Молекулярное типирование клинических штаммов Mycobacterium tuberculosis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Афанасьев, Максим Владимирович

• Афанасьев, Максим Владимирович
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Афанасьев, Максим Владимирович

Список используемых сокращений

Введение

1 Обзор литературы

1.1 Общая характеристика Mycobacterium tuberculosis.

1.2 Туберкулезная инфекция 16 1.2.1 Основные факторы патогенности и патогенез туберкулеза.

1.2.2. Эпидемиология туберкулеза

1.2.3. Лечение туберкулеза

1.3. Лекарственная устойчивость М. tuberculosis

1.3.1. Формирование устойчивости к различным противотуберкулезным препаратам

1.3.2. Методы оценки лекарственной устойчивости М. tuberculosis

1.4. Современные подходы молекулярно-генетического и эпидемиологического типирования популяции М. tuberculosis

1.5. Общие замечания

2 Материалы и методы

2.1 Бактериальные штаммы

2.1.1 Определение устойчивости штаммов

М. tuberculosis к противотуберкулезным препаратам

2.2 Генетический анализ

2.2.1. Выделение ДНК

2.2.2. Амплификация фрагментов геномаМ tuberculosis

2.2.3. Подготовка продуктов амплификации для дальнейшего анализа

2.2.4. Минисеквенирование и масс-спектрометрический анализ продуктов реакции

2.2.5. Секвенирование и анализ фрагментов генома

2.2.6. Анализ числа тандемных повторов в геноме (VNTR-типирование)

2.2.7. Сполиготипирование

2.3. Анализ данных

3 Результаты

3.1. Коллекция образцов клинических штаммов М tuberculosis

3.2. Определение устойчивости к рифампицину, изониазиду, этамбутолу

3.3. Анализ генетических маркеров устойчивости М. tuberculosis

3.4. Типирование клинических штаммов М. tuberculosis и оценка гетерогенности популяции

3.4.1. VNTR-типирование

3.4.2. Сполиготипирование 90 4. Обсуждение

4.1. Коллекция образцов клинических штаммов М. tuberculosis

4.2. Определение устойчивости к рифампицину, изониазиду, этамбутолу

4.3. Анализ генетических маркеров устойчивости М tuberculosis

4.3.1. Генетические маркеры устойчивости к рифампицину и изониазиду

4.3.2. Генетические маркеры устойчивости к этамбутолу

4.4. Типирование клинических штаммов М. tuberculosis и оценка гетерогенности популяции

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярное типирование клинических штаммов Mycobacterium tuberculosis»

Последние десятилетия XX века и первые годы XXI характеризовались неуклонным ростом заболеваемости туберкулезом во многих странах мира, независимо от их экономического статуса и социального уровня жизни. Так, например, в 2004 году в мире было выявлено 9 миллионов новых случаев активного туберкулеза, около 2 миллионов ранее выявленных больных погибли. По предварительным оценкам каждый третий житель нашей планеты является инфицированным. Наиболее неблагополучно ситуация складывается в Юго-Восточной Азии и Африке (государства, расположенные южнее Сахары): эти регионы лидируют как по абсолютному числу больных и инфицированных лиц, так и по относительному показателю заболеваемости (300 человек и более на 100 тыс. населения). В мире в целом, среди причин смертности от инфекционных заболеваний, туберкулез занимает лидирующие позиции [191].

В Российской Федерации туберкулез также является одной из наиболее актуальных проблем здравоохранения и социального развития страны. Только за последний период общая заболеваемость туберкулезом легких увеличилась с 56,6 вновь выявленных случаев на 100 000 населения в 1997 году до 83,2 в 2003 [6].

В настоящее время можно говорить о наметившейся тенденции к стабилизации, но заболеваемость, в том числе и детская, продолжает оставаться на высоком уровне (Рис. 1 и 2).

Такое положение дел во многом связано с трудной экономической ситуацией в 1991 - 2000 гг., обусловившей ухудшение условий жизни, наличием большого резервуара инфекции в учреждениях пенитенциарной системы, интенсивными миграционными потоками населения, ростом числа ВИЧ-инфицированных, а так же со снижением уровня организации эффективной системы противотуберкулезной помощи населению [126, 171].

Рисунок 1. Динамика общей заболеваемости туберкулезом в Российской Федерации (1997-2006 гг.) (по данным Федерального центра гигиены и эпидемиологии

Роспотребнадзора)

100 80 60 40 20 0

90,3

56,6

60,9

73,44

1997 1998 2000 2002 2003 2004 2005 и Общая заболеваемость туберкулезом (на 100 тыс. населения)

2006

Рисунок 2. Динамика заболеваемости туберкулезом легких в Российской Федерации среди детей и подростков до 14 лет (1998-2006 гг.) (по данным Федерального центра гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора)

Особую и весьма значительную роль в обострении ситуации с туберкулезом играет появление и все большее распространение штаммов микобактерий, устойчивых к лекарственным препаратам. Наибольшую опасность представляют штаммы М. tuberculosis, обладающие множественной лекарственной устойчивостью (т.н. Multi-Drug Resistant, MDR - т.е., устойчивые к двум основным противотуберкулезным препаратам: рифампицину и изониазиду) или широкой лекарственной устойчивостью (т.н. Extensively Drug-Resistant, XDR - т.е., устойчивые к рифампицину, изониазиду, фторхинолонам и одному из инъекционных противотуберкулезных препаратов второй группы или XXDR - т.е., устойчивые ко всем существующим на сегодняшний день препаратам). По некоторым данным, в мире около 4% случаев туберкулеза вызываются MDR-штаммами, а среди ранее леченных больных частота выявления MDR-штаммов доходит до 40% [208]. XDR-штаммы распространены пока не столь широко, однако в мире наблюдается устойчивая тенденция их распространения. Таким образом, в недалеком будущем современная медицина, лишенная эффективных химиотерапевтических средств, воздействующих на микобактерии, может оказаться безоружна перед лицом возрастающей угрозы повсеместного распространения устойчивых штаммов М. tuberculosis.

Очевидно, что в сложившейся ситуации весьма актуальны исследования, направленные на решение проблемы быстрой диагностики заболевания, своевременного выявления устойчивых форм, а так же на проведение адекватных противоэпидемических мероприятий, ориентированных на предупреждение распространения штаммов микобактерий (в том числе и устойчивых) в человеческой популяции.

Большие перспективы и возможности в этом направлении открывают современные достижения молекулярной биологии. На их основе в настоящее время активно разрабатываются и внедряются в клиническую практику новые молекулярно-генетические методы, позволяющие осуществлять быструю диагностику туберкулеза, характеризовать как отдельные штаммы М. tuberculosis, так и целые популяции.

Необходимо отметить, что применяемые на сегодняшний день микробиологические методы выявления и характеристики микобактерий, являясь основными методами диагностики туберкулеза, весьма трудоемки, дороги, плохо стандартизуемы и занимают в исполнении от 3 недель до 3 месяцев [4]. Такое положение дел существенно снижает диагностическую ценность проводимых исследований, увеличивает сроки постановки и подтверждения диагноза, приводит к позднему выявлению больных -активных бактериовыделителей, вынуждает врачей эмпирически назначать противотуберкулезную терапию и не позволяет проводить своевременную коррекцию лечения в случае развития устойчивости. Таким образом, чрезвычайно актуальными преимуществами молекулярно-генетических методов диагностики и характеристики туберкулеза является высокая, по сравнению с классическими микробиологическими методами, скорость получения результатов тестирования, большая чувствительность и информативность анализа. Использование молекулярно-генетических подходов для обнаружения генетических детерминант устойчивости М. tuberculosis к противотуберкулезным препаратам позволяет своевременно выявлять устойчивые штаммы и на основе полученной информации подбирать индивидуальную схему противотуберкулезной терапии для конкретного больного, с учетом профиля лекарственной устойчивости.

В то же время необходимо учитывать, что генетические методы не обладают 100 % чувствительностью, т.е., не способны выявлять все резистентные штаммы по причине разнообразия механизмов устойчивости. Поэтому очевидна необходимость дальнейшего изучения как возможностей использования для диагностики устойчивости уже известных генетических детерминант, так и поиск новых механизмов устойчивости и сопряженных с ними генетических изменений.

Для разработки и реализации эффективных превентивных мероприятий, направленных на предупреждение распространения инфекции и, особенно, устойчивых к терапии форм туберкулеза в человеческой популяции все шире используются современные молекулярно-генетические методы эпидемиологического типирования. Помимо фундаментальных научных задач, посвященных изучению генетической неоднородности микробной популяции, пластичности генома, происхождения и эволюции патогена, молекулярно-генетическое типирование позволяет решать целый ряд прикладных медицинских вопросов, таких, например, как эпидемиологический мониторинг чувствительных и устойчивых штаммов, изучение динамики и закономерностей распространения туберкулеза, как в популяции в целом, так и среди определенных групп населения. Появляется возможность планирования и эффективного управления материальными и кадровыми ресурсами (необходимые объемы иммунизации, запасы лекарственных средств, обеспеченность медицинским персоналом и специализированными медицинскими учреждениями), а так же быстрой оценки эффективности проводимых профилактических мероприятий. Получение однозначных результатов, вне зависимости от места и времени выполнения молекулярно-эпидемиологического анализа, перевод данных в цифровой формат, создание открытых общедоступных информационных баз дают возможность исследователям, врачам и организаторам здравоохранения сравнивать собственные результаты с данными других лабораторных центров и клиник и прилагать консолидированные усилия, направленные на борьбу с туберкулезом.

К сожалению, необходимо отметить, что в Российской Федерации единая система эпидемиологического типирования клинических штаммов М. tuberculosis фактически отсутствует, не существует национальной системы мониторинга распространения устойчивости, а информация о региональных особенностях лекарственной устойчивости крайне скудна, разрознена и зачастую неактуальна, поскольку носит ретроспективный характер.

Кроме того, необходимо обязательно учитывать тот факт, что, несмотря на большое количество существующих на сегодняшний день подходов молекулярно-генетического анализа, универсальных методов, отвечающих всем потребностям современной клинической микробиологии, не существует. Учет недостатков и ограничений этих методов при их использовании должны являться неотъемлемой частью научно-исследовательской и практической лабораторной работы.

Таким образом, разработка и адаптация методов молекулярного типирования туберкулеза и использование этих методов, с учетом их возможностей и ограничений, для комплексной характеристики популяции М. tuberculosis, циркулирующей на территории Российской Федерации, представляются весьма актуальными задачами, решение которых подразумевает как фундаментальные, так и прикладные медицинские аспекты исследования.

Целью настоящей работы являлась разработка и сравнительный анализ различных методов молекулярно-генетического типирования М. tuberculosis и их использование для характеристики популяции возбудителя, распространённой на территории Российской Федерации.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. Формирование коллекции образцов ДНК микробиологически охарактеризованных клинических штаммов М. tuberculosis, выделенных от больных из различных регионов Российской Федерации.

2. Разработка системы комплексной оценки лекарственной устойчивости М. tuberculosis на основе знаний о генетических механизмах формирования устойчивости возбудителя, включающей определение известных нуклеотидных полиморфизмов в реакции минисеквенирования с последующим масс-спектрометрическим анализом.

3. Разработка системы комплексной оценки молекулярно-генетического разнообразия штаммов М. tuberculosis, включающей типирование возбудителя с использованием технологии VNTR-анализа и сполиготипирования.

4. Молекулярно-эпидемиологическая характеристика группы клинических штаммов М. tuberculosis, выделенных на территории Российской Федерации, включающая:

1) анализ распространенности и вклада различных механизмов в формирование лекарственной устойчивости М. tuberculosis.

2) анализ структуры и оценка молекулярно-генетической гетерогенности исследуемой популяции М. tuberculosis.

1 Обзор литературы

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Афанасьев, Максим Владимирович

Выводы

1. Сформирована коллекция образцов геномной ДНК 976 клинических штаммов М. tuberculosis, выделенных от больных легочным туберкулезом из более чем 12 субъектов Российской Федерации, входящих в состав трех Федеральных округов: Центрального, Уральского и Сибирского.

2. На основе MALDI-ToF масс-спектрометрического анализа нуклеиновых кислот, являющихся продуктами специфической ферментативной реакции минисеквенирования, разработан и реализован подход обнаружения лекарственно-устойчивого туберкулеза, в том числе МЛУ с точностью 90 %.

3. Тестирование генетических изменений в 306 и 406 кодонах гена арабинозилтрансферазы, обнаруженных у 54 % этамбутол-устойчивых штаммов, повышает эффективность выявления МЛУ до 95 %, однако не может служить маркером устойчивости к этамбутолу.

4. Показана высокая дискриминирующая способность молекулярного типирования туберкулеза на основании анализа числа тандемных повторов в структуре геномной ДНК (D=0,973), в том числе для штаммов, относящихся к одному генетическому семейству (D=0,953).

5. Изменения в геномной ДНК, обуславливающие формирование МЛУ фенотипа, обнаружены в исследованной выборке клинических штаммов М. tuberculosis с высокой частотой (49,8 %), с преобладанием мутаций, приводящих к устойчивости высокого уровня к рифампицину и изониазиду.

6. Впервые для выборки клинических штаммов М. tuberculosis, выделенных от пациентов, постоянно проживающих в Москве и Московской области, показано биологическое разнообразие со значительным преобладанием штаммов, относящихся к семейству Beijing (66,0 %), и продемонстрирована ведущая роль штаммов этого семейства в распространении МЛУ в Московском регионе.

5 Заключение

Высокий уровень заболеваемости туберкулезом, сохраняющийся в Российской Федерации обусловлен множеством факторов. Одним из важнейших условий продолжающегося распространения туберкулезной инфекции является неэффективность терапии, связанная с появлением и широкой диссеминацией в человеческой популяции лекарственно-устойчивых штаммов возбудителя. Кроме того, отсутствие в Российской Федерации системы эпидемиологического мониторинга не позволяет разрабатывать и реализовывать системные эпидемиологические мероприятия, направленные на предотвращение распространения туберкулезной инфекции (в т.ч. и устойчивых форм) среди населения. Очевидно, что разработка и применение методов молекулярного типирования штаммов М. tuberculosis для российской популяции возбудителя весьма актуальная задача, которая может иметь важное практическое клинико-микробиологическое и эпидемиологическое значение.

В настоящей работе нами предложен комплексный подход оценки клинически и эпидемиологически значимых свойств возбудителя, который апробирован на большой выборке клинических штаммов М. tuberculosis.

Так же было проанализировано региональное распространение среди штаммов М. tuberculosis детерминант устойчивости к основным противотуберкулезным препаратам. Показана возможность использования для скрининга MDR-штаммов М. tuberculosis высокопроизводительной системы генетического анализа, основывающейся на технологии минисеквенирования с последующей MALDI-ToF — масс-спектрометрией.

Разработанная нами высокоинформативная производительная система генетического скрининга лекарственной устойчивости М. tuberculosis нашла практическое применение в рамках выполнения Государственного Контракта № 06/365 от 15 марта 2006 г. на проведение работы по теме «Мониторинг лекарственной устойчивости микобактерий туберкулеза в Российской Федерации с использованием технологии масс-спектрометрии».

При помощи двух методов - VNTR-анализа и сполиготипирования -получены обновленные данные по молекулярно-генетическому разнообразию клинических штаммов М. tuberculosis, оценен вклад тех или иных генотипов в формирование и распространение устойчивости к основным противотуберкулезным препаратам в Московском регионе. Нами изучены и показаны возможности этих методов молекулярно-генетического анализа, взаимодополняющих и компенсирующих недостатки друг друга, для решения задач клинической микробиологии и эпидемиологии туберкулеза.

Результаты представленной работы способствуют осуществлению на территории Российской Федерации мониторинга туберкулезной инфекции на современном методологическом и техническом уровне.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Афанасьев, Максим Владимирович, 2008 год

1. Голышевская В.И. Ускоренный метод определения лекарственной устойчивости микобактерий туберкулеза/ Методические рекомендации. 2003г.

2. Медицинская микробиология / Гл. ред. В.И.Покровский, О.К.Поздеев. -М.: ГЭОТАР МЕДИЦИНА, 1999. 1200 с.

3. Медицинская микробиология, иммунология и вирусология/ Гл. ред. А.И. Коротяев, С.А. Бабичев. СПб.: СпецЛит, 2002. - 591 с.

4. Министерство здравоохранения РФ. О совершенствовании противотуберкулезных мероприятий в Российской Федерации.// Приказ № 109 от 21 марта 2003 г.

5. Мишин В.Ю. Лекарственно-устойчивый туберкулез легких.//Учебное пособие для врачей. М.: ГОУ ВПО МГМСУ - 2005. - 142 с.

6. О санитарно-эпидемиологической обстановке в Российской Федерации в 2003 году.// Государственный доклад. — М. Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2004. 240 с.

7. О санитарно-эпидемиологической обстановке в Российской Федерации в 2006 году/ Государственный доклад. М.: Федеральный центр гигиены и эпидемиологии Роспотребнадзора, 2007. - 360 с.

8. Определитель бактерий Берджи/ Гл. ред. Дж. Хоулт, Н. Криг, П. Снит. М: Мир, 1997.-317 с.

9. Туберкулез. Руководство для врачей/ Ред. А.Г. Хоменко. М: Медицина, 1996.-496 с.

10. Mycobacterium tuberculosis isolates from the Russian Federation// J. Antimicrob. Chemother. -2007. -Vol. 59. -P. 1057-1064.

11. Ahmad S., Jaber A.A., Mokaddas E. Frequency of embB codon 306 mutations in ethambutol-susceptible and -resistant clinical Mycobacterium tuberculosis isolates in Kuwait// Tuberculosis. -2007. -Vol. 87. -P. 123— 129.

12. Ahmad S., Mokaddas E., Jaber A.-A. Rapid detection of ethambutol-resistant Mycobacterium tuberculosis strains by PCR-RFLP targeting embB codons 306 and 497 and iniA codon 501 mutations// Mol. Cell. Probes. -2004. -Vol. 18. -P. 299-306.

13. Allix~Beguec C., P. Supply, and M. Fauville-Dufaux. Utility of fast mycobacterial interspersed repetitive unit-variable number tandem repeat genotyping in clinical mycobacteriological analysis// Clin. Infect. Dis. -2004. -Vol. 39. -P. 783-789.

14. Banerjee A., E. Dubnau, A. Quemard, V. Balasubramanian, S. K. Um, T. Wilson, D. Collins, G. De Lisle & W. R. Jacobs. inhA, a gene encoding atarget for isoniazid and ethionamide in Mycobacterium tuberculosis!7 Science. -1994. -Vol. 263. -P. 227-230.

15. Baneijee, A., M. Sugantino, J. C. Sacchettini & W. R. Jacobs. The mabA gene from the inhA operon of Mycobacterium tuberculosis encodes a 3-ketoacyl reductase that fails to confer isoniazid resistance// Microbiol. -1998. -Vol. 144. -P. 2697-704.

16. Bifani P. J., B. Mathema, N. E. Kurepina and B. N. Kreiswirth. Global dissemination of the Mycobacterium tuberculosis W-Beijing family strains// Trend. Microbiol. -2002. -Vol. 10(1). -P. 45 52.

17. Brennan P.J. The envelope of Mycobacteria// Ann. Rev. Biochem. -1995. -Vol. 62. -P. 29-6321a. Brosch R., S. V. Gordon, M. Marmiesse, P. Brodin, C. Buchrieser, K.

18. Eiglmeier, T. Gamier, C. Gutierrez, G. Hewinson, K. Kremer, L. M. Parsons,

19. A. S. Pym, S. Samper, D. van Soolingen, and S. T. Cole. A new evolutionaryscenario for the Mycobacterium tuberculosis complex// PNAS. -2002. -Vol 99.-P. 3684-3689.

20. Brudey K., J. R. Driscoll, L. Rigouts, W. M. Prodinger, A. Gori, S. A. Al-Hajoj, C. Allix, L. Aristimuno, J. Arora, V. Baumanis, L. Binder, P.

21. Caminero J. A. Treatment of multidrug-resistant tuberculosis: evidence and controversies// Int. J. Tuberc. Lung. Dis. -2006. -Vol. 10(8). -P. 829-837.

22. Camus J.-C., M. J. Pryor., Medigue C. and S. T. Cole. Re-annotation of the genome sequence of Mycobacterium tuberculosis H37Rv// Microbiology. -2002. -Vol. 148. -P. 2967-2973.

23. CDC. Anon. Emergence of Mycobacterium tuberculosis with extensive resistance to second-line drugs—worldwide, 2000-2004// Morb. Mortal. Wkly. Rep. -2006. -Vol. 55. -P. 301-05.

24. CDC. Notice to Readers: Revised Definition of Extensively Drug-Resistant Tuberculosis// Morb. Mortal. Wkly. Rep. -2006. -Vol. 55(43). -P. 1176.

25. CDC. Treatment of Tuberculosis, American Thoracic Society, CDC, and Infectious Diseases Society of America// Morb. Mortal. Wkly. Rep. -2003. -Vol. 52(11).-P. 26.

26. Chan J., X. Ran, S. W. Hunter, P. J. Brennan, and B. R. Bloom. Lipoarabinomannan, a possible virulence factor involved in persistence of Mycobacterium tuberculosis within macrophages// Infect. Immun. -1991. — Vol. 59.-P. 1755-1761.

27. Chouchane S., I. Lippai & R. S. Magliozzo. Catalaseperoxidase {Mycobacterium tuberculosis KatG) catalysis and isoniazid activation// Biochemistry. -2000. -Vol. 39. -P. 9975-9983.

28. Cohn D. L., Bustreo F., Raviglione M. C. Drug-resistant tuberculosis: review of the worldwide situation and the WHO/IUATLD global surveillance project// Clin. Infect. Dis. -1997. -Vol. 24. -P. S121-S130.

29. Collins D. M. In search of tuberculosis virulence genes// Trends Microbiol. -1996. -Vol. 4. -P. 426^130.

30. Cooksey R., Morlock G., Glickman S. Evaluation of a line probe assay kit for characterization of rpoB mutations in rifampin resistant Mycobacterium tuberculosis isolates from New York City// J. Clin. Microbiol. -1997. -Vol. 35.-P. 1281-3.

31. Crofton J. and D. A. Mitchison. Streptomycin Resistance in Pulmonary Tuberculosis// Br. Med. J. -1948. -Vol. 2(4588). -P. 1009-1015.

32. Crowle A. J., Sbarbaro J. A., May M. H. Inhibition by pyrazinamide of tubercle bacilli within cultured human macrophages// Am. Rev. Respir. Dis. -1986.-Vol. 134.-P. 1052-1055.

33. De Cock, K. & Chaisson, R. Will DOTS do it? A reappraisal of tuberculosis control in countries with high rates of HIV infection// Int. J. Tuberc. Lung Dis. -1999. -Vol. 3. -P. 457-465.

34. Dickinson J.M., Mitchison D.A. Experimental models to explain the high sterilizing activity of rifampin in the chemotherapy of tuberculosis// Am. Rev. Respir. Dis. -1981. -Vol. 123. -P. 367-371.

35. Drlica K. & M. Malik. Fluoroquinolones: action and resistance// Curr. Top. Med. Chem. -2003. -Vol. 3. -P. 249-82.

36. Dubnau E., P. Fontan, R. Manganelli, S. Soares-Appel, and I. Smith. Mycobacterium tuberculosis genes induced during infection of human macrophages// Infect. Immun. -2002. -Vol. 70. -P. 2787-2795.

37. East African/ British Medical Research Councils. Controlled clinical trial of short-course (6-month) regimens of chemotherapy for treatment of pulmonary tuberculosis//Lancet. -1972. -Vol. 1. -P. 1079-85.

38. Escribano I., Rodríguez J.C., Llorca B., García-Pachón E., Ruiz M., Royo G. Importance of the Efflux Pump Systems in the Resistance of Mycobacterium tuberculosis to Fluoroquinolones and Linezolid// Chemother. -2007. -Vol. 53.-P. 397-401.

39. Falkinham J. O. and J. T. Crawford. Plasmids, p. 185 199, In Bloom, B. R. (ed). Tuberculosis: Pathogenesis, Protection, and Control. American Society of Microbiology, Washington, D.C., 1994.

40. Farmer PE, Kim J.Y. Community-based approaches to the control of multidrug-resistant tuberculosis: introducing "DOTS-plus."// British Med. J. -1998.-Vol. 317.-P. 671-674.

41. Feng W., C. Huan, R. Perng. Increasing Drug Resistance of Mycobacterium tuberculosis Isolates in a Medical Center in Northern Taiwan// J. Formos. Med. Assoc. -2008. -Vol. 107(3). -P. 259-264.

42. Fox W., Ellard G.A., Mitchison D.A. Studies on the treatment of tuberculosis undertaken by the British Medical Research Council Tuberculosis Units, 1946-1986, with relevant subsequent publications// Int. J. Tuber. Lung Dis. -1999. -Vol. 3. -P. S231-79.

43. Frothingham R., Meeker-O'Connell W.A. Genetic diversity in the Mycobacterium tuberculosis complex based on variable numbers of tandem DNA repeats// Microbiol. -1998. -Vol. 144. -P. 1189-1196.

44. Gagneux S., P.M. Small. Global phylogeography of Mycobacterium tuberculosis and implications for tuberculosis product development// Lancet Infect. Dis. -2007. -Vol. 7. -P. 328-37.

45. Gale, E. F., E. Cundliffe, P. E. Reynolds, M. H. Richmond, and M. J. Waring. 1981. The molecular basis of antibiotic action. John Wiley & Sons, Inc., New York.

46. Gangadharam P. R., P. F. Pratt, V. K. Perumal & M. D. Iseman. The effects of exposure time, drug concentration, and temperature on the activity of ethambutol versus Mycobacterium tuberculosis// Am. Rev. Respir. Dis. -1990.-Vol. 141.-P. 1478-82.

47. Garvin R. T., D. K. Biswas & L. Gorini. The effects of streptomycin or dihydrostreptomycin binding to 16S rRNA or to 30S ribosomal subunits// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1974. -Vol. 71. -P. 3814-3818.

48. Glickman M.S., J.S. Cox, W.R. Jacobs. A novel mycolic acid cyclopropane synthetase is required for coding, persistence, and virulence of Mycobacterium tuberculosis// Mol. Cell. -2000. -Vol. 5. -P. 717-727.

49. Glynn J. R ., Whiteley J., Bifani P. J., Rremer K. & D. van Soolingen. Worldwide occurrence of Beijing/W strains of Mycobacterium tuberculosis: a systematic review// Emerg. Infect. Dis. -2002. -Vol. 8. -P. 843-849.

50. Goguet de la Salmoniere Y. O., C. C. Kim, A. G. Tsolaki, A. S. Pym, M. S. Siegrist, and P. M. Small. High-throughput method for detecting genomicdeletion polymorphisms// J. Clin. Microbiol. -2004. -Vol. 42. -P. 29132918.

51. Gross P.A., Barrett T.L., Dellinger E.P., Krause P.J., Martone W.J., McGowan J.E. Jr, Sweet R.L., Wenzel R.P. Purpose of quality standards for infectious diseases.Infectious Diseases Society of America// Clin. Infect. Dis.-1994.-Vol. 18.-P. 421.

52. Guillemin V., V. Jarlier and E. Cambau. Correlation between quinolone susceptibility patterns and sequences in the A and B subunits of DNA gyrase in mycobacteria// Antimicrob. Agents Chemother. -1998. -Vol. 42. -P. 2084-2088.

53. Guwatudde D., Nakakeeto M., Jones-Lopez E.C., Maganda A., Chiunda A., Mugerwa R.D., Ellner J.J., Bukenya G., Whalen C.C. Tuberculosis in household contacts of infectious cases in Kampala, Uganda// Am. J. Epidemiol. -2003. -Vol. 158. -P. 887- 898.

54. Hoffner S.E., Svenson S.A., Norberg R., Dias F., Ghebremichael S. and G. Kallenius. Biochemical heterogeneity of Mycobacterium tuberculosis complex isolates in Guinea-Bissau// J. Clin. Microbiol. -1993. -Vol. 31. -P. 2215-2217.

55. Honore N., G.Marchal & S. T. Cole. Novel mutation in 16S rRNA associated with streptomycin dependence in Mycobacterium tuberculosis!I Antimicrob. Agents Chemother. -1995. -Vol. 39. -P. 769-70.

56. Hu Y., A. R. Coates & D. A. Mitchison. Sterilizing activities of fluoroquinolones against rifampin-tolerant populations of Mycobacterium tuberculosis!/ Antimicrob. Agents. Chemother. -2003. —Vol. 47. -P. 653-7,

57. Huitric E., Werngren J., Jureen P., Hoffher S. Resistance Levels and rpoB Gene Mutations among In Vitro-Selected Rifampin-Resistant Mycobacterium tuberculosis Mutants// Antimicrob. Agent. Chemother. -2006. -Vol. 50. P. 2860-2862.

58. Hunter P.R., Gaston M.A. Numerical index of the discriminatory ability of typing systems: an application of Simpson's index of diversity // J. Clin. Microbiol. 1988. - Vol.26(l 1). - P. 2465-2466.

59. Jiao W., I.Mokrousov, G. Sun, Y. Guo, A. Vyazovaya, O. Narvskaya and A. Shen. Evaluation of New Variable-Number Tandem-Repeat Systems for

60. Typing Mycobacterium tuberculosis with Beijing Genotype Isolates from Beijing, China// J. Clin. Microbiol. -2008. -Vol. 46(3). -P. 1045-1049.

61. Jindani A., Aber V.R., Edwards E.A., Mitchison D.A. The early bactericidal activity of drugs in patients with pulmonary tuberculosis// Am. Rev. Respir. Dis. -1980. -Vol. 121. -P. 939-949.

62. Jones, W.D. Jr. Phage typing of M. tuberculosis cultures from incidents of suspected laboratory cross-contamination// Tubercle. -1988. -Vol. 69. -P. 43-46.

63. Jun Y., Shi W., Xie J. Mutations in the rpoB gene of multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates from China// J. Clin. Microbiol. -2003. -Vol. 41.-P. 2209-12.

64. Jureen P., Engstrand L., Eriksson S., Alderborn A., Krabbe M., Hoffner S. E. Rapid Detection of Rifampin Resistance in Mycobacterium tuberculosis by Pyrosequencing Technology// J. Clin. Microbiol. -2006. -Vol. 44. -P. 1925-1929.

65. Kimerling M., Kluge H., Vezhnina N., Iacovazzi T., Demeulenaere T. and Portaels F. Inadequacy of the current WHO re-treatment regiment in central Siberian prisons: treatment failure and MDR-TB// Int. J. Tuberc. Lung Dis. -1999.-Vol. 3.-P. 451-453.

66. Kong Y., Cave M. D., Zhang L., Foxman B., Marrs C. F., Bates J. H., Yang Z. H. Association between Mycobacterium tuberculosis Beijing/W Lineage Strain Infection and Extrathoracic Tuberculosis: Insights from

67. Epidemiologic and Clinical Characterization of the Three Principal Genetic Groups of M. tuberculosis Clinical Isolates// J. Clin. Microbiol. -2007. -Vol. 45.-P. 409-414.

68. Kovalev S. Y., E. Y. Kamaev, M. A. Kravchenko, N. E. Kurepina, S. N. Skorniakov. Genetic analysis of Mycobacterium tuberculosis strains isolated in Ural region, Russian Federation, by MIRU-VNTR genotyping// Int. J.

69. Tuberc. Lung Dis. -2005. -Vol. 9(7). -P. 746-752.

70. Kumar S. S., R. Verma, D. H. Shah. Molecular fingerprinting of clinical isolates of Mycobacterium bovis and Mycobacterium tuberculosis from India by restriction fragment length polymorphism (RFLP)// J. Vet. Sei. -2004. — Vol. 5(4).-P. 331-335.

71. Laszló A., P. Gill, V. Handzel, M.M. Hodgkin and D.M. Helbecque. Conventional and radiometric drug susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis complex// J. Clin. Microbiol. -1983. -Vol. 18. -P. 1335-1339.

72. Le Fleche P., M. Fabre, F. Denoeud, J.-L. Koeck and G. Vergnaud. High resolution, on-line identification of strains from the Mycobacterium tuberculosis complex based on tandem repeat typing// BMC Microbiol. -2002. -Vol. 2. -P. 37-49.

73. Lee A. S., A. Teo & S. Y. Wong. Novel mutations in ndh in isoniazid-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates// Antimicrob. Agents. Chemother. -2001. -Vol. 45. -P. 2157-2159.

74. Lee A.S., Othman S., Ho Y. Wong SY. Novel mutations within the embB gene in ethambutol-susceptible clinical isolates of Mycobacterium tuberculosis!I Antimicrob. Agents Chemother. -2004. -Vol. 48. -P. 44474449.

75. Lee H.Y, Myoung H.J., Bang H.E. Mutations in the embB locus among Korean clinical isolates of Mycobacterium tuberculosis resistant to ethambutol// Yonsei Med. J. -2002. -Vol. 43. -P. 59-64.

76. Martinez J. L., F. Baquero and D. I. Andersson. Predicting antibiotic resistance//Nat. Rev. Microbiol. -2007. -Vol. 5. -P. 958-965.

77. Maus C. E., B. B. Plikaytis, and T. M. Shinnick. Mutation of tlyA confers capreomycin resistance in Mycobacterium tuberculosis// Antimicrob. Agents Chemother. -2005. -Vol. 49. -P. 571-577.

78. Maus C. E., Plikaytis B. B., Shinnick T. Molecular Analysis of Cross-Resistance to Capreomycin, Kanamycin, Amikacin, and Viomycin in Mycobacterium tuberculosis// Antimicrob. Agents Chemother. -2005. —Vol. 49.-P. 3192-3197.

79. McCammon M.T., Gillette J.S., Thomas D.P. Detection of rpoB mutations associated with rifampin resistance in Mycobacterium tuberculosis using denaturing gradient gel electrophoresis// Antimicrob. Agents Chemother. -2005. -Vol. 49. -P. 2200-2209.

80. McHugh, T. D., and S. H. Gillespie. Nonrandom association of IS6110 and Mycobacterium tuberculosis: implications for molecular epidemiological studies// J. Clin. Microbiol. -1998. -Vol. 36. -P. 14101413.

81. Miesel L., D. A. Rozwarski, J. C. Sacchettini and W. R. Jacobs Jr. Mechanisms for isoniazid action and resistance// Novartis Found Symp. -1998.-Vol. 217.-P. 209-21.

82. Miller M., L. Thibert, F. Desjardins, S. Siddiqi & A. Dascal. Testing of susceptibility of Mycobacterium tuberculosis to pyrazinamide: comparison of Bactec method with pyrazinamidase assay// J. Clin. Microbiol. -1995. -Vol. 33. -P. 2468-2470.

83. Minnikin D. E., Kremer L., Dover L. G., and Besra G. S. The Methyl-Branched Fortifications of Mycobacterium tuberculosis// Chemistry & Biology. -2002. -Vol. 9. -P. 545-553.

84. Miotto P., Piana F., Penati V. Use of genotype MTBDR assay for molecular detection of rifampin and isoniazid resistance in Mycobacterium tuberculosis clinical strains isolated in Italy// J. Clin. Microbiol. -2006. -Vol. 44.-P. 2485-91.

85. Mitchison D. The action of antituberculosis drugs in short course chemotherapy// Tubercle. -1985. -Vol. 66. -P. 219-225.

86. Murray J. F. A Century of Tuberculosis// Am. J. Respir. Crit. Care Med. -2004.-Vol. 169.-P. 1181-1186.

87. Netesov S.V. Emerging infectious diseases in Russia, 1990-1999// Emerg. Infect. Dis. -2001. -vol 7. P. 1-5.

88. Nicod L. P. Immunology of tuberculosis// Swiss Med Wkly. -2007. -Vol. 137. -P. 357-362

89. Nikaido H and M Vaara. Molecular basis of bacterial outer membrane permeability// Microbiol Rev. -1985. -Vol. 49(1). -P. 1-32.

90. Parsons L.M., Salfinger M., Clobridge A. Phenotypic and Molecular Characterization of Mycobacterium tuberculosis Isolates Resistant to both Isoniazid and Ethambutol// Antimicrob. Agents Chemother. -2005. -Vol. 49. -P. 2218-2225.

91. Plinke C., Rüsch-Gerdes S., Niemann S. Significance of mutations in embB codon 306 for prediction of ethambutol resistance in clinical Mycobacterium tuberculosis isolates// Antimicrob. Agents Chemother. -2006. -Vol. 50. -P. 1900-1902.

92. Poynten M., D. N. Andresen, T. Gottlieb. Laboratory cross-contamination of Mycobacterium tuberculosis: an investigation and analysis of causes and consequences// Intern. Med. J. -2002. —Vol. 32. -P. 511-512.

93. Quemard A., J. C. Sacchettini, A. Dessen, C. Vilcheze, R. Bittman, W. R. Jacobs, Jr. and J. S. Blanchard. Enzymatic characterization of the target for isoniazid i^Mycobacterium tuberculosis// Biochemistry. -1995. -Vol. 34.-P. 8235-41.

94. Ragoussis J. , G. P. Elvidge, K. Kaur, and S. Colella. Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionisation, Time-of-Flight Mass Spectrometry in Genomics Research// PLoS Genet. -2006. -Vol. 2(7). -P. el00.

95. Ramaswamy S., J. Musser. Molecular genetic basis of antimicrobial agent resistance in Mycobacterium tuberculosis'. 1998 update// Tuber. Lung Dis. -1998. -Vol. 79. -P. 3-29.

96. Raynaud C., C. Guilhot, J. Rauzier, Y. Bordat, V. Pelicic, R. Manganelli, I. Smith, B. Gicquel, and M. Jackson. Phospholipases C are involved in the virulence of Mycobacterium tuberculosis/! Mol. Microbiol. -2002. -Vol. 45. -P. 203-217.

97. Raynaud C., K. G. Papavinasasundaram, R. A. Speight, B. Springer, P. Sander, E. C. Bottger, M. J. Colston, and P. Draper. The functions of OmpATb, a pore-forming protein of Mycobacterium tuberculosis// Mol. Microbiol. -2002. -Vol. 46. -P. 191-201.

98. Rengarajan J., C. M. Sassetti, V. Naroditskaya, A. Sloutsky, B. R. Bloom, E. J. Rubin The folate pathway is a target for resistance to the drug para-aminosalicylic acid (PAS) in mycobacteria// Mol. Microbiol. -2004. -Vol. 53(1).-P. 275-282.

99. Rliee J. T., M. M. Tanaka, M. A. Behr, C. B. Agasino, E. A. Paz, P. C. Hopewell, and P. M. Small. Use of multiple markers in populationbased molecular epidemiologic studies of tuberculosis// Int. J. Tuberc. Lung Dis. -2000.-Vol. 4.-P. 1111-1119.

100. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain terminating inhibitors // Proc. Natl. Academ. Sei. USA. 1977. - Vol.74. - P. 5463-5467.

101. Scoipio A. & Y. Zhang. Mutations in pncA, a gene encoding pyrazinamidase/nicotinamidase, cause resistance to the antituberculous drug pyrazinamide in tubercle bacillus//Nat. Med. -1996. -Vol. 2. -P. 662-667.

102. Seiander R. K., Caugant D. A., Ochman H., Musser, J. M., Gilmour M. N. and T. S. Whittam. Methods of multilocus enzyme electrophoresis for bacterial population genetics and systematic// Appl. Environ. Microbiol. -1986.-Vol. 51.-P. 873-884.

103. Shafer R. W., Edlin B. R. Tuberculosis in patients infected with human immunodeficiency virus: perspective on the past decade// Clin. Infect. Dis. -1996. -Vol. 22. -P. 683-704.

104. Shen X, Shen G, Wu J., Gui X.H., Li X., Mei J., DeRiemer K., Gao Q. Association between embB Codon 306 Mutations and Drug Resistance in Mycobacterium tuberculosisII Antimicrob. Agents Chemother. -2007. —Vol. 51.-P. 2618-2620.

105. Shi R., J. Zhang, K. Otomo, G. Zhang and I. Sugawara. Lack of Correlation between embB Mutation and Ethambutol MIC in Mycobacterium tuberculosis Clinical Isolates from China// Antimicrob. Agents Chemother. -2007. -Vol. 51(12). -P. 4515-4517.

106. Siddiqi S.H., Rusch-Gerdes S. MGIT™ Procedure Manual for BACTEC™ MGIT 960™ TB System. 2006.

107. Skuce R.A., McCony T.P., McCarroll J.F., Roring S.M., Scott A.N., Brittain D., Hughes S.L., Hewinson R.G., S.D. Neill. Discrimination of Mycobacterium tuberculosis complex bacteria using novel VNTRPCR targets//Microbiol. -2002. -Vol. 148. -P. 519-528.

108. Slama K., Chiang C-Y., Enarson D.A., Hassmiller K., Fanning A., Gupta P., Ray C. Tobacco and tuberculosis: a qualitative systematic review and meta-analysis// Int. J. Tuber. Lung Dis. -2007. -Vol. 11(10). -P. 1049-1061.

109. Smith I. Mycobacterium tuberculosis Pathogenesis and Molecular Determinants of Virulence// Clin. Microbiol. Rev. -2003. -Vol. 16(3). -P. 463-496.

110. Srivastava S., Garg A, Ayyagari A., Nyati K.K., Dhole T.N., Dwivedi S.K. Nucleotide Polymorphism Associated with Ethambutol Resistance in Clinical Isolates of Mycobacterium tuberculosis!7 Current Microbiol. -2006. -Vol. 53.-P. 401^105.

111. Storm N., Darnhofer- Demar B., van den Boom D., Rodi C.P. MALDI- TOF Mass Spectrometry- Based SNP Genotyping // Meth. Mol. Biol. 2002. - Vol. 212. - P. 241- 262.

112. Supply P., S. Lesjean, E. Savine, K. Kremer, D. van Soolingen, and

113. C. Locht. Automated high-throughput genotyping for study of global epidemiology of Mycobacterium tuberculosis based on mycobacterial interspersed repetitive units// J. Clin. Microbiol. -2001. -Vol. 39. P. 35633571.

114. D. van Soolingen. Proposal for Standardization of Optimized Mycobacterial Interspersed Repetitive Unit-Variable-Number Tandem Repeat Typing of Mycobacterium tuberculosis!I J. Clin. Microbiol. -2006. -Vol. 44. -P. 44984510.

115. Supply P., E. Mazars,S. Lesjean,V. Vincent, B. Gicquel and C. Locht. Variable human minisatellite-like regions in the Mycobacterium tuberculosis genome//Mol. Microbiol. -2000. -Vol. 36(3) -P. 762-771.

116. Suresh N., J. Arora, H. Pant, T. Rana and U. B. Singh. Spoligotyping of Mycobacterium tuberculosis DNA from Archival Ziehl-Neelsen-stained sputum smears// J. Microbiol. Meth. -2007. -Vol. 68(2). -P. 291-295.

117. Takayama K. & J. O. Kilburn. Inhibition of synthesis of arabinogalactan by ethambutol in Mycobacterium smegmatis// Antimicrob. Agents Chemother. -1989. -Vol. 33. -P. 1493-1499.

118. Talavera W., R. Miranda, K. Lessnau, and L. Klapholz. Extrapulmonary tuberculosis, p. 139-190. In L. N. Friedman (ed.), Tuberculosis: current concepts and treatment, 2nd ed. CRC Press, Inc., Boca Raton, Fla., 2001.

119. Telenti A., P. Imboden, F. Marchesi, L. Matter, K. Schopfer, T. Bodmer, D. Lowrie, M. J. Colston and S. Cole. Detection of rifampicin-resistance mutations in Mycobacterium tuberculosis// Lancet. -1993. -Vol. 341 (8846).-P. 647-651.

120. Telenti A., Philipp W.J., Sreevatsan S., Bernasconi C., Stockbauer K.E., Wieles B., Musser J.M., Jacobs W.R Jr. The emb operon, a gene cluster of Mycobacterium tuberculosis involved in resistance to ethambutol// Nat. Med. -1997. -Vol. 3. -P. 567-570.

121. Microbiol. -2006,-VoI. 48. -P. 159-178.

122. Toungoussova O., Bjune G. and D. Caugant. Epidemic of tuberculosis in the former Soviet Union: Social and biological reasons// Tuberculosis. -2006.-Vol. 86(1). -P. 1-10.

123. Tracevska T., Lansone I., Broka L., Marga O., V. Baumanis. Mutations in the rpoB and katG genes leading to drug resistance in Mycobacterium tuberculosis in Latvia//J. Clin. Microbiol. 2002. -Vol. 40. -P. 3789-3792.

124. Tsukamura M., S. Mizuno, and H. Toyama. Taxonomic studies on the Mycobacterium tuberculosis series// Microbiol. Immunol. -1985. -Vol. 29. -P. 285-299.

125. Tudo G., Gonzalez J., Obama R. Study of resistance to antituberculosis drugs in five districts of Equatorial Guinea: rates, risk factors, genotyping of gene mutations and molecular epidemiology// Int. J. Tuberc. Lung Dis. -2004. -Vol. 8. -P. 15-22.

126. Wada T., S. Maeda, A. Hase and K. Kobayashi. Evaluation of variable numbers of tandem repeat as molecular epidemiological markers of Mycobacterium tuberculosis in Japan// J. Med. Microbiol. -2007. -Vol. 56. — P. 1052-1057.

127. Wade M, Zhang Y. Mechanisms of drug resistance in Mycobacterium tuberculosis// Front Biosci. -2004. -Vol. 9. -P. 975-94.

128. Waksman SA. Suppressive effect of streptomycin on the growth of tubercle bacilli in laboratory animals// Am. J. Public. Health. -1944. -Vol. 34. -P. 358.

129. WHO. Guidelines for surveillance of drug resistance in tuberculosis. Second edition. Geneva, Switzerland: WHO, 2003.

130. William R. Berrington, Thomas R. Hawn Mycobacterium tuberculosis, macrophages, and the innate immune response: does common variation matter?// Immunological Reviews. -2007. -Vol. 219. -P. 167-186.

131. World Health Organization. Global Tuberculosis Control Surveillance, Planning, Financing. Geneva, Switzerland. WHO. 2007, p. 273.

132. World Health Organization. Global Tuberculosis Programme. Global Tuberculosis Control. Geneva, Switzerland, WHO, 1998.

133. World Health Organization. Guidelines for establishing DOTS-Plus pilot projects for the management of multidrug-resistant tuberculosis (MDR-TB). Geneva, Switzerland. WHO, 2000.

134. World Health Organization. Laboratory Services in Tuberculosis Control Part III: Culture. Geneva, Switzerland. WHO, 1998.

135. World Health Organization. The World Health Organization Global Tuberculosis Program. Geneva, Switzerland. WHO, 2006.

136. World Health Organization. Treatment of tuberculosis. Guidelines for National Programmes, 3rd ed. Geneva, Switzerland. WHO, 2003.

137. Zager E. M. and R. McNerney. Multidrug-resistant tuberculosis// BMC Infect. Dis. -2008. -Vol. 8. -P. 10.

138. Zahrt T. C. Molecular mechanisms regulating persistent Mycobacterium tuberculosis infection// Microbes and Infection. -2003. -Vol. 5.-P. 159-167.

139. Zhang M., Yue J., Yang Y., Zhang H., Lei J., Jin R., Zhang X., H. Wang. Detection of Mutations Associated with Isoniazid Resistance in Mycobacterium tuberculosis Isolates from China// J. Clin. Microbiol. -2005. -Vol. 43.-P. 5477-5482.

140. Zhang Y, M. M. Wade , A. Scorpio , H. Zhang and Z. Sun. Mode of action of pyrazinamide: disruption of Mycobacterium tuberculosis membrane transport and energetics by pyrazinoic acid// J. Antimicrob. Chemother. -2003. -Vol. 52. -P. 790-795.

141. Zhang Y. & D. Mitchison. The curious characteristics of pyrazinamide: a review// Int. J. Tuberc. Lung. Dis. -2003. -Vol. 7. -P. 6-21.

142. Zhang Y. and A. Telenti. Genetics of drug resistance in Mycobacterium tuberculosis. -P. 235-254. In Hatfull G, Jacobs W R (ed). Molecular genetics of mycobacteria. American Society of Microbiology Press, Washington D.C. -2000.

143. Zhang Y. Isoniazid. -P. 739-758. In Rom W. N., Garay S. M., Lippincott W. and Wilkins (ed). Tuberculosis. A Wolters Kluwer Company, New York. 2003.

144. Zhang Y., B. Heym, B. Allen, D. Young and S. Cole. The catalase-peroxidase gene and isoniazid resistance of Mycobacterium tuberculosis!'/ Nature. -1992. -Vol. 358. -P. 591-593.

145. Zhao J.R., Bai Y.J., Wang Y. Development of a pyrosequencing approach for rapid screening of rifampin, isoniazid and ethambutol-resistant Mycobacterium tuberculosisII Int. J. Tuberc. Lung Dis. -2005. -Vol. 9. -P. 328-332.

146. Zignol M, Hosseini MS, Wright A, Weezenbeek C.L., Nunn P., Watt C.J., Williams B.G, Dye C. Global incidence of multidrug-resistant tuberculosis// J. Infect. Dis. 2006. - Vol. 194. - P. 479-85.

147. Zoltan B, Somoskovi A., Kodmon C. Molecular characterization of rifampin-resistant isolates of Mycobacterium tuberculosis from Hungary by DNA sequencing and the line probe assay// J. Clin. Microbiol. -2001. -Vol. 39.-P. 3736-9.