Молекулярные и цитогенетические эффекты в клетках системы крови млекопитающих при длительном воздействии низкоинтенсивного ионизирующего излучения и тяжелых металлов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.01, доктор биологических наук Осипов, Андреян Николаевич

• Осипов, Андреян Николаевич
• доктор биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации доктор биологических наук Осипов, Андреян Николаевич

ВВЕДЕНИЕ.

1. Обзор литературы.

1.1. Биологические эффекты воздействия ионизирующего излучения в малых дозах

1.2. Роль повреждений ДНК в развитии биологических эффектов воздействия ионизирующего излучения в малых дозах.

2. Материалы и методы исследований, использованные в работе.

3. Результаты исследований и их обсуждение.

3.1. Молекулярные и клеточные эффекты в клетках селезенки мышей при длительном воздействии низкоинтенсивного у-излучения.

3.1.1. Изменение уровня однонитевых разрывов ДНК в клетках селезенки.

3.1.2. ДНК-белковые сшивки в клетках селезенки мышей, подвергавшихся длительному воздействию низкоинтенсивного у-излучения.

3.1.3. Изменение антиоксидантного статуса клеток селезенки мышей при длительном воздействии низкоинтенсивного у-излучения.

3.1.4. Масса селезенки и число выделяемых из нее клеток у мышей, подвергавшихся длительному воздействию низкоинтенсивного у-излучения.

Р 3.2. Цитогенетические эффекты в клетках системы крови мышей при длительном воздействии низкоинтенсивного у-излучения.

3.3. Биологическая эффективность острого и хронического облучения в малых дозах.

3.4. Влияние длительного воздействия ионов тяжелых металлов и у-излучения в малых дозах на генетические структуры клеток системы крови мышей.

3.5. Влияние длительного воздействия гамма-излучения и стабильных изотопов цезия и стронция в малых дозах на генетические структуры клеток системы крови мышей.

3.6. Молекулярные и цитогенетические эффекты у потомков мышей, подвергавшихся длительному воздействию низкоинтенсивного у- излучения.

3.7. Радиобиологические эффекты в популяциях мелких млекопитающих, обитающих в местах захоронения радиоактивных отходов.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярные и цитогенетические эффекты в клетках системы крови млекопитающих при длительном воздействии низкоинтенсивного ионизирующего излучения и тяжелых металлов»

Актуальность проблемы. Все живые организмы на земле постоянно подвергаются воздействию ионизирующего излучения (ИИ) от естественных источников ИИ. Однако, в результате загрязнения окружающей среды техногенными радионуклидами (атомные взрывы, аварии на атомных станциях, неконтролируемый сброс радиоактивных отходов) человек и биота нередко подвергаются воздействию ионизирующего излучения большей интенсивности, чем это обычно встречается в природе.

В отличие от воздействия ИИ в больших дозах, которые могут вызывать существенные клинические нарушения, лучевую болезнь и гибель организма, ИИ в малых дозах не всегда вызывает заметные морфо-функциональные изменения у живых организмов. Как показывает анализ данных литературы (Бурлакова и др., 1996; Calabrese and Baldwin, 2000; Пелевина и др., 2003; Mothersill and Seymour, 2003), ИИ в малых дозах индуцируют комплекс цитогенетических, биохимических и биофизических изменений в клетках организма животных и человека. Однако до сих ведутся споры как о механизмах наблюдаемых эффектов, так и о степени риска облучения в малых дозах для человека и биоты, причем выводы об опасности хронического облучения делаются, в основном, на основании эпидемиологических и биомониторинговых исследований, что не совсем корректно в связи с трудностью оценки как доз облучения, так и вклада многочисленных сопутствующих факторов. Данные экспериментальных исследований биологических эффектов хронического воздействия ИИ в малых дозах единичны, что связано с большими затратами на проведение таких экспериментов.

Проблема хронического действия ИИ в малых дозах на живые организмы приобретает особую значимость в связи с возможностью сочетанного действия различных факторов окружающей среды, в частности, ИИ и тяжелых металлов. Предполагают, что чем более длительным и менее интенсивным становится облучение организма, тем большее значение приобретают сопутствующие влияния неблагоприятных факторов (Петин и др., 1997,1998).

В связи с вышеизложенным, нам представляется весьма актуальным изучение влияния хронического воздействия ИИ и тяжелых металлов на генетические структуры клеток мышей в тех дозах и интенсивностях воздействия, которые реально существуют на загрязненных территориях. Выбор клеток системы крови в качестве объекта исследований был обусловлен их высокой чувствительностью к воздействию повреждающих агентов и значимостью для функционирования организма в целом.

Цель и задачи исследования. Цель настоящей работы состояла в исследовании влияния длительного воздействия низкоинтенсивного ионизирующего излучения и тяжелых металлов на состояние структуры

ДНК и уровень цитогенетических повреждений в клетках системы крови мелких грызунов.

Исходя из этого, были поставлены следующие задачи исследования:

1. Изучить динамику изменения уровня однонитевых разрывов ДНК и ДНК-белковых сшивок в клетках селезенки мышей при длительном воздействии низкоинтенсивного у-излучения;

2. Оценить цитогенетическую эффективность хронического воздействия низкоинтенсивного у-излучения;

3. Провести сравнительный анализ дозовых кривых индукции однонитевых разрывов ДНК и цитогенетических нарушений при остром и хроническом облучении в малых дозах;

4. Исследовать модифицирующее воздействие ионов тяжелых металлов (свинец, кадмий, стабильные изотопы стронция и цезия) на молекулярные и цитогенетические эффекты хронического низкоинтенсивного облучения у мышей;

5. Изучить молекулярные и цитогенетические эффекты в клетках крови мышей и полевок из природных популяций, обитающих на территориях загрязненных радионуклидами.

Положения, выносимые на защиту:

1. Зависимости доза-эффект изученных молекулярных и цитогенетических показателей от времени воздействия (дозы) низкоинтенсивного ионизирующего излучения и/или тяжелых металлов в малых дозах являются нелинейными.

2. Длительное постоянное воздействие ионизирующего излучения и/или тяжелых металлов вызывает молекулярные и цитологические изменения в клетках системы крови мышей, носящие адаптационный характер.

3. Биологическая эффективность хронического облучения с мощностью дозы примерно на 3 порядка превышающего природный радиационный фон ниже, чем эффективность острого облучения в тех же дозах.

Научная новизна. Впервые исследовано влияние длительного воздействия низкоинтенсивного у-излучения и ионов тяжелых металлов (свинец, кадмий) на уровень ДНК-белковых сшивок в клетках селезенки и тимуса мышей.

Впервые выполнены комплексные исследования влияния хронического воздействия низкоинтенсивного у-излучения, а также стабильных изотопов стронция и цезия на состояние структуры ДНК, уровень клеточной гибели, антиоксидантную активность и частоту цитогенетических нарушений в клетках системы крови мышей.

Впервые проведено сравнительное исследование дозовых зависимостей количества однонитевых разрывов ДНК в клетках селезенки и частоты полихроматофильных эритроцитов костного мозга с микроядрами у мышей, подвергавшихся острому и хроническому низкоинтенсивному облучению.

Впервые проведено изучение уровней ДНК-белковых сшивок в лейкоцитах крови и клетках селезенки мелких млекопитающих, обитающих на территории загрязненной радионуклидами.

Научно-практическая ценность работы. Полученные экспериментальные данные являются одними из первых результатов исследований хронического воздействия низкоинтенсивного ионизирующего излучения и солей тяжелых металлов на генетические структуры клеток животных. Полученные результаты позволяют глубже понять механизмы биологического действия ИИ в малых дозах и оценить степень реальной опасности хронического низкоинтенсивного облучения.

Результаты диссертационной работы используются при проведении радиобиологического мониторинга и оценке экологического состояния Сергиево-Посадского технологического комплекса по переработке радиоактивных отходов ГУП Мое НПО «Радон».

Личный вклад диссертанта. Представленная работа является частью плановых исследований проведенных в 1996-2003 гг лабораторией биологической оценки экологических техногенных аномалий ГУП МосНПО «Радон» с личным вкладом диссертанта в получение представленных в работе экспериментальных данных не менее 70-80 %. Автор самостоятельно осуществлял постановку и проведение экспериментальных исследований, первичную обработку и анализ полученных данных, формулировал положения и выводы работы.

В работе частично использованы материалы совместных исследований цитогенетических нарушений в клетках мышей, полученные совместно с сотрудниками института общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН (проф., д.б.н. В.А. Шевченко, проф., д.б.н. М.Д. Померанцева и к.б.н. JI.K. Рамайя) и института экспериментальной и теоретической биофизики РАН (к.б.н. С.И. Заичкина, к.б.н. О.М. Розанова, к.б.н. Д.Ю. Клоков, к.б.н. Г.Ф. Аптикаева и к.б.н. А.Х. Ахмадиева).

Апробация работы. Основные положения диссертации докладывались и обсуждались на Ш-м и IV-м съездах по радиационным исследованиям (Москва, 1997, 2001); П-м съезде биофизиков России (Москва, 1999); П-м и Ш-м съездах Вавиловского общества генетиков и селекционеров России (Санкт-Петербург, 2000, Москва, 2004); Международном симпозиуме «Хроническое радиационное воздействие: возможности биологической индикации» (Челябинск, 2000); the 8-th International Symposium on Radiation Physics (Prague, Czech Republic, 2000); Международной научной конференции «Современные проблемы радиобиологии, радиоэкологии и эволюции» (Дубна, 2000); Международной конференции «Проблемы радиационной генетики на рубеже веков» (Москва, 2000); the First International Congress of the SARS «Radiobiology 2000» (Stellenbosch, South Africa, 2000); Международной конференции БИОРАД-2001 (Сыктывкар, 2001); the 2-nd WONUC International Conference «The effects of low and very low doses of ionizing radiation on human health» (Dublin, Ireland, 2001); XI-m

Международном симпозиуме по биоиндикаторам (Сыктывкар, 2001); the 8th International Conference on Environmental Mutagens (Shizuoka, Japan, 2001); the NATO ARW «Ecological standardization and equidosimetry for radioecology and environmental ecology» (Kyiv, Ukraine, 2002); the 7-th International symposium «Metal Ions in Biology and Medicine» (Saint Petersburg, Russia, 2002); Международной конференции «Генетические последствия чрезвычайных радиационных ситуаций» (Москва, 2002); 1-st and 2-nd International conferences «Non-linear dose-response relationships in biology, toxicology and medicine» (University of Massachusetts, Amherst, MA, USA, 2002, 2003); III-м Международном симпозиуме «Механизмы действия сверхмалых доз» (Москва, 2002); the IV-th International Meeting "PAEMS 2003" (Cairo, Egypt, 2003); the NKS conference on Radioactive Contamination in Urban Areas (Roskilde, Denmark, 2003), the 3-rd Congress on Radiation Research (Kiev, Ukraine, 2003); COSPAR Colloquium (Second International Workshop) Radiation Safety for Manned mission to Mars (Dubna, Russia, 2003); Международной конференции «Радиационная безопасность территорий. Радиоэкология города» (Москва, 2003); the International Workshop on Radiation Health Effects at Low Doses or Low Dose Rates (Neuherberg, Germany, 2004).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 78 печатных работ, в том числе 15 статей в рецензируемых журналах.

Структура работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследований, использованных в работе, 7 глав результатов исследований и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы.

Заключение диссертации по теме «Радиобиология», Осипов, Андреян Николаевич

выводы

1. Показано, что ответ клеток селезенки мышей на хроническое воздействие гамма-излучения с мощностью дозы 0,17 сГр/сутки реализуется в два этапа в зависимости от накопленной дозы. В начальный период облучения (6,8-13,6 сГр) происходит снижение антиоксидантного статуса клеток селезенки и увеличение количества ДНК-белковых сшивок (6,8 сГр). В более поздний период облучения (120-365 суток, 20,4-62,1 сГр) отмечается увеличение количества однонитевых разрывов ДНК, повышение уровня клеточной гибели и одновременно увеличение резистентности клеток к дополнительному повреждающему воздействию перекиси водорода.

2. Установлено, что хроническое воздействие гамма-излучения с мощностью дозы 0,17 сГр/сутки приводит к увеличению частоты полихроматофильных эритроцитов костного мозга с микроядрами у мышей только при облучении в дозе 62,1 сГр (365 суток).

3. Показано, что в дозовом диапазоне 35,7-62,1 сГр биологическая эффективность хронического воздействия гамма-излучения с мощностью дозы 0,17 сГр/сутки, по параметрам индукции однонитевых разрывов ДНК в клетках селезенки мышей и микроядер в полихроматофильных эритроцитах костного мозга, ниже эффективности острого облучения в 3-4 раза.

4. Продемонстрировано, что сочетанное действие хронического облучения и ионов тяжелых металлов (свинец, кадмий, цезий и стронций) в изученных дозах и интенсивностях воздействия не приводит к синергизму или аддитивному эффекту по всем изученным показателям.

5. Обнаружено, что поступление с питьевой водой раствора хлорида цезия (10-20 мг/кг) в течение 270 суток вызывает увеличение количества однонитевых разрывов ДНК и уровня клеточной гибели в клетках селезенки мышей.

6. Показано, что первое поколение мышей от самцов подвергавшихся хроническому облучению характеризуется более высокой устойчивостью к острому облучению в дозе 1,5 Гр по показателю индукции микроядер в полихроматофильных эритроцитах костного мозга. Клетки селезенки потомков облученных животных отличаются большей устойчивостью к перекиси водорода по сравнению с контролем.

7. В результате многолетних исследований мелких млекопитающих, обитающих на территории технологического комплекса ГУП МосНПО «Радон», было показано, что клетки селезенки и лейкоциты периферической крови животных, обитающих на территориях загрязненных радионуклидами, характеризуются более высоким уровнем сшивок ДНК-белок и большей устойчивостью к воздействию перекиси водорода по сравнению с клетками контрольных животных.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Результаты экспериментов по изучению молекулярных и клеточных эффектов в клетках селезенки мышей линии CBA/lac, подвергавшихся в течение длительного времени воздействию постоянного низкоинтенсивного у-излучения показали, что изменение уровня ОР ДНК, количества ДБС, доли погибших клеток и чувствительности клеток селезенки к воздействию перекиси водорода, от времени (дозы) воздействия является нелинейным. В ранние сроки облучения (40 суток) отмечалось увеличение количества ДБС и повышение чувствительности клеток селезенки облученных мышей к перекиси водорода. Продолжение облучения животных, приводит к увеличению уровня однонитевых разрывов ДНК в клетках селезенки мышей на 120-365-е сутки (20,4-62,1 сГр), повышению уровня клеточной гибели, и одновременно, снижению чувствительности клеток селезенки к воздействию перекиси водорода. В диапазоне доз от 20,4 до 62,1 сГр, уровень ОР ДНК в клетках селезенки мышей, подвергавшихся хроническому радиационному воздействию, примерно одинаков и соответствует эффекту острого воздействия у-излучения в дозе -10 сГр. По всей видимости, увеличение уровня разрывов ДНК вызвано увеличением метаболической продукции свободных радикалов, что в свою очередь приводит к активизации процессов репарации ДНК и элиминации поврежденных клеток. Как результат наблюдается баланс между реализацией повреждений и их элиминацией (уровень ОР ДНК не изменяется).

Данные, полученные с помощью микроядерного теста на этих же животных, свидетельствуют, что цитогенетический эффект хронического низкоинтенсивного у-излучения зависит от возраста животных, уровня пролиферативной активности клеток и степени их дифференцировки. Так, к концу эксперимента было отмечено достоверное увеличение частоты полихроматофильных эритроцитов костного мозга с МЯ, однако, частота эритроцитов периферической крови с МЯ, напротив, не изменялась. Достоверное увеличение частоты ПХЭ с МЯ отмечалось при хроническом облучении в дозе облучения на порядок большей, чем для острого облучения. На основании полученных результатов мы можем сделать предположение, что цитогенетическая эффективность хронического воздействия у-излучения с мощностью дозы 0,17 сГр/сутки меньше, чем эффективность острого облучения.

Результаты исследований генетических эффектов сочетанного воздействия хронического низкоинтенсивного у-излучения и тяжелых металлов свидетельствуют о том, что изученные агенты в данных дозах и интенсивностях не вызывают синергического или аддитивного эффекта взаимодействия. Скорее можно предполагать индукцию адаптивного ответа.

Результаты эксперимента по изучению потомства мышей от хронически облученных самцов свидетельствуют, что у потомков облученных мышей отмечалось некоторое увеличение резистентности клеток селезенки к воздействию перекиси водорода и снижению чувствительности клеток костного мозга к воздействию дополнительного облучения.

Результаты исследований состояния генетических структур мелких грызунов (мыши и полевки), отловленных на территориях зоны строго режима (ЗСР) и санитарно-защитной зоны Сергиево-Посадского (Загорского) технологического комплекса ГУЛ МосНПО «Радон», показали, что у животных, обитающих на загрязненных территориях отмечается, увеличение уровня ДНК-белковых сшивок и тенденция к уменьшению количества ОР ДНК в клетках селезенки и лейкоцитах периферической крови. Зарегистрированные изменения носят, по всей видимости, адаптационный характер.

Вероятно, те дозовые нагрузки, которые получают мыши и полевки на территории ЗСР технологического комплекса ГУЛ МосНПО «Радон» не вызывают значимых генетических нарушений, определяемых используемыми методами. Так, по нашим расчетам, средние суммарные поглощенные дозы, полученные животными на территории ЗСР на момент отлова (-2-6 месяцев) с учетом внутреннего облучения, колебались в пределах от 0,1 до 5 сГр, то есть, мощность дозы облучения животных не превышает 8,8 сГр/год, что в 7 раз меньше, чем в наших экспериментальных исследованиях.

На момент начала исследований в зоне строгого режима Сергиево-Посадского (Загорского) технологического комплекса, со времени установления радиоактивного загрязнения почвы и растений за счет миграции радионуклидов из мест захоронения, обитало 70-80-е поколение мышевидных грызунов. Возможно, что мы имеем дело с радиорезистентными популяциями животных. В пользу этого предположения говорит факт увеличения резистентности клеток селезенки животных, обитающих на загрязненных территориях, к воздействию перекиси водорода.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Осипов, Андреян Николаевич, 2004 год

1. Баева Е.В., Соколенко В.Л. Экспрессия Т-клеточных поверхностных маркеров лимфоцитами лиц, подвергшихся воздействию малых доз радиации. // Иммунология. 1998. №3. С. 56-59.

2. Барабой В. А. Чернобыль: десять лет спустя. Медицинские последствия радиационных катастроф. / Под ред. Д.М. Гродзинского. Киев, 1996. 185с.

3. Бурлакова Е.Б, Биологические эффекты действия малых доз ионизирующего излучения на клеточные мембраны: Лекции школы по радиационной биологии в «Галактике» / Под ред. Саенко А.С. Обнинск. 2003. С.40-53.

4. Бурлакова Е. Б., Голощапов А. Н., Жижина Г. П., Конрадов А. А. Новые аспекты закономерностей действия низкоинтенсивного облучения в малых дозах // Радиационная биология. Радиоэкология. 1999. Т.39. № 1. С.26-34.

5. Бурлакова Е.Б. и др. Особенности биологического действия малых доз облучения // Радиационная биология, радиоэкология. 1996. Т.36. №4. С. 610-631.

6. Бурлакова Е.Б. Эффект сверхмалых доз. // Вестник РАН. 1994. Т. 64. № 5. С. 425-431.

7. Василенко И.Я. Комбинированные радиационные поражения// Радиац. Биол. Радиоэкол., 1996. Т.36. .Вып.2. С.270 -277.

8. Васильев А.Г., Боев В.М., Гилева Э.А. Отдаленные эколого-генетические последствия радиационных инцидентов: Тоцкий ядерный взрыв (Оренбургская область, 1954 г.) / Екатеринбург. 2000. 288 с.

9. Верховская И.Н., Маслов В.И., Маслова К.И.Действие малых доз радиации и инкорпорированных естественно-радиоактивных элементов на сперматогенез полевок-экономок в природных условиях условиях//Радиобиология. 1965. Т.5. С. 720 729.

10. Ю.Гераськин С.А. Концепция биологического действия малых доз ионизирующего излучения на клетки // Радиац. Биол. Радиоэколог., 1995. Т.35. Вып.5. С.571-580

11. П.Евсеева Т.И., Гераськин С. А. Сочетанное действие факторов радиационной и нерадиационной природы на традесканцию. Екатеринбург. 2001. 154с.

12. Жестяников В.Д. Репарация ДНК и ее биологическое значение. Д., 1979. 285 с.

13. Жижина Г.П., Скалацкая С.И., Бурлакова Е.Б. Влияние малых доз ионизирующей радиации на ДНК селезенки при облучении мышей // Радиационная биология, радиоэкология. 1994. Т.34. №6. С. 759-762.

14. Ильин Б.Н., Борисова В.В., Ветух В.А. Отдаленные биологические эффекты комбинированного действия радионуклидов различной тропности. М.: Энергоатомиздат, 1991. С.116-128.

15. Кеирим-Маркус И.Б. Особенности лучевого канцерогенеза у человека при малых дозах и малой мощности дозы// Радиац. Биол. Радиоэкол., 1998 . Т.38. Вып.5. С.672-683

16. Кудрицкий Ю.К. Особенности влияния малых уровней ионизирующего излучения на организм человека и животных// Материалы пленума совета АН СССР по проблемам радиобиологии. 1975. №19. С. 3 6

17. Кузин A.M. Возможные механизмы участия природного радиационного фона (ПРФ) в стимуляции деления клеток. // Радиац. Биология. Радиоэкол., 1994. Т. 34. Вып. 2. С. 398-400.

18. Кузин A.M. О различии ведущих молекулярных механизмов при действии радиации на организм в больших и малых дозах. // Изв. АН СССР. Сер. Биол. 1980. № 6. С. 883-890.

19. Кузин A.M. Природный радиоактивный фон и его значение для биосферы Земли. М.: Наука, 1991. 117с.

20. Маленченко А.Ф. Биологические эффекты при сочетанном воздействии радиационно-химических факторов // Изв. АН БССР. Сер. Физико-энергетических наук 1991. №4. С. 30 -38.

21. Маслов В.И. О проведении комплексного радиоэкологического исследований в биогеоценозах с повышенной радиоактивностью. // Радиоэкологические исследования в природных биогеоценозах. М., 1972. С. 9-21.

22. Обухов А.И., Плеханов И.О. Атомно-абсорбционный анализ в почвенно- биологических исследованиях. М.: МГУ. 1991. 195 с.

23. Осипов А.Н., Сыпин В.Д., Коломийцева Г.Я., Польский О.Г., Ильинов А.Н. ДНК-белковые сшивки в лейкоцитах мышей, индуцированные действием Zn, Cd и Pb. // Биохимия. 1997. Т. 62. Вып. 6. С. 796-799.

24. Пелевина И. И., Алещенко А. В., Антощина М. М., Готлиб В. Я., Кудряшова О. В., Семенова Л. П., Серебряный А. М. Реакция популяции клеток на облучение в малых дозах // Радиационная биология. Радиоэкология. 2003. Т. 43. N 2. С. 161-166

25. Пелевина И.И., Акифьев Г.Г. Алещенко А.В. и др., Радиационно-индуцированный адаптивный ответ у детей и эффект внешних и внутренних факторов. // Радиац. Биология. Радиоэкол., 1999. Т. 39. Вып. 1. С. 106-112.

26. Петин В. Г., Жураковская А. Г., Пантюхина А. Г., Рассохина А. В. Малые дозы и проблемы синергического взаимодействия факторов окружающей среды // Радиационная биология. Радиоэкология. 1999 Т.39. №1. С. 113-126.

27. Петин В.Г., Комаров В. П. Количественное описание модификаций радиочувствительности. . М.,.1989. 192 с.

28. Петин В.Г., Рябченко Н.И., Суринов Б.П. Концепция синергизма в радиобиологии// Радиац. биол. Радиоэкол., 1997. Т.37. Вып.4. С.482-487.

29. Петин В.Г., Сынзыныс Б.И. Комбинированное воздействие факторов окружающей среды на биологические системы. Обнинск, 1998. 74 с.

30. Последствия Чернобыльской катастрофы: Здоровье человека/ Под ред. Е.Б. Бурлаковой. М.,1996. 289 с.

31. Ракин А.О. Сочетанное действие гамма-излучения и тория на генеративные клетки самцов мышей СВА// Сочетанное действие факторов радиационной и нерадиационной природы на растительные и животные организмы. Сыктывкар. 2000. С.45-53.

32. Розанов Б.Г. Основы учения об окружающей среде. М.: Прогресс, 1984.-372 с.

33. Скулачев В.П. Кислород в живой клетке: добро и зло // Сорос, образ, журнал. 1996. No 3. С. 4-10.

34. Сойфер В.Н. Репарация генетических повреждений // Сорос, образ, журнал. 1997. № 8. С. 4-13.

35. Спитковский Д. М. Концепция действия малых доз ионизирующих излучений на клетки и ее возможное приложение к трактовке медико-биологических последствий аварии на ЧАЭС // Радиационная биология. Радиоэкология. 1992. . Т. 32. .Вып. 3. . С. 199 209.

36. Тарасов В. А. Молекулярные механизмы репарации и мутагенеза. М., Наука. 1982. стр. 11-19.

37. Туликова Н.В. Изучение размножения и возрастного состава популяции мелких млекопитающих. // Методы изучения природных очагов болезни человека. М.: Медицина. 1964. С. 154-191.

38. Хавезов И., Цадев Д. Атомно-абсорбционный анализ. М.: Химия. 1983. 286 с.

39. Цыб А.Ф. Медицинские последствия аварии на Чернобыльской АЭС. // Медицинская радиология и радиационная безопасность. 1998. Т. 43. №1. С. 18-23.

40. Эйдус JI.X. О механизме инициации эффектов малых доз // Радиац. биол. Радиоэкол., 1996. № 1 . С.5-11.

41. Эйдус JI.X. Мембранный механизм биологического действия малых доз. Новый взгляд на проблему. М., 2001. 82 с.

42. Яблоков А.В., Остроумов С.А. Уровни охраны живой природы. М.: Наука, 1985. 175 с.

43. Ядерные испытания СССР. Новоземельский полигон: обеспечение общей и радиационной безопасности ядерных испытаний / Колл. авторов. М., 2000. С.346-393.

44. Aas PA, Otterlei М, Falnes РО, Vagbo СВ, Skorpen F, Akbari М, Sundheim О, Bjoras М, Slupphaug G, Seeberg E, Krokan HE. Human and bacterial oxidative demethylases repair alkylation damage in both RNA and DNA. // Nature. 2003. Feb 20;421(6925):859-63.

45. Ahnstrom G, Bryant PE. DNA double-strand breaks generated by the repair of X-ray damage in Chinese hamster cells. // Int J Radiat Bio. 1982. V.41(6). P.671-676.

46. Anantharaman V, Koonin EV, Aravind L. Regulatory potential, phyletic distribution and evolution of ancient, intracellular small-molecule-binding domains. // J. Mol. Biol. 2001. 307:1271-1292.

47. Ariza M.E., Williams M.V. Mutagenesis of AS52 Cells by Low Concentrations of Lead (II) and Mercury (II). // Enviromental and Molecular Mutagenesis. 1996. V. 27. P. 30-33.

48. Armbrecht HJ, Boltz MA, Christakos S. Capacity of 1,25-Dihydroxyvitamin D to stimulate expression of calbindin D changes with age in the rat. // Arch Biochem Biophys. 1998. 352(2):159-164.

49. Azzam, E. I., de Toledo, S. M., Gooding, T. and Little, J. В. Intercellular communication is involved in the bystander regulation of gene expression in human cells exposed to very low fluences of alpha particles. // Radiat Res, 1998. 150:5,497-504.

50. Balasubramaniam, U., and N.L. Oleinick. Preferential crosslinking of matrix-attachment region (MAR)-containing DNA fragments to the isolated nuclear matrix by ionizing radiation. // Biochemistry. 1995.34:12790-12802.

51. Barber R, Plumb MA, Boulton E, Roux I, Dubrova YE. Elevated mutation rates in the germ line of first- and second-generation offspring of irradiated male mice. // Proc Natl Acad Sci USA. 2002 May 14;99(10):6877-82.

52. Barcellos-Hoff M.H. and Brooks A.L. Extracellular signaling through the microenvironment: a hypothesis relating carcinogenesis, bystander effects, and genomic instability. // Radiat. Res. 2001 156: 618-627.

53. Barquinero J.F., Barrios L., Caballin M.R., Miro R., Ribas M., Subias A. and Egozcue J. Occupational exposure to radiation induces an adaptive response in human lymphocytes // Int. J. Radiat. Biol. 1995. 67:187-191.

54. Весктап, K.B., and B.N. Ames. Oxidative decay of DNA. // Journal of Biological Chemistry. 1997.272:19633-19636.

55. Belyakov OV, Folkard M, Mothersill C, Prise KM, Michael BD. Bystander-induced apoptosis and premature differentiation in primary urothelial explants after charged particle microbeam irradiation. // Radiat Prot Dosimetry. 2002. 99(l-4):249-251.

56. Berdal, K.G., Johanensen and E. Seeberg. Release of normal bases from intact DNA by a native DNA repair enzyme. // EMBO J. 1998; 17: 363-367.

57. Bessho T. Induction of DNA replication-mediated double strand breaks by psoralen DNA interstrand cross-links. // J. Biol. Chem. 2003. Feb 14;278(7):5250-4.

58. Biaglow J.E., Varnes M.E., Tuttle S.W. et al. The effect of L-buthionine sulfoximine on the aerobic radiation respose of A549 human lung carcinoma cells. // Int. J. Radiat. One. Biol. Phys. 1986. V. 12. P. 1139-1143.

59. Billen D. Spontaneous DNA Damage and Its Significance for the "Negligible Dose" Controversy in Radiation Protection // Radiat. Res. 1990. V. 124. P. 242-245.

60. Bosi A., and Olivieri G. Variability of the adaptive response to ionizing radiation in humans. // Mutat. Res., 1989. 211, 13-17,

61. Bresler S.E., Noskin L.A., Suslov A.V. Induction by gamma irradiation of double-strand breaks of Escherichia coli chromosomes and their role in cell lethality. // Biophys J. 1984 Apr;45(4):749-54.

62. Brewer K. The High pH Therapy for Cancer, Tests on Mice and Humans // Pharmacology Biochemistry & Behavior. 1984. V. 21, Suppl. 1. P. 1-5.

63. Bruce M., Radiation hormesis after 85 years. // Health Physics Society Newsletter. 1987.

64. Bunch, R.T., D.A. Gewirtz, and L.R. Povirk. A combined alkaline unwinding/Southern blotting assay for measuring low levels of cellular DNA breakage within specific genomic regions. // Oncology Research. 1992. 3:715.

65. Burlakova EB, Krashakov SA, Khrapova NG. The role of tocopherols in biomembrane lipid peroxidation. // Membr Cell Biol. 1998. 12(2): 173-211. Review.

66. Cai L. Research on the Adaptive Response Induced by Low-Dose Radiation: Where have we been and where should we go? // BELLE Newsletter 1999. Vol. 7. No. 3. P. 5-9.

67. Cai L.and.Liu S.Z. Induction of cytogenetic adaptive response of somatic and germ cells in vivo and in vitro by low dose X-irradiation // Int. J. Radiat. Biol., 1990. 58, 187-194.

68. Calabrese EJ and Baldwin LA. Radiation hormesis: its historical foundations as a biological hypothesis. // Hum. Exp. Toxicol. 2000. 19:41-75.

69. Calabrese EJ, Baldwin LA, Holland CD. Hormesis: a highly generalizable and reproducible phenomenon with important implications for risk assessment. // Risk Anal. 1999 Apr;19(2):261-81.

70. Cardenas M.E., Gasser S.M. Regulation of topoisomerase II by phosphorylation: a role for casein kinase II. // J. Cell Sci. 1993. V. 104. P. 219-225.

71. Cesarone C.F., Bolognesi C., Santi L. Improved microfluorometric DNA determination in biological material using 33258 Hoechst. // Anal. Biochem. 1979. V. 100. P. 188-197.

72. Chaudhry, M.A., and M. Weinfeld. The action of Escherichia coli endonuclease III on multiply damaged sites in DNA. // Journal Molecular Biology. 1995.249:914-922.

73. Chin, S.M., L.Y. Xue, L.R. Friedman, and N.L. Oleinick. 1995. Differential dependence on chromatin structure for copper and iron ion induction of DNA double-strand breaks. //Biochemistry. 1995. 34:2653-2661.

74. Chiu S. M., Oleinick N. L., Friedman L. R., Stambrook P. J. Hypersensitivity of DNA in transcriptionally active chromatin to ionizing radiation. // Biochim Biophys Acta. 1982. V. 699(1). P. 15-21.

75. Chiu S.M., Friedman L.R., Sokany N.M., Xue L.Y. Nuclear matrix proteins are crosslinked to transcriptionally active gene sequences by ionizing radiation. //Radiat. Res. 1986a. V.107. P. 24-28.

76. Chiu S.-M., Socany N.M., Friedman L. R., Oleinick N.L. Differential processing of ultraviolet or ionizing radiation-induced DNA-protein crosslinks in Chinese hamster cells. // Int. J. Radiat. Biol. 1984. V. 46. P. 681-690.

77. Chiu, S.M., L.Y. Xue, L.R. Friedman, andN.L. Oleinick. 1993. Copper-ion-mediated sensitization of nuclear matrix attachment sites to ionizing radiation. //Biochemistry 1993. 32:6214-6219.

78. Chiu, S.M., L.Y. Xue, L.R. Friedman, and N.L. Oleinick. Chromatin compaction and the efficiency of formation of DNA-protein crosslinks in y-irradiated mammalian cells.//Radiation Research. 1992. 129:184-191.

79. Collins A.R., Ma A.G., Duthie S.J. The kinetics of repair of oxidative DNA damage (strand breaks and oxidised pyrimidine dimers in human cells). // Mutat. Res. 1995. V. 336(1). P. 69-77.

80. Coogan T.P., Bare R.M., Waalkes M.P. Cadmium-induced DNA strand damage in cultured liver cells: reduction in cadmium genetoxicity following zinc-pretreatment. // Toxicol. Appl. Pharmacol. 1992. V. 113. № 2. P. 227233.

81. Cortes F, Dominguez I, Mateos S, Pinero J, Mateos JC. Evidence for an adaptive response to radiation damage in plant cells conditioned with X-rays or incorporated tritium. // Int J Radiat Biol, 1990;57(3):537-41

82. Costa M., Zhitcovich A., Toniolo P. DNA-Protein Cross-Links in Welders: Molecular Implications // Cancer Res. 1993. V. 53. №1. P.460-463.

83. Courtade M, Caratero A, Jozan S, Pipy В and Caratero C. Influence of continuous, very low-dose gamma-irradiation on the mouse immune system. // Int J Radiat Biol. 2001. 77:587-592.

84. Cummins, R. J., Mothersill, C., Seymour, С. В., Johns, H. and Joiner, M. C. The effect of microcolony size, at time of irradiation, on colony forming ability. // Int J Radiat Biol. 1999. 75:2, 225-32.

85. Daniels DS, Tainer JA. Conserved structural motifs governing the stoichiometric repair of alkylated DNA by 0(6)-alkylguanine-DNA alkyltransferase. //Mutat Res. 2000. Aug 30;460(3-4):151-63. Review.

86. Demple, В., and L. Harrison. Repair of oxidative damage to DNA: Enzymology and biology. // Annual Reviews of Biochemistry 1994. 63:915948.

87. Dianov G, Price A, Lindahl T. Generation of single-nucleotide repair patches following excision of uracil residues from DNA. // Mol Cell Biol. 1992. Apr;12(4):1605-12.

88. Dizdaroglu M., M.L. Dirksen, H. Jiang, and J.H. Robbins. Ionizing-radiation-induced damage in the DNA of cultured human cells. Identification of 8, 5-cyclo-2-deoxyguanosine. // Biochemistry Journal. 1987. 241: 929932.

89. Dizdaroglu, M. Oxidative damage to DNA in mammalian chromatin. // Mutation Research. 1992. 275:331-342.

90. Dizdaroglu, M., G. Rao, B. Halliwell, and E. Gajewski. Damage to the DNA bases in mammalian chromatin by hydrogen peroxide in the presence of ferric and cupric ions. //Archives Biochemistry Biophysics. 1991a. 285:317-324.

91. Dizdaroglu, M., Z. Nackerdien, B.-C. Chao, E. Gajewski, and G. Rao. Chemical nature of in vivo DNA base damage in hydrogen peroxide-treated mammalian cells. // Archives of Biochemistry and Biophysics. 1991b. 285:388-390.

92. Dubrova YE, Grant G, Chumak AA, Stezhka VA, Karakasian AN. Elevated minisatellite mutation rate in the post-chernobyl families from Ukraine. // Am J Hum Genet. 2002 Oct;71(4):801-809.

93. Elia, M.C., and M.O. Bradley. Influence of chromatin structure on the induction of DNA double strand breaks by ionizing radiation. // Cancer Research. 1992. 52:1580-1586.

94. Evans E, Moggs JG, Hwang JR, Egly JM, Wood RD. Mechanism of open complex and dual incision formation by human nucleotide excision repair factors. //EMBO J. 1997. 16: 6559-73

95. Farooqi, Z., Kesavan, , PC. Low-dose radiation-induced adaptive response in bone marrow cells of mice // Mutat. Res., 1993. 302, 83-89.

96. Flores M.J., Pinero J., Ortiz Т., Pastor N., Mateos J.C. and Cortes F. Both bovine and rabbit lymphocytes conditioned with hydrogen peroxide show an adaptive response to radiation damage // Mutat. Res., 1996. 372, 9-15.

97. Fornace A.J. Detection of DNA single-strand breaks produced during the repair of damage by DNA-protein crosslinking agents. // Cancer Res. 1982. V.42. P. 145-151.

98. Frieberg L., Nordberg G.F., Vouk B.V. Handbook on the Toxicology of Metals. Amsterdam: Elsevier- North-Holland Biomed. Press, 1979. 687 p.

99. Gajewski, E., G. Rao, Z. Nackerdien, and M. Dizdaroglu. Modification of DNA bases in mammalian chromatin by radiation-generated free radicals. // Biochemistry 1990. 29:7876-7882.

100. Ghosh A, Sen S, Sharma A, Talukder G. Inhibition of clastogenic effects of cesium chloride in mice in vivo by chlorophyllin. // Toxicol Lett. 1991. Jun;57(l):ll-17.

101. Ghosh A, Sharma A, Talukder G. Clastogenic effects of cesium chloride on mouse bone marrow cells in vivo. //Mutat Res. 1990. Aug;244(4):295-298.

102. Goldberg Z. and Lehnert B.E. Radiation-induced effects in unirradiated cells: A review and implications in cancer // International journal of oncology. 2002. 21: 337-349.

103. Goncharova R.I., Ryabokon N.I., Smolich I.I. Biological effects of low-dose chronic irradiation in somatic cells of small mammals. // Proc. of 9-th Annual Conference "Risk Analysis: Facing the New Millennium",

104. Rotterdam, 1999 / Ed. L.H.J. Gossens. -Delft Univesity Press. 1999. P. 710714.

105. Goodhead DT. Initial events in the cellular effects of ionizing radiation: clustered damage in DNA. // Int J Rad Biol. 1994. V. 65 P.7-17.

106. Goodhead, D.T. The initial physical damage produced by ionizing radiations. // International Journal of Radiation Biology. 1989. 56:623-634.

107. Gourabi H., and Mozdarani H. A cytokinesis-blocked micronucleus study of the radioadaptive response of lymphocytes of individuals occupationally exposed to chronic doses of radiation // Mutagenesis. 1998. 13. 475-480.

108. Hain J., Jaussi R., and Burkart W. Lack of adaptive response to low doses of ionizing radiation in human lymphocytes from five different donors. // Mutat. Res. 1992. 283. 137-144.

109. Hall EJ. The bystander effect. // Health Phys. 2003. V. 85(1). P.31-35.

110. Hanawalt P.C. Heterogeneity of DNA repair at the gene level. // Mutat. Res. 1991;247:203-211.

111. Hayata I, Wang C, Zhang W, Chen D, Minamihisamatsu M, Morishima H, Wei L, Sugahara T. Effect of high-level natural radiation on chromosomes ofresidents in southern China. // Cytogenet Genome Res. 2004. 104(l-4):237-239.

112. Hoeijmakers JH. Nucleotide excision repair. II: From yeast to mammals. // Trends Genet. 1993 Jun;9(6):211-217. Review.

113. Holley, W.R., and A. Chatterjee. Clusters of DNA damage induced by ionizing radiation: Formation of short DNA fragments. 1. Theoretical modelling.//Radiation Research. 1996. 145:188-199.

114. Holmberg K, Meijer AE, Harms-Ringdahl M, Lambert B. Chromosomal instability in human lymphocytes after low dose rate gamma-irradiation and delayed mitogen stimulation. // Int J Radiat Biol. 1998 Jan;73(l):21-34.

115. Hooker AM, Bhat M, Day TK, Lane JM, Swinburne SJ, Morley AA, Sykes PJ. The linear no-threshold model does not hold for low-dose ionizing radiation. // Radiat Res. 2004. V. 162(4). P. 447-452.

116. Ikushima Т. Radioadaptive response: characterization of a cytogenetic repair induced by low-level ionizing radiation in cultured Chinese hamster cells // Mutation Research 1989. V. 227. No 4. 241-246.

117. Ishii K.and Watanabe M. Participation of gap-junctional cell communication on the adaptive response in human cells induced by low dose of X-rays // Int. J. Radiat. Biol. 1996. 69: 291-299.

118. Jagetia GC, Ganapathi NG. Radiation-induced micronucleus formation in mouse bone marrow after low dose exposures. // Mutat Res 1994. 304(2):235-242.

119. Jayjock MA, Lewis PG. Implications of hormesis for industrial hygiene. // Hum Exp Toxicol. 2002 Jul;21(7):385-9.

120. Jeggo P.A., Taccioli G.E., and Jackson S.P. Manage a trios: double strand break repair, V(D)J recombination and DNA-PK. // Bio Assays 1995. 17:949-957.

121. Johnson R.S., Chan A., Hanlon S. Mixed conformations of deoxyribonucleic acid in intact chromatin isolated by various preparative methods. // Biochemistry. 1972. - V. 11. - № 7,- P. 4347-4358.

122. Jorgensen, T.J. and Shiloh Y. The ATM gene and the Radiobiology of ataxia telangiectasia. // International Journal of Radiation Biology. 1996. 69:527-537.

123. Kanter P.M., Shwartz H.S. A Fluorescence Enhancement Assay for Cellular DNA Damage // Molecular Pharmacology. .1982. . V. 22. . P. 145151.

124. Kellerer AM, Chmelevsky D. Concepts of microdosimetry II. Probability distributions of the microdosimetric variables.// Radiat Environ Biophys. 1975a. Oct 2;12(3):205-16.

125. Kellerer AM, Chmelevsky D. Concepts of microdosimetry. III. Mean values of the microdosimetric distributions. // Radiat Environ Biophys. 1975b. Dec 4;12(4):321-35.

126. Klungland A, Lindahl T. Second pathway for completion of human DNA base excision-repair: reconstitution with purified proteins and requirement for DNase IV (FEN1). // EMBO J. 1997. Jun 2;16(11):3341-8.

127. Kobayashi H., Sugiyama С., Morikawa Y. et al. A comparison between manual microscopic analysis and computerized image analysis in the single cell gel electrophoresis assay. // MMS Commun. 1995. V. 3. P. 103-115.

128. Kolodner RD, Putnam CD, Myung K. Maintenance of genome stability in Saccharomyces cerevisiae. // Science. 2002. 297:552-57.

129. Kropacova K., Slovinska L. and Miurova E. Cytogenetic Changes in the Liver of Progeny of Irradiated Male Rats // Journal of Radiation Research 2002.Vol. 43. No. 2. 125-133.

130. Labarca C., Paigen K. A simple, rapid, and sensitive DNA assay procedure. //Anal. Biochem. 1980. V. 102. P. 344-352.

131. Leach JK, Van Tuyle G, Lin PS, Schmidt-Ullrich R, Mikkelsen RB. Ionizing radiation-induced, mitochondria-dependent generation of reactive oxygen/nitrogen. // Cancer Res. 2001. V. 61(10). P. 3894-3901.

132. Lehmann AR. Nucleotide excision repair and the link with transcription. Trends Biochem Sci. 1995. Oct;20(10):402-5.

133. Lehnert BE, Iyer R. Exposure to low-level chemicals and ionizing radiation: reactive oxygen species and cellular pathways. // Hum Exp Toxicol. 2002. V. 21(2) P.65-69.

134. Lindahl T, Sedgwick B, Sekiguchi M, Nakabeppu Y. Regulation and expression of the adaptive response to alkylating agents. // Annu Rev Biochem. 1988;57:133-57. Review.

135. Lindahl Т. Instability and decay of the ptimery structure of DNA. // Nature 1993. 362: 709-715.

136. Little JB, Azzam EI, de Toledo SM, Nagasawa H. Bystander effects: intercellular transmission of radiation damage signals. // Radiat Prot Dosimetry. 2002. V. 99(1-4) P.159-162.

137. Little, J.B., H. Nagasawa, T. Pfenning, and H. Vetrovs. Radiation-induced genomic instability: delayed mutagenic and cytogenetic effects of X-rays and alpha particles. //Radiation Research 1997.148:299-307.

138. Liu S.Z., Cai L., Sun S.Q. Induction of a cytogenetic adaptive response by exposure of rabbits to very low dose-rate gamma-radiation // Int. J. Radiat. Biol., 1992. 62,187-90.

139. Ljungman M. The influence of chromatin structure on the frequency of radiation-induced DNA strand breaks: a study using nuclear and nucleoid monolayers.//Radiation Research. 1991. 126:58-64.

140. Lobrich, M, P.K. Cooper, and B. Rydberg. Non-random distribution of DNA double-strand breaks induced by particle irradiation. // International Journal of Radiation Biology. 1996. 70:493-503.

141. Lorimore SA, Wright EG. Radiation-induced genomic instability and bystander effects: related inflammatory-type responses to radiation-induced stress and injury? A review. // Int J Radiat Biol. 2003. V. 79(1). P. 15-25.

142. Lucis O.J., Lucis R., Aterman K. Tumorigenesis by cadmium. // Oncology. 1972. -V. 26. - P. 53-67.

143. Luckey T.D., Hormesis with ionizing radiation. // CRC press, Baca Raton 1980.

144. Luckey TD. Nurture with ionizing radiation: a provocative hypothesis. // Nutr Cancer. 1999;34(1):1-11. Review. Erratum in: Nutr Cancer 1999. 35(2):216.

145. Lyon AW, May hew WJ. Cesium toxicity: a case of self-treatment by alternate therapy gone awry. // Ther Drug Monit. 2003. Feb;25(l):114-116.

146. MacGregor J. Т., Heddle J. A., Hite M., Margolin В. H., Ramel C., Salomon M. F., Tice R. R. and Wild D. Guidelines for the conduct of micronucleus assay in mammalian bone marrow erythrocytes. // Mut. Res. 1987. 189: 103-112.

147. Macklis R. M. and Bresford В., Radiation hormesis. // J Nucl. Med. 1991. Vol. 32. P. 350-359.

148. Maki H, Sekiguchi M. MutT protein specifically hydrolyses a potent mutagenic substrate for DNA synthesis. // Nature. 1992. Jan 16;355 (6357):273-275.

149. Malyapa, R.S., W.D. Wright, and J.L. Roti Roti. Radiosensitivity correlates with changes in DNA supercoiling and nucleoid protein content in cells of three Chinese hamster cell lines. // Radiation Research. 1994.14:312-320.

150. Malyapa, R.S., W.D. Wright, and J.L. Roti Roti. DNA supercoiling changes and nucleoid protein composition in a group of L5178Y cells of varying radiosensitivity. // Radiation Research 1996.145:239-242.

151. Matsubara J., Tajima Y., Karasawa M. Methallothionein induction as a potent means of radiation protection in mice. // Radiat. Res. 1987b. V. 111.-№ 2. P. 267-275.

152. Matsubara J., Tajima Y., Karasawa M. Promotion of radioresistance by methallothionein: induction prior to irradiation. // Environment Res. 1987a. V. 43. № 1. p. 66-74.

153. McCullough AK, Dodson ML, Lloyd RS. Initiation of base excision repair: glycosylase mechanisms and structures. // Annu Rev Biochem. 1999;68:255-85. Review.

154. McHugh PJ, Sones WR, Hartley J A. Repair of intermediate structures produced at DNA interstrand cross-links in Saccharomyces cerevisiae. // Mol Cell Biol. 2000. May;20(10):3425-33.

155. Memisoglu A, Samson L. Base excision repair in yeast and mammals. 11 Mutat Res. 2000 Jun 30;451(l-2):39-51. Review.

156. Meyn, M.S. Ataxia telangiectasia and cellular responses to DNA damage. // Cancer Research 1995. 55:5991-6001.

157. Mitchell SA, Marino SA, Brenner DJ, Hall EJ. Bystander effect and adaptive response in C3H 10T(l/2) cells. // Int J Radiat Biol. 2004. Jul;80(7):465-72.

158. Mitchell SA, Randers-Pehrson G, Brenner DJ, Hall EJ. The bystander response in СЗН 10T1/2 cells: the influence of cell-to-cell contact. // Radiat Res. 2004. Apr;161(4):397-401.

159. Mol CD, Parikh SS, Putnam CD, Lo TP, Tainer JA. DNA repair mechanisms for the recognition and removal of damaged DNA bases. // Annu Rev Biophys Biomol Struct. 1999. 28:101-28. Review.

160. Moslen, M.T. Free Radicals in Diagnostic Medicine // D. Armstrong, ed., Plenum Press, New York. 1994.

161. Mothersill C, O'Malley K, Seymour CB. Characterisation of a bystander effect induced in human tissue explant cultures by low let radiation. // Radiat Prot Dosimetry. 2002. V. 99(1-4). P.163-167.

162. Mothersill C, Seymour C. Low-dose radiation effects: experimental hematology and the changing paradigm. // Exp. Hematol. 2003. 31(6):437-445.

163. Mu D, Bessho T, Nechev LV, Chen DJ, Harris TM, Hearst JE, Sancar A. DNA interstrand cross-links induce futile repair synthesis in mammalian cell extracts. // Mol Cell Biol. 2000. Apr;20(7):2446-54.

164. Mu D, Hsu DS, Sancar A. Reaction mechanism of human DNA repair excision nuclease. // J Biol Chem. 1996. Apr 5;271(14):8285-94.

165. Mu D, Park CH, Matsunaga T, Hsu DS, Reardon JT, Sancar A. Reconstitution of human DNA repair excision nuclease in a highly defined system. // J Biol Chem. 1995. Feb 10;270(6):2415-8.

166. Mullenders L.H.F., Vrieling H., Venema J. Hierarchies of DNA repair in mammalian cells: biological consequences. // Mutat. Res. 1991; 250: 223228.

167. Murnane JP. Role of induced genetic instability in the mutagenic effects of chemicals and radiation. // Mutat Res. 1996 Jan;367(l):l 1-23. Review.

168. Nackerdien, Z., G. Rao, M.A. Cacciuttolo, E. Gajewski, and M. Dizdaroglu. Chemical nature of DNA-protein crosslinks produced in mammalian chromatin by hydrogen peroxide in the presence of iron or copper ions. //Biochemistry. 1991.30:4873-4879.

169. Nagasawa H, Little JB. Unexpected sensitivity to the induction of mutations by very low doses of alpha-particle radiation: evidence for a bystander effect. // Radiat Res. 1999. Nov;152(5):552-7.

170. Narayanan PK, Goodwin EH, Lehnert BE. Alpha particles initiate biological production of superoxide anions and hydrogen peroxide in human cells. //CancerRes. 1997. V. 57(18). P.3963-3971.

171. Nikjoo, H., P. O'Neill, D.T. Goodhead, and M. Terrissol. Computational modelling of low-energy electron-induced DNA damage by early physical and chemical events. // International Journal of Radiation Biology. 1997. 71:467-483.

172. Nojima H. Cell cycle checkpoints, chromosome stability and the progression of cancer. // Hum Cell. 1997 Dec; 10(4):221-30. Review.

173. Nomura T. Transgenerational carcinogenesis: induction and transmission of genetic alterations and mechanisms of carcinogenesis. // Mutat Res. 2003. Nov;544(2-3):425-32.

174. Nriagu J.O., Pacyna J. M. Quantitative assessment of worldwide contamination of air, water and soils by trace metals. // Nature. 1988. V. 333. P. 134-139.

175. Oleinick N.L., Chiu S.M., Friedman L.R. Gamma radiation as a probe of chromatin structure: Damage to and repair of active chroromatin in the metaphase chromosome. // Radiat. Res. 1984. V. 98. P. 629-634.

176. Olive PL, Banath JP, Durand RE. Heterogeneity in radiationinduced DNA damage and repair in tumor and normal cells using the "comet" assay. // Radiat Re. 1990. 122:86-94.

177. Paull TT, Gellert M. The 3' to 5' exonuclease activity of Mre 11 facilitates repair of DNA double-strand breaks. // Mol Cell. 1998. Jun;l(7):969-79.

178. Pegg AE. Mammalian Об-alkylguanine-DNA alkyltransferase: regulation and importance in response to alkylating carcinogenic and therapeutic agents. // Cancer Res. 1990. Oct 1;50(19):6119-29. Review.

179. Pimblott, S.M., and A. Mozumder. Structure of electron tracks in water. 2. Distribution of primary ionizations and excitations in water radiolysis. // Journal of Physical Chemistry. 1991.95:7291-7300.

180. Poljak L, Kas E. Resolving the role of topoisomerase II in chromatin structure and function. // Trends in Cell Biology. 1995. V 5. P. 348-354.

181. Prise KM, Belyakov OV, Newman HC, Patel S, Schettino G, Folkard M, Michael BD. Non-targeted effects of radiation: bystander responses in cell and tissue models. // Radiat Prot Dosimetry. 2002. V.99(l-4). P.223-226.

182. Prise KM, Folkard M, Michael BD. A review of the bystander effect and its implications for low-dose exposure. // Radiat Prot Dosimetry. 2003. 104 (4):347-55.

183. Prise, K.M., M. Folkard, H.C. Newman, and B.D. Michael. Effect of radiation quality on lesion complexity in cellular DNA. // International Journal of Radiation Biology. 1994.66:537-542.

184. Renan M.J., Dowman P.I. Increased radioresistanse of tumor cells exposed to metallotionein-inducing agents. // Radiat. Res. 1989. V. 120. № 3. P. 442-455.

185. Riley PA. Free radicals in biology: oxidative stress and the effects of ionizing radiation. // Int J Radiat Biol. 1994. Jan;65(l):27-33. Review.

186. Roos WP, Binder A, Bohm L. The influence of chromatin structure on initial DNA damage and radiosensitivity in CHO-K1 and xrsl cells at low doses of irradiation 1-10 Gy. // Radiat Environ Biophys. 2002. Sep;41(3): 199-206. Epub 2002 Sep 07.

187. Roots, R., and S. Okada. Protection of DNA molecules of cultured mammalian cells from radiation-induced single strand scissions by various alcohols and SH compounds. // International Journal of Radiation Biology 1972.21:329-342.

188. Rothkamm K, Lobrich M. Evidence for a lack of DNA double-strand break repair in human cells exposed to very low x-ray doses. // Proc Natl Acad Sci USA. 2003. V. 100(9). P.5057-5062.

189. Roti Roti, J.L., W.D. Wright, and Y.C. Taylor. DNA loop structure and radiation response. // Advances in Radiation Biology 1993. 17:227-259.

190. Ryabokon N.I., Smolich 1.1., Goncharova R.I. Genetic processes in chronically irradiated populations of small mammals // Environ. Management and Health. 2000. Vol. 11. № 5. P. 433-446.

191. Rydberg, B. Clusters of DNA damage induced by ionizing radiation: Formation of short DNA fragments. 2. Experimental detection. // Radiation Research 1996. 145:200-209.

192. Sancar A. and Sancar G.B. DNA repair enzymes. // Annu. Rev. Biochem. 1988. 57: 29-67.

193. Sancar A., Lindsey-Boltz L.A., Unsal-Kacmaz K., and Linn S. Molecular mechanisms of mammalian DNA repair and the DNA damage checkpoints // Annu. Rev. Biochem. 2004. 73:39-85

194. Sankaranarayanan K., Von Duyn A., Loos M., and Natarjan, A.T. Adaptive response of human lymphocytes to low level radiation from radioisotopes or X-rays. //Mutat. Res. 1989. 211 , 7-12.

195. Santini MT, Paradisi S, Straface E, Malorni W. Cesium ions influence cultured cell behavior by modifying specific subcellular components: the role of membranes and of the cytoskeleton. // Cell Biol Toxicol. 1993. Jul-Sep; 9(3):295-306.

196. Santos-Mello R, Deimling LI, Almeida A.Induction of micronuclei in mouse polychromatic erythrocytes by the administration of non-radioactive CsCl by the oral and intraperitoneal route. // Mutat Res. 2001. Oct 18;497(1-2):147-51.

197. Sasaki MS, Ejima Y, Tachibana A, Yamada T, Ishizaki K, Shimizu T, Nomura T. DNA damage response pathway in radioadaptive response. // Mutat Res. 2002. Jul 25;504(Ь2):101-18.

198. Schlegel R, MacGregor JT The persistence of micronuclei in peripheral blood erythrocytes: detection of chronic chromosome breakage in mice. // Mutation Res. 1982. 104:367-369.

199. Schmidt W. The micronucleus test. // Mutation Res. 1975. 31:9-15

200. Selby CP, Sancar A. Mechanisms of transcription-repair coupling and mutation frequency decline. // Microbiol Rev. 1994 Sep;58(3):317-29. Review.

201. Shadley J.D., Wolff S. Very low doses of X-rays can cause human lymphocytes to become less susceptible to ionizing radiation, // Int. J. Radiat. Biol., 1987. 2. 95-96.

202. Shadley J.D.and Wiencke J.K. Induction of the adaptive response by X-rays is dependent on radiation intensity // Int. J. Radiat. Biol., 1989. 56. 107118.

203. Shaham J., Bomstein Y., Gurvich R., Rashkovsky M., Kaufman Z. DNA-protein crosslinks and p53 protein expression in relation to occupational exposure to formaldehyde. // Occup. Environ. Med. 2003. .V. 60(6). P- 403409.

204. Sharp P.A., Sugden В., Sambrook J. Detection of two restriction endonuclease activities in Haemophilus parainfluenzae using analytical agarose-ethidium bromide electrophoresis. // Biochemistry. 1973. V. 12. P. 3055-3063.

205. Singh N.P., McCoy M.T., Tice R.R., Schneider E.L. A simple technique for quantification of low levels of DNA damage in individual cells. // Exp. Cell. Res. 1988. V. 175. P. 184-191.

206. Singh NP. A simple method for accurate estimation of apoptotic cells. // Exp Cell Res 2000.256(l):328-37.

207. Slovinska L, Elbertova A, Misurova E. Transmission of genome damage from irradiated male rats to their progeny. // Mutat Res. 2004. Apr 11;559 (l-2):29-37.

208. Slozhenikina LV, Fialkovskaya LA, Kolomiytseva IK Ornithine decardoxylase in organs of rats following gamma-irradiation at low dose-rate. // Intern. Journ Radiat Biol. 1999 V. 75. P.195-199.

209. Smith LE, Nagar S, Kim GJ, Morgan WF. Radiation-induced genomic instability: radiation quality and dose response. // Health Phys. 2003. Jul;85(l):23-9.

210. Subramanian D, Rosenstein BS and Muller MT. Ultraviolet-induced DNA damage stimulates topoisomerase I-DNA complex. Formation in vivo: possible relationship with DNA repair. // Cancer Res. 1998. V58. P. 976984.

211. Sudheer Kumar M, Unnikrishnan MK, Uma Devi P. Effect of 5-aminosalicylic acid on radiation-induced micronuclei in mouse bone marrow. // Mutat Res 2003. 527(l-2):7-14.

212. Sung P. Catalysis of ATP-dependent homologous DNA pairing and strand exchange by yeast RAD51 protein. // Science. 1994. Aug 26;265(5176): 1241-3.

213. Sutherland, B.M., P.V. Bennnett, Sidorkina O. et al. Clustered DNA damages indused in isolated DNA and in human cells by low doses of ionizing radiation. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000. 97: 103-108.

214. Tawn EJ, Whitehouse CA, Tarone RE. FISH chromosome aberration analysis on retired radiation workers from the Sellafield nuclear facility. // Radiat Res. 2004. V. 162(3). P. 249-256.

215. Thompson, L.H. Evidence that mammalian cells possess homologous recombinational repair pathways. // Mutation Research. 1996. 363:77-88.

216. Tice RR, Agurell E, Anderson D, Burlinson B, Hartmann A, Kobayashi H, Miyamae Y, Rojas E, Ryu JC, Sasaki YF. Single cell gel/comet assay: guidelines for in vitro and in vivo genetic toxicology testing. // Environ Mol Mutagen. 2000. 35(3):206-21.

217. Trujillo KM, Yuan SS, Lee EY, Sung P. Nuclease activities in a complex of human recombination and DNA repair factors Rad50, Mrel 1, and p95. // J Biol Chem. 1998. Aug 21;273(34):21447-50.

218. Ullrich, R. L. and Ponnaiya, B. Radiation-induced instability and its relation to radiation carcinogenesis. // Int J Radiat Biol. 1998. 74:6, 747-54.

219. Uma Devi P, Sharma AS. Mouse bone-marrow response to low doses of whole-body gamma irradiation: induction of micronuclei. // Int J Radiat Biol. 1990. 57(1):97-101.

220. UNSCEAR (United Nations Scientific Committee on the Effects of Atomic Radiation). 1994. Sources, effects and risks of ionizing radiation, UNSCEAR 1994. Report to the General Assembly, with Scientific Annexes. United Nations. New York.

221. Vezzoli G, Baragetti I, Zerbi S. Strontium absorption and excretion in normoclaciuric subjects: Relation to calcium metabolism. // Clin Chem. 1998. 44(3):586-590.

222. Vilenchik MM, Knudson AG Jr. Inverse radiation dose-rate effects on somatic and germ-line mutations and DNA damage rates. // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. May 9;97(10):5381-386.

223. Vorobtsova IE. Irradiation of male rats increases the chromosomal sensitivity of progeny to genotoxic agents. // Mutagenesis. 2000. Jan;15(l):33-38.

224. Wallace S.S. DNA damages processed by base excision repair: biological consequences. // International Journal of Radiation Biology 1994. 66:579589.

225. Ward JP. Biochemistry of DNA lesions. // Radiat Res Suppl. 1985. 8:S103-111.

226. Ward, J.F. Some biochemical consequences of the spatial distribution of ionizing radiation produced free radicals. // Radiation Research 1981. 86:185-195.

227. Ward, J.F. DNA damage produced by ionizing radiation in mammalian cells: Identities, mechanism of formation, and repairability. // Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology 1988.35:95-125.

228. Ward, J.F. The complexity of DNA damage-relevance to biological consequences. // International Journal of Radiation Biology. 1994. 66:427432.

229. Waiters RL, Lyons BW, Chiu SM, Oleinick NL. Induction of DNA strand breaks in transcriptionally active DNA sequences of mouse cells by low doses of ionizing radiation. // Mutat Res. 1987. V. 180(1). P.21-29.

230. Waiters, R.L., and B.W. Lyons. Variation in radiation-induced formation of DNA double-strand breaks as a function of chromatin structure. // Radiation Research 1992.130:309-318.

231. Weinberg RA. Tumor suppressor genes. // Science. 1991. Nov 22;254(5035):1138-1146.

232. Wiencke J.K., Afzal V., Olivieri G. and Wolff S. Evidence that the 3H. thymidine induced adaptive response of human lymphocytes to subsequent doses of X-rays involves the induction of chromosomal repair mechanism // Mutagenesis. 1986. 1.375-380.

233. Wilson SH. Mammalian base excision repair and DNA polymerase beta. // Mutat Res. 1998. Jun;407(3):203-15. Review.

234. Wojcik A, Streffer C, Adaptive response to ionizing radiation in mammalian cells: a review. Biol. Zent. bl. 1994. 113:417-434.

235. Wojcik A. and Tuschl H. Indications of an adaptive response in C57BL mice pre-exposed in vivo to low doses of ionizing radiation. // Mutat. Res., 1990. 243:67-73.

236. Wolff S. The Adaptive Response in Radiobiology: Evolving Insights and Implications. // Environmental Health Perspectives. 1998. V. 106, S-l. P. 277-283.

237. Wright E.G. Radiation-induced genomic instability in haemopoietic cells // Int. J. Radiat. Biol., 1998. Vol. 74. № 6. P. 681-687.

238. Yu HS, Song AQ, Lu YD, Qiu WS, Shen FZ. Effects of low-dose radiation on tumor growth, erythrocyte immune function and SOD activity in tumor-bearing mice. // Chin Med J (Engl). 2004. Jul;l 17(7):1036-9.

239. Zhitkovich A., Costa M. A simple, sensitive assay to detect DNA-proten crosslinks in intact cells and in vivo. // Carcinogenesis. 1992. V. 13 .P. 1485-1489.

240. Zhitkovich A., Voitkun V., Kluz Т., Costa M. Utilization of DNA-protein cross-links as a biomarker of chromium exposure. // Environmental. Health Perspectives. 1998. V.106. P. 969-974.

241. Zhou BB, Elledge SJ. The DNA damage response: putting checkpoints in perspective. //Nature 2000. 408:433-439.