Молекулярно-генетический анализ аллоплазматических рекомбинантных линий (Hordeum vulgare)-Triticum aestivum с разным проявлением фертильности тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.15, кандидат биологических наук Бильданова, Лариса Леонидовна

• Бильданова, Лариса Леонидовна
• кандидат биологических наук
• 2005

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Бильданова, Лариса Леонидовна

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Значение отдаленной гибридизации мягкой пшеницы.

1.2. Особенности гибридизации между видами ячменя и пшеницы.

1.3. Генетический контроль скрещиваемости при отдаленной гибридизации у Triticeae.

1.4. Эффекты ядерно-цитоплазматических взаимодействий у аллоплазматических линий пшеницы.

1.5. Гены совместимости при отдаленной гибридизации.

1.6. Генетический контроль цитоплазматической мужской стерильности растений.

1.6.1. ЦМС-обусловливающие митохондриальные гены.

1.6.2. Ядерные гены, участвующие в контроле ЦМС.

1.6.3. Механизм действия ядерных генов - восстановителей фертильности.

1.6.4. Ядерные гены Rf- восстановители фертильности у видов Triticeae.

1.6.5. Гены Rf- клонирование in vitro.

1.7. Наследование цитоплазматического генома у высших растений.

1.8. Проявление гетероплазмии митохондриальной ДНК.

1.9. Изменения ядерного генома, связанные с процессом отдаленной гибридизации.

1.9.1. Геномные изменения, происходящие при аллоплоидизации отдаленных гибридов.

1.9.1.1. Изменения во фракции низкокопийных кодирующих последовательностей.

1.9.1.2. Изменения во фракции низкокопийных некодирующих последовательностей.

1.9.1.3. Изменения генов рибосомальных РНК.

1.9.1.4. Изменения во фракции высокоповторенных последовательностей.

1.9.1.5. Изменения, связанные с мобильными элементами.

1.9.2. Эпигенетические изменения при полиплоидизации отдаленных гибридов.

1.9.3. Избирательность интрогресии при отдаленной гибридизации.

1.10. Использование методов, основанных на ПЦР, для анализа генома растений.

1.9.1. Возможности метода RAPD для изучения растений гибридного происхождения.

1.9.2. Метод случайно амплифицированных микросателлитных последовательностей (RAMPO).

1.9.3. Возможности использования SSR маркеров.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Растительный материал.

2.2. Выделение ДНК.

2.2.1. Выделение ДНК растений с использованием протеиназы «К».

2.2.2. Экспресс-метод выделения ДНК растений.

2.2.3. Выделение ДНК рекомбинантных плазмид методом щелочного 77 лизиса.

2.3. Условия ПЦР, RAPD-анализ и кроссгибридизация RAPD фрагментов, использованные в данной работе.

2.4. Обработка образцов ДНК эндонуклеазами рестрикции.

2.5. Электрофорез в агарозном геле.

2.6. Вариант методики RAMPO, использованный для анализа аллоплазматических линий пшеницы в данной работе.

2.7. Клонирование и анализ RAPD-последовательностей.

2.8. Саузерн-гибридизация с фрагментом мтДНК.

2.9. Использование SSR-анализа для характеристики аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы.

Глава. 3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. Результаты RAPD анализа аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы.

3.1.1. Изучение RAPD спектров ячменя Н. vulgare, Н. geniculatum и мягкой пшеницы Т. aestivum.

3.1.2. Изучение RAPD спектров аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы Л-16(1)Р3, J1-17(1)F3, Л-79(10)Р3 и Л-9Р7.

3.2. Клонирование и анализ de novo амплифицированной RAPD-последовательности линии Л-16(1)Р3.

3.3. Кросс-гибридизация RAPD-фрагментов ячменя.

3.4. Гибридизация RAPD спектров с микросателлитными мотивами (RAMPO).

3.5. Анализ аллоплазматических линий мягкой пшеницы с различным проявлением признака фертильности методом RAPD.

3.6. Секвенирование и анализ RAPD-фрагментов ячменного происхождения, выделенных из генома линии /1-79(10)F3.

3.7. Выявление маркеров митохондриальной ДНК Н. vulgare у аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы с различным проявлением самофертильности.

3.8. SSR анализ геномного состава ячменно-пшеничных гибридов, их беккроссных потомков и аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы (Н. vulgare)-T. aestivum.

3.8.1. Использование микросателлитных маркеров Н. vulgare.

3.8.2. Использование микросателлитных маркеров Т. aestivum.

3.8.2.1. Межсортовой полиморфизм мягкой пшеницы по SSR-маркерам.

3.8.2.2. Анализ гибридов первого поколения Fi и беккроссов первого поколения с использованием SSR-маркеров Т. aestivum.

3.8.2.3. Анализ беккроссов ВСз, ВС4 поколений и аллоплазматических рекомбинантных линий Л-16(1) и Л-17(1) с использованием хромосомоспецифичных SSR-маркеров Т. aestivum.

3.8.2.4. Особенности реорганизации ядерного генома в процессе создания аллоплазматических рекомбинантных линий

3.9.3. SSR-анализ аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы /1-79(10)F3 и Л-79(10)(3)F6.

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

4.1. Выявление присутствия генетического материала ячменя у ячменно-пшеничных гибридов первого поколения, их беккроссных потомков и аллоплазматических рекомбинантных линий (Hordeum)-T. aestivum.

4.2. Изменчивость последовательностей митохондриального генома у аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы в процессе восстановления фертильности.

4.3. Особенности рекомбинации генетического материала сортов мягкой пшеницы Т. aestivum при беккроссировании ячмено-пшеничных гибридов и самоопылении аллоплазматических рекомбинантных линий.

4.4. Возможности ипользования микросателлитных маркеров культурного ячменя Н. vulgare и мягкой пшеницы T.aestivum для SSR-анализа родственных видов.

4.5. Изменчивость генома аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы (H.vu!gare)-T.aestivum, выявляемая различными молекулярногенетическими методами.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-генетический анализ аллоплазматических рекомбинантных линий (Hordeum vulgare)-Triticum aestivum с разным проявлением фертильности»

Актуальность проблемы. Отдаленная гибридизация играет важную роль в процессе видообразования цветковых растений (Вавилов, 1960), а экспериментальное получение отдаленных гибридов представляет интерес при решении многих фундаментальных проблем биологии (Rieseberg et al., 2003) и практических задач селекции (Цицин, 1976). Так, изучение синтезированных в результате отдаленных скрещиваний гибридов позволяет выявлять особенности взаимодействия чужеродных геномов (Adams et al., 2003; Kovarik et al., 2005), механизмы несовместимости, обуславливающие изоляционные барьеры (Шулындин, 1978; Першина и др., 1998), и оценивать степень филогенетического родства между разными таксономическими группами (Burow et al., 2001). Кроме того, отдаленные гибриды являются модельными объектами в исследованиях закономерностей изменчивости геномов при формообразовании (Rieseberg et al., 2003; Joly et al., 2004). Амфиплоиды и интрогрессивные линии, создаваемые при межвидовой и межродовой гибридизации, используют в качестве нового исходного материала в селекции растений (Цицин и др., 1979; Махалин, 1986; Rabinovich, 1998).

У растений гибридного происхождения, начиная с первого поколения, на жизнеспособность и фертильность растений определяющее влияние оказывают ядерно-цитоплазматические взаимодействия, контролируемые генами, ответственными за совместимость чужеродных по отношению друг к другу ядерных и органельных геномов (Маап, 1992; Hossain et al., 2004).

Наиболее изученным фенотипическим проявлением ядерно-цитоплазматического дисбаланса у растений является цитоплазматическая мужская стерильность (ЦМС) (Conley, Hanson, 1995). Для преодоления стерильности отдаленных гибридов, в том числе обусловленной ядерно-цитоплазматическим конфликтом, используют два основных приема: удвоение числа хромосом и проведение возвратных скрещиваний гибридов с одним из родителей (Карпеченко, 1971; Цицин, 1976). При этом повторное беккроссирование гибридов с отцовским генотипом используют для создания аллоплазматических линий (ядерно-цитоплазматических гибридов), у которых в процессе продолжающихся возвратных скрещиваний происходит вытеснение материнского ядерного генома отцовским (Panayotov, 1980; Палилова, 1986). Аллоплазматические линии используются для исследования ядерно-цитоплазматических взаимодействий (Hattori et al., 2002; Siniavskaia et al., 2004) и рассматриваются в качестве перспективных форм для селекции на устойчивость к биотическим стрессам (Силкова, Палилова, 1987; Орлов, 2001).

В настоящее время большое внимание уделяют роли митохондриального генома в проявлении ЦМС (Budar et al., 2003; Иванов и др., 2004) и вопросам наследования органелльных геномов у гибридных организмов (Havey et al., 1998; Синявская и др. 2003; Трубачеева и др., 2005). Обнаружено, что при отдаленной гибридизации эволюционно закрепленные механизмы передачи органельных геномов потомкам могут нарушаться (Hattori et al., 2002; Siniavskaia et al., 2004).

Вместе с тем, по данным современной литературы, при изучении этапов формообразования в процессе отдаленной гибридизации и полиплоидизации, как правило, проводят изучение изменчивости ядерных геномов, не акцентируя внимание на ядерно-цитоплазматических взаимодействиях (Rieseberg et al., 1996; Adams et al., 2004). С другой стороны, не изученными остаются и

• последовательные этапы реконструкции ядерных геномов при формировании аллоплазматических линий.

В этом отношении интерес для исследования преобразований ядерных и органельных геномов представляют беккроссные потомки ячменно-пшеничных гибридов разных комбинаций, на основе которых развитие получают как эуплоидные, так и анеуплоидные аллоплазматические рекомбинантные линии, характеризующиеся разным проявлением цитоплазматической мужской стерильности. ф Цель и задачи исследования. Цель работы - изучение с использованием комплекса молекулярных методов особенностей реорганизации геномов у аллоплазматических рекомбинантных линий (Н. vulgare)-T. aestivum, формирующихся при беккроссировании ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare L. (2п=14) х Т. aestivum L. (2п=42) разными сортами мягкой пшеницы и характеризующихся разным проявлением фертильности.

Задачи исследования:

1. Проведение RAPD- и RAMPO-анализа эуплоидных (2п=42) аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы (Н. vulgare)-T. aestivum с разным проявлением фертильности, образца аллоплазматической дополненной линии (Н. geniculatum)-T. aestivum (2n=43+t), видов ячменя Н. vulgare L., Н. geniculatum All. и мягкой пшеницы Т. aestivum L.

2. Клонирование и анализ первичной структуры RAPD-фрагментов генома ячменя, выявляемых у аллоплазматических линий мягкой пшеницы (Н. vulgare)-T. aestivum, нестабильных по проявлению фертильности.З. Анализ последовательностей мтДНК у аллоплазматических рекомбинантных линий (Н. vulgare)-T. aestivum с различным проявлением фертильности.

4. Изучение структуры ядерных геномов ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare L. (2п=14) х Т. aestivum L. (2п=42) и особенностей их реорганизации в процессе беккроссирования и стабилизации аллоплазматических линий (Н. vulgare)-T. aestivum с использованием микросателлитных маркеров ячменя Н. vulgare и мягкой пшеницы Т. aestivum.

Научная новизна. Впервые для исследования использован подход, основанный на параллельном изучении особенностей ядерного и митохондриального геномов у аллоплазматических рекомбинантных линий с разным проявлением фертильности. Это позволило получить новые данные, значительно расширяющие представления об особенностях реорганизации ядерных и митохондриальных геномов в процессе формообразования и восстановления фертильности при отдаленной гибридизации растений. Впервые выявлены различия по структуре геномов между аллоплазматическими рекомбинантными линиями мягкой пшеницы (Н. vulgare)-T. aestivum со стабильным и нестабильным проявлением фертильности.

С использованием RAPD-, RAMPO- и SSR-анализа установлено, что при беккроссировании ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare х Т. aestivum мягкой пшеницей вытеснение ядерного генома ячменя происходит к ВСз, кроме того, процесс беккроссирования и формирования аллоплазматических линий (Н. vulgare)-T. aestivum сопровождается реорганизацией ядерного генома пшеницы. По данным SSR-анализа у нестабильных по проявлению признака фертильности аллоплазматических рекомбинантных линий, по сравнению со стабильными линиями, процесс формообразования не завершен, что выявляется в виде изменения сочетания сортового материала пшеницы в процессе самоопыления.

Выявлена зависимость между присутствием в геноме аллоплазматических линий последовательности tMet-18S-5S отцовской (пшеничной) мтДНК, отсутствием последовательностей материнской (ячменной) мтДНК и особенностями проявления фертильности. Полное восстановление фертильности аллоплазматических рекомбинантных линий коррелирует с вытеснением последовательности tMet-18S-5S материнской (ячменной) мтДНК. Наблюдаемая у аллоплазматических линий гетероплазмия по локусу tMet-18S-5S указывает на возможность нарушения материнского наследования мтДНК у потомков ячменно-пшеничных гибридов.

Практическая ценность. С применением методов RAPD и RAMPO впервые выявлены значительные различия между спектрами фрагментов ДНК ячменя и пшеницы, что позволяет рекомендовать эти методы для выявления чужеродной интрогрессии при гибридизации Hordeum L. и Т. aestivum L.

Метод RAMPO позволил выделить полиморфизм среди сортов пшеницы Т. aestivum L., это делает возможным его использование в молекулярно-генетических исследованиях, связанных с идентификацией различных сортов мягкой пшеницы Т. aestivum L.

Впервые показано, что RAPD-праймеры выявляют присутствие мтДНК в суммарной ДНК растений. Установлено, что последовательности НТЗ, НТ4, НТ5 и tMet-18S-5S могут применяться для обнаружения мтДНК Н. vulgare у гибридных генотипов, полученных с применением Н. vulgare в качестве родительской формы.

Впервые выявлены микросателлитные маркеры ячменя, которые могут быть использованы для SSR-анализа различных сортов пшеницы Т. aestivum L.

Апробация работы. Результаты работы были представлены на 11ой конференции EWAC, Новосибирск, 2000; всероссийском симпозиуме "Изучение генома и генетическая трансформация растений", Иркутск, 1999; Международной конференции "Genetic Collection, Isogenic and Alloplasmic Lines, Новосибирск, 2001; Международном симпозиуме "Молекулярные механизмы генетических процессов и биотехнология", Москва, 2001; Международной конференции по отдаленной гибридизации, Москва, 15-17 декабря 2003; II конференции МОГиС, Москва, 2003; III съезде ВОГиС, Москва, 2004 и обсуждались на отчетной сессии ИЦиГ СО РАН (1998, 2001,2004).

Публикации. По результатам исследования опубликовано 15 работ, в том числе 5 статей в рецензируемых изданиях.

Объем и структура работы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, изложения результатов, обсуждения, заключения, выводов, списка литературы и приложения. Материал диссертации изложен на 190 страницах печатного текста, включая 19 таблиц и 11 рисунков. Список цитированной литературы содержит 424 работы.

Заключение диссертации по теме «Генетика», Бильданова, Лариса Леонидовна

выводы

1. Проведен сравнительный RAPD-, RAMPO-анализ эуплоидных (2п=42) аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы (Н. vulgare)-T. aestivum, характеризующихся неодинаковым проявлением фертильности, образца аллоллазматической дополненной линии (Н. geniculatum)-T. aestivum (2n=43+t) и их родительских форм.

Впервые показано, что методами RAPD и RAMPO эффективно выявляются фрагменты генома Н. vulgare и Н. geniculatum в геноме эуплоидных и дополненнных аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов.

С использованием RAPD-анализа выявлены различия между стабильными и нестабильными по проявлению фертильности эуплоидными аллоплазматическими рекомбинантными линиями (Н. vulgare)-Taestivum: у нестабильных по проявлению этого признака линий присутствуют RAPD-фрагменты, характерные для Н. vulgare, у стабильно самофертильных линий такие фрагменты не обнаружены.

2. Была определена нуклеотидная последовательность de novo амплифицированного RAPD-фрагмента аллоллазматической рекомбинантной линии мягкой пшеницы. Впервые установлено, что появление de novo амплифицированного RAPD-фрагмента связано с мутацией в районе сайта связывания с произвольным праймером.

Клонирование и анализ первичных последовательностей RAPD-фрагментов, характерных для ячменя и выявляемых у аллоплазматических линий мягкой пшеницы (Н. vulgare)-T. aestivum, нестабильных по проявлению фертильности, показали, что эти последовательности относятся к митохондриальной ДНК ячменя.

3. Охарактеризованы последовательности митохондриальной ДНК аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы (Н. vulgare)-T. aestivum с различным проявлением фертильности. Установлено, что в митохондриальном геноме аллоплазматических рекомбинантных линий с неполным проявлением фертильности присутствуют последовательности tMet-18S-5S мтДНК ячменного, и пшеничного типа, то есть наблюдается гетероплазмия по tMet-18S-5S району мтДНК. Полное восстановление фертильности аллоплазматических рекомбинантных линий коррелирует с отсутствием последовательностей маркирующих ячменную мтДНК (НТЗ, НТ4, НТ5, tMet-18S-5S) и наличием последовательности tMet-18S-5S пшеничного типа.

4. SSR-анализ с использованием более 300 маркеров, картированных на хромосомах культурного ячменя и мягкой пшеницы, позволил исследовать структуру ядерных геномов ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare L. (2n=14) х Г. aestivum L. (2п=42) и особенности их реорганизации в процессе беккроссирования гибридов и стабилизации аллоплазматических рекомбинантных линий. Впервые установлено, что в процессе возвратных скрещиваний ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare х Т. aestivum мягкой пшеницей к третьему беккроссному поколению (ВСЗ) происходит вытеснение генетического материала ячменя, независимо от восстановления фертильности растений.

Показано, что в результате беккроссирования гибридов разными сортами мягкой пшеницы в хромосомах беккроссных потомков ВСз-, ВС4-поколений и аллоплазматических рекомбинантных линий происходит рекомбинация генетического материала родительских сортов мягкой пшеницы. У нестабильных аллоплазматических рекомбинантных линий процесс реорганизации ядерного генома не завершен, что наблюдается в изменении у самоопыленных потомков сочетания SSR-аллелей, характерных для родительских сортов Т. aestivum.

138

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В результате проведения молекулярно-генетического анализа аллоплазматических рекомбинантных линий (Hordeum)-Triticum aestivum (2n=42), полученных на основе беккроссных потомков ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare (2n=14) х Т. aestivum (2п=42) и характеризующихся разным проявлением фертильности, показано, что при формировании генотипов с восстановленной фертильностью имеет место реорганизация и ядерного, и митохондриального геномов. Изменчивость ядерного генома в результате беккроссирования ячменно-пшеничных гибридов разными сортами мягкой пшеницы и самоопыления сформированных аллоплазматических рекомбинантных линий связана с вытеснением ядерного генетического материала ячменя, рекомбинацией генетического материала сортов мягкой пшеницы, перестройками и мутациями последовательностей ДНК.

В процессе работы впервые установлено, что RAPD- и RAMPO-спектры культурного ячменя Н. vulgare, дикорастущего ячменя Н. geniculatum и сортов мягкой пшеницы Т. aestivum значительно отличаются между собой, что позволяет использовать методы RAPD и RAMPO для идентификации фрагментов геномов различного происхождения у растений, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов. Несмотря на то, что полиморфизм между использованными в работе сортами Т. aestivum невысокий, тем не менее, методом RAMPO были выявлены отличия между сортами Саратовская29, Пиротрикс28, МироновскаяЮ и Мироновская808.

Анализ образцов дополненной самофертильной аллоллазматической линии Л-9р7 (2n=43+t) с помощью методов RAPD и RAMPO показал, что в геноме этой линии присутствует свыше 12 фрагментов ДНК, характерных для генома родительского вида дикорастущего ячменя Н. geniculatum. В параллельных экспериментах применение метода GISH позволило отнести дополненную хромосому и телоцентрик к геному ячменя Н. geniculatum (Numerova et al., 2001).

У стабильных в цитологическом и морфологическом отношении аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы с восстановленной фертильностью Л-16(1)Рз и Л-17(1)Рз фрагменты генома ячменя Н. vulgare методами RAPD-, RAMPO- и SSR-анализа не были выявлены. Эти данные согласуются с результатом дифференциального С-окрашивания хромосом линий

Л-16(1) и Л-17(1), который говорит о присутствии в кариотипе этих линий только хромосом пшеницы (Е.Д. Бадаева, неопубликованные данные). Ф Установлено, что в геноме аллоплазматической линии Л-79(10)Р3, выделенной от одного из растений ВСд-поколения и характеризующейся при самоопылении расщеплением на самофертильные и стерильные растения, присутствуют RAPD-фрагменты, характерные для генома ячменя. В то же время методами RAMPO и SSR-анализа в геноме этой линий фрагменты генома ячменя Н. vulgare не выявлены.

В результате дальнейшего RAPD-анализа установлено, что при использовании трех RAPD-праймеров, выявляющих характерные для ячменя RAPD-фрагменты в геноме линии Л-79(10)Рз, у других аллоплазматических линий, отличающихся неполным проявлением самофертильности (Л-79(10)(2)р5, Л-79(10)(2)Рб (образцы 2, 3, 4), Л-14(1)Р3 и Л-54(1)Рз), амплифицируются аналогичные фрагменты генома ф ячменя.

Клонирование и сравнение первичной последовательности трех RAPD-фрагментов линии Л-79(10)Р3, характерных для ячменя, с базами данных нуклеотидных последовательностей показало, что эти последовательности относятся к митохондриальной ДНК культурного ячменя.

Таким образом, у самофертильных образцов аллоплазматических рекомбинантных линий (Н. vulgare)-T. aestivum не обнаруживается присутствие митохондриального генома ячменя, а у нестабильных по признаку фертильности образцов последовательности мтДНК ячменя выявлены.

На следующем этапе работы было проведено изучение мтДНК аллоплазматических рекомбинантных линий (Н. vulgare)-T. aestivum, различающихся по проявлению признака фертильности.

В результате ПЦР анализа Н. vulgare и Т. aestivum с использованием специфических пар праймеров к десяти районам мтДНК были отобраны для дальнейшего применения специфические праймеры к митохондриальному повтору генов рибосомных РНК tMet-18S-5S (Coulthart et al., 1993), которые амплифицировали полиморфный фрагмент. Изучение аллоплазматических линий мягкой пшеницы с использованием этих праймеров показало, что в геноме нестабильных по проявлению самофертильности аллоплазматических линий # выявляются последовательности tMet-18S-5S ячменного и пшеничного типа, то есть наблюдается гетероплазмия по району tMet-18S-5S мтДНК. У линий с восстановленной фертильностью обнаруживается только последовательность tMet-18S-5S пшеничного типа, то есть наблюдается отцовское наследование последовательности мтДНК. Данный результат говорит о возможности нарушения щ принципа материнского наследования мтДНК у растений, полученных при отдаленной гибридизации ячменя и мягкой пшеницы.

Механизмы восстановления фертильности и влияния NC взаимоотношений на гетероплазматическое состояние мтДНК в настоящее время только изучаются. Известно, что NC взаимоотношения могут приводить к избирательной фиксации отдельных копий последовательностей мтДНК благодаря селективному преимуществу определенного митохондриального генома (Fos et al., 1990; Dunbar et al., 1995; Hattori et al., 2002). В связи с этим интерес представляет проведение дальнейших исследований с использованием большего числа маркеров, направленные на выявление характера наследования и реконструкции геномов органелл при формообразовании ячменно-пшеничных гибридов. Возможно, Ф последовательности митохондриального генома ячменя сохраняются в геноме аллоплазматических линий мягкой пшеницы с восстановленной фертильностью или последовательности мтДНК пшеничного типа изначально присутствуют в митохондриях культурного ячменя в субстехиометрических количествах и получают селективное преимущество в митохондриальном геноме ячменно-пшеничных гибридов. Кроме того, имеет смысл изучение транскрипционной активности последовательностей мтДНК ячменного и пшеничного происхождения у ячменно-пшеничных гибридов и их потомков, как это было сделано при анализе ' гетероплазмии у тритикале и ядерно-цитоплазматических гибридов (,Aegiiops)

Triticum (Laser et al., 1997; Hattori et al., 2002).

SSR-анализ гибридов первого поколения Fi (H. vulgare x Т. aestivum) и растений первого беккросса BCi показал присутствие микросателлитных маркеров семи хромосом культурного ячменя и 21 хромосомы мягкой пшеницы, что согласуется с цитологическим анализом этих гибридных генотипов, который выявляет присутствие 28 хромосом в геноме гибридов Fi. Этот результат говорит об эффективности использования хромосомоспецифичных микросателлитных маркеров культурного ячменя и мягкой пшеницы при исследовании растений, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов.

В нашей работе показано, что в геноме эуплоидных аллолазматических • рекомбинантных линий мягкой пшеницы, полученных на основе ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare х Т. aestivum, нет замещений пшеничных хромосом или плеч хромосом ячменными гомеологами. Эти данные подтверждаются результатами дифференциального С-окрашивания хромосом. Таким образом, можно заключить, что в процессе возвратных скрещиваний ячменно-пшеничных гибридов Н. vulgare х Т. aestivum мягкой пшеницей к третьему беккроссному поколению (ВС3) происходит вытеснение генетического материала ячменя, независимо от того, восстанавливается ли фертильность у потомков гибридов.

С использованием SSR-маркеров показано, что в геноме аллоплазматических рекомбинантных линий присутствуют хромосомы каждой гомеологической группы мягкой пшеницы. Кроме того, анализ распределения микросателлитных маркеров сортов пшеницы по хромосомам аллоплазматических рекомбинантных линий впервые позволил обнаружить, что в результате беккроссирования гибридов разными сортами мягкой пшеницы в хромосомах беккроссных потомков ВСз, ВСд и аллоплазматических рекомбинантных линий происходит рекомбинация генетического материала родительских сортов мягкой пшеницы.

В результате данного исследования установлено, что при самоопылении от F3 до Fe у аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы с восстановленной фертильностью n-16(1)F3 и J1-17(1)F3 сочетание генетического материала родительских сортов мягкой пшеницы практически не изменилось. Этот результат подтверждает морфологические и цитологические данные о стабилизации генома аллоплазматических линий, характеризующихся восстановленной фертильностью. SSR-анализ нестабильных по самофертильности аллоплазматических рекомбинантных линий выявил у самоопыленных поколений F3 и Fe различное сочетание сортового материала мягкой пшеницы. Таким образом, можно сказать, что у нестабильных по самофертильности аллоплазматических рекомбинантных линий процесс формообразования не завершен.

Данные SSR-анализа согласуются с результатами, полученными при изучении аллоплазматических линий мягкой пшеницы методом RAMPO. В RAMPO-спектрах линий n-16(1)F3, JI-17(1)F3, n-79(10)F3 обнаружены фрагменты гибридизации, характерные для родительских сортов мягкой пшеницы.

Следует обратить внимание на то, что в RAPD- и RAMPO-спектрах проанализированных аллоплазматических рекомбинантных линий мягкой пшеницы выявлены фрагменты, отсутствующие в спектрах родительских генотипов. Один из таких фрагментов RAPD-спектра линии Л-16(1 )F3 был клонирован. Результаты анализа его первичной структуры дают основания предположить, что выявляемые различия между аллоплазматической рекомбинантной линией J"I-16(1)F3 и родительскими генотипами связаны с мутацией, которая произошла в районе сайта связывания с произвольным праймером.

Обобщая полученные результаты, можно заключить, что в процессе формирования аллоплазматических линий мягкой пшеницы на основе ячменно-пшеничных гибридов стабилизация кариотипа сопровождается вытеснением хромосом ячменя и направлена на образование растений с характерным для мягкой пшеницы числом хромосом, 2п=42. Можно предположить, что у аллоплазматических рекомбинантных линий со стабильным проявлением самофертильности сформировался ядерный геном, сбалансированный по Rf-генам, функционирование которых привело к изменчивости в митохондриальном геноме, что в свою очередь обеспечило ядерно-цитоплазм этическую совместимость.

У аллоплазматических рекомбинантных линий, характеризующихся нестабильностью по проявлению фертильности, процесс формообразования не завершен и сопровождается изменчивостью, выявляемой на уровне определенных последовательностей как ядерного, так и митохондриального геномов.

136

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Бильданова, Лариса Леонидовна, 2005 год

1. Бадаева Е.Д., Першина Л.А., Бильданова Л.Л. 2005. Цитогенетическое >Ф исследование нестабильных по проявлению фертильности ижизнеспособности аллоплазматических рекомбинантных линий (Н. vulgare)-T. aestivum. Генетика (в печати).

2. Вавилов Н.И. Избранные труды в 5т. М: АН СССР. 1960. Т.2. С. 444-460.

3. Волуевич Е.А., Булойчик А.А. Изменчивость устойчивости аллоплазматических линий мягкой пшеницы к твёрдой головне. Изогенные линии и генетические ^ коллекции. Новосибирск: ИЦиГ СО АН СССР, 1993, с.56-58.

4. Гордей И.А. Тритикале: Генетические основы создания. Минск: Навука I тэхшка, 1992, 285 с.

5. Даниленко Н.Г., Давыденко О.Г. Миры геномов органелл. Минск: "Тэнаголпя", 2003. 494 с.

6. Дрейпер Д., Скотт Р., Армитидж Ф., Уолден Р. 1991. Генная инженерия растений. М„ "Мир", С. 245-248.

7. Карпеченко Г.Д. Теория отдалённой гибридизации. Избранные труды. 1971. с.147-209.

8. Крупное В.А., Храмова Н.А. 1967. Цитоплазматическая мужская стерильность у твёрдой пшеницы. Вестник с.-х. науки 4: 42-44.

9. Махалин М.А. 1986. Проблемы и перспективы отдаленной гибридизации зерновых культур. В кн.: Теоретические и практические аспекты отдаленной щ гибридизации. М. Наука. С. 5-15.

10. Мустафаев И.Д., Федин М.А., Шейх-Заманов A.M. 1968. О новых источниках цитоплазматической мужской стерильности. Вестник с.-х. науки 6: 22-23.

11. Неттевич Э.Д., Сандухадзе Б.И. 1968. Влияние цитоплазмы T.timopheevii на признаки яровой пшеницы. Вестник с.-х. науки. 6: 17-21.

12. Неттевич Э.Д. 1971. Гибридная пшеница. Цитогенетика пшеницы и ее гибридов. М.: Наука. 163-195.

13. Неттевич Э.Д. Фёдорова Т.Н. 1966. Наличие факторов цитоплазматической мужской стерильности у гексаплоидной Triticum zhukowskyi Men. и октоплоидной Triticum timonovum Heslot. Генетика 5: 82-84.

14. Орлов П.А. 2001. Взаимодействие ядерных и цитоплазматических генов вдетерминации развития растений.- Минск, 2001. 170 с.w

15. Палилова А.Н. Генетические системы у растений и их взаимодействие. Минск.: Наука и техника, 1986, 445 с.

16. Панайотов И., Гоцов К. 1975. Влияние цитоплазмы на наследственную изменчивость пшеницы. Сельскохозяйственная биология Т. X. 4: 610-613.

17. Ригин Б.В. 1973. Параллелизм скрещиваемости представителей Triticum aestivum L. с различными видами растений. Генетика 9: 11-12.

18. Силкова Т.И., Палилова А.Н. 1987. Формирование продуктивности у новой серии аллоплазматических линий пшеницы под влиянием чужеродных цитоплазм. С.-х. биология 12: 3-5.

19. Синявская М. Г., Даниленко Н. Г., Давыденко О.Г. 2003. Наследование органельных ДНК у гибридов ржи (Seca/e cereale L.) с тритикале (х Triticale Thch). Генетика 40: 218-23.

20. Супрунова Т.П., Кочиева Е.З., Лаптева М.К. и др. 1997. Молекулярный анализ вариабельности генома соматических гибридов. Тез. VII междунар. конференции "Биология клеток растений in vitro, биотехнология и сохранение генофонда", Москва, с. 351.

21. Суриков И.М., Киссль Н.И. Получение и характеристика ячменно-пшеничных гибридов. Проблемы отдалённой гибридизации в семействе злаковых и паслёновых. Санкт-Петербург, 1992, с. 12-17.

22. Суриков И.М., Киссель Н.И., Орлова И.Н. 1986. Цитогенетические характеристики гибридов между ячменем (hordeum vulgare L.) и пшеницей (Trticum aestivum L.) и T.timopheevii Zhuk. Генетика 22: .290-295.

23. Шулындин А.Ф. Генетические закономерности расщепления отдалённых гибридов растений. Проблемы отдалённой гибридизации растений. София: Болгарская Академия наук, 1978, с.33-44.

24. Цвелев Н.Н. 1976. В кн. Злаки СССР. Наука, 787 с.

25. Цицин Н.В. 1976. Пути создания новых видов и форм растений. Генетика и селекция отдаленных гибридов. М. Наука. С. 5-18.

26. Цицин Н.В., Либимова В.Ф., Романова З.В. Зернокормовая пшеница как новая кормовая культура. Проблемы отдалённой гибридизации. М.: Наука, 1979 с.21-39.

27. Эльконин Л.А., Тырнов B.C. 2000. Генетический контроль цитоплазматической мужской стерильности растений: состояние проблемы и современные подходы для ее исследования. Генетика 36: 437-450.

28. Abad A.R., Mehrtens В.J., Mackenzie S.A. 1995. Specific expression in reproductive tissues and fate of a mitochondrial sterility-associated protein in cytoplasmic male-sterile bean. Plant Cell 7: 271-285.

29. Adams K. L., Cronn R., Percifield R., Wendel J. F. 2003. Genes duplicated by polyploidy show unequal contributions to the transcriptome and organ-specific reciprocal silencing. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100: 4649 4654.

30. Adams K.L., Percifield R., Wendel J. 2004. Organ-specific silencing of duplicated genes in a newly synthesized cotton allotetraploid. Genetics 168: 2217-2226.

31. Ahmed T.A., Tsujimoto H., Sasakuma T. 2001. QTL analysis of fertility-restoration against cytoplasmic male sterility in wheat. Genes Genet. Syst. 76(1 ):33-8.

32. Ahokas H. 1982. Cytoplasmic male sterility in barley: evidence for the involvement of cytokinins in fertility restoration. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 79:7605-7608.

33. Akagi H., Nakamura A., Sawada R. et al. 1995. Genetic diagnosis of cytoplasmic male-sterile cybrid plants of rice. Theor.Appl.Genet. 90: 948-951.

34. Altschul S.F., T.L. Madden, A.A. Schaffer et al. 1997. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Res. 25: 3389-3402.

35. Anderson J.A., S.S. Maan. 1995. Interspecific nuclear-cytoplasmic compatibility . controlled by genes on group 1 chromosomes in durum wheat. Genome 38: 803808.

36. Appels R.t Dvorak J. 1982. The wheat ribosomal DNA spacer region: Its structure and variation in populations and among species. Theor.Appl.Genet. 63:337-348.

37. Arrieta-Montiel M., Lyznik A., Woloszynska M. et al. 2001. Tracing evolutionary and developmental implications of mitochondrial stoichiometric shifting in the common bean. Genetics 158: 851-864.

38. Asakura N., Nakamura C., Ohtsuka I. 1997. RAPD markers linked to the nuclear gene from Triticum timopheevii that confers compatibility with of Aegilops squarrosa cytoplasm on alloplasmic durum wheat. Genome 40: 201-210.

39. Asakura N. Nakamura C., Ohtsuka I. 2000. Homoeoallelic gene Ncc-tmp of Triticum timopheevii conferring compatibility with the cytoplasm of Aegilops squarrosa in the tetraploid wheat nuclear background. Genome 43: 503-11.

40. Auger D.L., Newton K.J., Birchler J.A. 2001. Nuclear gene dosage effects upon the expression of maize mitochondrial genes. Genetics 157:1711-1721.

41. Ausubel M.L., Brent R.E., Kingston R.E. et al. 1987. Carrent Protocols in Molecular Biology. Greene Publishing Associates/Wiley Interscience, New York.

42. Bailey-Serres J., Hanson D.K., Fox T.D., Leaver C.J. 1986. Mitochondrial genome rearrangement leads to extension and relocation of the cytochrome с oxdase subunit I gene in sorgum. Cell 47: 567-576.

43. Barua U.M., Chalmers K.J., Hackett C.A. et al. 1993. Molecular mapping of genes determiting height, time to heading and growth habit in barley (Hordeum vulgare). Genome 36: 1080-1087.

44. Bates L.S., Mujeeb K.A., Waters R.F. 1976. Wheat x barleyhybrids. Problems and potentials. Cer. Res. Commun. 4: 377-386.

45. Baur E. 1909. Das Wesen und die Erblichkeitsverhaltnisse der "varietates ф albomarginatae hort" von Pelargonium zonale. Z. Indukt. Abstammungs

46. Vererbungsl. Bd. I: 330-351.

47. Baynes R.A., Brawn R.I. 1973. Influence of cytoplasmic effects on some agronomic characters in corn. Can. J. Plant Sci. 53: 101 -104.

48. Becker J., Heun M. 1995. Barley microsatellites: allele variation and mapping. Plant Mol. Biol. 27:835-45.

49. Bellaoui M., Grelon M., Pelletier G., Budar F. 1999. The restorer Rfo gene acts post-translationally on the stability of the ORF138 Ogura CMS-associated protein in reproductive tissues of rapeseed cybrids. Plant Mol. Biol. 40: 893-902.

50. Bellard G., Pelletier G., Vedel F., Quetier F. 1978. Morphological characteristics and chloroplast DNA distribution in different cytoplasmic parasexual hybrids of Nicotiana tabacum. Mol Gen. Gen. 165: 231-237.

51. Bentolila S., Alfonso A.A., Hanson M.R. 2002. A pentatricopeptide repeat-containing gene restores fertility to cytoplasmic male-sterile plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 99: 10887-10892.

52. Bentolila S., Hanson M.R. 2001. Identification of a BIBAC clone that co-segregates with the petunia restorer of fertility (Rf) gene. Mol. Genet. Genomics 266: 223-230.

53. Blanc G., Hokamp K., Wolfe K.H. 2003. A recent polyploidy superimposed on older large-scale duplications in the Arabidopsis genome. Genome Res. 13:137-144.

54. Boblenz K., Nothnagel Т., Metzlaff M. 1990. Paternal inheritance of plastids in the genus Daucus. Mol. Gen. Gen. 220: 489-491.

55. Boerner A., Korzun V., Polley A. et al. 1998. Genetics and molecular mapping of a male fertility restoration locus (R/gf1) in rye (Secale cereale L.). Theor.Appl.Genet. 97:99-102.

56. Boeshore M.L., Hanson M.R., Izhar S. 1985. A variant mitochondrial-DNA arrangement specific to petunia stable sterile somatic hybrids. Plant Mol. Biol. 4: 125-132.

57. Bonhomme S.f Budar F., Ferault M., Pelletier G. 1991. A 2.5 kb Nco\ fragment of Ogura radish mitochondrial-DNA is correlated with cytoplasmic male sterility in Brassica cybrids. Curr. Genet. 19: 121-127.

58. Brochmann C., Nilsson Т., Gabrielsen T.M. 1996. A classic example of postglacial allopolyploid speciation re-examined using RAPD markers and nucleotide sequences: Saxifraga osloensis (Saxifragaceae). Symb. Bot. Upsala 31: 75-89.

59. Brown S.M., Szewc-McFadden A.K., Kresovich S. 1996. Development and application of simple sequence repeat (SSR) loci for plant genome analysis . In: Methods of genome analysis in plants. P.P. Jauhar. (Ed.). N.-Y., London, Tokyo, CRC Press, p. 147-159.

60. Brown G.G. 1999. Unique aspects of cytoplasmic male sterility and fertility restoration in Brassica napus. J. Hered. 90: 351-356.

61. Brown G.G., Formanova N. Jin H. et al. 2003. The radish Rfo restorer gene of Ogura cytoplasmic male sterility encodes a protein with multiple pentatricopeptide repeats. Plant J. 35: 262-272.

62. Bryan G., Collins A., Stephenson P., Gale M. 1997. Isolation and characterization of microsatellites from hexaploid bread wheat. Theor.Appl.Genet. 94: 557-563.

63. Budar F., Pelletier G. 2001. Male sterility in plants: Occurrence, determinism, significance and use. C. R. Acad. Sci. Ser. III.324: 543-550.

64. Budar F., Touzet P., De Paepe R. 2003. The nucleo-mitochondrial conflict in cytoplasmic male sterilities revisited. Genetica 117: 3-16.

65. Burns J.A., Gerstel D.U. 1981. Role of nucleolar chromosomes in anther-restoration of male-sterile tobacco. J. Hered. 72: 413 418.

66. Cao W., Scoles G., Huel P., Chibbar R.N. 1999. The use of RAPD analysis to classify Triticum accessions. Theor.Appl.Genet. 98: 602-607.

67. Chase C.D. 1994. Expression of CMS-unique and flanking mitochondrial DNA sequences in Phaseolus vulgaris I. Curr. Genet. 25: 245-251.

68. Chen X, Cho YG, McCouch SR. 2002. Sequence divergence of rice microsatellites in Oryza and other plant species. Mol Genet Genomics 268:331-43.

69. Chen X., Du Z.H., Zhang W.X. et al. 1984. The barley-wheat crosses and their offspring plants. Acta. Agron. Sin. 10: 65 71.

70. Chen Z. J., Pikaard C. S. 1997. Transcriptional analysis of nucleolar dominance in polyploid plants: Biased expression/silencing of progenitor rRNA genes is developmental^ regulated in Brassica. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94: 3442-3447.

71. Chesser R.K. 1998. Heteroplasmy and organellar gene dynamics. Genetics 150:130927.

72. Chinnery PF. 2003. Searching for nuclear-mitochondrial genes. Trends Genet. 19: 6062.

73. Cifarelli R.A., Gafitelli M., Cellini F. 1995. Random amplified hybridization microsatellites (RAHM): isolation of a new class of microssatellite-containing clones. Nucleic Acids Res. 23: 3802-3803.

74. Clark E.M., Izhar S., Hanson M.R. 1985. Independent segregation of the plastid genome and cytoplasmic male sterility in Petunia somatic hybrids. Mol.Gen. Gen. 199: 440-445.

75. Comai L., Tyagi A., Winter K. et al. 2000. Phenotypic instability and rapid gene silencing in newly formed Arabidopsis allotetraploids. Plant Cell 12:1551-1568.

76. Comai L. 2000. Genetic and epigenetic interactions in allopolyploid plants. Plant Mol. Biol. 43: 387-399.

77. Conley C.A., Hanson M.R. 1995. How do alterations in plant mitochondrial genomes disrupt pollen development? J. Bioenerg. Biomembr. 27: 447-457.

78. Corriveau J.L., Coleman A.W. 1988. Rapid screening method to detect potential biparental inheritance of plastid DNA and results for over 200 angiosperm species. Am.J.Bot. 75:1443-1458.

79. Coulthart M.B., Spencer D.F., Gray M.W. 1993. Comparative analysis of a recombining-repeat-sequence family in the mitochondrial genomes of wheat (Triticum aestivum L.) and rye (Secale cereale L.) Curr. Genet. 23: 255-64.

80. Cullis C.A., Swami S.f Song Y. 1999. RAPD polymorphisms detected among the flax genotrophs. Plant Mol. Biol. 41: 795-800.

81. Curtis C.A., Lukaszewski A.J. 1993. Localization of genes in rye that restore male fertility to hexaploid wheat with timopheevi cytoplasm. Plant Breed. 111:106-112.

82. Davierwala A.P., Ramakrishna W., Chowdari V., Ranjekar P.K., Gupta V.S. 2001. Potential of (GATA)n microsatellites from rice for inter- and intra-specific variability studies. BMC Evol. Biol. 1: 7.

83. Davila J.A., Loarce Y., Ramsay L. et al. 1999. Comparison of RAMP and SSR markers for the study of wild barley genetic diversity. Hereditas 131: 5-13.

84. Delourme V. 1997. Developing of cytoplasm-specific markers to distinguish CMS lines of sorghum and pearl millet. Final Tecnn. Rept. Oxford: Oxford Univ. Press. 20 p.

85. Delourme R., Foisset N., Horvais R. et al. 1998. Characterisation of the radish introgression carrying the Rfo restorer gene for the Ogu-INRA cytoplasmic male sterility in rapeseed (Brassica napus L.). Theor.Appl.Genet. 97:129-134.

86. Demeke Т., Laroch A., Gaudet D.A. 1994. Identification of DNA markers linked to bunt resistance gene in wheat. Proc. Plant Genome II Conf. San Diego, CA, P. 25.

87. Devos K., Gale M.D. 1992. The use of random amplified polymorphic DNA markers in wheat. Theor.Appl.Genet. 84: 567 572.

88. Dewey R.E., Timothy D.H., Levings C.S. 1987. A mitochondrial protein associated with cytoplasmic male sterility in the T-cytoplasm of maize. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 84: 5374-5378.

89. Druka A., Kurdna D., Han F. et al. 2000. Physical mapping of the barley rust resistance gene rpg4. Mol. Gen. Genet. 264 : 283 290.

90. Dubkovsky J., Dvorak J.1995. Ribosomal RNA multigene loci: nomads of the Triticeae genomes. Genetics 140:1367-1377.

91. Dunbar D.R., Moonie P.A., Jacobs H.T., Holt I.J. 1995. Different cellular backgrounds confer a marked advenage to either mutant or wild-tipe mitochondrial genomes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 6565-6566.

92. Duvick D.N. 1965. Cytoplasmic pollen sterility in corn. Adv. Genet. 13:1-55.

93. Ekiz H., Safi Kiral A., Akcin A., Simsek L. 1998. Cytoplasmic effects on quality trates of bread wheat (Triticum aestivum L.).- In: Wheat: Pospects for global impruvement.-Kluwer Acad. Publ.: 255-262.

94. Elkonin L.A., Kozhemyakin V.V., Ishin A.G.1998. Nuclearcytoplasmic interactions in restoration of male fertility on the 9E and A4 CMS-inducing cytoplasms of sorghum . Theor.Appl.Genet. 97: 626-632.

95. Ellsworth D.L., Rittenhouse K.D., Honneycutt R.L.1993. Artifactual variation in randomly amplified polymorphphic DNA banding patterns. BioTechniques 14: 214-217.

96. Ender A., Schenk K., Stadler T. et al. 1996. RAPD identification of microsatellites in ф DaphniaMol Ecol. 5:437-441.

97. Endo T. R. 1988. Induction of chromosomal structural changes by a chromosome of Aegilops cylindrica L. in common wheat. J. Hered. 79:366-370.

98. Erickson L., Kemble R., Swanson E. 1989. The Brassica mitochondrial plasmid can be sexually transmitted. Pollen transfer of a cytoplasmic genetic element. Mol. Gen. Genet. 218:419-422.

99. Fahima Т., Roeder M.S., Grama A., Nevo E. 1998. Microsatellite DNA polymorphism divergence in Triticum dicoccoides accessions highly resistant to yellow rust. Theor.Appl.Genet. 96:187-195.

100. Falk D.E., Kasha K.J. 1981. Comparison of crossability of rye (Seca/e cereale) and Hordeum bulbosum into wheat (Triticum aestivum). Cand. J. Genet. Cytol. 23: 8188.

101. Farshadfar M., Molnar-Lang M., Sutka J. 1994. The crossability of different wheat (Triticum aestivum L.) genotypes with Triticum timopheevi Zhuk. under two types of conditions. Cer.Res.Comm. 22:15 20.

102. Fedak G., Jui P.Y. 1982. Chromosomes of Chinese Spring wheat carrying genes for crossability with Betzes barley. Can. J. Genet. Cytol. 24 : 227 233.

103. Fedak G. 1992. Perspectives on wide crossing in barley. Barley Genetics. VI: 683-699.

104. Fedak G. 1999. Molecular aids for integration of alien chromatin through wide crosses. • Genome 42: 584-591.

105. Fedak G. 1985. Cytogenetics of a hybrid and amphiploid between Hordeum pubiflorum and Secale africanum. Can.J.Genet.Cytol. 27: 1-5.

106. Forsthoefel N. R., Bohnert H. J., Smith S. E. 1992. Discordant inheritance of mitochondrial and plastid DNA in diverse alfalfa genotypes. J. Heredity. 83: 342345.

107. Fos M., Dominguez M.A., Latorre A., Moya A. 1990. MtDNA evolution in experimental populations of Drosophila subobscura. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87: 4198-4201.

108. Fukasawa H. 1953. Studies on restoration and substitution of nucleus in Aegilotriticum. I. Appearance of male-sterile T. durum in substitution crosses. Cytologia 18: 167175.

109. Fukasawa H. 1959. Nucleus substitution and restoration by means of successive backcrosses in wheat and itsrelated genus Aegilops. Jap. J. Bot. 17: 91 99.

110. Gagliardi D., Leaver C.J. 1999. Polyadenylation accelerates the degradation of the mitochondrial mRNA associated with cytoplasmic male sterility in sunflower. EMBOJ. 18: 3757-3766.

111. Gerlach W.L., Dyer T.A.1980. Sequence organization of the repeating units in the nucleus of wheat, which contain 5S rRNA genes. Nucl. Acids. Res.8:4851 4865.

112. Guo F.L., Hu S.Y. 1995. Cytological evidence of biparental inheritance of plastids and mitochondria in Pelargonium. Protoplasma 186: 201-207.

113. Gupta P.K., Fedak G. 1985. Hybrids of Hordeum californicum and 2x H.drevisubulatum s.l. with Agropyron caninum. Can. J. Genet. Cytol. 27: 380-386.

114. Gupta P.K., Varshney R.K., Sharma P.C., Ramesh B. 1999. Molecular markers and their applications in wheat breading. Plant Breed. 118: 369-390.

115. Guyomarc'h H., Sourdille P., Charmet G. et al. 2002a. Characterisation of polymorphic microsatellite markers from Aegilops tauschii and transferability to the D-genome щ of bread wheat. Theor.Appl.Genet. 104:1164-1172.

116. Hagemann R. 1992. Plastid genetics in higher plants. Gell Organelles. Wein: Springer-Verlag, P. 65-96.

117. Hanson M.R. 1991. Plant mitochondrial mutations and male sterility. Annu. Rev. Genet. 25: 461-486.

118. Hanson M. R., S. Bentolila. 2004. Interactions of Mitochondrial and Nuclear Genes That Affect Male Gametophyte Development. Plant Cell 16:154 169.

119. Hanson M.R., Conde M.F. 1985. Functioning and variation of cytoplasmic genomes: lessons from cytoplasmic-nuclear interactions conferring male sterilities in plants. Int. Rev. Cytol. 94: 213-267.

120. Hanson R.E., Zhao X.-P., Islam-Faridi M.N. et al. 1998. Evolution of intersed repetitive elements in Gossypium (Malvaceae). Am.J.Bot. 85:1364-1368.

121. Hanson R.E., Islam-Faridi M.N., Crane C.F. et al. 2000. Ty1-copia-retrotransposon behavior in a polyploid cotton. Chromosome Res. 8: 73-76.

122. Harris S.A., Ingram R.1991. Chloroplast DNA and biosystematics: The effects of • intraspecific diversity and plastid transmission. Taxon. 40: 393-412.

123. Hartmann С., Henry Y.t Tregear J.t Rode A. 2000. Nuclear control of mitochondrial genome reorganization characterized using cultured cells of ditelosomic and ф nullisomic-tetrasomic wheat lines. Curr Genet. 38:156-162.

124. Hattori N. Kitagawa K., Takumi S., Nakamura C. 2002. Mitochondrial DNA heteroplasmy in wheat, Aegilops and their nucleus-cytoplasm hybrids. Genetics 160:1619-1630.

125. Havey M.J. 1997. Predominant paternal transmission of the mitochondrial genome in cucumber. J. Hered. 88 : 232 235.

126. Havey M.J., McCreight J.D., Rhodes В., Taurick G. 1998. Differential transmission of the cucurbit organellar genomes. Theor.Appl.Genet. 97 :122 128.

127. Helentjaris Т., Weber D., Wright S.1988. Identificition of the genomic locations of duplicate nucleotide sequences in maize by analysis of restriction fragment length polymorphisms. Geneticsl 18: 353-363.

128. Hernandez P., Rubio M.J., Martin A. 1996. Development of RAPD markers in tritordeum and addition lines of Hordeum chilense in T. aestivum. Plant Breed. 115: 52-56.

129. Hernandez P., Laurie D.A., Martin A., Snape J.W. 2002. Utility of barley and wheat simple sequence repeat (SSR) markers for genetic analysis of Hordeum chilense and tritordeum. Theor.Appl.Genet. 104: 735-739.

130. Hernandez P., Dorado G., Ramirez M.C. et al. 2003. Development of cost-effective Hordeum chilense DNA markers: molecular aids for marker-assisted cereal breeding. Hereditas 138: 54-8.

131. Hernould M., Glimelius K., Veuskens J. et al. 1997. Microdissection and amplification of coding sequences from a chromosome fragment restoring male fertility in alloplasmic male-sterile tobacco. Plant J. 12: 703-9.

132. Heslop-Harrison J. 1982. Pollen-stigma interaction and cross-incompability in the grasses. Science 215:1358-1364. • Heun M., Hhelentjaris T.1993. Inheritance of RAPDs in Fi hybrids of corn. Theor.Appl.Genet. 85: 961-968.

133. Hirochika H, Okamoto H, Kakutani Т. 2000. Silencing of retrotransposons in arabidopsis and reactivation by the ddml mutation. Plant Cell 12:357-69.

134. Hockett E.A., Aastveit K., Gilbertson K.M. 1989. Selfing behavior of cytoplasmic male sterile barley in Norway and the United States. Hereditas 111:159-165 .

135. Hoffmann M., Kuhn J., Daschnar K., Binder S. 2001. The RNA world of plant mitochondria. Prog. Nucl. Acid. Res. Mol. Biol. 70: 119-154.

136. Horn R., Hiistedt J.E.G., Horstmeyer A. 1996. The CMS-associated 16 kD protein encoded by orfH522 in the PET1 cytoplasm is also resent in other male-sterile cytoplasms of sunflower. Plant Mol. Biol. 30: 523-528.

137. Hossain K.G., Riera-Lizarazu O., Kalavacharla V. et al. 2004. Molecular cytogenetic characterization of an alloplasmic durum wheat line with a portion of chromosome 1D of Triticum aestivum carrying the scs(ae) gene. Genome 47:206-14.

138. Howad W., Kempken F. 1997. Cell type-specific loss of atp6 RNA editing in cytoplasmic male sterile Sorghum bicolor. Proc. Natl.Acad.Sci. USA. 94:11090-5.

139. Jalani B.S., Moss J.P. 1980. The site of action of the crossability genes (Kr1, Kr2) between Triticum and Seca/e. 1. Pollen grain germination, pollen tube growth and the number of pollen tubes. Euphytica 29: 571-579.

140. Janska H., Sarria R., Woloszynska M., Arrieta-Montiel M., Mackenzie S.A. 1998. Stoichiometric shifts in the common bean mitochondrial genome leading to male sterility and spontaneous reversion to fertility. Plant Cell. 10: 1163-1180.

141. Jauhar P.P. 1995. Morphological and cytological characteristics of some wheat-barley hybrids. Theor.Appl.Genet. 90: 872 877.

142. Jayhar P.P., Chibbar R.N. 1999. Chromosome mediated and direct gene transfers in wheat. Genome 42: 570-583.

143. Jenuwein Т., Allis C.D. 2001. Translating the histone code. Science 293:1074-1080.

144. Jiang C.X., Chee P.W., Draye X. et al. 2000. Multilocus interactions restrict gene introgression in interspecific populations of polyploid Gossypium (cotton). Evolution Int J Org Evolution. 54: 798-814.

145. Jiang J., Chen P., Friebe B. et al. 1993. Alloplasmic wheat Elymus ciliaris chromosome addition lines. Genome 36: 327 - 333.

146. Jiang J., Lui D. 1987. New Hordeum-Triticum hybrids. Cer. Res. Commun. 15: 95-99.

147. Jiang J., Morris K.L., Gill B.S. 1994. Introgression of Elymus trachycaulus chromatin into common wheat. Chromosome Res. 2: 3-13.

148. Jiang J., Raupp W.J., Gill G.S. 1992. Rf genes restore fertility in wheat lines with cytoplasms of Elymus trachycaulus and E. ciliaris. Genome 35: 614 620.

149. Jones J.D.G., Flavell R. 1982. The mapping of highly-repeated DNA-families and their relationship to C-bands in chromosomes of S. cereale. Chromosoma 86: 595-612.

150. Joly S., Rauscher J. Т., Sherman-Broyles S. L. 2004. Evolutionary dynamics and preferential expression of homeologous 18S-5.8S-26S nuclear ribosomal genes in natural and artificial glycine allopolyploids. Mol. Biol. Evol. 21: 1409 -1421.

151. Kaltsikes P.J. 1974. Methods fortriticale production. Z.Pflanzenzucht 71: 264-286.

152. Kashkush К., M. Feldman M., Levy A. A. 2002. Gene Loss, Silencing and Activation in a Newly Synthesized Wheat Allotetraploid. Genetics 160: 1651 1659.

153. Kaul M.L.H. Male sterility in higher plants. Berlin, Heidelberg, N.Y., London, Paris, Toronto: Springer-Verlag, 1988, 1005 p.

154. Kazama Т., Toriyama K. 2003. A pentatricopeptide repeat-containing gene that promotes the processing of aberrant atp6 RNA of cytoplasmic male-sterile rice. FEBS Lett. 544: 99-102.

155. Keane E.M., Jones P. 1990. Effects of alien cytoplasm substitution on the response of wheat cultivars to Septoria nodorum. Ann. Appl. Biol. 117: 299 312.

156. Kiang A.-S., Connolly V., McConnell D.J., Kavanagh T.A. 1994. Paternal inheritance of mitochondria and chloroplasts in Festuca pratensis- Lolium perenne intergeneric hybrids. Theor.Appl.Genet. 87 : 681-688.

157. Kihara H. 1951. Substitution of nucleus and its effect on genome manifestation. Cytologia 16: 177-193.

158. Kihara H. 1979. Nucleo-cytoplasmic hybrids and nucleo-cytoplasmic heterosis. Seiken Ziho. 31:5-13.

159. Kihara, H., Tsunewaki, K. 1961. Pistillody of Triticum durum induced by an alien cytoplasm. Seiken Ziho, 12, 1-10.

160. Kihara H., Tsunewaki K. 1964. Some fundamental problems underlying the program for hybrid wheat breeding. Seiken Ziho. 16: 1-14.

161. King I.P., Purdie K.A., Rezanoor H.N. et al. 1993. Characterization of Thinopyrum bessarabicum chromosome segments in wheat using random amplified polymorphic DNAs (RAPDs) and genome in situ hybridization. Theor.Appl.Genet. 86: 895-900.

162. Kitagawa K., Takumi S., Nakamura C. 2002. Evidence of paternal transmission of mitochondrial DNA in a nucleus-cytoplasm hybrid of timopheevi wheat. Genes Genet.Syst. 77: 243-50.

163. Kitagawa K., Takumi S., Nakamura C. 2003. Selective transcription and post-transcriptional processing of the heteroplasmic mitochondrial orf156 copies in the nucleus-cytoplasm hybrids of wheat. Plant Mol. Biol. 53: 609-19.

164. Kleinhofs A., Kilian A., Saghai Maroof M.A. et al. 1993. A molecular, isozyme, and morfological map of barley (Hordeum vulgare) genome. Theor.Appl.Genet. 86: 705-712.

165. Koba Т., Shimada T. 1992. Variations in the crossability of common wheat cultivars with cultivated barley. Hereditas 116:187-192.

166. Koba Т., Takumi S., Shimada T. 1997. Isolation, identification and characterization of disomic and translocated barley cromosome addition lines of common wheat. Euphitica 96: 289-296.

167. Koebner R.M.D., Shepherd K.W. 1986. Controlled introgression to wheat of genes from rye chromosome arm 1RS by induction of allosyndesis. 1. Isolation of recombinants. Theor.Appl.Genet. 73: 197 208.

168. Koenber R.M.D., Martin P.K. 1994. RAPDs as molecular markers for detection of the presence of rye chromosomes in wheat. J. Genet. Breed. 48: 85-88.

169. Komori Т., Ohta S., Murai N. et al. 2004. Map-based cloning of a fertility restorer gene, Rf-1, in rice (Oryza sativa L.). Plant J. 37: 315-325.

170. Korzun V., Boemer A., Worland A.J. et al. 1997. Application of microsatellite markers to destinguish inter-varietal chromosome sabstitution lines of wheat (Triticum aestivum L.). Euphytica 95:149-155.

171. Korzun V., Roder M.S., Wendehake K. et al. 1999. Integration of dinucleotide microsatellites from hexaploid bread wheat into a genetic linkage map of durum wheat. Theor.Appl.Genet. 98: 1202-1207.

172. Kovarik A., Pires J.C., Leitch A.R. et al. 2005. Rapid concerted evolution of nuclear ribosomal DNA in two Tragopogon allopolyploids of recent and recurrent origin. Genetics 169: 931-944.

173. Krolow K.D. 1970. Untersuchungen uber die Kreuzbarkeit zwischen Weizen und Roggen. Z Pflanzenzucht 64: 44 72.

174. Kruse A. 1973. Hordeum Triticum hybrids. Hereditas 73: 157- 161.

175. Kumar A., Andrews D.J. 1984. Cytoplasmic male sterility in pearl millet Pennisetum americanim (L.) Lecke.: A review. Adv. Appl-Biol. 10: 113-143.

176. Kunzel G., Korzun L., Meister A. 2000. Cytologically integrated physical restriction fragment length polymorphism maps for the barley genome based on translocation 4 breakpoints. Genetics 154: 397-412.

177. Plant Physiol. 130: 1587-1593.

178. X.Q., Jean M., Landry B.S., Brown G.G. 1998. Restorer genes for different forms of Brassica cytoplasmic male sterility map to a single nuclear locus that modifies transcripts of several mitochondrial genes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 95:1003210037.

179. H.J., Sodmergen. 1995. Maternal cytoplasmic inheritance and pollen nucleolytic activities in some Poaceae species. Cytologia 60:173-181.

180. Ma Z.Q., Zhao Y.H., Sorrells M.E. 1995. Inheritance and chromosomal locations of male fertility restoring gene transferred from Aegiiops umbellulata Zhuk. to Triticum aestivum L. Mol. Gen. Genet. 247: 351-7.

181. Maan S.S. 1975. Cytoplasmic variability and speciation in Triticinae. In Prairie: a multiple view (Mali M.K., ed.). Grand Forks: University of North Dakota Press; pp. 255-281.

182. Maan S.S. 1977. Cytoplasmic homology between Aegiiops mutica Boiss. and Ae. ovata L. Euphytica 26: 601 -613.

183. Maan S.S. 1985. Genetic analyses of male fertility restoration in wheat. II. Isolation, penetrance, and expressivity of Rf genes. Crop Sci. 25: 743 748.

184. Maan S.S. 1992. The scs and Vi genes correct a syndrome of cytoplasmic effects in alloplasmic durum wheat. Genome 35:780-787.

185. Maan S.S. 1995. The species-cytoplasm-specific gene hypothesis, p. 165-174. In W.J. Raupp and B.S. Gill (ed.) Proc. Classical and Molecular Cytogenetic Analysis of Cereal Genomes. Kansas State University, Manhattan.

186. Maan S.S., Lucken K.A. 1970. Interaction of Triticum boeoticum cytoplasm and genomes of T.aestivum and T.durum. Euphytica 19:498-508.

187. Maan S.S., Lucken K.A. 1971. Male-sterile wheat with rye cytoplasm. Restoration of male fertility and plant vigor. J. Heredity 62: 353-355.

188. Mackenzie S.A., Chase C.D. 1990. Fertility restoration is associated with loss of a portion of the mitochondrial genome in male-sterile common bean. Plant Cell 2: 905-912.

189. Maniatis Т., Fritsch E. F., Sambrook J. 1982. Molecular cloning. A laboratory manual. USA. Gold Spring Harb. Lab., 362 p.

190. Manninen O.M., Turpeinen Т., Nissila E. 1997. Identification of RAPD markers closely linked to the mlo-locus in barley. Plant Breed. 116: 461-464.

191. Martin A., Chapman V. 1977. A hybrid between Hordeum chilense and Triticum aestivum. Cer. Res. Commun. 5: 365-368.

192. Martin A., Sanchez-Monge Laguna E. 1980. A hybrid between Hordeum chilense and Triticum turgidum. Cer. Res Commun. 8: 349-353.

193. Matsui K., Mano Y., Taketa S. et al. 2001. Molecular mapping of a fertility restoration locus (Rfm1) for cytoplasmic male sterility in barley (Hordeum vulgare L.). Theor.Appl.Genet. 102: 477-482.

194. McClintock B. 1984. The significance of responses of the genome to challenge. Science 226: 792-801.

195. Mcintosh R.A., Hart G.E., Devos K.M. et al. 1998. Catalogue of gene symbols for wheat. In: Slinkard AE (ed) Proc 9th Int Wheat Genet Symp, vol 5. University Extension Press, Saskatoon, Sask., Canada. 1-235.

196. Menassa R., L'Homme Y., Brown G.G. 1999. Post-transcriptional and developmental regulation of a CMS-associated mitochondrial gene region by a nuclear restorer gene. Plant J. 17: 491 499.

197. Miller Т.Е., Reader S.M., Gale M.D. 1983. The effect of homoeologous group 3 chromosomes on chromosome pairing and crossability in Triticum aestivum. Can J. Genet. Cytol. 25: 634 641.

198. Miyamura S., Kuroiwa Т., Nagata T. 1987. Disappearance of plastid and mitochondrial nucleoids during the formation of generative cells of higher plants revealed by fluorescence microscopy. Protoplasma 141:149-159.

199. Mogensen H.L. 1988. Exclusion of male mitochondria and plastids during syngamy in barley as a basis for maternal inheritance. Proc. Natl .Acad. Sci. USA 85:25942597.

200. Molnar-Lang M., Line G., Logojan A., Sutka J. 2000. Production and meiotic pairing behaviour of new hybrids of winter wheat (Triticum aestivum) x winter barley (Hordeum vulgare). Genome 43:1045-54.

201. Morieger F., Smart C.J., Leaver C.J. 1993. Nuclear restoration of cytoplasmic male sterility in sunflower is associated with the tissue-specific regulation of a novel ф mitochondrial gene. EMBO J. 13: 8-17.

202. Morgante M.t Oliveveri A.M. 1993. PCR amplified microsatellites as markers in plant genetics. The Plant J. 3: 175-182.

203. Mujeeb-Kazi A., Rodrigues R. 1983. Cytogenetics a Hordeum vulgare Triticum turgidum hybrid and its backcross progenies with T.turgidum. J. Hered. 74: 109113.

204. Mukai Y., Tsunewaki K. 1979. Basic studies on hybrid wheat breeding. VIII. A new male sterility-fertility restoration system in common wheat utilizing the cytoplasms of Aegilops kotschyi and Ae. variabilis. Theor.Appl.Genet. 54:153-160.

205. Murai K., Taketa S., Islam A.K.M., Shepherd K.W. 1997. A simple procedure for the production of wheat-barley 5H chromosome recombinant lines utilizing 5B ф nullisomy and 5H specific molecular markers. Wheat Inf. Serv. 84: 53 55.

206. Murai K., Taketa S.f Islam A.K., Shepherd K.W. 2000. Barley allele-specific amplicons useful for identifying wheat-barley recombinant chromosomes. Genes Genet.Syst. 75:131-9.

207. Murai K., Tsunewaki K. 1993. Photoperiod-sensitive cytoplasmic male sterility in wheat with Aegilops crassa cytoplasm. Euphytica 67: 41-48.

208. Murai K.f Tsunewaki K. 1994. Genetic analysis on the fertility restoration by Triticum aestivum cv. Chinese Spring against photoperiod-sensitive cytoplasmic male sterility. Jpn. J. Genet. 69:195-202.

209. Myburg A.A., Botha A-M., Wingfield B.D., Wilding W.j.M. 1997. Identification and genetic analysis of wheat cultivars using RAPD fingerprinting. Cer. Res. Comm. 25: 875-882.

210. Nagata N., Saito C., Sakai A. 1999. The selective increase or decrease of organellar DNA in generative cells just after pollen mitosis one controls cytoplasmic inheritance. Planta 209: 53-65.

211. Nakajima Y., Yamamoto Т., Muranaka Т., Oeda K. 2001. A novel orfB-related gene of carrot mitochondrial genomes that is associated with homeotic cytoplasmic male sterility (CMS). Plant Mol.Biol. 46: 99-107.

212. Nakamura C., Kasai, Kubota Y. et al. 1991. Cytoplasmic diversity in alloplasmic # common wheats with cytoplasms of Triticum and Aegilops revealed byphotosynthetic and respiratory characteristics. Jap. J. Genet. 66 : 471-483.

213. Nakata N. Yasumuro Y., Himeno Y., Sasaki M. 1985. Effect of T.timopheevi and Ae.umbellulata cytoplasms on homoeologous chromosome pairing in wheat x rye hybrids. J. Faculty of Agriculture. Tottori University. Tottory. Japan. 21:1-9.

214. Nakata N. Yasumuro Y., Himeno Y., Sasaki M. 1986. Effect of nucleus, cytoplasm and their interaction on the perfomance of wheat x rye hybrids. J. faculty of Agriculture, Tottori University. Tottory, Japan. 22:1-9.

215. Nasuda S., Terachi Т., Tsunewaki K. 1991. Chloroplast variation in Aegilops caudata L. Jpn.J.Genet. 66: 752.

216. Neale D.B., Sederoff R.R. 1989. Paternal inheritance of chloroplast DNA and maternal inheritance of mitochondrial DNA in loblolly pine. Theor.Appl.Genet. 77: 212-216.

217. Neale D. В., Marshall K.A., Sederoff R.R. 1989. Chloroplast and mitochondrial DNA are paternally inherited in Sequoia sempervirens. Proc. Natl. Acad.Sci. USA. 86: 93479.

218. Neale D.B., Marshall K.A., Harry D.E. 1991. Inheritance of chloroplast and mitochondrial DNA in incense-cedar (Calocedrus decurrens). Can.J. For. Res. 21:717-720.

219. Neale D.B., Williams C.G. 1991. Restriction fragment length polymorphism mapping in conifers and applications to forest genetics and tree improvement. Can. J. For. Res. 21: 545-554.

220. Neale D.B., Wheeler N.C., Allard R. 1986. Paternal inheritance of chloroplast DNA in Douglas fir. Can. J. For. Res. 16:1152-1154.

221. Noli E., S. Salvi, R. Tuberosa. 1997. Comparative analysis of genetic relationships in barley based on RFLP and RAPD markers. Genome 40: 607-616.

222. Notsu Y., Masood S., Nishikawa T. et al. 2002. The complete sequence of the rice ('Oryza sativa L.) mitochondrial genome: Frequent DNA sequence acquisition and loss during the evolution of flowering plants. Mol. Genet. Genomics 268:434-445.

223. Numerova O.M., Pershina L.A. Meiosis of barley-wheat Fi hybrids and their regenerants. Barley Genetics VI, 1991, p.85-87.

224. Ohtsuka I. 1980. Function of a D genome chromosome on the compatible relation between wheat genomes and Aegilops squarrosa cytoplasm. Seiken Ziho. 29: 1839.

225. Ohtsuka I. 1981. Classification of tetraploid wheats based on differential response of their genomes to Aegilops squarrosa cytoplasm. Wheat Inf. Serv. 52: 23 28.

226. Ohtsuka I. 1991. Genetic differentiation in wheat nuclear genomes in relation to compatibility with Aegilops squarrosa cytoplasm and application to phylogeny of polyploid wheats. J. Fac. Agric. Hokkaido Univ. 65: 127 -198.

227. Ohtsuka I., Kihara H. 1976. The effect of 1D chromosome in Aegilops squarrosa cytoplasm, that manifest in gametes and zygotes. Jpn. J. Genet. 51: 433 434.

228. Ozkan H., Levy A.A., Feldman M. 2001. Allopolyploidy-Induced rapid genome Evolution in the Wheat (Aegilops -Triticum) Group. The Plant Cell13:1735-1747.

229. Ozkan H., Tuna M., Arumuganathan K. 2003. Nonadditive changes in genome size during allopolyploidization in the wheat (Aegilops-Triticum) group. J Hered. 94:260-4.

230. Panayotov I. 1980. New cytoplasmic male sterility sources in common wheat: their genetical and breeding consideration. Theor.Appl.Genet. 56:153-160.

231. Panayotov 1.1983. The cytoplasm in Triticinae. Proc. 6th Internat. Wheat Genetics Symposium, Kyoto. Japan. 481-497.

232. Panayotov I., Gotsov K. 1976. Interaction between Aeilops cytoplasm and Triticum genomes. Cer. Res. Commun. 4: 297-306.

233. Pauron C.M.R., Moore В., Casper M. 1995. Maize as a model of higher plant mitochondrial genome plasticity. Plant Sci. 112:11-32.

234. Peil A., Korzun V., Schubert V. et al. 1998. The application of wheat microsatellites to identify disomic Triticum aestivum-Aegilops markgrafii addition lines. Theor.Appl.Genet. 96: 138-146.

235. Pelletier G., Primard C., Videl F. 1983. Intergeneric cytoplasmic hybridization in Cruciferae by protoplast fusion. Mol. Gen. Gen. 191: 244-250.

236. Penner G.A. 1996. RAPD analysis of plant genomes. In: Methods of genome analysis in plants. P.P.Jauhar. (Ed.). N.-Y., London, Tokyo, CRC Press. 251-270.

237. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I., Devyatkina E.P. 1998. Biotechnological and cytogenetic aspects of producing new wheat genotypes using hybrids. Euphitica 100: 293-244.

238. Pershina L.A., Numerova O.M., Belova L.I. et al. 1988. Fertility in barley and wheat hybrids H.geniculatum All. x T.aestivum L., their regenerants and hybrid progeny of backrosses to T.aestivum L. Cer. Res. Commun. 16: 157-163.

239. Pestsova E.G., Ganal M.W., Roder M.S. 2000. Isolation and mapping of microsatellite markers specific for the D genome of bread wheat. Genome 43: 689-97.

240. Pickering R.A. Pollen-tube-stilodium interaction in Hordeum vulgare L.x H.bulbosum L. Barley Genetics IV, 1982, p.666-676.

241. Pickett A.A. Hybrid wheat results and problems. Advanced in Plant Breeding, V.15. Berlin, Humburg: Scientific Publishers, 1993, 259 p.

242. Pikaard C.S. 2000. The epigenetics of nucleolar dominance. Trends Genet. 16: 495500.

243. Plaschke J., Ganal M.W., Roder M.S. 1995. Detection of genetic diversity in closely related bread wheat using microsatellite markers. Theor.Appl.Genet. 91: 10011007.

244. Plaschke J., Berner A., Wendehake K., Roder M. 1996. The use of wheat aneuploids for the chromosomal assignmeent of microsatellite loci. Euphytica 89: 33-40.

245. Pring D.R., Chen W., Tang H.V. et al. 1998. Interaction of mitochondrial RNA editing and nucleolytic processing in the restoration of male fertility in sorghum. Curr. Genet. 33: 429 436.

246. Pruitt K.D., Hanson M.R. 1991. Transcription of the Petunia mitochondrial CMS-associated pcf locus in male sterile and fertility-restored lines. Mol. Gen. Genet. 227: 348-355.

247. Quetier F., Lejeune В., Delorme S. 1985. Molecular form and function of the wheat mitochondrial genome. Molecular Form and Function of the Plant Genome. New York: Plenum Press. 413-420.

248. Rabinovich S.V. 1998. Importance of wheat-rye translocations for breeding modern cultivars of Triticum aestivum L. Euphytica 100: 323-340.

249. Rajaram S., Mann C.E., Ortis Ferrara G., Mujeeb-Kazi A. 1983. Adaption, stability and high yield potential of certain 1B/1R CIMMYT wheats. P.613-621. In: S. Sakamoto (Ed). Proc. 6th Int. Wheat Genet. Symp., Kyoto, Japan.

250. Ramsay L., Macaulay M., degli Ivanissevich S. et al. 2000. A Simple Sequence Repeat-Based Linkage Map of Barley. Genetics 156:1997-2005.

251. Ramser J., Weising K., Chikaleke V., Kahl G. 1997a. Increased Informativeness of RAPD Analysis by detection of Microsatellite Motifs. BioTechniques 23: 285-290.

252. Ramser J., Weising K., Lopes-Peralta C. et al. 1997b. Molecular marker based taxonomy and phytogeny of Guinea yam (Dioscorea rotundata D. cayenensis). ф Genome 40: 903-915.

253. Raspe O. 2001. Inheritance of the chloroplast genome in Sorbus aucuparia L. (Rosaceae). J. Heredity 92: 507-509.

254. Rathburn H., Hedgcoth C. 1991. A chimeric open reading frame in the 5'-flanking region of coxl mtDNAfrom cytoplasmic male-sterile wheat. Plant Mol. Biol. 16: 909-912.

255. Reboud X., Zeyl C. 1994. Organelle inheritance in plants. Heredity 72: 132-140.

256. Reese M.G. 2001. Application of a time-delay neural network to promoter annotation in the Drosophila melanogaster genome. Comput Chem. 26: 51-56.

257. Rieseberg L.H., Van Fossen C., Arias D., Carter R.L. 1994. Cytoplasmic male sterility in sunflower: origin, inheritance, and frequency in natural populations. J. Hered. 85: 233-8.

258. Rieseberg L.H., Sinervo В., Linder C.R. et al. 1996. Role of gene interactions in hybrid speciation: evidence from ancient and experimental hybrids. Science 272: 741745.

259. Rieseberg LH, Raymond O, Rosenthal DM, Lexer C. 2003. Major ecological transitions in wild sunflowers facilitated by hybridization. Science 301(5637): 1211-6.

260. Riley R., Chapman V. 1967. The inheritance in wheat of crossability with rye. Genet. Res. 9: 259 267.

261. Riley R., Chapman V., Johnson R. 1968. Introduction of yellow rust resistance of Aegiiops comosa into wheat by genetically induced homoeologous recombination. Nature 217: 383-384.

262. Robertson L.D., Curits B.C. 1967. Monosomic analysis of fertility restoration in common wheat (Triticum aestivum). Crop Sci. 7: 493-495.

263. Robertson L.D., Frey K.J. 1984. Cytoplasmic effects on planttraits in interspetific mating of Avena. Crop Sci. 24: 200 204.

264. Roeder M.S., Korzun V., Wendehake K. et al. 1998. A microsatellite map of wheat. Genetics 149: 2007 2023.

265. Roeder M.S., Plaschke J., Koenig S.U. et al. 1995. Abandance variability and chromosomal location of microsatellites in wheat. Mol. Gen. Genet. 246: 327-333.

266. Roelofs D., van Velzen J., Kuperus P., Bachmann K. 1997. Molecular evidence for an • extinct parent of the tetraploid species Microseris acuminata and M. campestris

267. Asteraceae, Lactuceae). Mol. Ecol. 6: 641-649.

268. Rubiales D., Martin A. 1999. Chromosomal location in H.chilense and expression of common bunt resistance in wheat addition lines. Euphytica 109: 157 159.

269. Rubiales D., Niks R.E., Carver T.L. et al. 2001. Prospects for exploitation of disease resistance from Hordeum chilense in cultivated cereals. Hereditas 135: 161-9.

270. Saghai Maroof M.A., Biyashev R.M. et al. 1994. Extraordinarily polymorphic microsatellite DNA in barley: Species diversity, chromosomal locations, and population dynamics. Proc. Natl .Acad. Sci. USA 91: 5466-5470.

271. Saiki R.K., Scharf S., Faloona F. et al. 1985. Enzymatic amplification of beta-globin genomic sequences and restriction site analysis for diagnosis of sickle cell anemia. Science 230:1350-1354.

272. Salina EA, Numerova OM, Ozkan H, Feldman M. 2004. Alterations in subtelomeric tandem repeats during early stages of allopolyploidy in wheat. Genome 47: 860867.

273. Sanger F., Nicken S., Coulson A.R. 1977. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74: 5463-5467.

274. Sarria R., Lyznik A., Vallejos C.E., Mackenzie S.A. 1998. A cytoplasmic male sterility-associated mitochondrial peptide in common bean is post-translationally regulated. Plant Cell 10:1217-1228.

275. Sasakuma Т., Маап S.S. 1978. Male sterility-fertility restoration systems in Triticum durum Desf. Can. J. Genet. Cytol. 20: 389 398.

276. Saumitou-Laprade P., Cuguen J., Vernet P. 1994. Cytoplasmic male sterility in plants: molecular evidence and the nucleocytoplasmic conflict. Tree 9: 431-435.

277. Schnable PS, Wise RP. 1994. Recovery of heritable, transposon-induced, mutant alleles of the rf2 nuclear restorer of T-cytoplasm maize. Genetics 136: 1171-1185.

278. Schumann C.M., Hancock J.F. 1989. Paternal inheritance of plastids in Medicago sativa. Theor.Appl.Genet. 78: 863-866.

279. Sears E.R. 1956. The transfer of leaf rust resistance from Aegilops umbellulata to wheat. Brookhaven Symp. Biol. 9: 1 22.

280. Sears E.R. 1972. Chromosome engineering in wheat. In: Stadler Symp., Univ. of Missouri, Columbia, USA. 4: 23 38.

281. Sharma H.C., Gill B.S. 1983. New hybrids between Agropyron and wheat. III. Backcross derivatives, effect of Agropyron cytoplasm, and production of addition lines. Proc. 'Ц 6th Internat. Wheat Genetics Symposium. Kyoto. Japan. 213-221.

282. Sharma H.C., Ohm H. 1990. Crossability and embryo rescue enhancement in wide crosses between wheat and three Agropyron species. Euphytica 49: 209 214.

283. Sharp P.J., Chao S., Desai S.t Gale M.D. 1989. The isolation, characterization and application in Triticeae of a set of wheat RFLP probes identifying each homoelogous chromosome arm. Theor.Appl.Genet. 78:342-348.

284. Sherman J.D., Smith L.Y., Blake Т.К., Talbert L.E. 2001. Identification of barley genome segments introgressed into wheat using PCR markers. Genome 44:38-44.

285. Singh M., Brown G.G. 1991. Suppression of cytoplasmic male sterility by nuclear genes alters expression of a novel mitochondrial gene region. Plant Cell 3:1349-1362.

286. Siniavskaia M.G., Danilenko N.G., Davydenko O.G., Ermishina N.M., Bel'ko N.B., Gordei I.A. 2004. Inheritance of organelle DNA in rye (Seca/e cereale L.) and wheat (x Triticale Thch.) hybrids. Genetika 40:218-23.

287. Sitch L.A., Snape J.W. 1986. The influence of the Hordeum bulbosum and the wheat genotype on haploid production in wheat (Triticum aestivum). Z Pflanzenzuchtg. 96: 304-319.

288. Sitch L.A., Snape J.W., Firman S.J. 1985. Intrachromosomal mapping of crossability genes in wheat (Triticum aestivum). Theor.Appl.Genet. 70: 309 314.

289. Smith E.L., Schlehuber A.M., Young Jr. H.C., Edwards L.M. 1968. Registration of Agent wheat. Crop Sci. 8: 511 512.

290. Smith R.L., Chowdhury M.K.U., Pring D.R. 1987. Mitochondrial DNA rearrangements in Pennisetum associated with reversion form cytoplasmic male sterility to fertility. Plant Mol. Biol. 9: 277-286.

291. Sodmergen, Zhang Q., Zhang Y. et al. 2002. Reduction in amounts of mitochondrial DNA in the sperm cells as a mechanism for maternal inheritance in Hordeum vulgare. Planta 216: 235-244.

292. Soliman K., Fedak G., Allard R.W. 1987. Inheritance of organelle DNA in barley and Hordeum x Secale intergeneric hybrids. Genome 29: 867-872.

293. Soltis D.E., Soltis P.S. 1993. Molecular data and the dynamic nature of polyploidy. Crit. Rev. Plant. Sci. 12:243-273.

294. Soltis D.E., Soltis P.S. 2000 The role of genetic and genomic attributes in the success of polyploids. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97: 7051-7057.

295. Song J., Hedgcoth C. 1994. Influence of nuclear background on transcription of a chimeric gene (orf256) and coxl in fertile and cytoplasmic male sterile wheats. Genome 37: 203-209.

296. Song K., Lu P., Tang K., Osborn T.C. 1995. Rapid genome change in synthetic polyploids of Brassica and its implications for polyploid evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 7719-7723.

297. Sourdille P., Tavaud M., Charmet G., Bernard M. 2001. Transferability of wheat microsatellites to diploid Triticeae species carrying the А, В and D genomes. Theor.Appl.Genet. 103: 346-352.

298. Stephens S.G. 1949. The cytogenetics of speciation in Gossypium. I. Selective elimination of the donor parent genotype in interspecific backcrosses. Genetics 34: 627-637.

299. Stephenson P., Bryan G., Kirby J. et al. 1998. Fifty new microsatellite loci for the wheat gentic map. Theor.Appl.Genet. 97: 946-949.

300. Stracke S., Schilling A.G., Forster J. et al. 2003. Development of PCR-based markers linked to dominant genes for male-fertility restoration in Pampa CMS of Secale cereale L. Theor.Appl.Genet. 106:1184-1190.

301. Suemoto H. 1973. The origin of the cytoplasm of tetraploid wheats. In. Proc. 4 Int. Wheat Genet Symp. Columbia. P. 109-113.

302. Suzuki Т., Nakamura C., Mori N. et al. 1994. Homoeologous group 1 chromosomes of Agropyron restore nucleus-cytoplasm compatibility in alloplasmic common wheat with Agropyron cytoplasms. Jpn. J. Genet. 69: 41 51.

303. Svitashev S.K., Bryngelsson Т., Li X., Wang R.R. 1998. Genome-specific repetitive DNA and RAPD markers for genome identification in Elymus and Hordelymus. Genome 41: 120-128.

304. Tahir C.M., Tsunewaki T. 1969. Monosomic analysis of Triticum spelta var. duhamelinum a fertility-restores for T.timopheevii cytoplasm. Japan J. Genet. 44: 1-9.

305. Tahir Ch. M., Tsunewaki K. 1971. Monosomic analysis of fertility-restoring genes in Triticcum aestivum strain P168. Can. J. Genet. Cytol. 13: 14-19.

306. Taketa S.p Choda M., Ohashi R. et al. 2002. Molecular and physical mapping of a barley gene on chromosome arm 1 HL that causes sterility in hybrids with wheat. Genome 45: 617-25.

307. Taketa S., Takahashi H., Takeda K. 1998. Genetic variation in barley of crossability with wheat and its quantitative traite loci analysis. Euphytica 103:187-193.

308. Taketa S., Takeda K. 1997. Expression of dominant marker genes of barley in wheat-barley hybrids. Genes Genet. Syst. 72:101-106.

309. Tang H.V., Pring D.R., Shaw L.C. et al. 1996. Transcript processing internal to a mitochondrial open reading frame is correlated with fertility restoration in male-sterile sorghum. Plant J. 10: 123-133.

310. Tanner D.G., Falk D.E. 1982. The interaction of genetically controlled crossability in wheat and rye. Canad. J. Genet. Cytol. 23: 27-32.

311. Tautz D., Renz M. 1984. Simple sequence are ubiquitious repetitive component of eukaryotic genomes. Nucleic Acids Res. 12: 4127-4137.

312. Tautz D. 1989. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers. Nucleic Acids. Res. 17: 6463-6471.

313. Testolini R., Cipriani G. 1997. Paternal inheritance of chloroplast DNA and maternal inheritance of mtDNA in the genus Actinidia. Theor.Appl.Genet. 94: 897-903.

314. Thiellement H. 1982. Cytoplasmic male sterility in Vicia faba L. Part 6. Genetical arguments for cytoplasmic heterogeneity. Theor.Appl.Genet. 61 : 47-52.

315. Thomas J.B., Mujeeb K.A., Rodriguez R., Bates L.S. 1977. Barley-wheat hybrids. Cer.l Res. Commun. 5: 181-188.

316. Tsuji S., Maan S.S. 1981. Differential fertility and transmission of male and female gametes in alloplasmic wheat hybrids. Can. J. Genet. Cytol. 23: 337 348.

317. Tsuji S., Murata M. 1976. Specific interaction between the D genome and the three alien cytoplasms in wheat. II. Seed inviability induced by the alien cytoplasms. Jpn. J. Genet. 51: 327 336.

318. Tsujimoto H., Panayotov I., Tsunewaki K. 1987. Behavior of an extra chromosome carried by alloplasmic common wheat lines having Agropyron trichophorum cytoplasm. Jpn. J.Genet. 62: 291 -299.

319. Tsujimoto H., Tsunewaki K. 1984. Chromosome location of fertility-restoring gene of a common wheat Chinese Spring for the Aegilops mutica cytoplasm. Wheat Inf. Serv. 58: 4 8.

320. Tsukamoto N. Asakura N. Hattori N. et al. 2000. Identification of paternal mitochondrial DNA sequences in the nucleus-cytoplasm hybrids of tetraploid and hexaploid wheat with D and D2 plasmons from Aegilops species. Curr Genet. 38: 208-217.

321. Tsunewaki K. 1974. Monosomic analysis of two restorers to Ae. caudata and Ae. umbellulata cytoplasms. Jpn. J. Genet. 49: 423-433.

322. Tsunewaki K. 1980. Genetic diversity of the cytoplasm in Triticum and Aegilops Tokyo : Japan. Soc. Prom. Sci. 190 p.

323. Tsunewaki K. 1982. Monosomic analysis on the fertility restoration by Triticum aestivum с v. Chinese Spring against Aegilops ovata cytoplasm. Jpn. J. Genet. 57: 513 -525.

324. Tsunewaki K. 1996. Plasmon analysis as the counterpart of genome analysis. In: Methods of Genome Analysis in Plants (Jauhar P.P., ed.). CRC Press, New York, 271-299.

325. Tsunewaki K., Mukai Y. 1990. Wheat haploids through the Salmon method. In: Bajaj, Y.P.S. (Ed.), Biotechnology in Agriculture and Forestry, Vol. 13. Springer-Verlag, Berlin. 460-478.

326. Tsunewaki K., Mukai Y., Endo T. 1976. Genetic diversity of the cytoplasm in Triticum and Aegilops VI. Distribution of the haploid-inducing cytoplasms. Jap. J. Genet. 51: 193-200.

327. Tsunewaki K., Mukai Y., Endo T.R. 1980. Genetic diversity of the cytoplasm in Triticum and Aegilops. Genetic Diversity of the Cytoplasms in Triticum and Aegilops. Tokio: Japan Soc. Promot. Publ. Sci. pp.159-210.

328. Tsunewaki K., Tsujimoto H. 1984. Genetic diversity of the cytoplasm in Triticum and Aegilops Proc. VI. Int. Wheat Genet. Symp. 1139 1144.

329. Tsunewaki К., Yoshida Т., Tsuji S. 1983. Genetic diversity of the cytoplasm in Triticum and Aegiiops. IX. The effect of alien cytoplasm on seed germination of common wheat. Jpn.J. Genet. 58: 33-41.

330. Tsunewaki K., Wang G.S., Matsuoka Y. 1996. Plasmon analysis of Triticum (wheat) and Aegiiops. I Production of alloplasmic common wheats and their fertilites. Genes Genet. Syst. 71: 293-311.

331. Tsunewaki K., Wang G.Z., Matsuoka Y. 2002. Plasmon analysis of Triticum (wheat) and Aegiiops. 2. Characterization and classification of 47 plasmons based on their effects on common wheat phenotype. Genes Genet. Syst. 77: 409-27.

332. Vedel F., Quetier F., Cauderon Y., Doussinault G. 1981. Studies on maternal inheritance in polyploid wheats with cytoplasmic DNAs as genetic markers. Theor.Appl.Genet. 59: 239-245.

333. Wagner D.B., Dong J., Carlson M. R.f Yanchuk A. D. 1991. Paternal leakade of mitochondrial DNA in Pinus. Theor.Appl.Genet. 82: 510-514.

334. Wang G.-L., Dong J.-M., Paterson A.H. 1995. The distribution of Gossypium hirsutum chromatin in G. barbadense germplasm: molecular analysis of introgressive hybridization. Theor Appl Genet 91:1153-1161.

335. Waters E.R., Schaal B.A. 1996. Heat shock induces a loss of rRNA-encoding DNA repeats in Brassica nigra. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 1449-1452.

336. Weber J.L., May P.E. 1989. Abundant class of human DNA polymorphisms which can be typed using the polymerase chain reaction. Am. J. Hum. Genet. 44: 388 396.

337. Wei J., Wang R. R. 1995. Genome- and species-specific markers and genome relationships of diploid perennial species in Triticeae based on RAPD analyses. Genome 38: 1230-1236.

338. Weissenbach J. 1998. The Human Genome project: from mapping to sequencing. Clin. Chem. Lab. Med. 36: 511-514.

339. Wen L., Chase C.D. 1999. Pleiotropic effects of a nuclear restorer-of-fertility locus on mitochondrial transcripts in male-fertile and S male-sterile maize. Curr. Genet. 35: 521-526.

340. Wendel J.F., Schnabel A., Seelanan T. 1995. Bidirectional interlocus concerted evolution following allopolyploid speciation in cotton. Proc. Natl. Acad. Sci. USA <щ 92:280-284.

341. Wendel J.F. 2000. Genome evolution in polyploids. Plant molecular biology 42: 225249.

342. White E.E. 1990. Chloroplast DNA in Pinus monticola. 2. Survey of within-species variability and detection of heteroplasmic individuals. Theor.Appl.Genet. 79: 2515.

343. Williams P.M., Barkan A. 2003. A chloroplast-localized PPR protein required for plastid ribosome accumulation. Plant J. 36: 675-686.

344. Williams J.G.K., Kubelik A.R., Rafalski J.A. 1990. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. Nucl. Acids. Res. 25: 6531-6535.

345. Wolffe A.P., Matzke M.A. 1999. Epigenetics: regulation through repression. Science. ^ 286: 481-486 .

346. Xue S., Zhang Y., Xu J. 1988. Morphology and cytology of the fertile alloplasmist Hordeum vulgare (L.)- Triticum aestivum (L.). Scientia Agricultura Sinica. 21: 46 -50.

347. Yen F.S., Evans L.E., Larter E.N. 1969. Monosomic analysis of fertility restoration in three restorer lines of wheat. Canad J Genet, Cytol. 11: 531-546.

348. Young E.G., Hanson M.R. 1987. A fused mitochondrial gene associated with cytoplasmic male sterility is developmentally regulated. Cell 50:41-49.

349. Yu H.S., Huang B.Q., Russell S.D. 1994. Transmission of male cytoplasm during fertilization in Nicotiana tabacum. Sex Plant Reprod. 7: 313-323.

350. Zabala G., Gabay-Laughnan S.t Laughnan J.R. 1997. The nuclear gene Rf3 affects the expression of the mitochondrial chimeric sequence R implicated in S-type male sterility in maize. Genetics 147: 847-860.

351. Zeven A.C. 1987. Crossability percentages of some 1400 bread wheat varieties and lines with rye. Euphytica 36: 299 319.

352. Zhang L., Pickering R., Murray B. 1999. Direct measurement of recombination frequency in interspecific hybrids between Hordeum vulgare and H. bulbosum using genomic in situ hybridization. Heredity 83:304-9.

353. Zhang W., Qu L.-J., Gu H. et al. 2002. Studies on the origin and evolution of tetraploid • wheats based on the internal transcribed spacer (ITS) sequences of nuclearribosomal DNA. Theor.Appl.Genet. 104: 1099-1106.

354. Zhang Q., Liu Y., Sodmergen. 2003. Examination of the cytoplasmic DNA in male reproductive cells to determine the potential for cytoplasmic inheritance in 295 angiosperm species. Plant Cell. Physiol. 44: 941-51.

355. Zhang P., Friebe В., Gill B.S. 2002. Variation of a genome-specific DNA sequence on chromosomes reveals evolutionary relationships in the Triticum and Aegilops complex. Plant. Syst. Evol. 235: 169-179.

356. Zhao X.-P., Si Y., Hanson R. E. et al. 1998. Dispersed Repetitive DNA Has Spread to New Genomes Since Polyploid Formation in Cotton. Genome Res. 8: 479-492.

357. Zhao X., Ganal M.W. 1996. Applications of repetitive DNA sequences in plant genome analysis. In: Paterson A.H. (ed) Genome mapping in plants. Academic Press. 111125.

358. Zheng Y., Luo M., Yen C., Yang J. 1992. Chromosome location of a new crossability gene in common wheat. Wheat Information Service 75: 36-40.

359. Zuker M. 2003. Mfold web server for nucleic acid folding and hybridization prediction. Nucleic Acids Res. 31: 3406-3415170