Молекулярное моделирование потенциал-управляемых натриевых каналов эукариот и их взаимодействия с лигандами тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.01, кандидат наук Коркош Вячеслав Сергеевич

• Коркош Вячеслав Сергеевич
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Коркош Вячеслав Сергеевич

Список сокращений

Общая характеристика работы

Глава 1. Обзор литературы

1.1. Ионные каналы

1.1.1. Общие сведения

1.1.2. Потенциал-управляемые ионные каналы

1.1.3. Лиганд-управляемые ионные каналы

1.1.4. Каналы, активируемые растяжением и теплом

1.2. Молекулярная структура ионных каналов как основа классификации

1.2.1. Р-1оор каналы

1.2.2. Потенциал-управляемые натриевые каналы

1.3. Фармакология ионных каналов

1.3.1. Фармакология потенциал-управляемых каналов

1.3.2. Конотоксины

1.3.3. ц-конотоксины и каналы

Глава 2. Методы

2.1. Методы исследования ионных каналов

2.1.1. Экспериментальные методы

2.1.2. Рентгеноструктурный анализ

2.1.3. Теоретические методы

2.1.4. Молекулярная динамика

2.1.5. Метод Монте-Карло

2.2. Параметры и методы расчётов, использованные в работе

2.2.1. Расчёт энергетически оптимальных конформеров методами молекулярной механики

2.2.2. Гомологическое моделирование и системы ограничителей

2.2.3. Анализ лиганд-рецепторного взаимодействия

2.3. Программное обеспечение

2.3.1. 2ММ

2.3.2. Прочие

Глава 3. Результаты и их обсуждение

3.1. Проблемы гомологического моделирования

3.1.1. Выбор выравнивания порообразующих спиралей Р-loop каналов

3.1.2. Анализ стабилизаторов в структурах каналов

3.1.3. Выбор выравнивания S5 и S6 спиралей в гомологических моделях

3.1.4. Заключение

3.2. Стерические и электростатические факторы блокады ионных каналов

3.2.1. Изучение возможных способов связывания лиганда

3.2.2. Распределение ионов в области селективного фильтра

3.2.3. Влияние Pl1 на энергию связи ионов

3.2.4. Заключение

3.3. Блокада натриевых каналов ц-конотоксинами

3.3.1. Выбор модели

3.3.2. Связывание GШA

3.3.3. Связывание PШA

3.3.4. Связывание Ю^

3.3.5. Механизм неполного блока

Общее заключение

Выводы

Список литературы

Список сокращений

TRP - транзиторный рецепторный потенциал

nAChR - никотиновый ацетилхолиновый рецептор

TTX - тетродотоксин

STX - сакситоксин

цCTX - мю-конотоксин

ЛА - локальные анестетики

PyR - пиретроидный рецептор

BTX - батрахотоксин

МСМ - Монте-Карло минимизация

МД - молекулярная динамика

NMDA - ^метил^-аспартат

AMPA - а-амино-3-гидрокси-5-метил-4-изоксазолпропионовая кислота СО - среднеквадратическое отклонение

Pl1 - 2-(4-бромфенил)-1-(5-(4-хлорфенил)-1Н-имидазол-2-ил)этанамин)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярное моделирование потенциал-управляемых натриевых каналов эукариот и их взаимодействия с лигандами»

Общая характеристика работы

Актуальность проблемы. Белки ионных каналов, обеспечивающие пассивный транспорт ионов, являются важными компонентами клеточных мембран. Активность потенциал-чувствительных натриевых и калиевых каналов лежит в основе генерации и распространения потенциала действия в нейронах. Синаптические ионные каналы, активируемые нейромедиаторами, необходимы для передачи возбуждающих и тормозных сигналов между нейронами. Многие модуляторы клеточного метаболизма также оказывают свое действие через ионные каналы. Поскольку каналообразующие белки являются трансмембранными, их внеклеточные участки и сама пора канала доступны для действия внеклеточных химических агентов, как естественных, так и искусственных.

Изучение молекулярных механизмов ионных каналов необходимо для медицины, фармакологии. Несмотря на наличие огромного арсенала лекарственных препаратов, смертность от заболеваний сердечно-сосудистой системы, например, артериальной гипертонии, постоянно растет. Одной из основных проблем современной фармакологии является недостаток информации о молекулярных основах действия препаратов, то есть о клеточных и субклеточных структурах, участвующих в патологических процессах. Большая проблема заключается еще и в том, что «фармакологическая мишень» так же неисчерпаема, как «атом». Как только исследователь установит, что мишенью является, например, потенциал-управляемый натриевый канал, встает вопрос о механизмах действия, зависимости активности препарата от уловий работы канала и т.д.

Чтобы иметь возможность предсказать поведение тех или иных препаратов в физиологических и патологических условиях необходимо изучать структуру ионных каналов и механизмы их взаимодействия с лигандами на молекулярном уровне. Современные научные подходы, такие как рентгеноструктурный анализ, методы молекулярной биологии (например, точечные мутации), а также теоретические методы, включая молекулярное моделирование, дают возможность проводить такой анализ

Натриевые каналы играют важную роль во многих процессах в организме, например, в генерации потенциала действия. Неудивительно, что фармакология ионных каналов является одним из наиболее важных предметов изучения на данный момент. Хорошо известны такие токсины как тетродотоксин, локальные анестетики, батрахотоксин, однако механизмы действия лигандов изучены не до конца. Отсутствие рентгеновских структур эукариотических натриевых каналов можно восполнить при помощи теоретических методов. Молекулярное моделирование позволяет объединить разрозненные экспериментальные данные в одной модели, которая может не только объяснить имеющиеся экспериментальные данные, но и имеет предсказательную силу. Такие модели позволяют исследователям точнее направлять свои усилия и создавать подходящие фармакологические агенты.

Одним из наиболее интересных классов лигандов натриевых каналов являются ц-конотоксины. Они особенно интересны тем, что некоторые нативные конотоксины, а также мутанты, созданные на основе конотоксинов, вызывают эффект неполного блока в натриевых потенциал-управляемых каналах. Данный эффект интересен с точки зрения разработки новых лигандов, поскольку не приводит к необратимым последствиям для организма. Однако на данный момент не существует структурного объяснения для этого эффекта, что затрудняет работу по созданию новых агентов.

Целью работы было изучение методами молекулярного моделирования строения эукариотических натриевых каналов, а также механизмов ионной проницаемости и блокады каналов. В рамках этой цели были поставлены следующие задачи.

• Изучение роли межсегментных конткатов в стабилизации пространственной укладки ионных каналов

• Изучение роли стерических и электростатических факторов при блокаде натриевых каналов

• Построение гомологической модели поры эукариотического натриевого канала

• Моделирование связывания ц-конотоксинов с эукариотическим натриевым каналом

• Моделирование эффекта неполного блока эукариотических натриевых каналов ц-конотоксинами

Научная новизна. В результате проведённых исследований получена модель потенциал-управляемого натриевого ионного канала Nav1.4, позволяющая объяснить экспериментальные данные по взаимодействию с ц-конотоксинами. Впервые предложено объяснение возникновению остаточных токов при неполной блокаде поры канала токсинами. Также в рамках работы впервые показаны эволюционные изменения в структурных мотивах ионных каналов, приводящие к пространственным различиям.

Научно-практическая значимость работы. Полученные в работе данные о строении, механизмах проводимости и блокады натриевых каналов объясняют широкий спектр экспериментальных данных. Модели, полученные в результате работы, могут использоваться для дизайна новых препаратов, имеющих медицинское значение. Модель ионной проводимисти позволяет целенаправленно подходить к созданию качественно новых лигандов, обеспечивающих неполный блок канала, что открывает новые перспективы в области фармаколонии.

Положения, выносимые на защиту:

• Эукариотические потенциал-управляемые ионные каналы в области поры аналогичны по структуре прокариотическим натриевым каналам. В частности, структуру наружного вестибюля образуют восемь спиральных участков, что отличает эти каналы от других представителей структурного семейства, например, калиевых каналов, содержащих лишь четыре спиральных участка в области наружного вестибюля.

• Механизм блокады потенциал-управляемых натриевых каналов имеет преимущественно электростатическую природу. Он состоит в связывании положительно заряженных групп токсина с отрицательно заряженными аминокислотами во внешнем вестибюле канала, участвующими в обеспечении проводимости. При неспособности токсина связать все четыре отрицательно заряженные группы наблюдается эффект неполной блокады.

Апробация работы. Результаты работы докладывались на следующих конференциях: IV съезд физиологов СНГ (Дагомыс, Россия, 2014), Biophysical Society 58 Annual Meeting (San Francisco), 11-й конгресс «Нейронаука для Медицины и Психологии» (Судак, Россия, 2015).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 4 статьи в рецензируемых журналах и 3 тезисов докладов.

Структура и объём диссертации. Диссертация изложена на 13 5 страницах машинописного текста и состоит общей характеристики работы, обзора литературы по исследуемой теме - глава 1, описания методики - глава 2, описания результатов исследования и их обсуждения - глава 3, заключения - глава 4, выводов и списка литературы, который включает 204 источника (из них 202 иностранных). Работа иллюстрирована 53 рисунками и 7 таблицами.

Глава 1. Обзор литературы

l.l. Ионные каналы l.l.l. Общие сведения

Согласно теории Ходжкина-Хаксли модель возбудимой мембраны предполагает регулируемый перенос ионов через мембрану (Hille, 1992, Sperelakis, 1995, Soria and Cena, 1998, Nicholls, 2003, Camerino, Tricarico et al., 2007, Siegel, 2011). Однако непосредственный переход иона через липидный бислой весьма затруднен. Очевидно, что в мембране должны существовать некоторые специальные структуры, проводящие ионы. Такие структуры были найдены и названы ионными каналами (рисунок 1). Каналы могут быть выделены из различных объектов: плазматической мембраны клеток, постсинаптической мембраны мышечных клеток и т.д. Известны также ионные каналы, образованные антибиотиками (Nicholls, 2003).

К основным свойствам ионных каналов относятся:

• селективность;

• независимость работы отдельных каналов;

• дискретный характер проводимости;

• зависимость параметров каналов от мембранного потенциала.

Селективностью называют способность ионных каналов избирательно пропускать ионы какого-либо одного типа. Еще в первых опытах на аксоне кальмара было обнаружено что ионы Na+ и К+ по-разному влияют на мембранный потенциал. Ионы К + регулируют потенциал покоя, а ионы Na+ - ответственны за формирование потенциала действия (Hodgkin, Huxley et al., 1952) . В модели Ходжкина-Хаксли это описывается путем введения независимых калиевых и натриевых ионных каналов. Предполагалось, что первые пропускают только ионы К+, а вторые - только ионы Na+. Измерения показали, что ионные каналы обладают очень высокой селективностью по отношению к катионам (катион -селективные каналы) либо к анионам (анион-селективные каналы) (Hodgkin and Huxley, 1952). В то же время через катион-селективные каналы способны проходить различные катионы. Например, для №+-ганала калиевый ток в 20 раз меньше натриевого (Hille, 1992).

Независимость работы отдельных каналов. Прохождение тока через отдельный ионный канал не зависит от того, идет ли ток через другие каналы. Например, К +-каналы могут быть включены или выключены, но ток через №+-каналы не меняется (Aldrich, 1985). Влияние каналов друг на друга происходит опосредованно: изменение проницаемостей каких-либо каналов (например, натриевых) меняет мембранный потенциал, а уже он влияет на токи прочих ионных каналов.

Дискретный характер проводимости ионных каналов. Ионные каналы представляют собой субъединичный комплекс белков, пронизывающий мембрану (K ew and Davies 2010). В центре его существует пора, сквозь которую могут проходить ионы. Результаты экспериментов, выполненных на различных ионных каналах, показали, что проводимость ионного канала дискретна, и он может находиться в двух состояниях: открытом или закрытом. Переходы между состояниями происходят в случайные моменты времени и подчиняются статистическим закономерностям (Kew and Davies, 2010).

Зависимость параметров канала от мембранного потенциала. Ионные каналы нервных волокон чувствительны к мембранному потенциалу, например, натриевый и калиевый каналы аксона кальмара. Это проявляется в том, что после начала деполяризации мембраны соответствующие токи начинают изменяться. Ион-селективный канал имеет сенсор - некоторый элемент своей конструкции, чувствительный к действию электрического поля. При изменении мембранного потенциала меняется величина действующей на него силы, в результате эта часть ионного канала перемещается и меняет вероятность открывания или закрывания ворот - своеобразных заслонок, действующих по закону "всё или ничего" (Hille, 1978).

Изучение ионных каналов в мембранах яляется одной из важнейших задач современной биофизики. Начиная с 90-х, исследования в рамках молекулярной генетики, в сочетании с методом локальной фиксации потенциала (пэтч-кламп) и другими методиками, значительно расширили наши знания об ионных каналах. Были выделены и клонированы гены, кодирующие натриевые, калиевые и многие другие типы каналов. Было обнаружено более чем 400 различных генов, кодирующих ионные каналы, чего никак нельзя было ожидать исходя из ранних исследований функций ионных каналов.

Чтобы понять значимость такого количества различных генов ионных каналов, проводились многочисленные исследования с помощью пэтч-клампа и других физиологических методов. Подобные исследования обнаружили большое количество потенциал-управляемых ионных каналов, которые отвечают на мембранный потенциал во многом так же, как натриевые и калиевые каналы, которые лежат в основе потенциала действия. Но существуют и другие типы каналов. Существуют каналы, активируемые химическими агентами (лигандами) с внеклеточной или с внутриклеточной стороны мембраны (Nicholls, 2003). Другие каналы могут реагировать на механические воздействия или изменения температуры.

Таким образом, хотя основные электрические сигналы нервной системы относительно стереотипны, белки, ответственные за генерацию этих сигналов, весьма разнообразны, тем самым обеспечивая специализированные сигнальные свойства нейронных клеток, образующих нервную систему.

1.1.2. Потенциал-управляемые ионные каналы

На данный момент обнаружены потенциал-управляемые ионные каналы, которые выборочно проницаемы для каждого из основных физиологических ионов - натрия, калия, кальция и хлора (Purves, 2012). Кроме того, было обнаружено множество различных генов для каждого типа потенциал-управляемых ионных каналов. Примером может служить обнаружение 10 человеческих генов натриевых каналов. Эти гены натриевых каналов (SCN гены) кодируют белки, различающиеся по структуре, свойствам и распространению в определённых тканях.

Кроме быстро инактивируемых натриевых каналов, обнаруженных Ходжкином и Хаксли в аксоне кальмара, были обнаружены потенциал-чувствительные натриевые каналы, которые не инактивируются (Bendahhou, Cummins et al., 1999). Как и следовало ожидать, этот канал производит потенциалы действия большой продолжительности и является мишенью для местных обезболивающих, таких как бензокаин и лидокаин (Khodorova, Meissner et al., 2001).

В некоторых нейронах, потенциал-управляемые кальциевые каналы порождают потенциалы действия, как и потенциал-чувствительные натриевые каналы (Catterall, Perez-

Reyes et al., 2005). В других нейронах кальциевые каналы контролируют форму потенциалов действия, сгенерированных преимущественно натриевыми каналами (Van Goor, Krsmanovic et al., 1999). В целом, воздействуя на внутриклеточную концентрацию кальция, активность кальциевых каналов регулирует огромный диапазон биохимических процессов внутри клеток (Catterall, Perez-Reyes et al., 2005). Одним из важных процессов, регулируемых потенциал-чувствительными кальциевыми каналами является секреция нейромедиаторов в синапсах.

Но всё же наиболее крупным и разнообразным классом потенциал -управляемых ионных каналов являются калиевые каналы. На данный момент известно около 100 генов калиевых каналов, которые разбиты на несколько групп, значительно различающихся по активационным, пропускным и инактивационным свойствам. Некоторые инактивируются в течение минут, как в случае калиевых каналов аксона кальмара, изученного Ходжкином и Хаксли (Hodgkin and Huxley, 1952, Hodgkin, Huxley et al., 1952). Другие инактивируются в течение миллисекунд, что типично для большинства потенциал-управляемых натриевых каналов. Пожалуй, наиболее важную роль калиевые каналы играют в регуляции мембранного потенциала покоя. Как минимум две семьи калиевых каналов, которые открыты при значительном отрицательном потенциале на мембране, вносят вклад в установление мембранного потенциала покоя. Наконец, было обнаружено несколько типов потенциал-управляемых хлорных каналов. Эти каналы находятся в нейронах, контролируя возбудимость и внося вклад в мембранный потенциал покоя (Jentsch, Günther et al., 1995).

1.1.3. Лиганд-управляемые ионные каналы

Другой класс ионных каналов реагирует на химические сигналы (лиганды), но не реагирует на изменения в мембранном потенциале (Purves, 2012). Наиболее важным из этих лиганд-управляемых ионных каналов в нервной системе является класс каналов, активируемых связыванием нейромедиаторов (Sobolevsky, Rosconi et al., 2009, Lee, Lu et al., 2014). В то время как потенциал-управляемые ионные каналы обычно пропускают только один вид ионов, каналы, активируемые внеклеточными лигандами, обычно менее избирательны, позволяя двум и более типам ионов проходить через пору канала (Green, Lambert et al., 1996).

Другие лиганд-управляемые каналы чувствительны к химическим сигналам, возникающим в цитоплазме нейронов и могут быть избирательны к конкретным ионам, таким как калий или хлор, или же могут быть проницаемы для всех физиологических катионов. Примерами каналов, отвечающих на внутриклеточные воздействия являются кальций-активируемые калиевые каналы, катионные каналы, управляемые циклическими нуклеотидами и кислотно-чувствительные ионные каналы (Bassler, Ngo-Anh et al., 2001, Craven and Zagotta, 2006). Основная функция таких каналов - это преобразование внутриклеточных химических сигналов в электрические сигналы. Классическим примером являются каналы, управляемые циклическими нуклеотидами в светочувствительных клетках сетчатки (Becirovic, Nguyen et al., 2014).

Хотя многие из лиганд-управляемых ионных каналов находятся во внешней клеточной мембране, некоторые находятся в мембранах внутриклеточных органелл, таких как митохондрии или эндоплазматический ретикулум. Некоторые из этих внутриклеточных каналов выборочно проницаемы для кальция и регулируют выход кальция из цистерн эндоплазматического ретикулума в цитоплазму, где этот вторичный передатчик может в свою очередь запускать набор клеточных ответов (Pinto, Kihara et al., 2015).

1.1.4. Каналы, активируемые растяжением и теплом

Существуют также классы ионных каналов, которые отвечают на изменение температуры или на деформацию мембраны. Температурно-чувствительные ионные каналы, такие как некоторые члены семейства каналов TRP (Hellmich and Gaudet, 2014, Yue, Xie et al., 2015), вносят вклад в чувствительность к боли и температурам, а также участвуют в воспалительных процессах. Эти каналы зачастую специализируются на определённых температурах, а некоторые активируются при охлаждении. Механо - чувствительные ионные каналы реагируют на механические изменения в плазматической мембране и лежат в основе рецепторов растяжения и нейромышечных рефлексов растяжения (Delmas and Coste, 2013). Одна из специфических форм таких каналов играет ключевую роль в механизме восприятия звука (Delmas and Coste, 2013).

Подытоживая, стоит отметить, что огромное разнообразие ионных каналов позволяет нейронам генерировать электрические сигналы в ответ на изменения в

мембранном потенциале, синаптическую передачу и внутриклеточные вторичные передатчики. Таким образом, ионные каналы играют ключевую роль в функционировании нервной системы в целом.

1.2. Молекулярная структура ионных каналов как основа классификации

До последнего времени большая часть информации о структуре каналов была получена не напрямую, а посредством изучения свойств этих белков. Существующие классификации каналов основаны именно на таких признаках. Один из подходов к классификации основан на том, чтобы объединять ионные каналы в зависимости от способа регуляции их действия. Именно так систематизированы ионные каналы в предыдущих разделах. Другой вариант заключается в разделении ионных каналов в соответствии с основным проводимым ионом, однако оба варианта имеют очевидные недостатки.

Например, nAChRs (Itier and Bertrand, 2001) проводит ионы натрия, как и потенциал-управляемые натриевые каналы. Однако он в корне отличается от них по механизму активации, а также по аминокислотной последовательности. Другой пример, который иллюстрирует необходимость создания новой системы классификации, состоит в том, что некоторые каналы, управляемые циклическими нуклеотидами (Kaupp and Seifert, 2002), настолько гомологичны по последовательности потенциал-управляемым каналам, что могут быть эволюционно ближе к ним, чем к лиганд-управляемым каналам. Ещё одним примером служит то, что глутаматные рецеторы (Traynelis, Wollmuth et al., 2010), которые часто относят к семейству лиганд-управляемых ионных каналов, не имеют никакого сходства последовательностей и, следовательно, вероятно, не связаны эволюционно с другими каналами этой группы.

Таким образом, хотя ионные каналы выполняют одну главную функцию, они обладают различным строением и эволюционным происхождением, поэтому имеет смысл выделять семейства каналов, гомологичных друг к другу, то есть имеющих общее эволюционное происхождение и схожие трёхмерные структуры.

1.2.1. P-loop каналы

Суперсемейство так называемых "P-loop" каналов включает потенциал-управляемые калиевые, натриевые, кальциевые каналы, каналы, активируемые

циклическими нуклеотидами, каналы ионотропных рецепторов глутамата, и TRPV каналы (Zhorov and Tikhonov, 2004, Yue, Xie et al., 2015). Несмотря на огромное разнообразие свойств, функций и механизмов активации, все эти каналы имеют главную отличительную особенность - домен, образующий ионную пору в мембране, который формируется четырьмя субъединицами (или псевдосубъединицами в случае эукариотических натриевых и кальциевых каналов). От каждой субъединицы в этом домене присутствует две трансмембранных а- спирали (S5 и S6 у потенциал-управляемых каналов), соединенных так называемой Р-петлей (P-loop), которая включает аминокислоты, образующие селективный фильтр (рисунок 1). Наличие этой петли и послужило основанием для классификации - все разнородное семейство называют p-loop каналами (Zhorov and Tikhonov, 2004). Именно в петле, которая формирует самую узкую часть канала расположены остатки, образующие так называемый селективный фильтр - структуру, обеспечивающую выборочное пропускание конкретных ионов. Как и следовало ожидать, аминокислотный состав селективных фильтров различен для каналов, которые пропускают разные ионы.

Рисунок 1. Трёхмерная структура p-loop канала Kv1.2. Цилиндры отображают спиральные участки канала. Оранжевым показаны участки p-спирали (p-loop), голубым - внутренние спирали (inner helices, s6), жёлтым - внешние спирали (outer helices, s5).

Другие домены этих каналов отвечают за активацию потенциалом или лигандом (рисунок 2). Вероятно, порообразующие домены всех этих каналов имеют общего предшественника, однако судить об их эволюции крайне сложно в силу низкого подобия последовательностей.

Рисунок 2. Схематическое представление канала из суперсемейства p-loop. Четыре домена с S1 до S4 отвечает за потенциал-чувствительность, в то время как S5 и S6, вместе с соединяющей их р-петлёй образуют непосредственно пору канала.

В последние десятилетия более точная информация о структурных особенностях ионных каналов получается посредством рентгеновской кристаллографии. Фактически, для ряда представителей этого суперсемейства сама идея гомологии пришла не из сопоставления последовательностей, а из структурных данных. К примеру, каналы TRPV1 и Kv1.2 относятся к суперсемейству Р-loop каналов, однако, как видно из выравнивания, они обладают весьма низкой гомологией в области селективного фильтра (рисунок 3). В то

же время, наложение рентгеновских структур показывает, что каналы обладают схожей топологией в области поры (рисунок 3).

Для удобства работы с белками, имеющими различную нумерацию аминокислотных остатков, использовалась универсальная индексация, предложенная Жоровым и Тихоновым. В данной индексации для обозначения аминокислотного остатка используется буквенное обозначение сегмента ("o" - outer helix, соответствующая сегменту S5, "i" - inner helix, соответствующая сегменту S6, "p" - Р-loop, внутримембранная петля между S5 и S6) и номер остатка внутри сегмента.

Это связано с тем, что при работе с большим количеством каналов, выравнивание последовательностей неизбежно ведёт к возникновению большого разброса в нумерации, что затрудняет анализ. Введение универсальной индексации позволяет избежать этих проблем и облегчает работу с множественным выравниванием, особенно анализ контактов, образуемых каналом.

Однако, несмотря на общую структурную организацию, внутри суперсемейства Р-loop каналов существуют и свои важные отличия. Особенно интересны в этом плане структуры прокариотических натриевых каналов, полученные недавно (Payandeh, Scheuer et al., 2011, Zhang, Ren et al., 2012). Их отличительная особенность заключается в том, что область Р-петли состоит не из одной спирали, как в калиевых каналах (Doyle, Morais Cabral et al., 1998), а из двух спиралей, разделённых селективным фильтром (рисунок 4).

Различия в структуре порообразующих сегментов также объясняют наличие уникальных сайтов связывания лекарств и различных нейротоксинов, которые действуют на конкретные подклассы Р-loop каналов.

Таким образом, суперсемейство p-loop каналов объединяет каналы с похожей пространственной организацией поры. Это позволяет получать дополнительные данные о структуре слабо изученных каналов.

Рисунок 3. Пример наложения двух p-loop каналов: TRPV1 и Kv1.2. Сверху: выравнивание

последовательностей между TRPV1 и Kv1.2. Снизу: трёхмерное наложение структур Kv1.2 (зелёным) и TRPV1 (лиловым); несмотря на низкую гомологию последовательностей, трёхмерное

выравнивание показывает близость структур.

Рисунок 4. Трёхмерная структура p-loop канала NavMs. Цилиндры отображают спиральные участки канала. Оранжевым показаны участки р-спирали (p-loop), голубым - внутренние спирали (inner helices, s6), жёлтым - внешние спирали (outer helices, s5). Примечательно, что в области р-

петли находятся две спирали: р1 и р2.

1.2.2. Потенциал-управляемые натриевые каналы

Одной из важных проблем является изучение структуры потенциал-управляемых натриевых каналов. Натриевые каналы обнаружены практически во всех возбудимых и многих невозбудимых клетках. В возбудимых клетках потенциал - активируемые Na-каналы участвуют в формировании потенциала действия и обеспечивают достаточно высокую скорость его распространения по мембране (Зефиров, 1997). Самая высокая плотность Na-каналов определяется в перехватах Ранвье миелинизированных нервных волокон, более низкая - в мембранах сомы нервной клетки, нервных окончаний, мышечных и эндокринных клеток. В пресинаптических структурах Na-каналы, участвуя в формировании потенциала действия, регулируют количество входящих ионов Са и, соответственно, количество освобождаемых квантов медиатора (Katz, 1971), а также синхронизируют секрецию медиатора во времени.

Детальный анализ функционирования потенциал-активируемых Na-каналов методами фиксации потенциала на гигантских аксонах беспозвоночных и миелинизированных нервных волокнах позвоночных животных привёл к созданию модели работы Na-канала (Hille, 1992). Воротный механизм Na-канала характеризуется 4 процессами: активация при деполяризации, инактивация при длительной деполяризации, деактивация после реполяризации и реактивация канала при его выходе из инактивированного состояния. Na-каналы закрыты при нормальных значениях мембранного потенциала покоя и открываются на очень короткое время (1 мс и менее) при деполяризации.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Коркош Вячеслав Сергеевич, 2016 год

Список литературы

1. Aldrich R. Molecular biophysics: ionic channels of excitable membranes / Science. 1985. V. 228. № 4701. P. 867-868.

2. Alonso D., Khalil Z., Satkunanthan N. and Livett B.G. Drugs from the sea: conotoxins as drug leads for neuropathic pain and other neurological conditions / Mini Rev Med Chem. 2003. V. 3. № 7. P. 785-787.

3. Bagneris C., Decaen P.G., Hall B.A., Naylor C.E., Clapham D.E., Kay C.W. and Wallace B.A. Role of the C-terminal domain in the structure and function of tetrameric sodium channels / Nat Commun. 2013. V. 4. № P. 2465.

4. Bagneris C., DeCaen P.G., Naylor C.E., Pryde D.C., Nobeli I., Clapham D.E. and Wallace B.A. Prokaryotic NavMs channel as a structural and functional model for eukaryotic sodium channel antagonism / Proc Natl Acad Sci U S A. 2014. V. 111. № 23. P. 8428-8433.

5. Bassler E.L., Ngo-Anh T.J., Geisler H.S., Ruppersberg J.P. and Grunder S. Molecular and functional characterization of acid-sensing ion channel (ASIC) 1b / J Biol Chem. 2001. V. 276. № 36. P. 33782-33787.

6. Becirovic E., Nguyen O.N., Paparizos C., Butz E.S., Stern-Schneider G., Wolfrum U., Hauck S.M., Ueffing M., Wahl-Schott C., Michalakis S. and Biel M. Peripherin-2 couples rhodopsin to the CNG channel in outer segments of rod photoreceptors / Hum Mol Genet. 2014. V. 23. № 22. P. 5989-5997.

7. Becker S., Prusak-Sochaczewski E., Zamponi G., Beck-Sickinger A.G., Gordon R.D. and French R.J. Action of derivatives of mu-conotoxin GIIIA on sodium channels. Single amino acid substitutions in the toxin separately affect association and dissociation rates / Biochemistry. 1992. V. 31. № 35. P. 8229-8238.

8. Bendahhou S., Cummins T.R., Tawil R., Waxman S.G. and Ptacek L.J. Activation and inactivation of the voltage-gated sodium channel: role of segment S5 revealed by a novel hyperkalaemic periodic paralysis mutation / J Neurosci. 1999. V. 19. № 12. P. 4762-4771.

9. Berneche S. and Roux B. The ionization state and the conformation of Glu-71 in the KcsA K(+) channel / Biophys J. 2002. V. 82. № 2. P. 772-780.

10. Bosmans F. and Swartz K.J. Targeting voltage sensors in sodium channels with spider toxins / Trends Pharmacol Sci. 2010. V. 31. № 4. P. 175-182.

11. Brooks C.L., 3rd, Brunger A. and Karplus M. Active site dynamics in protein molecules: a stochastic boundary molecular-dynamics approach / Biopolymers. 1985. V. 24. № 5. P. 843-865.

12. Bruhova I., Tikhonov D.B. and Zhorov B.S. Access and binding of local anesthetics in the closed sodium channel / Mol Pharmacol. 2008. V. 74. № 4. P. 1033-1045.

13. Camerino D.C., Tricarico D. and Desaphy J.F. Ion channel pharmacology / Neurotherapeutics. 2007. V. 4. № 2. P. 184-198.

14. Catterall W.A. Neurotoxins as allosteric modifiers of voltage-sensitive sodium channels / Adv Cytopharmacol. 1979. V. 3. № P. 305-316.

15. Catterall W.A. From ionic currents to molecular mechanisms: the structure and function of voltage-gated sodium channels / Neuron. 2000. V. 26. № 1. P. 13-25.

16. Catterall W.A. Molecular mechanisms of gating and drug block of sodium channels / Novartis Found Symp. 2002. V. 241. № P. 206-218; discussion 218-232.

17. Catterall W.A., Cestele S., Yarov-Yarovoy V., Yu F.H., Konoki K. and Scheuer T.

Voltage-gated ion channels and gating modifier toxins / Toxicon. 2007. V. 49. № 2. P. 124-141.

18. Catterall W.A., Perez-Reyes E., Snutch T.P. and Striessnig J. International Union of Pharmacology. XLVIII. Nomenclature and structure-function relationships of voltage-gated calcium channels / Pharmacol Rev. 2005. V. 57. № 4. P. 411-425.

19. Celie P.H., Kasheverov I.E., Mordvintsev D.Y., Hogg R.C., van Nierop P., van Elk R., van Rossum-Fikkert S.E., Zhmak M.N., Bertrand D., Tsetlin V., Sixma T.K. and Smit A.B. Crystal structure of nicotinic acetylcholine receptor homolog AChBP in complex with an alpha-conotoxin PnIA variant / Nat Struct Mol Biol. 2005. V. 12. № 7. P. 582-588.

20. Cestele S., Yarov-Yarovoy V., Qu Y., Sampieri F., Scheuer T. and Catterall W.A. Structure and function of the voltage sensor of sodium channels probed by a beta-scorpion toxin / J Biol Chem. 2006. V. 281. № 30. P. 21332-21344.

21. Chahine M., Chen L.Q., Barchi R.L., Kallen R.G. and Horn R. Lidocaine block of human heart sodium channels expressed in Xenopus oocytes / J Mol Cell Cardiol. 1992. V. 24. № 11. P. 1231-1236.

22. Chanda B. and Bezanilla F. Tracking voltage-dependent conformational changes in skeletal muscle sodium channel during activation / J Gen Physiol. 2002. V. 120. № 5. P. 629-645.

23. Chang N.S., French R.J., Lipkind G.M., Fozzard H.A. and Dudley S., Jr. Predominant interactions between mu-conotoxin Arg-13 and the skeletal muscle Na+ channel localized by mutant cycle analysis / Biochemistry. 1998. V. 37. № 13. P. 4407-4419.

24. Chen R. and Chung S.H. Binding modes of mu-conotoxin to the bacterial sodium channel (NaVAb) / Biophys J. 2012. V. 102. № 3. P. 483-488.

25. Chen R. and Chung S.H. Mechanism of tetrodotoxin block and resistance in sodium channels / Biochem Biophys Res Commun. 2014. V. 446. № 1. P. 370-374.

26. Choudhary G., Aliste M.P., Tieleman D.P., French R.J. and Dudley S.C., Jr. Docking of mu-conotoxin GIIIA in the sodium channel outer vestibule / Channels (Austin). 2007. V. 1. № 5. P. 344-352.

27. Chugunov A.O., Farce A., Chavatte P. and Efremov R.G. Differences in binding sites of two melatonin receptors help to explain their selectivity to some melatonin analogs: a molecular modeling study / J Biomol Struct Dyn. 2006. V. 24. № 2. P. 91-107.

28. Clare J.J. Targeting voltage-gated sodium channels for pain therapy / Expert Opin Investig Drugs. 2010. V. 19. № 1. P. 45-62.

29. Clarke O.B., Caputo A.T., Hill A.P., Vandenberg J.I., Smith B.J. and Gulbis J.M. Domain reorientation and rotation of an intracellular assembly regulate conduction in Kir potassium channels / Cell. 2010. V. 141. № 6. P. 1018-1029.

30. Craven K.B. and Zagotta W.N. CNG and HCN channels: two peas, one pod / Annu Rev Physiol. 2006. V. 68. № P. 375-401.

31. Cruz L.J., Kupryszewski G., LeCheminant G.W., Gray W.R., Olivera B.M. and Rivier J. mu-conotoxin GIIIA, a peptide ligand for muscle sodium channels: chemical synthesis, radiolabeling, and receptor characterization / Biochemistry. 1989. V. 28. № 8. P. 3437-3442.

32. Cummins T.R., Aglieco F. and Dib-Hajj S.D. Critical molecular determinants of voltage-gated sodium channel sensitivity to mu-conotoxins GIIIA/B / Mol Pharmacol. 2002. V. 61. № 5. P. 1192-1201.

33. Delmas P. and Coste B. Mechano-gated ion channels in sensory systems / Cell. 2013. V. 155. № 2. P. 278-284.

34. Dong K., Du Y., Rinkevich F., Nomura Y., Xu P., Wang L., Silver K. and Zhorov B.S. Molecular biology of insect sodium channels and pyrethroid resistance / Insect Biochem Mol Biol.

2014. V. 50. № P. 1-17.

35. Doyle D.A., Morais Cabral J., Pfuetzner R.A., Kuo A., Gulbis J.M., Cohen S.L., Chait B.T. and MacKinnon R. The structure of the potassium channel: molecular basis of K+ conduction and selectivity / Science. 1998. V. 280. № 5360. P. 69-77.

36. Du Y., Garden D.P., Wang L., Zhorov B.S. and Dong K. Identification of new batrachotoxin-sensing residues in segment IIIS6 of the sodium channel / J Biol Chem. 2011. V. 286. № 15. P. 13151-13160.

37. Du Y., Nomura Y., Satar G., Hu Z., Nauen R., He S.Y., Zhorov B.S. and Dong K. Molecular evidence for dual pyrethroid-receptor sites on a mosquito sodium channel / Proc Natl Acad Sci U S A. 2013. V. 110. № 29. P. 11785-11790.

38. Du Y., Nomura Y., Zhorov B.S. and Dong K. Rotational Symmetry of Two Pyrethroid Receptor Sites in the Mosquito Sodium Channel / Mol Pharmacol. 2015. V. №.

39. Dudley S.C., Jr., Chang N., Hall J., Lipkind G., Fozzard HA. and French R.J. mu-conotoxin GIIIA interactions with the voltage-gated Na(+) channel predict a clockwise arrangement of the domains / J Gen Physiol. 2000. V. 116. № 5. P. 679-690.

40. Dudley S.C., Jr., Todt H., Lipkind G. and Fozzard H.A. A mu-conotoxin-insensitive Na+ channel mutant: possible localization of a binding site at the outer vestibule / Biophys J. 1995. V. 69. № 5. P. 1657-1665.

41. Ejkelkamp N., Linley J.E., Baker M.D., Minett M.S., Cregg R., Werdehausen R., Rugiero F. and Wood J.N. Neurological perspectives on voltage-gated sodium channels / Brain. 2012. V. 135. № Pt 9. P. 2585-2612.

42. Faraldo-Gomez J.D., Kutluay E., Jogini V., Zhao Y., Heginbotham L. and Roux B. Mechanism of intracellular block of the KcsA K+ channel by tetrabutylammonium: insights from X-ray crystallography, electrophysiology and replica-exchange molecular dynamics simulations / J Mol Biol. 2007. V. 365. № 3. P. 649-662.

43. Fozzard H.A., Lee P.J. and Lipkind G.M. Mechanism of local anesthetic drug action on voltage-gated sodium channels / Curr Pharm Des. 2005. V. 11. № 21. P. 2671 -2686.

44. Fozzard H.A., Sheets M.F. and Hanck D.A. The sodium channel as a target for local anesthetic drugs / Front Pharmacol. 2011. V. 2. № P. 68.

45. French R.J., Prusak-Sochaczewski E., Zamponi G.W., Becker S., Kularatna A.S. and Horn R. Interactions between a pore-blocking peptide and the voltage sensor of the sodium channel: an electrostatic approach to channel geometry / Neuron. 1996. V. 16. № 2. P. 407-413.

46. French R.J. and Terlau H. Sodium channel toxins--receptor targeting and therapeutic potential / Curr Med Chem. 2004. V. 11. № 23. P. 3053-3064.

47. French R.J., Worley J.F., 3rd and Krueger B.K. Voltage-dependent block by saxitoxin of sodium channels incorporated into planar lipid bilayers / Biophys J. 1984. V. 45. № 1. P. 301-310.

48. Garden D.P. and Zhorov B.S. Docking flexible ligands in proteins with a solvent exposure-and distance-dependent dielectric function / J Comput Aided Mol Des. 2010. V. 24. № 2. P. 91105.

49. Ginalski K. Comparative modeling for protein structure prediction / Curr Opin Struct Biol. 2006. V. 16. № 2. P. 172-177.

50. Goujon M., McWilliam H., Li W., Valentin F., Squizzato S., Paern J. and Lopez R. A new bioinformatics analysis tools framework at EMBL-EBI / Nucleic Acids Res. 2010. V. 38. № Web Server issue. P. W695-699.

51. Green K.A., Lambert J.J. and Cottrell G.A. Ligand-gated ion channels opened by 5-HT in molluscan neurones / Br J Pharmacol. 1996. V. 119. № 3. P. 602-608.

52. Guenot J. and Kollman P.A. Molecular dynamics studies of a DNA-binding protein: 2. An evaluation of implicit and explicit solvent models for the molecular dynamics simulation of the Escherichia coli trp repressor / Protein Sci. 1992. V. 1. № 9. P. 1185-1205.

53. Guenot J. and Kollman P.A. Conformational and energetic effects of truncating nonbonded interactions in an aqueous protein dynamics simulation / J. Comput. Chem. 1993. V. 14. № 3. P. 295-311.

54. Guy H.R. and Conti F. Pursuing the structure and function of voltage-gated channels / Trends Neurosci. 1990. V. 13. № 6. P. 201-206.

55. Hellmich U.A. and Gaudet R. Structural biology of TRP channels / Handb Exp Pharmacol. 2014. V. 223. № P. 963-990.

56. Hille B. Local anesthetics: hydrophilic and hydrophobic pathways for the drug-receptor reaction / J Gen Physiol. 1977. V. 69. № 4. P. 497-515.

57. Hille B. Ionic channels in excitable membranes. Current problems and biophysical approaches / Biophys J. 1978. V. 22. № 2. P. 283-294.

58. Hille B. Ionic channels of excitable membranes. 1992. Sunderland, Mass., Sinauer Associates.

59. Hille B. Ion channels of excitable membranes. 2001. Sunderland, MA, U.S.A., Sinauer Associates, Inc.

60. Hille B. and Schwarz W. Potassium channels as multi-ion single-file pores / J Gen Physiol. 1978. V. 72. № 4. P. 409-442.

61. Hillisch A., Pineda L.F. and Hilgenfeld R. Utility of homology models in the drug discovery process / Drug Discov Today. 2004. V. 9. № 15. P. 659-669.

62. Hodgkin A.L. and Huxley A.F. The components of membrane conductance in the giant axon of Loligo / J Physiol. 1952. V. 116. № 4. P. 473-496.

63. Hodgkin A.L., Huxley A.F. and Katz B. Measurement of current-voltage relations in the membrane of the giant axon of Loligo / J Physiol. 1952. V. 116. № 4. P. 424-448.

64. Hondeghem L.M. and Katzung B.G. Time- and voltage-dependent interactions of antiarrhythmic drugs with cardiac sodium channels / Biochim Biophys Acta. 1977. V. 472. № 3 -4. P. 373-398.

65. Hondeghem L.M. and Katzung B.G. Antiarrhythmic agents: the modulated receptor mechanism of action of sodium and calcium channel-blocking drugs / Annu Rev Pharmacol Toxicol. 1984. V. 24. № P. 387-423.

66. Huber I., Wappl E., Herzog A., Mitterdorfer J., Glossmann H., Langer T. and Striessnig J. Conserved Ca2+-antagonist-binding properties and putative folding structure of a recombinant high-affinity dihydropyridine-binding domain / Biochem J. 2000. V. 347 Pt 3. № P. 829-836.

67. Hui K., Lipkind G., Fozzard H.A. and French R.J. Electrostatic and steric contributions to block of the skeletal muscle sodium channel by mu-conotoxin / J Gen Physiol. 2002. V. 119. №2 1. P. 45-54.

68. Hui K., McIntyre D. and French R.J. Conotoxins as sensors of local pH and electrostatic potential in the outer vestibule of the sodium channel / J Gen Physiol. 2003. V. 122. № 1. P. 6379.

69. Itier V. and Bertrand D. Neuronal nicotinic receptors: from protein structure to function / FEBS Lett. 2001. V. 504. № 3. P. 118-125.

70. Jentsch T.J., Günther W., Pusch M. and Schwappach B. Properties of voltage-gated chloride channels of the ClC gene family / The Journal of Physiology. 1995. V. 482. № P. P. 19S-25S.

71. Jiang Y., Lee A., Chen J., Cadene M., Chait B.T. and MacKinnon R. Crystal structure and mechanism of a calcium-gated potassium channel / Nature. 2002. V. 417. № 6888. P. 515-522.

72. Jiang Y., Lee A., Chen J., Ruta V., Cadene M., Chait B.T. and MacKinnon R. X-ray structure of a voltage-dependent K+ channel / Nature. 2003. V. 423. № 6935. P. 33-41.

73. Katz B. Quantal mechanism of neural transmitter release / Science. 1971. V. 173. № 3992. P. 123-126.

74. Kaupp U.B. and Seifert R. Cyclic nucleotide-gated ion channels / Physiol Rev. 2002. V. 82. № 3. P. 769-824.

75. Kew J.N.C. and Davies C.H. Ion channels : from structure to function. 2010. Oxford ; New York, Oxford University Press.

76. Khan A., Romantseva L., Lam A., Lipkind G. and Fozzard H.A. Role of outer ring carboxylates of the rat skeletal muscle sodium channel pore in proton block / J Physiol. 2002. V. 543. № Pt 1. P. 71-84.

77. Khodorova A., Meissner K., Leeson S. and Strichartz G.R. Lidocaine selectively blocks abnormal impulses arising from noninactivating Na channels / Muscle Nerve. 2001. V. 24. № 5. P. 634-647.

78. Khoo K.K., Gupta K., Green B.R., Zhang M.M., Watkins M., Olivera B.M., Balaram P., Yoshikami D., Bulaj G. and Norton R.S. Distinct disulfide isomers of mu-conotoxins KIIIA and KIIIB block voltage-gated sodium channels / Biochemistry. 2012. V. 51. № 49. P. 9826-9835.

79. Kutluay E., Roux B. and Heginbotham L. Rapid intracellular TEA block of the KcsA potassium channel / Biophys J. 2005. V. 88. № 2. P. 1018-1029.

80. Lee C.H., Lu W., Michel J.C., Goehring A., Du J., Song X. and Gouaux E. NMDA receptor structures reveal subunit arrangement and pore architecture / Nature. 2014. V. 511. № 7508. P. 191-197.

81. Leipold E., DeBie H., Zorn S., Borges A., Olivera B.M., Terlau H. and Heinemann S.H. muO conotoxins inhibit NaV channels by interfering with their voltage sensors in domain-2 / Channels (Austin). 2007. V. 1. № 4. P. 253-262.

82. Lewis R.J., Dutertre S., Vetter I. and Christie M.J. Conus venom peptide pharmacology / Pharmacol Rev. 2012. V. 64. № 2. P. 259-298.

83. Li D., Xiao Y., Hu W., Xie J., Bosmans F., Tytgat J. and Liang S. Function and solution structure of hainantoxin-I, a novel insect sodium channel inhibitor from the Chinese bird spider Selenocosmia hainana / FEBS Lett. 2003. V. 555. № 3. P. 616-622.

84. Li H.L., Galue A., Meadows L. and Ragsdale D.S. A molecular basis for the different local anesthetic affinities of resting versus open and inactivated states of the sodium channel / Mol Pharmacol. 1999. V. 55. № 1. P. 134-141.

85. Li R.A., Ennis I.L., French R.J., Dudley S.C., Jr., Tomaselli G.F. and Marban E. Clockwise domain arrangement of the sodium channel revealed by (mu)-conotoxin (GIIIA) docking orientation / J Biol Chem. 2001. V. 276. № 14. P. 11072-11077.

86. Li Z. and Scheraga H.A. Monte Carlo-minimization approach to the multiple-minima problem in protein folding / Proceedings of the National Academy of Sciences. 1987. V. 84. № 19. P.6611-6615.

87. Linford N.J., Cantrell A.R., Qu Y., Scheuer T. and Catterall W.A. Interaction of batrachotoxin with the local anesthetic receptor site in transmembrane segment IVS6 of the voltage-gated sodium channel / Proc Natl Acad Sci U S A. 1998. V. 95. № 23. P. 13947-13952.

88. Lipkind G.M. and Fozzard H.A. A structural model of the tetrodotoxin and saxitoxin binding site of the Na+ channel / Biophys J. 1994. V. 66. № 1. P. 1 -13.

89. Lipkind G.M. and Fozzard H.A. KcsA crystal structure as framework for a molecular model of the Na(+) channel pore / Biochemistry. 2000. V. 39. № 28. P. 8161 -8170.

90. Lipkind G.M. and Fozzard H.A. Molecular modeling of local anesthetic drug binding by voltage-gated sodium channels / Mol Pharmacol. 2005. V. 68. № 6. P. 1611-1622.

91. Long S.B., Campbell E.B. and Mackinnon R. Crystal structure of a mammalian voltage-dependent Shaker family K+ channel / Science. 2005. V. 309. № 5736. P. 897-903.

92. McArthur JR., Ostroumov V., Al-Sabi A., McMaster D. and French R.J. Multiple, distributed interactions of mu-conotoxin PIIIA associated with broad targeting among voltage-gated sodium channels / Biochemistry. 2011. V. 50. № 1. P. 116-124.

93. McArthur J R., Singh G., McMaster D., Winkfein R., Tieleman D P. and French R.J. Interactions of key charged residues contributing to selective block of neuronal sodium channels by mu-conotoxin KIIIA / Mol Pharmacol. 2011. V. 80. № 4. P. 573-584.

94. McArthur JR., Singh G., O'Mara M.L., McMaster D., Ostroumov V., Tieleman D P. and French R.J. Orientation of mu-conotoxin PIIIA in a sodium channel vestibule, based on voltage dependence of its binding / Mol Pharmacol. 2011. V. 80. № 2. P. 219-227.

95. McWilliam H., Li W., Uludag M., Squizzato S., Park Y.M., Buso N., Cowley A.P. and Lopez R. Analysis Tool Web Services from the EMBL-EBI / Nucleic Acids Res. 2013. V. 41. № Web Server issue. P. W597-600.

96. Miljanich G.P. Ziconotide: neuronal calcium channel blocker for treating severe chronic pain / Curr Med Chem. 2004. V. 11. № 23. P. 3029-3040.

97. Minassian N.A., Gibbs A., Shih A.Y., Liu Y., Neff R.A., Sutton S.W., Mirzadegan T., Connor J., Fellows R., Husovsky M., Nelson S., Hunter M.J., Flinspach M. and Wickenden A.D. Analysis of the structural and molecular basis of voltage-sensitive sodium channel inhibition by the spider toxin huwentoxin-IV (mu-TRTX-Hh2a) / J Biol Chem. 2014. V. 288. № 31. P. 2270722720.

98. Moczydlowski E., Hall S., Garber S.S., Strichartz G.S. and Miller C. Voltage-dependent blockade of muscle Na+ channels by guanidinium toxins / J Gen Physiol. 1984. V. 84. № 5. P. 687-704.

99. Nau C. and Wang G.K. Interactions of local anesthetics with voltage-gated Na+ channels / J Membr Biol. 2004. V. 201. № 1. P. 1-8.

100. Nicholls J.G. From neuron to brain. 2003. Sunderland, Sinauer Associates, Inc.

101. Nicke A., Wonnacott S. and Lewis R.J. Alpha-conotoxins as tools for the elucidation of structure and function of neuronal nicotinic acetylcholine receptor subtypes / Eur J Biochem. 2004. V. 271. № 12. P. 2305-2319.

102. O'Reilly AO., Khambay B.P., Williamson M.S., Field L.M., Wallace B.A. and Davies T.G. Modelling insecticide-binding sites in the voltage-gated sodium channel / Biochem J. 2006. V. 396. № 2. P. 255-263.

103. Olivera B.M. Conus peptides: biodiversity-based discovery and exogenomics / J Biol Chem. 2006. V. 281. № 42. P. 31173-31177.

104. Olivera B.M. and Cruz L.J. Conotoxins, in retrospect / Toxicon. 2001. V. 39. № 1. P. 7-14.

105. Olivera B.M. and Teichert R.W. Diversity of the neurotoxic Conus peptides: a model for concerted pharmacological discovery / Mol Interv. 2007. V. 7. № 5. P. 251-260.

106. Payandeh J., Scheuer T., Zheng N. and Catterall W.A. The crystal structure of a voltage-gated sodium channel / Nature. 2011. V. 475. № 7356. P. 353-358.

107. Pinto M.C., Kihara A.H., Goulart V.A., Tonelli F.M., Gomes K.N., Ulrich H. and Resende

RR. Calcium signaling and cell proliferation / Cell Signal. 2015. V. 27. № 11. P. 2139-2149.

108. Priestley T. Voltage-gated sodium channels and pain / Curr Drug Targets CNS Neurol Disord. 2004. V. 3. № 6. P. 441-456.

109. Purves D. Neuroscience. 2012. Sunderland, Mass., Sinauer Associates.

110. Qu Y., Rogers J., Tanada T., Scheuer T. and Catterall W.A. Molecular determinants of drug access to the receptor site for antiarrhythmic drugs in the cardiac Na+ channel / Proc Natl Acad Sci U S A. 1995. V. 92. № 25. P. 11839-11843.

111. Ragsdale D.S., McPhee J.C., Scheuer T. and Catterall W.A. Molecular determinants of state-dependent block of Na+ channels by local anesthetics / Science. 1994. V. 265. № 5179. P. 1724-1728.

112. Rigden D.J. From protein structure to function with bioinformatics. 2009. Dordrecht, Springer.

113. Rogers J.C., Qu Y., Tanada T.N., Scheuer T. and Catterall W.A. Molecular determinants of high affinity binding of alpha-scorpion toxin and sea anemone toxin in the S3-S4 extracellular loop in domain IV of the Na+ channel alpha subunit / J Biol Chem. 1996. V. 271. № 27. P. 15950-15962.

114. Rogers M., Tang L., Madge D.J. and Stevens E.B. The role of sodium channels in neuropathic pain / Semin Cell Dev Biol. 2006. V. 17. № 5. P. 571 -581.

115. Ruetsch Y.A., Boni T. and Borgeat A. From cocaine to ropivacaine: the history of local anesthetic drugs / Curr Top Med Chem. 2001. V. 1. № 3. P. 175-182.

116. Safo P., Rosenbaum T., Shcherbatko A., Choi D.Y., Han E., Toledo-Aral J.J., Olivera B.M., Brehm P. and Mandel G. Distinction among neuronal subtypes of voltage-activated sodium channels by mu-conotoxin PIIIA / J Neurosci. 2000. V. 20. № 1. P. 76-80.

117. Sato K., Ishida Y., Wakamatsu K., Kato R., Honda H., Ohizumi Y., Nakamura H., Ohya M., Lancelin J.M., Kohda D. and et al. Active site of mu-conotoxin GIIIA, a peptide blocker of muscle sodium channels / J Biol Chem. 1991. V. 266. № 26. P. 16989-16991.

118. Schrempf H., Schmidt O., Kummerlen R., Hinnah S., Muller D., Betzler M., Steinkamp T. and Wagner R. A prokaryotic potassium ion channel with two predicted transmembrane segments from Streptomyces lividans / EMBO J. 1995. V. 14. № 21. P. 5170-5178.

119. Shon K.J., Olivera B.M., Watkins M., Jacobsen R.B., Gray W.R., Floresca C.Z., Cruz L.J., Hillyard D.R., Brink A., Terlau H. and Yoshikami D. mu-Conotoxin PIIIA, a new peptide for discriminating among tetrodotoxin-sensitive Na channel subtypes / J Neurosci. 1998. V. 18. № 12. P. 4473-4481.

120. Siegel G. Basic Neurochemistry. 2011. Academic Press.

121. Sievers F., Wilm A., Dineen D., Gibson T.J., Karplus K., Li W., Lopez R., McWilliam H., Remmert M., Soding J., Thompson J.D. and Higgins D.G. Fast, scalable generation of high-quality protein multiple sequence alignments using Clustal Omega / Mol Syst Biol. 2011. V. 7. № P. 539.

122. Silver K.S., Du Y., Nomura Y., Oliveira E.E., Salgado V.L., Zhorov B.S. and Dong K. (2014). Voltage-gated sodium channels as insecticide targets. Advances in insect physiology. E. Cohen. Oxford, UK, Academic Press 46.

123. Sobolevsky A.I., Rosconi M.P. and Gouaux E. X-ray structure, symmetry and mechanism of an AMPA-subtype glutamate receptor / Nature. 2009. V. 462. № 7274. P. 745-756.

124. Soria B. and Cem V. Ion channel pharmacology. 1998. Oxford ; New York, Oxford University Press.

125. Spassova M. and Lu Z. Tuning the voltage dependence of tetraethylammonium block with

permeant ions in an inward-rectifier K+ channel / J Gen Physiol. 1999. V. 114. № 3. P. 415-426.

126. Sperelakis N. Cell physiology source book. 1995. San Diego, Academic Press.

127. Stevens M., Peigneur S., Dyubankova N., Lescrinier E., Herdewijn P. and Tytgat J. Design ofbioactive peptides from naturally occurring mu-conotoxin structures / J Biol Chem. 2012. V. 287. № 37. P. 31382-31392.

128. Sunami A., Dudley S.C., Jr. and Fozzard H.A. Sodium channel selectivity filter regulates antiarrhythmic drug binding / Proc Natl Acad Sci U S A. 1997. V. 94. № 25. P. 14126-14131.

129. Sunami A., Glaaser I.W. and Fozzard H.A. A critical residue for isoform difference in tetrodotoxin affinity is a molecular determinant of the external access path for local anesthetics in the cardiac sodium channel / Proc Natl Acad Sci U S A. 2000. V. 97. № 5. P. 2326-2331.

130. Terlau H., Heinemann S.H., Stuhmer W., Pusch M., Conti F., Imoto K. and Numa S. Mapping the site of block by tetrodotoxin and saxitoxin of sodium channel II / FEBS Lett. 1991. V. 293. № 1-2. P. 93-96.

131. Terlau H. and Olivera B.M. Conus venoms: a rich source of novel ion channel-targeted peptides / Physiol Rev. 2004. V. 84. № 1. P. 41-68.

132. Thompson J. and Begenisich T. Functional identification of ion binding sites at the internal end of the pore in Shaker K+ channels / J Physiol. 2003. V. 549. № Pt 1. P. 107-120.

133. Thomsen W.J. and Catterall W.A. Localization of the receptor site for alpha-scorpion toxins by antibody mapping: implications for sodium channel topology / Proc Natl Acad Sci U S A. 1989. V. 86. № 24. P. 10161-10165.

134. Tietze A.A., Tietze D., Ohlenschlager O., Leipold E., Ullrich F., Kuhl T., Mischo A., Buntkowsky G., Gorlach M., Heinemann S.H. and Imhof D. Structurally diverse mu-conotoxin PIIIA isomers block sodium channel NaV 1.4 / Angew Chem Int Ed Engl. 2012. V. 51. № 17. P. 4058-4061.

135. Tikhonov D.B., Bruhova I., Garden D.P. and Zhorov B.S. State-dependent inter-repeat contacts of exceptionally conserved asparagines in the inner helices of sodium and calcium channels / Pflugers Arch. 2015. V. 467. № 2. P. 253-266.

136. Tikhonov D.B. and Zhorov B.S. Modeling P-loops domain of sodium channel: homology with potassium channels and interaction with ligands / Biophys J. 2005. V. 88. № 1. P. 184-197.

137. Tikhonov D.B. and Zhorov B.S. Sodium channel activators: model of binding inside the pore and a possible mechanism of action / FEBS Lett. 2005. V. 579. № 20. P. 4207-4212.

138. Tikhonov D.B. and Zhorov B.S. Sodium channels: ionic model of slow inactivation and state-dependent drug binding / Biophys J. 2007. V. 93. № 5. P. 1557-1570.

139. Tikhonov D.B. and Zhorov B.S. Possible roles of exceptionally conserved residues around the selectivity filters of sodium and calcium channels / J Biol Chem. 2011. V. 286. № 4. P. 2998-3006.

140. Tikhonov D.B. and Zhorov B.S. Architecture and pore block of eukaryotic voltage-gated sodium channels in view ofNavAb bacterial sodium channel structure / Mol Pharmacol. 2012. V. 82. № 1. P. 97-104.

141. Traynelis S.F., Wollmuth L.P., McBain C.J., Menniti F.S., Vance K.M., Ogden K.K., Hansen K.B., Yuan H., Myers S.J. and Dingledine R. Glutamate Receptor Ion Channels: Structure, Regulation, and Function / Pharmacological Reviews. 2010. V. 62. № 3. P. 405-496.

142. Triggle D.J. Calcium channel antagonists: clinical uses--past, present and future / Biochem Pharmacol. 2007. V. 74. № 1. P. 1-9.

143. Trimmer J.S., Cooperman S.S., Tomiko S.A., Zhou J.Y., Crean S.M., Boyle M.B., Kallen R.G., Sheng Z.H., Barchi R.L., Sigworth F.J. and et al. Primary structure and functional expression

of a mammalian skeletal muscle sodium channel / Neuron. 1989. V. 3. № 1. P. 33-49.

144. Van Der Haegen A., Peigneur S. and Tytgat J. Importance of position 8 in mu-conotoxin KIIIA for voltage-gated sodium channel selectivity / Febs j. 2011. V. 278. № 18. P. 3408-3418.

145. Van Goor F., Krsmanovic L.Z., Catt K.J. and Stojilkovic S.S. Control of action potential-driven calcium influx in GT1 neurons by the activation status of sodium and calcium channels / Mol Endocrinol. 1999. V. 13. № 4. P. 587-603.

146. Vitkup D., Melamud E., Moult J. and Sander C. Completeness in structural genomics / Nat Struct Biol. 2001. V. 8. № 6. P. 559-566.

147. Wang C.Z. and Chi C.W. Conus peptides--a rich pharmaceutical treasure / Acta Biochim Biophys Sin (Shanghai). 2004. V. 36. № 11. P. 713-723.

148. Wang G.K., Quan C. and Wang S. A common local anesthetic receptor for benzocaine and etidocaine in voltage-gated mu1 Na+ channels / Pflugers Arch. 1998. V. 435. № 2. P. 293-302.

149. Wang J., Yarov-Yarovoy V., Kahn R., Gordon D., Gurevitz M., Scheuer T. and Catterall W.A. Mapping the receptor site for alpha-scorpion toxins on a Na+ channel voltage sensor / Proc Natl Acad Sci U S A. 2011. V. 108. № 37. P. 15426-15431.

150. Wang S.Y., Barile M. and Wang G.K. Disparate role of Na(+) channel D2-S6 residues in batrachotoxin and local anesthetic action / Mol Pharmacol. 2001. V. 59. № 5. P. 1100-1107.

151. Wang S.Y., Mitchell J., Tikhonov D.B., Zhorov B.S. and Wang G.K. How batrachotoxin modifies the sodium channel permeation pathway: computer modeling and site-directed mutagenesis / Mol Pharmacol. 2006. V. 69. № 3. P. 788-795.

152. Wang S.Y., Nau C. and Wang G.K. Residues in Na(+) channel D3-S6 segment modulate both batrachotoxin and local anesthetic affinities / Biophys J. 2000. V. 79. № 3. P. 1379-1387.

153. Wang S.Y., Tikhonov D.B., Mitchell J., Zhorov B.S. and Wang G.K. Irreversible block of cardiac mutant Na+ channels by batrachotoxin / Channels (Austin). 2007. V. 1. № 3. P. 179-188.

154. Wang S.Y., Tikhonov D.B., Zhorov B.S., Mitchell J. and Wang G.K. Serine-401 as a batrachotoxin- and local anesthetic-sensing residue in the human cardiac Na+ channel / Pflugers Arch. 2007. V. 454. № 2. P. 277-287.

155. Wang S.Y. and Wang G.K. Voltage-gated sodium channels as primary targets of diverse lipid-soluble neurotoxins / Cell Signal. 2003. V. 15. № 2. P. 151-159.

156. Waszkielewicz A.M., Gunia A., Szkaradek N., Sloczynska K., Krupinska S. and Marona H. Ion channels as drug targets in central nervous system disorders / Curr Med Chem. 2013. V. 20. № 10. P. 1241-1285.

157. Weiner S.J., Kollman P.A., Case D.A., Singh U.C., Ghio C., Alagona G., Profeta S. and Weiner P. A new force field for molecular mechanical simulation of nucleic acids and proteins / Journal of the American Chemical Society. 1984. V. 106. № 3. P. 765-784.

158. Wilson M.J., Yoshikami D., Azam L., Gajewiak J., Olivera B.M., Bulaj G. and Zhang M.M. mu-Conotoxins that differentially block sodium channels NaV1.1 through 1.8 identify those responsible for action potentials in sciatic nerve / Proc Natl Acad Sci U S A. 2011. V. 108. № 25. P. 10302-10307.

159. Wood J.N., Boorman J.P., Okuse K. and Baker M.D. Voltage-gated sodium channels and pain pathways / J Neurobiol. 2004. V. 61. № 1. P. 55-71.

160. Wulff H., Castle N.A. and Pardo L.A. Voltage-gated potassium channels as therapeutic targets / Nat Rev Drug Discov. 2009. V. 8. № 12. P. 982-1001.

161. Xiao Y., Blumenthal K. and Cummins T.R. Gating-pore currents demonstrate selective and specific modulation of individual sodium channel voltage-sensors by biological toxins / Mol Pharmacol. 2014. V. 86. № 2. P. 159-167.

162. Xue T., Ennis I.L., Sato K., French R.J. and Li R.A. Novel interactions identified between micro -Conotoxin and the Na+ channel domain I P-loop: implications for toxin-pore binding geometry / Biophys J. 2003. V. 85. № 4. P. 2299-2310.

163. Yamamoto D. Dynamics of strychnine block of single sodium channels in bovine chromaffin cells / J Physiol. 1986. V. 370. № P. 395-407.

164. Yang N. and Horn R. Evidence for voltage-dependent S4 movement in sodium channels / Neuron. 1995. V. 15. № 1. P. 213-218.

165. Yarov-Yarovoy V., Brown J., Sharp E.M., Clare J.J., Scheuer T. and Catterall W.A. Molecular determinants of voltage-dependent gating and binding of pore-blocking drugs in transmembrane segment IIIS6 of the Na(+) channel alpha subunit / J Biol Chem. 2001. V. 276. № 1. P. 20-27.

166. Yarov-Yarovoy V., McPhee J.C., Idsvoog D., Pate C., Scheuer T. and Catterall W.A. Role of amino acid residues in transmembrane segments IS6 and IIS6 of the Na+ channel alpha subunit in voltage-dependent gating and drug block / J Biol Chem. 2002. V. 277. № 38. P. 35393-35401.

167. Yeh J.Z. and Narahashi T. Kinetic analysis of pancuronium interaction with sodium channels in squid axon membranes / J Gen Physiol. 1977. V. 69. № 3. P. 293-323.

168. Yue Z., Xie J., Yu A.S., Stock J., Du J. and Yue L. Role of TRP channels in the cardiovascular system / Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2015. V. 308. № 3. P. H157-H182.

169. Zhang J.Z., Yarov-Yarovoy V., Scheuer T., Karbat I., Cohen L., Gordon D., Gurevitz M. and Catterall W.A. Structure-function map of the receptor site for beta-scorpion toxins in domain II of voltage-gated sodium channels / J Biol Chem. 2011. V. 286. № 38. P. 33641 -33651.

170. Zhang J.Z., Yarov-Yarovoy V., Scheuer T., Karbat I., Cohen L., Gordon D., Gurevitz M. and Catterall W.A. Mapping the interaction site for a beta-scorpion toxin in the pore module of domain III of voltage-gated Na(+) channels / J Biol Chem. 2012. V. 287. № 36. P. 30719-30728.

171. Zhang M.M., Green B.R., Catlin P., Fiedler B., Azam L., Chadwick A., Terlau H., McArthur JR., French R.J., Gulyas J., Rivier J.E., Smith B.J., Norton R.S., Olivera B.M., Yoshikami D. and Bulaj G. Structure/function characterization of micro-conotoxin KIIIA, an analgesic, nearly irreversible blocker of mammalian neuronal sodium channels / J Biol Chem. 2007. V. 282. № 42. P. 30699-30706.

172. Zhang M.M., Gruszczynski P., Walewska A., Bulaj G., Olivera B.M. and Yoshikami D. Cooccupancy of the outer vestibule of voltage-gated sodium channels by micro-conotoxin KIIIA and saxitoxin or tetrodotoxin / J Neurophysiol. 2010. V. 104. № 1. P. 88-97.

173. Zhang M.M., McArthur J.R., Azam L., Bulaj G., Olivera B.M., French R.J. and Yoshikami D. Synergistic and antagonistic interactions between tetrodotoxin and mu-conotoxin in blocking voltage-gated sodium channels / Channels (Austin). 2009. V. 3. № 1. P. 32-38.

174. Zhang X., Ren W., DeCaen P., Yan C., Tao X., Tang L., Wang J., Hasegawa K., Kumasaka T., He J., Wang J., Clapham D.E. and Yan N. Crystal structure of an orthologue of the NaChBac voltage-gated sodium channel / Nature. 2012. V. 486. № 7401. P. 130-134.

175. Zhorov B.S. A vector method for calculating the derivatives of the energy of the atomatom interactions of complex molecules with respect to generalized coordinates / Journal of Structural Chemistry. 1981. V. 22. № 1. P. 4-8.

176. Zhorov B.S. Vector method for calculating the derivatives of the energy of deformation of the valence angles and the torsional enegy of complex molecules with respect to generalized coordinates / Journal of Structural Chemistry. 1982. V. 23. № 5. P. 649-655.

177. Zhorov B.S. Comparison of lowest energy conformations of dimethylcurine and methoxyverapamil: evidence of ternary association of calcium channel, Ca2+, and calcium entry

blockers / J Membr Biol. 1993. V. 135. № 2. P. 119-127.

178. Zhorov B.S. and Ananthanarayanan V.S. Similarity of Ca(2+)-bound conformations of morphine and Met-enkephalin: a computational study / FEBS Lett. 1994. V. 354. № 2. P. 131-134.

179. Zhorov B.S. and Ananthanarayanan V.S. Conformational analysis of the Ca(2+)-bound opioid peptides: implications for ligand-receptor interaction / J Biomol Struct Dyn. 1995. V. 13. № 1.P. 1-13.

180. Zhorov B.S. and Ananthanarayanan V.S. Conformational and electrostatic similarity between polyprotonated and Ca(2+)-bound mu-opioid peptides / J Biomol Struct Dyn. 1996. V. 14. № 2. P. 173-183.

181. Zhorov B.S. and Ananthanarayanan V.S. Signal transduction within G-protein coupled receptors via an ion tunnel: a hypothesis / J Biomol Struct Dyn. 1998. V. 15. № 4. P. 631 -637.

182. Zhorov B.S. and Ananthanarayanan V.S. Homology models of mu-opioid receptor with organic and inorganic cations at conserved aspartates in the second and third transmembrane domains / Arch Biochem Biophys. 2000. V. 375. № 1. P. 31-49.

183. Zhorov B.S., Folkman E.V. and Ananthanarayanan V.S. Homology model of dihydropyridine receptor: implications for L-type Ca(2+) channel modulation by agonists and antagonists / Arch Biochem Biophys. 2001. V. 393. № 1. P. 22-41.

184. Zhorov B.S. and Lin S.X. Monte Carlo-minimized energy profile of estradiol in the ligand-binding tunnel of 17 beta-hydroxysteroid dehydrogenase: atomic mechanisms of steroid recognition / Proteins. 2000. V. 38. № 4. P. 414-427.

185. Zhorov B.S. and Tikhonov D.B. Potassium, sodium, calcium and glutamate-gated channels: pore architecture and ligand action / J Neurochem. 2004. V. 88. № 4. P. 782-799.

186. Zhorov B.S. and Tikhonov D.B. Ligand action on sodium, potassium, and calcium channels: role of permeant ions / Trends Pharmacol Sci. 2013. V. 34. № 3. P. 154-161.

187. Zimmerman S.S., Pottle M.S., Nemethy G. and Scheraga H.A. Conformational analysis of the 20 naturally occurring amino acid residues using ECEPP / Macromolecules. 1977. V. 10. № 1. P. 1-9.

188. Zubcevic L., Bavro V.N., Muniz J.R., Schmidt M.R., Wang S., De Zorzi R., Venien-Bryan C., Sansom M.S., Nichols C.G. and Tucker S.J. Control of KirBac3.1 potassium channel gating at the interface between cytoplasmic domains / J Biol Chem. 2014. V. 289. № 1. P. 143-151.

189. Зефиров А.Л.Г., Б.Ш.; Шакирьянова, Д.М. Ионные токи двигательного нервного окончания мыши (электрофизиология и компьютерное моделирование) / Нейрофизиология. 1997. V. 1. № P. 8.

190. Тихонов Д.Б. Исследование строения и механизмов блокады ионных каналов никотиновых холинорецепторов и глутаматных рецепторов. доктор биологических наук (03.00.13) диссертация. 2004. ИЭФБ.