Молекулярно-генетическое исследование биогенеза фотосистем I и II у цианобактерии Synechocystis 6803 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Ивлева, Наталья Борисовна

• Ивлева, Наталья Борисовна
• кандидат биологических наук
• 2001

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Ивлева, Наталья Борисовна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Экспериментальные модели для изучения генетического контроля биогенеза фотосистем I и II

1.2.Генетический контроль биогенеза ФСН

1.2.1. Генетический анализ структуры и функции ФСП

1.2.2. Организация и действие генов, контролирующих биогенез ФСН

1.2.3. Генетический контроль биогенеза белка D

1.2.3.1. Контроль экспрессии psbA генов

1.2.3.2. Роль карбоксил-терминального участка белка D в биогенезе ФСП

1.2.3.3. Функция гена ctpA и его гомологов в геноме Synechocystis

1.2.4. Экспрессия генов, кодирующих другие субъединицы ФСП

1.2.5. Роль структурных генов ФСП в процессе сборки комплекса

1.3.Генетический контроль биогенеза ФС

1.3.1. Генетический анализ структуры и функции ФС

1.3.2. Организация и действие генов, контролирующих биогенез ФС

1.3.3. Роль структурных генов ФС1 в процессе сборки комплекса

1.3.4. Роль генов ус/3 и ус/4 в сборке и функции ФС

1.4.Генетические стратегии, используемые для изучения механизмов биогенеза фотосистем

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 43 2.1 .Среды и культивирование микроорганизмов

2.2.Бактериальные штаммы и плазмиды

2.3.Трансформация бактериальных клеток

2.4.Молекулярное клонирование

2.5.Изолирование мембранной фракции клеток Synechocystis 6803, гель-электрофорез и иммунодетекция белков

2.6.Определение скорости выделения (поглощения) кислорода клетками

2.7.Содержание пигментов и спектроскопический анализ

2.8.Измерение медленной, низкотемпературной и переменной флюоресценции

2.9.Фотоингибирование и восстановление активности ФСН

2.10. Опыты со смешанными культурами

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Изучение физиологической роли карбоксил-терминального участка белка D1 фотосистемы II

3.1.1. Конструирование штаммов с мутациями в D1 белке

3.1.2. Изучение физиологических характеристик мутантов

3.1.3. Опыты со смешанными культурами

3.1.4. Фотоингибирование и восстановление активности ФСН

3.1.5. Обсуждение роли карбоксил-терминального участка белка D1 в биогенезе ФСП

3.2.Изучение функциональной роли генов ctp семейства с помощью ген-направленного мутагенеза 71 3.2.1. Конструирование делеционных мутантов по генам ctp семейства

3.2.2. Ростовые и фотосинтетические характеристики мутантов ActpB и ActpAActpB

3.2.3. Обсуждение функциональной роли генов ctp семейства 78 3.3.Изучение роли генов ус/3 и ус/4 в регуляции биогенеза фотосистемы I.

3.3.1. Конструирование инсерционных мутантов ycf3~ и ycf4"

3.3.2. Ростовые и фотосинтетические характеристики усО" и ycf4" мутантов

3.3.3. Наличие белков ФС1 и ФСН в клетках усО" и ycf4" мутантов

3.3.4. Изучение влияния высокой интенсивности света на клетки ycf3" и ycf4" мутантов

3.3.5. Обсуждение роли ус/3 и ус/4 генов в биогенезе ФС

4. ВЫВОДЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-генетическое исследование биогенеза фотосистем I и II у цианобактерии Synechocystis 6803»

Оксигенный фотосинтез, который осуществляют высшие растения, эукариотические водоросли и цианобактерии, является наиболее эффективным способом биоконверсии солнечной энергии в энергию химических связей. Изучение этого процесса имеет не только фундаментальное теоретическое, но и большое практическое значение в гвязи с задачами повышения продуктивности сельскохозяйственных культур и созданием экологически чистых и практически неиссякаемых источников энергии.

Важнейшими системами, участвующими в процессе оксигенного фотосинтеза, являются фотосистема I (ФС1) и фотосистема II (ФСП), которые поглощают энергию света, инициируя серию восстановительно-окислительных реакций, обеспечивающих образование молекул АТФ и НАДФН. ФС1 и ФСН - это два больших комплекса, содержащие белки, пигменты, кофакторы и ионы, которые находятся в тилакоидных мембранах цианобактерий и хлоропластов высших растений и эукариотических г? водорослей.

Актуальным вопросом генетики фотосинтезирующих организмов является изучение контроля биогенеза (сборки) ФС1 и ФСН, а также взаимосвязь процессов регуляции биогенеза с другими метаболическими системами в клетке. В биогенезе ФС1 и ФСП можно выделить три основных взаимосвязанных этапа: (1) биогенез белков и их кофакторов; (2) транспорт и встраивание этих белков в тилакоидные мембраны; (3) сборка этих белков в фотосинтетические комплексы. Каждый из этих этапов контролируется большим числом генов и факторами внешней среды, влияющими на различные клеточные системы (в частности, определяющие энергетический статус).

При изучении генетического контроля биогенеза фотосистем у эастений существуют определенные методические ограничения, эбусловленные особенностями этих организмов как объектов молекулярной генетики. В то же время, цианобактерии, имеющие оксигенный фотосинтез растительного типа, обладают большими преимуществами как генетические эбъекты. Для ряда штаммов, способных к фотогетеротрофному росту, разработаны системы генетической трансформации и методы генетической инженерии (Shestakov and Reaston, 1987), что открывает широкие возможности для молекулярного анализа генов и исследования фотосинтетических мутантов. Благодаря этому, цианобактерии активно используются в качестве модельных объектов генетики оксигенного фотосинтеза. У фотогетеротрофной цианобактерии Synechocystis sp. РСС 6803 (далее обозначаемой как Synechocystis 6803) геном полностью секвенирован (Kaneko et al., 1996; http://www.kazusa.or.jp/cyano/cyano.html). Это позволяет находить в банке данных последовательности ДНК, гомологичные таковым у высших растений, и проводить их ген-направленный мутагенез, то есть использовать для функционального анализа генов прием "обратной генетики" - от гена к фенотипу.

Диссертация посвящена молекулярно-генетическому исследованию различных звеньев биогенеза ФС1 и ФСП у цианобактерии Synechocystis 6803.

В задачи данной работы входило:

1. Исследование физиологической роли карбоксил-терминального участка белка D1 фотосистемы II.

2. Изучение функциональной роли генов ctp семейства с помощью ген-направленного мутагенеза.

3. Изучение роли генов ус/3 и ус/4 в регуляции биогенеза фотосистемы I.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Фотосистема I (ФС1) и фотосистема II (ФСП) - это два больших комплекса, содержащих белки и пигменты, которые находятся в тилакоидных мембранах хлоропластов высших растений и эукариотических водорослей, а также в цианобактериях. Обе фотосистемы имеют специальные хлорофилл-содержащие "реакционные центры" (РЦ), которые поглощают энергию света, инициируя серию восстановительно-окислительных реакций, обеспечивающих образование высокоэнергетичных молекул АТФ и НАДФН. В процессе этих реакций электрон перемещается от молекулы воды (первоначального донора) к молекуле НАДФ+ (конечному акцептору), проходя от ФСП к гидрофобному переносчику пластохинону (PQ), затем к мембранному комплексу цитохрома b6f, а затем через пластоцианин (или цитохром с553) достигает ФС1 (рис. 1). Этот индуцируемый светом перенос электронов взаимосвязан с переносом протонов через тилакоидную мембрану, в результате которого происходит повышение концентрации протонов в люмене тилакоидов. Энергия этого протонного градиента используется для синтеза АТФ с участием АТФ синтетазы.

В течение последних лет было опубликовано большое количество работ, посвященных биогенезу ФС1 и ФСП. В большинстве из них обсуждались сведения, полученные с помощью методов ген-направленного или случайного мутагенеза, использованных для анализа генетического контроля биогенеза отдельных субъединиц и целых комплексов, а также взаимосвязи процессов регуляции биогенеза с другими метаболическими системами в клетке. н hv hv

H20 I

02

4HTb6f ФС1

ФСП > PQ -

РС -

НАДФ н

Люмен

АТФ синтетаза Тилакоид

Г Строма х— АДФ — АТФ

Рис. 1. Схема тилакоидной мембраны, показывающая взаимосвязь между фотосинтетическим транспортом электронов и синтезом АТФ. Два светопоглощающих (hv) комплекса, ФС1 и ФСП, показаны белыми прямоугольниками. Горизонтальные стрелки показывают транспорт электронов, вертикальные - транспорт протонов. PQ - пластохинон; цитЬ^- цитохром bef; PC - пластоцианин.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Ивлева, Наталья Борисовна

выводы

С помощью ген-направленного мутагенеза исследованы функции ряда генов, кодирующих некоторые белки, участвующие в биогенезе фотосистем I и II в клетках цианобактерии Synechocystis sp. РСС 6803. Мутации, изменяющие структуру карбоксил-терминального участка белка D1 фотосистемы II, приводят к снижению конкурентноспособности клеток этих мутантов в смешанных культурах. Этот участок белка D1 важен для оптимизации процесса фотосинтеза. Получены мутанты с инактивированными генами ctp А и ctpB. Двойной мутант ActpAActpB не отличается от штамма ActpA, неспособного к фотоавтотрофному росту. Несмотря на относительно высокую степень гомологии трех ctp-генов, их продукты выполняют в клетках цианобактерии различные функции и не могут компенсировать друг друга. Инсерционная мутация в гене ctpC является летальной, что свидетельствует о жизненно-необходимой функции этого гена. С помощью методов инсерционного мутагенеза созданы мутанты с инактивированными генами ус/3 и ус/4, имеющими высокую степень гомологии с хлоропластными генами высших растений.

5. Мутант с инактивированным геном ус/3 не растет в фотоавтотрофных условиях и характеризуется низким количеством активных центров и некоторых белков фотосистемы I, что указывает на возможное участие белка Ycf3 в биогенезе этой фотосистемы.

5. При высокой интенсивности света в клетках мутанта с инактивированным геном ус/4 происходит быстрая деградация фотосистемы I, что позволяет предполагать участие белка Ycf4 в защите этой фотосистемы от фотоинактивации.

БЛАГОДАРНОСТИ

1роф. Х.Б.Пакраси за научное руководство и внимание;

С.б.н. В. Барцевич за предоставление мутанта ActpA;

Сб.н. К. Сидорук за предоставление мутанта ActpB;

Зр. P.R. Anbudurai за конструкцию мутанта MatDl;

Лроф. J.D. Rochaix за предоставленные антитела к белкам Ycf3 и Ycf4;

Троф. P.R. Chitnis за антитела к белкам PsaA и PsaB;

Цр. Oh-Oka за антитела к белкам PsaC и PsaE.

Работа выполнена при поддержке по грантам: Российский Фонд Фундаментальных Исследований Human Frontier Science Program National Institutes of Health National Science Foundation

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Ивлева, Наталья Борисовна, 2001 год

1. Alexander С, Faber N, Klaff P. (1998) Characterization of protein-binding to the spinach chloroplast psbA mRNA 5' untranslated region. Nucleic Acids Res. 26(10):2265-72.

2. Allen MM. (1968). Simple conditions for growth of unicellular blue-green algae on plates. Journal of Phycology 4:1-4.

3. Anandan S, Golden SS. (1997) cw-Acting sequences required for light-responsive expression of the psbDII gene in Synechococcus sp. strain PCC 7942. J Bacteriol. 179(21):6865-70.

4. Anbudurai PR, Мог TS, Ohad I, Shestakov SV, Pakrasi HB. (1994) The ctpA gene encodes the C-terminal processing protease for the D1 protein of the photosystem II reaction center complex. Proc Natl Acad Sci USA. 91(17):8082-6.

5. Anbudurai PR, Pakrasi HB. (1993) Mutational analysis of the PsbL protein of photosystem II in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Z Naturforsch С. 48(3-4):267-74.

6. Barber J, Andersson B. (1992) Too much of a good thing: light can be bad for photosynthesis. Trends Biochem Sci. 17(2):61-6.

7. Barber J. (1998) Photosystem two. Biochim Biophys Acta. 1365(l-2):269-77.

8. Barrett AJ, Rawlings ND, Woessner JF. (1996) In Handbook of proteolytic enzymes (Barrett et al., eds), Academic Press, New York, p. 3.

9. Bartsevich VV, Pakrasi HB. (1997) Molecular identification of a novel protein that regulates biogenesis of photosystem I, a membrane protein complex. J Biol Chem. 272(10):6382-7.

10. Boudreau E, Takahashi Y, Lemieux C, Turmel M, Rochaix JD. (1997) The chloroplast ycfi and ycf4 open reading frames of Chlamydomonas reinhardtii are required for the accumulation of the photosystem I complex. EMBO J. 16(20):6095-104.

11. Bruick RK, Mayfield SP. (1998) Processing of the psbA 5' untranslated region in Chlamydomonas reinhardtii depends upon factors mediating ribosome association. J Cell Biol. 143(5): 1145-53.

12. Bruick RK, Mayfield SP. (1999) Light-activated translation of chloroplast mRNAs. Trends Plant Sci. 4(5): 190-195.

13. Burnap RL, Sherman LA. (1991) Deletion mutagenesis in Synechocystis sp. PCC6803 indicates that the Mn-stabilizing protein of photosystem II is not essential for 02 evolution. Biochemistry. 30(2):440-6.

14. Bustos SA, Golden SS. (1992) Light-regulated expression of the psbD gene family in Synechococcus sp. strain PCC 7942: evidence for the role of duplicated psbD genes in cyanobacteria. Mol Gen Genet. 232(2):221-30.

15. Campbell D, Eriksson MJ, Oquist G, Gustafsson P, Clarke AK. (1998) The cyanobacterium Synechococcus resists UV-B by exchanging photosystem II reaction-center D1 proteins. Proc Natl Acad Sci USA. 95(l):364-9.

16. Cantrell A, Bryant DA. (1987) Molecular cloning and nucleotide sequence of the psaA and psaB genes of the cyanobacterium Synechococcus sp PCC 7002., Plant Mol. Biol. 9, 453-68.

17. Chen SCG, Cheng MC, Chen J, Hwang LY. (1990) Organization of the rice chloroplast psaA-psaB-rpsl4 genes and the presence of sequence heterogeneity in this gene cluster. Plant Science 68: 213-21.

18. Chitnis PR, Purvis D, Nelson N. (1991) Molecular cloning and targeted mutagenesis of the gene psaF encoding subunit III of photosystem I from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. J Biol Chem. 266(30):20146-51.

19. Chitnis PR, Reilly PA, Miedel MC, Nelson N. (1989) Structure and targeted mutagenesis of the gene encoding 8-kDa subunit of photosystem I from the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. J Biol Chem. 264(31): 1837480.

20. Chitnis PR. (1996) Photosystem I. Plant Physiol. 111(3):661-9.

21. Chitnis VP, Chitnis PR. (1993) PsaL subunit is required for the formation of photosystem I trimers in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. FEBS Lett. 336(2):330-4.

22. Christopher DA, Kim M, Mullet JE. (1992) A novel light-regulated promoter is conserved in cereal and dicot chloroplasts. Plant Cell. 4(7):785-98.

23. Christopher DA, Mullet JE. (1994) Separate photosensory pathways co-regulate blue light/ultraviolet-A-activated psbD-psbC transcription and light-induced D2 and CP43 degradation in barley (Hordeum vulgare) chloroplasts. Plant Physiol. 104(4): 1119-29.

24. Chu HA, Nguyen AP, Debus RJ. (1994) Site-directed photosystem II mutants with perturbed oxygen-evolving properties. 1. Instability or inefficient assembly of the manganese cluster in vivo. Biochemistry. 33(20):6137-49.

25. Debus RJ, Barry В A, Sithole I, Babcock GT, Mcintosh L. (1988) Directed mutagenesis indicates that the donor to P+680 in photosystem II is tyrosine-161 of the D1 polypeptide. Biochemistry. 27(26):9071-4.

26. Eaton-Rye JJ, Vermaas WF. (1991) Oligonucleotide-directed mutagenesis of psbB, the gene encoding CP47, employing a deletion mutant strain of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Mol Biol. 17(6): 116577.

27. Eisenberg-Domovich Y, Oelmuller R, Herrmann RG, Ohad I. (1995) Role of the RCII-D1 protein in the reversible association of the oxygen-evolving complex proteins with the lumenal side of photosystem II. J Biol Chem. 270(50):30181-6.

28. Erickson, J. M., Rahire, M., and Rochaix, J. D. (1984) Chlamydomonas reinhardii gene for the 32000-molecular-weight protein of photosystem II contains 4 large introns and is located entirely within the chloroplast inverted repeat. EMBOJ 3, 2753-2762.

29. Ermakova-Gerdes S, Shestakov S, Vermaas W. (1996) Random chemical mutagenesis of a specific psbDI region coding for a lumenal loop of the D2 protein of photosystem II in Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Mol Biol. 30(2):243-54.

30. Ferr SB, Kogoma T. (1991) Oxidative stress responses in Esherichia coli and Salmonella typhimurium. Microbiol Rev. 55:561-85.

31. Fong CL, Lentz A, Mayfield SP. (2000) Disulfide bond formation between RNA binding domains is used to regulate mRNA binding activity of the chloroplast poly(A)-binding protein. J Biol Chem. 275(12):8275-8.

32. Fromm M, Taylor LP, Walbot V. (1985) Expression of genes transferred into monocot and dicot plant cells by electroporation. Proc Natl Acad Sci U S A. 82(17):5824-8.

33. Fujita S, Inagaki N, Yamamoto Y, Taguchi F, Matsumoto A, Satoh K. (1995) Identification of the carboxyl-terminal processing protease for the D1 processing protein of the photosystem II reaction center of spinach. Plant Cell Physiol. 36, 1169-77.

34. Fulda S, Huang F, Nilsson F, Hagemann M, Norling B. (2000) Proteomics of Synechocystis sp. strain PCC 6803: identification of periplasmic proteins in cells grown at low and high salt concentrations. Eur J Biochem. 267(19):5900-7.

35. Golden SS, Stearns GW. (1988) Nucleotide sequence and transcript analysis of three photosystem II genes from the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7942. Gene. 67(l):85-96.

36. Grigorieva G, Shestakov SV. (1982) Transformation in cyanobacterium Synechocystis sp. 6803. FEMS Microbiol Lett. 13:367-70.

37. Hager M, Biehler К, Illerhaus J, Ruf S, Bock R. (1999) Targeted inactivation of the smallest plastid genome-encoded open reading frame reveals a novel and essential subunit of the cytochrome b(6)f complex. EMBO J. 18(21):5834-42.

38. Hara H, Yamamoto Y, Higashitani A, Suzuki H, Nishimura Y. (1991) Cloning, mapping, and characterization of the Escherichia coli pre gene, which is involved in C-terminal processing of penicillin-binding protein 3. J Bacteriol. 173(15):4799-813.

39. He Q, Vermaas W. (1998) Chlorophyll a availability affects psbA translation and D1 precursor processing in vivo in Synechocystis sp. PCC 6803. Proc Natl Acad Sci USA. 95(10):5830-5.

40. Heifetz PB. (2000) Genetic engineering of the chloroplast. Biochimie. 82(6-7):655-66.

41. Hirose T, Sugiura M. (1996) Cis-acting elements and trans-acting factors for accurate translation of chloroplast psbA mRNAs: development of an in vitro translation system from tobacco chloroplasts. EMBO J. 15(7): 1687-95.

42. Inoue H, Nojima H, Okayama H. (1990) High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids. Gene.96(l):23-8.

43. Jensen KH, Herrin DL, Plumley FG, Schmidt GW. (1986) Biogenesis of photosystem II complexes: transcriptional, translational, and posttranslational regulation. J Cell Biol. 103(4): 1315-25.

44. Joset F. (1988) Selection for mutants in energetic pathways: enrichment procedures. Methods Enzymol. 167:728-35.

45. Kanervo E, Tasaka Y, Murata N, Aro EM. (1997) Membrane lipid unsaturation modulates processing of the photosystem II reaction-center protein D1 at low temperatures. Plant Physiol. 114(3):841-9.

46. Karnauchov I, Herrmann RG, Pakrasi HB, Klosgen RB. (1997) Transport of CtpA protein from the cyanobacterium Synechocystis 6803 across the thylakoid membrane in chloroplasts. Eur J Biochem. 249(2):497-504.

47. Katayama M, Tsinoremas NF, Kondo T, Golden SS. (1999) cpmA, a gene involved in an output pathway of the cyanobacterial circadian system. J Bacteriol. 181(11):3516-24.

48. Keiler КС, Sauer RT. (1995) Identification of active site residues of the Tsp protease. J Biol Chem. 270(48):28864-8.

49. Keiler КС, Sauer RT. (1996) Sequence determinants of C-terminal substrate recognition by the Tsp protease. J Biol Chem. 271(5):2589-93.

50. Keiler КС, Waller PR, Sauer RT. (1996) Role of a peptide tagging system in degradation of proteins synthesized from damaged messenger RNA. Science. 271(5251):990-3.

51. Kettunen R, Pursiheimo S, Rintamaki E, Van Wijk KJ, Aro EM. (1997) Transcriptional and translational adjustments of psbA gene expression in mature chloroplasts during photoinhibition and subsequent repair of photosystem II. Eur J Biochem. 247(l):441-8.

52. Kim J, Mayfield SP. (1997) Protein disulfide isomerase as a regulator of chloroplast translational activation. Science. 278(5345): 1954-7.

53. Kitamura K, Ozawa S, Shiina T, Toyoshima Y. (1994) L protein, encoded by psbL, restores normal functioning of the primary quinone acceptor, QA, in isolated Dl/D2/CP47/Cytb-559/I photosystem II reaction center core complex. FEBS Lett. 354(1): 113-6.

54. Kjaerulff S, Andersen B, Nielsen VS, Moller BL, Okkels JS. (1993) The PSI-K subunit of photosystem I from barley (Hordeum vulgare L.). Evidence for a gene duplication of an ancestral PSI-G/K gene. J Biol Chem. 268(25):18912-6.

55. Kless H, Vermaas W. (1996) Combinatorial mutagenesis and structural simulations in the environment of the redox-active tyrosine Yz of photosystem II. Biochemistry. 35(51): 16458-64.

56. Komenda J, Barber J. (1995) Comparison of psbO and psbH deletion mutants of Synechocystis PCC 6803 indicates that degradation of D1 protein is regulated by the QB site and dependent on protein synthesis. Biochemistry. 34(29):9625-31.

57. Kondo T, Mori T, Lebedeva NV, Aoki S, Ishiura M, Golden SS. (1997) Circadian rhythms in rapidly dividing cyanobacteria. Science. 275(5297):224-7.

58. Krauss N, Hinrichs W, Witt I, Fromme P, Pritzkow W. (1993) Three-dimensional structure of system I of photosynthesis at 6 A resolution. Nature. 361:326-31.

59. Kulkarni RD, Golden SS. (1994) Adaptation to high light intensity in Synechococcus sp. strain PCC 7942: regulation of three psbA genes and two forms of the D1 protein. J Bacteriol. 176(4):959-65.

60. Kunstner P, Guardiola A, Takahashi Y, Rochaix JD. (1995) A mutant strain of Chlamydomonas reinhardtii lacking the chloroplast photosystem II psbl gene grows photoautotrophically. J Biol Chem. 270(16):9651-4.

61. Li H, Sherman LA. (2000) A redox-responsive regulator of photosynthesis gene expression in the cyanobacterium Synechocystis sp. Strain PCC 6803. J Bacteriol. 182(15):4268-77.

62. Li R, Golden SS. (1993) Enhancer activity of light-responsive regulatory elements in the untranslated leader regions of cyanobacterial psbA genes. Proc Natl Acad Sci USA. 90(24): 11678-82.

63. Lorkovic ZJ, Schroder WP, Pakrasi HB, Irrgang KD, Herrmann RG, Oelmuller R. (1995) Molecular characterization of PsbW, a nuclear-encodedcomponent of the photosystem II reaction center complex in spinach. Proc Natl Acad Sci USA. 92(19):8930-4.

64. Massanz C, Fernandez VM, Friedrich B. (1997) C-terminal extension of the H2-activating subunit, HoxH, directs maturation of the NAD-reducing hydrogenase in Alcaligenes eutrophus. Eur J Biochem. 245(2):441-8.

65. Mate Z, Sass L, Szekeres M, Vass I, Nagy F. (1998) UV-B-induced differential transcription of psbA genes encoding the D1 protein of photosystem II in the cyanobacterium Synechocystis 6803. J Biol Chem. 273(28): 17439-44.

66. Mayers SR, Dubbs JM, Vass I, Hideg E, Nagy L, Barber J. (1993) Further characterization of the psbH locus of Synechocystis sp. PCC 6803: inactivation of psbH impairs QA to QB electron transport in photosystem 2. Biochemistry. 32(6): 1454-65.

67. Mayes SR, Dalla Chiesa M, Zhang Z, Barber J. (1993) The genes aroA and trnQ are located upstream of psbO in the chromosome of Synechocystis 6803. FEBS Lett. 325(3):255-61.

68. Mayfield SP, Bennoun P, Rochaix JD. (1987) Expression of the nuclear encoded OEE1 protein is required for oxygen evolution and stability of photosystem II particles in Chlamydomonas reinhardtii. EMBO J. 6(2):313-8.

69. Mayfield SP, Cohen A, Danon A, Yohn CB. (1994) Translation of the psbA mRNA of Chlamydomonas reinhardtii requires a structured RNA element contained within the 5' untranslated region. J Cell Biol. 127(6 Pt 1): 1537-45.

70. Meetam M, Keren N, Ohad I, Pakrasi HB. (1999) The PsbY protein is not essential for oxygenic photosynthesis in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Physiol. 121 (4): 1267-72.

71. Melis A. (1999) Photosystem II damage and repair cycle in chloroplasts: what modulates the rate of photodamage? Trends Plant Sci. 4(4): 130-135.

72. Minagawa I, Narusaka Y, Inoue Y, Satoh K. (1999) Electron transfer between QA and QB in photosystem II is thermodynamically perturbed in phototolerant mutants of Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry. 38(2):770-5.

73. Mohamed A, Eriksson J, Osiewacz HD, Jansson C. (1993) Differential expression of the psbA genes in the cyanobacterium Synechocystis 6803. Mol Gen Genet. 238(l-2):161-8.

74. Nakamura M, Obokata J. (1994) Organization of the psaH gene family of photosystem I in Nicotiana sylvestris. Plant Cell Physiol. 35(2):297-302.

75. Narusaka Y, Narusaka M, Kobayashi H, Satoh K. (1998) The herbicide-resistant species of the cyanobacterial D1 protein obtained by thorough and random in vitro mutagenesis. Plant Cell Physiol. 39(6):620-6.

76. Newman SM, Gillham NW, Harris EH, Johnson AM, Boynton JE. (1991) Targeted disruption of chloroplast genes in Chlamydomonas reinhardtii. Mol Gen Genet. 230(1-2):65-74.

77. Nilsson F, Simpson DJ, Jansson C, Andersson B. (1992) Ultrastructural and biochemical characterization of a Synechocystis 6803 mutant with inactivated psbA genes. Arch Biochem Biophys. 295(2):340-7.

78. Nishiyama Y, Los DA, Hayashi H, Murata N. (1997) Thermal protection of the oxygen-evolving machinery by PsbU, an extrinsic protein of photosystem II, in Synechococcus species PCC 7002. Plant Physiol. 115(4):1473-80.

79. Nishiyama Y, Los DA, Murata N. (1999) PsbU, a protein associated with photosystem II, is required for the acquisition of cellular thermotolerance in Synechococcus species PCC 7002. Plant Physiol. 120(l):301-8.

80. Nixon PJ, Diner В A. (1992) Aspartate 170 of the photosystem II reaction center polypeptide D1 is involved in the assembly of the oxygen-evolving manganese cluster. Biochemistry. 31(3):942-8.

81. Nyhus К J, Thiel T, Pakrasi HB. (1993) Targeted interruption of the psaA and psaB genes encoding the reaction-centre proteins of photosystem I in the filamentous cyanobacterium Anabaena variabilis ATCC 29413. Mol Microbiol. 9(5):979-88.

82. Obokata J, Mikami K, Hayashida N, Nakamura M, Sugiura M. (1993) Molecular heterogeneity of photosystem I. psaD, psaE, psaF, psaH, and psaL are all present in isoforms in Nicotiana spp. Plant Physiol. 102(4): 1259-67.

83. Oelmuller R, Herrmann RG, Pakrasi HB. (1996) Molecular studies of CtpA, the carboxyl-terminal processing protease for the D1 protein of the photosystem II reaction center in higher plants. J Biol Chem. 271(36):21848-52.

84. Ouyang Y, Andersson CR, Kondo T, Golden SS, Johnson CH. (1998) Resonating circadian clocks enhance fitness in cyanobacteria. Proc Natl Acad Sci USA. 95(15):8660-4.

85. Pakrasi HB, De Ciechi P, Whitmarsh J. (1991) Site directed mutagenesis of the heme axial ligands of cytochrome b559 affects the stability of the photosystem II complex. EMBO J. 10(7): 1619-27.

86. Pakrasi HB, Nyhus KJ, Granok H. (1990) Targeted deletion mutagenesis of the beta subunit of cytochrome b559 protein destabilizes the reaction center of photosystem II. Z Naturforsch С. 45(5):423-9.

87. Pakrasi HB. (1995) Genetic analysis of the form and function of photosystem I and photosystem II. Annu Rev Genet. 29:755-76.

88. Philbrick JB, Diner BA, Zilinskas BA. (1991) Construction and characterization of cyanobacterial mutants lacking the manganese-stabilizing polypeptide of photosystem II. J Biol Chem. 266(20): 13370-6.

89. Ponting CP, Phillips C, Davies KE, Blake DJ. (1997) PDZ domains: targeting signalling molecules to sub-membranous sites. BioEssays. 19(6):469-79.

90. Powels SB. (1984) Photinhibition of photosynthesis induced by visible light. Annu Rev Plant Physiol. 35:14-44.

91. Prasil O, Adir N, Ohad I. (1992) In The Photosystems: Structure, Function and Molecular Biology (Barber, J., ed), Elsevier Science Publishers В. V., Amsterdam, pp. 295-348.

92. Qian M, Al-Khaldi SF, Putnam-Evans C, Bricker TM, Burnap RL. (1997) Photoassembly of the photosystem II (Mn)4 cluster in site-directed mutants impaired in the binding of the manganese-stabilizing protein. Biochemistry. 36(49): 15244-52.

93. Reith M, Munholland J. (1993) The ribosomal RNA repeats are non-identical and directly oriented in the chloroplast genome of the red alga Porphyrapurpurea. Curr Genet. 24(5):443-50.

94. Reith M. (1992) psaE and trnS(CGA) are encoded on the plastid genome of the red alga Porphyra umbilicalis. Plant Mol Biol. 18(4):773-5.

95. Rhiel E, Stirewalt VL, Gasparich GE, Bryant DA. The psaC genes of Synechococcus sp. PCC 7002 and the cyanelle genome of Cyanophora paradoxa. Gene 112:123-8.

96. Rodermel SR, Bogorad L. (1985) Maize plastid photogenes: mapping and photoregulation of transcript levels during light-induced development. J Cell Biol. 100(2):463-76.

97. Rogner M, Chisholm DA, Diner В A. (1991) Site-directed mutagenesis of the psbC gene of photosystem II: isolation and functional characterization of CP43-less photosystem II core complexes. Biochemistry. 30(22):5387-95.

98. Ruf S, Kossel H, Bock R. (1997) Targeted inactivation of a tobacco intron-containing open reading frame reveals a novel chloroplast-encoded photosystem I-related gene. J Cell Biol. 139(1):95-102.

99. Ruf S, Kossel H. (1997) Tissue-specific and differential editing of the two ycf3 editing sites in maize plastids. Curr Genet. 32(1): 19-23.

100. Salih G, Jansson C. (1998) Site-specific mutations of the N-terminal threonines in the D1 protein affects photoautotrophic growth but not D1 protein stability in Synechocystis 6803. Plant Mol Biol. 36(4):585-91.

101. Salih GF, Jansson C. (1997) Activation of the silent psbAl gene in the cyanobacterium Synechocystis sp strain 6803 produces a novel and functional D1 protein. Plant Cell. 9(6):869-78.

102. Schantz R, Bogorad L. (1988) Maize chloroplast genes ndhD, ndhE and psaC. Sequences, transcripts and transcript pools. Plant Mol Biol 11:239-48.

103. Scheller HV, Okkels JS, Hoj PB, Svendsen I, Roepstorff P, Moller BL. (1989) The primary structure of a 4.0-kDa photosystem I polypeptide encoded by the chloroplastpsal gene. J Biol Chem. 264(31): 18402-6.

104. Schluchter WM, Shen G, Zhao J, Bryant DA. (1996) Characterization of psal and psaL mutants of Synechococcus sp. strain PCC 7002: a new model for state transitions in cyanobacteria. Photochem Photobiol. 64(l):53-66.

105. Schmitz O, Katayama M, Williams SB, Kondo T, Golden SS. (2000) CikA, a bacteriophytochrome that resets the cyanobacterial circadian clock. Science. 289(5480):765-8.

106. Shestakov SV, Reaston J. (1987) Gene transfer and host-vector systems of cyanobacteria. Oxford Surveys of Plant Molecular and Cell Biology, 4:137-66.

107. Shi LX, Lorkovic' ZJ, Oelmuller R, Schroder WP. (2000) The low molecular mass PsbW protein is involved in the stabilization of the dimeric photosystem II complex in Arabidopsis thaliana. J Biol Chem. 275(48):37945-37950.

108. Sidoruk KV, Shestopalov VV, Babykin MM, Shestakov SV. (1996) Nucleotide sequence of a new member of the carboxyl-terminal processing protease family in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Plant Physiol. 111:947-8.

109. Silber KR, Keiler КС, Sauer RT. (1992) Tsp: a tail-specific protease that selectively degrades proteins with nonpolar С termini. Proc Natl Acad Sci U S A. 89(l):295-9.

110. Smart LB, Anderson SL, Mcintosh L. (1991) Targeted genetic inactivation of the photosystem I reaction center in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. EMBO J. 10(11):3289-96.

111. Smart LB, Mcintosh L. (1991) Expression of photosynthesis genes in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803: psaA-psaB and psbA transcripts accumulate in dark-grown cells. Plant Mol Biol. 17(5):959-71.

112. Smart LB, Mcintosh L. (1993) Genetic inactivation of the psaB gene in Synechocystis sp. PCC 6803 disrupts assembly of photosystem I. Plant Mol Biol. 21(l):177-80.

113. Smart LB, Warren PV, Golbeck JH, Mcintosh L. (1993) Mutational analysis of the structure and biogenesis of the photosystem I reaction center in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Proc Natl Acad Sci U S A. 90:1132-6.

114. Sonoike K, Katoh S. (1986) Isolation of an intrinsic antenna chlorophyll a-protein from the photosystem I reaction center complex of the thermophilic cyanobacterium Synechococcus sp. Arch Biochem Biophys. 244(l):254-60.

115. Sonoike K. (1996) Photoinhibition of photosystem I: its physiological significance in the chilling sensitivity of plants. Plant Cell Physiol. 37:23947.

116. Sonoike К. (1998) Various aspects of inhibition of photosynthesis under light/chilling stress: "Photoinhibition at chilling temperature versus chilling damage in the light". J Plant Res. 111:121-9.

117. Stampacchia O, Girard-Bascou J, Zanasco JL, Zerges W, Bennoun P, Rochaix JD. (1997) A nuclear-encoded function essential for translation of the chloroplastpsaB mRNA in Chlamydomonas. Plant Cell. 9(5):773-82.

118. Staub JM, Maliga P. (1992) Long regions of homologous DNA are incorporated into the tobacco plastid genome by transformation. Plant Cell. 4(l):39-45.

119. Staub JM, Maliga P. (1994) Translation of psbA mRNA is regulated by light via the 5'-untranslated region in tobacco plastids. Plant J. 6(4):547-53.

120. Stevenson JK, Hallick RB. (1994) The psaA operon pre-mRNA of the Euglena gracilis chloroplast is processed into photosystem I and II mRNAs that accumulate differentially depending on the conditions of cell growth. Plant J. 5(2):247-60.

121. Stewart DH, Brudvig GW. (1998) Cytochrome b559 of photosystem II. Biochim Biophys Acta. 1367(1-3):63-87.

122. Sugiura M. (1992) The chloroplast genome. Plant Mol Biol. 19(1): 14968.

123. Svensson B, Vass I, Styring S. (1991) Sequence analysis of the D1 and D2 reaction center proteins of photosystem II. Z Naturforsch С. 46(9-10):765-76.

124. Taguchi F, Takahashi Y, Satoh K. (1998) Viability of Chlamydomonas mutants with amino acid substitution in the precursor D1 protein at the carboxyl-terminal processing site: an analysis by mixed-culture experiments. Plant Cell Physiol. 39(12): 1324-9.

125. Taguchi F, Yamamoto Y, Inagaki N, Satoh K. (1993) Recognition signal for the C-terminal processing protease of D1 precursor protein in thephotosystem II reaction center. An analysis using synthetic oligopeptides. FEBS Lett. 326(1-3):227-31.

126. Takahashi Y, Matsumoto H, Goldschmidt-Clermont M, Rochaix JD. (1994) Directed disruption of the Chlamydomonas chloroplast psbK gene destabilizes the photosystem II reaction center complex. Plant Mol Biol. 24(5):779-88.

127. Taylor MA, Packer JCL, Bowyer JR. (1988) Processing of the D1 polypeptide of the photosytem II reaction centre and photoinactivation of a low fluorescence mutant (LF-1) of Scenedesmus obliquus. FEBS Lett. 237:229-33.

128. Thiel T. (1994) Genetic analysis of cyanobacteria. In Molecular biology of cyanobacteria. (Bryant DA, ed.), Kluwer Acad. Publ., Dordrecht/Boston.

129. Thiemermann S, Dernedde J, Bernhard M, Schroeder W, Massanz C, Friedrich B. (1996) Carboxyl-terminal processing of the cytoplasmic NAD-reducing hydrogenase of Alcaligenes eutrophus requires the hoxW gene product. J Bacteriol. 178(8):2368-74.

130. Tichy M, Vermaas W. (1998) Functional analysis of combinatorial mutants altered in a conserved region in loop E of the CP47 protein in Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry. 37(6): 1523-31.

131. Toelge M, Ziegler K, Maldener I, Lockau W. (1991) Directed mutagenesis of the gene psaB of photosystem I of cyanobacterium Anabaena variabilis ATCC 29413. Biochim Biophys Acta. 1060:233-6.

132. Tommos C, Madsen C, Styring S, Vermaas W. (1994) Point-mutations affecting the properties of tyrosineD in photosystem II. Characterization by isotopic labeling and spectral simulation. Biochemistry. 33(39):! 1805-13.

133. Trebst A. (1986) The topology of plastoquinone and herbicide binding peptides of photosystem II in the thylakoid membrane. Z. Naturforsch. С 41:240-45.

134. Trost JT, Chisholm DA, Jordan DB, Diner BA. (1997) The D1 C-terminal processing protease of photosystem II from Scenedesmus obliquus. Protein purification and gene characterization in wild type and processing mutants. J Biol Chem. 272(33):20348-56.

135. Vermaas W, Charite J, Shen GZ. (1990) Glu-69 of the D2 protein in photosystem II is a potential ligand to Mn involved in photosynthetic oxygen evolution. Biochemistry. 29(22):5325-32.

136. Vermaas WFJ, Ikeuchi M, Inoue Y. (1988) Protein-composition of the photosystem II core complex in genetically engineered mutants of the cyanobacterium Synechocystis sp PCC-6803. Photosynth. Res. 17:97-113.

137. Webber AN, Gibbs PB, Ward JB, Bingham SE. (1993) Site-directed mutagenesis of the photosystem I reaction center in chloroplasts. The proline-cysteine motif. J Biol Chem. 268(17):12990-5.

138. Williams JGK. (1988) Construction of specific mutations in photosystem II photosynthetic reaction center by genetic engineering methods in Synechocystis 6803. Methods Enzymol. 167:766-78.

139. Wollman F-A, Kuras R, Choquet Y. (1995) In Epistatic effects in thylakoid protein synthesis: the example of cytochrome / (Mathis P, ed.),. Kluwer, Dordrecht, pp.737-42.

140. Wu HY, Kuchka MR. (1995) A nuclear suppressor overcomes defects in the synthesis of the chloroplast psbD gene product caused by mutations in two distinct nuclear genes of Chlamydomonas. Curr Genet. 27(3):263-9.

141. Yamamoto Y, Inagaki N, Satoh K. (2000) Over-expression and characterization of carboxyl-terminal processing protease for precursor D1 protein: the regulation of enzyme-substrate interation by molecular environments. J Biol Chem.

142. Yamamoto Y, Satoh K. (1998) Competitive inhibition analysis of the enzyme-substrate interaction in the carboxy-terminal processing of the precursor D1 protein of photosystem II reaction center using substituted oligopeptides. FEBS Lett. 430(3):261-5.

143. Yamamoto Y, Tsuji H, Obokata J. (1993) Structure and expression of a nuclear gene for the PSI-D subunit of photosystem I in Nicotiana sylvestris. Plant Mol Biol. 22(6):985-94.

144. Yamamoto Y, Tsuji H, Obokata J. (1995) 5-leader of a photosystem I gene in Nicotiana sylvestris, psaDb, contains a translational enhancer. J Biol Chem. 270(21): 12466-70.

145. Yohn CB, Cohen A, Danon A, Mayfield SP. (1996) Altered mRNA binding activity and decreased translational initiation in a nuclear mutant lacking translation of the chloroplast psbA mRNA. Mol Cell Biol. 16(7):3560-6.

146. Yohn CB, Cohen A, Danon A, Mayfield SP. (1998) A poly(A) binding protein functions in the chloroplast as a message-specific translation factor. Proc Natl Acad Sci USA. 95(5):2238-43.

147. Yu J, Vermaas WF. (1993) Synthesis and turnover of photosystem II reaction center polypeptides in cyanobacterial D2 mutants. J Biol Chem. 268(10):7407-13.

148. Yu L, Zhao J, Muhlenhoff U, Bryant DA, Golbeck JH. (1993) PsaE is required for cyclic electron flow around photosystem I in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002. Plant Physiol. 103:171-80.

149. Zerges W, Girard-Bascou J, Rochaix JD. (1997) Translation of the chloroplast psbC mRNA is controlled by interactions between its 5' leader and the nuclear loci TBC1 and TBC3 in Chlamydomonas reinhardtii.Mo\ Cell Biol. 17(6):3440-8.

150. Zhao J, Li N, Warren PV, Golbeck JH, Bryant DA. (1992) Site-directed conversion of a cysteine to aspartate leads to the assembly of a 3Fe-4S. cluster in PsaC of photosystem I. The photoreduction of FA is independent of FB. Biochemistry. 31(22):5093-9.