Молекулярно-генетическая диагностика и эффективность различных опций терапии дефицита пируваткиназы у детей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Черняк Екатерина Александровна

• Черняк Екатерина Александровна
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Черняк Екатерина Александровна

Введение

Глава 1. Обзор литературы

1.1 Эпидемиология

1.2 Патогенез и генетические аспекты ДПК

1.2.1 Фермент пируваткиназа и патофизиологические основы заболевания

1.2.2 Молекулярно-генетическая характеристика

1.3 Клинические проявления ДПК

1.3.1 Перинатальные осложнения

1.3.2 Неонатальные проявления

1.3.3 Клиническая картина у детей и взрослых

1.4 Диагностика ДПК

1.5 Дифференциальная диагностика

1.6 Терапевтическая тактика при ДПК

1.7 Экспериментальные протоколы лечения

1.7.1 Аллостерический активатор: результаты исследования

Глава 2. Материалы и методы исследования

2.1 Характеристика пациентов

2.2 Клиническое обследование пациентов, включенных в исследование

2.3 Лабораторное обследование пациентов

2.3.1 Молекулярно-генетическое исследование

2.4 Оценка степени перегрузки железом

2.5 Статистическая обработка данных

Глава 3. Результаты исследования

3.1 Анализ данных реестра

3.2 Молекулярно-генетическая характеристика пациентов с ДПК

3.3 Клиническая и молекулярно-генетическая характеристика группы пациентов с ранее не описанными мутациями в гене РКЬК

3.4 Взаимосвязь между клиническим течением заболевания и генотипом

3.5 Лабораторная характеристика пациентов

3.5.1 Оценка результатов специфических лабораторных методов диагностики наследственных гемолитических анемий у пациентов с ДПК

3.5.2 Анализ диагностических ошибок

3.6 Оценка посттрансфузионной перегрузки железом

3.7 Анализ эффективности проведенной спленэктомии

2

Обсуждение

Выводы

Практические рекомендации

Список сокращений

Список литературы

Приложение 1. Алгоритм диагностики пациентов с ДПК

Приложение 2. Результаты молекулярно-генетического исследования

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярно-генетическая диагностика и эффективность различных опций терапии дефицита пируваткиназы у детей»

ВВЕДЕНИЕ Актуальность проблемы

Наследственная несфероцитарная гемолитическая анемия вследствие дефицита пируваткиназы (ДНК) является одной из наиболее часто встречающихся наследственных несфероцитарных гемолитических анемий [8] и самой распространенной среди всех анемий в результате дефекта гликолитических ферментов [9-10]. Впервые заболевание было описано W.N. Valentine и соавт. в 1961 г. [11].

ДНК — это аутосомно-рецессивное заболевание, развитие которого связано с дефицитом одного из ферментов гликолиза - пируваткиназы в эритроцитах. Дефицит фермента нарушает процесс превращения фосфоенолпирувата (ФЕН) в пируват в цикле Кребса, что приводит к снижению продукции аденозинтрифосфата (АТФ), сокращая продолжительность жизни эритроцитов. На сегодняшний день описано более 200 мутаций, обнаруженных в гене PKLR у пациентов с ДНК [12]. Гомозиготные или компаунд-гетерозиготные мутаций в данном гене приводят к развитию наследственной гемолитической анемии. Молекулярно-генетические дефекты гена PKLR у пациентов с ДНК характеризуются гетерогенностью, что затрудняет анализ взаимосвязи генотипа и тяжести клинических проявлений у пациентов.

Точных данных о частоте встречаемости ДНК нет, что, вероятнее всего, связано с разнообразием клинических проявлений, трудностями диагностики и специфичности требующихся методов исследования.

Клиническая картина ДНК может варьироваться от анемии легкой степени тяжести с хроническим субкомпенсированным гемолизом, не требующим трансфузионной поддержки до тяжелого течения с внутриутробной водянкой плода и потребностью в регулярных трансфузиях эритроцитной массы с первых месяцев жизни. Тяжесть течения заболевания может меняться с возрастом, как правило, с увеличением интервала между трансфузиями, однако возможны и обратные варианты. У 25% пациентов отмечено хотя бы одно из таких перинатальных осложнений как задержка внутриутробного развития, незрелость, водянка плода, преждевременные роды [10].

ДНК также характеризуется спленомегалией либо гепатоспленомегалией, иктеричностью кожных покровов и склер, а также развитием в отдаленные сроки желчнокаменной болезни (ЖКБ) и посттрансфузионной перегрузки железом. Нри тяжелой трансфузионной зависимости в первые годы жизни возможно развитие костных деформаций за счет реактивного гемопоэза. Экстрамедуллярный гемопоэз в результате неэффективного эритропоэза встречается примерно у 10% пациентов [13]. Согласно

международным данным, описана также корреляция между определенным генотипом и развитием у пациентов печёночной недостаточности [14].

К методам стандартизированной диагностики ДНК относится определение активности фермента, а также поиск мутаций в гене PKLR. Однако в связи гетерогенностью клинических проявлений, возраста дебюта трансфузионной зависимости, малодоступностью специфических методов обследования, регулярными заместительными трансфузиями у части пациентов, затрудняющими оценку активности фермента, большинство пациентов с данным заболеванием сталкивается с длительным процессом постановки диагноза, который требует проведения большого числа гематологических исследований до момента верификации диагноза. Члены их семей также требуют проведения обследования с определением ферментативной активности и генетическим тестированием. Носле постановки диагноза пациенты требуют динамического мониторинга состояния и возможных осложнений, включающего в себя оценку перегрузки железом как лабораторными методами, так и визуализацию с помощью МРТ в режиме Т2*, в связи с высоким риском вторичной перегрузки даже у пациентов с нерегулярными трансфузиями эритроцитной массы. Своевременное начало адекватной хелаторной терапии позволяет избежать тяжелых осложнений со стороны сердечно-сосудистой системы, цирроза печени, улучшая качество жизни пациентов.

В настоящее время в связи с отсутствием куративных опций для пациентов с ДНК терапия носит поддерживающий характер и включает в себя трансфузии эритроцитной массы, обеднённой лейкоцитами и тромбоцитами (ЭМОЛТ), спленэктомию по показаниям, а также хелаторную терапию. Правильно установленный диагноз позволяет избежать проведения спленэктомии всем пациентам с данной нозологической формой, заменив оперативное вмешательство консервативным лечением. Среди потенциальных методов лечения рассматривается трансплантация гемопоэтических стволовых клеток (ТГСК) и экспериментальные варианты генной терапии. Проводится дальнейшее изучение патофизиологических процессов, влияющих на течение заболевания, с целью поиска терапевтических мишеней.

Таким образом, вопрос своевременной постановки диагноза пациентам с последующим полноценным мониторингом потенциальных осложнений заболевания, выработка тактики ведения пациента и оценки прогноза для пациентов с ДНК является в настоящее время актуальной, требующей дальнейшего изучения задачей.

Цель исследования

Разработать алгоритм молекулярно-генетической диагностики и наиболее эффективного лечения дефицита пируваткиназы эритроцитов у детей.

Задачи исследования

1. Создать реестр данных пациентов с ДНК на территории Российской Федерации.

2. Охарактеризовать молекулярно-генетические дефекты у пациентов с ДНК и сопоставить генотип с фенотипом заболевания при ДНК.

3. Провести анализ гематологических проявлений и соматических осложнений у детей с ДНК.

4. Разработать алгоритм диагностики ДНК.

5. Разработать оптимальную тактику лечения пациентов с ДНК.

Научная новизна исследования

Впервые в Российской Федерации на основе национальной исследовательской базы по наследственным гемолитическим анемиям создан реестр пациентов с ДНК, который включает клинические данные пациентов и их генетическую характеристику. Нроведен анализ клинического течения заболевания и его сопоставление с генотипом. Дана клиническая характеристика пациентов с ранее не описанными мутациями гена РКЬЯ.

Нроведен анализ спектра гематологических проявлений и гастроэнтерологических осложнений у детей с ДНК. Нроанализирована целесообразность проведения спленэктомии в качестве потенциально куративного метода, продемонстрирована нецелесообразность использования данного метода лечения в качестве обязательного для всех пациентов с ДНК. В рамках обследования трансфузионно зависимых пациентов подтверждена высокая вероятность перегрузки печени железом, требующая своевременного начала адекватной хелаторной терапии.

Выполнена оценка гематологических лабораторных показателей у пациентов, включая анализ отдельных лабораторных методов для диагностики ДНК.

На основании полученных результатов анализа клинической картины и результатов лабораторных исследований оптимизирован алгоритм диагностики ДНК, а также предложен алгоритм выбора тактики ведения пациентов.

Практическая значимость

Впервые созданный в РФ реестр пациентов детского возраста с ДПК позволяет объединить информацию о больных этой редкой нозологической формой для анализа эпидемиологических данных, особенностей клинического течения заболевания в зависимости от фенотипа и молекулярно-генетического дефекта, а также мониторинга потенциальных осложнений. Выработан оптимальный алгоритм диагностики для пациентов с данным заболеванием.

Основные положения диссертации, выносимые на защиту

1. В Российской Федерации генетические характеристики пациентов с ДПК имеют большую вариабельность. У пациентов с ДПК преобладают компаунд-гетерозиготные мутации (74,42%) гена РКЬЯ. По результатам молекулярно-генетического исследования у 44,19% пациентов выявлены не описанные ранее мутации гена РКЬЯ.

2. Для пациентов детского возраста с ДПК в Российской Федерации характерно тяжелое течение заболевания. В течение жизни не менее одной трансфузии ЭМОЛТ требовали 97,7% пациентов. Регулярные трансфузии ЭМОЛТ получают 72,1% пациентов с ДПК.

3. Спленэктомия эффективна для достижения трансфузионной независимости только у 50% пациентов. Однако, даже у пациентов, не нуждающихся после оперативного вмешательства в трансфузиях эритроцитной массы, достичь нормализации показателей гемоглобина, ретикулоцитов, снижения гипербилирубинемии не удалось.

4. Всем пациентам с ДПК необходимо проведение комплексной оценки перегрузки железа с целью своевременного начала адекватной хелаторной терапии и профилактики потенциальных осложнений, а также динамический контроль УЗИ органов брюшной полости в связи с риском развития желчнокаменной болезни.

5. ДПК должен быть включен в круг дифференциальных диагнозов при подозрении на наследственную гемолитическую анемию.

Внедрение результатов в практику

Результаты исследования внедрены в клиническую практику Национального медицинского исследовательского центра детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева Минздрава России.

Апробация диссертации

Основные результаты работы, составившие содержание диссертации, доложены и обсуждены на: научно-клиническом совете Федерального государственного бюджетного учреждения «Национального медицинского исследовательского центра детской гематологии, онкологии и иммунологии имени Дмитрия Рогачева» Министерства Здравоохранения Российской Федерации 21 декабря 2020 г. (г. Москва). Материалы диссертации представлены на Российском конгрессе «Детская онкология, гематология и иммунология XXI века: от науки к практике» в ФГБУ «НМИЦ ДГОИ им. Дмитрия Рогачева» 27-29 мая 2021 г. (г. Москва); виртуальном конгрессе Европейской гематологической ассоциации 9-17 июня 2021 г.

Публикации и внедрение результатов исследования

Но материалам диссертации опубликовано 3 печатных работы в журналах, рекомендованных в перечне ВАК Министерства образования и науки Российской Федерации.

Личный вклад автора

Автор непосредственно участвовала в формулировании цели и задач исследования, наборе клинического материала, создании реестра пациентов с ДНК, включающем данные диагностики, лечения и мониторинга осложнений, анализе и статистической обработке данных, интерпретации полученных результатов, подготовке публикаций и докладов по теме диссертации.

Структура и объем диссертации

Диссертационная работа изложена на 96 страницах машинописного текста. Состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, собственных результатов, обсуждения полученных результатов, выводов и практических рекомендаций. Список литературы содержит 120 источников, в том числе 7 отечественных и 113 зарубежных. Работа иллюстрирована 16 таблицами, 10 рисунками.

Глава 1. Обзор литературы

1.1 Эпидемиология

С момента первого описания наследственной несфероцитарной гемолитической анемии, вызванной дефицитом пируваткиназы эритроцитов, опубликованного W.N. Valentine и соавторами в 1961 году [11], удалось существенно дополнить данные о распространенности заболевания во всем мире. Данные о частоте встречаемости существенно различаются в зависимости от географического региона и находятся в диапазоне от 3 до 8,5 на 1 000 000 человек [13, 15]. Принимая во внимание специфичность требуемых методов диагностики и недоступность их в некоторых регионах, по данным других исследований, анализировавших распространенность ДПК, расчетная частота встречаемости данной нозологии в отдельных районах США и Европы может достигать 50 на 1 000 000 человек [16-18]. Учитывая аутосомно-рецессивный характер наследования заболевания, в исследования, как правило, включаются только пациенты с компаунд-гетерозиготными и гомозиготными мутациями, имеющие хроническую анемию различной степени тяжести. Носители гетерозиготных мутаций чаще всего не имеют проявлений заболевания и не обращаются для проведения дообследования. Потенциальная частота встречаемости пациентов с гетерозиготными мутациями гена PKLR в различных популяциях варьирует от 0,15 до 6% [13].

Широко распространен ДПК на территории государств Ближнего Востока и тропической Африки, что наиболее вероятно связано с эндемичностью этих регионов по малярии. В исследованиях на мышиных моделях были получены доказательства протективного эффекта в виде снижения репликации малярийного плазмодия в эритроцитах с дефицитом фермента, а также усиление фагоцитоза пораженных эритроцитов [10, 13, 19].

Более высокая частота встречаемости отдельных патогенных вариантов характерна для изолированных в течение длительного времени по географическим или религиозным причинам популяций, таких как пенсильванская община амишей (генотип c.1436G>A/ c.1436G>A), общины цыган (делеция нуклеотидной пары 1149 и потеря 11 экзона) [20].

1.2 Патогенез и генетические аспекты ДПК

1.2.1 Фермент пируваткиназа и патофизиологические основы заболевания

Пируваткиназа (ПК) - это один из основных ферментов гликолиза. Под действием этого фермента происходит одна из заключительных необратимых реакций в цикле Кребса - процесс превращения фосфоенолпирувата в пируват с фосфорилированием аденозиндифосфата (АДФ) и образованием молекулы АТФ.

Для эритроцитов в отсутствие митохондрий основным источником энергии служат гликолитические реакции, среди которых около 50% АТФ эритроцитам дает непосредственно реакция с участием пируваткиназы. В условиях дефицита фермента нарушается работа мембранных насосов со сдвигом электрохимического градиента мембраны эритроцитов, что приводит к сокращению продолжительности их жизни и преждевременной элиминации из кровотока после попадания в селезенку [21-22]. Кроме синтеза АТФ гликолитический путь обеспечивает также образование 2,3-дифосфоглицерата (2,3-ДФГ), модулирующего сродство гемоглобина к кислороду, и восстановление никотинамидадениндинуклеотида (НАД+Н), выступающего кофактором для последующей энзиматической редукции метгемоглобина.

НК может существовать в различных формах: как в виде мономера, так и декамера. В активной форме НК это голотетрамер, закодированный двумя генами: РКЬК и РКМ и представленный в виде 4 изоформ:

• PKL - экспрессируется в тканях печени, коры почек и тонкой кишке,

• PKR - преобладает в эритроцитах,

• PKMl - экспрессируется в скелетных мышцах, сердечной мышце и тканях мозга,

• PKM2 - экспрессируется тканями плода, пролиферирующими тканями взрослого человека.

R- и L-субъединицы экспрессируются с разных тканеспецифичных промоторов гена РКЬЯ. Две другие изоформы: PKMl и PKM2, кодируются геном РКМ, в 9 и 10 экзонах соответственно. Среди 4 изоформ выделяется PKMl, не имеющая аллостерического механизма активации и обладающая большим сродством к ФЕН чем 3 другие. Эта изоформа экспрессируется в органах, нуждающихся в быстрых темпах восстановления энергии, таких как сердечная мышца и ткани мозга.

В эритроцитах человека выделяют две изоформы PKR, каждая из которых присутствует в эритроцитах на всех стадиях развития. Однако для предшественников эритроцитов в большей степени характерно содержание PKRl, в то время как в зрелых эритроцитах преобладает PKR2. В 1970 году Paglia с соавторами описали снижение кинетической активности НК в течение жизни эритроцита. Наибольшей активностью характеризуется НК ретикулоцитов [23]. Нри этом PKR2 в зрелых эритроцитах отличается большей стабильностью при меньшей активности фермента. На ранних стадиях развития эритроцитов - в эритробластах - кроме PKR экспрессируется также PKM2 изоформа, которая отсутствует при электрофорезе фермента в более зрелых эритроцитах. Изоформа PKM2 в дальнейшем заменяется тремя другими изоформами: PKL, PKR и PKMl.

ПК эритроцитов - это аллостерически регулируемый фермент, состоящий из 4 субъединиц [24]. Каждая субъединица включает в себя 3 основных домена: домен А, домен B, COOH-концевой С-домен и ^ЫИ2-концевой домен. Активный сайт фермента находится между доменами А и В, вращение которых относительно друг друга позволяет менять конформацию фермента. В качестве аллостерического центра выступает карман домена С, находящийся на расстоянии 40А от активного центра. ПК может существовать в 2 конформациях: неактивной (Т) и активной переход между которыми осуществляется благодаря сразу нескольким регуляторам [8, 25]. Повышение концентрации ФЕП, а также присоединение к активному центру фруктозо-1,6-дифосфата [26] активируют тетрамер, в то время как повышение содержания АТФ в эритроцитах приводит к его дезактивации [27]. Более сложное строение ПК, чем других гликолитических ферментов, высокая вариабельность КН2-концевого домена способствуют динамичному изменению конформации фермента, что обеспечивает процессы регуляции образования АТФ.

При дефиците ПК синтез АТФ в ретикулоцитах происходит только в митохондриях с помощью окислительного фосфорилирования. После попадания с кровотоком в селезенку ретикулоциты находятся в условиях ограниченного содержания глюкозы и кислорода, что приводит к метаболическому блоку с накоплением промежуточных продуктов гликолиза: ФЕП, 2-фосфоглицерата, 3-фосфоглицерата, 2,3-ДФГ. Избыток 2,3-ДФГ ингибирует гексокиназу, способствуя дальнейшему торможению процессов гликолиза, с нарушением целостности мембраны эритроцитов и их преждевременным разрушением. При этом в кровоток из костного мозга постоянно поступают предшественники эритроцитов -ретикулоциты, имеющие остаточные органеллы, что обеспечивает им высокое содержание АТФ. Именно с этим связано то, что результаты измерения количества АТФ в эритроцитах и предшественниках могут носить непостоянный характер с колебаниями до практически нормальных значений в зависимости от количества ретикулоцитов в кровотоке [13].

1.2.2 Молекулярно-генетическая характеристика

За кодирование изоформы ПК, необходимой для эритроцитов - PKR, отвечает ген РКЬЯ. Он состоит из 12 экзонов и расположен на длинном плече 1 хромосомы (Ц21), охватывая 9,5 кб. Точечные мутации в этом гене были впервые описаны в 1991 г. [28-29].

Компаунд-гетерозиготные и гомозиготные мутации гена РКЬК приводят к выраженному снижению экспрессии фермента, снижению каталитической активности PKR либо снижению стабильности изоформы. При гетерозиготных мутациях снижение количества и активности ПК происходит, но не сопровождается клиническими проявлениями заболевания.

Несмотря на то, что мутации описаны во всех кодирующих областях гена и промоторной области, с наибольшей частотой они встречаются в 7, 8, 9 и 11 экзонах [15]. Натогенные варианты, находящиеся в 1 экзоне, специфичны для R-изоформы, в то время как мутации, затрагивающие 2 экзон, специфичны для L-изоформы, мутации в 10 других экзонах могут затрагивать и R-, и L-изоформы [30].

На сегодняшний день описано более 300 мутаций в гене РКЬК [31-32]. Согласно международным данным, впервые описанные мутации встречаются примерно у 25% пациентов в популяции [33], с большей плотностью сходных генотипов только в отдельных этнических группах. Нри этом во всех группах отмечено преобладание точечных миссенс-мутаций, в результате которых происходят структурные дефекты белка и/или функциональные нарушения фермента. В зависимости от географического региона частота миссенс-мутаций в гене РКЬК составляет от 66 до 72%, на втором месте по частоте находятся мутации сайта сплайсинга - около 13% [15, 33-35].

Данные литературы по ДНК в основном включают в себя публикации с описанием отдельных клинических случаев либо небольших выборок пациентов для конкретного географического региона.

Canu G. и соавторами в 2016 году было выполнено первое крупное исследование, давшее характеристику 256 мутациям в гене РКЬЯ. Но результатам среди 256 патогенных вариантов 72% (184 мутации) составили однонуклеотидные замены (172 миссенс-мутации, 12 нонсенс-мутаций), 13% (33) - мутации, затрагивающие промотор и интрон, 9% (23) -делеции, 3% (8) - инсерции, 2% (6) - полиморфизмы, менее 1% (2) - малые инсерции и микроделеции. Кроме того, было проанализировано географическое распространение патогенных вариантов по регионам, в которых данная мутация была впервые описана: 60% (155) было зарегистрировано в Европе, 21% (55) в Азии, 7% (18) в США и Канаде, 5% (12) на Среднем Западе США и в странах Африки, 1% (2) в Австралии и около 2% (4) в других странах, включая цыганские общины и Бразилию [34].

В 2020 году Bianchi P. и соавторы опубликовали данные по 257 пациентам с 127 различными патогенными вариантами, что еще раз подтвердило гипотезу о широком разнообразии генетических вариантов. Впервые описаны были 35,4% (45) мутаций. Среди 127 мутаций выделены 84 (66,14%) миссенс-мутации (М) и 43 не миссенс мутации (ЫЫМ): 20 (15,75%) мутаций с формированием преждевременного стоп-кодона (7 нонсенс-мутаций, 13 мутаций со сдвигом рамки считывания), 11 (8,66%) мутаций сайта сплайсинга, 5 (3,94%) крупных делеций, 4 (3,15%) мутации внутри рамки считывания, 3 (2,36%) промоторных варианта. Нациенты с двумя не миссенс-мутациями имели более тяжелый фенотип, чем пациенты с хотя бы одной миссенс-мутацией, и требовали большую

12

трансфузионную нагрузку в течение жизни с вторичной перегрузкой железом, а также чаще требовали проведения спленэктомии [32].

Согласно международным публикациям, определенные патогенные варианты имеют большую встречаемость в отдельных странах и регионах.

Montllor L. с соавторами в 2017 году описали когорту из 15 пациентов с ДНК в Испании в возрасте от 3 до 65 лет с двумя наиболее часто встречающимися мутациями: c.721G>T (p.E241Ter) - 26,6 %, c.1456 C>T (p.R486W) - 13,3 % [36]. В опубликованных ранее исследованиях по распространенности ДНК в Испании также отмечена наиболее высокая частота данных патогенных вариантов: c.721G>T (p.E241*) - 13,6 %, c.1456 C>T (p.R486W) - 31,8 % [37].

Для пациентов Центральной и Северной Европы (41% от общего числа мутаций) [20], США (42%) самым распространенным является вариант c.1529G>A (p.R510Q) [38], для Южной и Западной Европы - c.1456C>T (p.R486W) [36-37, 39-41], для стран Азии -вариант a1468C>T (p.R490W) [42], в Индии c.992A>G (p.D331G) [43]. С меньшей частотой в Европе описаны мутации c.721G>T (p.E241*), c.994G>A (p.G332S) [44].

В 2018 году в Бразилии были опубликованы результаты скрининг-исследования, в которое было включено 500 человек с неотягощенным гематологическим анамнезом. В рамках обследования всем пациентам было выполнено генетическое исследование для поиска наиболее часто описываемых патогенных вариантов. Но результатам в 0,1% аллелей обнаружена мутация c.1456C>T, мутация c.1529G>A не обнаружена [45].

Недавние данные, включающие в себя анализ клинической картины течения заболевания у пациента в комплексе с результатами молекулярно-генетического исследования и определение активности НК in vitro, продемонстрировали наличие взаимосвязи между более тяжелым течением заболевания с наличием у пациента нонсенс-мутаций либо миссенс-мутаций, затрагивающих активный центр фермента или влияющих на его стабильность [44, 45]. Однако, учитывая большое количество возможных патогенных вариантов в гене PKLR, на сегодняшний день проследить четкую взаимосвязь между определенным генотипом и тяжестью течения заболевания затруднительно. В связи с этим для большинства пациентов генотип не может служить прогностическим фактором [46].

1.3 Клинические проявления ДПК

К основным клиническим проявлениями ДНК у пациентов относится хроническая гемолитическая анемия разной степени выраженности, сопровождающаяся желтушностью кожных покровов, склер и слизистых оболочек, спленомегалией [32, 46-47]. Возраст манифестации заболевания различается от внутриутробного периода до случаев дебюта

13

уже во взрослом возрасте. В редких случаях описана антенатальная гибель плода либо гибель в раннем постнатальном периоде [48-50].

1.3.1 Перинатальные осложнения

В исследовании Grace R.F. и соавторов дана подробная характеристика 254 пациентов с ДНК. У 28% пациентов (65 пациентов из 233 доступных для анализа внутриутробных осложнений) появление первых симптомов ДНК описано в перинатальном периоде. Наиболее частыми осложнениями были угроза преждевременных родов (42%), преждевременные роды (56%) и пренатальная анемия, требующая внутриутробных переливаний (47%). Внутриутробная гипоксия и/или задержка внутриутробного развития описаны у 24% пациентов [46].

К более редким осложнениям относится водянка плода, в некоторых случаях заканчивающаяся его преждевременной гибелью. [46, 51-52].

1.3.2 Неонатальные проявления

В раннем неонатальном периоде у 59-90% новорожденных с ДНК зафиксировано развитие желтухи с гипербилирубинемией за счет непрямой фракции [13]. Нри этом 93% пациентов с желтухой требуют проведения фототерапии и 46% пациентов нуждаются также в заменном переливании крови (ЗНК) в связи с гипербилирубинемией и/или тяжелой гемолитической анемией в первые дни жизни [46]. У части новорожденных отсутствуют симптомы желтухи при наличии анемии легкой степени тяжести, у некоторых пациентов во время неонатального периода могут отсутствовать симптомы заболевания.

В случае тяжелого течения заболевания трансфузия ЭМОЛТ может потребоваться уже в первые сутки жизни. Ранний дебют обычно связан с более тяжелым течением заболевания в течение жизни [10]. Нри рождении у пациентов с ранней манифестацией ДНК кроме желтухи и гиперрегенераторной анемии тяжелой степени описаны также гепатомегалия либо гепатоспленомегалия, отечный синдром, артериальная гипотония, возможно развитие респираторного дистресс синдрома новорожденных [51-53].

К редким проявлениям ДНК относится симптом «черничного кекса» (Blueberry Muffin Baby syndrome - ВМВ) у новорожденных. В результате экстрамедуллярного гемопоэза на коже появляются характерные пятна и папулы, распространяющиеся по всей поверхности тела. Цвет папул может варьироваться от ярко-красного до синевато-серого

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Черняк Екатерина Александровна, 2022 год

Список литературы Список отечественных источников:

1. Уфимцева М.А., Бочкарев Ю.М., Сабитов А.У., Николаева К.И., Шубина А.С., Комаров А.А., Антонова С.Б., Сорокина К.Н. Синдром «черничного маффина» у новорожденного. Вопросы практической педиатрии. 2020; 15(4): 100-104.

2. Феоктистова Е. В., Сметанина Н. С., Делягин В. М., Дубровин М. М. Состояние сердца при синдроме перегрузки железом // НМ. 2013. №6 (75).

3. Кулагин А. Д., Лисуков И. А., Нтушкин В. В., Шилова Е. Р., Цветаева Н. В., Михайлова Е. А. Национальные клинические рекомендации по диагностике и лечению пароксизмальной ночной гемоглобинурии // ОГ. 2014. №2.

4. Гемоглобинопатии и талассемические синдромы. / Нод ред. А.Г. Румянцева, Ю.Н. Токарева, Н.С. Сметаниной. - М.: Нрактическая медицина, 2015.-448 с.

5. Кузьминова Ж.А., Нлясунова С.А., Жогов В.В., Сметанина Н.С. Цитометрический метод связывания эозин-5-малеимида в диагностике наследственного сфероцитоза. Клиническая лабораторная диагностика. 2016; 61 (3): 168-172.

6. Рыжкова О.Н., Кардымон О.Л., Нрохорчук Е.Б., Коновалов Ф.А., Масленников А.Б., Степанов В.А., Афанасьев А.А., Заклязьминская Е.В., Костарева А.А., Навлов А.Е., Голубенко М.В., Ноляков А.В., Куцев С.И. Руководство по интерпретации данных, полученных методами массового параллельного секвенирования (MPS). Медицинская генетика. 2017;16(7):4-17.

7. Назарова Э.Э., Куприянов Д.А., Новичкова Г.А., Терещенко Г.В. Неинвазивная диагностика перегрузки железом методом магнитно-резонансной томографии. Вопросы гематологии/онкологии и иммунопатологии в педиатрии. 2020;19(3):158-163.

Список зарубежных источников:

8. Zanella A., Fermo E., Bianchi P., Valentini G. Red cell pyruvate kinase deficiency: molecular and clinical aspects. 2005, Blackwell Publishing Ltd, British Journal of Haematology, 2005 Jul;130(1):11-25.

9. Quintana-Bustamante O., Fananas-Baquero S., Orman I., Torres R., Duchateau P., Poirot L., Gouble A., Bueren J.A., Segovia J.C. Gene editing of PKLR gene in human hematopoietic progenitors through 5' and 3' UTR modifi ed TALEN mRNA. PLoS 0ne2019;14(10):e0223775.

10. Bianchi P., Fermo E., Glader B., Kanno H., Agarwal A., Barcellini W., Eber S., Hoyer J.D., Kuter D.J., Maia T.M., Manu-Pereira M.D.M., Kalfa T.A., Pissard S., Segovia J.C., van Beers E., Gallagher P.G., Rees D.C., van Wijk R.; with the endorsement of EuroBloodNet, the European Reference Network in Rare Hematological Diseases. Addressing the diagnostic gaps in pyruvate kinase deficiency: Consensus recommendations on the diagnosis of pyruvate kinase deficiency. Am J Hematol 2019;94(1):149-61.

11. Valentine W.N., Tanaka K.R., Miwa, S. A specific erythrocyte glycolytic enzyme defect (pyruvate kinase) in three subjects with congenital non-spherocytic hemolytic anemia. Transactions of the Association of American Physicians,1961;74:100-10.

12. ghr.nlm.nih.gov/gene/PKLR

13. Grace R.F., Mark Layton D., Barcellini W. How we manage patients with pyruvate kinase deficiency. Br J Haematol 2019;184(5):721-34.

14. Chartier M.E., Hart L., Paganelli M., Ahmed N., Bilodeau M., Alvarez F. Successful Liver Transplants for Liver Failure Associated with Pyruvate Kinase Deficiency. Pediatrics 2018;141(Suppl 5):S385-9.

15. Bianchi P, Fermo E. Molecular heterogeneity of pyruvate kinase deficiency. Haematologica. 2020 Sep 1;105(9):2218-2228.

16. Secrest MH, Storm M, Carrington C, Casso D, Gilroy K, Pladson L, Boscoe AN. Prevalence of pyruvate kinase deficiency: A systematic literature review. Eur J Haematol. 2020 Aug;105(2):173-184.

17. Beutler E, Gelbart T. Estimating the prevalence of pyruvate kinase deficiency from the gene frequency in the general white population. Blood 2000;95:3585-3588.

18. Carey PJ, Chandler, J, Hendrick A, et al. Prevalence of pyruvate kinase deficiency in northern European population in the north of England. Northern Region Haematologists Group. Blood 2000;96:4005-4006.

19. Ayi K, Min-Oo G, Serghides L, Crockett M, Kirby-Allen M, Quirt I, Gros P, Kain KC. Pyruvate kinase deficiency and malaria. N Engl J Med. 2008 Apr 24;358(17):1805-10.

20. Baronciani L, Beutler E. Molecular study of pyruvate kinase deficient patients with hereditary nonspherocytic hemolytic anemia. J Clin Invest. 1995 Apr;95(4): 1702-9.

21. Grace R.F., Cohen J., Egan S., Wells T., Witherspoon B., Ryan A., Salek S.S., Bodie S., Klaassen R.J. The burden of disease in pyruvate kinase deficiency: Patients' perception of the impact on health-related quality of life. Eur J Haematol. 2018 Dec;101(6):758-765. PMID: 29935049.

22. Nathan D.G, Oski F.A, Miller D.R. Lifespan and organ sequestration of the red cells in pyruvate kinase deficiency. N Engl J Med. 1968; 278(2):73-81.

23. Nakashima K. Further evidence of molecular alteration and aberration of erythrocyte pyruvate kinase. Clin Chim Acta. 1974 Sep 16;55(2):245-54.

24. Fothergill-Gilmore LA, Michels PA. Evolution of glycolysis. Prog Biophys Mol Biol. 1993;59(2):105-235.

25. Wang C, Chiarelli LR, Bianchi P, Abraham DJ, Galizzi A, Mattevi A, Zanella A, Valentini G. Human erythrocyte pyruvate kinase: characterization of the recombinant enzyme and a mutant form (R510Q) causing nonspherocytic hemolytic anemia. Blood. 2001 Nov 15;98(10):3113-20.

26. Valentini G, Chiarelli L, Fortin R, Speranza ML, Galizzi A, Mattevi A. The allosteric regulation of pyruvate kinase. J Biol Chem. 2000 Jun 16;275(24):18145-52.

27. Klei TRL, Kheradmand Kia S, Veldthuis M, Beuger BM, Geissler J, Dehbozorgian J, Karimi M, van Bruggen R, van Zwieten R. Residual pyruvate kinase activity in PKLR-deficient erythroid precursors of a patient suffering from severe haemolytic anaemia. Eur J Haematol. 2017 Jun;98(6):584-589.

28. Neubauer B., Lakomek M., Winkler H., Parke M., Hofferbert S., Schröter W. Point mutations in the L-type pyruvate kinase gene of two children with hemolytic anemia caused by pyruvate kinase deficiency. Blood 1991; 77 (9): 1871-5.

29. Kanno H., Fujii H., Hirono A., Miwa S. cDNA cloning of human R-type pyruvate kinase and identification of a single amino acid substitution (Thr384—Met) affecting enzymatic stability in a pyruvate kinase variant (PK Tokyo) associated with hereditary hemolytic anemia. Proc Natl Acad Sci U S A 1991; 88 (18): 8218-21.

30. Lenzner C, Nürnberg P, Jacobasch G, Thiele BJ. Complete genomic sequence of the human PK-L/R-gene includes four intragenic polymorphisms defining different haplotype backgrounds of normal and mutant PK-genes. DNA Seq. 1997;8(1-2):45-53.

31. https://databases.lovd.nl/shared/genes.PKLR

32. Bianchi P., Fermo E., Lezon-Geyda K., van Beers E.J., Morton H.D., Barcellini W., Glader B., Chonat S., Ravindranath Y., Newburger P.E., Kollmar N., Despotovic J.M, Verhovsek M, Sharma M, Kwiatkowski JL, Kuo KHM, Wlodarski M.W, Yaish H.M., Holzhauer S., Wang H., Kunz J., Addonizio K., Al-Sayegh H., London W.B., Andres O., van Wijk R., Gallagher P.G, Grace R.F. Genotype-phenotype correlation and molecular heterogeneity in pyruvate kinase deficiency. Am J Hematol. 2020 May;95(5):472-482.

33. Grace R.F., Glader B. Red Blood Cell Enzyme Disorders. Pediatric Clinics of North America. 2018 Jun;65(3):579-595.

34. Canu G, De Bonis M, Minucci A, Capoluongo E. Red blood cell PK deficiency: An update of PK-LR gene mutation database. Blood Cells Mol Dis. 2016 Mar;57:100-9.

35. http://www.hgmd.cf.ac.uk/ac/gene.php?gene=PKLR

36. Montllor L, Mañú-Pereira MD, Llaudet-Planas E, Gómez Ramírez P, Sevilla Navarro J, Vives-Corrons JL. Red cell pyruvate kinase deficiency in Spain: A study of 15 cases. Med Clin (Barc). 2017 Jan 6;148(1):23-27. English, Spanish.

37. Zarza R, Alvarez R, Pujades A, Nomdedeu B, Carrera A, Estella J, Remacha A, Sánchez JM, Morey M, Cortes T, Pérez Lungmus G, Bureo E, Vives Corrons JL. Molecular characterization of the PK-LR gene in pyruvate kinase deficient Spanish patients. Red Cell Pathology Group of the Spanish Society of Haematology (AEHH). Br J Haematol. 1998 Nov;103(2):377-82.

38. Lenzner C, Nürnberg P, Jacobasch G, Gerth C, Thiele BJ. Molecular analysis of 29 pyruvate kinase-deficient patients from central Europe with hereditary hemolytic anemia. Blood. 1997 Mar 1;89(5):1793-9.

39. Manco L, Ribeiro ML, Máximo V, Almeida H, Costa A, Freitas O, Barbot J, Abade A, Tamagnini G. A new PKLR gene mutation in the R-type promoter region affects the gene transcription causing pyruvate kinase deficiency. Br J Haematol. 2000 Sep;110(4):993-7.

40. Pastore L, Della Morte R, Frisso G, Alfinito F, Vitale D, Calise RM, Ferraro F, Zagari A, Rotoli B, Salvatore F. Novel mutations and structural implications in R-type pyruvate kinase-deficient patients from Southern Italy. Hum Mutat. 1998; 11(2):127-34.

41. Manco L, Ribeiro ML, Almeida H, Freitas O, Abade A, Tamagnini G. PK-LR gene mutations in pyruvate kinase deficient Portuguese patients. Br J Haematol. 1999 Jun;105(3):591-5.

42. Kanno H, Wei DC, Chan LC, Mizoguchi H, Ando M, Nakahata T, Narisawa K, Fujii H, Miwa S. Hereditary hemolytic anemia caused by diverse point mutations of pyruvate kinase gene found in Japan and Hong Kong. Blood. 1994 Nov 15;84(10):3505-9.

43. Warang P, Kedar P, Ghosh K, Colah R. Molecular and clinical heterogeneity in pyruvate kinase deficiency in India. Blood Cells Mol Dis. 2013 Oct;51(3):133-7.

44. Zanella A, Fermo E, Bianchi P, Chiarelli LR, Valentini G. Pyruvate kinase deficiency: the genotype-phenotype association. Blood Rev. 2007 Jul;21(4):217-31.

45. Svidnicki MCCM, Santos A, Fernandez JAA, Yokoyama APH, Magalhäes IQ, Pinheiro VRP, Brandalise SR, Silveira PAA, Costa FF, Saad STO. Novel mutations associated with pyruvate kinase deficiency in Brazil. Rev Bras Hematol Hemoter. 2018 Jan-Mar;40(1):5-11.

46. Grace RF, Bianchi P, van Beers EJ, Eber SW, Glader B, Yaish HM, Despotovic JM, Rothman JA, Sharma M, McNaull MM, Fermo E, Lezon-Geyda K, Morton DH, Neufeld EJ, Chonat S, Kollmar N, Knoll CM, Kuo K, Kwiatkowski JL, Pospísilová D, Pastore YD, Thompson AA, Newburger PE, Ravindranath Y, Wang WC, Wlodarski MW, Wang H, Holzhauer S, Breakey

85

VR, Kunz J, Sheth S, Rose MJ, Bradeen HA, Neu N, Guo D, Al-Sayegh H, London WB, Gallagher PG, Zanella A, Barcellini W. Clinical spectrum of pyruvate kinase deficiency: data from the Pyruvate Kinase Deficiency Natural History Study. Blood. 2018 May 17;131(20):2183-2192.

47. Zanella A, Bianchi P. Red cell pyruvate kinase deficiency: from genetics to clinical manifestations. Baillieres Best Pract Res Clin Haematol. 2000 Mar;13(1):57-81.

48. Zanella A, Bianchi P, Fermo E. Pyruvate kinase deficiency. Haematologica. 2007 Jun;92(6):721-3. doi: 10.3324/haematol.11469.

49. Fermo E, Bianchi P, Chiarelli LR, Cotton F, Vercellati C, Writzl K, Baker K, Hann I, Rodwell R, Valentini G, Zanella A. Red cell pyruvate kinase deficiency: 17 new mutations of the PK-LR gene. Br J Haematol. 2005 Jun;129(6):839-46.

50. Rouger H, Girodon E, Goossens M, Galactéros F, Cohen-Solal M. PK Mondor: prenatal diagnosis of a frameshift mutation in the LR pyruvate kinase gene associated with severe hereditary non-spherocytic haemolytic anaemia. Prenat Diagn. 1996 Feb;16(2):97-104.

51. Gilsanz F, Vega MA, Gómez-Castillo E, Ruiz-Balda JA, Omeñaca F. Fetal anaemia due to pyruvate kinase deficiency. Arch Dis Child. 1993 Nov;69(5 Spec No):523-4.

52. Ferreira P, Morais L, Costa R, Resende C, Dias CP, Araújo F, Costa E, Barbot J, Vilarinho A. Hydrops fetalis associated with erythrocyte pyruvate kinase deficiency. Eur J Pediatr. 2000 Jul;159(7):481-2.

53. Cotton F, Bianchi P, Zanella A, Van Den Bogaert N, Ferster A, Hansen V, Van Herreweghe I, Vertongen F, Gulbis B. A novel mutation causing pyruvate kinase deficiency responsible for a severe neonatal respiratory distress syndrome and jaundice. Eur J Pediatr. 2001 Aug;160(8):523-4.

54. Grace RF, Zanella A, Neufeld EJ, Morton DH, Eber S, Yaish H, Glader B. Erythrocyte pyruvate kinase deficiency: 2015 status report. Am J Hematol. 2015 Sep;90(9):825-30.

55. Shaikh H, Bakalov V, Shaikh S, Amjad A. Paravertebral Mass and Diffuse Lymphadenopathy in a Patient with Pyruvate Kinase Deficiency: Malignancy or Alternative Etiology? Cureus. 2019 Jun 6;11(6):e4849.

56. van Zwieten R, van Oirschot BA, Veldthuis M, Dobbe JG, Streekstra GJ, van Solinge WW, Schutgens RE, van Wijk R. Partial pyruvate kinase deficiency aggravates the phenotypic expression of band 3 deficiency in a family with hereditary spherocytosis. Am J Hematol. 2015 Mar;90(3):E35-9.

57. Zarza R, Moscardó M, Alvarez R, García J, Morey M, Pujades A, Vives-Corrons JL. Co-existence of hereditary spherocytosis and a new red cell pyruvate kinase variant: PK mallorca. Haematologica. 2000 Mar;85(3):227-32.

58. Vercellati C, Marcello AP, Fermo E, Barcellini W, Zanella A, Bianchi P. A case of hereditary spherocytosis misdiagnosed as pyruvate kinase deficient hemolytic anemia. Clin Lab. 2013;59(3-4):421-4.

59. Branca R, Costa E, Rocha S, Coelho H, Quintanilha A, Cabeda JM, Santos-Silva A, Barbot J. Coexistence of congenital red cell pyruvate kinase and band 3 deficiency. Clin Lab Haematol. 2004 Aug;26(4):297-300.

60. Oski FA, Marshall BE, Cohen PJ, Sugerman HJ, Miller LD. The role of the left-shifted or right-shifted oxygen-hemoglobin equilibrium curve. Ann Intern Med. 1971 Jan;74(1):44-6.

61. Olivier F, Wieckowska A, Piedboeuf B, Alvarez F. Cholestasis and Hepatic Failure in a Neonate: A Case Report of Severe Pyruvate Kinase Deficiency. Pediatrics. 2015 Nov;136(5):e1366-8.

62. Chartier ME, Hart L, Paganelli M, Ahmed N, Bilodeau M, Alvarez F. Successful Liver Transplants for Liver Failure Associated With Pyruvate Kinase Deficiency. Pediatrics. 2018 Apr;141(Suppl 5):S385-S389.

63. Smits-Wintjens VE, Rath ME, Lindenburg IT, Oepkes D, van Zwet EW, Walther FJ, Lopriore E. Cholestasis in neonates with red cell alloimmune hemolytic disease: incidence, risk factors and outcome. Neonatology. 2012;101(4):306-10.

64. Zanella A, Berzuini A, Colombo MB, Guffanti A, Lecchi L, Poli F, Cappellini MD, Barosi G. Iron status in red cell pyruvate kinase deficiency: study of Italian cases. Br J Haematol. 1993 Mar;83(3):485-90.

65. Zanella A, Bianchi P, Iurlo A, Boschetti C, Taioli E, Vercellati C, Zappa M, Fermo E, Tavazzi D, Sampietro M. Iron status and HFE genotype in erythrocyte pyruvate kinase deficiency: study of Italian cases. Blood Cells Mol Dis. 2001 May-Jun;27(3):653-61.

66. Marshall SR, Saunders PW, Hamilton PJ, Taylor PR. The dangers of iron overload in pyruvate kinase deficiency. Br J Haematol. 2003 Mar;120(6):1090-1.

67. van Beers EJ, van Straaten S, Morton DH, Barcellini W, Eber SW, Glader B, Yaish HM, Chonat S, Kwiatkowski JL, Rothman JA, Sharma M, Neufeld EJ, Sheth S, Despotovic JM, Kollmar N, Pospisilova D, Knoll CM, Kuo K, Pastore YD, Thompson AA, Newburger PE, Ravindranath Y, Wang WC, Wlodarski MW, Wang H, Holzhauer S, Breakey VR, Verhovsek M, Kunz J, McNaull MA, Rose MJ, Bradeen HA, Addonizio K, Li A, Al-Sayegh H, London WB, Grace RF. Prevalence and management of iron overload in pyruvate kinase deficiency: report from the Pyruvate Kinase Deficiency Natural History Study. Haematologica. 2019 Feb;104(2):e51-e53.

68. Dolan LM, Ryan M, Moohan J. Pyruvate kinase deficiency in pregnancy complicated by iron overload. BJOG. 2002 Jul;109(7):844-6.

69. Fanning J, Hinkle RS. Pyruvate kinase deficiency hemolytic anemia: two successful pregnancy outcomes. Am J Obstet Gynecol. 1985 Oct 1;153(3):313-4.

70. Esen UI, Olajide F. Pyruvate kinase deficiency: an unusual cause of puerperal jaundice. Int J Clin Pract. 1998 Jul-Aug;52(5):349-50.

71. Amankwah KS, Dick BW, Dodge S. Hemolytic anemia and pyruvate kinase deficiency in pregnancy. Obstet Gynecol. 1980 Mar;55(3 Suppl):42S-44S.

72. Bobee V, Daliphard S, Schrapp A, Lahary A. Screening of hereditary spherocytosis and pyruvate kinase deficiency by automated blood count using erythrocytic and reticulocytic parameters. Int J Lab Hematol. 2018 Dec;40(6):697-703.

73. Haija MA, Qian YW, Muthukumar A. Dyserythropoiesis in a child with pyruvate kinase deficiency and coexistent unilateral multicystic dysplastic kidney. Pediatr Blood Cancer. 2014 Aug;61(8):1463-5.

74. Aksu T, Yarali N, Fermo E, Marcello A, Hacisalihoglu §, Bianchi P, Ozbek NY. A Case With Pyruvate Kinase Deficiency Remarkably Sensitive to Heat. J Pediatr Hematol Oncol. 2018 Oct;40(7):e458-e460.

75. Wijk R, van Wesel AC, Thomas AA, Rijksen G, van Solinge WW. Ex vivo analysis of aberrant splicing induced by two donor site mutations in PKLR of a patient with severe pyruvate kinase deficiency. Br J Haematol. 2004 Apr;125(2):253-63.

76. Recommended methods for the characterization of red cell pyruvate kinase variants. International Committee for Standardization in Haematology. Br J Haematol. 1979 Oct;43(2):275-86.

77. Beutler E, Forman L, Rios-Larrain E. Elevated pyruvate kinase activity in patients with hemolytic anemia due to red cell pyruvate kinase "deficiency". Am J Med. 1987 Nov;83(5):899-904.

78. Gallagher PG, Glader B. Diagnosis of Pyruvate Kinase Deficiency. Pediatr Blood Cancer. 2016 May;63(5):771-2.

79. Fermo E, Vercellati C, Marcello AP, Zaninoni A, van Wijk R, Mirra N, Curcio C, Cortelezzi A, Zanella A, Barcellini W, Bianchi P. Hereditary Xerocytosis due to Mutations in PIEZO1 Gene Associated with Heterozygous Pyruvate Kinase Deficiency and Beta-Thalassemia Trait in Two Unrelated Families. Case Rep Hematol. 2017;2017:2769570.

80. Mariani M, Barcellini W, Vercellati C, Marcello AP, Fermo E, Pedotti P, Boschetti C, Zanella A. Clinical and hematologic features of 300 patients affected by hereditary spherocytosis grouped according to the type of the membrane protein defect. Haematologica. 2008 Sep;93(9):1310-7.

81. Andolfo I, Russo R, Rosato BE, Manna F, Gambale A, Brugnara C, Iolascon A. Genotype-phenotype correlation and risk stratification in a cohort of 123 hereditary stomatocytosis patients. Am J Hematol. 2018 Dec;93(12):1509-1517.

82. Wickramasinghe SN, Wood WG. Advances in the understanding of the congenital dyserythropoietic anaemias. Br J Haematol. 2005 Nov;131(4):431-46.

83. Tanphaichitr VS, Suvatte V, Issaragrisil S, Mahasandana C, Veerakul G, Chongkolwatana V, Waiyawuth W, Ideguchi H. Successful bone marrow transplantation in a child with red blood cell pyruvate kinase deficiency. Bone Marrow Transplant. 2000 Sep;26(6):689-90.

84. Morimoto M, Kanno H, Asai H, Tsujimura T, Fujii H, Moriyama Y, Kasugai T, Hirono A, Ohba Y, Miwa S, Kitamura Y. Pyruvate kinase deficiency of mice associated with nonspherocytic hemolytic anemia and cure of the anemia by marrow transplantation without host irradiation. Blood. 1995 Dec 1;86(11):4323-30.

85. van Straaten S, Bierings M, Bianchi P, Akiyoshi K, Kanno H, Serra IB, Chen J, Huang X, van Beers E, Ekwattanakit S, Güngör T, Kors WA, Smiers F, Raymakers R, Yanez L, Sevilla J, van Solinge W, Segovia JC, van Wijk R. Worldwide study of hematopoietic allogeneic stem cell transplantation in pyruvate kinase deficiency. Haematologica. 2018 Feb;103(2):e82-e86.

86. Tani K, Yoshikubo T, Ikebuchi K, Takahashi K, Tsuchiya T, Takahashi S, Shimane M, Ogura H, Tojo A, Ozawa K, et al. Retrovirus-mediated gene transfer of human pyruvate kinase (PK) cDNA into murine hematopoietic cells: implications for gene therapy of human PK deficiency. Blood. 1994 Apr 15;83(8):2305-10.

87. Garcia-Gomez M, Calabria A, Garcia-Bravo M, Benedicenti F, Kosinski P, Lopez -Manzaneda S, Hill C, Del Mar Manu-Pereira M, Martin MA, Orman I, Vives-Corrons JL, Kung C, Schambach A, Jin S, Bueren JA, Montini E, Navarro S, Segovia JC. Safe and Efficient Gene Therapy for Pyruvate Kinase Deficiency. Mol Ther. 2016 Aug;24(7):1187-98.

88. Garate Z, Quintana-Bustamante O, Crane AM, Olivier E, Poirot L, Galetto R, Kosinski P, Hill C, Kung C, Agirre X, Orman I, Cerrato L, Alberquilla O, Rodriguez-Fornes F, Fusaki N, Garcia-Sanchez F, Maia TM, Ribeiro ML, Sevilla J, Prosper F, Jin S, Mountford J, Guenechea G, Gouble A, Bueren JA, Davis BR, Segovia JC. Generation of a High Number of Healthy Erythroid Cells from Gene-Edited Pyruvate Kinase Deficiency Patient-Specific Induced Pluripotent Stem Cells. Stem Cell Reports. 2015 Dec 8;5(6):1053-1066.

89. Kung C, Hixon J, Kosinski PA, Cianchetta G, Histen G, Chen Y, Hill C, Gross S, Si Y, Johnson K, DeLaBarre B, Luo Z, Gu Z, Yao G, Tang H, Fang C, Xu Y, Lv X, Biller S, Su SM, Yang H, Popovici-Muller J, Salituro F, Silverman L, Dang L. AG-348 enhances pyruvate kinase activity in red blood cells from patients with pyruvate kinase deficiency. Blood. 2017 Sep 14;130(11):1347-1356.

90. Necheles TF, Finkel HE, Sheehan RG, Allen DM. Red cell pyruvate kinase deficiency. The effect of splenectomy. Arch Intern Med. 1966 Jul;118(1):75-8.

91. Zahid MF, Bains APS. Rapidly fatal Klebsiella pneumoniae sepsis in a patient with pyruvate kinase deficiency and asplenia. Blood. 2017 Dec 28;130(26):2906.

92. Chou R, DeLoughery TG. Recurrent thromboembolic disease following splenectomy for pyruvate kinase deficiency. Am J Hematol. 2001 Jul;67(3):197-9.

93. Bachmeyer C, Khalil A, Kerrou K, Girot R, Gounant V. Idiopathic pulmonary arterial hypertension in a patient with pyruvate kinase deficiency and paravertebral extramedullary hematopoiesis. Ann Hematol. 2009 Jun;88(6):603-5.

94. Diesen DL, Zimmerman SA, Thornburg CD, Ware RE, Skinner M, Oldham KT, Rice HE. Partial splenectomy for children with congenital hemolytic anemia and massive splenomegaly. J Pediatr Surg. 2008 Mar;43(3):466-72.

95. Sandoval C, Stringel G, Weisberger J, Jayabose S. Failure of partial splenectomy to ameliorate the anemia of pyruvate kinase deficiency. J Pediatr Surg. 1997 Apr;32(4):641-2.

96. Rice HE, Oldham KT, Hillery CA, Skinner MA, O'Hara SM, Ware RE. Clinical and hematologic benefits of partial splenectomy for congenital hemolytic anemias in children. Ann Surg. 2003 Feb;237(2):281-8.

97. Watanabe Y, Miyauchi K, Horiuchi A, Kikkawa H, Kusunose H, Kotani T, Kawachi K. Concomitant laparoscopic splenectomy and cholecystectomy as an effective and minimally invasive treatment of pyruvate kinase deficiency with gallstones. Surg Endosc. 2002 Oct;16(10):1495.

98. Shimomura M, Doi T, Nishimura S, Imanaka Y, Karakawa S, Okada S, Kawaguchi H, Kobayashi M. Successful allogeneic bone marrow transplantation using immunosuppressive conditioning regimen for a patient with red blood cell transfusiondependent pyruvate kinase deficiency anemia. Hematol Rep. 2020 May 15;12(1):8305.

99. Meza NW, Alonso-Ferrero ME, Navarro S, Quintana-Bustamante O, Valeri A, Garcia-Gomez M, Bueren JA, Bautista JM, Segovia JC. Rescue of pyruvate kinase deficiency in mice by gene therapy using the human isoenzyme. Mol Ther. 2009 Dec;17(12):2000-9.

100. Hacein-Bey-Abina S, Garrigue A, Wang GP, Soulier J, Lim A, Morillon E, Clappier E, Caccavelli L, Delabesse E, Beldjord K, Asnafi V, MacIntyre E, Dal Cortivo L, Radford I, Brousse N, Sigaux F, Moshous D, Hauer J, Borkhardt A, Belohradsky BH, Wintergerst U, Velez MC, Leiva L, Sorensen R, Wulffraat N, Blanche S, Bushman FD, Fischer A, Cavazzana-Calvo M. Insertional oncogenesis in 4 patients after retrovirus-mediated gene therapy of SCID-X1. J Clin Invest. 2008 Sep;118(9):3132-42.

101. Cavazza A, Moiani A, Mavilio F. Mechanisms of retroviral integration and mutagenesis. Hum Gene Ther. 2013 Feb;24(2):119-31.

102. Rab MAE, Van Oirschot BA, Kosinski PA, Hixon J, Johnson K, Chubukov V, Dang L, Pasterkamp G, Van Straaten S, Van Solinge WW, Van Beers EJ, Kung C, Van Wijk R. AG-348 (Mitapivat), an allosteric activator of red blood cell pyruvate kinase, increases enzymatic activity, protein stability, and ATP levels over a broad range of PKLR genotypes. Haematologica. 2021 Jan 1;106(1):238-249.

103. Yang H, Merica E, Chen Y, Cohen M, Goldwater R, Kosinski PA, Kung C, Yuan ZJ, Silverman L, Goldwasser M, Silver BA, Agresta S, Barbier AJ. Phase 1 Single- and Multiple-Ascending-Dose Randomized Studies of the Safety, Pharmacokinetics, and Pharmacodynamics of AG-348, a First-in-Class Allosteric Activator of Pyruvate Kinase R, in Healthy Volunteers. Clin Pharmacol Drug Dev. 2019 Feb;8(2):246-259.

104. Grace RF, Rose C, Layton DM, Galacteros F, Barcellini W, Morton DH, van Beers EJ, Yaish H, Ravindranath Y, Kuo KHM, Sheth S, Kwiatkowski JL, Barbier AJ, Bodie S, Silver B, Hua L, Kung C, Hawkins P, Jouvin MH, Bowden C, Glader B. Safety and Efficacy of Mitapivat in Pyruvate Kinase Deficiency. N Engl J Med. 2019 Sep 5;381(10):933-944.

105. Valentini G, Chiarelli LR, Fortin R, Dolzan M, Galizzi A, Abraham DJ, Wang C, Bianchi P, Zanella A, Mattevi A. Structure and function of human erythrocyte pyruvate kinase. Molecular basis of nonspherocytic hemolytic anemia. J Biol Chem. 2002 Jun 28;277(26):23807-14.

106. https://www.genenames.org

107. Richards S, Aziz N, Bale S, Bick D, Das S, Gastier-Foster J, Grody WW, Hegde M, Lyon E, Spector E, Voelkerding K, Rehm HL; ACMG Laboratory Quality Assurance Committee. Standards and guidelines for the interpretation of sequence variants: a joint consensus recommendation of the American College of Medical Genetics and Genomics and the Association for Molecular Pathology. Genet Med. 2015 May;17(5):405-24.

108. Deugnier Y, Turlin B. Pathology of hepatic iron overload. Semin Liver Dis. 2011 Aug;31(3):260-71.

109. Brittenham GM. Iron-chelating therapy for transfusional iron overload. N Engl J Med. 2011 Jan 13;364(2):146-56.

110. Coates TD. Iron overload in transfusion-dependent patients. Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2019 Dec 6;2019(1):337-344.

111. Pissard S, Max-Audit I, Skopinski L, Vasson A, Vivien P, Bimet C, Goossens M, Galacteros F, Wajcman H. Pyruvate kinase deficiency in France: a 3-year study reveals 27 new mutations. Br J Haematol. 2006 Jun;133(6):683-9.

112. Sedano IB, Rothlisberger B, Deleze G, Ottiger C, Panchard MA, Spahr A, Hergersberg M, Burgi W, Huber A. PK Aarau: first homozygous nonsense mutation causing pyruvate kinase deficiency. Br J Haematol. 2004 Nov;127(3):364-6.

113. Yavarian M, Karimi M, Shahriary M, Afrasiabi AR. Prevalence of pyruvate kinase deficiency among the south Iranian population: quantitative assay and molecular analysis. Blood Cells Mol Dis. 2008 May-Jun;40(3):308-11.

114. Kanno H, Ballas SK, Miwa S, Fujii H, Bowman HS. Molecular abnormality of erythrocyte pyruvate kinase deficiency in the Amish. Blood. 1994 Apr 15;83(8):2311-6.

115. Zanella A, Bianchi P, Baronciani L, Zappa M, Bredi E, Vercellati C, Alfinito F, Pelissero G, Sirchia G. Molecular characterization of PK-LR gene in pyruvate kinase-deficient Italian patients. Blood. 1997 May 15;89(10):3847-52.

116. Zanella A, Bianchi P, Fermo E, Iurlo A, Zappa M, Vercellati C, Boschetti C, Baronciani L, Cotton F. Molecular characterization of the PK-LR gene in sixteen pyruvate kinase-deficient patients. Br J Haematol. 2001 Apr;113(1):43-8.

117. Baronciani L, Bianchi P, Zanella A. Hematologically important mutations: red cell pyruvate kinase (2nd update). Blood Cells Mol Dis. 1998 Sep;24(3):273-9. doi: 10.1006/bcmd.1998.0193.

118. van Wijk R, Huizinga EG, van Wesel AC, van Oirschot BA, Hadders MA, van Solinge WW. Fifteen novel mutations in PKLR associated with pyruvate kinase (PK) deficiency: structural implications of amino acid substitutions in PK. Hum Mutat. 2009 Mar;30(3):446-53.

119. Demina A., Varughese K.I., Barbot J., Forman L., Beutler E. Six previously undescribed pyruvate kinase mutations causing enzyme deficiency. Blood. 1998 Jul 15;92(2):647-52.

120. Rajith B., George Priya Doss C. Path to facilitate the prediction of functional amino acid substitutions in red blood cell disorders-- a computational approach. PLoS One. 2011;6(9):e24607.

Приложение 1.

Мутации гена РКЬЯ гомозиготные, компаунд-гетерозиготные

ДПК

Рисунок 10. Алгоритм диагностики пациентов с ДПК

Приложение 2.

Таблица 16. Результаты молекулярно-генетического исследования (п=43)

Примечание: М - мужской, Ж - женский.

Пациент с впервые описанной мутацией - Впервые описанная мутация -

№ Пол Мутация (белок) Экзон / интрон Тип мутации Мутация (белок) Экзон / интрон Тип мутации

1 М с.10790>Л (р.СЭбОУ) Ех7 миссенс с.10790>Л (р.С360У) Ех7 миссенс

2 Ж с.1528С>Т (р.Я510Тег) Ех10 нонсенс с.1528С>Т (p.R510Teг) Ех10 нонсенс

3 М с.15290>Л (р.Я5100) Ех10 миссенс с.10790>Л (р.С360У) Ех7 миссенс

4 Ж с.1529С>Л (р.Я5100) Ех10 миссенс с.15290>Л (p.R510Q) Ех10 миссенс

5 Ж с.1637Т>С (р.Ь54бР) Ех11 миссенс с.15290>Л (p.R510Q) Ех10 миссенс

6 М с.1594С>Т (p.R532W) Ех10 миссенс с.1456С>Т (p.R486W) Ех10 миссенс

7 Ж с.1429Л>0 (р.Т477Л) Ех9 миссенс с.6650>Л (р.С222Е) Ех5 миссенс

8 Ж с.1130Т>С (р.М377Т) Ех8 миссенс с.1456С>Т (p.R48бW) Ех10 миссенс

9 Ж с.1137_1139ёе1 (р.К380ёе1) Ех8 делеция без сдвига рамки считывания с.1456С>Т (p.R48бW) Ех10 миссенс

10 М с.15290>Л (p.R510Q) Ех10 миссенс с.9940>Л (р.0332Б) Ех7 миссенс

11 Ж с.1583Л>Т (р.Б528У) Ех10 миссенс с.143бО>Л (р^479И) Ех9 миссенс

12 М с.13180>Л (р.Е440К) Ех9 миссенс с.13180>Л (р.Е440К) Ех9 миссенс

13 Ж с.101-Ш>Л Ы1 сайт сплайсинга с.101-Ю>Л 1пН сайт сплайсинга

14 М с.15290>Л (p.R510Q) Ех10 миссенс с.101-Ю>Л ТпН сайт сплайсинга

15 Ж с.401Т>А (р.У134Б) Ех4 миссенс с.401Т>А (р.У134Б) Ех4 миссенс

16 Ж с.15290>Л (р.Я510О) Ех10 миссенс с.10720>Т (p.G358W) Ех7 миссенс

17 Ж с.1529С>А (р.Я510О) Ех10 миссенс с.15290>А (p.R510Q) Ех10 миссенс

18 М с.6650>А (р^222Е) Ех5 миссенс c.1318G>T (р.Е440Тег) Ех9 нонсенс

19 Ж с.1181С>Т (р.А394У) Ех8 миссенс с.1456С>Т (p.R486W) Ех10 миссенс

20 Ж с.1130Т>С (р.М377Т) Ех8 миссенс c.1318G>T (р.Е440Тег) Ех9 нонсенс

21 М с.11740>А (р.А392Т) Ех8 миссенс с.1456С>Т (p.R486W) Ех10 миссенс

22 М с.101-Ш>А ы 1 сайт сплайсинга c.787G>A (p.G263R) Ех 6 миссенс

23 М с.3940>С (р.А132Р) Ех4 миссенс с.1456С>Т (p.R486W) Ех10 миссенс

24 Ж с.14360>А (р.Я479И) Ех9 миссенс с.487С>Т (p.R163C) Ех4 миссенс

25 Ж с.1269+Ю>А (р.?) Ы 8 сайт сплайсинга c.1269+1G>A (р.?) 8 сайт сплайсинга

26 М с.415ёирО (р.Е139ГБ*82) Ех4 сдвиг рамки считывания c.1529G>A (p.R510Q) Ех10 миссенс

27 Ж с.9940>А (р.0332Б) Ех7 миссенс с.1456С>Т (p.R486W) Ех10 миссенс

28 Ж с.102Ю>А (р.0341Б) Ех7 миссенс с.1456С>Т (p.R486W) Ех10 миссенс

29 Ж с.15290>А (р.Я5100) Ех10 миссенс c.1079G>A (р.С360У) Ех7 миссенс

30 М с.1456С>Т (p.R486W) Ех 10 миссенс Протяженная делеция, ех 1 -2

31 Ж c.1529G>A (p.R510Q) Ex10 миссенс c.1007C>T (p.A336V) Ex7 миссенс

32 Ж c.101-1G>A Int 1 сайт сплайсинга c.1318G>T (p.E440Ter) Ex9 нонсенс

33 Ж c.1529G>A (p.R510Q) Ex10 миссенс c.1223C>T (p.T408I) Ex8 миссенс

34 М c.1462C>T (p.R488Ter) Ex10 нонсенс c.1462C>T (p.R488Ter) Ex10 нонсенс

35 Ж c.1583A>T (p.D528V) Ex10 миссенс c.1510C>T (p.R504C) Ex10 миссенс

36 М c.1130T>C (p.M377T) Ex8 миссенс c.1456C>T (p.R486W) Ex10 миссенс

37 Ж c.101-1G>A Int1 сайт сплайсинга c.1079G>A (p.C360Y) Ex7 миссенс

38 Ж c.1178A>G (p.N393S) Ex8 миссенс c.1436+5G>C (p.?) Int9 сайт сплайсинга

39 Ж c.1137_1139del (p.K380del) Ex8 делеция без сдвига рамки считывания c.1456C>T (p.R486W) Ex10 миссенс

40 Ж c.1456C>T (p.R486W) Ex10 миссенс c.1157C>T (p.A386V) Ex8 миссенс

41 М c.1529G>A (p.R510Q) Ex10 миссенс c.1529G>A (p.R510Q) Ex10 миссенс

42 М c.1529G>A (p.R510Q) Ex10 миссенс c.1529G>A (p.R510Q) Ex10 миссенс

43 М c.1174G>A (p.A392T) Ex8 миссенс c.1456C>T (p.R486W) Ex10 миссенс