Молекулярно-цитогенетические маркеры хромосом льна посевного (Linum usitatissimum L.) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Рачинская, Ольга Анатольевна

• Рачинская, Ольга Анатольевна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Рачинская, Ольга Анатольевна

СОДЕРЖАНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Генетический полиморфизм и способы его оценки

1.1. Генный (аллельный) полиморфизм

1.2. Картирование генов и повторяющихся последовательностей с использованием флуоресцентной гибридизации in situ

1.3. Хромосомный полиморфизм

1.3.1. Структурные изменения хромосомного набора

1.3.2. Добавочные В-хромосомы

1.3.3. Полиморфизм рисунков дифференциального окрашивания хромосом

1.4. Геномный полиморфизм

2. Полиморфизм льна посевного

2.1. Происхождение и классификация

2.2. Генетическое разнообразие льна посевного

2.2.1. Полиморфизм по морфологическим признакам

2.2.2. Полиморфизм по биохимическим признакам

2.2.3. Полиморфизм по молекулярным маркерам

2.2.4. Полиморфизм по хромосомным маркерам

3. Особенности анализа мелкохромосомных объектов

3.1. Актуальность увеличения разрешающей способности цитогенетических методов

3.2. Использование подходов, приводящих к увеличению длины метафазных хромосом

3.3. Химические особенности строения ДНК-интеркаляторов

3.4. Особенности применения наиболее распространенных в

цитогенетике интеркаляторов

ГЛАВА II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

1. Материалы для исследования

2. Методы исследования

2.1. Проращивание семян

2.2. Предобработка корневой меристемы

2.3. Фиксация корневой меристемы

2.4. Приготовление хромосомных препаратов растений

2.5. Флуоресцентная гибридизация in situ с различными зондами

2.5.1. Предобработка хромосомных препаратов перед FISH

2.5.2. Флуоресцентная гибридизация in situ

2.5.2.1. Мечение зондов

2.5.2.1.1. Рибосомные гены

2.5.2.1.2. CesA гены

2.5.2.1.3. Теломерный повтор

2.5.2.2. Гибридизация in situ

2.5.2.2.1. Денатурация хромосомных препаратов

2.5.2.2.2. Денатурация зондов

2.5.2.3. Отмывка препаратов и детекция сайтов гибридизации

2.6. Окрашивание хромосом

2.7. Анализ хромосомных препаратов

2.8. Статистическая обработка результатов измерений линейных

параметров хромосом

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Усовершенствование методики приготовления хромосомных препаратов льна

1.1. Повышение разрешающей способности хромосомного анализа с помощью пиридо[1,2-а]бензимидазолов

1.2. Усовершенствование метода приготовления давленных хромосомных препаратов

1.3. Тестирование воспроизводимости результатов маркирования хромосом льна с помощью метода DAPI-бэндинга и FISH с зондами 5S и 26S рДНК

2. Полиморфизм генома льна посевного

2.1. Идентификация хромосом льна посевного по рисункам БАР1-бэндинга и локализации сайтов рибосомных генов

2.2. Хромосомный полиморфизм льна посевного

2.2.1. Внутривидовой хромосомный полиморфизм

2.2.2. Внутрисортовой полиморфизм льна посевного

2.2.2.1. Внутрисортовой полиморфизм льна посевного по морфологии спутничной хромосомы

2.2.2.2. Внутрисортовой полиморфизм льна посевного по локализации генов рРНК на спутничной хромосоме

2.2.2.3. Внутрисортовой полиморфизм льна посевного по локализации рибосомных генов на хромосомах 3, 8,13

3. Разработка дополнительных молекулярно-цитогенетических маркеров для хромосом льна

3.1. Локализация последовательности теломерного повтора (ТТТАССС) на хромосомах льна

3.2. Локализация консервативного фрагмента генов

целлюлозосинтетазы на хромосомах льна

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

AFLP - amplified Fragment Length Polymorphisms (полиморфизм длин амплифицированных фрагментов)

AMD - actinomycin D (актиномицин D) СМА - chromomycin А (хромомицин A)

dATP/dCTP/dGTP/dTTP - deoxyadenosine triphosphate/deoxycytidine triphosphate/deoxyguanosine triphosphate/deoxythymidine triphosphate (дезокси аденозинтрифосфат/дезокси цитидинтрифосфат/дезокси гуанозинтрифосфат/ дезокси тимидинтрифосфат)

DAPI - 4,6-diamidino-2-phenylindole (4,6-диамидино-2фенилиндол) EDTA - etilendiamminotetracetic acid (этилендиаминтетрауксусная кислота) FISH - fluorescence in situ hybridization (флоресцентная гибридизация in situ) IGS - internal transcribed spacer (наружный нетранскрибируемый спейсер) ISSR - inter-simple sequence repeat (инвертированные повторяющиеся последовательности)

ITS - internal transcribed spaser (внутренний транскрибируемый спейсер) PBI - pyrido[l,2-a]benzimidazole (пиридо[1,2-а]бензимидазол) PBS - phosphate buffered saline (натрий фосфатный буфер) PI - propidium iodide (йодистый пропидий)

RAPD - random amplified polymorphic DNA (произвольно амплифицированная полиморфная ДНК)

RFLP - restriction fragment length polymorphism (полиморфизм длин рестрикционных фрагментов)

SNP - single nucleotide polymorphism (полиморфизм одиночных нуклеотидов) SSC - sodium chloride and tri-Sodium citrate solution (раствор хлорида и цитрата натрия)

SSR - simple sequence repeats (простые повторяющиеся последовательности) АМА — аминоакридин

ДНК/РНК - дезоксирибонуклеиновая кислота/рибонуклеиновая кислота кДНК - комплиментарная дезоксирибонуклеиновая кислота п.н. - пар нуклеотидов

ПЦР — полимеразная цепная реакция

рДНК/рРНК — рибосомная дезоксирибонулеиновая кислота/рибосомальная рибонуклеиновая кислота

ЯОР — ядрышкоорганизующий район

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-цитогенетические маркеры хромосом льна посевного (Linum usitatissimum L.)»

ВВЕДЕНИЕ

Вид возделываемого льна Ыпит тНаИззтит Ь. (лен посевной, культурный, обыкновенный) является полиморфным видом, представленным разнообразными формами, и имеет несколько разновидностей. Для целей селекции используют обычно лен масличный или кудряш, лен-долгунец или прядильный, а также межеумки, объединяющие льны с различными свойствами. Геном некоторых форм Ыпит шёШ^зтит, называемых генотрофами, обладает необычайно высокой пластичностью. В зависимости от условий произрастания геномы этих форм способны в процессе онтогенетического развития к количественным и качественным изменениям, которые впоследствии наследственно закрепляются. Вместе с тем, этот вид относится к самоопылителям. Эта биологическая особенность и ограничения, которые обусловлены определенными стандартами хозяйственно-ценных признаков, приводит к неизбежному снижению генетического разнообразия сортов льна. Для того чтобы поддерживать достаточное генетическое разнообразие и получать новые высокопродуктивные и устойчивые сорта льна приходится вводить в селекционный процесс использование стародавних местных сортов (ландрас), обладающих высокой устойчивостью к неблагоприятным факторам среды. Кроме того, требуется привлечение других разновидностей и близкородственных видов для целей интрогрессивной гибридизации.

Необходимость оценки уровня генетического разнообразия сортов льна, изучения результатов скрещивания, проведения направленного отбора и создания сортов с ценными для селекции генотипами делает актуальным поиск как можно большего числа специфических генетических маркеров. В настоящее время у льна межсортовое разнообразие активно изучается с помощью различных молекулярных маркеров (ИАРО, ББЯ, АРЬР, ИБ-маркеры и т.д.). Секвенирование генома льна посевного значительно увеличило число геномных ДНК-маркеров. На основе полученных данных у льна установлено соответствие физической и генетической (группы сцепления) карт, что положило начало к созданию единой интегрированной генетической карты генома льна. Вместе с тем, межсортовой хромосомный полиморфизм льна остается практически не изученным вследствие

малых размеров хромосом этого ценного растения и связанной с этим трудностью сравнительного исследования геномов различных сортов льна.

В Институте молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта впервые в мире было начато и осуществляется детальное изучение его хромосомного аппарата. Были исследованы кариотипы 26 видов из 6 секций рода Ыпит Ь. -Ыпит, Ас1епоИпит, И азу П пит и БуШпит, РгоШтит и $1е11егоИпит. Было проведено исследование вида Ыпит шМаИяятит (лен посевной, обыкновенный, культурный) — единственного вида рода Ыпит, выращиваемого и используемого в хозяйственных целях. Лен посевной возделывается для получения волокна и масла уже несколько тысяч лет. Ранее уже проводилось изучение его кариотипа, были описаны и идентифицированы все индивидуальные хромосомы. Однако крайне мелкие размеры его хромосом делают эту идентификацию трудной и не всегда надежной, в отличие от вышеупомянутых дикорастущих видов льна. Небольшое количество хромосомных маркеров и хромосомное картирование только рибосомных генов не позволяет достаточно точно определить наличие хромосомных перестроек или сортоспецифических особенностей кариотипа. Поиск новых хромосомных маркеров, особенно ассоциированных с хозяйственно-ценными признаками, становится особо важной проблемой.

Целью данной работы было изучение хромосом льна посевного {Ыпит шМаШзШит Ь.) с помощью молекулярно-цитогенетических маркеров.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Усовершенствовать методику получения метафазных хромосом необходимой для детального анализа степени деконденсации с помощью новосинтезированных соединений из группы пиридобензимидазолов.

2. Усовершенствовать методику приготовления давленных хромосомных препаратов с целью улучшения их качества для дальнейшего проведения молекулярно-цитогенетического анализа льнов и других мелкохромосомных растений.

4. На основе рисунков распределения на хромосомах молекулярно-цитогенетических маркеров: ОАР1-бэндов и сайтов локализации 26Б и 5Б рДНК,-изучить внутри- и межсортовой хромосомный полиморфизм 18 сортов и гибрида льна посевного.

5. Уточнить обобщённую хромосомную идиограмму вида и построить для каждого образца сортоспецифическую идиограмму.

6. Оценить возможность и целесообразность использования в качестве молекулярно-цитогенетических маркеров для точной идентификации хромосом и изучения внутривидового полиморфизма льна посевного последовательности теломерного повтора ДНК и консервативного фрагмента генов мулътигенного семейства СеьА.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Генетический полиморфизм и способы его оценки

Генетический (наследственный) полиморфизм — это разнообразие в пределах популяции наследственных форм (наличие двух и более аллелей по одному локусу), находящихся в динамическом равновесии в течение многих поколений (Тимофеев-Ресовский, Свирежев, 1967). Генетический полиморфизм возникает благодаря закреплению в популяции генных, хромосомных и геномных мутаций. Соответственно, различают три вида (уровня) генетического полиморфизма: генный (аллельный), хромосомный и геномный. Однако четких границ между ними нет, и большинство структурных изменений генома, создавших полиморфизм какого-либо признака, могут проявиться на разных уровнях и на каждом уровне может быть оценен с помощью различных маркеров: морфологических, биохимических, хромосомных и молекулярных.

1.1. Генный (аллельный) полиморфизм

Генный полиморфизм обусловлен различиями аллелей в одних и тех же локусах хромосом. Эти различия возникают или из-за точечных мутаций, затрагивающих одну пару оснований ДНК (замена, делеция или дупликация нуклеотида), или из-за мутаций, затрагивающих последовательности оснований ДНК в пределах одного гена (дупликация, инверсия, делеция, инсерция, транс локация последовательности нуклеотидов). Полиморфизм нуклеотидных последовательностей обнаружен во всех структурных элементах генома: экзонах, интронах, регуляторных участках и т.д. Как правило, такие изменения генетического кода в пределах одного гена не приводят к заметным нарушениям функции генома. Тем не менее, они обуславливают разнообразие аллелей в популяциях, а значит, влияют и на внутривидовое разнообразие.

Развитие молекулярных методов исследования сделало возможным создание новых тест-систем, позволивших анализировать генный полиморфизм растений на уровне продуктов генов (белковый или биохимический полиморфизм) (Lewontin, Hubby, 1966; Harris, 1968; Nei, 1987) и генетического материала клетки (полиморфизм ДНК). Наличие низкого уровня белкового полиморфизма у

возделываемых видов растений (Кутузова и др., 1999, Mansby et al., 2000) делает второе направление более перспективным. Полиморфизм ДНК легко выявляется с помощью методов ПЦР: RAPD (Welsh, McClelland, 1990; Virk et al., 2000), AFLP (Thomas et al., 1995; Menz et al., 2002; Buntjer et al. 2002), ISSR (Zietkiewicz et al., 1994; Fang et al., 1998; Neve, Meglecz, 2000), ITS (Porter, Collins, 1991; Baum et al., 1994; Wang et al., 2009).

1.2. Картирование генов и повторяющихся последовательностей с использованием флуоресцентной гибридизации in situ

Локализация на метафазных и мейотических хромосомах, интерфазных ядрах и хроматиновых фибриллах клонированных генов и анонимных нуклеотидных последовательностей (de Jong, 2003), т.е. осуществление картирования генома - наиболее часто встречаемая задача, для решения которой используют флуоресцентную гибридизацию in situ (FISH).

На интерфазных ядрах, в которых хроматин примерно в 20-30 раз менее конденсирован, чем в метафазных и прометафазных хромосомах, можно упорядочить пробы в пределах интервала 50-1000 КБ (Trask 1991). Однако, физическое картирование на интерфазных ядрах весьма трудоемко. Оно требует синхронизации клеток и остановки их деления в Gi фазе клеточного цикла. Взаиморасположение проб может быть установлено только после статистической оценки преобладающего порядка в 100 ядрах.

Метод FISH на фибриллах свободного хроматина обеспечивает прямое высокоразрешающее картирование в диапазоне 10-300 КБ (Heng et al., 1992; Wiegant et al., 1992; Parra, Windle, 1993; Senger et al., 1994; Haaf, Ward, 1994; Lavania et al., 2003; Valarik et al., 2004). На нитях ДНК методом FISH можно выявить последовательности, разделенные 5 тысячами пар нуклеотидов, а при использовании специальных методик выпрямления отрезков ДНК (ДНК-комбинг) разрешающая способность FISH составляет около 1 тысячи пар оснований (Herrick et al., 2000). Однако, использование хроматиновых фибрилл и нитей ДНК для картирования зондов, разделенных < 300 КБ, проблематично. Кроме того, эффективность картирования с сайт-специфическими ДНК-пробами составляет всего 40-70% (Iourov et al., 2006; Kupper et al.,2007; Liehr, 2009).

Необходимо отметить также, что использование интерфазных ядер, хроматиновых фибрилл и нитей ДНК не позволяет устанавливать хромосомную принадлежность зондов, их ориентацию по отношению к теломерам и центромере без маркерных зондов. Даже при использовании FISH зондов, полностью окрашивающих конкретную хромосому, при высокой активности генов в этой хромосоме может произойти окрашивание всего интерфазного ядра (Weierich et al., 2003; Iourov et al., 2006). Поэтому, широкое распространение получил FISH на метафазных пластинках хромосом, являющийся единственным прямым подходом к установлению точного положения генов на хромосоме.

Наиболее часто для идентификации хромосом используют FISH с повторяющимися последовательностями ДНК и семействами высококопийных генов (18S-, 26S- и 5S- рДНК) (Hasterok et al., 2001; Nakamura et al., 2001). Маркирование специализированных районов хромосом - центромерных, теломерных, ядрышкообразующих - проводят с помощью зондов, содержащих нуклеотидные последовательности, характерные для этих участков. Поскольку теломерные повторы (TTTAGGG)n у большинства видов растений одинаковы, для детекции теломерных районов хромосом обычно используют меченные синтетические олигонуклеотидные последовательности (TTTAGGG)3

У злаков для маркирования индивидуальных хромосом и генотипов в целом чаще других используют два семейства сателлитных последовательностей с субтеломерной локализацией - pScl 19.2, метящие преимущественно хромосомы В-генома (Rayburn, Gill, 1986; Badaeva et al., 1996) и pAsl, позволяющих производить идентификацию хромосом D-генома мягкой пшеницы (Rayburn, Gill, 1986; Янышина, Павлов, 2002). Еще два семейства тандемных повторов Spelt-1 и Spelt-52, выделенных из генома Aegilops spelîoides, предка B-генома пшеницы, относятся к теломерно-ассоциированным, геномно-специфичным последовательностям ДНК (Salina et al., 1998). Маркирование хромосом разных видов пшеницы показало высокую межсортовую изменчивость распределения этих последовательностей, в отличие от pScll9.2 и pAsl (Schneider et al., 2003). Для Spelt-1 и Spelt-52 характерно маркирование хромосом пшениц группы Timopheevi и отсутствие сигналов у сортов гексаплоидной пшеницы (Salina et al., 2006; Зощук и др., 2009). Это ограничивает возможность использования последовательностей Spelt-1 и Spelt-

52 в сортовой идентификации пшеницы, однако открывает широкие перспективы для их применения в качестве маркеров интрогрессии генетического материала Т. timopheevii в селекционных формах и сортах.

Кодирующие последовательности рРНК генов характеризуются высоким консерватизмом, что делает их универсальными зондами для маркирования хромосом практически всех видов растений, позволяя выявлять их филогенетические связи (Schmidt, Heslop-Harrison, 1996). Благодаря FISH с рибосомными генами были уточнены филогенетические взаимоотношения диплоидных и аллотетраплоидных видов Brassica (Hasterok et al., 2001), тетраплоидного культурного хлопчатника и его близкородственных диплоидных видов (Hanson et al., 1996), арахиса и его предполагаемых дикорастущих предков (Seijo et al., 2004).

Большое значение в цитогенетике растений приобрела гибридизация in situ с уникальными генами (Kellogg, Bennetzen, 2004). Так, на митотических хромосомах риса были успешно картированы уникальные последовательности генов Pi-b, Rcg2, F- фрагмент гена Ха21 и нескольких трансгенов (Ohmido et al., 1998; Dong et al., 2001). Стало возможным совмещение цитологической классификации и генетической номенклатуры (генетические карты сцепления). Хромосомное картирование генов открыло возможность создавать цитогенетические карты с локализацией конкретных генов в определенных районах хромосом. Такие интегрированные цитогенетические карты были получены для ряда растений, например, для риса (Chen et al., 2002), кукурузы (Wei et al., 2009), винограда (Scalabrin et al., 2010), дыни (Gonzalez et al., 2010). Соединение генетических и физических карт создает основу не только для дальнейшего структурного и функционального изучения генома, но и для разработки принципиально новых селекционных подходов при создании высокопродуктивных сортов и форм хозяйственно-ценных растений.

1.3. Хромосомный полиморфизм

1.3.1. Структурные изменения хромосомного набора

В основе хромосомного полиморфизма лежат структурные изменения самих хромосом, которые являются результатом хромосомных перестроек.

Внутрихромосомные структурные перестройки на цитогенетическом уровне проявляются в различиях структуры кариотипов по форме хромосом и рисунку дифференциального окрашивания, числу и распределению вторичных перетяжек, а также по наличию структурных изменений хромосом, возникающих вследствие различных хромосомных аберраций (делеций, дупликаций, инверсий, транслокаций, инсерций) и изменчивости размеров гетерохроматических районов у особей одного вида. Изучение особенностей хромосомной организации и определение спектра изменчивости хромосом позволяют оценить степень родства видов и проследить их филогенетические связи (Навашин, Чуксанова, 1970; Chennaveeraiah, Joshi, 1983; Peruzzi et al., 2009).

Делеции приводят к утрате участка хромосомы размером от одного нуклеотида до субхромосомного фрагмента. Считается, что делеции не играют значительной роли в эволюции растений, поскольку уменьшают возможности генетического контроля. Однако их значение возрастает, если перестройки такого типа затрагивают хромосомы, находящиеся в полисомном состоянии. В качестве примера можно привести образование 16-ти хромосомной формы ячменя (Оно, 1973).

Дупликация приводит к удвоению какого-либо участка хромосомы в гаплоидном наборе. Она может лежать в основе возникновения качественно новых генов, контролирующих иные, по сравнению с исходным геном функции, а также целых кластеров генов и мультигенных семейств (Оно, 1973; Wilson, Larkins, 1984). В последнее время становиться все более ясным, что наряду с дупликацией, при которой образуются тандемы генов в одной области хромосомы, часто происходит мозаичная дупликация генов, при которой копии фрагментов ДНК рассеиваются по разным хромосомам.

К инверсиям относятся мутации, сопровождающиеся поворотом участка хромосомы на 180°. Встречаются одиночные и сложные инверсии, последние приводят к заметной перестановке блоков генов. В природных популяциях различных видов выявлена зависимость частоты встречаемости инверсий от экологических и географических факторов, что свидетельствует об адаптивной роли этих перестроек. Инверсии образуют коадаптированные комплексы генов и создают сбалансированный хромосомный полиморфизм в популяции. При этом

разные комплексы генов, защищенные от рекомбинаций, обуславливают приспособленность различных групп особей в популяции. При возникновении генетического барьера инверсии способны стать отправными точками для дивергенции. Важная роль инверсий в эволюции подтверждается тем, что они являются у ряда видов основным способом видообразования, обнаруживаются у предполагаемых предков и потомков, у различных подвидов одного вида (Борисов, 1981; Pasupuleti, Galinat, 1981).

К инсерциям относят мутации, в результате которых в последовательность ДНК вводиться одно или несколько избыточных пар оснований. Кроме того, инсерции могут быть обусловлены перемещением мобильных генетических элементов или транслокациями.

Транслокациями называют структурные изменения хромосом, в ходе которых хромосомный сегмент перемещается в другое место той же хромосомы или переносится в другую хромосому, также может происходить обмен двумя сегментами между гомологичными или негомологичными хромосомами. Основное генетическое последствие транслокаций — изменение групп сцепления, поэтому они играют немаловажную роль в эволюции видов растений. Транслокации обуславливают, как правило, репродуктивную изоляцию, поэтому образование новых групп сцепления, имеющих адаптивное значение, может приводить не только к возникновению новых хромосомных рас существующего вида, но и представлять собой решающий фактор образования новых видов. Это показано на примере рода Seeale (Смирнов, Соснихина, 1984). Кроме того, транслокации дуплицированных генов на другие хромосомы ускоряют процесс их дивергенции и способствуют образованию новых генов (Оно, 1973).

1.3.2. Добавочные В-хромосомы

Во многих таксономических группах встречаются виды, в геноме которых наряду с хромосомами основного набора (А-хромосомы), присутствуют добавочные, или B-хромосомы. Они были описаны более чем у 1300 видов растений и у 500 видов животных, а также у некоторых видов грибов (Miao et al., 1991; Palestis et al., 2004). В кариотипах цветковых растений B-хромосомы обнаружены примерно у 10-15% видов (Dhar et al., 2002; Jones, Houben, 2003;

Trivers et al., 2004). Количество В-хромосом в кариотипе не постоянно. Для них характерна мозаичность распределения как внутри популяции, так и у отдельных её представителей (Ohta, 1995). Молекулярный анализ В-хромосом многих видов растений показал, что они, как правило, состоят из повторяющихся последовательностей, многие из которых являются общими с А-хромосомами, тогда как другие специфичны для В-хромосом (Sandey et al., 1990; Alfenito, Birchler, 1993; Jamilena et al., 1993, 1995). В-хромосомы многих растений содержат рибосомные гены, в некоторых случаях они активны и способны формировать ядрышки в интерфазе (Jones, 1995; Leach et al., 2005). Происхождение В-хромосом до сих пор не совсем ясно, их появление в геноме может быть результатом различных хромосомных перестроек (Viotti et al., 1985; Прокофьева-Бельговская, 1986).

1.3.3. Полиморфизм рисунков дифференциального окрашивания хромосом

Появление методов дифференциального окрашивания хромосом человека и растений во второй половине прошлого века (Caspersson et al., 1968, 1970; Vosa, 1973) позволило выявить по длине хромосом структурную неоднородность, которая образовывала на индивидуальных хромосомах специфический рисунок, так называемый бэндинг. Это увеличило в значительной степени количество маркерных районов хромосом, которые обладали полиморфизмом и позволяли описывать индивидуальную, популяционную или видовую специфичность геномов или кариотипов. На основании сравнения рисунков такого окрашивания хромосом стало возможным идентифицировать отдельные хромосомы, исследовать их структуру, а также выявить большинство хромосомных аберраций во время митоза или мейоза. Исследование внутривидового полиморфизма и межвидовых отличий геномов растений и животных по хромосомным маркерам позволило решить многие вопросы кариосистематики и эволюции растений и животных.

Впервые дифференциальное окрашивание было проведено на хромосомах человека и растений (Vicia faba L.) при использовании флуоресцентного красителя — квенакрина (quinacrine). Рисунок, полученный с помощью такой окраски, был назван Q-бэндингом (Caspersson et al., 1968). Использование Q-бэндинга очень

скоро позволило осуществить идентификацию всех хромосом генома человека и легло в основу знаменитой Парижской номенклатуры генома человека 1971 г.

Основополагающие работы Касперссона и его сотрудников явились толчком к бурному развитию других методов дифференциального окрашивания как флуоресцентных, так и не флуоресцентных. Особенно широкое применение получили методы с использованием красителя Гимзы (G-,C-,N-OKpaniHBaHHe). Рисунок Q-окрашиваня сходен с G-бэндингом у животных и С-бэндингом у растений (Восток, Самнер, 1981; Зощук и др., 2001).

В целом, G-дифференциальное окрашивание дает очень подробную исчерченность на хромосомах растений, которую бывает трудно анализировать, поэтому для работы с растительными объектами более часто используют С-окрашивание. С-бэндинг выявляет районы конститутивного гетерохроматина (Schubert, Rieger, 1984; Guerra, 2000). У животных основные С-бэнды выявляются в прицетромерных и ядрышкообразующих районах хромосом. Рисунок С-окрашивания у растений более подробен, часто выявляются дополнительные интеркалярные и тело мерные гетерохроматиновые блоки (Schubert, Rieger, 1984). С-блоки растений могут содержать в себе транспозоны и другие повторяющиеся последовательности, например рибосомные гены (Родионов и др., 2001; Kellogg, Bennetzen, 2004; Costal et al., 2006).

Для изучения структуры хромосом и выявления особенностей отдельных хромосомных районов в последнее время широкое распространение получили методы окрашивания различными флуорохромными красителями, способные специфически связываться с ДНК. К таким красителям относятся Hoechst 33258, PI (пропидий йодид), AMD (актиномицин D), СМА (хромомицин A3), DAPI (4,6-диамидино-2 фенилиндол) и др. Так Hoechst 33258 и DAPI обладают специфичностью к АТ-богатым последовательностям ДНК и дают сходный с С-бэндингом рисунок окрашивания на хромосомах растений. Хромомицин A3 и актиномоцин D, обладают сродством к CG-богатым последовательностям ДНК и окрашивают ядрышковые организаторы хромосом (Родионов и др., 2001; Nakamura et al., 2001).

Известны работы и по комплексному использованию некоторых красителей. Так с помощью DAPI в сочетании с PI, не специфически связывающимся с ДНК,

была проведена идентификация мелких хромосом томата и риса. Такой метод позволил дифференциально окрасить центромеры, теломеры и ядрышковые организаторы хромосом в красный цвет и был назван CPD-окрашиванием (Andras et al., 2000). Возможно совместное применение DAPI и с хромомицином А или актиномицином D (Scweizer, 1980).

1.4. Геномный полиморфизм

По определению Г. Винклера термин «геном» обозначает минимальный (гаплоидный) набор хромосом организма (Winkler, 1920). Хромосомный набор диплоидного организма содержит два генома. Полиплоидией принято называть кратное увеличения числа хромосом. Автополиплоидия происходит в результате умножения числа хромосомных наборов одного вида, а аллополиплоидия - при соединении и умножении хромосомных наборов разных видов организмов. Количество ДНК на основное число хромосом при полиплоидии, как правило, снижается (Ахундова, 1985; Бойко, 1986).

В популяциях многих растений известны цитотипы или хромосомные расы разного уровня плоидности, которые образуют полиплоидные ряды (Linde-Laursen, 1984; Jha, Sen, 1983; Swen, 1985). У покрытосеменных полиплоидия является преобладающим типом мутагенеза, приводя к увеличению количества генов без нарушения целостности генома. Более половины травянистых растений — полиплоиды, а в таких семействах как Poaceae, Cyperaceae, Ranunculaceae, Rosaceae количество полиплоидных видов достигает 90% (Гриф, 2007). Полиплоидия является одним из основных двигателей эволюции растений и эффективным направлением в их экспериментальной селекции (Соколов, 2006). Взаимодействие геномов при полиплоидизации зачастую создает невосприимчивость к «вредным» генам, а существование компенсации генов может приводить к появлению с большей частотой хромосомных аберраций и возникновению различий в геномах исходных диплоидных и полиплоидных видов (Fawret et al., 1976; Tsunevaki, 1983).

В кариотипе гаплоидов каждая пара хромосом представлена одним из гомологов, имеется возможность для проявления рецессивных генов, что приводит к полному соответствию фенотипа генотипу, к снижению жизнеспособности и

почти полной стерильности. Гаплоидия у высших растений считается аномальным состоянием организма. Однако, гаплоидные растения, а также полученные из них путем удвоения числа хромосом, диплоидные гомозиготные растения, находят применение как в генетических и цитогенетических исследованиях, так и в селекционной практике, для ускорения процесса получения перспективных форм культурных растений (Linde-Laursen, 1983; Pickering, 1983).

Анеуплоидами называются организмы, в клетках которых одна или несколько хромосом из обычного набора или отсутствуют или представлены дополнительными копиями. Таким образом, нормальное число хромосом анеуплоидов увеличивается или уменьшается менее чем на целый набор. В природных популяциях растений явление анеуплоидии довольно частое. Причем у диплоидов оно встречается редко, а ее широкое распространение в ряде родов чаще всего связано с вегетативным размножением (Araki, 1985; Swen, 1985; Гриф, 2007).

Возможность точно идентифицировать гомологи, гомеологи и геномы, определять межгеномные транслокаций у аллополиплоидных видов, устанавливать родственные связи между отдельными видами, осуществлять детекцию чужеродного генетического материала в сортах, полученных с использованием отдаленной гибридизации, позволяет GISH (геномная гибридизация in situ) (Mukai et al., 1990, 1996; Schwarzacher et al., 1992; Schmidt et al., 1994, 1996; Heslop-Harrison and Schwarzacher, 1996; Badaeva et al., 1996). В качестве зонда для GISH используют геномную ДНК одного из диплоидных родителей или ДНК чужеродного вида, участвовавшего в гибридизации и передаче генетического материала (Markova, Vyskot, 2009).

2. Полиморфизм льна посевного

2.1. Происхождение и классификация

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Рачинская, Ольга Анатольевна, 2015 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Ахундова Э.М. Изменчивость размера геномов у рода Morus при полиплоидизации // Изв. АН АзССР. Сер. биол. наук. 1985. № 2. С. 57-60.

2. Бойко Е.В. Сравнительное исследование содержания ДНК у Triticale и исходных родительских форм. Автореферат на соиск .уч. ст. к.б.н. М. 1986.

3. Большева Н.Л., Семенова О.Ю., Муравенко О.В., Носова И.В., Зеленин В. А. Локализация тело мерных последоваетльностей в хромосомах двух видов льна // Биологические мембраны. 2005. Т. 22. № 3. С. 244-248.

4. Борисов Ю.М. Популяционная генетика грызунов {Mammalia, Rodentia) // Итоги науки и техн. ВИНИТИ. Общая генетика. 1981. Т. 17. № 1. С. 79152.

5. Босток К., Самнер Э. Хромосома эукариотической клетки // Мир. 1981. С. 592.

6. Галиновский Д.В., Анисимова Н.В., Райский А.П., Леонтьев В.Н., Титок В.В., Хотылева Л.В.Гены целлюлозосинтаз, контролирующие формирование волокна льна (Linum usitatissimum L.) 11 Генетика. 2014. Т. 50. № 1. С. 26-34.

7. Горшкова Т.А., Агеева М.В., Сальников В.В., Павленчева Н.В., Снегирёва A.B., Чернова Т.Е., Чемикосова С.Б. Стадии формирования лубяных волокон Linum usitatissimum L. //Ботаническй журнал. 2003. Т. 88. С. 1-11.

8. Гриф В.Г. Мутагенез и филогенез растений // Цитология. 2007. Т. 49. №6. С. 433-441.

9. Грушецкая З.Е., Лемеш В.А., Хотылева Л.В. Создание специфических и вырожденных праймеров к генам CesA целлюлозосинтетазы льна (Linum usitatissimum L.) // Цитология и генетика. 2010. № 4. С. 3-8.

10. Гузенко Е.В., Лемеш В.А., Хотылева Л.В. Молекулярно-генетический анализ сортов льна масличного {Linum usitatissimum L.) методом RAPD II Весщ НАНБ. 2008. № 2. С. 41-45.

11. Дарлингтон, Ла Кур. Хромосомы. Методы работы. М: Атомиздат. 1980. 184с.

12. Егорова Т.В. Сем. Linaceae DC. ex S. F. Gray — льновые // Флора Восточной Европы. 1996. Т. 9. С. 346-361.

13. Захаров А.Ф., Барановская Л.И., Деминцева B.C., Ибраимов А.И. Дифференциация хромосом человека по длине и проблема их идентификации. Сообщ. 1. Общая картина дифференциации, выявляемая с помощью 5-бромдезоксиуридина//Цитология. 1973. Т. 15. №5. С. 508-518.

14. Захаров А. Ф., Бенюш В.А., Кудешов Н.П., Барановская Л.И. Хромосомы человека (Атлас). Москва: Медицина. 1982. 114с.

15. Зеленин A.B. Люминесцентная цитохимия нуклеиновых кислот. М.: Наука. 1967. 134 с.

16. Зеленин A.B. Взаимодействие аминопроизводных акридина с клеткой. М.: Наука. 1971. 231 с.

17. Зощук Н.В., Бадаева Е.Д., Зеленин A.B. История хромосомного анализа// Биол. Мембр. 2001. Т. 18. № 3. С. 164-172.

18. Зощук С.А., Зощук Н.В., Амосова A.B., Дедкова О.С., Бадаева Е.Д. Исследование внутривидовой дивергенции пшениц группы Emmer методом гибридизации in situ с семейством тандемных повторов Spelt-1 II Генетика. 2009. Т. 45. № И. С. 1556-1564.

19. Кишлян Н.В. Исходный материал для селекции льна (Ыпит usitatissimum L.) по устойчивости к различной кислотности почвы. Автореферат на соиск. уч. ст. к.б.н. ВНИИ льна РАН. 2011. 22 с.

20. Кутузова С.Н., Гаврилюк И.П., Эгги Э.Э. Перспективы использования белковых маркеров в уточнении систематики и эволюции рода Linum II Труды по ботанике, генетике и селекции. 1999. Т. 156. С. 29-39.

21. Лемеш В.А. Молекулярный анализ гетерогенности белорусских сортов и ландрасс льна // Докл. HAH Белоруси. 2007. Т. 51. № 6. С. 78-81.

22. Лемеш В.А., Богданова М.В., Хотылева Л.В. RAPD анализ межвидовой генетической изменчивости и филогенетических связей видов льна оШит L.) // Докл. HAH Белоруси. 2006. Т. 50. № 2. С. 51—54.

23. Лемеш В.А., Малышев С.В., Грушецкая З.Е., Хотылева Л.В. Применение RAPD-анализа для определения таксономического статуса диких сородичей культурного льна // Докл. HAH Белоруси. 2001. Т. 45. № 3. С. 88-90.

24. Лемеш В.А., Шут М.В., Хотылева Л.В. RAPD-анализ межвидового полиморфизма льна (род Linum) // Информационный вестник ВОГиС. 2005. Т. 9. № 4. С. 490-494.

25. Лях В.О., Махно Ю.А., Полякова Ю.А., Войтович E.H. Электрофоретическое разделение запасных белков семян льна масличного / Вюник ЗНУ. 2006. № 1. С. 124-127.

26. Мамаева С.Е. Закономерности кариотипической эволюции клеток в культуре // Цитология. 1996. Т. 38. № 8. С. 787—814.

27. Мамаева С.Е. Атлас хромосом постоянных клеточных линий человека и животных. Москва: Научный мир. 2002. 235с.

28. Методические указания по проведению полевых опытов со льном-долгунцом. Мин. сельхоз СССР: Главное управление хлопководства и лубяных культур. М. 1969. 40с.

29. Муравенко О.В. Хромосомная организация геномов растений с хромосомами малых размеров или малоинформативным рисунком дифференциального окрашивания. Автореф. дисс. на соиск. уч. ст. д.б.н. ИМБ РАН. 2010. 52с.

30. Муравенко О.В., Амосова А.В, Саматадзе Т.Е., Семенова О.Ю., Носова И.В., Попов К.В., Шостак Н.Г., Зощук С.А., Зеленин A.B. Хромосомная локализация 5S и 45S рибосомной ДНК у видов рода Linum L. секции Linum (syn.= Protolinum uAdenolinum). Генетика. 2004. Т. 40. N 2. С. 256-260.

31. Муравенко О.В., Бадаев Н.С., Борисов Ю.М., Борисова 3.3., Сурин H.A., Зеленин A.B. Формирование кариотипа у родственных сортов ячменя // Генетика. 1991. Т. 27. № 12. С. 2109-2117.

32. Муравенко О.В., Болынева Н.Л., Юркевич О.Ю, Носова И.В., Рачинская O.A., Саматадзе Т.Е., Зеленин A.B. Кариогеномика видов рода Linum L. // Генетика. 2010. Т. 46. № 8. С. 1339-1342.

33. Муравенко О.В., Зеленин A.B. Исследование хромосомной организации геномов мелкохромосомных растений // Генетика. 2009. Т. 45. № 11. С. 1516-1529.

34. Муравенко О.В., Лемеш В.А., Саматадзе Т.Е., Амосова А.В, Грушецкая З.Е., Попов К.В.,. Семенова О.Ю., Хотылева Л.В., Зеленин A.B.

Сравнение геномов трех близкородственных видов льна и их гибридов с использованием хромосомных и молекулярных маркеров // Генетика. 2003. Т. 39. №4. С. 510-518.

35. Муравенко О.В., Саматадзе Т.Е., Попов К.В., Амосова A.B., Зеленин A.B. Полиморфизм гетерохроматических районов хромосом льна // Биол. Мембраны. 2000. Т. 17. № 6. С. 599-603.

36. Муравенко О.В., Саматадзе Т.Е., Попов К.В., Амосова A.B., Зеленин A.B. Сравнительное исследование геномов двух видов льна по рисункам С-окраски хромосом // Генетика. 2001. Т. 37. № 3. С. 332-335.

37. Муравенко О.В., Саматадзе Т.Е., Попов К.В.,Юркевич О.Ю., Носова И.В., Большева H.JL, Зеленин A.B. Площадь гетерохроматических районов в ядрах и хромосомах как показатель изменчивости генома культурного льна // Биологические мембраны. 2007. Т. 24. № 6. С. 435-441.

38. Навашин М.С., Чуксанова H.A. Число хромосом и эволюция. // Генетика. 1970. Т. 6. № 4. С. 71-83.

39. Оно С. Генетические механизмы прогрессивной эволюции. М.: 1973.

227 с.

40. Попов К В., Муравенко О.В., Саматадзе Т.Е., Амосова A.B., Зеленин A.B. Особенности изучения гетерохроматических районов в мелких хромосомах растений // Доклады академии наук. 2001. Т. 381. № 4. С. 1-4.

41. Прокофьева-Бельговская A.A. Гетерохроматические районы хромосом. М.: Наука. 1986. 430 с.

42. Рогаш АР. О селекции льна-долгунца в СССР, в кн.: Достижения отечественной селекции. М. 1967. С. 287-296.

43. Родионов A.B.. Лунина Е.О., Чупов B.C. Эволюция блочной организации хромосом растений // Биол. Мембр. 2001. Т. 18. № 3. С. 240-248.

44. Саматадзе Т.Е., Муравенко О.В., Климахин Г.И., Зеленин A.B. Изучение внутривидового полиморфизма по рисунку С-окрашивания хромосом Matricaria chamomilla L. (syn. M. recutita L.) // Генетика. 1997. Т. 33. № 1. С. 130132.

45. Саматадзе Т.Е., Зеленин A.B., Муравенко О.В. Сравнительное цитогенетическое исследование геномов сортов и линий гороха посевного (Pisum

sativum L.) // Фактори экспериментально! эволющ оргашзм1в. Киев: Логос, 2008. Т. 4. С. 119-122.

46. Саматадзе Т.Е., Муравенко О.В., Болыпева Н.Л., Амосова A.B., Гостимский С.А., Зеленин A.B. Изучение хромосом сортов и транслокационных линий гороха посевного (Pisum sativum L.) с использованием FISH, Ag-ЯОР и DAPI- дифференциального окрашивания // Генетика. 2005. № 12. С. 1665 - 1673.

47. Саматадзе Т.Е., Муравенко О.В., Зеленин A.B., Гостимский С.А. Идентификация хромосом генома гороха {Pisum sativum L.) по рисунки С-окраски // Докл.Акад. наук. 2002. Т. 387. С. 714-717.

48. Саматадзе Т.Е., Зеленин A.B., Суслина С.Н., Амосова .В., Попов К.В., Загуменникова Т.Н., Цицилин А.Н., Быков В.А., Муравенко О.В. Сравнительная цитогенетическая характеристика форм Macleaya cordata (Willd.) R. Br. из различных мест произрастания // Генетика. 2012. Т. 48. № 1. С. 72-79.

49. Семенова О.Ю., Саматадзе Т.Е., Зеленин A.B., Муравенко О.В. Сравнительное изучение геномов видов льна секции Adenolinum и Stellerolinum с использованием флуоресцентной гибридизации in situ (FISH) // Биол. Мембраны. 2006. Т. 23. № 6. С. 453-460.

50. Смирнов В.Г., Соснихина С.П. Генетика ржи. Л.: ЛГУ. 1984. 264 с.

51. Соколов В.А. Импринтинг у растений // Генетика. 2006. Т. 42. № 9. С. 1250-1260.

52. Стадничук И.Н., Селях И.О., Муравенко О.В. Хромосомные числа видов микроводорослей класса Cyanidiophyceae (Rhodophyta) // Бот. журн. 2003. Т. 88.С. 175-176.

53. Тимофеев-Ресовский Н.В., Свирежев Ю.В. О генетическом полиморфизме в популяциях. Экспериментально-теоретическое исследование // Генетика. 1967. № 10. С. 152-166.

54. Фадеева М.Д., Беляева Т.Н., Новиков И.П., Шалаби Х.Г., Браун А.Д. Изучение возможности интеркаляции алкалоида сангвинарина в нативную ДНК // ДАН СССР. 1980. Т. 253. № 2. С. 491-494.

55. Чиряева О. Г. и др. Цитогенетическое картирование крупного рогатого скота {Bos taurus L.) // Генетика. 1989. Т. 25. № 8. С. 1436-1448.

56. Юзепчук С. В., Льновые — Linaceae Dumort., в книге: Флора СССР. Т. 14. М. — Л. 1949. Сю 84-146.

57. Юркевич О.Ю., Светлова А.А., Муравенко О.В. Числа хромосом некоторых видов секции Linum, Adenolinum и Stellerolinum рода Linum (Linaceae) // Бот. журн. 2009. Т. 94. № 4. С. 588-596.

58. Янышина А.А., Павлов Е.И. Методы контроля за сортов ыми качествами семян льна-долгунца. Селекция, семеноводство, агротехника льна-долгунца Научные труды ВНИИЛ. Вып. 30. Том 1. Торжок. 2002 С. 178-183.

59. Alfenito M.R., Birchler J.A. Molecular characterization of a maize В chromosome centric sequence // Genetics. 1993. V. 135. P. 589-597.

60. Anderson L.K., Stack S.M., Mitchell J.B. An investigation the lack of G-banding in plant chromosomes. Exp. Cell Res. 1982. V. 138. P. 433-439.

61. Andras S.C., Hartman T.P.V., Alexander J., Mc Bride R., Marshall J.A., Power J.В., Cocking E.C, Davey M R. Combined PI-DAPI staining (CPD) reveals NOR asymmetry and facilitates karyotyping of plant chromosomes // Chromosome Research. 2000. V. 8. P. 387-391.

62. Araki H. The distribution of diploids and polyploids of the Scilla scilloide complex in Korea // Genetica. 1985. V. 66. № 1. P. 3-10.

63. Arioli Т., Pemg L., Betzner A S., Burn J., Wittke W., Herth W., Camilleri Ch., Hofte H., Plazinski J., Birch R., Cork A., Glover J., Redmond J., Williamson R.E. Molecular analysis of cellulose biosynthesis in Arabidopsis // Science. 1998. V. 279. P. 717-720.

64. Badaeva E.D., Friebe В., Gill B.S. Genome differentiation in Aegilops. 1. Distribution of highly repetative DNA sequences on chromosomes of diploid species // Genome. 1996. V. 29. P. 293-306.

65. Badaeva E.D., Sozinova L.F., Badaev N.S. Muravenco O.V., Zelenin A.V. "Chromosomal passport" of Triticum aestivum L.em Thell cv. Chinese spring and standardization of chromosomal analysis of cereale // Cereal Res. Commun. 1990. V. 18. №4. P. 273-281.

66. Baum, D.A., Sytsma K.J., Hoch P.C. The phylogeny of Epilobium L. (Onagraceae) based on nuclear ribosomal DNA sequences // Systematic Botany. 1994. Vol. 19. P. 363-388.

67. Belkhiri A., Buchko J., Klassen G.R. The 5S ribosomal RNA gene in Pythium species: two different genomic locations // Mol. Biol. Evol. 1992. V. 9. P. 10891102.

68. Biessman H., Kasravi B., Bui T., Fujiwara G., Champion L.E., Mason J.M. Comparison of two active HeT-A retroposons of Drasophila melanogaster II Chromosoma. 1994. V. 103. P. 90-98.

69. Brana M.F., Castellano J.M., Keilhauer G. Machuca A., Martin Y., Pedondo C., Schlick E., Walker N. Benzimidazo[l,2-c]quinazolines: a new class antitumor compounds // Anti-Cancer Drug Des. 1994. V. 9. P. 527-538.

70. Brown K.E., Guest S.S., Smale S.T., Hahm K., Merkenschlager M., Fisher A.G. Association of transcriptionally silent genes with Ikaros complexes at centromeric heterochromatine // Cell. 1997. V. 91. P. 845-854.

71. Buntjer, J.B., Otsen M., Nijman I.J., Kuiper M.T., Lenstra J.A. Phylogeny of bovine species based on AFLP fingerprinting // Heredity. 2002. Vol. 88. P. 46-51.

72. Burton R.A., Shirley N.J., King B.J., Harvey A.J., Fincher G.B. The CesA Gene Family of Barley. Quantitative Analysis of Transcripts Reveals Two Groups of Co-Expressed Genes // Plant Physiology. 2004. V. 134. P. 224-236.

73. Campbell C.D. Analysis of genetic relationships in flax (Linum usitatissimum) using RAPD markers // Proceedings of 56th Flax Institute of the United States, Fargo, ND, USA. 1995. pp. 177-181.

74. Capper R., Britt-Compton B., Trankimanova M., Rowson J., Letsolo B., Man S., Haughton M., Baird D.M. The nature of telomere fusion and a definition of the critical telomere length in human cells // Genes Dev. 2007. V. 21. № 19. P. 2495-2508.

75. Caspersson T., Farber S., Foley G., Kudynowski J., Modest E.J., Simonsson E., Wagh U., Zech L. Chemical differentiation along metaphase chromosomes // Experimental Cell Research. 1968. V. 49. P. 219-222.

76. Caspersson T., Modest E.J., Zech L. Fluorescent labeling of chromosomal DNA: Superiority of quinacrine mustard to quinacrine // Science. 1970. V. 170. P. 762.

77. Castilho A., Heslop-Harrison J.S. Fluorescent in situ hybridization (FISH) using Cy3 // Sigma ImmuNotes. 1995. V. 13. P. 1-3.

78. Chen R., An Z., Song W., Li X., Su J. A preliminary study on the G-bands of chromosomes in some plants// J. Wuham Bot. Res. 1986. V. 4. P. 111-118.

79. Chen M., Presting G., Barbazuk W.B., Goicoechea J.L., Blackmon B., Fang G., Kin H., Frisch D., Yu Y., Sun S., Higingbottom S., Phimphilai J., Phimphilai D., Thurmond S., Gaudette B., Li P., Liu J., Hatfield J., Main D., Farrar K., Henderson C., Barnett L., Costa R., Williams B., Walser S., Atkins M., Hall C., Budiman M.A., Tomkins J.P., Luo M., Bancroft I., Salse J., Regad F., Mohapatra T., Singh N.K., Tyagi A.K., Soderlund C., Dean R.A., Wing R.A. An integrated physical and genetic map of the rice genome // Plant Cell. 2002. V. 14. P. 537-545.

80. Cheng Z.K., Yu H.X., Yan H.H., Gu M.H., Zhu L.H. B chromosome in a rice aneuploid variation // Theor. Appl. Genet. 2000. V. 101. P. 564-568.

81. Chennaveeraiah M.S., Joshi K.K. Karyotypes in cultivated and wild species of Linum II Cytologia. 1983. V. 48. P. 833-841.

82. Cloutier S, Niu Z, Datla R, Duguid S. Development and analysis of EST-SSRs for flax {Linum usitatissimum L.) // Theor. Appl. Genet. 2009. V. 119. P. 53-63.

83. Costal J.Y., Forni-Martins E.R., Vanzela A.L.L. Karyotype characterization of five Brazilian species of Echinodorus (Alismataceae) with chromosomal banding and 45S rDNA FISH // PI. Syst. Evol. 2006. V. 257. P. 119-127.

84. Cox A.V., Bennett S.T., Parokonny A.S., Kenton A., Callimassia M.A., Bennett M.D. Comparison of plant telomere locations using a PCR-generated synthetic probe // Annalis of Borany. 1993. V. 72. P. 239-247.

85. Cremonini R., Castiglione M.R., Crif V.G., Kotseruba V.V., Punina E.O., Rodionov A.V., Muravenko O.V., Popov K.V., Samatadze T.E., Zelenin A.V. Chromosome banding and DNA methylation patterns, chromatin organization and nuclear DNA content in Zingeria biebersteiniana II Biol. Plantarum. 2003. V. 46. P. 543550.

86. Cullis C.A. DNA rearrangements in response to environmental stress // Advances in Genetics. 1990. V. 28. P. 73-97.

87. Darlington C.D., La Cur L.F. The chromosomes. Metodes of work. Moscow: Atomizdat; 1980.

88. Deady L.W., Rodemman T., Finlay G.J., Baguley B.C., Denny W.A.. Synthesis and cytotoxic activity of carboxamide derivatives of bezimidazo[2,1-

a]isoquinoline and pyrido[3',2':4,5]imidazo[2,l-a]isoquinoline // Anti-Cancer Drug Des. 2000. V. 15. №. 5. P. 339-346.

89. Delmer D.P. Cellulose biosynthesis: exciting times for a difficult field of study // Ann. Rev. of Plant Physiol, and Plant Mol. Biol. 1999. V. 50. P. 245-276.

90. Dhar M.K., Friebe B., Koul A.K., Gill B.S. Origin of an apparent B chromosome by nutation, chromosome fragmentation and specific DNA sequence amplification//Chromosoma. 2002. V. 111. P. 332-340.

91. Diederichsen A. Comparison of genetic diversity of flax (Linum usitatissimum L.) between Canadian cultivars and a world collection // Plant Breed. 2001. V. 120. P. 360-362.

92. Diederichsen A, Fu YB. Phenotypic and molecular (RAPD) differentiation of four intraspecific groups of cultivated flax (Linum usitatissimum L. subsp. usitatissimum). Genet. Resour. Crop. Evol. 2006. V. 53. P. 77-90.

93. Diederichsen A., Hammer K. Variation of cultivated flax (Linum usitatissimum L. subsp. ussitatissimum) and its wild progenitor pale flax (subsp. angustifolium (Huds.) Thell.) // Genet. Resour. Crop. Evol. 1995. V. 42. P. 263-272.

94. Diederichsen A., Raney J.P. Seed color, seed weight and seed oil content in Linum usitatissimum accessions help by Plant Gene Resources of Canada // Plant Breed. 2006. V. 125. P. 372-377.

95. Diederichsen A., Raney J.P., Duguid S.D. Variation of mucilage in flax seed and its relationship with other seed characters // Crop Sci. 2006. V. 46. P. 365-371.

96. Dong J., Kharb P., Cervera M., Hall T.C. The use of FISH in chromosomal localization of transgenes in rice // Method in Cell Science. 2001. V. 23. P. 105-113.

97. Doplin M.S., Kurek I., Jacob-Wilk D., Delmer D.P. Cellulose biosynthesis in plant from genes to rosettes // Plant Cell Physiol. 2002. V. 43. P. 1407-1420.

98. Drewry A.G. G-banded chromosomes in Pinus resinosa II J. Hered. 1982. V. 73. P. 305-306.

99. Drewry A.G. G-banded karyotype of Pinus resinosa Ait Silvae // Genetica. 1988. V. 37. P. 218-222.

100. Drouin G., Moniz de Sa M. The concerted evolution of 5S ribosomal gene linked to the repeat units of other multigene families // Mol. Biol. Evol. 1995. V. 12. № 3. P. 481-493.

101. Dubey D.K., Kumar S. Cross-relationship between two Linum species bearing different basic chromosome numbers// Indian J. Agric. Soi. 1973. V. 43. №. 1. P. 18-20.

102. Dutrillaux B.,Couturier J., Richer C.-L., Viegas-Pequignot E. Sequence of DNA replication in 277 R- and Q-bands of human chromosomes using a BrdU treatment //Chromosoma. 1976. V. 58. P. 51-61.

103. Endo T.R. Gill B.S. Somatic karyotype, heterochromatin distribution, and nature of chromosome differentiation in common wheat, Triticum aestivum L. em Thell. // Chromosoma. 1984. V. 89. P. 361-369.

104. Evans G.M. Nuclear changes in flax // Heredity. 1968. V. 23. P. 25-38.

105. Everaert I., de Riek J., de Loose M., van Waes J., van Bockstaele E. Most similar variety grouping for distinctness evaluation of flax and linseed {Linum usitatissimum L.) varieties by means of AFLP and morphological data // Plant Var. Seeds. 2001. V. 14. P. 69-87.

106. Fang D.Q., Krueger R.R., Roose M.L. Phylogenetic relationships among selected Citrus germplasm accessions revealed by inter-simple sequence repeat (ISSR) markers //J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1998. V. 123. P. 612-617.

107. Fawret E.A., Solari R.M., Manghers L., Avila A. Evolution de las proteinas de reserva en cereales // Mendeliana. 1976. V. 1. № 1. P. 53-68.

108. Frediani M., Giraldi E., Ruffrni Castiglione M. Distribution of 5-methylcytosine-rich region in the metaphase chromosomes of Vicia faba II Chromosome Res. 1996. V.4. P. 141-146.

109. Friebe B., Kynast R.G., Zhang P., Qi L., Dhar M., Gill B.S. Chromosome healing by addition of telomeric repeats in wheat occurs during the first mitotic divisions of the sporophyte and is a gradual process // Chrom. Res. 2001. V.9. P. 137-146.

110. Fu YB. Geographic patterns of RAPD variation in cultivated flax // Crop Sci. 2005. V. 45. P. 1084-1091.

111. Fu Y.B., Allaby R. Phylogenetic network of Linum species as revealed by non-coding chloroplast DNA sequences // Genet. Res. and Crop Evol. 2010. V. 57. P. 667-677.

112. Fu Y.B., Diederichsen A, Richards K.W., Peterson G. Genetic diversity

within a range of cultivars and landraces of flax (Linum usitatissimum L.) as revealed by RAPDs. Genet. Resour. Crop Evol. 2002b. V. 49. P. 167-174.

113. Fu Y.B., Rowland G.G., Duguid S.D., Richards K.W. RAPD analysis of 54 North American flax cultivars // Crop Science. 2003. V. 43. № 4. P. 1510-1515.

114. Fu Y.B., Peterson G.W., Diederichsen A, Richards K.W. RAPD analysis of genetic relationships of seven flax species in the genus Linum L. // Genet. Resour. Crop. Evol. 2002a. V. 49. P. 253-259.

115. Fujishige I., Taniguchi K. Sequence of DNA replication in Allium fistulosum chromosomes during S-phase // Chromosome. 1998. V. 6. P. 611-619.

116. Fukui K., Mukai Y. Condensation pattern as a new image parameter for identification of small chromosomes in plants // Jap. J. Genetics. 1988. V. 63. № 40. P. 359-366.

117. Garsia S., Lim Y., Chester M., Garnatje T., Pellicer J., Valles J., Leitch A.R., Kovarik A. Linkage of 35S and 5S rRNA genes in Artemisia (family Asteraceae): first evidence from angiosperms // Chromosoma. 2009. V. 118. P. 85-97.

118. Gill N., Hans C.S., Jackson S. An overview of plant chromosome structure // Cytogenet Genome Res. 2008. V. 120. № 3-4. P. 194-201.

119. Gill K.S., Yermanos D.M. Cytogenetic studies on the genus Linum II Crop Sci. 1967. V. 7. P. 623-631.

120. Ginell S., Lessinger L., Berman H.M. The crystal and molecular structure of the anticancer drug actinomycin D // Biopolymers. 1988. V. 27. P. 843-864.

121. Gonzalez V.M., Garcia-Mas J., Arus P., Puigdomenech P. Generation of a Bac-based physical map of the melon genome // BMC Genomics. 2010. V. 11. P. 339.

122. Goyon C., Barry C.S., Gregoire A., Faugeron G., Rossignol J.L. Methylation of DNA repeats of decreasing sizes in Ascobulus immerses II Mol. Cell Biol. 1996. V.9. P. 2818-2827.

123. Greilhuber J. Why plant chromosomes do not show G-band // Theor. Appl. Genet. 1977. V. 50. P. 121-124.

124. Grummt I., Pikaard C.S. Epigenetic mechanisms controlling RNA polymerase I transcription // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2003. V. 4. P. 641-649.

125. Guerra M. Patterns of heterochromatin distribution in plant chromosomes // Genetics and Mol. Biol. 2000. V. 23. № 4. P. 1029-1041.

126. Haaf T., Ward D. High resolution ordering of YAC contigs using extended chromatin and chromosomes // Hum. Mol. Genet. 1994. V. 3. P. 629-633.

127. Hanson R.E., Islam-Faridi M.N., Percival E.A., Crane C.F., Yuanfu J., McKnight T.D., Stelly D.M., Price J.H. Distribution of 5S and 18S-28S rDNA loci in a tetraploid cotton (Gossypium hirsutum L.) and its putative diploid ancestors // Chromosoma. 1996. V. 105. P. 55-61.

128. Harris B.D. Chromosome numbers and evolution in North American species of Linum II J. Bot. 1968. V. 55. P. 1197-1204.

129. Hasterok R., Jenkins G., Langdon T., Jones R.N., Maluszynska J. Ribosomal DNA is an effective marker of Brassica chromosomes II Theor. Appl. Genet. 2001. V. 103. P. 486-490.

130. Hasterok R., Maluszynska J. Defferent rDNA gene expression in primary and adventitious roots of Allium cepa L. // Folia Histochem. et cytobiol. V. 38. № 4. P. 181-184.

131. Helbaek H. Domestication of food plants in the old World // Science (Washington, DC). 1959. V. 130. P. 365-372.

132. Hemleben V., Grierson D. Evidence that in higher plants the 25S and 18S rRNA genes are not interspersed with genes for 5S rRNA // Chromosoma. 1978. V. 65. P. 353-358.

133. Hemleben V., Zentgraf U. Structural organization and regulation of transcription by RNA polymerase 1 of plant nuclear ribosomal RNA genes In L N, (eds). Results and problems in cell differentiation 20: Plant promoters and transcription factors springer-verlag: Berlin. Heidelberg. 1994. 3-24.24.

134. Heng H. H. Q., Squire J., Tsui L.-C. High-resolution mapping of mammalian genes by in situ hybridization to free chromatin // Proceedings of the Nat. Acad, of Sci. U.S.A. 1992. V. 89. № 20. P. 9509-9513.

135. Herrick J., Michalet X., Conti C., Schurra C., Bensimon A. Quantifying single gene copy number by measuring fluorescent probe lengths on combed genomic DNA // Proc. of the Nat. Acad, of Sci. U.S.A. 2000. V. 97. № 1. P. 222-227.

136. Heslop-Harrison J.S. Comparative Genome Organization in Plants: From Sequence and Markers to Chromatin and chromosomes // The Plant Cell. 2000. V. 12. P. 617-635.

137. Heslop-Harrison J.S. and Schwarzacher T. Genomic southern and in situ hybridization for plant genome analysis. In: Jauhar P.P. (ed.) Methods of genome analysis in plants. 1996. CRC Press Inc., Boca Raton, Florida. P. 163-179.

138. Holland N., Holland D., Helentjaris T., Dhugga K.S., Xoconostle-Cazares B., Delmer D.P. A comparative analysis of the plant cellulose synthase (CesA) gene family // Plant Physiol. 2000. V. 123. P. 1313-1323.

139. Jamilena M., Ruiz Rejon C., Ruiz Rejon M. Repetitive DNA sequence families in Crepis capillaris II Chromosoma. 1993. V. 102. № 4. P. 272-278.

140. Jamilena M., Garrido-Ramos M., Ruiz Rejon M., Ruiz Rejon C., Parker J.S. Characterization of repeated sequences from microdissected B chromosomes of Crepis capillaris II Chromosoma. 1995. V. 104. № 2. P. 113-120.

141. Jha S., Sen S. Chromosome study of polyploid Indian squil. // Cytologia. 1983. V. 48. №. 2. P. 407-418.

142. Jones N. B chromosomes in plants //New Phytol. 1995. V. 131. P. 411-434.

143. Jones N., Houben A. B chromosomes in plants: Escapees from the A chromosome genome // Trends Plant Sci. 2003. V. 8. P. 417-423.

144. de Jong H. Visualizing DNA domains and sequences by microscopy: a fifty-year history of molecular cytogenetics // Genome. 2003. V. 46. P. 943-946.

145. Ijdo J.W., Wells R.A., Baldini A., Reeders S.T. Improved telomere detection using a telomere repeat probe (TTAGGG)n generated by PCR // Nuc. Aci. Res. 1991. V. 19. № 17. P. 4780

146. Ikeuchi T. Inhibitory effect of ethidium bromide on mitotic chromosome condensation and its application to high-resolution chromosome banding // Cytogenet. Cell Genet. 1984. V. 38. P. 42-56.

147. Iourov I.Y., Vorsanova S.G., Yurov Y.B. Chromosomal variation in mammalian neuronal cells: known facts and attractive hypotheses // Int. Rev. Cytol. 2006. V. 249. P. 143-191.

148. Kalendar R, Transkanen J., Chang W., Antonius K., Sela H., Peleg O., Schulman A.H. Cassandra retrotransposones carry independently transcibed 5S RNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2008. V. 105. P. 5833-5838.

149. Kawagoe Y., Delmer D.P. Pathways and genes involved in cellulose biosynthesis // Genet. Eng. 1997. V.19. P. 63-87.

150. Kawai M., Yamaguchi M., Murakami T., Shima M., Murata Y., Kishi K. The placenta is not main source of leptin production in pregnant rat: gestational profile of leptin in plasma and adipose tissue // Biochem. and Bioph. Res. Communicat. 1997. V. 240. P. 798-802.

151. Kellogg E.A., Bennetzen J.L. The evolution of nuclear genome structure in seed plants // Am. J. Bot. 2004. V. 91. № 10. P. 1709-1725.

152. Kharabian A., Darabi A. Characterization of some chromosomal aberration in regenerated rice plants (Oryza sativa) II Plant Cell. Tiss. and Organ Cult. 2005. V. 83. P. 161-168.

153. Kim J.-S., Klein P.E., Klein R.R., Price H.J., Mullet J.E., Stelly D M. Chromosome identification and nomenclature of Sorghum bicolor II Genetics. 2005. T. 169. P. 1169-1173.

154. Kimura M., Matsuda Y., Yoshioka T., Okano Y. Cell cycle-dependent expression and centrosome localization of a third human aurora/lpll-related protein kinase. AIK3 // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. № 11. p. 7334-7340.

155. Kupper K., Kolbl A.., Biener D., Dittrich S., von Hase J., Thormeyer T., Fiegler H., Carter N.P., Speicher M.R., Cremer T., Cremer M.. Radial chromatin positioning is shaped by local gene density, not by gene expression // Chromosoma. 2007. V. 116. № 3. P. 285-306.

156. Laan M., Kallioniemi O.P., Hellsten E., Alitalo K., Peltonen L., Palotie A.. Mechanically stretched chromosomes as targets for high-resolution FISH mapping // Gen. Res. 1995. V. 5. P. 13-20.

157. La Cour L.F. Acetic-orcein // Srain. Techn. 1941. V. 16. P. 169-174.

158. Lapitan N.L.V. Organization and evolution higher plant nuclear genomes // Genome. 1992. V. 35. P. 171-181.

159. Lavania U. C., Yamamoto M., Mukai Y. Extended chromatin and DNA fibers from active plant nuclei for high-resolution FISH // J. of Histochem. and Cytochem. 2003. V. 51. № 10. P. 1249-1253.

160. Leach C.R., Houben A., Field B., Pistrick K., Demidov D., Timmis J.N. Molecular evidence for transcription of B chromosome ribosomal RNA genes in Crepis capillaris II Genetics. 2005. V. 171. P. 269-278.

161. Lemesh V. Identification of flax genotypes using RAPD and SSR markers // Lua Res. Papers. 2009. V. 82. № 35. P. 12-15.

162. Lerman L.S. Structural consideration on interaction of DNA with acridines IIJ. Mol. Biol. 1961. V. 3. P. 18-30.

163. Lerman L.S. The structure of the DNA-acridine complex // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1963. V. 49. P. 94-102.

164. Lewontin R.C., Hubby J.L. A molecular approach to the study of genie heterozygosity in natural populations. II. Amount of variation and degree of heterozygosity in natural populations of Drosophila pseudoobscura // Genetics. 1966. V. 54. № 2. P. 595-609.

165. Liang X. Joshi C. Molecular cloning of ten distinct hypervariable regions from the cellulose synthase gene superfamily in aspen trees // Tree Physiology. 2004. V. 24. P. 543-550.

166. Liehr T. FISH: application quide. Berlin: Heidelberg. Springer. 2009. 451

P-

167. Linde-Laursen J. Giemsa C-banding of barley chromosomes. I. Bending pattern polymorphism II Hereditas. 1978. V. 88. № 1. P. 55-64.

168. Linde-Laursen I. Citogenetics // Acta agr. Scand. 1983. Suppl. N 23. P. 4056.

169. Linde-Laursen I. Nucleolus organizer polymorphism in barley, Hordeum vulgare L. // Hereditas. 1984. V. 100. N 1. P. 33-43.

170. Luck J.I., Lawrence G.J., Finnegan E.J., Jones D.A., Ellis J.G. A flax transposon identified in two spontaneous mutant alleles of the L6 rust resistance gene // Plant J. 1998. V. 3. P. 365-369.

171. Markova M., Vyskot B. New horizons of genomic in situ hybridization // Cytogenet. Genome Res. 2009. V. 126. №4. P. 368-375.

172. Mansby E., Diaz O., Von Bothmer R. Preliminary study of genetic diversity in Swedish flax (Linim usitalissimum). II Genet. Res. and Crop Evol. 2000. V. 47. P. 41742.

173. McClintock B. A method for making acetocarmine smears permanent // Stain Techn. 1929. V. 4. P. 53-56.

174. McDill J, Repplinger M, Simpson BB, Kadereit JW. The phylogeny of Linum and Linaceae subfamily Linoideae, with implications for their systematics, biogeography, and evolution of heterostyly // Syst. Bot. 2009. V. 34. P. 386-405.

175. McDill J, Simpson BB. Molecular phylogenetics of Linaceae with complete generic sampling and data from two plastid genes // Bot. J. Linnean Soc. 2011. V. 165. P. 64-83.

176. Menz M.A., Klein R.R., Mullet J.E., Obert J.A., Unruh N.C., Klein P.E. A high-density genetic map of Sorghum bicolor L. Moench based on 2926 AFLP, RFLP and SSR markers // Plant Mol Biol. 2002. V. 48. № 5-6. P. 483-99.

177. Miao V.P., Covert S.F., VanEtten H.D. A fungal gene for antibiotic resistance on a dispensable ("B") chromosome // Science. 1991. V. 254. P. 1773-1776.

178. Mokshina N., Gorshkova T., Deyholos M.K. Chitinase-Like (CTL) and Cellulose Synthase (CESA) Gene Expression in Gelatinous-Type Cellulosic Walls of Flax {Linum usitatissimum L.) Bast Fibers // PLoS One. 2014. V. 9. № 6: doi: 10.1371/journal.pone.0097949.

179. Moscone E.A., Klein F., Lambrou M., Fuchs J., Schweizer D. Quantitative karyotyping and dual-color FISH mapping of 5S and 18S-25S rDNA probes in the cultivated Phaseolus drecies (Leguminosae) // Genome. 1999. V. 42. P. 1224-1233.

180. Mukai Y., Endo T.R, Gill B.C. Physical mapping of the 5S rDNA multigene family in common wheat // J. Hered. 1990. V. 81. P. 290-295.

181. Mukai Y. Methods in genome analysis in plants. Ed. P.P. Jauhar. Boca Ration: CRC Press. 1996. V. P. 181-194.

182. Murato M., Orton T.J. G-band-like differentiation in mitotic prometaphase chromosomes of celery// J. Hered. 1984. V. 75. P. 225-228.

183. Muravenko O.V., Amosova A. V., Samatadze T.E., Popov K.V., Poletaev A.I., Zelenin A.V. 9-aminoacridin - an efficient reagent to improve human and plant

chromosome banding patterns and to standardize chromosome image analysis// Cytometry. 2003. V. 51. P. 52-57.

184. Muravenko O.V., Fedotov A.R., Punina E.O., Fedorova L.I., Grif V.G., Zelenin A.V. Comparison of chromosome BrdU-Hoechst-Giemsa banding patterns of the A1 and (AD)2 genomes of cotton // Genome. 1998. V. 141. P. 616-625.

185. Muravenko O.V., Selyakh I.O., Kononenko N.V., Stadnichuk I.N. Chromosome numbers and nuclear DNA contents in the red microalgae Cyanidium caldarium and three Galdieria species II Eur. J. Phycol. 2001. V. 36. № 2. P. 227-232.

186. Muravenko O.V., Yurkevich O.Y., Bolsheva N.L., Samatadze T.E., Nosova

1.V., Zelenina D.A., Volkov A.A., Popov K.V., Zelenin A.V. Comparison of genomes of eight species of sections Linum and Adenolinum from the genus Linum based on chromosome banding, molecular markers and RAPD analysis. Genetica. 2009. V. 135. №

2. P. 245-255.

187. Murray B.C., Friesen N., Heslop-Harrison J.S.P. Molecular cytogenetic analysis of Podocarpus and comparison with other gymnosperm species // Ann. Bot. 2002. V. 89. P. 483-489.

188. Nakayama S., Fukui K. Quantitative chromosome mapping of small plant chromosomes by improved imaging on CHIAS II // Genes Genet. Syst. 1997. V. 72. P. 35-40.

189. Nakamura R., Kitamura S., Inoue M., Ohmido N., Fukui K. Karyotype analysis of Nicotina kawakamii Y. Ohashi using DAPI banding and rDNA FISH // Theor. Appl. Genet. 2001. V. 102. P. 810-814.

190. Nakao Y., Taira T., Horiuchi S., Kenji K., Mukai Y. Chromosomal difference between male and female trees of Ginkgo biloba examined by karyotype analysis and mapping of rDNA on the chromosomes by fluorescence in situ hybridization // J. Jpn. Soc. Hortic. Sci. 2005. V. 74. P. 275-280.

191. Nei M. Molecular evolutionary genetics. New York: Columbia University Press. 1987. 368 p.

192. Neve G., Meglecz E. Microsatellite frequencies in different taxa // Trends Ecol. Evol. 2000. V. 15. № 9. P. 376-377.

193. Oh T.J., Gorman M., Cullis C.A. RFLP and RAPD mapping in flax (Linum

usitatissimum) // Theor. Appl. Genet. 2000. V 101. P. 590-593.

194. Ohmido N., Akiyama Y., Fukui K. Physical mapping of unique nucleotide sequences on identified rice chromosomes // Plant Mol Biol. 1998. V. 38. P. 1043-1052.

195. Ohta S. Distinctive distribution of B-chromosomes among different tissues in Aegilops mutica Boiss // Idengaku Zasshi. 1995. V. 70. № 1. P. 93-101.

196. Palestis BG., Trivers R., Burt A., Jones RN. The distribution of B chromosomes across species //Cytogenet. Genome. 2004. V. 106. P. 151-158.

197. Parra I., Windle B. High resolution visual mapping of stretched DNA by fluorescent hybridization//Nat. Genet. 1993. V. 5. P. 17-21.

198. Pastor J., Siro J., Garcia-Navio J.L., Vaquero J.J., Rodrigo M.M., Ballesteros M., Alvares-Builla J. Synthesis of new azino fused benzimidazolium salts. A new family of DNA intercalating agents. // Bioorg. and Med. Chem. Lett., 1995. V. 5. № 24. P. 3043-3048.

199. Pasupuleti C.V., Galinat W.C. Zea diplorensis I. Its chromosomes and comparative cytology // J. Hered. 1881. V. 73. № 3. P. 168-170.

200. Paterson A.H., Bowers J.E., Burow M.D. et al. Comparative genomics of plant chromosomes // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1523-1540.

201. Pear J.R., Kawagoe Y., Schreckengost W.E., Delmer D.P., Stalker D.M. Higher plants contain homologs of the bacterial CesA genes encoding the catalytic subunit of cellulose synthase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V.93. P. 12637-12642.

202. Peruzzi L, Leitch IJ, Caparelli KF. Chromosome diversity and evolution in Liliaceae // Ann. Bot. (Lond). 2009 .V. 103. N 3. P. 459-475.

203. Pickering R.A. The influence of genotype on doubled haploid barley production // Euphytica. 1983. V. 32. № 3. P. 863-876.

204. Porter C.H., Collins F.H. Species-diagnostic difference in a ribosomal DNA internal transcribed spacer from the sibling species Anopheles freeborni and Anopheles hermsi (Diptera: Culicidae) //Am. J.l of Trop. Med. and Hyg. 1991. V. 45. P. 271-279.

205. Ranik M., Myburg A. Six new cellulose synthase genes from Eucalyptus are associated with primary and secondary cell wall biosynthesis // Tree Physiology. 2005. V. 26. P. 545-556.

206. Rayburn A. L., Gill B. S. Molecular identification of the D-genome chromosomes of wheat // J. Hered. 1986. V. 77. № 4. P. 253-255.

207. Richards E.J., Ausubel F.M. Isolation of a higher eukaryotic telomere from Arabidopsis thalianall Cell. 1988. V. 53. № 1. P. 127-136.

208. Richmond T. Somerville C.R. The Cellulose Synthase Superfamily // Plant Physiol. 2000. V. 124. P. 495-498.

209. Riha K., Heacock M.L., Shippen D.E. The role of the nonhomologous end joining DNA double-strand break repair pathway in telomere biology // Annu. Rev. Genet. 2006. V. 40. P. 237=277.

210. Roose-Amsaleg C., Cariou-Pham E.,Vautrin D. et al. Polymorphic microsatellit loci in Linum usitatissimum II Mol. Ecol. Notes. 2006. V. 6. P. 796-799.

211. Saeidi A., Saeidi G., Arzani A. Study of genetic diversity in safflower genotypes using agro-morphological traits and RAPD markers // Euphytica. 2008. V. 163. P. 21-30.

212. Sakore T.D., Jain S C., Tsai C.-C., Sobell H.M. Mutagen-nucleic acid intercalative binding: Structure of a 9-aminoacridine: 5-iodocitidylyl(3'-5')guanosine crystalline complex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V. 74. № 1. P. 188-192.

213. Salina E.A., Lim Y.K., Badaeva E.D., Scherban A.B., Adonina I.G., Amosova A.A., Samatadze T.E., Vatolina T.Yu., Zoshchuk S.A., Leitch A.R. Phylogenetic reconstruction of Aegilops section Sitopsis and the evolution of tandem repeats in the diploids and derived wheat polyploids // Genome. 2006. V. 49. P. 10231035.

214. Salina E.A., Pestsova E.G., Adonina I.G., Vershinin A.V. Identification of a new family of tandem repeats in Triticeae genomes // Euphytica. 1998. V. 100. № 1. P. 231-237.

215. Samatadze T.E., Muravenko O.V., Popov K.V., Zelenin A.V. Genome comparison of the Matricaria chamomilla L. varieties by the chromosome C- and OR-banding patterns // Caryologia. 2001. V. 54. № 54. P. 299-306.

216. Sammour R.H. Proteins of linseed (Linum usitatissimum L.) extraction and characterization by electrophoresis // Bot. Bull. Acad. Sin. 1994. V. 40. P. 121-126.

217. Sandey M.J., Forster J.W., Blunden R., Jones R.N. Identification of a family of repeated sequences on the rye B chromosome // Genome. 1990. V. 33. P. 908-913.

218. Saucier J.M., Festy B., Le Pecq J.B. The change of the torsion of the DNA helix caused by intercalation. II. Measurement of the relative change of torsion induced by various intercalating drugs // Biochimie. 1971. V. 53. P. 973-980.

219. Scalabrin S., Troggio M., Moroldo M., Pindo M., Felice N., Coppola G., Prete G., Malacarne G., Marconi R., Faes G., Jurman I., Grando S., Jesse T., Segala C., Valle G., Policriti A., Fontana P., Morgante M., Velasco R. Physical mapping in highly heterozygous genomes: a physical contig map of the Pinot Noir grapevine cultivar // BMC Genomics. 2010. V. 11. P. 204.

220. Schmidt T., Heslop-Harrison J.S. High-resolution mapping of repetitive DNA by in-situ hybridization: molecular and chromosomal features of prominent dispersed and discretely localized DNA families from the wild beet species Beta procumbens II Plant Mol. Biol. 1996. V. 30. P. 1099-1114.

221. Schmidt T., Schwarzacher T., Heslop-Harrison J.S. Physical mapping of rRNA genes by fluorescent in-situ hybridization and structural analysis of 5S rRNA genes and intergenic spacer sequences in sugar beet (Beta vulgaris) II Theot. Appl. Genet. 1994. V.88. P. 629-636.

222. Schneeberger R.G., Cullis C.A. Intraspecific 5S rDNA gene variation in flax, Linum usitatissimum (Linaceae) // Plant Syst. and Evol. 1992. V 183. P. 265-280.

223. Schneider A., Line G., Molnar-Lang M. Fluorescence in situ hybridization polymorphism using two repetitive DNA clones in different cultivars of wheat // Plant Breed. 2003. V. 122. № 5. P. 396-400.

224. Schubert I, Rieger R. G and/or C-bands in plant chromosomes // J. Cell Sci. 1984. V. 71. P. 111-120.

225. Schwarzacher T., Anamthawat-Jonsson K., Harrison G.E., Islam A, Jia J.Z., King I.P., Leitch A.R., Miller T.E., Reader S.M., Rogers W.J., Shi M., Heslop-Harrison J.S. Genomic in-situ hybridization to identify alien chromosomes and chromosome segments in wheat // Theor. Appl. Genet. 1992. V. 84. P. 778-786.

226. Schwarzacher T., Heslop-Harrison J. S. In situ hybridization to plant telomeres using synthetic oligomers // Genome. 1991. V. 34. P. 317-323.

227. Scweizer D. Fluorescent chromosome banding in plants; applications,

mechanisms, and implications for chromosome structure // The John Innes Institute. Norwich. UK. 1980. P. 61-71.

228. Seijo J.G., lavia G.I., Fernandez A., Krapovickas A., Ducasse D., Moscone E.A. Physical mapping of the 5S and 18S-25S rDNA genes by FISH as evidence that Arachis duranensis and A. ipaensis are the wild diploid progenitors of A. hypogaea (Leguminosae) //American J. of Botany. 2004. V. 91. № 9. P. 1294-1303.

229. Senger G., Jones T.A., Fidlerova H., Sanseau P., Trowsdale J., Duff M., Sheer D. Released chromatin: linearized DNA for high resolution fluorescence in situ hybridization // Hum. Mol. Genet. 1994. V. 3. P. 1275-1280.

230. Sharma A. K., Bhattacharjee D. Permanent mounts of chromosomes after 8-oxyquinoline and squashing // Biotech, and Histochem. 1952. V. 27. 4. P. 201-203.

231. Silvarolla M. B, de Aguia-Perecin M. L.R. Evaluation of chromosome number stability in two sugarcane varieties // Rev. Brazil. J. Genetica. 1994. V. 17. № 2. P. 237-242.

232. Siro J. et al. Unexpected N-C bond fission of fused N-alkylbenzidazolium salts. A new approach to pyrido[l,2-a]- or pyridazino[l,6-a]benzimidazoles II Tetrahedron. 1998. V. 54. P. 1929-1936.

233. Siroky J., Lysak M., Dolezel J., Kejnovsky E., Vyskot B. Heterogeneity of rDNA distribution and genome size in Silene spp. // Chromosome Res. 2001. V. 9. P. 387-393.

234. Smy'kal P., Bacova-Kerteszova' N., Kalendar R., Corander J., Schulman A.H., Pavelek M. Genetic diversity of cultivated flax (Linum usitalissimum L.) germplasm assessed by retrotransposon-based markers // Theor. Appl. Genet. 2011. V. 122 P. 1385-1397.

235. Snowdon R.J., Friedrich T., Friedt W., Kohler W. Identifying the chromosomes of the A- and C-genome diploid Brassica species B. rapa (syn. campeslris) and B. oleracea in their amphidiploid B. napus II Theor. Appl. Genet. 2002. V. 104. № 4. P. 533-538.

236. Sobell A., Reddy B.S., Bhandary K.K., Jain S.C., Sakore T.D., Seshodri T.R. Conformational flexibility in DNA structure as revealed by structural studies of drug intercalation and its broader implication in understanding the organization of DNA in chromatin // Cold Spring Harbor Sympos. Quant. Biol. 1978. V. 42. P. 87-102.

237. Sone T., Fujisawa M., Takenaka M., Nakagawa S., Yamaoka S., Sakaida M., Nishiyama R., Yamato K., Ohmido N., Fukui K., Fukuzawa H., Ohyama K. Bryophyte 5S rDNA was inserted into 45S rDNA repeat units after the divergence from higher land plants // Plant Mol. Biol. 1999. V. 41. P. 676-685.

238. Spielmeyer W., Green A.C., Bittisnich D., Mendham N., Lagudah E.S. Identification of quantitative trait loci contributing to Fusarium wilt resistance on an AFLP linkage map of flax (Linum usitatissimum) II Theor Appl Genet. 1998. V. 97. P. 633-641.

239. Srivastava A.K., Schlessinger D. Structure and organization of ribosomal DNA//Biochimie. 1991. V. 76. №6. P. 631-638.

240. Sveinsson S., McDill J., Wong G.K., Li X., Deyholos M.K., Cronk Q.C. Phylogenetic pinpointing of a paleopolyploidy event within the flax genus (Linum) using transcriptomics //Ann. Bot. 2014. V. 113. № 5. P. 753-761.

241. Swen A. Polymorphism of Potentilla tabernaemontani and related taxa on Gotland // Hereditas. 1985. V. 102. № 1. P. 39-45.

242. Tammes T. Das genotypische Verhaeltnis zwischen wildem Linum angustifollium und dem Kulturlein Linum usitatissimum II Genetica (The Hague). 1923. V. 5. P. 61-76.

243. Taylor N.G., Scheible W.R., Cutler S., Somerville C.R., Turner S.R. The irregular xylem 3 locus of Arabidopsis encodes a cellulose synthase required for secondary cell wall synthesis // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 769-779.

244. Thomas C.M., Vos P., Zabeau M., Jones D.A., Norcott K.A., Chadwick B.P., Jones J.D.G. Identification of amplified restriction fragment polymorphism (AFLP) markers tightly linked to the tomato Cf-9 gene for resistance to Cladosporium fulvum II Plant J. 1995. V. 8. P. 785-794.

245. Tjio J-H, Levan A. The use of oxyquinoline in chromosome analysis // Anales Estacion Exper. Aula Dei (Spain). 1950. V. 2. P. 21-64.

246. Trask B. J. Fluorescence in situ hybridization: applications in cytogenetics and gene mapping // Trends Genet. Biomed. Sci. Div. 1991. V. 7. № 5. P. 149-154.

247. Truksa M., MacKenzie S. L., Qiu X. Molecular analysis of flax 2S storage protein conlinin and seed specific activity of its promoter // Plant Physiology and Biochemistry. 2003. V. 41. P. 141-147.

248. Trivers R., Burt A., Palestis B.G. B-chromosomes and genome size in flowering plants // Genome. 2004. V. 47. P. 1-8.

249. Tsunevaki K. Gene transfer between three groups of wheat. II Differential transmission rates of deleterious genes in 6x and 4x wheat // Jap. J. Genet. 1983. V. 58. №3. P. 233-240.

250. Turner S.R., Somerville C.R. Collapsed xylem phenotype of Arabidopsis identifies mutants deficient in cellulose deposition in the secondary cell wall // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 689-701.

251. Uysel H., Fu Y.B., Kurt O., Peterson G.W., Diederichsen A., Kusters P. Genetic diversity of cultivated flax (Linum usitatissimum L.) and its wild progenitor pale flax (Linum bienne Mill.) as revealed by ISSR markers // Genet Resour Crop Evol. 2010. V. 57. P. 1109-1119.

252. Vaarama A. Meiosis in moss species of the family Grimmiaceae // Port. Acta. Biol. Ser. A.R.B. Goldschmidt-V. 1949. P. 47-48.

253. Vahidi H., Curran J., Nelson D.W., Webster J.M., McClure M.A., Honda B.M. Unusual sequences, homologous to 5S RNA, in ribosomal DNA repeats of the nematode Meloidogyne arenaria /'/ J. Mol. Evol. 1988. V. 27. P. 222-227.

254. Valarik M. et al. High-resolution FISH on super-stretched flow-sorted plant chromosomes // Plant J. 2004. V. 37. № 6. P. 940-950.

255. Vavilov N.L. Studies on the origin of cultivated plants // Bull. Appl. Bot., Genet. Plant Breeding USSR. 1926. V. 16. P. 1-248.

256. Vavilov N.L. The origin, variation, immunity and breeding of cultivated plants (translated by K. Starr Chester) // Chronica Botanica. 1951. V. 13. P. 1-366.

257. Venglat, P., Xiang, D., Qiu, S., Stone S.L., Tibiche C., Cram D., Alting-Mees M., Nowak J., Cloutier S., Deyholos M., Bekkaoui F., Sharpe A., Wang E., Rowland G., Selvarai G., Dalla R. Gene expression analysis of flax seed development // BMC Plant Biology. 2011. V. 11. P. 74.

258. Vershinin A.V., Schwarzacher T., Heslop-Harrison J.S. The large-scale genomic organization of repetitive DNA families at the telomeres of rye chromosomes // Plant Cell. 1995. V. 7. P. 1823-1833.

259. Viotti A., Privitera E., Sala E., Pogna N. Distribution and clastering of two higtly repeated sequences in the A and B chromosomes of maize // Theor. Apple. Genet. 1985. V. 70. №3. P. 234-239.

260. Virk P.S., Zhu J., Newbury H.J., Bryan G.J., Jackson M.T. and Ford-Lloyd B.V. Effectiveness of different classes of molecular marker for classifying and revealing variation in rice {Oryza saliva) germplasm // Euphytica. 2000. V. 112. P. 275-284.

261. Vosa C.G. Heterochromatin recogniting and analysis of chromosome variation in Scilla sibirica II Chromosoma. 1973. V. 43. № 3. P. 269-278.

262. Vromans J. Molecular genetic studies in flax {Linum usitatissimum L.) // PhD Thesis. Wageningen University. The Netherlands. 2006. 146 p.

263. Wang L, Abbott R.J., Zheng W., Chen P., Wang Y., Liu J. History and evolution of alpine plants endemic to the Qinghai-Tibetan Plateau: Aconitum gymnandrum (Ranunculaceae) // Molecular Ecology. 2009. V. 18. № 4. P. 709-721.

264. Wang Z., Hobson N., Galindo L., Zhu S., Shi D., McDill J., Yang L., Hawkins S., Neutelings G., Datla R., Lambert G., Galbraith D.W., Grassa C.J., Geraldes A., Cronk Q.C., Cullis C., Dash P.K., Kumar P.A., Cloutier S., Sharpe A.G., Wong G.K., Wang J., Deyholos M.K. The genome of flax {Linum ussitatissimum) assembled de novo from short shotgun sequence reads // Plant J. 2012. V. 72. № 3. P. 461-473.

265. Wang S., Lapitan N.L.V., Tsuchiya T. Characterization of telomeres in Hordeum vulgare chromosomes by in situ hybridization I. Normal diploid barley. Jpn. J. Genet. 1991. V. 66. P. 313-316.

266. Wei F., Zhang J., Zhou S., He R., Schaeffer M., Collura K., Kudrna D., Faga BP., Wissotski M., Golser W., Rock S.M., Graves T.A., Fulton R.S., Coe E., Schnable P.S., Schwartz D.C., Ware D., Clifton S.W., Wilson R.K., Wing R.A. The physical and genetic framework of the maize B73 genome // PLoS Genet. 2009. V. 5. № 11. el000715.

267. Weierich C., Brero A., Stein S. et al. Three-dimensional arrangements of centomeres and telomeres in nuclei of human and murine lymphocytes // Chromosome Res. 2003. V. 11. № 5. P. 485-502.

268. Weinkauf R.L., Chen A.Y., Yu C., et al. Antineoplastic activity of benzimidazo[l,2-b]isoquinolines, indolo[2,3-b]quinolines and pyridocarbazoles // Bioorg. Med. Chem. 1994. V. 2. № 8. P. 781-786.

269. Welsh J., McClelland M. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers //Nucleic Acids Res. 1990. V. 18. P. 7213-7218.

270. Wiegant J., Kalle W., Mullenders L., Brookes S., Hoovers J.M.N., Dauwerse J.G., Van Ommen G.J.B., Raap A.K. High-resolution in situ hybridization using DNA halo preparations // Hum. Mol. Genet. 1992. V. 1. P. 587-591.

271. Wiesner I, Wiesnerova D. Statistical correlations of primer thermodynamic stability Delta G degree for enhancer flax ISSR-PCR cultivar authentication // Journal of Agriculture and Food Chemistry. 2004. V. 52. P. 2568-2571.

272. Wilson D.R., Larkins B.A. Lein gene organizatio in maize and related grasses // J.Mol.Evol. 1984. V. 20. № 3-4. P. 330-340.

273. Winkler H. Verbeitung und Ursache der Parthenogenesis im Pflanzen und Tierreiche // Jena. 1920.

274. Yoshikazu H., Matoba H., Kondo K. Physical mapping of ribosomal RNA genes in the genus Ariemisia L. (Asteraceae) // Caryologia. 2006. V. 59. P. 312-318.

275. Yunis J.J. High resolution of human chromosomes // Science. 1976. V. 191. №4233. P. 1268-1270.

276. Yunis J.J. Mid-prophase human chromosomes the attainment of 2000 bands // Hum. Genet. 1981. V. 56. P. 293-298.

277. Yunis J.J., Sawyer J.R., Ball D.W. The characterization of high-resolution G-banded chromosomes of man // Chromosoma. 1978. V. 67. P. 293-307.

278. Zakharov A.F., Egolina N.A. Differential spiralization along mammalian mitotic chromosomes. I. BUDR-revealed differenyiation in Chinese hamster chromosomes // Chromosoma. 1972. V. 38. P. 341-365.

279. Zakharov A.F., Benjusch V.A., Kuleshov N.P., Baranovskaya L.I. The chromosomes human. Atlas. Moscow: Meditsina. 1982.

280. Zelenin A.V. Acridine orange as a probe for cell and molecular biology // Fluorescent and Luminescent Probes for Biological Activity, Ed. W.T. Maison. L.: Acad. Press. 1999. P. 117-135.

281. Ziarovska J., Bacova N., Hrubikova K., Bezo M. Efficiency of flax (Linum usitatissimum, L.) germplasm evaluation based on IRAP and REMAP using retrotransposon primers derived from different genera // Acta Fytotechnica et

Zootechnica - Mimoriadne Cislo Nitra, Slovaca Universitas Agriculturae Nitriae. 2009. P. 701-711.

282. Ziarovska J., Razna K., Senkova S., Stefunova V., Bezo M. Variability of Linum ussitatissimum L. based on molecular markers // ARPN Journal of Agricultural and Biological Science. 2012. V. 7. № 1. P. 50-58.

283. Zietkiewicz E., Rafalski A., Labuda D. Genome fingerprinting by simple sequence repeat (SSR)-anchored polymerase chain reaction amplification // Genomics. 1994. V. 20. №2. P. 176-183.

284. Zohary D., Hopf M. Domestication of plants in the old world. New York: Oxford University Press. 2000. 307p.