Молекулярное клонирование и структурная характеристика эндо-1,3-β-D-глюканаз двустворчатых моллюсков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Ковальчук, Светлана Николаевна

• Ковальчук, Светлана Николаевна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ковальчук, Светлана Николаевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

1, ВЕДЕНИЕ.

2.0Б30Р ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. КЛАССИФИКАЦИЯГЛИКОЗИЛГИДРОЛАЗ.

2.2. ГЛИКОЗИЛГИДРОЛАЗЫ16 СЕМЕЙСТВА ГЛИКОЗИЛГИДРОЛАЗ.

2.2.1. ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИЕ И ФЕРМЕНТАТИВНЫЕ СВОЙСТВА ЭНДО-1,3-f3-D- ГЛЮКАНАЗ 16 СЕМЕЙСТВА ГЛИКОЗИЛГИДРОЛАЗ.

2.2.2. СТРУКТУРА ГЛИКОЗИЛГИДРОЛАЗ 16 СЕМЕЙСТВА.

2.3. КОМПЬЮТЕРНОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ СТРУКТУРЫ БЕЛКОВ.

2.4. ЭНДО-1,3- /? -D-ГЛЮКАНАЗЫ ДВУСТВОРЧАТЫХ

МОЛЛЮСКОВ.

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. УСТАНОВЛЕНИЕ ПЕРВИЧНОЙ СТРУКТУРЫ

ЭНДО-1,3-/?-D-ГЛЮКАНА3 ДВУСТВОРЧА ТЫХ МОЛЛЮСКОВ.

4.2. ФИЛОГЕНЕТИЧЕСКИЙ АНАЛИЗ ЭНДО-1,3-/3 -D-ГЛЮКАНA

16 СЕМЕЙСТВА ГЛИКОЗИЛГИДРОЛАЗ.

4.3. КОМПЬЮТЕРНОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ ПРОСТРАНСТВЕННОЙ СТРУКТУРЫ ЭНДО-1,3-Р-В-ГЛЮКАНАЗ ДВУСТВОРЧАТЫХ МОЛЛЮСКОВ.

4.4. ГЕТЕРОЛОГИЧЕСКАЯ ЭКСПРЕССИЯ ЭНДО-1,3-(3-D- ГЛЮКАНАЗ

ДВУСТВОРЧАТЫХ МОЛЛЮСКОВ.

5. ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярное клонирование и структурная характеристика эндо-1,3-β-D-глюканаз двустворчатых моллюсков»

1,3-р-В-глюканазы (ЕС 3.2.1.39) отаосятся к 0-гликозилгидролазам,ключевым ферментам метаболизма углеводов. Они раещепляют р-1,3гликозидные связи в P-D-глюканах. Эти ферменты широко распроетраненысреди представителей всех царств живой природы, от архебактерий до эукариот,и вовлечены в разнообразные физиологические процессы (Маскау et al., 1985). Вчастности, 1,3-|3-В-глюканазы бактерий расщепляют 1,3-p-D глюканы клеточныхстенок грибов (Wanabe et al., 1992) и ламинараны бурых водорослей (ICrah et al.,1998; Dakhova et al., 1993), используемые бактериями в качестве источникаглюкозы. В грибах эти ферменты участвуют в расщеплении внеклеточногоматрикса при пролиферации клеток, в формировании клеточной стенки, впроцессах почкования и споруляции (Pitson et al., 1993). В растениях 1,3-p-Dглюканазы вовлечены в процессы клеточной дифференциации, де1радации 1,3-РD-глюканов при прорастании семян и при оплодотворении, а также являютсячастью механизма защиты растений от патогенных грибов (Jutidamrongphan etal, 1991; Grenier et al., 1993). Эндо-1,3-Р-В-глюканазы беспозвоночныхживотных расщепляют ламинаран (Sova et al., 1970) и клеточные стенки грибов(Kikuchi et al., 2005) в процессе пищеварения, а также участвуют в эмбриогенезе(Bachmanetal.,1996).На сегодняшний день изучены свойства, клонированы гены и определеныаминокислотные последовательности 1,3-р-О-глюканаз бактерий, грибов ирастений, в то время как данные о структуре 1,3-р-В-глюканаз животных крайнескудны. К настоящему моменту определены первичные структуры 1,3-P-Dглюканаз из яйцеклеток морского ежа Stronylocentrotus purpuratus (Bachman etal.,1996) и из нематод Bursaphelenchus xylophilus и Bursaphelenchns mucronatus(Kikuchi et al., 2005). Вместе с тем было показано, что многие виды морскихбеспозвоночных, особенно двустворчатые моллюски, являются источникамивысокоактивных эндо-1,3-р -D-глюканаз (Sova et al., 1970). К настоящемувремени достаточно глубоко изучены физико-химические свойства эндо-1,3-Р-Вглюканаз некоторых видов двустворчатых моллюсков, таких как Spisulasachalinensis, Chlamys albidus и Mizuhopecten yessoensis, накоплены данные по6специфичности и механизму действия этих ферментов, определеныаминокислотные остатки, имеющие существенное значение для активности эндо1,3-Р-О-глюканаз двустворчатых моллюсков (Звягинцева и Елякова, 1994).Особый практический интерес представляет получение с помощью эндо-1,3-Р-Вглюканаз двустворчатых моллюсков S.sachalinensis и C.albidus 1,3- и 1,3;1,6-P-Dглюкоолигосахаридов, гликозидов и биологически активных 1,3-Р-В-глюканов,оказывающих иммуномодулирующее действие на организмы животных ирастений (Звягинцева и др., 1995). Поэтому для более детального изучения эндо1,3-Р-В-глюканаз двустворчатых моллюсков становится актуальнымустановление их структуры, что необходимо для более глубокого попиманияфункционирования, происхождения и эволюции этой группы ферментов.Установление первичной структуры эндо-1,3-Р-В-глюканаз двустворчатыхмоллюсков также создаст необходим>1о основу для работы по получениюферментативно активных рекомбинантных эндо-1,3-Р-О-глюканаздвустворчатых моллюсков с целью более детального исследованияфункциональной роли различных аминокислотных остатков в каталитическомпроцессе методами направленного мутагенеза, а также возможногоиснользования этих рекомбинантных ферментов для биотехнологаческогопроизводства иммуномодулирующих нрепаратов нового поколепия.Таким образом, глубокое изучение физико-химических свойств и механизмадействия эндо-1,3-Р-В-глюканаз двустворчатых моллюсков и отсутствиеинформации о структуре этих ферментов определили цель данной работы установление и анализ структуры эндо-1,3-Р-О-глюканаз двустворчатыхмоллюсков.В соответствии с заявленной целью работы были ноставлены следующиезадачи:1. Установить полные нуклеотидные последовательпости кДНК иопределить аминокислотные последовательности эндо-1,3-р-0-глюканаздвустворчатых моллюсков Spisula sachalinensis, Mizuhopecten yessoensis,Chlamys albidus и Chlamys rosealbus.72. Провести филогенетический анализ эндо-1,3-Р-В-глюканаз на основе ужеимеющихся в базах данных и полученных нами аминокислотныхпоследовательностей этих ферментов.3. Построить теоретические модели пространственных структур эндо-1,3-РD-глюканаз двустворчатых моллюсков с целью исследования структурнофункциональных особенностей этих ферментов.4. Исследовать возможность гетерологической экспрессии эндо-1,3-р-Вглюканаз двустворчатых моллюсков в клетках Escherichia соИ.8

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Ковальчук, Светлана Николаевна

ВЫВОДЫ

1. Впервые установлены нуклеотидные последовательности полноразмерных кДНК, кодирующих эндо-1,3-р-0-глюканазы двустворчатых моллюсков S. sachalinensis, М. yessoensis, С. rosealbus и С. albidus, и на основании этих данных определены полные аминокислотные последовательности этих ферментов.

2. Установлено, что согласно современной классификации гликозилгидролаз, основанной на структурной гомологии, эндо-1,3-p-D-глюканазы двустворчатых моллюсков следует отнести к 16 семейству гликозилгидролаз.

3. Проведен филогенетический анализ эндо-1,3-Р-0 глюканаз 16 семейства гликозилгидролаз и гомологичных им белков. Показано, что вероятны дупликация гена эндо-1,3-Р-О-глюканаз у беспозвоночных животных уже на этапе их возникновения, ранняя дивергенция копий этого гена в направлении специализации кодируемых ими белков на выполнение пищеварительной и защитной функций, элиминация эндо-1,3-Р-0-глюканазного гена у наземных беспозвоночных животных и его повторное возникновение путем горизонтального переноса от бактерий.

4. Впервые построены теоретические модели пространственной структуры эндо-1,3-Р-О-глюканаз из М. yessoensis, С. albidus и S. sachalinensis с использованием в качестве прототипа пространственной структуры к-каррагеназы из Pseudoalteromonas carrageenovora. Точность полученных теоретических моделей для всех Са-атомов М. yessoensis, С. albidus и S. sachalinensis составляет 1.4 А, 1.9 А и 1.6 А, для Са-атомов активного центра - 0.48 А, 0,29 А, 0.61 А, соответственно. Показано, что полость активного центра эндо-1,3-Р-О-глюканаз двустворчатых моллюсков в отличие от прототипа образована гидрофобными аминокислотными остатками, что согласуется с установленным механизмом действия эндо-1,3-Р-О-глюканаз двустворчатых моллюсков по типу множественной атаки.

Впервые построены теоретические модели комплексов эндо-1,3-|3-0-глюканаз из С. albidus и М. yessoensis с ламинаригексаозой и природным ингибитором халистанолсульфатом. Показано, что ламинаригексаоза образует комплекс с эндо-1,3-р-0-глюканазой из М. yessoensis в полости активного центра фермента и взаимодействует с каталитическим остатком глутамина Glul50 в области восстанавливающего конца. Эндо-1,3-р-0-глюканаза из М. yessoensis образует комплекс с одной молекулой халистанолсульфата в полости активного центра. Эндо-1,3-р-0-глюканаза из С. albidus имеет два сайта связывания с халистанолсульфатом в полости активного центра фермента, что согласуется с экспериментальными данными.

Показана корреляция между термостабильностью и конформационной подвижностью эндо-1,3-р-О-глюканаз двустворчатых моллюсков S. sachalinensis, М. yessoensis и С. albidus и содержанием в этих ферментах остатков метионина и пролина, глициновых кластеров, дисульфидных и ионных связей.

Показана возможность гетерологической экспрессии эндо-1,3-Р-Б-глюканаз двустворчатых моллюсков М. yessoensis и S. sachalinensis в E.coli.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ковальчук, Светлана Николаевна, 2006 год

1. Бакунина И.Ю., Сова В.В., Елякова JI.A., Макарьева Т.Н., Стоник В.А., Пермяков Е.А., Емельяненко В.И. Влияние сульфатов полиоксистероидов на экзо- и эндоглюканазы // Биохимия. 1991. Т. 56. С. 1397-1405.

2. Брауннггейн А.Е Классификация и номенклатура ферментов. Отчет Комиссии по ферментам Международного биохимического союза 1961. Москва, 1962. 198 с.

3. Варфоламеев С.Д., Упоров И.В., Федоров Е.В. Биоинформатика и молекулярное моделирование в химической энзимологии. Активные центры гидролаз // Биохимия. 2002. Т. 76. С. 1328-1340.

4. Евсеев Г .А., Яковлев Ю.М. Двустворчатые моллюски дальневосточных морей России. Владивосток: ПК Поликон. 2006.- 120 с.

5. Елякова JI.A., Звягинцева Т.Н. Кинетические особенности действия Р-1,3-глюканаз из различных источников // Биоорган, химия. 1981. Т. 7. С 680685.

6. Елякова JI.A., Звягинцева Т.Н., Привалова Н.М. Сравнительная характеристика и изучение сорбционных свойств активных центров Р-1,3-глюканаз из морских беспозвоночных // Биоорган, химия. 1978. Т. 4. С. 1553-1559.

7. Елякова JI.A., Светашева Т.Г., Сова В.В., Шевченко Н.М. Исследование функциональных групп, существенных для каталитической активности эндо-Р" 1,3-глюканазы из Chlamys albidus // Биохимия. 1984. Т. 49. С. 17621768.

8. Ермакова С.П., Бурцева Ю.В., Сова В.В., Звягинцева Т.Н. Белки бурых водорослей как игибиторы морских беспозвоночных // Биохимия. 2001. Т. 66, №2. С. 188-194.

9. Звягинцева Т.Н., Елякова JI.A., Исаков В.В. Ферментативное превращение ламинаранов в 1,3;1,6-Р-0-глюканы, обладающиеиммуностимулирующей активностью // Биоорган, химия. 1995. Т. 21. С. 218-225.

10. Звягинцева Т.Н., Елякова Л.А. Зависимость кинетических параметров М,3-глюканазы из Spisula sachalinensis от рН // Биоорган, химия. 1975. Т.1.С. 1470-1473.

11. Звягинцева Т.Н.,.Елякова Л.А. Механизм действия и специфичность эндо-1,3- (3-D-глюканаз морских моллюсков // Биоорган, химия. 1994. Т. 20, №5. С. 453-473.

12. Звягинцева Т.Н., Макарьева Т.Н., Стоник В.А., Елякова Л.А. Сульфатированные стероиды губок семейства Halichondriidae как природные ингибиторы эндо-1,3-Р-О-глюканаз //Химия природн. соедин. 1986. №. 1. С. 71-77.

13. Иванов А.С. Основы вычислительной химии для медико-биологов // Биомедицинская химия. 2005. Т. 51, №2. С. 152-169.

14. Лакизова И.Ю. Елякова Л.А., Емельяненко В.И., Пермяков Е.А., Бурштейн Э.А. Сравнительное изучение р-1,3-глюканаз морских моллюсков по флуоресценции триптофана // Биофизика. 1988. Т. 33. С. 31-35.

15. Лакизова И.Ю., Елякова Л.А. Сравнительное изучение ламинариназ из морских моллюсков методом разностной УФ-спектрофотометрии // Биохимия. 1983. Т. 48. С. 1654-1660.

16. Лукьянов К.А., Гурская Н.Г., Богданова Е.А., Лукьянов С.А. Селективная супрессия полимеразной цепной реакции // Биоорг. химия. 1999. Т. 25. С. 163 170.

17. Мазин А.В., Кузнецов К.Д., Краув А.С. и др. Методы молекулярной генетики и генной инженерии. Новосибирск: Наука. 1990. - 288 с.

18. Мазур А.К., Елякова Л.А. Кинетика образования глюкозы при деполимеризации полисахаридов ферментами с различным механизмом действия // Мол. биол. 1983. Т. 17. С. 101-111.

19. Маниатис Т, Э.Фрич, Дж.Сэмбрук. Методы генной инженерии. Молекулярное клонирование. М.: Мир, 1984. - 480 с.

20. Назарова Н.И., Елякова Л.А. Исследование трансгликозилирующей способности эндо- р-1,3-глюканаз //Биоорган, химия. 1989. Т.15. С. 1215-1223.

21. Назарова Н.И., Мазур А.Л., Елякова Л.А. Активные центры эндо-Р-1,3-глюканаз из Spisula sachalinensis и Chlamys albidus II Биоорган, химия. 1986. Т. 12. С. 1478-1483.

22. Наумов Д.Г. Филогенетический анализ а-галактозидаз семейства GH2 // Молекулярная биология. 2004. Т 38. С. 463-476.

23. Рабинович М.Л., Мельник М.С., Болобова А.В. Структура и механизм действия целлюлолитических ферментов // Биохимия. 2002. Т. 8. С. 1026-1050.

24. Сова В.В., Левина Э.В., Андриященко П.В., Федоров С.Н., Елякова Л.А. Действие полиоксистероидов из морских звезд и офиур на активность Р-1,3-глюканаз//Химия природ, соедин. 1994. № 5. С. 647-651.

25. Сова В.В., Мястовская О.М., Светашева Т.Г., Филитова М.Б., Елякова Л.А. Сравнение энзиматических и структурных характеристик Р-1,3-глюканаз из морских моллюсков // Химия природа. Соедин. 1987. № 4. С. 577-581.

26. Сова В.В., Федореев С.А. Метаболиты из губок ингибиторы Р-1,3-глюканаз // Химия природ, соедин. 1991. С. 497-500.

27. Aghajari N., Feller G., Gerday С., Haser R. Structures of the psychrophilic Alteromonas haloplanctis alpha-amylase give insights into cold adaptation at a molecular level // Structure. 1998. Vol. 6. P. 503-516.

28. Aghajari N, Feller G, Gerday C,Haser R. Crystal structures of the psychrophilic alpha-amylase from Alteromonas haloplanctis in its native form and complexed with an inhibitor // Protein Sci. 1998. Vol. 7. P. 564-572.

29. Alfredsson G.A., Kristjansson J.K., Hjorleifsdottir S. & Stetter K.O. Rhodothermus marinus, gen. nov., sp. nov., a thermophilic,halophilic bacterium from submarine hot springs in Iceland // J. Gen.Microbiol. 1988. Vol. 134. P. 299-306.

30. Allouch J, Jam M., Helbert W, Baibeyron T, Kloareg B, Henrissat В and Czjzek МЦ The Three-dimensional Structures of Two P-Agarases // Journal of Biological Chemistry. 2003. Vol. 278, № 47. P. 47171^17180.

31. Asgeirsson В., Nielsen B.N., Hojrup P. Amino acid sequence of the cold-active alkaline phosphatase from Atlantic cod (Gadus morhua) // Сотр. Biochem. Physiol. 2003/ Vol. 136/ P. 45-60.

32. Ashida H., Maskos K., Li S.C. and Li Y.T. Characterization of a novel endo-beta-galactosidase specific for releasing the disaccharide GlcNAc alpha l-->4Gal from glycoconjugates // Biochemistry. 2002. Vol. 41. P. 2388-2395.

33. Bachman E.S., McClay D.R. Molecular cloning of the first metazoan P-l,3-glucanase from eggs of the sea urchin Strongylocentrotus purpuratus // Proc. Natl. Acad. Sci. 1996. Vol. 93. P. 6808-6813.

34. Bartlett GJ, Porter CT, Borkakoti N, Thornton JM. Analysis of catalytic residues in enzyme active sites // J Mol. Biol. 2002. Vol. 324, №1. P. 105-121.

35. Bent O. Petersen, Martin Krah, Jens e. Duus and Karl K. Thomsen. A transglycosylating l,3(4)-b-glucanase from Rhodothermus marinus NMR analysis of enzyme reactions // Eur. J. Biochem. 2000. Vol. 267. P. 361-369.

36. Berman H. M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G„ Bhat T. N., Weissig H., Shindyalovl. N., Bourne P. E. The Protein Data Bank // Nucleic. Acids Res. 2000. Vol. 28. P. 235-242.

37. Chomczynski P., Sacchi N. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chlorophorm extraction // Anal.Biochem. 1987. Vol. 162. P. 156-159.

38. Criswell A. R., Bae E., Stec В., Konisky J., Phillips G. N. Jr. Structures of thermophilic and mesophilic adenylate kinases from the genus Methanococcus// J. Mol. Biol. 2003. Vol. 330. P. 1087-1099.

39. Feller G., Gerday C. Psychrophilic enzymes: molecular basis of cold adaptation // Cell Mol. Life Sci. 1997. Vol. 53. P.830-841.

40. Feller G., Payan F., Theys F., Qian M., Haser R., Gerday C. Stability and structural analysis of alpha-amylase from the antarctic psychrophile Alteromonas haloplanctis A23 //Eur. J. Biochem. 1994. Vol. 222. P. 441-447.

41. Fields P.A., Somero G.N. Hot spots in cold adaptation: localized increases in conformational flexibility in lactate dehydrogenase A4 orthologs of Antarctic notothenioid fishes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. Vol. 95. P. 1147611481.

42. Frohman M.A. Rapid amplification of complementary DNA ends for generation of full-length complementary DNAs: thermal RACE // Methods Enzymol. 1993. Vol. 218. P. 340-356.

43. Fusetani N., Matsunaga S., Konosu S. Bioactive marine metabolites II. Halistanol sulfate, an antimicrobial novel steroid sulfate from the marine sponge halichondria cf. moorei bergquist // Tetrahedron Lett. 1981. Vol. 22. P. 19851988.

44. Georlette D., Damien В., Blaise V., Depiereux E., Uversky V.N., Gerday C., Feller G. Structural and functional adaptations to extreme temperatures in psychrophilic, mesophilic, and thermophilic DNA ligases // J Biol Chem. 2003. Vol. 278. P. 37015-37023.

45. Gilkes N.R., Henrissat В., and Kilburn D.G. Domains in microbial beta-1, 4-glycanases: sequence conservation, function, and enzyme families // Microbiol. Rev. 1991. Vol. 55. P. 303-315.

46. Grenier J., Potvin, C., and Asselin, A. Barley pathogenesis-related proteins with fungal cell wall lytic activity inhibit the growth of yeasts // Plant Physiol. 1993. Vol. 103. P. 1277-1283.

47. Gueguen Y., Voorhorst W.G., van der Oost J., and de Vos W.M. Molecular and biochemical characterization of an endo-P-l,3-glucanase of the hyperthermophilic archaeon Pyrococcus furiosus //J. Biol. Chem. 1997. Vol. 272. P. 31258-31264.

48. Guex N., Peitsch M.C. SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: An environment for comparative protein modeling // Electrophoresis. 1997. Vol. 18. P. 27142723.

49. Hahn M., Olsen 0., Politz 0., Borriss R., Heinemann U. Crystal structure and site-directed mutagenesis of Bacillus macerans endo-l,3-l,4-beta-glucanase // J. Biol. Chem. 1995. Vol. 270. P. 3081-3088.

50. Hahn M., Pons J., Planas A., Querol E., Heinemann U. Crystal structure of Bacillus licheniformis 1,3-1,4-beta-D-glucan 4-glucanohydrolase at 1.8 A resolution // FEBS Lett. 1995. Vol. 374. P. 221-224.

51. Hauton C., Hammond J.A. and Smith V.J. Real-time PCR quantification of the in vitro effects of crustacean immunostimulants on gene expression in lobster (Homarus gammarus) granular haemocytes // Dev. Сотр. Immunol. 2005. Vol. 29. P. 3342.

52. Henrissat В., Bairoch A. Updating the sequence-based classification of glycosyl hydrolases // Biochem. J. 1996. Vol. 316. P. 695-696.

53. Henrissat B, Davies G: Structural and sequence-based classification of glycoside hydrolases. Curr Opin Struct Biol 1997, 7:637-644.

54. Henrissat B. Weak sequence homologies among chitinases detected by clustering analysis // Protein Seq. Data Anal. 1990. Vol. 6. P. 523-526.

55. Henrissat B. Glycosidase families // Biochem. Soc. Trans. 1998. Vol. 26. P.153-156.

56. Henrissat, B. Sequence homology between a beta-galactosidase and some beta-glucosidases//Biochem. J. 1991. Vol. 280. P. 309-316.

57. Henrissat В., Teeri T.T., Warren R.A.J. A scheme for designating enzymes that hydrolyse the polysaccharides in the cell walls of plants // FEBS Letters. 1998. Vol. 425. P. 352-354.

58. Jannick Dyrlov Bendtsen, Henrik Nielsen, Gunnar von Heijne and Soren Brunak. Improved prediction of signal peptides: SignalP 3.0. // J. Mol. Biol. 2004. Vol. 340. P. 783-795.

59. Johnson M.S., Srinivasan N., Sowdhamini R. Knowledge-based protein modeling // Crit. Rov. Biochem. Mol.Biol., 1994. Vol. 29. P. 1-68.

60. Jones G., Willett P., Glen R.C., Leach A.R., Taylor R. Development and validation of a genetic algorithm for flexible docking // J. Mol. Biol. 1997. Vol. 267. P. 727748.

61. Juncosa M., Pons J., Dot Т., Querol E., Planas A. Identification of active site carboxylic residues in Bacillus licheniformis 1,3-1,4-beta-D-glucan 4-glucanohydrolase by site-directed mutagenesis // Biol.Chem. 1994. Vol. 269. P. 14530-14535.

62. Kozak, M. Point mutations define a sequence flanking the AUG initiator codon that modulates translation by eukaryotic ribosomes // Cell. 1986. Vol. 44. P. 283292.

63. Kozak M. An analysis of 5r-noncoding sequences from 699 vertebrate messenger RNAs // Nucl. Acids Res. 1987. Vol. 15. P. 8125-8148.

64. Kozak M. At least six nucleotides preceding the AUG initiator codon enhance translation in mammalian cells // J. Mol. Biol. 1987. Vol. 196. P. 947-950.

65. Ma C., and Kanost M.R. A beta 1,3-glucan recognition protein from an insect, Manduca sexta, agglutinates microorganisms and activates the phenoloxidase cascade// J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. P. 7505-7514.

66. Mackay R.M., Baird S., Dove M.J., Erratt J.A., Gines M., Moranelli F., Nasim A., Yaguchi M., and Seligy V.L. Glucanase gene diversity in prokaryotic and eukaryotic organisms // Biosystems. 1985. Vol. 18. P. 279-292.

67. Makarieva T.N., Stonik V.A., D'yachuk O.G., Dmitrenok A.S. Annasterol sulfate, a novel marine sulfated steroid inhibitor og glucanase activity from the deep water sponge Poecillastra laminaris // Tetrahedron Letters. 1995. Vol. 36. P. 129-132.

68. Marti-Renom M. A., Madhusudhan M.S., Fiser A., Rost В., and Sali A. Reliability of assessment of protein structure prediction methods // Structure. 2002. Vol. 10. P. 435-440.

69. Marti-Renom M. A., Stuart A., Fiser A., Sanchez R., Melo F., and Sali A. Comparative protein structure modeling of genes and genomes // Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 2000. Vol. 29. P. 291-325.

70. D-xylosidases//Proteins. 2001. Vol. 42. P. 66-76. Naumoff D.G. Phylogenetic analysis of a-galactosidases from GH27 family // Mol.

71. Pieper U., Eswar N., Ilyin V.A., Stuart A., and Sali A. ModBase, a database of annotated comparative protein structure models // Nucleic Acids Res. 2002. Vol. 30. P. 255-259.

72. Pitson S.M., Seviour R.J., McDougall B.M. Noncellulolytic fungal beta-glucanases: their physiology and regulation // Enzyme Microb. Technol. 1993. Vol. 15. P. 178-192.

73. Planas A. Bacterial 1,3-1,4-L-glucanases: structure, function and protein engineering // BiochimicaetBiophysica Acta. 2000. Vol. 1543. P. 361-382.

74. Prager E.M., Wilson A.C. The dependence of immunological cross-reactivity upon sequence resemblance among lysozymes. II. Comparison of precipitin and micro-complement fixation results // J. Biol. Chem. 1971. Vo. 246. P. 70107017.

75. Privalova N.M., Elyakova L.A. Purification and some properties of endo-p-(l->3)-glucanase from the marine bivalve Chlamys albidus // Comp.Biochem.Physiol. 1978. Vol. 60B. P. 225-228.

76. Py В., Bortoli-German I., Haiech J., Chippaux M., Barras F. Cellulase EGZ of Erwinia chrysanthemi: structural organization and importance of His98 and Glul33 residues for catalysis // Protein Eng. 1991. Vol. 4. P. 325-333.

77. Retief J.D. Phylogenetic analysis using PHYLIP //Methods Mol. Biol. 2000. Vol. 132. P. 243-258.

78. Rigden D.J., Jedrzejas M.J., de Mello L.V. Identification and analysis of catalytic TIM barrel domains in seven further glycoside hydrolase families // FEBS Lett. 2003. Vol. 544. P. 103-111.

79. Rigden D.J. Iterative database searches demonstrate that glycoside hydrolase families 27, 31, 36 and 66 share a common evolutionary origin with family 13 // FEBS Lett 2002. Vol. 523. P. 17-22.

80. Robyt J.F., French D. Multiple attack hypotesis of a-amylase action. Action of porcine pancreatic, human salivary and A. orizae a-amylases // Arch.Biochem.Biophys. 1967. Vol. 122. P. 8-16.

81. Robyt J.F., French D. Multiple attack and polarity of action of PPA // Arch.Biochem.Biophys. 1970. Vol. 138. P. 662-670.

82. Roux M.M., Pain A., Klimpel K.R. and Dhar A.K. The Lipopolysaccharide and beta-1,3-Glucan Binding Protein Gene Is Upregulated in White Spot Virus-Infected Shrimp (Penaeus stylirostris) // J. Virol. 2002. Vol. 76. P. 7140-7149.

83. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing hylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. 1987. Vol. 4. P. 406-425.

84. Sali A., Overington J.P. Derivation of rules for comparative protein modeling from a database of protein structure alignments // Protein Sci. 1994. Vol 3. P. 15821596.

85. Sanchez R., Pieper U., Melo F., Eswar N., Marti-Renom M.A., Madhusudhan M.S., Mirkovic N., and Sali A. Protein structure modeling for structural genomics // Nat. Struct.Biol. 2000. Vol.7. P. 986-990.

86. Sanchez R., Sali A. Advances in comparative protein-structure modelling // Curr. Opin. Struct. Biol. 1997. Vol. 7. P. 206-214.

87. Sanchez R., Sali A. Large-scale protein structure modeling of the Saccharomyces cerevisiae genome // Proc. Natl. Acad. Sc.i USA. 1998. Vol. 95. P. 1359713602.

88. Sayle R.A., Milner-White J.E. RASMOL: biomolecular graphics for all // Trends in Biochemical Sciences. 1995. Vol. 20. P. 374-376.

89. Schultz J., Copley R.R., Doerks Т., Ponting C.P., Bork P. SMART: a web-based tool for the study of genetically mobile domains // Nucleic Acids Res. 2000. Vol 28. P. 231-234.

90. Smalas A.O., Leiros H.K., Os V., Willassen N.P. Cold adapted enzymes // Biotechnol.

91. Annu. Rev. 2000. Vol. 6. P. 1-57.

92. Smith T.F. Smith T.F. The art of matchmaking: sequence alignment methods and their structural implications // Structure Fold Des. 1999. Vol. 7. P. 7-12.

93. Somogyi M. Notes on sugar determination // J. Biol. Chem. 1952. Vol. 195. P. 19-23.

94. Sova V.V., Elyakova L.A., and Vaskovsky V.E. Purification and some properties of (1—>3)-glucan glucanohydrolase from the crystalline style of bivalvia, Spisula sachalinensis II Biochme.Biophys.Acta. 1970. Vol. 212. P. 111-115.

95. Sova V.V., Elyakova L.A., Vaskovsky V.E. 1970. The distribution of laminarinases in marine invertabrates // Comp.Biochem.Physiol. Vol. 32. P. 459-464.

96. Sova V.V., ElyakovaT.N. Some aspects of the specificity and action pattern of P-1,3-glucan glucanohydrolase from Spisula sachalinensis // Biochem. Biophys. Acta. 1972. Vol. 258. P. 219-227.

97. Srinivasan N., Bax В., Blundell T.L., Parker P.J. Structural aspects of the functional modules in human protein kinase-C alpha deduced from comparative analyses // Proteins. 1996. Vol. 26. P. 217-235.

98. Sritunyalucksana K., Soderhall K. The proPO and clotting system in crustaceans. Aquaculture. 2000. Vol. 191. P. 53-69.

99. Su J.G., Song L.S., Xu W., Wu L.T., Li H.L. and Xiang J.H. cDNA cloning and mRNA expression of the lipopolysaccharide- and beta-1,3- glucan-binding protein gene from scallop Chlamys farreri // Aquaculture. 2004. Vol. 239. P. 6980.

100. Suhre K., Sanejouand Y.H. EINemo: a normal mode web server for protein movement analysis and the generation of templates for molecular replacement // Nucleic Acids Res. 2004. Vol. 32. P. 610-614.

101. Sun L., Gurnon J.R., Adams B.J., Graves M.V., Van Etten J.L. Characterization of a beta-l,3-glucanase encoded by chlorella virus PBCV-1 //Virology. 2000. Vol. 276. P. 27-36.

102. Teather R.M. and Erfle J.D. DNA sequence of a Fibrobacter succinogenes mixed-linkage beta-glucanase (1,3-1,4-beta-D-glucan 4-glucanohydrolase) gene // J. Bacteriol. 1990. Vol. 172. P. 3837-3841.

103. Towbin H, Staehelin T, Gordon J. Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications// Proc Natl Acad Sci USA. 1979/ Vol. 76. P. 4350-4354.

104. Tran V., Buleon A., Imberty A., Perez. Relaxed potential energy surface of maltose // Biopolymers. 1989. Vol. 28. P.679-685.

105. Vakser I.A. Protein doking for low-resolution structures // Protein Eng. 1995. Vol. 8. P. 371-377.

106. Watanabe Т., Kasahara N., Aida K. and Tanaka H. Three N-terminal domains of beta-1,3-glucanase Al are involved in binding to insoluble beta-l,3-glucan // J. Bacteriol. 1992. Vol. 174. P. 186-190.

107. Withers S.G. Mechanism of glycosyl transferases and hydrolases // Carbohydrate Polymers. 2001. Vol. 44. P. 325-337.

108. Yahata N., Watanabe Т., Nakamura Y., Yamamoto Y., Kamimiya S. and Tanaka H.Structure of the gene encoding beta-l,3-glucanase Al of Bacillus circulans WL-12 // Gene. 1990. Vol. 86. P. 113-117.

109. Zvelebil M.J., Sternberg M.J. Analysis and prediction of the location of catalytic residues in enzymes // Protein Eng. 1988. Vol. 2. P. 127-138.