностики наследственных периферических нейропатий
1.3 Молекулярно-генетические методы, используемые для диагностики различных генетических вариантов наследственных нейропатий
1.4 Генетические модификаторы наследственных периферических нейропатий
1.5 Подходы к патогенетической терапии отдельных нозологических форм наследственных нейропатий
1.5.1 Терапевтические стратегии СМТ1А
1.5.2 Терапевтические стратегии СМТ1Х
1.5.3 Терапевтические стратегии СМТ1В
1.5.4 Терапевтические стратегии СМТ2А2
1.5.5 Терапевтические стратегии различных редких форм СМТ
ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
2.1 Исследуемые группы пациентов и контрольные выборки
2.1.1 Основная выборка
2.1.2 Дополнительная группа пациентов
2.1.3 Группы сравнения
2.1.4 Функциональный анализ, материалы
2.2 Используемые методы
2.2.1 Анализ генеалогических, клинических и электрофизиологических данных
2.2.2 Выделение ДНК, РНК
2.2.3 Полимеразная цепная реакция
2.2.4 Количественная и аллель-специфичная лигазные реакции
2.2.5 Электрофорез в полиакриламидном геле
2.2.6 Секвенирование по Сенгеру
2.2.7 Высокопроизводительное секвенирование
2.2.8 Методы функционального анализа
2.2.9 Биоинформатический анализ
2.2.10 Методы статистического анализа
ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
3.1 Клиническая и генетическая гетерогенность наследственных периферических нейропатий
3.1.1 Клиническая гетерогенность периферических нейропатий
3.1.2 Генетическая гетерогенность периферических нейропатий
3.1.3 Клинико-генетические особенности наиболее частых генетических вариантов наследственных периферических нейропатий
3.1.4 Редкие генетические варианты наследственных периферических нейропатий
3.2 Определение причинности и патогенности вариантов, выявленных у пациентов с
наследственными периферическими нейропатиями
3.2.1 Семейный анализ
3.2.2 Функциональный анализ выявленных вариантов неопределенного клинического значения
3.3 Причины распространенности повторяющихся вариантов в генах периферических нейропатий
3.3.1 Повторяющиеся варианты гена GDAP1
3.3.2 Повторяющиеся варианты гена HINT1
3.3.3 Повторяющиеся варианты гена MFN2
3.3.4 Повторяющиеся варианты гена GJB1
3.3.5 Гаплотипы хромосом 17 с дупликацией
3.4 Поиск молекулярно-генетической причины наследственных периферических нейропатий
3.4.1 Информативность различных методов ДНК-диагностики
3.4.2 Целевые системы молекулярно-генетической диагностики наследственных периферических нейропатий
3.4.3 Алгоритмы ДНК-диагностики наследственных периферических нейропатий
3.4.4 Поиск новых генетических вариантов периферических нейропатий с использованием массива данных массового параллельного секвенирования пациентов без установленной причины НПН
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
ВЫВОДЫ
ПРИМЕНЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ И НАУЧНЫХ ВЫВОДОВ
ПЕРСПЕКТИВЫ ДАЛЬНЕЙШЕЙ РАЗРАБОТКИ ТЕМЫ
СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ
Список статей в рецензируемых изданиях, рекомендованных ВАК при Минобрнауки
России
Список публикаций в других изданиях:
СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ
СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ
ПРИЛОЖЕНИЕ
Олигонуклеотидные последовательности, использованные в данной работе
Дизайн панели НМСН
Рекомендованный список диссертаций по специальности «Другие cпециальности», 00.00.00 шифр ВАК
Клинико-нейрофизиологические и молекулярно-генетические характеристики наследственных периферических нейропатий с аутосомно-рецессивным типом наследования2021 год, кандидат наук Муртазина Айсылу Фанзировна
Эпидемиологические и клинико-генетические характеристики наследственных моторно-сенсорных нейропатий и миотонической дистрофии 1 типа в Республике Башкортостан2021 год, доктор наук Сайфуллина Елена Владимировна
«Клинико – сонографическое исследование периферических нервов при дизиммунных и наследственных полинейропатиях»2018 год, кандидат наук Наумова Евгения Сергеевна
Анализ генов MFN2, GDAP1 и NEFL у больных наследственными моторно-сенсорными нейропатиями из Республики Башкортостан2013 год, кандидат наук Скачкова, Ирина Алексеевна
Эпидемиология и молекулярно-генетические основы наследственных болезней нервной системы в Республике Башкортостан2008 год, доктор биологических наук Хидиятова, Ирина Михайловна
Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярные основы генетической гетерогенности и клинической вариабельности наследственных периферических нейропатий»
ВВЕДЕНИЕ Актуальность темы исследования
Наследственные периферические нейропатии («inherited peripheral neuropathies» - IPN, НИН) - термин, который после широкомасштабного внедрения технологий высокопроизводительного секвенирования предлагают применять для описания множества фенотипов моногенных болезней, связанных с поражением периферической нервной системы [1,2].
Полное прочтение человеческого генома, завершившееся в 2003 году, открыло новую страницу в медицинской генетике и дало в руки исследователей новые «инструменты», позволяющие установить точную причину моногенных болезней. Новые знания о молекулярном патогенезе наследственных болезней поставили перед медицинскими генетиками новую сложнейшую задачу - поиск генетического дефекта в каждой семье с моногенной патологией [3].
В 2005 году произошел запуск первой успешной платформы высокопроизводительного секвенирования (массового параллельного секвенирования, секвенирования нового поколения, NGS) и уже в 2009 году была задокументирована первая постановка диагноза с использованием данной технологии. Возможность одновременного прочтения большого числа нуклеотидов, постоянно снижающаяся цена секвенирования привело к успеху данных технологий в области медицинской генетики. Накопление большого объема генетической информации в течение последних десятилетий привело к существенным изменениям не только диагностических подходов. Изменились взгляды на генетическую гетерогенность моногенных болезней, появилось новое понимание клинической полиморфности наследственных болезней, что привело к изменению клинической классификации различных групп патологий. В основе новых классификаций наследственных нервно-мышечных заболеваний лежит тип наследования и молекулярная причина, а не клинические или морфологические особенности [4,5].
Доступность методов исследования генов привело к накоплению больших массивов данных о генетических вариантах у различных пациентов и показало, что наследственные моторно-сенсорные нейропатии (болезнь Шарко-Мари-Тут, CMT), моторные нейропатии, дистальные спинальные мышечные атрофии (дСМА) сенсорные нейропатии, нейропатии, возникающие как проявление других наследственных заболеваний, представляют из себя непрерывный континуум фенотипических форм, при этом часто проявления страдания нервно-
мышечной системы у разных пациентов при мутациях одного гена отличаются гораздо сильнее чем у двух пациентов с мутациями разных генов. Было показано, что заинтересованность чувствительных и двигательных волокон, вовлеченность черепно-мозговых нервов, деформации зависят не только от генетического варианта болезни, но и от продолжительности болезни и от того, в какой момент течения заболевания пациент был осмотрен врачом [6,7].
Бурное развитие технологий массового параллельного секвенирования и появление новых знаний о геноме породило необходимость пересмотра сложившихся методологических подходов для поиска причин менделирующих заболеваний. Внедрение геномных технологий в практику работы врача генетика привело к необходимости пересмотра сложившихся алгоритмов медико-генетического консультирования и молекулярной диагностики семей с наследственной патологией. до появления методов массового параллельного секвенирования основной проблемой при поиске причин моногенных болезней являлась разработка методических подходов и технологий. На сегодняшний день на первый план вышла проблема доказательства патогенности и причинности в отношении фенотипа выявленных при молекулярном анализе вариантов. доступные в современной клинической практике способы доказательства патогенности и причинности нуждаются в систематизации и определении информативности.
Сложность задачи обусловлена тем, что практически для каждой наследственной патологии открыто несколько генов, мутации которых являются причиной болезни. Явление генетической гетерогенности заключается в том, что один и тот же патологический фенотип может быть обусловлен различными мутациями в одном и том же гене (аллельная гетерогенность) либо мутациями в различных генах (локусная гетерогенность). В настоящее время установлена генетическая гетерогенность практически для всех групп менделирующих наследственных болезней. Феномен генетической гетерогенности представляет огромный научный и практический интерес. Продукты генов, ответственные за возникновение генетически гетерогенной патологии, могут функционировать в одних и тех же тканях в качестве структурных белков, ферментов, обеспечивающих различные этапы катаболизма одних и тех же субстратов, являться транскрипционными факторами или быть звеньями сигнальной трансдукции. Различить генетические варианты невозможно на уровне клинического, функционального, а часто и биохимического обследования пациента [3].
высокая суммарная частота наследственных периферических нейропатий, наличие генокопий и фенокопий, необходимость качественного медико-генетического консультирования, невозможного без молекулярной верификации диагноза, необходимость планирования профилактических мероприятий в отягощенных семьях, диктуют необходимость
разработки единой эффективной стратегии поиска молекулярно-генетической причины болезни в отягощенных семьях.
Исследования проявлений моногенных заболеваний у больных со сходным клиническим фенотипом, обусловленным мутациями различных генов, являются основой и двигателем изучения молекулярного взаимодействия структурных и функциональных молекул и реализации их совместной работы на уровне организма [3].
Наследственные периферические нейропатии являются отличной моделью для изучения мощности новых технологий диагностики и оценки необходимых изменений подходов к молекулярно-генетической диагностике генетически гетерогенных болезней. Распространенность в Европейских странах колеблется от 1:5 000 до 1:10 000 населения [8]. Возраст манифестации болезни колеблется от 0 до 75 лет, по электрофизиологическим критериям болезнь долгое время принято было разделять на миелинопатию (НМСН типа 1) со скоростями проведения импульса (СПИ) по срединному нерву менее 38 м/с и аксонопатию (НМСН типа 2) -СПИ более 38 м/с. В последнее годы группа аксональных НМСН была расширена и включила в себя не только моторно-сенсорные нейропатии, но и фенотипы с преобладанием моторного поражения - наследственные моторные нейропатии или дистальные спинальные атрофии, и фенотипы с преобладанием вегетативных нарушений - наследственные сенсорные нейропатии.
Отдельные генетические варианты и выборки пациентов, связанные определенными клиническими или электрофизиологическими признаками (скоростью проведения импульса), хорошо изучены клинически и генетически. Однако все работы предполагали на первом этапе выделения клинических форм с дальнейшим изучением отдельных генов, которые могут быть причиной данного фенотипа. Ни одно из исследований не позволяло учесть весь спектр пересекающихся фенотипов и только появление методов высокопроизводительного анализа позволило максимально широко изучить генетическую природу поражения периферических нервов, оценить фенотипическую изменчивость.
Для наследственных периферических нейропатий характерны частые во всех популяциях генетические варианты, связанные с микроперестройками на хромосоме 17 и мутациями конкретных генов. Однако спектры минорных генов, на долю которых приходится более половины всех случаев НПН, разнится в зависимости от географического положения и этнического состава в различных странах. Накопление большого объема генетических данных позволяет более детально на репрезентативных выборках изучить спектры мутаций различных генов и оценить причины распространенности определенных генетических вариантов у
российских пациентов, что оказывает существенное влияние на разработку максимально эффективных генетических исследований.
Пересмотр диагностических алгоритмов с учетом использования всего спектра молекулярно-генетических методов и их эффективности на примере наследственных периферических нейропатий является важнейшей прикладной задачей для современной медицинской генетики.
Степень разработанности темы
Наследственные периферические нейропатии являются самым частым наследственным заболеванием периферической нервной системы. Появление новых возможностей исследования генома привело к открытию новых генов. Высокопроизводительное секвенирование продемонстрировало не только широкую генетическую гетерогенность но и наличие пересекающихся фенотипов [9-12] не только в группе наследственных болезней но и среди ненаследственных поражений периферической нервной системы. Спектры минорных генов, на долю которых приходится более половины всех случаев НПН разнится в зависимости от географического положения и этнического состава в различных странах Накопленная информация приводит к пересмотру клинических, параклинических диагностических алгоритмов [13-16]. Знание причины нейропатии у конкретного пациента крайне важно для разработки инновационных технологий лечения [17-20].
В выборках пациентов из разных стран проводятся молекулярно-генетические исследования для уточнения эпидемиологии различных форм НПН. Отдельные генетические варианты и выборки пациентов, связанные определенными клиническими или электрофизиологическими признаками (скоростью проведения импульса) хорошо изучены клинически и генетически. Однако, все работы предполагали на первом этапе выделения клинических форм с дальнейшим изучением отдельных генов, которые могут быть причиной данного фенотипа. Подобные исследования проводились и для групп российских пациентов, однако без использования методов высокопроизводительного секвенирования [2,11,21-26].
В России изучение клинико-генетических характеристик НПН с использованием методов высокопроизводительного секвенирования на репрезентативной выборке пациентов до настоящего времени не проводилось. Накопление большого объема генетических данных позволяет более детально на репрезентативных выборках изучить спектры мутаций различных
генов и оценить причины распространенности определенных генетических вариантов у российских пациентов, что оказывает существенное влияние на разработку максимально эффективных генетических исследований.
Цель и задачи исследования
Цель исследования:
Изучить молекулярные основы генетической гетерогенности и вариабельности клинических проявлений наследственных периферических нейропатий.
Задачи исследования:
1. Установить вклад различных клинических вариантов наследственных периферических нейропатий в структуру заболевания у российских пациентов.
2. Установить размах аллельной и локусной генетической гетерогенности наследственных периферических нейропатий у российских больных. Определить вклад различных генетических вариантов в структуру наследственных периферических нейропатий.
3. Определить причины распространенности повторяющихся генетических вариантов у российских пациентов при различных типах наследования периферических нейропатий.
4. Определить эффективность различных подходов доказательства причинности и патогенности генетических вариантов для генетически гетерогенной наследственной патологии на примере наследственных периферических нейропатий.
5. Оценить целесообразность использования целевых систем молекулярной диагностики наследственных периферических нейропатий и способы повышения их диагностической эффективности.
6. Определить ценность использования различных молекулярно-генетических систем в диагностике наследственных периферических нейропатий. На основе полученных данных разработать алгоритм клинико-молекулярно-генетического обследования больных при наследственных периферических нейропатиях.
Научная новизна
Впервые в России проведено исследование репрезентативной выборки больных наследственными периферическими нейропатиями без отбора по клиническим формам болезни с использованием всего спектра современных молекулярно-генетических методов.
Впервые в России проведен анализ гаплотипов и определены причины распространенности частых генетических вариантов при различных типах наследственных периферических нейропатий: аутосомно-доминантном, аутосомно-рецессивном и Х-сцепленном.
Впервые в России проведена систематизация и оценка информативности доступных в современной клинической практике способов доказательства патогенности и причинности генетических вариантов.
Впервые разработан биоинформатический алгоритм, позволяющий выявлять кандидатные гены при анализе массива данных, полученных методом высокопроизводительного секвенирования.
Впервые на основании информативности, стоимости исследования и сроков его проведения оценена диагностическая рентабельность различных молекулярно-генетических методов для выявления причин НПН.
Основываясь на совокупности полученных данных составлены диагностические алгоритмы, позволяющие с наименьшими временными и материальными затратами выявить генетический дефект, являющийся причиной периферической нейропатии.
Теоретическая и практическая значимость работы
Определен спектр генетических вариантов, задействованных в формировании фенотипа периферической нейропатии у российских пациентов. Проанализированы взаимосвязи между генетическими вариантами и клиническими проявлениями НПН. Полученные результаты могут быть использованы при исследованиях функций белковых продуктов генов и анализе патогенности ранее не описанных вариантов нуклеотидной последовательности.
Проведен анализ причин распространенности частых патогенных вариантов при НПН. Впервые показано, что накопление одного и того же варианта может быть связано с разными популяционными событиями.
Для оптимизации диагностики НПН - поиска частых мутаций - были разработаны медицинские технологии «Система детекции в одной пробирке частых мутаций при рецессивных наследственных моторно-сенсорных нейропатиях» (внедрена в практическую деятельность ФГБНУ «МГНЦ» - акт внедрения №1 от 07 июня 2016 года, Томского НИМЦ РАН, Томского НИИ Медицинской генетики - акт внедрения (использования) №19 от 25.11.2016 и НИУ БелГУ -акт внедрения №5/1 от 23.11.2016) и «Количественный метод детекции числа копий гена РМР22» (внедрена в практическую деятельность ФГБНУ «МГНЦ» - акт внедрения №6 от 07 июня 2016 года, Томского НИМЦ РАН, Томского НИИ Медицинской генетики - акт внедрения (использования) №24 от 25.11.2016 и НИУ БелГУ - акт внедрения №5/6 от 23.11.2016).
Был усовершенствован состав панели генов «Невральные амиотрофии» применяемой в ФГБНУ «МГНЦ» для диагностики НПН, что позволило на 40% повысить информативность молекулярно-генетической диагностики, проводимой с её использованием.
Разработаны эффективные алгоритмы молекулярно-генетического обследования пациентов с наследственными периферическими нейропатиями, позволяющие подтвердить молекулярно-генетический диагноз с наименьшими временными и материально-техническими затратами.
Методология и методы диссертационного исследования
в основе методологии данной работы лежат научные работы и клинические исследования отечественных и зарубежных авторов по этиологии, патогенезу, клиническим и электрофизиологическим характеристикам болезней периферической нервной системы. Результаты экспериментальных исследований и компьютерного моделирования взаимодействия генов и их продуктов реализующееся в нормальное и патологическое функционирование периферической нервной системы и процессов передачи нервного импульса по нервному волокну.
В работе использованы следующие методы: электронейромиография, неврологический осмотр, аллель-специфичная лигазная реакция, количественная лигазная реакция (MLPA), электрофорез в полиакриламидном геле, прямое автоматическое секвенирование по Сенгеру, анализ полиморфизма длин амплификационных фрагментов, панельное и экзомное высокопроизводительное секвенирование, методы анализа уровня экспрессии РНК и анализ с использованием минигенных конструкций, биоинформатический анализ данных массового
параллельного секвенирования. Для обработки полученных данных использован статистический анализ.
Положения, выносимые на защиту
1. В изучаемой выборке российских пациентов с наследственными периферическими нейропатиями наиболее частым клиническим вариантом является наследственная моторно-сенсорная нейропатия (НМСН), на долю этого клинического диагноза приходится 90%. На долю НМСН1 приходится 54%, НМСН2 - 36%, ННПС - 6%, моторных нейропатий и дистальных СМА - 4% и на сенсорную нейропатию 1%.
2. Молекулярно-генетическую причину болезни удалось установить у 49% пациентов с клиническим диагнозом «наследственная периферическая нейропатия», что соответствует мировым данным по информативности молекулярно-генетических методов для выявления причин данной группы болезней.
3. Патогенные и вероятно-патогенные варианты в 15 различных генах выявлены у 62% пациентов с НМСН1, в 38 различных генах у 32% пациентов с НМСН2, в 9 генах у 48% пациентов с моторными нейропатиями, в 3 генах у 27% пациентов с ННПС и в двух из трех семей с сенсорной нейропатией.
4. Фенотипы НПН пересекаются не только между группами нейропатий, но и с группами мышечных дистрофий и синдромальных патологий, при которых поражение периферической иннервации может носить вторичный характер. Фенотип пациента также может быть обусловлен сочетанием различных моногенных болезней.
5. Семейный анализ оказался информативным для уточнения патогенности вариантов неопределенного клинического значения, выявленных в компаунд-гетерозиготном состоянии с другими вариантами в генах с рецессивным наследованием в 88% случаев. Для вариантов неопределенного клинического значения в генах с доминантным наследованием в 42%. Функциональный анализ оказался информативным для оценки патогенности вариантов в 78% случаев.
6. Спектры доминантных патогенных вариантов генов РМР22, 0^1, МР2, МРЫ2, ОПАР1 у российских пациентов не отличаются от мировых. Спектры рецессивных патогенных вариантов генов ИШТ1, 8И3ТС2, 0ПАР1 имеют особенности, связанные с накоплением славянских мутаций.
7. Причиной распространенности повторяющихся аутосомно-рецессивных вариантов в генах наследственных периферических нейропатий является эффект основателя, аутосомно-доминантных вариантов - «горячие» точки возникновения мутаций в последовательности ДНК, для вариантов генов локализованных на Х-хромосоме - как локальные эффекты основателя, так и «горячие» точки.
8. Клинические особенности, описанные при различных генетических вариантах НПН, встречаются менее чем у половины пациентов. Различные клинические фенотипы наблюдаются при одних и тех же типах и локализации патогенных вариантов одного гена.
9. Системы поиска частых патогенных вариантов и исследование отдельных генов остаются актуальным звеном в диагностике генетически-гетерогенных заболеваний в эпоху высокопроизводительного секвенирования
10. На основании полученных данных предложен алгоритм обследования пациентов с подозрением на наследственную периферическую нейропатию, учитывающий информативность исследований при разных клинических типах НПН, временные и материальные затраты на проведение анализа.
11. Использование собственных данных по спектру генов и частотам генетических вариантов, вовлеченных в генетически гетерогенную патологию, позволяет разрабатывать панели генов, информативность которых приближается к экзомному секвенированию.
Степень достоверности результатов
Результаты получены при исследовании репрезентативной выборки 700 пациентов с наследственными периферическими нейропатиями. Молекулярно-генетический анализ проведен с использованием всего спектра современных молекулярно-генетических методов: количественной и аллель-специфичной лигазной реакции, высокопроизводительного панельного и экзомного секвенирования, секвенирования по Сенгеру, экспрессионного анализа. Для анализа и сравнения полученных данных использованы адекватные статистические методы.
Апробация работы
Результаты работы доложены на следующих научных мероприятиях: конференции «N08 в медицинской генетике», г. Суздаль, 2019, международном научном конгрессе «Генетика XXI века», г. Москва, 2019 год, конференции «Болезни периферических нервов и мышц: необходимый и достаточный объем исследования», г. Москва, 2019 год, V конгрессе «Молекулярные основы клинической медицины - возможное и реальное», г. Санкт-Петербург, 2020 год, конгрессе Е8Н0-2020, Первой научно-практической онлайн-конференции «Новые технологии в диагностике и лечении наследственных болезней», 2020 год, Х Юбилейной Всероссийская научно-практической конференции «Мультидисциплинарный подход в диагностике и лечении нервно - мышечной патологии», 2020 год, V конгрессе «Молекулярные основы клинической медицины - возможное и реальное», г. Москва, 2020 год, IX съезде Российского общества медицинских генетиков, г. Москва, 2021 год, форуме «Генетические ресурсы России», г. Санкт-Петербург, 2022 год, первом Евразийском форуме по диагностике и лечению орфанных болезней «Содружество без границ», 2022 год, Всероссийской школе нервно-мышечных болезней им. Б.М. Гехта, 2023 год, междисциплинарной конференции с международным участием «Вейновские Чтения», г. Москва, 2023 год.
Работа одобрена этическим комитетом и прошла экспертную комиссию, рекомендована к защите на заседании Диссертационного совета 24.1.168.01 при Федеральном государственном бюджетном научном учреждении «Медико-генетический научный центр имени академика Н.П. Бочкова».
Личный вклад автора в проведение исследования
Автором работы сформулирована цель исследования и поставлены задачи для её реализации. Проанализирован большой объем отечественной и иностранной научной литературы по теме диссертационной работы.
Разработан дизайн исследования, и выбраны методы анализа. Автор участвовал в проведении всех этапов исследования: формировании выборки пациентов, сборе архивных клинических данных, молекулярно-генетических исследованиях по поиску причин и оценке патогенности выявленных вариантов, анализе гаплотипов хромосом с частыми генетическими вариантами различных генов.
Автором проведен анализ и статистическая обработка результатов. Автором разработан алгоритм дополнительного анализа данных высокопроизводительного секвенирования и проанализированы результаты его работы. Автором предложено понятие «диагностической рентабельности» как числовой основы построения алгоритма молекулярно-генетического обследования пациентов с НПН.
На основании полученных результатов сформулированы выводы и подготовлена рукопись.
Результаты работы опубликованы в рецензируемых российских и иностранных научных журналах, представлены автором лично на российских и международных научных мероприятиях.
Соответствие диссертации паспорту научной специальности
Диссертация соответствует паспорту специальности 1.5.7. — Генетика (медицинские науки) — «Молекулярные и цитологические основы наследственности. Геномы, их структура и функция. Структурная и функциональная геномика. Методы генетического анализа у прокариот и эукариот. Генетика человека. Медицинская генетика. Наследственные болезни. Медико-генетическое консультирование. Молекулярно-генетическая диагностика заболеваний человека». Работа включает в себя обсуждение проблем медицинской генетики, генетики человека, молекулярно-генетической диагностики.
Публикации по теме диссертации
Материалы диссертации представлены в 28 печатных работах соискателя, в том числе 25 в журналах, рекомендованных ВАК при Минобрнауки России для соискателей ученой степени доктора медицинских наук (в том числе 16 статей публиковано в журналах, индексируемых в Web of Science и/или Scopus).
Объем и структура работы
Диссертация изложена на 383 страницах машинописного текста, содержит 47 таблиц, 46 рисунков, приложение на 15 листах. Работа состоит из введения, обзора литературы, глав с
изложением материалов, методов, результатов собственных исследований и обсуждения полученных результатов, выводов, практических рекомендаций и библиографического указателя, включающего 443 источников, из них 434 зарубежных.
ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
1.1 Классификации наследственных периферических нейропатий и их распространенность в отдельных популяциях
Наследственные (генетические) нейропатии могут быть как частью мультисистемного заболевания, либо являться основной патологией (первичные наследственные нейропатии). На разных концах спектра фенотипической классификации первичных генетических нейропатий лежат наследственные двигательные нейропатии (НМН, НМЫ) с минимальным или полным отсутствием сенсорного поражения и наследственные сенсорные нейропатии (НСН, HSN) со значительным сенсорным (вегетативным) поражением. Болезнь Шарко-Мари-Тута (СМТ) генетически гетерогенная группа первичных генетических нейропатий, обусловленных поражением чувствительных и двигательных волокон периферических нервов (НМСН, Н8М^. Кроме того, периферическая нервная система оказывается пораженной при наследственных мультисистемных расстройствах - при них нейропатии являются лишь одним из симптомов в составе синдрома (атаксия Фридрейха и другие наследственные атаксии; семейный амилоидоз; лизосомальные болезни накопления (болезнь Фабри); митохондриальные болезни (лейкодистрофии); липидные нарушения (болезнь Танжера и абеталипротеинемия); пероксисомные болезни (болезнь Рефсума); порфирия (рисунок 1.1) [27,28].
Похожие диссертационные работы по специальности «Другие cпециальности», 00.00.00 шифр ВАК
Клинико-генетические характеристики и алгоритмы дифференциальной диагностики наследственных заболеваний и синдромов, сопровождающихся мышечной гипотонией2021 год, доктор наук Шаркова Инна Валентиновна
«Клинико-инструментальная характеристика наследственных и дизиммунных нейропатия с генерализованными и фокальными изменениями»2019 год, доктор наук Дружинин Дмитрий Сергеевич
Распространенность и клинические особенности наследственных заболеваний нервной системы в Гиссарском районе Республики Таджикистан2017 год, кандидат наук Мадаминова, Тахмина Ворисовна
Стратегия идентификации генетических локусов при гетерогенных менделирующих наследственных заболеваниях2002 год, доктор биологических наук Поляков, Александр Владимирович
Генетическая гетерогенность несиндромальной и имитирующей ее синдромальной тугоухости2019 год, кандидат наук Миронович Ольга Леонидовна
Список литературы диссертационного исследования доктор наук Щагина Ольга Анатольевна, 2023 год
СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ
1. Carroll A.S. et al. Inherited Neuropathies // Semin Neurol. 2019. Vol. 39, № 5. P. 620-639.
2. Klein C.J. Charcot-Marie-Tooth Disease and Other Hereditary Neuropathies // Continuum (Minneap Minn). 2020. Vol. 26, № 5. P. 1224-1256.
3. Поляков А.В., Щагина О.А. Генетическая гетерогенность менделирующих заболеваний и ДНК-диагностика // Медицинская Генетика. 2016. Vol. 15, № 2 (164).
4. Straub V. et al. 229th ENMC international workshop: Limb girdle muscular dystrophies - Nomenclature and reformed classification Naarden, the Netherlands, 17-19 March 2017 // Neuromuscul Disord. 2018. Vol. 28, № 8. P. 702-710.
5. Beaudin M. et al. The Classification of Autosomal Recessive Cerebellar Ataxias: a Consensus Statement from the Society for Research on the Cerebellum and Ataxias Task Force // Cerebellum. 2019. Vol. 18, № 6. P. 1098-1125.
6. Rossor A.M. et al. Peripheral neuropathy in complex inherited diseases: an approach to diagnosis // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2017. Vol. 88, № 10. P. 846-863.
7. Baets J., Timmerman V. Inherited peripheral neuropathies: a myriad of genes and complex phenotypes // Brain. 2011. Vol. 134, № 6. P. 1587-1590.
8. Barreto L.C.L.S. et al. Epidemiologic Study of Charcot-Marie-Tooth Disease: A Systematic Review // Neuroepidemiology. 2016. Vol. 46, № 3. P. 157-165.
9. Kandil M.R. et al. A community-based epidemiological study of peripheral neuropathies in Assiut, Egypt // Neurological Research. 2012. Vol. 34, № 10. P. 960-966.
10. Choi B.-O. et al. A complex phenotype of peripheral neuropathy, myopathy, hoarseness, and hearing loss is linked to an autosomal dominant mutation in MYH14 // Hum. Mutat. 2011. Vol. 32, № 6. P. 669-677.
11. Jo H.-Y. et al. Application of whole-exome sequencing for detecting copy number variants in CMT1A/HNPP // Clin Genet. 2016. Vol. 90, № 2. P. 177-181.
12. Lupo V. et al. Assessment of Targeted Next-Generation Sequencing as a Tool for the Diagnosis of Charcot-Marie-Tooth Disease and Hereditary Motor Neuropathy // J Mol Diagn. 2016. Vol. 18, № 2. P. 225-234.
13. Шаркова Инна Валентиновна. Клинико-генетические характеристики и алгоритмы дифференциальной диагностики наследственных заболеваний и синдромов, сопровождающихся мышечной гипотонией: Дисертация на соискание ученой степени доктора медицинских наук. Москва: Работа выполнена в Федеральном государственном бюджетном научном учреждении «Медико-генетический научный центр им. Н.П. Бочкова», 2021. 288 p.
14. Гришина Д.А., Супонева Н.А. Нейрофизиологические дифференциальнодиагностические маркеры при наследственной нейропатии со склонностью к параличам от сдавления и хронической воспалительной демиелинизирующей полирадикулонейропатии: 1 // Нервно-мышечные болезни. 2023. Vol. 13, № 1. P. 52-67.
15. Дадали Е.Л. et al. Особенности клинических проявлений и алгоритмы молекулярно-генетической диагностики генетически гетерогенных вариантов наследственных прогрессирующих мышечных дистрофий // В сб.: Молекулярно-биологические технологии в медицинской практике. Под ред. АБ Масленникова. Новосибирск: Арт-Лайн. 2010. № 14. P. 174-183.
16. Тихонова О.А. et al. Современное представление о химиоиндуцированной полинейропатии (обзор литературы): 1 // Нервно-мышечные болезни. 2023. Vol. 13, № 1. P. 10-21.
17. Attarian S. et al. A double-blind, placebo-controlled, randomized trial of PXT3003 for the treatment of Charcot-Marie-Tooth type 1A // Orphanet J Rare Dis. 2021. Vol. 16, № 1. P. 433.
18. Ozes B. et al. AAV1.NT-3 gene therapy for X-linked Charcot-Marie-Tooth neuropathy type 1 // Gene Ther. 2022. Vol. 29, № 3-4. P. 127-137.
19. Gautier B. et al. AAV2/9-mediated silencing of PMP22 prevents the development of pathological features in a rat model of Charcot-Marie-Tooth disease 1 A // Nat Commun. 2021. Vol. 12, № 1. P. 2356.
20. Pisciotta C., Saveri P., Pareyson D. Challenges in Treating Charcot-Marie-Tooth Disease and Related Neuropathies: Current Management and Future Perspectives // Brain Sciences. 2021. Vol. 11, № 11. P. 1447.
21. Тибуркова Т.Б. et al. Исследование гена GJB1 в выборке российских больных с наследственной моторно-сенсорной нейропатией типа I // Медицинская генетика. 2009. № 7. P. 30-38.
22. Щагина О.А. et al. Наследственная моторно-сенсорная полинейропатия типа 4А. 2010. Vol. 110, № 5. P. 13-16.
23. Nicolaou P. et al. Charcot-Marie-Tooth Disease in Cyprus: Epidemiological, Clinical and Genetic Characteristics // Neuroepidemiology. 2010. Vol. 35, № 3. P. 171-177.
24. Murphy S.M. et al. Charcot-Marie-Tooth disease: frequency of genetic subtypes and guidelines for genetic testing // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2012. Vol. 83, № 7. P. 706-710.
25. Sivera R. et al. Charcot-Marie-Tooth disease: genetic and clinical spectrum in a Spanish clinical series // Neurology. 2013. Vol. 81, № 18. P. 1617-1625.
26. Hong Y.B. et al. Clinical characterization and genetic analysis of Korean patients with X-linked Charcot-Marie-Tooth disease type 1: Hong et al. // J Peripher Nerv Syst. 2017. Vol. 22, № 3. P. 172-181.
27. Rossor A.M., Tomaselli P.J., Reilly M.M. Recent advances in the genetic neuropathies // Current Opinion in Neurology. 2016. Vol. 29, № 5. P. 537-548.
28. Pisciotta C., Shy M.E. Neuropathy // Handbook of Clinical Neurology. Elsevier, 2018. Vol. 148. P. 653-665.
29. Reilly M. Classification and diagnosis of the inherited neuropathies // Ann Indian Acad Neurol. 2009. Vol. 12, № 2. P. 80.
30. Sur-une-forme-particulière-datrophie-musculaire-progressive-souvent-familiale-débutant-par-les-pieds-et-les-jambes-et-atteignant-plus-tard-les-mains-1886.pdf.
31. The peroneal type of progressive muscular atrophy: a thesis for the degree of M.D. in the University of Cambridge - Digital Collections - National Library of Medicine
[Electronic resource], URL: https://collections.nlm.nih.gov/catalog/nlm:nlmuid-100899256-bk (accessed: 05.05.2023).
32. Braathen G.J. et al. Genetic epidemiology of Charcot-Marie-Tooth in the general population: Genetic epidemiology of Charcot-Marie-Tooth // European Journal of Neurology. 2011. Vol. 18, № 1. P. 39-48.
33. Щагина О.А. et al. Применение экзомного секвенирования для диагностики наследственных моторно-сенсорных нейропатий: 4 // Нервно-мышечные болезни. 2020. Vol. 10, № 4. P. 12-26.
34. Blair I.P. et al. Prevalence and origin of de novo duplications in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A: first report of a de novo duplication with a maternal origin // Am J Hum Genet. 1996. Vol. 58, № 3. P. 472-476.
35. Stojkovic T. Hereditary neuropathies: An update // Rev Neurol (Paris). 2016. Vol. 172, № 12. P. 775-778.
36. Kurihara S. et al. An Epidemiological Genetic Study of Charcot-Marie-Tooth Disease in Western Japan // Neuroepidemiology. 2002. Vol. 21, № 5. P. 246-250.
37. Magy L. et al. Updating the classification of inherited neuropathies: Results of an international survey // Neurology. 2018. Vol. 90, № 10. P. e870-e876.
38. Pipis M. et al. Next-generation sequencing in Charcot-Marie-Tooth disease: opportunities and challenges // Nat Rev Neurol. 2019. Vol. 15, № 11. P. 644-656.
39. Pareyson D. Charcot-marie-tooth disease and related neuropathies: molecular basis for distinction and diagnosis // Muscle Nerve. 1999. Vol. 22, № 11. P. 1498-1509.
40. Choi K.-E. et al. A Novel HNPP Phenotype in Charcot-Marie-Tooth Type 2E With c.1319C>T Missense Mutation in the NEFL Gene // J Clin Neurol. 2022. Vol. 18, № 2. P. 244.
41. Van Paassen B.W. et al. PMP22 related neuropathies: Charcot-Marie-Tooth disease type 1A and Hereditary Neuropathy with liability to Pressure Palsies // Orphanet J Rare Dis. 2014. Vol. 9, № 1. P. 38.
42. Kramer M., Ly A., Li J. Phenotype HNPP (Hereditary Neuropathy With Liability to Pressure Palsies) Induced by Medical Procedures // Am J Orthop (Belle Mead NJ). 2016. Vol. 45, № 1. P. E27-28.
43. Cacciavillani M. et al. HNPP: not only entrapment sites. Ultrasound digital nerve abnormalities in a guitar player // Neurol Sci. 2016. Vol. 37, № 6. P. 999-1000.
44. Grogan P.M., Katz J.S. Toxic neuropathies // Neurol Clin. 2005. Vol. 23, № 2. P. 377-396.
45. Jerath N.U., Shy M.E. Hereditary motor and sensory neuropathies: Understanding molecular pathogenesis could lead to future treatment strategies // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of Disease. 2015. Vol. 1852, № 4. P. 667-678.
46. Rossor A.M. et al. Clinical implications of genetic advances in Charcot-Marie-Tooth disease // Nat Rev Neurol. 2013. Vol. 9, № 10. P. 562-571.
47. Berger P., Niemann A., Suter U. Schwann cells and the pathogenesis of inherited motor and sensory neuropathies (Charcot-Marie-Tooth disease) // Glia. 2006. Vol. 54, № 4. P. 243-257.
48. Houlden H. et al. The phenotype of Charcot-Marie-Tooth disease type 4C due to SH3TC2 mutations and possible predisposition to an inflammatory neuropathy // Neuromuscul Disord. 2009. Vol. 19, № 4. P. 264-269.
49. Tazir M. et al. Hereditary motor and sensory neuropathies or Charcot-Marie-Tooth diseases: an update // J Neurol Sci. 2014. Vol. 347, № 1-2. P. 14-22.
50. Wilmshurst J.M. et al. Peripheral neuropathies of infancy // Dev Med Child Neurol. 2003. Vol. 45, № 6. P. 408-414.
51. Smit L.S. et al. Congenital hypomyelinating neuropathy, a long term follow-up study in an affected family // Neuromuscul Disord. 2008. Vol. 18, № 1. P. 59-62.
52. Dierick I. et al. Relative contribution of mutations in genes for autosomal dominant distal hereditary motor neuropathies: a genotype-phenotype correlation study // Brain. 2008. Vol. 131, № Pt 5. P. 1217-1227.
53. Nave K.-A., Sereda M.W., Ehrenreich H. Mechanisms of disease: inherited demyelinating neuropathies--from basic to clinical research // Nat Clin Pract Neurol. 2007. Vol. 3, № 8. P. 453-464.
54. Birouk N. et al. Charcot-Marie-Tooth disease type 1A with 17p11.2 duplication. Clinical and electrophysiological phenotype study and factors influencing disease severity in 119 cases // Brain. 1997. Vol. 120 ( Pt 5). P. 813-823.
55. Taioli F. et al. Inherited demyelinating neuropathies with micromutations of peripheral myelin protein 22 gene // Brain. 2011. Vol. 134, № 2. P. 608-617.
56. Ursino G. et al. Influence of comorbidities on the phenotype of patients affected by Charcot-Marie-Tooth neuropathy type 1A // Neuromuscul Disord. 2013. Vol. 23, № 11. P. 902-906.
57. Monforte R. et al. Autonomic and peripheral neuropathies in patients with chronic alcoholism. A dose-related toxic effect of alcohol // Arch Neurol. 1995. Vol. 52, № 1. P. 45-51.
58. Werheid F. et al. Underestimated associated features in CMT neuropathies: clinical indicators for the causative gene? // Brain Behav. 2016. Vol. 6, № 4. P. e00451.
59. Boyer O. et al. INF2 Mutations in Charcot-Marie-Tooth Disease with Glomerulopathy // N Engl J Med. 2011. Vol. 365, № 25. P. 2377-2388.
60. Hattori N. et al. Demyelinating and axonal features of Charcot-Marie-Tooth disease with mutations of myelin-related proteins (PMP22, MPZ and Cx32): a clinicopathological study of 205 Japanese patients // Brain. 2003. Vol. 126, № Pt 1. P. 134-151.
61. Russo M. et al. Variable phenotypes are associated with PMP22 missense mutations // Neuromuscul Disord. 2011. Vol. 21, № 2. P. 106-114.
62. Saporta A.S.D. et al. Charcot-Marie-Tooth disease subtypes and genetic testing strategies // Ann Neurol. 2011. Vol. 69, № 1. P. 22-33.
63. Hoogendijk J.E. et al. Hereditary motor and sensory neuropathy type I: clinical and neurographical features of the 17p duplication subtype // Muscle Nerve. 1994. Vol. 17, № 1. P. 85-90.
64. Sereda M. et al. A Transgenic Rat Model of Charcot-Marie-Tooth Disease // Neuron. 1996. Vol. 16, № 5. P. 1049-1060.
65. Thomas P.K. et al. The phenotypic manifestations of chromosome 17p11.2 duplication // Brain. 1997. Vol. 120 ( Pt 3). P. 465-478.
66. Gerding W.M. et al. Hereditary motor and sensory neuropathy caused by a novel mutation in LITAF // Neuromuscul Disord. 2009. Vol. 19, № 10. P. 701-703.
67. Cottenie E. et al. Rapidly progressive asymmetrical weakness in Charcot-Marie-Tooth disease type 4J resembles chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy // Neuromuscular Disorders. 2013. Vol. 23, № 5. P. 399-403.
68. Dubourg O. et al. Clinical, electrophysiological and molecular genetic characteristics of 93 patients with X-linked Charcot-Marie-Tooth disease // Brain. 2001. Vol. 124, № Pt 10. P. 1958-1967.
69. Pareyson D., Scaioli V., Laurà M. Clinical and electrophysiological aspects of Charcot-Marie-Tooth disease // Neuromolecular Med. 2006. Vol. 8, № 1-2. P. 3-22.
70. Padua L. et al. Different nerve ultrasound patterns in charcot-marie-tooth types and hereditary neuropathy with liability to pressure palsies // Muscle Nerve. 2018. Vol. 57, № 1. P. E18-E23.
71. Noto Y. et al. Nerve ultrasound depicts peripheral nerve enlargement in patients with genetically distinct Charcot-Marie-Tooth disease // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2015. Vol. 86, № 4. P. 378-384.
72. Zanette G. et al. Nerve size correlates with clinical severity in Charcot-Marie-Tooth disease 1A // Muscle Nerve. 2019. Vol. 60, № 6. P. 744-748.
73. Cornett K.M.D. et al. Magnetic resonance imaging of the anterior compartment of the lower leg is a biomarker for weakness, disability, and impaired gait in childhood Charcot-Marie-Tooth disease // Muscle Nerve. 2019. Vol. 59, № 2. P. 213-217.
74. Duchesne M. et al. Nerve Biopsy Is Still Useful in Some Inherited Neuropathies // J Neuropathol Exp Neurol. 2018. Vol. 77, № 2. P. 88-99.
75. Martini R., Toyka K.V. Immune-mediated components of hereditary demyelinating neuropathies: lessons from animal models and patients // Lancet Neurol. 2004. Vol. 3, № 8. P. 457-465.
76. Nelis E. et al. A novel homozygous missense mutation in the myotubularin-related protein 2 gene associated with recessive Charcot-Marie-Tooth disease with irregularly folded myelin sheaths // Neuromuscul Disord. 2002. Vol. 12, № 9. P. 869-873.
77. Takashima H. et al. Periaxin mutations cause a broad spectrum of demyelinating neuropathies // Ann Neurol. 2002. Vol. 51, № 6. P. 709-715.
78. Kochanski A. et al. A novel mutation, Thr65Ala, in the MPZ gene in a patient with Charcot-Marie-Tooth type 1B disease with focally folded myelin // Neuromuscul Disord. 2004. Vol. 14, № 3. P. 229-232.
79. Arnaud E. et al. SH3TC2/KIAA1985 protein is required for proper myelination and the integrity of the node of Ranvier in the peripheral nervous system // Proc Natl Acad Sci U S A. 2009. Vol. 106, № 41. P. 17528-17533.
80. Roos A. et al. Inverted formin 2-related Charcot-Marie-Tooth disease: extension of the mutational spectrum and pathological findings in Schwann cells and axons // J Peripher Nerv Syst. 2015. Vol. 20, № 1. P. 52-59.
81. Mathis S. et al. Neuropathologic characterization of INF2-related Charcot-Marie-Tooth disease: evidence for a Schwann cell actinopathy // J Neuropathol Exp Neurol. 2014. Vol. 73, № 3. P. 223-233.
82. Brennan K.M. et al. Absence of Dystrophin Related Protein-2 disrupts Cajal bands in a patient with Charcot-Marie-Tooth disease // Neuromuscul Disord. 2015. Vol. 25, № 10. P. 786-793.
83. Vallat J.-M. et al. Contactin-Associated Protein 1 (CNTNAP1) Mutations Induce Characteristic Lesions of the Paranodal Region // J Neuropathol Exp Neurol. 2016. Vol. 75, № 12. P. 1155-1159.
84. Funalot B. et al. Homozygous deletion of an EGR2 enhancer in congenital amyelinating neuropathy // Ann Neurol. 2012. Vol. 71, № 5. P. 719-723.
85. Bril V. NIS-LL: the primary measurement scale for clinical trial endpoints in diabetic peripheral neuropathy // Eur Neurol. 1999. Vol. 41 Suppl 1. P. 8-13.
86. Shy M.E. et al. Reliability and validity of the CMT neuropathy score as a measure of disability // Neurology. 2005. Vol. 64, № 7. P. 1209-1214.
87. Murphy S.M. et al. Reliability of the CMT neuropathy score (second version) in Charcot-Marie-Tooth disease // J Peripher Nerv Syst. 2011. Vol. 16, № 3. P. 191198.
88. Rudnik-Schöneborn S. et al. Diagnostic algorithms in Charcot-Marie-Tooth neuropathies: experiences from a German genetic laboratory on the basis of 1206 index patients: Diagnostic algorithms in Charcot-Marie-Tooth neuropathies // Clin Genet. 2016. Vol. 89, № 1. P. 34-43.
89. Fridman V. et al. CMT subtypes and disease burden in patients enrolled in the Inherited Neuropathies Consortium natural history study: a cross-sectional analysis // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2015. Vol. 86, № 8. P. 873-878.
90. Antoniadi T. et al. Application of targeted multi-gene panel testing for the diagnosis of inherited peripheral neuropathy provides a high diagnostic yield with unexpected phenotype-genotype variability // BMC Med Genet. 2015. Vol. 16. P. 84.
91. Nam S.H. et al. Identification of Genetic Causes of Inherited Peripheral Neuropathies by Targeted Gene Panel Sequencing // Mol Cells. 2016. Vol. 39, № 5. P. 382-388.
92. Choi B.-O. et al. Exome sequencing is an efficient tool for genetic screening of Charcot-Marie-Tooth disease // Hum Mutat. 2012. Vol. 33, № 11. P. 1610-1615.
93. Drew A.P. et al. Improved inherited peripheral neuropathy genetic diagnosis by whole-exome sequencing // Mol Genet Genomic Med. 2015. Vol. 3, № 2. P. 143154.
94. Gonzaga-Jauregui C. et al. Exome Sequence Analysis Suggests that Genetic Burden Contributes to Phenotypic Variability and Complex Neuropathy // Cell Rep. 2015. Vol. 12, № 7. P. 1169-1183.
95. Mortreux J. et al. Identification of novel pathogenic copy number variations in Charcot-Marie-Tooth disease // J Hum Genet. 2020. Vol. 65, № 3. P. 313-323.
96. Lupski J.R. et al. Whole-Genome Sequencing in a Patient with Charcot-Marie-Tooth Neuropathy // N Engl J Med. 2010. Vol. 362, № 13. P. 1181-1191.
97. Brewer M.H. et al. Whole Genome Sequencing Identifies a 78 kb Insertion from Chromosome 8 as the Cause of Charcot-Marie-Tooth Neuropathy CMTX3 // PLoS Genet / ed. Girirajan S. 2016. Vol. 12, № 7. P. e1006177.
98. Drew A.P. et al. A 1.35 Mb DNA fragment is inserted into the DHMN1 locus on chromosome 7q34-q36.2 // Hum Genet. 2016. Vol. 135, № 11. P. 1269-1278.
99. Yoshimura A. et al. Genetic profile and onset features of 1005 patients with Charcot-Marie-Tooth disease in Japan // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2019. Vol. 90, № 2. P. 195-202.
100. Leal A. et al. The polynucleotide kinase 3'-phosphatase gene (PNKP) is involved in Charcot-Marie-Tooth disease (CMT2B2) previously related to MED25 // Neurogenetics. 2018. Vol. 19, № 4. P. 215-225.
101. Tao F. et al. Variation in SIPA1L2 is correlated with phenotype modification in Charcot- Marie- Tooth disease type 1A // Ann Neurol. 2019. Vol. 85, № 3. P. 316330.
102. Nam S.H. et al. Association of miR-149 polymorphism with onset age and severity in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A // Neuromuscul Disord. 2018. Vol. 28, № 6. P. 502-507.
103. Guillebastre B., Calmels P., Rougier P.R. Assessment of appropriate ankle-foot orthoses models for patients with Charcot-Marie-Tooth disease // Am J Phys Med Rehabil. 2011. Vol. 90, № 8. P. 619-627.
104. Ramdharry G.M. et al. Foot drop splints improve proximal as well as distal leg control during gait in Charcot-Marie-Tooth disease // Muscle Nerve. 2012. Vol. 46, № 4. P. 512-519.
105. Menotti F. et al. An anterior ankle-foot orthosis improves walking economy in Charcot-Marie-Tooth type 1A patients // Prosthet Orthot Int. 2014. Vol. 38, № 5. P. 387-392.
106. Wang W. et al. Target-enrichment sequencing and copy number evaluation in inherited polyneuropathy // Neurology. 2016. Vol. 86, № 19. P. 1762-1771.
107. Chetlin R.D. et al. Resistance training exercise and creatine in patients with Charcot-Marie-Tooth disease // Muscle Nerve. 2004. Vol. 30, № 1. P. 69-76.
108. Lindeman E. et al. Strength training in patients with myotonic dystrophy and hereditary motor and sensory neuropathy: a randomized clinical trial // Arch Phys Med Rehabil. 1995. Vol. 76, № 7. P. 612-620.
109. Burns J. et al. Safety and efficacy of progressive resistance exercise for Charcot-Marie-Tooth disease in children: a randomised, double-blind, sham-controlled trial // Lancet Child Adolesc Health. 2017. Vol. 1, № 2. P. 106-113.
110. Vinci P. et al. Overwork weakness in Charcot-Marie-Tooth disease // Arch Phys Med Rehabil. 2003. Vol. 84, № 6. P. 825-827.
111. Van Pomeren M. et al. The hypothesis of overwork weakness in Charcot-Marie-Tooth: A critical evaluation // J Rehabil Med. 2009. Vol. 41, № 1. P. 32-34.
112. Piscosquito G. et al. Is overwork weakness relevant in Charcot-Marie-Tooth disease? // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2014. Vol. 85, № 12. P. 1354-1358.
113. Smith C.A. et al. Effects of exercise and creatine on myosin heavy chain isoform composition in patients with Charcot-Marie-Tooth disease // Muscle Nerve. 2006. Vol. 34, № 5. P. 586-594.
114. Madorsky I. et al. Intermittent fasting alleviates the neuropathic phenotype in a mouse model of Charcot-Marie-Tooth disease // Neurobiology of Disease. 2009. Vol. 34, № 1. P. 146-154.
115. Ousman S.S., Frederick A., Lim E.-M.F. Chaperone Proteins in the Central Nervous System and Peripheral Nervous System after Nerve Injury // Front Neurosci. 2017. Vol. 11. P. 79.
116. Haidar M., Timmerman V. Autophagy as an Emerging Common Pathomechanism in Inherited Peripheral Neuropathies // Front Mol Neurosci. 2017. Vol. 10. P. 143.
117. Gabriel J.M. et al. Gene dosage effects in hereditary peripheral neuropathy. Expression of peripheral myelin protein 22 in Charcot-Marie-Tooth disease type 1A and hereditary neuropathy with liability to pressure palsies nerve biopsies // Neurology. 1997. Vol. 49, № 6. P. 1635-1640.
118. Yoshikawa H. et al. Elevated expression of messenger RNA for peripheral myelin protein 22 in biopsied peripheral nerves of patients with Charcot-Marie-Tooth disease type 1A // Ann Neurol. 1994. Vol. 35, № 4. P. 445-450.
119. Hirt N. et al. Genetic dosage compensation via co-occurrence of PMP22 duplication and PMP22 deletion // Neurology. 2015. Vol. 84, № 15. P. 1605-1606.
120. Li J. Caveats in the Established Understanding of CMT1A // Ann Clin Transl Neurol. 2017. Vol. 4, № 8. P. 601-607.
121. Pantera H., Shy M.E., Svaren J. Regulating PMP22 expression as a dosage sensitive neuropathy gene // Brain Res. 2020. Vol. 1726. P. 146491.
122. Schenone A. et al. Correlation between PMP-22 messenger RNA expression and phenotype in hereditary neuropathy with liability to pressure palsies // Ann Neurol. 1997. Vol. 42, № 6. P. 866-872.
123. Li J. et al. Loss-of-function phenotype of hereditary neuropathy with liability to pressure palsies // Muscle Nerve. 2004. Vol. 29, № 2. P. 205-210.
124. Jankelowitz S.K., Burke D. Pathophysiology of HNPP explored using axonal excitability // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2013. Vol. 84, № 7. P. 806-812.
125. Passage E. et al. Ascorbic acid treatment corrects the phenotype of a mouse model of Charcot-Marie-Tooth disease // Nat Med. 2004. Vol. 10, № 4. P. 396-401.
126. Verhamme C. et al. Oral high dose ascorbic acid treatment for one year in young CMT1A patients: a randomised, double-blind, placebo-controlled phase II trial // BMC Med. 2009. Vol. 7. P. 70.
127. Meyer zu Horste G. et al. Antiprogesterone therapy uncouples axonal loss from demyelination in a transgenic rat model of CMT1A neuropathy // Ann Neurol. 2007. Vol. 61, № 1. P. 61-72.
128. Lee J.-S. et al. Pmp22 mutant allele-specific siRNA alleviates demyelinating neuropathic phenotype in vivo // Neurobiol Dis. 2017. Vol. 100. P. 99-107.
129. Chumakov I. et al. Polytherapy with a combination of three repurposed drugs (PXT3003) down-regulates Pmp22 over-expression and improves myelination, axonal and functional parameters in models of CMT1A neuropathy // Orphanet J Rare Dis. 2014. Vol. 9. P. 201.
130. Prukop T. et al. Early short-term PXT3003 combinational therapy delays disease onset in a transgenic rat model of Charcot-Marie-Tooth disease 1A (CMT1A) // PLoS One. 2019. Vol. 14, № 1. P. e0209752.
131. Attarian S. et al. Erratum to: An exploratory randomised double-blind and placebo-controlled phase 2 study of a combination of baclofen, naltrexone and sorbitol
(PXT3003) in patients with Charcot-Marie-Tooth disease type 1A // Orphanet J Rare Dis. 2016. Vol. 11, № 1. P. 92.
132. Graham R.C., Hughes R. a. C. A modified peripheral neuropathy scale: the Overall Neuropathy Limitations Scale // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2006. Vol. 77, № 8. P. 973-976.
133. Bennett C.F. et al. Pharmacology of Antisense Drugs // Annu Rev Pharmacol Toxicol. 2017. Vol. 57. P. 81-105.
134. Finkel R.S. et al. Nusinersen versus Sham Control in Infantile-Onset Spinal Muscular Atrophy // N Engl J Med. 2017. Vol. 377, № 18. P. 1723-1732.
135. Benson M.D. et al. Inotersen Treatment for Patients with Hereditary Transthyretin Amyloidosis // N Engl J Med. 2018. Vol. 379, № 1. P. 22-31.
136. Zhao H.T. et al. PMP22 antisense oligonucleotides reverse Charcot-Marie-Tooth disease type 1A features in rodent models // Journal of Clinical Investigation. 2017. Vol. 128, № 1. P. 359-368.
137. Boutary S. et al. Squalenoyl siRNA PMP22 nanoparticles are effective in treating mouse models of Charcot-Marie-Tooth disease type 1 A // Commun Biol. 2021. Vol. 4, № 1. P. 317.
138. Sahenk Z. et al. NT-3 promotes nerve regeneration and sensory improvement in CMT1A mouse models and in patients // Neurology. 2005. Vol. 65, № 5. P. 681689.
139. Nobbio L. et al. P2X7-mediated increased intracellular calcium causes functional derangement in Schwann cells from rats with CMT1A neuropathy // J Biol Chem. 2009. Vol. 284, № 34. P. 23146-23158.
140. Sociali G. et al. Tolerability and efficacy study of P2X7 inhibition in experimental Charcot-Marie-Tooth type 1A (CMT1A) neuropathy // Neurobiol Dis. 2016. Vol. 95. P. 145-157.
141. Keystone E.C. et al. Clinical evaluation of the efficacy of the P2X 7 purinergic receptor antagonist AZD9056 on the signs and symptoms of rheumatoid arthritis in patients with active disease despite treatment with methotrexate or sulphasalazine // Ann Rheum Dis. 2012. Vol. 71, № 10. P. 1630-1635.
142. Fledrich R. et al. Targeting myelin lipid metabolism as a potential therapeutic strategy in a model of CMT1A neuropathy // Nat Commun. 2018. Vol. 9, № 1. P. 3025.
143. Kullenberg D. et al. Health effects of dietary phospholipids // Lipids Health Dis. 2012. Vol. 11, № 1. P. 3.
144. Katona I. et al. PMP22 expression in dermal nerve myelin from patients with CMT1A // Brain. 2009. Vol. 132, № 7. P. 1734-1740.
145. Birouk N. et al. X-linked Charcot-Marie-Tooth disease with connexin 32 mutations: Clinical and electrophysiologic study // Neurology. 1998. Vol. 50, № 4. P. 10741082.
146. Mckinney J.L. et al. Recurrent central nervous system white matter changes in charcot-Marie-Tooth type X disease: CNS White Matter Changes in CMT1X // Muscle Nerve. 2014. Vol. 49, № 3. P. 451-454.
147. Anand G. et al. X-linked hereditary motor sensory neuropathy (type 1) presenting with a stroke-like episode: Case report // Developmental Medicine & Child Neurology. 2010. Vol. 52, № 7. P. 677-679.
148. Kleopa K.A., Abrams C.K., Scherer S.S. How do mutations in GJB1 cause X-linked Charcot-Marie-Tooth disease? // Brain Res. 2012. Vol. 1487. P. 198-205.
149. Mones S. et al. CamKII inhibitors reduce mitotic instability, connexon anomalies and progression of the in vivo behavioral phenotype in transgenic animals expressing a mutated Gjb1 gene // Front. Neurosci. 2014. Vol. 8.
150. Sargiannidou I. et al. Intraneural GJB 1 gene delivery improves nerve pathology in a model of X-linked Charcot-Marie-Tooth disease: Gene Therapy in CMT1X Model // Ann Neurol. 2015. Vol. 78, № 2. P. 303-316.
151. Kyriakoudi S. et al. Golgi-retained Cx32 mutants interfere with gene addition therapy for CMT1X // Human Molecular Genetics. 2017. Vol. 26, № 9. P. 16221633.
152. Shy M.E. et al. Phenotypic clustering in MPZ mutations // Brain. 2004. Vol. 127, № Pt 2. P. 371-384.
153. Patzko A. et al. Curcumin derivatives promote Schwann cell differentiation and improve neuropathy in R98C CMT1B mice // Brain. 2012. Vol. 135, № Pt 12. P. 3551-3566.
154. Bai Y., Patzko A., Shy M.E. Unfolded protein response, treatment and CMT1B // Rare Diseases. 2013. Vol. 1, № 1. P. e24049.
155. Khajavi M. et al. Oral Curcumin Mitigates the Clinical and Neuropathologic Phenotype of the Trembler-J Mouse: A Potential Therapy for Inherited Neuropathy // The American Journal of Human Genetics. 2007. Vol. 81, № 3. P. 438-453.
156. Bai Y. et al. Myelin protein zero mutations and the unfolded protein response in Charcot Marie Tooth disease type 1B // Ann Clin Transl Neurol. 2018. Vol. 5, № 4. P. 445-455.
157. Das I. et al. Preventing proteostasis diseases by selective inhibition of a phosphatase regulatory subunit // Science. 2015. Vol. 348, № 6231. P. 239-242.
158. Rosberg M.R. et al. Progression of motor axon dysfunction and ectopic Nav1.8 expression in a mouse model of Charcot-Marie-Tooth disease 1B // Neurobiology of Disease. 2016. Vol. 93. P. 201-214.
159. Moldovan M. et al. Myelin protein zero gene dose dependent axonal ion-channel dysfunction in a family with Charcot-Marie-Tooth disease // Clin Neurophysiol. 2020. Vol. 131, № 10. P. 2440-2451.
160. Chandhok G., Lazarou M., Neumann B. Structure, function, and regulation of mitofusin-2 in health and disease // Biol Rev Camb Philos Soc. 2018. Vol. 93, № 2. P. 933-949.
161. Liesa M., Palacin M., Zorzano A. Mitochondrial dynamics in mammalian health and disease // Physiol Rev. 2009. Vol. 89, № 3. P. 799-845.
162. Takahashi R. et al. Coenzyme Q10 therapy in hereditary motor sensory neuropathy type VI with novel mitofusin 2 mutation // Intern Med. 2012. Vol. 51, № 7. P. 791793.
163. Rocha A.G. et al. MFN2 agonists reverse mitochondrial defects in preclinical models of Charcot-Marie-Tooth disease type 2A // Science. 2018. Vol. 360, № 6386. P. 336-341.
164. Picci C. et al. HDAC6 inhibition promotes a-tubulin acetylation and ameliorates CMT2A peripheral neuropathy in mice // Exp Neurol. 2020. Vol. 328. P. 113281.
165. d'Ydewalle C. et al. HDAC6 inhibitors reverse axonal loss in a mouse model of mutant HSPB1-induced Charcot-Marie-Tooth disease // Nat Med. 2011. Vol. 17, № 8. P. 968-974.
166. Benoy V. et al. HDAC6 is a therapeutic target in mutant GARS-induced Charcot-Marie-Tooth disease // Brain. 2018. Vol. 141, № 3. P. 673-687.
167. Benoy V. et al. Development of Improved HDAC6 Inhibitors as Pharmacological Therapy for Axonal Charcot-Marie-Tooth Disease // Neurotherapeutics. 2017. Vol. 14, № 2. P. 417-428.
168. Taveggia C. et al. Neuregulin-1 type III determines the ensheathment fate of axons // Neuron. 2005. Vol. 47, № 5. P. 681-694.
169. Bolino A. et al. Niacin-mediated Tace activation ameliorates CMT neuropathies with focal hypermyelination // EMBO Mol Med. 2016. Vol. 8, № 12. P. 1438-1454.
170. Scapin C. et al. Enhanced axonal neuregulin-1 type-III signaling ameliorates neurophysiology and hypomyelination in a Charcot-Marie-Tooth type 1B mouse model // Hum Mol Genet. 2019. Vol. 28, № 6. P. 992-1006.
171. Fledrich R. et al. Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A // Nat Med. 2014. Vol. 20, № 9. P. 1055-1061.
172. Guerrero-Valero M. et al. Dysregulation of myelin synthesis and actomyosin function underlies aberrant myelin in CMT4B1 neuropathy // Proc Natl Acad Sci U S A. 2021. Vol. 118, № 10. P. e2009469118.
173. Fridman V. et al. Randomized trial of l-serine in patients with hereditary sensory and autonomic neuropathy type 1 // Neurology. 2019. Vol. 92, № 4. P. e359-e370.
174. de Brouwer A.P.M. et al. PRPS1 mutations: four distinct syndromes and potential treatment // Am J Hum Genet. 2010. Vol. 86, № 4. P. 506-518.
175. Cortese A. et al. Biallelic mutations in SORD cause a common and potentially treatable hereditary neuropathy with implications for diabetes // Nat Genet. 2020. Vol. 52, № 5. P. 473-481.
176. Glasser C.E. et al. Locally acting ACE-083 increases muscle volume in healthy volunteers // Muscle Nerve. 2018. Vol. 57, № 6. P. 921-926.
177. Бескоровайный Никита Сергеевич. Программа «NGSData».
178. Filatova A.Y. et al. Functional reassessment of PAX6 single nucleotide variants by in vitro splicing assay // Eur J Hum Genet. 2019. Vol. 27, № 3. P. 488-493.
179. Kopanos C. et al. VarSome: the human genomic variant search engine // Bioinformatics / ed. Wren J. 2019. Vol. 35, № 11. P. 1978-1980.
180. Hebsgaard S.M. et al. Splice site prediction in Arabidopsis thaliana pre-mRNA by combining local and global sequence information. // Nucleic Acids Res. 1996. Vol. 24, № 17. P. 3439-3452.
181. Jaganathan K. et al. Predicting Splicing from Primary Sequence with Deep Learning // Cell. 2019. Vol. 176, № 3. P. 535-548.e24.
182. Levin M.L., Bertell R. RE: "simple estimation of population attributable risk from case-control studies" // Am J Epidemiol. 1978. Vol. 108, № 1. P. 78-79.
183. Bengtsson B.O., Thomson G. Measuring the strength of associations between HLA antigens and diseases // Tissue Antigens. 1981. Vol. 18, № 5. P. 356-363.
184. Morocutti C. et al. Charcot-Marie-Tooth Disease in Molise, a Central-Southern Region of Italy: An Epidemiological Study // Neuroepidemiology. 2002. Vol. 21, № 5. P. 241-245.
185. Foley C. et al. Charcot-Marie-Tooth disease in Northern England: Figure 1 // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 2012. Vol. 83, № 5. P. 572-573.
186. Mladenovic J. et al. Epidemiology of Charcot-Marie-Tooth Disease in the Population of Belgrade, Serbia // Neuroepidemiology. 2011. Vol. 36, № 3. P. 177182.
187. Gess B. et al. Charcot-Marie-Tooth disease: Frequency of genetic subtypes in a German neuromuscular center population // Neuromuscular Disorders. 2013. Vol. 23, № 8. P. 647-651.
188. Argente-Escrig H. et al. Pediatric inherited peripheral neuropathy: a prospective study at a Spanish referral center // Ann Clin Transl Neurol. 2021. Vol. 8, № 9. P. 1809-1816.
189. Bacquet J. et al. Molecular diagnosis of inherited peripheral neuropathies by targeted next-generation sequencing: molecular spectrum delineation // BMJ Open. 2018. Vol. 8, № 10. P. e021632.
190. Guömundsson B. et al. Prevalence of Symptomatic Charcot-Marie-Tooth Disease in Iceland: A Study of a Well-Defined Population // Neuroepidemiology. 2010. Vol. 34, № 1. P. 13-17.
191. Attarian S. et al. Hereditary neuropathy with liability to pressure palsies // J Neurol.
2020. Vol. 267, № 8. P. 2198-2206.
192. Eggermann K. et al. Hereditary Neuropathies // Dtsch Arztebl Int. 2018. Vol. 115, № 6. P. 91-97.
193. Рыжкова О.П. et al. Руководство по интерпретации данных последовательности ДНК человека, полученных методами массового параллельного секвенирования (MPS) (редакция 2018, версия 2): 2 // Медицинская генетика. 2019. Vol. 18, № 2. P. 3-23.
194. Green R.C. et al. ACMG recommendations for reporting of incidental findings in clinical exome and genome sequencing // Genetics in Medicine. 2013. Vol. 15, № 7. P. 565-574.
195. Miller L.J. et al. Strategy for genetic testing in Charcot-Marie-disease // Acta Myol. 2011. Vol. 30, № 2. P. 109-116.
196. Volodarsky M. et al. Comprehensive genetic sequence and copy number analysis for Charcot-Marie-Tooth disease in a Canadian cohort of 2517 patients // J Med Genet.
2021. Vol. 58, № 4. P. 284-288.
197. H0yer H. et al. Arvelige perifere nevropatier diagnostisert ved dypsekvensering // Tidsskriftet. 2015. Vol. 135, № 20. P. 1838-1843.
198. Zimon M. et al. Loss-of-function mutations in HINT1 cause axonal neuropathy with neuromyotonia // Nat Genet. 2012. Vol. 44, № 10. P. 1080-1083.
199. Reddel S. et al. Autosomal dominant congenital spinal muscular atrophy--a possible developmental deficiency of motor neurones? // Neuromuscul Disord. 2008. Vol. 18, № 7. P. 530-535.
200. Auer-Grumbach M. et al. Alterations in the ankyrin domain of TRPV4 cause congenital distal SMA, scapuloperoneal SMA and HMSN2C // Nat Genet. 2010. Vol. 42, № 2. P. 160-164.
201. Shatzky S. et al. Congenital insensitivity to pain with anhidrosis (CIPA) in Israeli-Bedouins: Genetic heterogeneity, novel mutations in theTRKA/NGF receptor gene, clinical findings, and results of nerve conduction studies // Am. J. Med. Genet. 2000. Vol. 92, № 5. P. 353-360.
202. A genome-wide mutational constraint map quantified from variation in 76,156 human genomes | bioRxiv [Electronic resource]. URL: https://www.biorxiv.org/content/10.1101/2022.03.20.485034v2 (accessed: 08.05.2023).
203. Axelrod F.B., Gold-von Simson G. Hereditary sensory and autonomic neuropathies: types II, III, and IV // Orphanet J Rare Dis. 2007. Vol. 2. P. 39.
204. Indo Y. Nerve growth factor and the physiology of pain: lessons from congenital insensitivity to pain with anhidrosis // Clin Genet. 2012. Vol. 82, № 4. P. 341-350.
205. Kilic S.S. et al. Humoral immunodeficiency in congenital insensitivity to pain with anhidrosis // Neurogenetics. 2009. Vol. 10, № 2. P. 161-165.
206. Axelrod F.B., Pearson J. Congenital sensory neuropathies. Diagnostic distinction from familial dysautonomia // Am J Dis Child. 1984. Vol. 138, № 10. P. 947-954.
207. Kaplan D.R., Miller F.D. Neurotrophin signal transduction in the nervous system // Current Opinion in Neurobiology. 2000. Vol. 10, № 3. P. 381-391.
208. Zhang Y. et al. Cell Surface Trk Receptors Mediate NGF-Induced Survival While Internalized Receptors Regulate NGF-Induced Differentiation // J. Neurosci. 2000. Vol. 20, № 15. P. 5671-5678.
209. Mardy S. et al. Congenital Insensitivity to Pain with Anhidrosis: Novel Mutations in the TRKA (NTRK1) Gene Encoding A High-Affinity Receptor for Nerve Growth Factor // The American Journal of Human Genetics. 1999. Vol. 64, № 6. P. 15701579.
210. Weiss J. et al. Loss-of-function mutations in sodium channel Nav1.7 cause anosmia // Nature. 2011. Vol. 472, № 7342. P. 186-190.
211. Yuan J. et al. Hereditary sensory and autonomic neuropathy type IID caused by an SCN9A mutation // Neurology. 2013. Vol. 80, № 18. P. 1641-1649.
212. Cox J.J. et al. An SCN9A channelopathy causes congenital inability to experience pain // Nature. 2006. Vol. 444, № 7121. P. 894-898.
213. Sangameswaran L. et al. A novel tetrodotoxin-sensitive, voltage-gated sodium channel expressed in rat and human dorsal root ganglia // J Biol Chem. 1997. Vol. 272, № 23. P. 14805-14809.
214. Seburn K.L. et al. Lack of neuropathy-related phenotypes in hint1 knockout mice // J Neuropathol Exp Neurol. 2014. Vol. 73, № 7. P. 693-701.
215. Garzón J. et al. RGSZ2 binds to the neural nitric oxide synthase PDZ domain to regulate mu-opioid receptor-mediated potentiation of the N-methyl-D-aspartate receptor-calmodulin-dependent protein kinase II pathway // Antioxid Redox Signal. 2011. Vol. 15, № 4. P. 873-887.
216. Cortés-Montero E. et al. Human HINT1 Mutant Proteins that Cause Axonal Motor Neuropathy Exhibit Anomalous Interactions with Partner Proteins // Mol Neurobiol. 2021. Vol. 58, № 4. P. 1834-1845.
217. Nicolau S. et al. Congenital myopathies in the adult neuromuscular clinic: Diagnostic challenges and pitfalls // Neurol Genet. 2019. Vol. 5, № 4. P. e341.
218. Laing N.G. et al. Mutations and polymorphisms of the skeletal muscle alpha-actin gene (ACTA1) // Hum Mutat. 2009. Vol. 30, № 9. P. 1267-1277.
219. Hahn H. et al. Neurologic and psychiatric manifestations in a family with a mutation in exon 2 of the guanosine triphosphate-cyclohydrolase gene // Arch Neurol. 2001. Vol. 58, № 5. P. 749-755.
220. Grotzsch H. et al. Neuropathology of a case of dopa-responsive dystonia associated with a new genetic locus, DYT14 // Neurology. 2002. Vol. 58, № 12. P. 1839-1842.
221. Monies D. et al. Lessons Learned from Large-Scale, First-Tier Clinical Exome Sequencing in a Highly Consanguineous Population // Am J Hum Genet. 2019. Vol. 104, № 6. P. 1182-1201.
222. Babic Bozovic I. et al. Diagnostic yield of exome sequencing in myopathies: Experience of a Slovenian tertiary centre // PLoS One. 2021. Vol. 16, № 6. P. e0252953.
223. Wimmer K. et al. AG-exclusion zone revisited: Lessons to learn from 91 intronic NF1 3' splice site mutations outside the canonical AG-dinucleotides // Hum Mutat. 2020. Vol. 41, № 6. P. 1145-1156.
224. Legoix P. et al. Molecular characterization of germline NF2 gene rearrangements // Genomics. 2000. Vol. 65, № 1. P. 62-66.
225. Demange L. et al. [Phenotype-genotype study in 154 French NF2 mutation carriers] // Rev Neurol (Paris). 2007. Vol. 163, № 11. P. 1031-1038.
226. Makashova E.S. et al. Neurofibromatosis: analysis of clinical cases and new diagnostic criteria // Neuromuscular Diseases. 2022. Vol. 12, № 1. P. 39-48.
227. Baser M.E. et al. Empirical development of improved diagnostic criteria for neurofibromatosis 2 // Genet Med. 2011. Vol. 13, № 6. P. 576-581.
228. Fahsold R. et al. Minor lesion mutational spectrum of the entire NF1 gene does not explain its high mutability but points to a functional domain upstream of the GAP-related domain // Am J Hum Genet. 2000. Vol. 66, № 3. P. 790-818.
229. Fedotov V.P. et al. A familial case of segregation of motor sensory neuropathy type 1B with multiple exostoses in monozygous twins // Neuromuscular Diseases. 2015. Vol. 5, № 1. P. 48.
230. Yoshihara T. et al. Mutations in the peripheral myelin protein zero and connexin32 genes detected by non-isotopic RNase cleavage assay and their phenotypes in Japanese patients with Charcot-Marie-Tooth disease // Hum. Mutat. 2000. Vol. 16, № 2. P. 177-178.
231. Verhoeven K. et al. MFN2 mutation distribution and genotype/phenotype correlation in Charcot-Marie-Tooth type 2 // Brain. 2006. Vol. 129, № Pt 8. P. 2093-2102.
232. Chung K.W. et al. Early onset severe and late-onset mild Charcot-Marie-Tooth disease with mitofusin 2 (MFN2) mutations // Brain. 2006. Vol. 129, № Pt 8. P. 2103-2118.
233. Züchner S. et al. Axonal neuropathy with optic atrophy is caused by mutations in mitofusin 2 // Ann Neurol. 2006. Vol. 59, № 2. P. 276-281.
234. Peng Y. et al. Biallelic mutations in the ferredoxin reductase gene cause novel mitochondriopathy with optic atrophy // Hum Mol Genet. 2017. Vol. 26, № 24. P. 4937-4950.
235. Paul A. et al. FDXR Mutations Cause Sensorial Neuropathies and Expand the Spectrum of Mitochondrial Fe-S-Synthesis Diseases // Am J Hum Genet. 2017. Vol. 101, № 4. P. 630-637.
236. Slone J. et al. Biallelic mutations in FDXR cause neurodegeneration associated with inflammation // J Hum Genet. 2018. Vol. 63, № 12. P. 1211-1222.
237. Jurkute N. et al. Expanding the FDXR-Associated Disease Phenotype: Retinal Dystrophy Is a Recurrent Ocular Feature // Invest Ophthalmol Vis Sci. 2021. Vol. 62, № 6. P. 2.
238. Debnath M. et al. Th17 pathway signatures in a large Indian cohort of Guillain Barré syndrome // J Neuroimmunol. 2018. Vol. 323. P. 125-130.
239. Guadagnin E., Mázala D., Chen Y.-W. STAT3 in Skeletal Muscle Function and Disorders // Int J Mol Sci. 2018. Vol. 19, № 8. P. 2265.
240. Lerat J. et al. Hearing loss in inherited peripheral neuropathies: Molecular diagnosis by NGS in a French series // Mol Genet Genomic Med. 2019. Vol. 7, № 9. P. e839.
241. Joo I.S. et al. A novel point mutation in PMP22 gene associated with a familial case of Charcot-Marie-Tooth disease type 1A with sensorineural deafness // Neuromuscul Disord. 2004. Vol. 14, № 5. P. 325-328.
242. Kovach M.J. et al. A unique point mutation in the PMP22 gene is associated with Charcot-Marie-Tooth disease and deafness // Am J Hum Genet. 1999. Vol. 64, № 6. P.1580-1593.
243. Ammar N. et al. Identification of novel GDAP1 mutations causing autosomal recessive Charcot-Marie-Tooth disease // Neuromuscul Disord. 2003. Vol. 13, № 9. P. 720-728.
244. Rodriguez P.Q. et al. Novel INF2 mutation p. L77P in a family with glomerulopathy and Charcot-Marie-Tooth neuropathy // Pediatr Nephrol. 2013. Vol. 28, № 2. P. 339-343.
245. Г. E. Руденская, Захарова Е.Ю. Наследственные нейрометаболические болезни юношеского и взрослого возраста. Москва: Гэотар-Медиа, 2018. 392 p.
246. Schreiber O. et al. Facioscapulohumeral muscular dystrophy and Charcot-Marie-Tooth neuropathy 1A - evidence for "double trouble" overlapping syndromes // BMC Med Genet. 2013. Vol. 14, № 1. P. 92.
247. Wang Z. et al. Coexistence of peripheral myelin protein 22 and dystrophin mutations in a chinese boy: CMT Type 1A Comorbid with DMD // Muscle Nerve. 2013. Vol. 48, № 6. P. 979-983.
248. Vondracek P. et al. Charcot-Marie-Tooth neuropathy type 1A combined with Duchenne muscular dystrophy // European Journal of Neurology. 2007. Vol. 14, № 10. P. 1182-1185.
249. Ardissone A. et al. Double-trouble in pediatric neurology: Myotonia congenita combined with charcot-marie-tooth disease type 1a: Letters to the Editor // Muscle Nerve. 2014. Vol. 50, № 1. P. 145-147.
250. Hodapp J.A. et al. Double Trouble in Hereditary Neuropathy: Concomitant Mutations in the PMP-22 Gene and Another Gene Produce Novel Phenotypes // Arch Neurol. 2006. Vol. 63, № 1. P. 112.
251. Kurt S. et al. Combination of myotonic dystrophy and hereditary motor and sensory neuropathy // Journal of the Neurological Sciences. 2010. Vol. 288, № 1-2. P. 197199.
252. Jçdrzejowska M. et al. A patient with both Charcot-Marie-Tooth disease (CMT 1A) and mild spinal muscular atrophy (SMA 3) // Neuromuscular Disorders. 2008. Vol. 18, № 4. P. 339-341.
253. Fernández R.M. et al. Co-segregation of a homozygous SMN1 deletion and a heterozygous PMP22 duplication in a patient // Clin Case Rep. 2016. Vol. 4, № 9. P. 879-884.
254. Chung K.W. et al. Two missense mutations of EGR2 R359W and GJB1 V136A in a Charcot-Marie-Tooth disease family // Neurogenetics. 2005. Vol. 6, № 3. P. 159163.
255. Kim H.S. et al. Myotonic dystrophy type I combined with X-linked dominant Charcot-Marie-Tooth neuropathy // Neurogenetics. 2010. Vol. 11, № 4. P. 425-433.
256. Bergmann C. et al. Becker muscular dystrophy combined with X-linked Charcot-Marie-Tooth neuropathy // Muscle Nerve. 2000. Vol. 23, № 5. P. 818-823.
257. Bütefisch C.M., Lang D.F., Gutmann L. The devastating combination of Charcot-Marie-Tooth disease and facioscapulohumeral muscular dystrophy // Muscle Nerve. 1998. Vol. 21, № 6. P. 788-791.
258. Gagliardi S. et al. Palmoplantar keratoderma and Charcot-Marie-Tooth disease: combination of two independent genetic diseases? Identification of two point mutations in the MPZ and KRT1 genes by whole-exome sequencing // Br J Dermatol. 2017. Vol. 177, № 1. P. 284-286.
259. Bartoletti-Stella A. et al. A patient with PMP22-related hereditary neuropathy and DBH-gene-related dysautonomia // J Neurol. 2015. Vol. 262, № 10. P. 2373-2381.
260. Sagnelli A. et al. Adult polyglucosan body disease in a patient originally diagnosed with Fabry's disease // Neuromuscular Disorders. 2014. Vol. 24, № 3. P. 272-276.
261. Snipes G.J. et al. Characterization of a novel peripheral nervous system myelin protein (PMP-22/SR13) // J Cell Biol. 1992. Vol. 117, № 1. P. 225-238.
262. Scherer S.S., Wrabetz L. Molecular mechanisms of inherited demyelinating neuropathies // Glia. 2008. Vol. 56, № 14. P. 1578-1589.
263. Sahenk Z., Chen L., Freimer M. A novel PMP22 point mutation causing HNPP phenotype: studies on nerve xenografts // Neurology. 1998. Vol. 51, № 3. P. 702707.
264. Robertson A.M. et al. Comparison of a new pmp22 transgenic mouse line with other mouse models and human patients with CMT1A // J Anat. 2002. Vol. 200, № 4. P. 377-390.
265. Brozkova D. et al. Four novel point mutations in the PMP22 gene with phenotypes of HNPP and Dejerine-Sottas neuropathy // Muscle Nerve. 2011. Vol. 44, № 5. P. 819-822.
266. Baets J. et al. Genetic spectrum of hereditary neuropathies with onset in the first year of life // Brain. 2011. Vol. 134, № Pt 9. P. 2664-2676.
267. Abrams C.K. et al. Loss of Coupling Distinguishes GJB1 Mutations Associated with CNS Manifestations of CMT1X from Those Without CNS Manifestations // Sci Rep. 2017. Vol. 7, № 1. P. 40166.
268. Scherer S.S. et al. Connexin32 is a myelin-related protein in the PNS and CNS // J Neurosci. 1995. Vol. 15, № 12. P. 8281-8294.
269. Sharkova I.V. et al. [Clinical-genetic characteristics of hereditary motor-sensory neuropathy type 1 X] // Zh Nevrol Psikhiatr Im S S Korsakova. 2012. Vol. 112, № 7. P. 42-47.
270. Mornet E. Hypophosphatasia: the mutations in the tissue-nonspecific alkaline phosphatase gene // Hum Mutat. 2000. Vol. 15, № 4. P. 309-315.
271. Janssen E.A.M. et al. Connexin32 gene mutations in X-linked dominant Charcot-Marie-Tooth disease (CMTX1) // Human Genetics. 1997. Vol. 99, № 4. P. 501-505.
272. Lu Y.-Y. et al. Clinical and Genetic Features of Chinese X-linked Charcot-Marie-Tooth Type 1 Disease // Chinese Medical Journal. 2017. Vol. 130, № 9. P. 10491054.
273. Mersiyanova I.V. et al. Screening for mutations in the peripheral myelin genesPMP22,MPZ andCx32 (GJB1) in Russian Charcot-Marie-Tooth neuropathy patients // Hum. Mutat. 2000. Vol. 15, № 4. P. 340-347.
274. Bone L.J. et al. Connexin32 and X-linked Charcot-Marie-Tooth Disease // Neurobiology of Disease. 1997. Vol. 4, № 3-4. P. 221-230.
275. Ionasescu V., Searby C., Ionasescu R. Point mutations of the connexin32 (GJB1) gene in X-linked dominant Charcot — Marie — Tooth neuropathy // Human Molecular Genetics. 1994. Vol. 3, № 2. P. 355-358.
276. Ionasescu V. et al. New point mutations and deletions of the connexin 32 gene in x-linked charcot-marie-tooth neuropathy // Neuromuscular Disorders. 1995. Vol. 5, № 4. P. 297-299.
277. Bort S. et al. Mutational analysis of the MPZ, PMP22 and Cx32 genes in patients of Spanish ancestry with Charcot-Marie-Tooth disease and hereditary neuropathy with liability to pressure palsies // Human Genetics. 1997. Vol. 99, № 6. P. 746-754.
278. Yoshimura T. et al. Two novel mutations (C53S, S26L) in the connexin32 of Charcot-Marie-Tooth disease type X families // Hum. Mutat. 1996. Vol. 8, № 3. P. 270-272.
279. Liang Y. et al. Recurrent episodes of reversible posterior leukoencephalopathy in three Chinese families with GJB1 mutations in X-linked Charcot-Marie-tooth type 1 disease: cases report // BMC Neurol. 2019. Vol. 19, № 1. P. 325.
280. Karadima G. et al. A V38A mutation in X-linked Charcot-Marie-Tooth neuropathy with unusual clinical features // Journal of Neurology. 2004. Vol. 251, № 2. P. 222223.
281. Abe A. et al. Molecular diagnosis and clinical onset of Charcot-Marie-Tooth disease in Japan // J Hum Genet. 2011. Vol. 56, № 5. P. 364-368.
282. Felice K.J., Seltzer W.K. Severe X-Linked Charcot-Marie-Tooth Neuropathy Due to New Mutations [G59R(G^C), W44X(G^A)] in the Connexin 32 Gene // Eur Neurol. 2000. Vol. 44, № 1. P. 61-63.
283. Fairweather N. et al. Mutations in the connexin 32 gene in X-linked dominant Charcot- Marie - Tooth disease (CMTX1) // Human Molecular Genetics. 1994. Vol. 3, № 1. P. 29-34.
284. Silander K. et al. Screening for connexin 32 mutations in Charcot-Marie-Tooth disease families with possible X-linked inheritance // Human Genetics. 1997. Vol. 100, № 3-4. P. 391-397.
285. Tan C.C. et al. Novel mutations in the connexin 32 gene associated with X-linked Charcot-Marie tooth disease // Hum. Mutat. 1996. Vol. 7, № 2. P. 167-171.
286. Nelis E. et al. Mutation analysis of the connexin 32 (Cx32) gene in charcot-marie-tooth neuropathy type 1: Identification of five new mutations // Hum. Mutat. 1997. Vol. 9, № 1. P. 47-52.
287. Bissar-Tadmouri N. et al. Mutational analysis and genotype/phenotype correlation in Turkish Charcot-Marie-Tooth Type 1 and HNPP patients: Mutational analysis and genotype/phenotype correlation in Turkish CMT1 and HNPP patients // Clinical Genetics. 2000. Vol. 58, № 5. P. 396-402.
288. Arthur-Farraj P.J. et al. Hand weakness in Charcot-Marie-Tooth disease 1X // Neuromuscular Disorders. 2012. Vol. 22, № 7. P. 622-626.
289. Bone L.J. et al. New connexin32 mutations associated with X-linked Charcot-Marie-Tooth disease // Neurology. 1995. Vol. 45, № 10. P. 1863-1866.
290. Rautenstrauss B. et al. Novel human pathological mutations. Gene symbol: GJB1. Disease: Charcot-Marie-Tooth syndrome type X // Hum Genet. 2007. Vol. 122, № 5. P. 548.
291. Boerkoel C.F. et al. Charcot-Marie-Tooth disease and related neuropathies: mutation distribution and genotype-phenotype correlation // Ann Neurol. 2002. Vol. 51, № 2. P. 190-201.
292. Bergoffen J. et al. Connexin Mutations in X-Linked Charcot-Marie-Tooth Disease // Science. 1993. Vol. 262, № 5142. P. 2039-2042.
293. Stojkovic T. et al. Sensorineural deafness in X-linked Charcot-Marie-Tooth disease with connexin 32 mutation (R142Q) // Neurology. 1999. Vol. 52, № 5. P. 10101010.
294. Latour P. et al. New Mutations in the X-Linked Form of Charcot-Marie-Tooth Disease // Eur Neurol. 1997. Vol. 37, № 1. P. 38-42.
295. Huehne K. et al. Novel mutations in the Charcot-Marie-Tooth disease genes PMP22, MPZ, and GJB1 // Hum. Mutat. 2003. Vol. 21, № 1. P. 100-100.
296. Rouger H. et al. Charcot-Marie-Tooth disease with intermediate motor nerve conduction velocities: Characterization of 14 C*32 mutations in 35 families // Human Mutation. 1997. Vol. 10, № 6. P. 443-450.
297. Borgulova I. et al. Mosaicism for GJB1 mutation causes milder Charcot-Marie-Tooth X1 phenotype in a heterozygous man than in a manifesting heterozygous woman // Neurogenetics. 2013. Vol. 14, № 3-4. P. 189-195.
298. Shy M.E. et al. CMT1X phenotypes represent loss of GJB1 gene function // Neurology. 2007. Vol. 68, № 11. P. 849-855.
299. Yum S.W. et al. Diverse trafficking abnormalities of connexin32 mutants causing CMTX // Neurobiol Dis. 2002. Vol. 11, № 1. P. 43-52.
300. Huang Y. et al. Prenylation-defective human connexin32 mutants are normally localized and function equivalently to wild-type connexin32 in myelinating Schwann cells // J Neurosci. 2005. Vol. 25, № 31. P. 7111-7120.
301. Siskind C.E. et al. Phenotype expression in women with CMT1X // J Peripher Nerv Syst. 2011. Vol. 16, № 2. P. 102-107.
302. Scherer S.S. et al. Connexin32-null mice develop demyelinating peripheral neuropathy // Glia. 1998. Vol. 24, № 1. P. 8-20.
303. Kuntzer T. et al. Phenotypic expression of a Pro 87 to Leu mutation in the connexin 32 gene in a large Swiss family with Charcot-Marie-Tooth neuropathy // J Neurol Sci. 2003. Vol. 207, № 1-2. P. 77-86.
304. Wicklein E.M. et al. Missense mutation (R15W) of the connexin32 gene in a family with X chromosomal Charcot-Marie-Tooth neuropathy with only female family members affected // J Neurol Neurosurg Psychiatry. 1997. Vol. 63, № 3. P. 379381.
305. O'Brien J. et al. Cloning and expression of two related connexins from the perch retina define a distinct subgroup of the connexin family // J Neurosci. 1998. Vol. 18, № 19. P. 7625-7637.
306. Abrams C.K. et al. Voltage opens unopposed gap junction hemichannels formed by a connexin 32 mutant associated with X-linked Charcot-Marie-Tooth disease // Proc Natl Acad Sci U S A. 2002. Vol. 99, № 6. P. 3980-3984.
307. Liang G.S.L. et al. Severe neuropathy with leaky connexin32 hemichannels // Ann Neurol. 2005. Vol. 57, № 5. P. 749-754.
308. Milovidova T.B. et al. [Clinical-genetic correlations in the hereditary motor-sensor neuropathy caused by mutations in the MPZ (P0) gene] // Zh Nevrol Psikhiatr Im S S Korsakova. 2011. Vol. 111, № 12. P. 48-55.
309. Matsuyama W. et al. Altered trafficking and adhesion function of MPZ mutations and phenotypes of Charcot-Marie-Tooth disease 1B // Acta Neuropathologica. 2002. Vol. 103, № 5. P. 501-508.
310. Kamholz J. et al. Late onset Charcot-Marie-Tooth 2 syndrome caused by two novel mutations in the MPZ gene // Neurology. 2004. Vol. 63, № 1. P. 194-194.
311. Cortese A. et al. Targeted next-generation sequencing panels in the diagnosis of Charcot-Marie-Tooth disease // Neurology. 2020. Vol. 94, № 1. P. e51-e61.
312. Mazzeo A. et al. Charcot-Marie-Tooth disease type 1B: marked phenotypic variation of the Ser78Leu mutation in five Italian families // Acta Neurologica Scandinavica. 2008. Vol. 118, № 5. P. 328-332.
313. Taniguchi T. et al. Genetic spectrum of CHARCOT-MARIE-TOOTH disease associated with myelin protein zero gene variants in Japan // Clinical Genetics. 2021. Vol. 99, № 3. P. 359-375.
314. Rouger H. et al. High frequency of mutations in codon 98 of the peripheral myelin protein P0 gene in 20 French CMT1 patients. // Am J Hum Genet. 1996. Vol. 58, № 3. P. 638-641.
315. Saporta M.A.C. et al. MpzR98C arrests Schwann cell development in a mouse model of early-onset Charcot-Marie-Tooth disease type 1B // Brain. 2012. Vol. 135, № 7. P. 2032-2047.
316. Lee Y.-C. et al. Cellular characterization of MPZ mutations presenting with diverse clinical phenotypes // J Neurol. 2010. Vol. 257, № 10. P. 1661-1668.
317. Blanquet-Grossard F. et al. Charcot-Marie-Tooth type 1B neuropathy: third mutation of serine 63 codon in the major peripheral myelin glycoprotein P0 gene // Clinical Genetics. 1995. Vol. 48, № 6. P. 281-283.
318. Lorance D.K., Mandigo K.A., Hehir M.K. Novel Myelin Protein Zero Mutation in 3 Generations of Vermonters With Demyelinating Charcot-Marie-Tooth Disease // Journal of Clinical Neuromuscular Disease. 2018. Vol. 19, № 3. P. 101-107.
319. Marttila M. et al. A novel mutation of myelin protein zero associated with late-onset predominantly axonal Charcot-Marie-Tooth disease // J Neurol. 2012. Vol. 259, № 8. P. 1585-1589.
320. Lee Y.C. et al. MPZ mutation G123S characterization: Evidence for a complex pathogenesis in CMT disease // Neurology. 2008. Vol. 70, № 4. P. 273-277.
321. De Jonghe P. et al. The Thr124Met mutation in the peripheral myelin protein zero (MPZ) gene is associated with a clinically distinct Charcot-Marie-Tooth phenotype // Brain. 1999. Vol. 122, № 2. P. 281-290.
322. Hsu Y. et al. Mutation spectrum of Charcot-Marie-Tooth disease among the Han Chinese in Taiwan // Ann Clin Transl Neurol. 2019. Vol. 6, № 6. P. 1090-1101.
323. Nelis E. et al. Linkage and mutation analysis in an extended family with Charcot-Marie-Tooth disease type 1B. // Journal of Medical Genetics. 1994. Vol. 31, № 10. P. 811-815.
324. Planté-Bordeneuve V. et al. The Roussy-Lévy family: from the original description to the gene // Ann Neurol. 1999. Vol. 46, № 5. P. 770-773.
325. 0stern R. et al. Segregation analysis in families with Charcot-Marie-Tooth disease allows reclassification of putative disease causing mutations // BMC Med Genet. 2014. Vol. 15, № 1. P. 12.
326. Street V.A. et al. Charcot-Marie-Tooth neuropathy: clinical phenotypes of four novel mutations in the MPZ and Cx 32 genes // Neuromuscular Disorders. 2002. Vol. 12, № 7-8. P. 643-650.
327. Liu L. et al. Two novel MPZ mutations in Chinese CMT patients: Liu et al. // J Peripher Nerv Syst. 2013. Vol. 18, № 3. P. 256-260.
328. Hayasaka K. et al. De novo mutation of the myelin Po gene in Dejerine-Sottas disease (hereditary motor and sensory neuropathy type III) // Nat Genet. 1993. Vol. 5, № 3. P. 266-268.
329. Callegari I. et al. Mutation update for myelin protein zero-related neuropathies and the increasing role of variants causing a late-onset phenotype // J Neurol. 2019. Vol. 266, № 11. P. 2629-2645.
330. Filbin M.T. et al. Characterization of the effect on adhesion of different mutations in myelin P0 protein // Ann N Y Acad Sci. 1999. Vol. 883. P. 160-167.
331. Brügger V. et al. HDAC1/2-Dependent P0 Expression Maintains Paranodal and Nodal Integrity Independently of Myelin Stability through Interactions with Neurofascins // PLoS Biol. 2015. Vol. 13, № 9. P. e1002258.
332. Honda S. et al. Mutational analysis of action of mitochondrial fusion factor mitofusin-2 // J Cell Sci. 2005. Vol. 118, № Pt 14. P. 3153-3161.
333. Züchner S. et al. Mutations in the mitochondrial GTPase mitofusin 2 cause Charcot-Marie-Tooth neuropathy type 2A // Nat Genet. 2004. Vol. 36, № 5. P. 449-451.
334. Genari A.B. et al. Characterizing the phenotypic manifestations of MFN2 R104W mutation in Charcot-Marie-Tooth type 2 // Neuromuscular Disorders. 2011. Vol. 21, № 6. P. 428-432.
335. Detmer S.A., Chan D.C. Complementation between mouse Mfn1 and Mfn2 protects mitochondrial fusion defects caused by CMT2A disease mutations // Journal of Cell Biology. 2007. Vol. 176, № 4. P. 405-414.
336. Xie Y. et al. MFN2-related genetic and clinical features in a cohort of Chinese CMT2 patients: MFN2-related genetic and clinical features // J Peripher Nerv Syst. 2016. Vol. 21, № 1. P. 38-44.
337. Braathen G.J. et al. MFN2point mutations occur in 3.4% of Charcot-Marie-Tooth families. An investigation of 232 Norwegian CMT families // BMC Med Genet. 2010. Vol. 11, № 1. P. 48.
338. Amiott E.A. et al. A Mutation Associated with CMT2A Neuropathy Causes Defects in Fzo1 GTP Hydrolysis, Ubiquitylation, and Protein Turnover // MBoC / ed. Fox T.D. 2009. Vol. 20, № 23. P. 5026-5035.
339. Rouzier C. et al. The MFN2 gene is responsible for mitochondrial DNA instability and optic atrophy "plus" phenotype // Brain. 2012. Vol. 135, № 1. P. 23-34.
340. Calvo J. et al. Genotype-Phenotype Correlations in Charcot-Marie-Tooth Disease Type 2 Caused by Mitofusin 2 Mutations // Arch Neurol. 2009. Vol. 66, № 12.
341. Luigetti M. et al. Clinical, electrophysiological and pathological findings of a patient with CMT2 due to the p.Ala738Val mitofusin 2 mutation // Journal of the Neurological Sciences. 2011. Vol. 307, № 1-2. P. 168-170.
342. Choi B.-O. et al. A cohort study of MFN2 mutations and phenotypic spectrums in Charcot-Marie-Tooth disease 2A patients: Cohort study of CMT2A with MFN2 mutations // Clin Genet. 2015. Vol. 87, № 6. P. 594-598.
343. Senderek J. et al. Mutations in a Gene Encoding a Novel SH3/TPR Domain Protein Cause Autosomal Recessive Charcot-Marie-Tooth Type 4C Neuropathy // The American Journal of Human Genetics. 2003. Vol. 73, № 5. P. 1106-1119.
344. Piscosquito G. et al. Screening for SH3TC2 gene mutations in a series of demyelinating recessive Charcot-Marie-Tooth disease (CMT4) // J Peripher Nerv Syst. 2016. Vol. 21, № 3. P. 142-149.
345. Lassuthova P. et al. High frequency of SH3TC2 mutations in Czech HMSN I patients // Clinical Genetics. 2011. Vol. 80, № 4. P. 334-345.
346. Yuan J.-H. et al. Clinical and mutational spectrum of Japanese patients with recessive variants in SH3TC2 // J Hum Genet. 2018. Vol. 63, № 3. P. 281-287.
347. Azzedine H. et al. Spine deformities in Charcot-Marie-Tooth 4C caused by SH3TC2 gene mutations // Neurology. 2006. Vol. 67, № 4. P. 602-606.
348. Azzedine H., Salih M.A. SH3TC2-Related Hereditary Motor and Sensory Neuropathy // GeneReviews® / ed. Adam M.P. et al. Seattle (WA): University of Washington, Seattle, 1993.
349. Varley T.L., Bourque P.R., Baker S.K. Phenotypic variability of CMT4C in a French-Canadian kindred: Canadian CMT4C Kindred // Muscle Nerve. 2015. Vol. 52, № 3. P. 444-449.
350. Lassuthova P. et al. Clinical, In Silico, and Experimental Evidence for Pathogenicity of Two Novel Splice Site Mutations in the SH3TC2 Gene // Journal of Neurogenetics. 2012. Vol. 26, № 3-4. P. 413-420.
351. Lerat J. et al. Implication of the SH3TC2 gene in Charcot-Marie-Tooth disease associated with deafness and/or scoliosis: Illustration with four new pathogenic variants // Journal of the Neurological Sciences. 2019. Vol. 406. P. 116376.
352. Lupo V. et al. Missense mutations in the SH3TC2 protein causing Charcot-Marie-Tooth disease type 4C affect its localization in the plasma membrane and endocytic pathway // Human Molecular Genetics. 2009. Vol. 18, № 23. P. 4603-4614.
353. Yger M. et al. Characteristics of clinical and electrophysiological pattern of Charcot-Marie-Tooth 4C // Journal of the Peripheral Nervous System. 2012. Vol. 17, № 1. P. 112-122.
354. Colomer J. et al. Clinical spectrum of CMT4C disease in patients homozygous for the p.Arg1109X mutation in SH3TC2 // Neuromuscular Disorders. 2006. Vol. 16, № 7. P. 449-453.
355. Cuesta A. et al. The gene encoding ganglioside-induced differentiation-associated protein 1 is mutated in axonal Charcot-Marie-Tooth type 4A disease // Nat Genet. 2002. Vol. 30, № 1. P. 22-25.
356. Baxter R.V. et al. Ganglioside-induced differentiation-associated protein-1 is mutant in Charcot-Marie-Tooth disease type 4A/8q21 // Nat Genet. 2002. Vol. 30, № 1. P. 21-22.
357. Senderek J. et al. Mutations in the ganglioside-induced differentiation-associated protein-1 (GDAP1) gene in intermediate type autosomal recessive Charcot-Marie-Tooth neuropathy // Brain. 2003. Vol. 126, № Pt 3. P. 642-649.
358. Sivera R. et al. Phenotypical features of the p.R120W mutation in the GDAP1 gene causing autosomal dominant Charcot-Marie-Tooth disease // J Peripher Nerv Syst. 2010. Vol. 15, № 4. P. 334-344.
359. Wagner K.M. et al. Targeting and function of the mitochondrial fission factor GDAP1 are dependent on its tail-anchor // PLoS One. 2009. Vol. 4, № 4. P. e5160.
360. Щагина О.А. et al. Наследственная моторно-сенсорная полинейропатия типа 4А // Журнал неврологии и психиатрии им. CC Корсакова. Общество с ограниченной ответственностью Издательство Медиа Сфера, 2010. Vol. 110, № 5. P. 13-16.
361. Nelis E. et al. Mutations in GDAP1: Autosomal recessive CMT with demyelination and axonopathy // Neurology. 2002. Vol. 59, № 12. P. 1865-1872.
362. Kabzinska D. et al. L239F founder mutation in GDAP1 is associated with a mild Charcot-Marie-Tooth type 4C4 (CMT4C4) phenotype // Neurogenetics. 2010. Vol. 11, № 3. P. 357-366.
363. Barankova L. et al. GDAP1 mutations in Czech families with early-onset CMT // Neuromuscular Disorders. 2007. Vol. 17, № 6. P. 482-489.
364. Noack R. et al. Charcot-Marie-Tooth disease CMT4A: GDAP1 increases cellular glutathione and the mitochondrial membrane potential // Human Molecular Genetics. 2012. Vol. 21, № 1. P. 150-162.
365. Курбатов С.А. et al. Случай наследственной моторной сенсорной нейропатии IVA типа с необычной родословной: 2 // Нервно-мышечные болезни. 2018. Vol. 8, № 2. P. 75-83.
366. Zimon M. et al. Dominant GDAP1 mutations cause predominantly mild CMT phenotypes // Neurology. 2011. Vol. 77, № 6. P. 540-548.
367. Cassereau J. et al. Oxidative stress contributes differentially to the pathophysiology of Charcot-Marie-Tooth disease type 2K // Exp Neurol. 2020. Vol. 323. P. 113069.
368. Cassereau J. et al. Mitochondrial complex I deficiency in GDAP1-related autosomal dominant Charcot-Marie-Tooth disease (CMT2K) // Neurogenetics. 2009. Vol. 10, № 2. P. 145-150.
369. Boaretto F. et al. Novel loss-of-function mutation of the HINT1 gene in a patient with distal motor axonal neuropathy without neuromyotonia: Letters to the Editor // Muscle Nerve. 2015. Vol. 52, № 4. P. 688-689.
370. Zhao H. et al. Exome sequencing reveals HINT1 mutations as a cause of distal hereditary motor neuropathy // Eur J Hum Genet. 2014. Vol. 22, № 6. P. 847-850.
371. Lassuthova P. et al. Mutations in HINT1 are one of the most frequent causes of hereditary neuropathy among Czech patients and neuromyotonia is rather an underdiagnosed symptom // Neurogenetics. 2015. Vol. 16, № 1. P. 43-54.
372. Kontogeorgiou Z, Voudommatis C, Kartanou C, Pandis D, Breza M, Zambelis T, Stefanis L, Panas M, Koutsis G, Karadima G. HINT1-related neuropathy in Greek patients with Charcot-Marie-Tooth disease. J Peripher Nerv Syst. 2021 Dec;26(4):444-448. doi: 10.1111/jns.12473. Epub 2021 Oct 29. PMID: 34694653 -
Поиск в Google [Electronic resource], URL:
https://www.google.com/search?q=Kontogeorgiou+Z%2C+Voudommatis+C%2C+ Kartanou+C%2C+Pandis+D%2C+Breza+M%2C+Zambelis+T%2C+Stefanis+L%2 C+Panas+M%2C+Koutsis+G%2C+Karadima+G.+HINT1 -related+neuropathy+in+Greek+patients+with+Charcot-Marie-Tooth+disease.+J+Peripher+Nerv+Syst.+2021+Dec%3B26(4)%3A444-448.+doi%3A+10.1111%2Fjns. 12473.+Epub+2021+Oct+29.+PMID%3A+3469465 3&rlz=1C1 GCEU_ruRU910RU910&oq=Kontogeorgiou+Z%2C+Voudommatis+C %2C+Kartanou+C%2C+Pandis+D%2C+Breza+M%2C+Zambelis+T%2C+Stefanis +L%2C+Panas+M%2C+Koutsis+G%2C+Karadima+G.+HINT1 -related+neuropathy+in+Greek+patients+with+Charcot-Marie-Tooth+disease.+J+Peripher+Nerv+Syst.+2021+Dec%3B26(4)%3A444-448.+doi%3A+10.1111%2Fjns. 12473.+Epub+2021+0ct+29.+PMID%3A+3469465 3&aqs=chrome..69i57.760j0j4&sourceid=chrome&ie=UTF-8 (accessed: 08.05.2023).
373. Malcorps M. et al. HINT1 neuropathy in Lithuania: clinical, genetic, and functional profiling // Orphanet J Rare Dis. 2022. Vol. 17, № 1. P. 374.
374. Brown E.J. et al. Mutations in the formin gene INF2 cause focal segmental glomerulosclerosis // Nat Genet. 2010. Vol. 42, № 1. P. 72-76.
375. Vaeth S. et al. Genetic analysis of Charcot-Marie-Tooth disease in Denmark and the implementation of a next generation sequencing platform // Eur J Med Genet. 2019. Vol. 62, № 1. P. 1-8.
376. Dohrn M.F. et al. Frequent genes in rare diseases: panel-based next generation sequencing to disclose causal mutations in hereditary neuropathies // J. Neurochem. 2017. Vol. 143, № 5. P. 507-522.
377. Murtazina A.F. et al. Clinical and genetic characteristics of Charcot-Marie-Tooth disease type 4D (type Lom) in Russia // Neuromuscular Diseases. 2020. Vol. 10, № 2. P. 39-45.
378. Gregianin E. et al. Loss-of-function mutations in the SIGMAR1 gene cause distal hereditary motor neuropathy by impairing ER-mitochondria tethering and Ca 2+ signalling // Hum. Mol. Genet. 2016. Vol. 25, № 17. P. 3741-3753.
379. Al-Saif A., Al-Mohanna F., Bohlega S. A mutation in sigma-1 receptor causes juvenile amyotrophic lateral sclerosis // Ann Neurol. 2011. Vol. 70, № 6. P. 913919.
380. Toyota K. et al. INF2 mutations in Charcot-Marie-Tooth disease complicated with focal segmental glomerulosclerosis // J Peripher Nerv Syst. 2013. Vol. 18, № 1. P. 97-98.
381. Lacerda A.F., Hartjes E., Brunetti C.R. LITAF mutations associated with Charcot-Marie-Tooth disease 1C show mislocalization from the late endosome/lysosome to the mitochondria // PLoS One. 2014. Vol. 9, № 7. P. e103454.
382. Ricard E. et al. CMT4D (NDRG1 mutation): genotype-phenotype correlations // J Peripher Nerv Syst. 2013. Vol. 18, № 3. P. 261-265.
383. Piekutowska-Abramczuk D. et al. High prevalence of SURF1 c.845_846delCT mutation in Polish Leigh patients // Eur J Paediatr Neurol. 2009. Vol. 13, № 2. P. 146-153.
384. Kafert S. et al. A missense mutation P136L in the arylsulfatase A gene causes instability and loss of activity of the mutant enzyme // Hum Genet. 1995. Vol. 95, № 2.
385. Lugowska A. et al. Mutations c.459+1G>A and p.P426L in the ARSA gene: prevalence in metachromatic leukodystrophy patients from European countries // Mol Genet Metab. 2005. Vol. 86, № 3. P. 353-359.
386. Lugowska A. et al. Molecular bases of metachromatic leukodystrophy in Polish patients // J Hum Genet. 2010. Vol. 55, № 6. P. 394-396.
387. Balasubramanian M. et al. Comprehensive study of 28 individuals with SIN3A-related disorder underscoring the associated mild cognitive and distinctive facial phenotype // Eur J Hum Genet. 2021. Vol. 29, № 4. P. 625-636.
388. Yagi T. et al. N88S seipin mutant transgenic mice develop features of seipinopathy/BSCL2-related motor neuron disease via endoplasmic reticulum stress // Human Molecular Genetics. 2011. Vol. 20, № 19. P. 3831-3840.
389. Pogoryelova O. et al. Phenotypic stratification and genotype-phenotype correlation in a heterogeneous, international cohort of GNE myopathy patients: First report from the GNE myopathy Disease Monitoring Program, registry portion // Neuromuscul Disord. 2018. Vol. 28, № 2. P. 158-168.
390. Brinas L. et al. Early onset collagen VI myopathies: Genetic and clinical correlations // Ann Neurol. 2010. Vol. 68, № 4. P. 511-520.
391. Milenkovic T. et al. Three siblings with triple A syndrome with a novel frameshift mutation in the AAAS gene and a review of 17 independent patients with the frequent p.Ser263Pro mutation // Eur J Pediatr. 2008. Vol. 167, № 9. P. 1049-1055.
392. Zucman-Rossi J. et al. NF2 Gene in Neurofibromatosis Type 2 Patients // Human Molecular Genetics. 1998. Vol. 7, № 13. P. 2095-2101.
393. Schulte E.C. et al. Mitochondrial membrane protein associated neurodegenration: a novel variant of neurodegeneration with brain iron accumulation // Mov Disord. 2013. Vol. 28, № 2. P. 224-227.
Обратите внимание, представленные выше научные тексты размещены для ознакомления и получены посредством распознавания оригинальных текстов диссертаций (OCR). В связи с чем, в них могут содержаться ошибки, связанные с несовершенством алгоритмов распознавания. В PDF файлах диссертаций и авторефератов, которые мы доставляем, подобных ошибок нет.