Молекулярные основы биотехнологии бактериальных магнитных частиц тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.06, кандидат наук Груздев, Денис Сергеевич

• Груздев, Денис Сергеевич
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Груздев, Денис Сергеевич

ОГЛАВЛЕНИЕ

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. МАГНИТОТАКСИС И МАГНИТОТАКТИЧЕСКИЕ БАКТЕРИИ

1.1 . Морфология и филогенетическое разнообразие магнитотактических бактерий

ГЛАВА 2. МАГНЕТОСОМЫ

2.1 Разнообразие и характеристика кристаллов магнетосом

2.2. Мембрана магнетосом

2.3 Белки мембраны магнетосом

ГЛАВА 3. БИОМИНЕРАЛИЗАЦИЯ МАГНЕТОСОМ

3.1 Геномная организация магнетосомальных генов

3.2. Биосинтез магнетосом

ГЛАВА 4. ПРАКТИЧЕСКОЕ ПРИМЕНИЕ МАГНЕТОСОМ

ЭКПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 5. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

5.1. Бактериальные штаммы и плазмидные векторы

5.2 Культивирование бактерий

5.3 Выделение и очистка магнетосом

5.4 Выделение ДНК

5.5 Выделение высокомолекулярной ДНК

5.6. Получение генетических конструкций методом ПНР

5.7. Детектирование продуктов ПЦР

5.8. Очистка ПЦР-фрагментов

5.9. Рестрикция ДНК

5.10. Лигирование ДНК

5.11 Фосфорилирование ДНК

5.12 Выделение плазмидной ДНК

5.13. Секвенирование ДНК

5.14 Приготовление химически компетентных клеток

5.15. Трансформация клеток E.coli плазмидной ДНК

5.16. Экспрессия белка методом автоиндукции

5.17 Анализ суммарного белка клеток Е. coli BL21(DE3)

5.18 Вестерн-блот анализ

5.19. Фракционирование растворимых клеточных белков Е. coli

5.20. Очистка гибридных белков

5.21. Иммуноферментный анализ

5.22. Определение IgG-связывающей способности модифицированных магнетосом

5.23. Оптимизация интеграции гибридных белков в мембрану магнетосом

5.24. Световая и просвечивающая электронная микроскопия

5.25. Атомно-силовая микроскопия

5.26. Филогенетический анализ исследуемых последовательностей

5.27. Секвенирование и аннотирование генома Magnetospirillum sp. SO-1

5.28. Реконструкция магнетосомального геномного острова Magnetospirillum Бр.

БСЫ

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

ГЛАВА 6. ОПИСАНИЕ ОБЪЕКТА ИССЛЕДОВАНИЙ

6.1. Морфологические и физиологические особенности магнитотактической бактерии Ма^еШртПит эр. 80-1

6.2. Секвенирование и анализ генома Magnetospirillum Бр. 80-1

6.3. Сборка и аннотирование магнетосомального геномного острова Ма^регохрхгШит Бр. 80-1

6.4. Сравнительный анализ магнетосомальных геномных островов представителей рода Ма^еШртПит

ГЛАВА 7. ПОЛУЧЕНИЕ МАГНЕТОСОМ С ИММОБИЛИЗОВАННЫМИ НА ПОВЕРХНОСТИ АНТИТЕЛАМИ

7.1. Получения магнетосом с целостной мембраной

7.2. Проектирование и сборка генетических конструкций

7.2.1. Получение генетической конструкции тЪ

7.2.2. Получение генетической конструкции тЪЪ

7.2.3. Получение генетической конструкции тгх

7.2.4. Получение генетической конструкции т18ЛЬ

7.3. Получение гибридных иммуноглобулинсвязывающих белков

7.3.1. Экспрессия рЕТ23а(+)/шЬ, рЕТ23а(+)/шЬЬ, рЕТ23а(+)/шг2 и рЕТ23а(+)/гш8ЛЬ

7.3.2. Фракционирование белков

7.3.3. Очистка гибридных белков

7.4. Исследование функциональной активности модифицированных белков

7.5. Встраивание гибридных белков в мембрану магнетосом

7.6. Анализ результатов МАЛО при интеграции гибридных белков МЬЬ и М'^ЬЬ

7.7. Исследование модифицированных магнетосом с использованием атомно-

силовой микроскопии

7.8. Определение стабильности модифицированных магнетосом

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярные основы биотехнологии бактериальных магнитных частиц»

ВВЕДЕНИЕ

Одним из направлений использования нанотехнологий в биологии и медицине является разработка и усовершенствование методов визуализации, идентификации и анализа биоматериала, обеспечивающих высокую степень разрешения. Перспективным направлением в данной области является использование магнитных наночастиц с иммобилизованными на поверхности антителами. Подобная система находит применения в диагностике и терапии, в том числе применительно к обнаружению и лечению раковых опухолей, в качестве носителя для направленной доставки лекарственных средств, в магнитно-резонансной томографии и др.

Открытие магнитотактических бактерий, способных синтезировать магнетосомы - наноразмерные кристаллы магнетита или грейгита покрытые мембраной, открыло новые возможности развития данного направления. Магнетосомы обладают рядом преимуществ по сравнению с искусственными магнитными наночастицами. Такими преимуществами являются высокая степень химической чистоты, регулярность размеров и формы кристаллов, а также наличие липопротеиновой мембраны, наличие которой позволяет модифицировать поверхность магнетосом с помощью методов генетической инженерии.

Все стадии процесса формирования магнетосом находятся под строгим генетическим контролем. Но, несмотря на успехи в изучении ультраструктуры и физико-химических основ формирования магнетосом, генетические основы синтеза магнетосом у различных видов магнитотактических бактерий изучены относительно слабо, большей частью вследствие недостаточности данных сравнительного анализа организации генных кластеров, ответственных за формирование магнетосом у бактерий различных таксономических групп. На основании данных аннотации полноразмерного генома Ма^пе^рЫИит Бр. 80-1

будут выявлены и проанализированы гены, предположительно, ответственные за биоминерализацию внутриклеточного магнетита.

Целью настоящей работы являлась разработка метода и получение бактериальных магнетосом с иммобилизованными на поверхности антителами. Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. Изучение структурных особенностей генома Ма^еЮяртПит Бр. 80-1.

2. Получение магнетосом с целостной мембраной.

3. Получение иммуноглобулинсвязывающих гибридных белков.

4. Оптимизация способа интеграции гибридных белков в мембрану магнетосом.

5. Определение физико-химических свойств модифицированных магнетосом.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1. МАГНИТОТАКСИС И МАГНИТОТАКТИЧЕСКИЕ БАКТЕРИИ

Магнитотактические бактерии - грамотрицательные, способные к активному движению прокариоты, синтезирующие внутриклеточные магнитные кристаллы оксида или сульфида железа покрытые липопротеиновой мембраной (магнетосомы). Магнетосомы выстроены в цепочку, образуя «магнитную стрелку» внутри клетки бактерии, и делают ее чувствительной к внешнему магнитному полю. Впервые магнитотактические бактерии (МТБ) были описаны в 1963 г. Сальваторе Беллини [20; 21]. Он наблюдал большое количество бактерий, которые двигались в направлении линий магнитного поля магнита, и дал им название «ВаИеп magnetosensibili» (магниточувствительные бактерии) и предположил, что ориентированное поведение клеток было связано с присутствием внутреннего «магнитного компаса». Наличие «магнитного компаса» было позже подтверждено Ричардом Блэкмором, который в 1974 году определил способность к магнитотаксису благодаря способности МТБ синтезировать магнетосомы [25].

1.1. Морфология и филогенетическое разнообразие магнитотактических бактерий

Магнитотактические бактерии являются водными прокариотами, разнообразными по морфологии, физиологии и филогении. Наибольшее количество МТБ (105-106/мл) обитает в зоне перехода от кислородных к бескислородным условиям, что совпадает с границей ил-вода [26]. В морской среде МТБ, в основном, проживают в прибрежной зоне, хотя некоторые исследования указывают на их распространение в океане на глубине до 3000 м

[136; 168]. По форме клеток различают палочки, вибрионы, спириллы, кокки и овоидные бактерии, а также многоклеточные магнитотактические бактерии. Большинство известных МТБ передвигаются при помощи жгутиков и имеют клеточную стенку, структура которых характерна для грамотрицательных бактерий, исключением являются некультивируемые пресноводные бактерии, относящиеся к филе Nitrospirae и имеющие более сложное строение клеточной стенки [70; 90]. Расположение жгутиков у различных групп МТБ отличается и может быть полярным, биполярным или пучками.

Количество культивируемых видов МТБ очень мало, но их разнообразие может быт изучено методами молекулярной экологии без предварительного культивирования. На основе данных сходства последовательности 16S рРНК МТБ является полифилетической группой, но все известные МТБ принадлежат царству Bacteria [93]. Большинство культивируемых и некультивируемых МТБ относятся к классам Alpha-, Gamma- и Deltaproteobacteria филы Proteobacteria. Несколько видов некультьтивируемых МТБ относятся к филе Nitrospirae и штамм SKK-01, относящийся к candidate division ОРЗ [79] (Рисунок 1).

Используя метод флуоресцентной гибридизации in situ (FISH), было показало, что представители класса Alphaproteobacteria доминируют среди МТБ в пресноводных и морских микробных сообществ [164; 165; 166]. В настоящее время, наиболее изученными МТБ данного класса являются представители рода Magnetospirillum: М. magnetotacticum MS-1 [25], М. magneticum АМВ-1[75], М. gryphiswaldense MSR-1 [155]. Стоит отметить, что род Magnetospirillum также включает бактерий, сходных с магнитотактическими по морфологии и филогении, но не способных к образованию магнетосом - М. bellicus [179] и М. aberrantis [57]. Другие культивируемые представители класса Alphaproteobacteria: морские вибрионы Magnetovibrio blakemorei MV-1 [19], морские спириллы Magnetospira thiophila MMS-1 [187] и морские кокки Magnetococcus marinus МС-1 [18]. Для

всех магнитотактических представителей класса Alphaproteobacteria характерен синтез магнетит-содержащих магнетосом.

АугоЬоавтяи шяШвсШа

ß«&eii-stwp«i мтв

Y-proteobacteria

cubo-ocuhcdral »od elongated prismatic magnetite

Rcxiospintkmi rubrum

Many Celled MagnetotaCJ* Prokaryote

MagmtosfimUum тодШкит

oc-proteobacteria

cuba-octibedral and eforigited prismatic magnetite

ЛрЛ buiiet-ihipcd " magnetite

Рисуиок 1. Филогенетическое дерево магнитотактических бактерий, построенное на основе сравнения нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК [97].

Информации о степени разнообразия магнитотактических бактерии в классе Саттар^еоЬас1ег1а очень мало. На сегодняшний день, описаны лишь два штамма МТБ, относящихся к классу Саттар^еоЬаМепа - В\\^-2 и 8Б-5 [92]. Оба штамма мезофильные, микроаэрофильные палочки, способные к биоминерализации магнетита. BW-2 и 88-5 филогенетически далекие организмы: ВШ-2 принадлежит к порядку ТЫоМсИаЬя, тогда как СС-5 относится к порядку СЬготайа1е8.

Внутри класса ОеИарго1еоЬас1епа описаны мезофильные магнетит- и грейгит-продуцирующие МТБ, среди которых: различные формы некультивируемых многоклеточных магнитотактических прокариот (ММП) [2; 34; 76; 162]; группа некультивируемых и две культивируемых {СапсИйаЫх

Desulfamplus magnetomortis BW-1 и штамм SS-2) больших, палочковидных МТБ [91]; сульфатредуцирующая палочковидная Desulfovibrio magneticus RS-1 [150].

МТБ, относящихся к филе Nitrospirae, в чистые культуры не выделено. Тем не менее, четыре различных некультивируемых бактерии, филогенетически связанные с этой филой, были довольно подробно описаны. Большая палочка Candidatus Magnetobacterium bavaricum является наиболее изученной и была впервые обнаружена в пробах из озер Кимзее и Аммерзее, расположенных на юге Германии [137; 186]. Другой чувствительный к магнитному полю Nitrospirae, является небольшая палочковидная бактерия МНВ-1 [47]. Недавно Лефевр с соавторами описали два новых представителя МТБ внутри Nitrospirae: найденный в солоноватых горячих источниках, умеренно термофильный вид Candidatus Thermomagnetovibrio paiutensis HSMV-1, а также большой, овоидной формы Candidatus Magnetoovum mohavensis LO-1 [88; 90].

До недавнего времени все известные МТБ принадлежали к филам Proteobacteria и Nitrospirae, но недавно был выявлен штамм SKK-01, относящийся к candidate division ОРЗ [79]. Клетки штамма SKK-01 большие, овоидной формы с крупными включениями серы. Это открытие указывает на то, что разнообразие МТБ недооценено и можно ожидать открытия МТБ и в других филогенетических группах.

ГЛАВА 2. МАГНЕТОСОМЫ 2.1 Разнообразие и характеристика кристаллов магнетосом

Магнетосомы представляют собой кристаллы магнетита или грейгита, окруженные липопротеиновой мембраной. Синтез бактериальных магнетосом контролируется генетически. Вследствие этого, магнитные кристаллы имеют стандартные размеры и формы, и строго упорядоченные цепочки магнетосом служат эффективным сенсором магнитного поля. Частицы, как правило, расположены вдоль оси клетки и собраны в одну или несколько цепей и имеют размер от 35 до 120 нм [49]. Частицы магнетита и грейгита в этом диапазоне размеров имеют однодоменную магнитную структуру с постоянным магнитным полем [29; 117; 147]. Более мелкие частицы при температуре окружающей среды суперпарамагнитны и не имеют стабильной остаточной намагниченности. Более крупные частицы имеют тенденцию к образованию нескольких доменов, что приводит к снижению остаточной намагниченности. Впрочем, в некоторых некультивируемых кокках из южного полушария были выявлены магнетосомы имеющие размеры, значительно превышающие характерные для монодоменных магнитных кристаллов параметры [45; 94; 115; 166]. Тем не менее, даже эти крупные кристаллы ведут себя, как магнитные монодоменные кристаллы, когда они в клетке организованы в цепочку [115]. Морфология, размеры и внутриклеточная организация кристаллов магнетосом являются видоспецифичными [13]. По морфологии кристаллы магнетосом различают кубооктаэдрические [9; 100], в виде удлиненных и гексогональных призм [15; 100] и в форме пули [91; 139] (Рисунок 2).

Рисунок 2. Разнообразие кристаллов магнетосом у различных магнитотактических бактерий. Представленная у многих магнитотактических бактерий форма кристаллов: (а, е, Г, Ь, 1,]) в виде удлиненных призм, (Ь) кубо-октаэдров, (с, (1, g) пуле- или зубообразной формы [89].

В клетке, как правило, магнетосомы расположены в виде одной или нескольких цепочек, ориентированных вдоль продольной оси клетки [14]. Магнитные взаимодействия между отдельными магнитными кристаллами внутри цепочек приводят к тому, что магнетосомы ориентированы параллельно друг другу, таким образом минимизируя магнитостатическую энергию цепи и максимизируя магнитный дипольный момент бактерии [48; 51]. Общий магнитный диполь клетки является суммой индивидуальных магнитных диполей магнетосом и обеспечивает пассивную ориентацию МТБ вдоль линий геомагнитного поля. Пассивно ориентированные клетки активно передвигаются с помощью одного или нескольких жгутиков [50].

2.2. Мембрана магнетосом

Образование мембраны магнетосом, покрывающей ферромагнитный кристалл, является ключевым фактором в процессе биоминерализации магнетосом [161]. Мембраны магнетосом Ма^еШрМПит та§пеШасйсит и Ма^е^ртИит £гурк и \vcil с!ете, в отличие от других внутриклеточных включений прокариот, представляют собой липидные бислои состоящие из компонентов, характерных для этого типа мембран, в том числе белков, жирных кислот, гликолипидов, сульфолипидов и фосфолипидов [55; 58]. Фосфолипиды составляют 58-65 % от общего объема липидов в мембране магнетосом М. magneticum [125]. Преобладающими фосфолипидами мембраны магнетосом у представителей рода Magnetospirillum являются фосфатидилсерин, фосфатидилглицерин и фосфатидилэтаноламин [55; 58; 125]. Сравнение жирных кислот мембраны магнетосом, цитоплазматической и наружной мембраны показал, что состав мембраны магнетосом схож с составом цитоплазматической мембраны, но отличается от состава наружной мембраной [174], что свидетельствует о том, что магнетосомальная мембрана является производной от цитоплазматической. Кроме того, магнетосомы видов Ма^пе^рЫИит почти всегда располагаются в непосредственной близости от цитоплазматической мембраны [17; 74].

Белковые профили мембраны магнетосом представителей рода Magnetospirillum, ПеБиЦотЪгю та^ейсиБ и Magnetovibrio Ыакетоге! отличаются от профилей других клеточных фракций (растворимых периплазматических, цитоплазматических фракций и фракции белков внешней мембраны) [38; 55; 59; 106; 131; 174]. Молекулярные механизмы, контролирующие сортировку белков мембраны магнетосом, в настоящее время не известны. Также неизвестны последовательности мотивов или сигнальных последовательностей для белков мембраны магнетосом. Несмотря на то, что многие белки магнетосом имеют характеристики типичных мембранных белков некоторые из них достаточно гидрофильны. Устойчивость белков магнетосом к протеазам и детергентам

показывает, что некоторые белки тесно связаны с кристаллом магнетосом [80]. Другие, вероятно, слабо связаны с кристаллом и могут быть выборочно растворены мягкими детергентами. Из этого можно сделать вывод, что связывание белков с мембраной опосредуется через специфические белковые взаимодействия или прямое взаимодействие с минеральной поверхностью кристаллов магнетита [106].

Мембрана магнетосом содержит уникальные белки, которые принимают непосредственное участие в процессе биоминерализации магнитных наночастиц. Эти белки и гены, как правило, называют Маш (от англ. magnetosome membrane) или Mms (от англ. magnetic particle membrane specific) белками и mam или mms генами, соответственно. Предполагаемые функции белков мембраны магнетосом, основанные на сравнении аналогичных белков с помощью BLAST поиска и мутагенеза, включают: поглощение железа в клетку и/или в магнетосомальные везикулы, биоминерализацию магнитного кристалла, объединение магнетосом в цепочку и др.

2.3 Белки мембраны магнетосом

По результатам генетических исследований М. magneticum, четыре гена (maml, mamL, mamQ и mamB) являются необходимыми для формирования магнетосом [120]. Maml и MamL являются уникальными белками для магнитотактических бактерий и участвуют в процессе инвагинации мембраны и отшнуровывания везикулы магнетосомы от цитоплазматической мембраны, так как в AmamI и AmamL мутантах не наблюдалось образование магнетосом и незаполненных магнетосомальных везикул. Тем не менее, механизм, по которому происходит образование магнетосомальных везикул, неясен. Maml и MamL не имеют высокой гомологии по отношению к белкам участвующим в деформации клеточных мембран. Ген татА (соответствует генам mam22 и mms24 в разных

магнитотактических бактериях) присутствует в геномах всех изученных магнитотактических бактерий [1; 59; 82; 107; 127; 132; 157]. Аминокислотные последовательности белков МагпА проявляют высокое сходство с TRP-белками [132]. Предположительно МатА участвует в процессе созревания кристалла магнетосом и активации магнетосомальных везикул [82; 120]. Гены белков МатВ и МатМ, присутствующие в геномах всех изученных магнитотактических бактерий [1; 59; 107; 127; 158], участвуют в транспорте железа внутрь магнетосомальных везикул [59]. Также было показано, что у M. gryphiswaldense МашВ и МатМ формируют гетеродимерные структуры и взаимодействуют с другими магнетосомальными белками, что свидетельствует об участии этих двух белков в контроле ключевых стадий формирования магнетосом [182].

Гены, кодирующие белки МатЕ, МатА и МатР присутствуют в геномах всех изученных магнитотактических бактерий. Аминокислотные последовательности этих белков схожи с последовательностями HtrA -подобных сериновых протеаз, но имеют малое подобие между собой. На основании результатов экспериментов с делеционными мутантами, белки МатЕ и МатО необходимы для биоминерализации магнетосом [190]. Предположительно, МатЕ может регулировать взаимодействие белков, вовлеченных в синтез магнетосом, в то время как МатО может быть вовлечен в процесс инициации синтеза магнитного кристалла [118].

Белки мембраны магнетосом MamC (Mmsl3, Мат12 [8; 177]), MamD (Mms7 [52]), MamF, MamG, MamQ, MamR, и MamS являются уникальными для магнитотактических бактерий и не имеют гомологов среди немагнитотактических бактерий [58].

MsmA MamU Мггив МапиЗ Mamj MamK Uagnetna cryetal

MamQ МаглГ

MamU МептС

Рисунок 3. Схема биоминерализации магнетита в МТБ на основе ультраструктурных и генетических данных. Магнетосомальные везикулы образуются путем инвагинации цитоплазматической мембраны. Железо может транспортироваться в везикулы магнетосом либо из периплазмы или из цитоплазмы белками МашМ и МатВ. После насыщения железом, начинается образование магнетита, опосредованное белком Mms6. Рост кристаллов происходит при поддержке белков MamG, MamF, MamD и MamC. Везикулы расположены в цепочках вдоль продольной оси благодаря взаимодействию белков MamJ и MamK. Возможные пути для транспорта железа обозначены черными стрелками [153].

MamC является наиболее распространенным белком в мембране магнетосом M. magnetotacticum [177], M. gryphiswaldense [59], и Magnetovibrio blakemorei [38]. MamD, MamG, Mms6 имеют высокую гомологию между собой и содержат протяженные гидрофобные лейцин-глициновые (L-G) повторы характерные для других белков биоминерализации магнетосом. Белки и MamC и MamF являются гидрофобными белками с трансмембранными спиралями. Mms6 является амфифильным и состоит из гидрофобной N -концевой L-G-богатой области и гидрофильной С-концевой области, содержащей повторы кислых аминокислот.

Также было показано влияние Mms6 на морфологию магнитного кристалла при получении частиц магнетита методом химического синтеза [8; 141]. Белки MamG, MamF, MamD и MamC составляют около 35 % белков, ассоциированных с мембраной магнетосом и, как было показано, влияют на размер магнитного кристалла магнетосом [152]. Белки MamR и MamS вовлечены в процесс созревания магнитного кристалла, MamQ участвует в инвагинации цитоплазматической мембраны [120; 145].

MamN гомологичен транспортным белкам, предположительно, может функционировать в качестве протонного насоса [69] и участвует в в формировании магнетного кристалла [118]. Ген татN отсутствует в геномах Magnetococcus marinus и Desulfovibrio magneticus [127; 157] и в предполагаемых магнетосомальных геномных островах Ca. Magnetoglobus multicellularis и Ca. Magnetobacterium bavaricum [3; 70]. Ген marri! присутствует в геномах всех изученных МТБ [59; 107; 127; 157], за исключением предполагаемого MAI Ca. Magnetobacterium bavaricum [70]. Белок MamT может принимать участие в окислительно-восстановительных реакциях внутри магнетосомальной везикулы [58].

MamJ - кислый белок с повторяющимися глутамат-богатыми регионами [154], схожий с белками, участвующими в биоминерализации карбоната кальция [12; 58]. Карбоксильные группы кислых аминокислот имеют высокое сродство к ионам металлов, вследствие этого предполагают, что магнетосамальные белки с большим количеством кислых аминокислот участвуют в инициации синтеза магнитных кристаллов [8]. Делеционные мутанты M. gryphiswaldense и М. magneticum по гену mamJ не способны образовывать цепочки магнетосом, а образуют их агломераты. Было выдвинуто предположение об участии MamJ в образовании цепочек магнетосом путем взаимодействия с филаментным белком МатК [37; 153]. МатК имеет невысокую гомологию с актин-подобными белками, включая белок МгеВ [156], который во многих бактериях контролирует

морфологию и размер клетки, отвечает за синтеза пептидогликанов и разделение плазмид [36; 46; 71]. Белки МагпК магнитотактических бактерий более схожи между собой, чем с гомологами МгеВ [81] и, по-видимому, сборка нитей МашК зависит от МгеВ [140]. МатК участвует в сборке, позиционировании и объединении магнетосом в цепочки [73; 74].

ГЛАВА 3. БИОМИНЕРАЛИЗАЦИЯ МАГНЕТОСОМ 3.1 Геномная организация магнетосомальных генов

В геномах всех известных МТБ mam и mms гены объединены в опероны, которые находятся в относительной близости друг к другу в геноме и организованы в так называемый магнетосомальный геномный остров (MAI). Гены татА, татВ, mamR, maml, татЕ, mamS, татК, mam!,, татМ, татЫ, татО, mamР, mamQ, татК, mamS, mam! и mamU в геноме M. gryphiswaldense организованы в оперон татАВ размером около 16,4 kb [59]. Недавние исследования по искусственной делеции татАВ оперона у M. magneticum и М. gryphiswaldense показали, что татАВ является единственным опероном, который абсолютно необходим для образования магнетосом и биоминерализации магнитного кристалла, тогда как другие опероны определяют контроль размеров и формы кристаллов магнетосом [95; 120; 185]. Оперон mamGVDC имеет размер около 2.1 kb и расположен на расстоянии 15 ООО п.н. от оперона татАВ. Оперон mamGFDC состоит из четырех генов, которые кодируют мембранные белки магнетосом, участвующие в контроле размера магнитного кристалла [152]. mms6 оперон размером около 3,6 kb и содержит 5 генов [158].

Оперонная структура татАВ, ma/wGFDC и mms6 предполагает, что они транскрибируются в одну длинную мРНК, что также подтверждается экспериментальными данными. Точки инициации транскрипции татАВ, mamGFDC и mms6 оперонов расположены вблизи первых генов оперонов [158]. Организация генов mam и mms схожа у представителей рода Magnetospirillum. Кроме того, наблюдается очень высокий уровень сходства белков Маш и Mms, и кодирующих их генов, среди магнитотактических спирилл. Организация и последовательность генов синтеза магнетосом среди других МТБ менее консервативна [70; 156; 157; 184].

С * !

ri

MAI M. gryphiswaldense содержит 42 мобильных элемента - интегразы, IS-элементы и транспозазы [184]. Наличие большого количества мобльных элементов является одной из характерных черт геномных островов [98; 99]. К особенностям организации и структуры геномных островов также относят наличие генов тРНК, которые могут выступать в качестве сайтов для вставки острова посредством интеграз [27; 146], отличие GC-состава геномного острова от остальной части генома и большое количество генов, кодирующих белки с неизвестной функцией [35]. MAI M. gryphiswaldense имеет размер около 130 ООО п.н., содержит три гена тРНК, расположенных перед mms6 опероном, содержит большое количество псевдогенов и имеет более низкий GC-состав по отношению к остальной части генома [156; 184].

Сравнение MAI различных культивируемых и некультивируемых МТБ представлены на Рисунке 4 и в Таблице 1. Генные или геномные острова могут интегрироваться в геномы различных бактерий путем горизонтального переноса. Такой механизм может быть основным путем эволюции бактериальных геномов [72]. Кроме того, для геномных островов характерны многочисленные перестановки генов внутри острова [72]. Перестановки, делеции и дупликации генов внутри MAI могут быть причиной для появления спонтанных немагнитных мутантов различных штаммов МТБ. Спонтанные делеции, приводящие к потере магнитного фенотипа с частотой 10" наблюдали в условиях голодания в конце стационарных фаз у M. gryphiswaldense [78; 184]. Немагнитных мутантов, которые не синтезируют магнетосомы, наблюдали также у Magnetovibrio blakemorei [38] и M magneticum [52; 82].

Magnetospirillum gryphiswaldense

w

ч>~

mms6 G F D С HI E а^аф^иыфф ...яввввффг .........1.....',,■

j KLU N О P A Q R В S T U В like Z X Y

Magnetospirillum magneticum

CDF mms6 H I E

E Q R В Z X Y F

Magnetospirillum magnetotaticum

CDF mms6 H I E

E Q R В Z X Y F W

-- .....И—

Candidatus Magnetococcus marinus

mms6

С KF M О PA Alike Q В ST Dlike^ Z X D A

>ф — ' "' -.. -'■.•■t ч .•. ^.да^ мяппвв^ ж—^зсзаф щфыйф «фп^нш^вфша — шф

Candidatus Magnetovibrio blakemorei

D like mms6

С X Z R like

Desulfovibrio magneticus

A I О В T . P

I О

в т

1000 bp

Candidatus Magnetobacterium bavaricum

M

c=>C^>e=

A ! ^«вф-фс:

Q > £=>

Candidatus Magnetoglobus multicellularis к

A Q M P like T

■М|ф j 'i H i ........

фс

» TRP белки О CDF транспортеры I HTR-подобные белки CZ3 Белки с неизвестной

mm Транспортеры СИЗ Кислые белки I ——? МТБ-епэцифичные ___ функцией ^ *

Основные белки

mm Актиноподобные белки г—п LemA-лодобныв белки 6В магнетосом

Рисунок 4. Организация генов биоминерализации магнетосом в магнетосомальных геномных островах различных МТБ. Буквами обозначены гены mam (напр. А - mamA) [16].

Таблица 1. Магнетосомальные гены, присутствующие в геномах МТБ.

Ген МЗЯ-Г МБ-1 АМВ-1 МС-1 МУ-1 Са.М. Ьау. М. тик.

шашА +о + + + + + +

шагпВ + + + + + + + +

шагпС + + + + + - / /

шашО + + + ++ + - / /

татЕ + + + + + + +

татР + + + + + - / /

татС + + + - - - / /

татН + + + + + - / /

тат1 + + + + + + /

тат1 + + + - - - / /

татК + + + + ++ + / +

татЬ + + + + - / /

татМ + + + Т + + +

татЫ + + + - + - / /

татО + + + + + + / +

татР + + + + + + + +

татр + + + + + + ++ +

татЯ + + + - + - / /

татЯ + + + + + - / /

татТ + + + + + + / +

тати + + + - / - / /

татУ + + - / - / /

mamW • + - / - / /

татХ + 1 + + + - / /

татУ + + + - + - / /

тат7 ++ ++ ++ + + - / /

т§1462 + + + - / - / /

ттвб + + + + + - / /

11^1459 + + + + + - / /

т§1458 + + + - / - / /

mgI457 + + + - / - / /

татЕ/Б-Нке + + + + / - / /

татР-Нке + + + + / - / /

mamH-like + + + + / - / /

mamA-like - - - ++ / - / /

mamP-like - - - - - - +

mgr4150 + + + - / - / /

mgr0208 + + + + / - / /

mgr0207 + + + + / - / /

mgr0206 + + + + / - / /

mgr3500 + + + + / - / /

mgr3499 + + + - / - / /

mgr3497 + + + + / - / /

mgr3495 + - + - / - / /

"Организмы: MSR-1, M. gryphiswaldense [184]; MS-1, M. magnetotacticum [22]; AMB-1, M. magneticum [107]; MC-1, Magnetococcus marinus [157]; MV-1, Magnetovibrio blakemorei [68]; RS-1, Desulfovibrio magneticus [127]; Ca. M. bav. Ca. Magnetobacterium bavaricum [70]; Ca. M. mult., Ca. Magnetoglobus multicellularis [1]. ьСимволы: +, наличие гомолога; -, отсутствие гомолога; /, отсутствие гомолога в MAI, но сборка генома не завершена.

В геноме М. magneticum были идентифицированы mam-подобные гены (тятК-like, mamD-like, mamL-like, mamJ-like, mamE-like, mamF-like, mamQ-like), сосредоточенные в геномном островке («islet»), находящимся на большом удалении от известного MAI [148]. Также было показано, что ген wamK-like транскрибируется и что белок MamK-like, также как и МатК, является филаментным белком. Гены, отвечающие за биосинтез магнетосом, были также идентифицированы в плазмидной ДНК. Гомологи генов, кодирующих два белка, гомологичных белкам мембраны магнетосом у Magnetococcus marinus, были найдены в критической плазмиде pDMCl Desulfovibrio magneticus [106]. Candidatus Desulfamplus magnetomortis - единственная грейгит-продуцирующая МТБ из доступных в чистых культурах, способна к биоминерализации магнетосом с магнитными кристаллами и грейгита, и магнетита, и содержит два набора магнетосомальных генов [91]. Причем один набор генов больше похож на таковые у магнетит-продуцирующих Desulfovibrio magneticus и Magnetococcus marinus, а другой на набор генов грейгит-продуцирующего

Candidatus Magnetoglobus multicellularis. На основании результатов сравнительного анализа, было выдвинуто предположение о том, что первый набор отвечает за биоминерализацию магнетита, а второй - за биоминерализацию грейгита [91].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Груздев, Денис Сергеевич, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Abreu F., Cantao M.E., Nicolas M.F., Barcellos F.G., Morillo V., Almeida L.G., do Nascimento F.F., Lefevre C.T., Bazylinski D.A., AT R.d.V., Lins U. Common ancestry of iron oxide- and iron-sulfide-based biomineralization in magnetotactic bacteria // ISME J. 2011. T. 5. № 10. — C. 1634-40.

2. Abreu F., Martins J.L., Silveira T.S., Keim C.N., de Barros H.G.L., Gueiros Filho F.J., Lins U. 'Candidatus Magnetoglobus multicellularis', a multicellular, magnetotactic prokaryote from a hypersaline environment // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2007. T. 57. № 6. — C. 13181322.

3. Abreu F.P., Silva K.T., Farina M., Keim C.N., Lins U. Greigite magnetosome membrane ultrastructure in 'Candidatus Magnetoglobus multicellularis' // Int Microbiol. 2008. T. 11. № 2. — C. 75-80.

4. Alphandery E., Faure S., Raison L., Duguet E., Howse P., Bazylinski D. Heat production by bacterial magnetosomes exposed to an oscillating magnetic field // The Journal of Physical Chemistry C. 2010. T. 115. № 1. — C. 18-22.

5. Alphandery E., Faure S., Seksek O., Guyot F., Chebbi I. Chains of magnetosomes extracted from AMB-1 magnetotactic bacteria for application in alternative magnetic field cancer therapy // ACS Nano. 2011. T. 5. № 8. — C. 6279-96.

6. Amemiya Y., Tanaka T., Yoza B., Matsunaga T. Novel detection system for biomolecules using nano-sized bacterial magnetic particles and magnetic force microscopy // J Biotechnol. 2005. T. 120. № 3. — C. 308-14.

7. Arakaki A., Hideshima S., Nakagawa T., Niwa D., Tanaka T., Matsunaga T., Osaka T. Detection of biomolecular interaction between biotin and streptavidin on a self-assembled monolayer using magnetic nanoparticles // Biotechnology and bioengineering. 2004. T. 88. № 4. — C. 543-546.

8. Arakaki A., Webb J., Matsunaga T. A novel protein tightly bound to bacterial magnetic particles in Magnetospirillum magneticum strain AMB-1 // J Biol Chem. 2003. T. 278. № 10. — C. 8745-50.

9. Balkwill D.L., Maratea D., Blakemore R.P. Ultrastructure of a magnetotactic spirillum // J Bacteriol. 1980. T. 141. № 3. — C. 1399-408.

10. Ba§ D., Boyaci i.H. Modeling and optimization I: Usability of response surface methodology // Journal of Food Engineering. 2007. T. 78. № 3. — C. 836-845.

11. Bastide M., McCombie W.R. Assembling genomic DNA sequences with PHRAP // Current Protocols in Bioinformatics. 2007. — C. 11.4. 1-11.4. 15.

12. Bauerlein E. Biomineralization of Unicellular Organisms: An Unusual Membrane Biochemistry for the Production of Inorganic Nano-and Microstructures // Angewandte Chemie International Edition. 2003. T. 42. № 6. — C. 614-641.

13. Bazylinski D.A., Frankel R.B. Magnetosome formation in prokaryotes // Nat Rev Microbiol. 2004. T. 2. № 3. — C. 217-30.

14. Bazylinski D.A., Frankel R.B., Heywood B.R., Mann S., King J.W., Donaghay P.L., Hanson A.K. Controlled Biomineralization of Magnetite (Fe(inf3)0(inf4)) and Greigite (Fe(inf3)S(inf4)) in a Magnetotactic Bacterium // Appl Environ Microbiol. 1995. T. 61. № 9. — C. 3232-9.

15. Bazylinski D.A., Heywood B.R., Mann S., Frankel R.B. Fe304 and Fe3S4 in a bacterium //Nature. 1993. T. 366. № 6452. — C. 218-218.

16. Bazylinski D.A., Lefevre C.T., Schiiler D. Magnetotactic bacteria // The prokaryotes : Springer, 2013. — C. 453-494.

17. Bazylinski D.A., Schubbe S. Controlled biomineralization by and applications of magnetotactic bacteria // Adv Appl Microbiol. 2007. T. 62. — C. 21-62.

18. Bazylinski D.A., Williams T.J., Lefevre C.T., Berg R.J., Zhang C.L., Bowser S.S., Dean A.J., Beveridge T.J. Magnetococcus marinus gen. nov., sp. nov., a marine, magnetotactic bacterium that represents a novel lineage (Magnetococcaceae fam. nov., Magnetococcales ord. nov.) at the base of the

Alphaproteobacteria // Int J Syst Evol Microbiol. 2013. T. 63. № Pt 3. — C. 8018.

19. Bazylinski D.A., Williams T.J., Lefevre C.T., Trubitsyn D., Fang J., Beveridge T.J., Moskowitz B.M., Ward B., Schubbe S., Dubbels B.L., Simpson B. Magnetovibrio blakemorei gen. nov., sp. nov., a magnetotactic bacterium (Alphaproteobacteria: Rhodospirillaceae) isolated from a salt marsh // Int J Syst Evol Microbiol. 2013. T. 63. № Pt 5. — C. 1824-33.

20. Bellini S. Su di un particolare comportamento di batteri d'acqua dolce // Inst, of Microbiol., Univ. of Pavia, Pavia, Italy. 1963. — C. 3-5.

21. Bellini S. Ulteriori studi sui'batteri magnetosensibili' // Instituto di Mocrobiologia Dell'Universitä di Pavia. 1963.

22. Bertani L.E., Weko J., Phillips K.V., Gray R.F., Kirschvink J.L. Physical and genetic characterization of the genome of Magnetospirillum magnetotacticum, strain MS-1 // Gene. 2001. T. 264. № 2. — C. 257-63.

23. Bezerra M.A., Santelli R.E., Oliveira E.P., Villar L.S., Escaleira L.A. Response surface methodology (RSM) as a tool for optimization in analytical chemistry // Talanta. 2008. T. 76. № 5. — C. 965-977.

24. Bimboim H., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucleic acids research. 1979. T. 7. № 6. — C. 1513-1523.

25. Blakemore R. Magnetotactic bacteria // Science. 1975. T. 190. № 4212. — C. 377-379.

26. Blakemore R., Maratea D., Wolfe R. Isolation and pure culture of a freshwater magnetic spirillum in chemically defined medium // Journal of Bacteriology. 1979. T. 140. № 2. — C. 720-729.

27. Blum G., Ott M., Lischewski A., Ritter A., Imrich H., Tschäpe H., Hacker J. Excision of large DNA regions termed pathogenicity islands from tRNA-specific loci in the chromosome of an Escherichia coli wild-type pathogen // Infection and immunity. 1994. T. 62. № 2. — C. 606-614.

28. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Analytical biochemistry. 1976. T. 72. № 1. — C. 248-254.

29. Butler R.F., Banerjee S.K. Theoretical single-domain grain size range in magnetite and titanomagnetite // Journal of Geophysical Research. 1975. T. 80. № 29. — C. 4049-4058.

30. Calugay R.J., Takeyama H., Mukoyama D., Fukuda Y., Suzuki T., Kanoh K., Matsunaga T. Catechol siderophore excretion by magnetotactic bacterium Magnetospirillum magneticum AMB-1 // J Biosci Bioeng. 2006. T. 101. № 5. — C. 445-7.

31. Chertok B., David A.E., Huang Y., Yang V.C. Glioma selectivity of magnetically targeted nanoparticles: a role of abnormal tumor hydrodynamics // Journal of controlled release. 2007. T. 122. № 3. — C. 315-323.

32. Ciofani G., Riggio C., Raffa V., Menciassi A., Cuschieri A. A bi-modal approach against cancer: magnetic alginate nanoparticles for combined chemotherapy and hyperthermia // Medical hypotheses. 2009. T. 73. № 1. — C. 80-82.

33. Delcher A.L., Harmon D., Kasif S., White O., Salzberg S.L. Improved microbial gene identification with GLIMMER // Nucleic acids research. 1999. T. 27. № 23. — C. 4636-4641.

34. Delong E.F., Frankel R.B., Bazylinski D.A. Multiple evolutionary origins of magnetotaxis in bacteria // Science. 1993. T. 259. № 5096. — C. 803-6.

35. Dobrindt U., Hochhut B., Hentschel U., Hacker J. Genomic islands in pathogenic and environmental microorganisms // Nature Reviews Microbiology. 2004. T. 2. №5.—C. 414-424.

36. Domínguez-Escobar J., Chastanet A., Crevenna A.H., Fromion V., Wedlich-Sôldner R., Carballido-López R. Processive movement of MreB-associated cell wall biosynthetic complexes in bacteria // Science. 2011. T. 333. № 6039. — C. 225-228.

37. Draper O., Byrne M.E., Li Z., Keyhani S., Barrozo J.C., Jensen G., Komeili A. MamK, a bacterial actin, forms dynamic filaments in vivo that are regulated by

the acidic proteins MamJ and LimJ // Mol Microbiol. 2011. T. 82. № 2. — C. 342-54.

38. Dubbels B.L., DiSpirito A.A., Morton J.D., Semrau J.D., Neto J.N., Bazylinski D.A. Evidence for a copper-dependent iron transport system in the marine, magnetotactic bacterium strain MV-1 // Microbiology. 2004. T. 150. № Pt 9. — C. 2931-45.

39. Duguet E., Vasseur S., Mornet S., Devoisselle J.-M. Magnetic nanoparticles and their applications in medicine // 2006.

40. Dutz S., Hergt R., Mürbe J., Müller R., Zeisberger M., Andrä W., Töpfer J., Bellemann M. Hysteresis losses of magnetic nanoparticle powders in the single domain size range // Journal of magnetism and magnetic materials. 2007. T. 308. №2. —C. 305-312.

41. Dutz S., Hergt R., Mürbe J., Töpfer J., Müller R., Zeisberger M., Andrä W., Bellemann M. Magnetic nanoparticles for biomedical heating applications // Zeitschrift für Physikalische Chemie. 2006. T. 220. № 2/2006. — C. 145-151.

42. Dziuba M., Kolganova T., Gorlenko V., Kuznetsov B. Species diversity of magnetotactic bacteria from the Ol'khovka River, Russia // Microbiology. 2013. T. 82. № 3. — C. 335-340.

43. Faivre D., Bottger L.H., Matzanke B.F., Schuler D. Intracellular magnetite biomineralization in bacteria proceeds by a distinct pathway involving membrane-bound ferritin and an iron(II) species // Angew Chem Int Ed Engl.

2007. T. 46. № 44. — C. 8495-9.

44. Faivre D., Schuler D. Magnetotactic bacteria and magnetosomes // Chem Rev.

2008. T. 108. № ii. _ c. 4875-98.

45. Farina M., Kachar B., Lins U., Broderick R., BARROS H.L. The observation of large magnetite (Fe304) crystals from magnetotactic bacteria by electron and atomic force microscopy // Journal of Microscopy. 1994. T. 173. № 1. — C. 1-8.

46. Figge R.M., Divakaruni A.V., Gober J.W. MreB, the cell shape-determining bacterial actin homologue, co-ordinates cell wall morphogenesis in Caulobacter crescentus // Molecular microbiology. 2004. T. 51. № 5. — C. 1321-1332.

ä r - I i' ' W 1

< 1

47. Flies C.B., Peplies J., Schuler D. Combined approach for characterization of uncultivated magnetotactic bacteria from various aquatic environments // Appl Environ Microbiol. 2005. T. 71. № 5. — C. 2723-31.

48. Frankel R.B. Magnetic guidance of organisms // Annual review of biophysics and bioengineering. 1984. T. 13. № 1. — C. 85-103.

49. Frankel R.B., Bazylinski D.A., Schuler D. Biomineralization of magnetic iron minerals in bacteria // Supramolecular Science. 1998. T. 5. № 3-4. — C. 383-390.

50. Frankel R.B., Blakemore R. Navigational compass in magnetic bacteria // Journal of Magnetism and Magnetic Materials. 1980. T. 15. — C. 1562-1564.

51. Frankel R.B., Moskowitz B.M. Biogenic magnets // Magnetism: Molecules to Materials: 5 Volumes Set. 2003. — C. 205-231.

52. Fukuda Y., Okamura Y., Takeyama H., Matsunaga T. Dynamic analysis of a genomic island in Magnetospirillum sp. strain AMB-1 reveals how magnetosome synthesis developed // FEB S Lett. 2006. T. 580. № 3. — C. 801-12.

53. Ginet N., Pardoux R., Adryanczyk G., Garcia D., Brutesco C., Pignol D. Singlestep production of a recyclable nanobiocatalyst for organophosphate pesticides biodégradation using fiinctionalized bacterial magnetosomes // PLoS One. 2011. T. 6. №6. —C. e21442.

54. Glockl G., Hergt R., Zeisberger M., Dutz S., Nagel S., Weitschies W. The effect of field parameters, nanoparticle properties and immobilization on the specific heating power in magnetic particle hyperthermia // Journal of Physics: Condensed Matter. 2006. T. 18. № 38. — C. S2935.

55. Gorby Y.A., Beveridge T.J., Blakemore R.P. Characterization of the bacterial magnetosome membrane // Journal of Bacteriology. 1988. T. 170. № 2. — C. 834-841.

56. Gordon D., Abajian C., Green P. Consed: a graphical tool for sequence finishing // Genome research. 1998. T. 8. № 3. — C. 195-202.

57. Gorlenko V.M., Dziuba M.V., Maleeva A.N., Panteleeva A.N., Kolganova T.V., Kuznetsov B.B. Magnetospirillum aberrantis sp. nov., a new freshwater

bacterium with magnetic inclusions // Mikrobiologiia. 2011. T. 80. № 5. — C. 679-90.

58. Grunberg K., Muller E.C., Otto A., Reszka R., Linder D., Kube M., Reinhardt R., Schuler D. Biochemical and proteomic analysis of the magnetosome membrane in Magnetospirillum gryphiswaldense // Appl Environ Microbiol. 2004. T. 70. № 2. —C. 1040-50.

59. Grunberg K., Wawer C., Tebo B.M., Schuler D. A large gene cluster encoding several magnetosome proteins is conserved in different species of magnetotactic bacteria // Appl Environ Microbiol. 2001. T. 67. № 10. — C. 4573-82.

60. Hergt R., Andra W., d'Ambly C.G., Hilger I., Kaiser W.A., Richter U., Schmidt H.-G. Physical limits of hyperthermia using magnetite fine particles // Magnetics, IEEE Transactions on. 1998. T. 34. № 5. — C. 3745-3754.

61. Hergt R, Dutz S., Muller R., Zeisberger M. Magnetic particle hyperthermia: nanoparticle magnetism and materials development for cancer therapy // Journal of Physics: Condensed Matter. 2006. T. 18. № 38. — C. S2919.

62. Hergt R., Hiergeist R., Hilger I., Kaiser W. Magnetic nanoparticles for thermoablation // Recent Res Dev Mater Sci. 2002. T. 3. — C. 723-742.

63. Hergt R., Hiergeist R., Zeisberger M., Schuler D., Heyen U., Hilger I., Kaiser W.A. Magnetic properties of bacterial magnetosomes as potential diagnostic and therapeutic tools // Journal of Magnetism and Magnetic Materials. 2005. T. 293. № 1. —C. 80-86.

64. Heyen U., Schuler D. Growth and magnetosome formation by microaerophilic Magnetospirillum strains in an oxygen-controlled fermentor // Appl Microbiol Biotechnol. 2003. T. 61. № 5-6. — C. 536-44.

65. Hilger I., Andra W., Hergt R., Hiergeist R., Schubert H., Kaiser W.A. Electromagnetic Heating of Breast Tumors in Interventional Radiology: In Vitro and in Vivo Studies in Human Cadavers and Mice 1 // Radiology. 2001. T. 218. №2. —C. 570-575.

66. Hilger I., Hergt R., Kaiser W. Use of magnetic nanoparticle heating in the treatment of breast cancer. : IET, 2005. — 33-39.

67. Ito A., Honda H., Kobayashi T. Cancer immunotherapy based on intracellular hyperthermia using magnetite nanoparticles: a novel concept of "heat-controlled necrosis" with heat shock protein expression // Cancer Immunology, Immunotherapy. 2006. T. 55. № 3. — C. 320-328.

68. Jogler C., Kube M., Schubbe S., Ullrich S., Teeling H., Bazylinski D.A., Reinhardt R., Schuler D. Comparative analysis of magnetosome gene clusters in magnetotactic bacteria provides further evidence for horizontal gene transfer // Environ Microbiol. 2009. T. 11. № 5. — C. 1267-77.

69. Jogler C., Schuler D. Genetic analysis of magnetosome biomineralization // Magnetoreception and magnetosomes in bacteria : Springer, 2007. — C. 133-161.

70. Jogler C., Wanner G., Kolinko S., Niebler M., Amann R., Petersen N., Kube M., Reinhardt R., Schuler D. Conservation of proteobacterial magnetosome genes and structures in an uncultivated member of the deep-branching Nitrospira phylum // Proc Natl Acad Sci U S A. 2011. T. 108. №3. — C. 1134-9.

71. Jones L.J., Carballido-Lopez R., Errington J. Control of cell shape in bacteria: helical, actin-like filaments in Bacillus subtilis // Cell. 2001. T. 104. № 6. — C. 913-922.

72. Juhas M., Der Meer V., Roelof J., Gaillard M., Harding R.M., Hood D.W., Crook D.W. Genomic islands: tools of bacterial horizontal gene transfer and evolution // FEMS microbiology reviews. 2009. T. 33. № 2. — C. 376-393.

73. Katzmann E., Muller F.D., Lang C., Messerer M., Winklhofer M., Plitzko J.M., Schuler D. Magnetosome chains are recruited to cellular division sites and split by asymmetric septation // Mol Microbiol. 2011. T. 82. № 6. — C. 1316-29.

74. Katzmann E., Scheffel A., Gruska M., Plitzko J.M., Schuler D. Loss of the actin-like protein MamK has pleiotropic effects on magnetosome formation and chain assembly in Magnetospirillum gryphiswaldense // Mol Microbiol. 2010. T. 77. № 1. —C. 208-24.

75. Kawaguchi R., Burgess J.G., Matsunaga T. Phylogeny and 16s rRNA sequence of Magnetospirillum sp. AMB-1, an aerobic magnetic bacterium // Nucleic Acids Res. 1992. T. 20. № 5. — C. 1140.

76. Keim C., Lins U., Farina M. Iron oxide and iron sulphide crystals in magnetotactic multicellular aggregates // Acta Microsc. 2003. T. 12. № suppl B. — C. 3-4.

77. Keim C.N., Lins U., Farina M. Manganese in biogenic magnetite crystals from magnetotactic bacteria // FEMS Microbiol Lett. 2009. T. 292. № 2. — C. 250-3.

78. Kolinko I., Jogler C., Katzmann E., Schuler D. Frequent mutations within the genomic magnetosome island of Magnetospirillum gryphiswaldense are mediated by RecA // J Bacteriol. 2011. T. 193. № 19. — C. 5328-34.

79. Kolinko S., Jogler C., Katzmann E., Wanner G., Peplies J., Schuler D. Single-cell analysis reveals a novel uncultivated magnetotactic bacterium within the candidate division OP3 // Environ Microbiol. 2012. T. 14. № 7. — C. 1709-21.

80. Komeili A. Molecular mechanisms of magnetosome formation // Annu Rev Biochem. 2007. T. 76. — C. 351-66.

81. Komeili A., Li Z., Newman D.K., Jensen G.J. Magnetosomes are cell membrane invaginations organized by the actin-like protein MamK // Science. 2006. T. 311. № 5758. —C. 242-5.

82. Komeili A., Vali H., Beveridge T.J., Newman D.K. Magnetosome vesicles are present before magnetite formation, and MamA is required for their activation // Proc Natl Acad Sci USA. 2004. T. 101. № 11. — C. 3839-44.

83. Kuhara M., Takeyama H., Tanaka T., Matsunaga T. Magnetic cell separation using antibody binding with protein a expressed on bacterial magnetic particles // Anal Chem. 2004. T. 76. № 21. — C. 6207-13.

84. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // nature. 1970. T. 227. № 5259. — C. 680-685.

85. Lang C., Schuler D., Faivre D. Synthesis of magnetite nanoparticles for bio- and nanotechnology: genetic engineering and biomimetics of bacterial magnetosomes // Macromol Biosci. 2007. T. 7. № 2. — C. 144-51.

86. Lee J.-H., Huh Y.-M., Jun Y.-w., Seo J.-w., Jang J.-t., Song H.-T., Kim S., Cho E.-J., Yoon H.-G., Suh J.-S. Artificially engineered magnetic nanoparticles for

ultra-sensitive molecular imaging //Nature medicine. 2006. T. 13. № 1. — C. 9599.

87. Lee N., Kim H., Choi S.H., Park M., Kim D., Kim H.C., Choi Y., Lin S., Kim

B.H., Jung H.S., Kim H., Park K.S., Moon W.K., Hyeon T. Magnetosome-like ferrimagnetic iron oxide nanocubes for highly sensitive MRI of single cells and transplanted pancreatic islets // Proc Natl Acad Sci U S A. 2011. T. 108. № 7. —

C. 2662-7.

88. Lefevre C.T., Abreu F., Schmidt M.L., Lins U., Frankel R.B., Hedlund B.P., Bazylinski D.A. Moderately thermophilic magnetotactic bacteria from hot springs in Nevada // Appl Environ Microbiol. 2010. T. 76. № 11. — C. 3740-3.

89. Lefevre C.T., Bazylinski D.A. Ecology, diversity, and evolution of magnetotactic bacteria // Microbiol Mol Biol Rev. 2013. T. 77. № 3. — C. 497-526.

90. Lefevre C.T., Frankel R.B., Abreu F., Lins U., Bazylinski D.A. Culture-independent characterization of a novel, uncultivated magnetotactic member of the Nitrospirae phylum // Environ Microbiol. 2011. T. 13. № 2. — C. 538-49.

91. Lefevre C.T., Menguy N., Abreu F., Lins U., Posfai M., Prozorov T., Pignol D., Frankel R.B., Bazylinski D.A. A cultured greigite-producing magnetotactic bacterium in a novel group of sulfate-reducing bacteria // Science. 2011. T. 334. №6063. —C. 1720-3.

92. Lefevre C.T., Viloria N., Schmidt M.L., Posfai M., Frankel R.B., Bazylinski D.A. Novel magnetite-producing magnetotactic bacteria belonging to the Gammaproteobacteria // The ISME journal. 2011. T. 6. № 2. — C. 440-450.

93. Lin W., Li B., Pan Y. DMTB: A comprehensive online resource of 16S rRNA genes, ecological metadata, oligonucleotides, and magnetic properties of magnetotactic bacteria // Chinese Science Bulletin. 2011. T. 56. № 6. — C. 476478.

94. Lins U., McCartney M.R., Farina M., Frankel R.B., Buseck P.R. Habits of magnetosome crystals in coccoid magnetotactic bacteria // Appl Environ Microbiol. 2005. T. 71. № 8. — C. 4902-5.

95. Lohsse A., Ullrich S., Katzmann E., Borg S., Wanner G., Richter M., Voigt B., Schweder T., Schuler D. Functional analysis of the magnetosome island in Magnetospirillum gryphiswaldense: the mamAB operon is sufficient for magnetite biomineralization // PLoS One. 2011. T. 6. № 10. — C. e25561.

96. Loomans E.E., Roelen A.J., Van Damme H.S., Bloemers H.P., Gribnau T.C., Schielen W.J. Assessment of the functional affinity constant of monoclonal antibodies using an improved enzyme-linked immunosorbent assay // Journal of immunological methods. 1995. T. 184. № 2. — C. 207-217.

97. Lower B.H., Bazylinski D.A. The bacterial magnetosome: a unique prokaryotic organelle // J Mol Microbiol Biotechnol. 2013. T. 23. № 1-2. — C. 63-80.

98. Mahillon J., Chandler M. Insertion sequences // Microbiology and Molecular Biology Reviews. 1998. T. 62. № 3. — C. 725-774.

99. Mahillon J., Léonard C., Chandler M. IS elements as constituents of bacterial genomes // Research in microbiology. 1999. T. 150. № 9. — C. 675-687.

100. Mann S., Moench T., Williams R. A high resolution electron microscopic investigation of bacterial magnetite. Implications for crystal growth // Proceedings of the Royal society of London. Series B. Biological sciences. 1984. T. 221. № 1225. — C. 385-393.

101. Maruyama K., Takeyama H., Nemoto E., Tanaka T., Yoda K., Matsunaga T. Single nucleotide polymorphism detection in aldehyde dehydrogenase 2 (ALDH2) gene using bacterial magnetic particles based on dissociation curve analysis // Biotechnol Bioeng. 2004. T. 87. № 6. — C. 687-94.

102. Matsunaga T. Applications of bacterial magnets // Trends in biotechnology. 1991. T. 9. № 1. —C. 91-95.

103. Matsunaga T., Arakaki A., Takahoko M. Preparation of luciferase-bacterial magnetic particle complex by artificial integration of MagA-luciferase fusion protein into the bacterial magnetic particle membrane // Biotechnol Bioeng. 2002. T. 77.№6. — C. 614-8.

104. Matsunaga T., Higashi Y., Tsujimura N. Drug delivery by magnetoliposomes containing bacterial magnetic particles // Cell Eng. 1997. T. 2. — C. 7-11.

105. Matsunaga T., Kamiya S. Use of magnetic particles isolated from magnetotactic bacteria for enzyme immobilization // Applied Microbiology and Biotechnology. 1987. T. 26. № 4. — C. 328-332.

106. Matsunaga T., Nemoto M., Arakaki A., Tanaka M. Proteomic analysis of irregular, bullet-shaped magnetosomes in the sulphate-reducing magnetotactic bacterium Desulfovibrio magneticus RS-1 // Proteomics. 2009. T. 9. № 12. — C. 3341-3352.

107. Matsunaga T., Okamura Y., Fukuda Y., Wahyudi A.T., Murase Y., Takeyama H. Complete genome sequence of the facultative anaerobic magnetotactic bacterium Magnetospirillum sp. strain AMB-1 // DNA Res. 2005. T. 12. № 3. — C. 157-66.

108. Matsunaga T., Sato R., Kamiya S., Tanaka T., Takeyama H. Chemiluminescence enzyme immunoassay using ProteinA-bacterial magnetite complex // Journal of magnetism and magnetic materials. 1999. T. 194. № 1. — C. 126-131.

109. Matsunaga T., Suzuki T., Tanaka M., Arakaki A. Molecular analysis of magnetotactic bacteria and development of functional bacterial magnetic particles for nano-biotechnology // Trends Biotechnol. 2007. T. 25. № 4. — C. 182-8.

110. Matsunaga T., Tadokoro F., Nakamura N. Mass culture of magnetic bacteria and their application to flow type immunoassays // Magnetics, IEEE Transactions on. 1990. T. 26. № 5. — C. 1557-1559.

111. Matsunaga T., Takeyama H. Biomagnetic nanoparticle formation and application // Supramolecular Science. 1998. T. 5. № 3-4. — C. 391-394.

112. Matsunaga T., Togo H., Kikuchi T., Tanaka T. Production of luciferase-magnetic particle complex by recombinant Magnetospirillum sp. AMB-1 // Biotechnol Bioeng. 2000. T. 70. № 6. — C. 704-9.

113. Matsunaga T., Tsujimura N., Okamura Y., Takeyama H. Cloning and characterization of a gene, mpsA, encoding a protein associated with intracellular magnetic particles from Magnetospirillum sp. strain AMB-1 // Biochem Biophys Res Commun. 2000. T. 268. № 3. — C. 932-7.

114. McAteer M.A., Sibson N.R., von zur Muhlen C., Schneider J.E., Lowe A.S., Warrick N., Channon K.M., Anthony D.C., Choudhury R.P. In vivo magnetic

resonance imaging of acute brain inflammation using microparticles of iron oxide //Nature medicine. 2007. T. 13. № 10. — C. 1253-1258.

115. McCartney M.R., Ulysses L., Farina M., Buseck P.R., Frankel R.B. Magnetic microstructure of bacterial magnetite by electron holography // European Journal of Mineralogy. 2001. T. 13. № 4. — C. 685-689.

116. Meyer F., Paarmann D., D'Souza M., Olson R., Glass E.M., Kubal M., Paczian T., Rodriguez A., Stevens R., Wilke A. The metagenomics RAST server-a public resource for the automatic phylogenetic and functional analysis of metagenomes // BMC bioinformatics. 2008. T. 9. № 1. — C. 386.

117. Miller J.S., Drillon M. Magnetism: molecules to materials IV. : John Wiley & Sons, 2006.

118. Murat D. Magnetosomes: how do they stay in shape? // J Mol Microbiol Biotechnol. 2013. T. 23. № 1-2. — C. 81-94.

119. Murat D., Byrne M., Komeili A. Cell biology of prokaryotic organelles // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2010. T. 2. № 10. — C. a000422.

120. Murat D., Quinlan A., Vali H., Komeili A. Comprehensive genetic dissection of the magnetosome gene island reveals the step-wise assembly of a prokaryotic organelle // Proc Natl Acad Sci U S A. 2010. T. 107. № 12. — C. 5593-8.

121. Nakamura C., Burgess J.G., Sode K., Matsunaga T. An iron-regulated gene, magA, encoding an iron transport protein of Magnetospirillum sp. strain AMB-1 // J Biol Chem. 1995. T. 270. № 47. — C. 28392-6.

122. Nakamura C., Kikuchi T., Burgess J.G., Matsunaga T. Iron-regulated expression and membrane localization of the magA protein in Magnetospirillum sp. strain AMB-1 // J Biochem. 1995. T. 118. № 1. —C. 23-7.

123. Nakamura N., Burgess J.G., Yagiuda K., Kudo S., Sakaguchi T., Matsunaga T. Detection and removal of Escherichia coli using fluorescein isothiocyanate conjugated monoclonal antibody immobilized on bacterial magnetic particles // Anal Chem. 1993. T. 65. № 15. — C. 2036-9.

124. Nakamura N., Hashimoto K., Matsunaga T. Immunoassay method for the determination of immunoglobulin G using bacterial magnetic particles // Analytical chemistry. 1991. T. 63. № 3. — C. 268-272.

125. Nakamura N., Matsunaga T. Highly sensitive detection of allergen using bacterial magnetic particles // Analytica Chimica Acta. 1993. T. 281. № 3. — C. 585-589.

126. Nakayama H., Arakaki A., Maruyama K., Takeyama H., Matsunaga T. Single-nucleotide polymorphism analysis using fluorescence resonance energy transfer between DNA-labeling fluorophore, fluorescein isothiocyanate, and DNA intercalator, POPO-3, on bacterial magnetic particles // Biotechnol Bioeng. 2003. T. 84. № 1.—C. 96-102.

127. Nakazawa H., Arakaki A., Narita-Yamada S., Yashiro I., Jinno K., Aoki N., Tsuruyama A., Okamura Y., Tanikawa S., Fujita N., Takeyama H., Matsunaga T. Whole genome sequence of Desulfovibrio magneticus strain RS-1 revealed common gene clusters in magnetotactic bacteria // Genome Res. 2009. T. 19. № 10. —C. 1801-8.

128. Neilands J. A brief history of iron metabolism // Biology of metals. 1991. T. 4. № 1. —C. 1-6.

129. Neilands J. Siderophores: structure and function of microbial iron transport compounds // Journal of Biological Chemistry. 1995. T. 270. № 45. — C. 2672326726.

130. Okamura Y., Takeyama H., Matsunaga T. A magnetosome-specific GTPase from the magnetic bacterium Magnetospirillum magneticum AMB-1 // J Biol Chem. 2001. T. 276. № 51. — C. 48183-8.

131. Okamura Y., Takeyama H., Matsunaga T. Two-dimensional analysis of proteins specific to the bacterial magnetic particle membrane from Magnetospirillum sp. AMB-1 // Appl Biochem Biotechnol. 2000. T. 84-86. — C. 441-6.

132. Okuda Y., Denda K., Fukumori Y. Cloning and sequencing of a gene encoding a new member of the tetratricopeptide protein family from magnetosomes of Magnetospirillum magnetotacticum // Gene. 1996. T. 171. № 1. — C. 99-102.

133. Ota H., Arakaki A., Tanaka T., Takeyama H., Matsunaga T. Single nucleotide mismatch analysis using oligonucleotide probes synthesized on bacterial magnetic particle // Biomol Eng. 2003. T. 20. № 4-6. — C. 305-9.

134. Ota H., Takeyama H., Nakayama H., Katoh T., Matsunaga T. SNP detection in transforming growth factor-beta 1 gene using bacterial magnetic particles // Biosens Bioelectron. 2003. T. 18. № 5-6. — C. 683-7.

135. Paoletti L.C., Blakemore R.P. Hydroxamate production by Aquaspirillum magnetotacticum // Journal of bacteriology. 1986. T. 167. № 1. — C. 73-76.

136. Petermann H., Bleil U. Detection of live magnetotactic bacteria in South Atlantic deep-sea sediments // Earth and planetary science letters. 1993. T. 117. № 1. — C. 223-228.

137. Petersen N., Weiss D.G., Vali H. Magnetic bacteria in lake sediments // Geomagnetism and Palaeomagnetism : Springer, 1989. — C. 231-241.

138. Pollithy A., Romer T., Lang C., Muller F.D., Helma J., Leonhardt H., Rothbauer U., Schuler D. Magnetosome expression of functional camelid antibody fragments (nanobodies) in Magnetospirillum gryphiswaldense // Appl Environ Microbiol. 2011. T. 77. № 17. — C. 6165-71.

139. Posfai M., Buseck P.R., Bazylinski D.A., Frankel R.B. Reaction sequence of iron sulfide minerals in bacteria and their use as biomarkers // Science. 1998. T. 280. № 5365. — C. 880-883.

140. Pradel N., Santini C.L., Bernadac A., Fukumori Y., Wu L.F. Biogenesis of actin-like bacterial cytoskeletal filaments destined for positioning prokaryotic magnetic organelles // Proc Natl Acad Sci USA. 2006. T. 103. № 46. — C. 17485-9.

141. Prozorov T., Palo P., Wang L., Nilsen-Hamilton M., Jones D., Orr D., Mallapragada S.K., Narasimhan B., Canfield P.C., Prozorov R. Cobalt ferrite nanocrystals: out-performing magnetotactic bacteria // ACS Nano. 2007. T. 1. № 3. —C. 228-33.

142. Pruitt K.D., Tatusova T., Klimke W., Maglott D.R. NCBI Reference Sequences: current status, policy and new initiatives // Nucleic acids research. 2009. T. 37. № suppl 1. — C. D32-D36.

143. Qi L., Li J., Zhang W., Liu J., Rong C., Li Y., Wu L. Fur in Magnetospirillum gryphiswaldense influences magnetosomes formation and directly regulates the genes involved in iron and oxygen metabolism // PLoS One. 2012. T. 7. № 1. — C.e29572.

144. Qiang L., Yumei L., Sheng H., Yingzi L., Dongxue S., Dake H., Jiajia W., Yanhong Q., Yuxia Z. Optimization of fermentation conditions and properties of an exopolysaccharide from Klebsiella sp. H-207 and application in adsorption of hexavalent chromium // PloS one. 2013. T. 8. № 1. — C. e53542.

145. Quinlan A., Murat D., Vali H., Komeili A. The HtrA/DegP family protease MamE is a bifimctional protein with roles in magnetosome protein localization and magnetite biomineralization // Mol Microbiol. 2011. T. 80. № 4. — C. 107587.

146. Reiter W.-D., Palm P. Identification and characterization of a defective SSV1 genome integrated into a tRNA gene in the archaebacterium Sulfolobus sp. B12 // Molecular and General Genetics MGG. 1990. T. 221. № 1. — C. 65-71.

147. Ricci J.C.D., Kirschvink J.L. Magnetic domain state and coercivity predictions for biogenic greigite (Fe3S4): A comparison of theory with magnetosome observations // Journal of Geophysical Research: Solid Earth (1978-2012). 1992. T. 97. № B12. — C. 17309-17315.

148. Rioux J.B., Philippe N., Pereira S., Pignol D., Wu L.F., Ginet N. A second actin-like MamK protein in Magnetospirillum magneticum AMB-1 encoded outside the genomic magnetosome island // PLoS One. 2010. T. 5. № 2. — C. e9151.

149. Roosild T.P., Greenwald J., Vega M., Castronovo S., Riek R., Choe S. NMR structure of Mistic, a membrane-integrating protein for membrane protein expression// Science. 2005. T. 307. № 5713. — C. 1317-1321.

150. Sakaguchi T., Arakaki A., Matsunaga T. Desulfovibrio magneticus sp. nov., a novel sulfate-reducing bacterium that produces intracellular single-domain-sized magnetite particles // Int J Syst Evol Microbiol. 2002. T. 52. № Pt 1. — C. 21521.

151. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. Molecular cloning. T. 2 : Cold spring harbor laboratory press New York, 1989.

152. Scheffel A., Gardes A., Grimberg K., Wanner G., Schuler D. The major magnetosome proteins MamGFDC are not essential for magnetite biomineralization in Magnetospirillum gryphiswaldense but regulate the size of magnetosome crystals // J Bacteriol. 2008. T. 190. № 1. — C. 377-86.

153. Scheffel A., Gruska M., Faivre D., Linaroudis A., Plitzko J.M., Schuler D. An acidic protein aligns magnetosomes along a filamentous structure in magnetotactic bacteria // Nature. 2006. T. 440. № 7080. — C. 110-4.

154. Scheffel A., Schuler D. The acidic repetitive domain of the Magnetospirillum gryphiswaldense MamJ protein displays hypervariability but is not required for magnetosome chain assembly // J Bacteriol. 2007. T. 189. № 17. — C. 6437-46.

155. Schleifer K.H., Schüler D., Spring S., Weizenegger M., Amann R., Ludwig W., Köhler M. The Genus Magnetospirillum gen. nov. Description of Magnetospirillum gryphiswaldense sp. nov. and Transfer of Aquaspirillum magnetotacticum to Magnetospirillum magnetotacticum comb, nov // Systematic and applied microbiology. 1991. T. 14. № 4. — C. 379-385.

156. Schubbe S., Kube M., Scheffel A., Wawer C., Heyen U., Meyerdierks A., Madkour M.H., Mayer F., Reinhardt R., Schuler D. Characterization of a spontaneous nonmagnetic mutant of Magnetospirillum gryphiswaldense reveals a large deletion comprising a putative magnetosome island // J Bacteriol. 2003. T. 185. № 19. — C. 5779-90.

157. Schubbe S., Williams T.J., Xie G., Kiss H.E., Brettin T.S., Martinez D., Ross C.A., Schuler D., Cox B.L., Nealson K.H., Bazylinski D.A. Complete genome sequence of the chemolithoautotrophic marine magnetotactic coccus strain MC-1 // Appl Environ Microbiol. 2009. T. 75. № 14. — C. 4835-52.

158. Schubbe S., Wurdemann C., Peplies J., Heyen U., Wawer C., Glockner F.O., Schuler D. Transcriptional organization and regulation of magnetosome operons in Magnetospirillum gryphiswaldense // Appl Environ Microbiol. 2006. T. 72. № 9. —C. 5757-65.

159. Schuler D., Baeuerlein E. Dynamics of iron uptake and Fe304 biomineralization during aerobic and microaerobic growth of Magnetospirillum gryphiswaldense // J Bacteriol. 1998. T. 180. № 1. — C. 159-62.

160. Schuler D., Baeuerlein E. Iron-limited growth and kinetics of iron uptake in Magnetospirillum gryphiswaldense // Arch Microbiol. 1996. T. 166. № 5. — C. 301-7.

161. Schüler D., Baeuerlein E. Iron transport and magnetite crystal formation of the magnetic bacterium Magnetospirillum gryphiswaldense // Le Journal de Physique IV. 1997. T. 7. № CI. — C. C1-647-C1-650.

162. Simmons S.L., Edwards K.J. Unexpected diversity in populations of the many-celled magnetotactic prokaryote // Environ Microbiol. 2007. T. 9. № 1. — C. 206-15.

163. Sode K., Kudo S., Sakaguchi T., Nakamura N., Matsunaga T. Application of bacterial magnetic particles for highly selective mRNA recovery system // Biotechnology techniques. 1993. T. 7. № 9. — C. 688-694.

164. Spring S., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.-H., Schüler D., Poralla K., Petersen N. Phylogenese Analysis of Uncultured Magnetotactic Bacteria from the Alpha-Subclass of Proteobacteria // Systematic and applied microbiology. 1995. T. 17. № 4. — C. 501-508.

165. Spring S., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.H., van Gemerden H., Petersen N. Dominating role of an unusual magnetotactic bacterium in the microaerobic zone of a freshwater sediment // Appl Environ Microbiol. 1993. T. 59. № 8. — C. 2397-403.

166. Spring S., Lins U., Amann R., Schleifer K.H., Ferreira L.C., Esquivel D.M., Farina M. Phylogenetic affiliation and ultrastructure of uncultured magnetic bacteria with unusually large magnetosomes // Arch Microbiol. 1998. T. 169. №

2. —C. 136-47.

167. Staniland S., Williams W., Telling N., Van Der Laan G., Harrison A., Ward B. Controlled cobalt doping of magnetosomes in vivo // Nat Nanotechnol. 2008. T.

3. № 3. — C. 158-62.

168. Stolz J.F., Chang S.-B.R., Kirschvink J.L. Magnetotactic bacteria and singledomain magnetite in hemipelagic sediments // 1986.

169. Studier F.W. Protein production by auto-induction in high-density shaking cultures // Protein expression and purification. 2005. T. 41. № 1. — C. 207-234.

170. Sun J., Tang T., Duan J., Xu P.X., Wang Z., Zhang Y., Wu L., Li Y. Biocompatibility of bacterial magnetosomes: acute toxicity, immunotoxicity and cytotoxicity // Nanotoxicology. 2010. T. 4. № 3. — C. 271-83.

171. Sun J.B., Duan J.H., Dai S.L., Ren J., Zhang Y.D., Tian J.S., Li Y. In vitro and in vivo antitumor effects of doxorubicin loaded with bacterial magnetosomes (DBMs) on H22 cells: the magnetic bio-nanoparticles as drug carriers // Cancer Lett. 2007. T. 258. № 1. — C. 109-17.

172. Suzuki T., Okamura Y., Calugay R.J., Takeyama H., Matsunaga T. Global gene expression analysis of iron-inducible genes in Magnetospirillum magneticum AMB-1 // J Bacteriol. 2006. T. 188. № 6. — C. 2275-9.

173. Tamura K., Peterson D., Peterson N., Stecher G., Nei M., Kumar S. MEGA5: molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary distance, and maximum parsimony methods // Molecular biology and evolution. 2011. T. 28. № 10. — C. 2731-2739.

174. Tanaka M., Okamura Y., Arakaki A., Tanaka T., Takeyama H., Matsunaga T. Origin of magnetosome membrane: proteomic analysis of magnetosome membrane and comparison with cytoplasmic membrane // Proteomics. 2006. T. 6. № 19. —C. 5234-47.

175. Tanaka T., Maruyama K., Yoda K., Nemoto E., Udagawa Y., Nakayama H., Takeyama H., Matsunaga T. Development and evaluation of an automated workstation for single nucleotide polymorphism discrimination using bacterial magnetic particles // Biosens Bioelectron. 2003. T. 19. № 4. — C. 325-30.

176. Tanaka T., Matsunaga T. Fully automated chemiluminescence immunoassay of insulin using antibody-protein A-bacterial magnetic particle complexes // Anal Chem. 2000. T. 72. № 15. — C. 3518-22.

177. Taoka A., Asada R., Sasaki H., Anzawa K., Wu L.F., Fukumori Y. Spatial localizations of Mam22 and Mam 12 in the magnetosomes of Magnetospirillum magnetotacticum // J Bacteriol. 2006. T. 188. № 11. — C. 3805-12.

178. Tashiro M., Tejero R., Zimmerman D.E., Celda B., Nilsson B., Montelione G.T. High-resolution solution NMR structure of the Z domain of staphylococcal protein A // Journal of molecular biology. 1997. T. 272. № 4. — C. 573-590.

179. Thrash J.C., Ahmadi S., Torok T., Coates J.D. Magnetospirillum bellicus sp. nov., a novel dissimilatory perchlorate-reducing alphaproteobacterium isolated from a bioelectrical reactor // Appl Environ Microbiol. 2010. T. 76. № 14. — C. 4730-7.

180. Towbin H., Staehelin T., Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1979. T. 76. № 9. — C. 43504354.

181. Towe K., Moench T. Electron-optical characterization of bacterial magnetite // Earth and Planetaiy Science Letters. 1981. T. 52. № 1. — C. 213-220.

182. Uebe R., Junge K., Henn V., Poxleitner G., Katzmann E., Plitzko J.M., Zarivach R., Kasama T., Wanner G., Posfai M., Bottger L., Matzanke B., Schuler D. The cation diffusion facilitator proteins MamB and MamM of Magnetospirillum giyphiswaldense have distinct and complex functions, and are involved in magnetite biomineralization and magnetosome membrane assembly // Mol Microbiol. 2011. T. 82. № 4. — C. 818-35.

183. Uebe R., Voigt B., Schweder T., Albrecht D., Katzmann E., Lang C., Bottger L., Matzanke B., Schuler D. Deletion of a fur-like gene affects iron homeostasis and magnetosome formation in Magnetospirillum gryphiswaldense // J Bacterid. 2010. T. 192. № 16. — C. 4192-204.

184. Ullrich S., Kube M., Schubbe S., Reinhardt R., Schuler D. A hypervariable 130-kilobase genomic region of Magnetospirillum gryphiswaldense comprises a magnetosome island which undergoes frequent rearrangements during stationary growth // J Bacteriol. 2005. T. 187. № 21. — C. 7176-84.

185. Ullrich S., Schuler D. Cre-lox-based method for generation of large deletions within the genomic magnetosome island of Magnetospirillum gryphiswaldense // Appl Environ Microbiol. 2010. T. 76. № 8. — C. 2439-44.

• « H < lli ' U I

186. Vali H., Forster 0., Amarantidis G., Petersen N. Magnetotactic bacteria and their magnetofossils in sediments // Earth and Planetary Science Letters. 1987. T. 86. №2. —C. 389-400.

187. Williams T.J., Lefevre C.T., Zhao W., Beveridge T.J., Bazylinski D.A. Magnetospira thiophila gen. nov., sp. nov., a marine magnetotactic bacterium that represents a novel lineage within the Rhodospirillaceae (Alphaproteobacteria) // Int J Syst Evol Microbiol. 2012. T. 62. № Pt 10. — C. 2443-50.

188. Xiang L., Bin W., Huali J., Wei J., Jiesheng T., Feng G., Ying L. Bacterial magnetic particles (BMPs)-PEI as a novel and efficient non-viral gene delivery system // J Gene Med. 2007. T. 9. № 8. — C. 679-90.

189. Xiang L., Wei J., Jianbo S., Guili W., Feng G., Ying L. Purified and sterilized magnetosomes from Magnetospirillum gryphiswaldense MSR-1 were not toxic to mouse fibroblasts in vitro // Lett Appl Microbiol. 2007. T. 45. № 1. — C. 75-81.

190. Yang W., Li R., Peng T., Zhang Y., Jiang W., Li Y., Li J. mamO and mamE genes are essential for magnetosome crystal biomineralization in Magnetospirillum gryphiswaldense MSR-1 // Res Microbiol. 2010. T. 161. № 8. — C. 701-5.

191. Yoshino T., Matsunaga T. Development of efficient expression system for protein display on bacterial magnetic particles // Biochem Biophys Res Commun. 2005. T. 338. № 4. — C. 1678-81.

192. Yoshino T., Matsunaga T. Efficient and stable display of functional proteins on bacterial magnetic particles using mmsl3 as a novel anchor molecule // Appl Environ Microbiol. 2006. T. 72. №1.-C. 465-71.

193. Yoza B., Arakaki A., Maruyama K., Takeyama H., Matsunaga T. Fully automated DNA extraction from blood using magnetic particles modified with a hyperbranched polyamidoamine dendrimer // Journal of bioscience and bioengineering. 2003. T. 95. № 1. — C. 21-26.

194. Yoza B., Arakaki A., Matsunaga T. DNA extraction using bacterial magnetic particles modified with hyperbranched polyamidoamine dendrimer // J Biotechnol. 2003. T. 101. № 3. — C. 219-28.

195. Yoza B., Matsumoto M., Matsunaga T. DNA extraction using modified bacterial magnetic particles in the presence of amino silane compound // Journal of biotechnology. 2002. T. 94. № 3. — C. 217-224.

196. Zhao M., Liang C., Li A., Chang J., Wang H., Yan R., Zhang J., Tai J. Magnetic paclitaxel nanoparticles inhibit glioma growth and improve the survival of rats bearing glioma xenografts // Anticancer research. 2010. T. 30. № 6. — C. 22172223.