Молекулярная идентификация генетических мишеней тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Кузнецов, Борис Борисович

• Кузнецов, Борис Борисович
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Кузнецов, Борис Борисович

ВВЕДЕНИЕ.

ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Молекулярное маркирование прокариот.

1.1. Применение гена, кодирующего 16S рРНК, в качестве молекулярного маркера.

1.2. Применение функциональных генов в качестве молекулярных маркеров.

1.3. Методы сравнения полных геномов - ДНК-фингерпринтинг.

Глава 2. Молекулярная идентификация генетически модифицированных растений.

2.1. Правовое регулирование в области биотехнологии генетически-модифицированных организмов.

2.1.1. Обзор законодательства ЕС, касающегося ГМО.

2.1.2. Обзор законодательства Российской Федерации, касающегося ГМО.

2.2. Выбор мишени для идентификации ГМО.

2.3. Методы количественного определения содержания конкретной мишени в ДНК исследуемых образцов.

2.3.1. Конкурентная ПЦР.

2.3.2. ПЦР в присутствии интеркалирующего флуоресцентного красителя.

2.3.3. ПЦР с использованием гибридизационных зондов - молекулярных беконов.

2.3.4. ПЦР с использованием дуплексных гибридизационных зондов.

2.3.5. ПЦР с использованием внутренних гидролизуемых TaqMan зондов.

2.3.6. ПЦР с использованием гибридизационных зондов Scorpion.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

Глава 3. Материалы и методы.

3.1. Объекты исследования.

3.2. Выделение ДНК.

3.2.1. Получение препаратов ДНК из биомассы микроорганизмов и растений.

3.2.2. Получение препаратов ДНК из пищевых продуктов.

3.3. ПЦР.

3.3.1. Амплификация фрагментов генов, кодирующих 16S рРНК.

3.3.2. Амплификация фрагментов генов ni/R.

3.3.3. Амплификация фрагментов генов cbbL «красного» типа.

3.3.4. DIR-ПЦР.

3.3.5. БСАК-ПЦР.

3.3.6. Амплификация фрагмента терминатора гена, кодирующего нопалинсинтетазу (N08) петуньи.

3.3.7. Амплификация фрагментов генов, кодирующих 18Б рРНК.

3.3.8. Амплификация целевых фрагментов геномной ДНК вируса мозаики цветной капусты.

3.3.9. Амплификация целевых фрагментов геномной ДНК трансгенных растений сои.

3.4. Детектирование продуктов ПЦР.

3.5. Очистка ПЦР-фрагментов.

3.6. Клонирование ПЦР-фрагментов.

3.7. Выделение плазмидной ДНК.

3.8. Секвенирование ДНК.

3.9. Филогенетический анализ исследуемых последовательностей.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

МОЛЕКУЛЯРНАЯ ИДЕНТИФИКАЦИЯ ГЕНЕТИЧЕСКИХ МИШЕНЕЙ ПРОКАРИОТ.

Глава 4. Использование целевых генов прокариот в качестве молекулярных маркеров.

4.1. Использование генов, кодирующих 16Б рРНК, в качестве молекулярных маркеров.

4.1.1. Использование генов, кодирующих 16Б рРНК бактерий, в качестве молекулярных маркеров.

4.1.2. Разработка системы праймеров для амплификации и секвенирования фрагментов генов 168 рРНК у широкого круга архей.

4.2. Комплексная молекулярная идентификация эубактерий при помощи маркеров 16Б рДНК и функциональных генов.

4.2.1. Применение универсальной системы праймеров для амплификации фрагментов генов 16Б рРНК для молекулярной идентификации бактерий рода ОхсШосЫопн.

4.2.2. Применение универсальной системы праймеров для амплификации фрагментов генов п(/Н на примере бактерий рода ОясШосЫопз.

4.2.3. Применение универсальной системы праймеров для амплификации фрагментов генов сЬЬЬ на примере бактерий рода ОзсШосЫопх.

Глава 5. Разработка и использование БЖ-ПЦР в качестве метода интегрального сравнения геномов прокариот для создания молекулярных маркеров различного уровня специфичности.

5.1. Разработка метода БШ-ПЦР.

5.2. Разработка молекулярного маркера, специфичного для группы галлообразующих бактерий Agrobacterium (umefaciens.

МОЛЕКУЛЯРНАЯ ИДЕНТИФИКАЦИЯ ГЕНЕТИЧЕСКИХ МИШЕНЕЙ ЭУКАРИОТ.

Глава 6. Разработка качественных и количественных методов идентификации трансгенных растений.

6.1. Качественная идентификация ГМИ при помощи молекулярных маркеров, специфичных для вируса мозаики цветной капусты.

6.2. Количественное определение конкретных трансформационных событий в продуктах питания.

6.2.1. Выбор ампликона на примере нуклеотидной последовательности трансформационного события RR40-3-2.

6.2.2. Проверка применимости разработанной праймерной системы для проведения ПЦР РВ с использованием интеркалирующего красителя SYBR Green.

6.2.3. Разработка ПЦР тест-систем для количественного определения трансформационных событий в продуктах питания.

Глава 7. Разработка методов выделения ДНК.

7.1. Разработка экспресс-метода выделения ДНК из различных пищевых продуктов.

ВЫВОДЫ.ИЗ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Молекулярная идентификация генетических мишеней»

Применение методов молекулярного маркирования объектов исследования позволяет существенно повысить точность и достоверность классификационных построений в биологии. Это очень хорошо заметно на примере микробиологических исследований. Наряду с классическими биохимическими методами (определение состава жирных кислот, сравнительное исследование профилей экспрессируемых белков и проч.), в последнее время широко применяются методы, основанные на анализе разнообразных ДНК-маркеров. Например, таксономию прокариот уже невозможно представить без филогенетического анализа генов рибосомных РНК, а селекционную работу в животноводстве - без ведения молекулярного паспорта родительских особей и их потомства. Из широкого множества методов, предлагаемых современной молекулярной биологией, исследователю остается только выбрать тот, который способен обеспечить необходимую точность ответа на поставленные вопросы. И здесь в первую очередь принимается во внимание разрешающая способность метода. Так, например, методы случайного фингерпринтинга (АР-ПЦР), основанные на применении неспецифичных праймеров, дают информацию о полиморфизме сразу многих генетических локусов одновременно, поэтому такие методы, как ИРЬР- или АРЬР-ПЦР, несмотря на их относительно высокую трудоемкость, до сих пор считаются одними из наиболее перспективных маркерных систем для подробного генетического картирования, в особености, для идентификации индивидуумов. В то же время информация, касающаяся отдельно взятого генетического локуса, при применении указанных методов существенно более ограничена, чем получаемая в результате, к примеру, ББИ-маркирования, которое ориентировано на выявление определенных нуклеотидных последовательностей и предоставляет обширную информацию об ограниченном числе молекулярных мишеней. Такого рода информация, как правило, используется для эволюционных построений и таксономических построений. Самым типичным молекулярным монолокусным маркером является ген, кодирующий малую субъединицу рибосомной РНК - 16Б рДНК у прокариотических организмов, и в то же время для филогенетических построений у прокариот все чаще и чаще используют и альтернативные маркеры, разрабатываемые на основании последовательностей некоторых функциональных генов. Методы фингерпринтинга и анализа сходства конкретных последовательностей не исключают, а взаимно дополняют друг друга - методы сравнительного анализа конкретных последовательностей недостаточно достоверно работают на внутривидовом уровне, а методы фингерпринтинга - на межвидовом.

При окончательном выборе конкретного молекулярного маркера в качестве инструмента исследования в первую очередь принимаются в расчет вопросы доступности технологических ресурсов для его осуществления, а также стоимости получаемых данных. Следует оговориться, что это не всегда возможно. Так, например, для описания нового вида прокариот необходимым является проведение анализа первичной нуклеотидной последовательности генов, кодирующих 168 рРНК, и этот молекулярный маркер, согласно решению Международного таксономического комитета, не может быть заменен никаким альтернативным, хотя при окончательном решении вопроса о таксономической принадлежности нового организма в спорных случаях во внимание могут быть приняты и данные геномного фингерпринтинга, и данные по другим альтернативным молекулярным маркерам.

Помимо широкого применения в области фундаментальной науки, методы молекулярного маркирования имеют и вполне конкретную практическую востребованность. К примеру, известный метод установления отцовства/материнства, основанный на применении ПЦР для одновременного выявления молекулярных маркеров, относящихся к десятку и более генетических локусов. Точность этого метода настолько высока, что он принят для практического использования практически во всем мире. Методы экспресс-диагностики инфекционных заболеваний, широко применяемые в медицинской практике, также основаны на применении молекулярных маркеров, в данном случае высокоспецифичных по отношению к конкретным мишеням - уникальным участкам геномной ДНК патогенных микроорганизмов определенной штаммовой и видовой принадлежности. Не менее актуальной в настоящее время является проблема идентификации конкретных генно-инженерных модификаций в растительном сырье и полученных на его основе продуктах питания, когда только высокоспецифичные молекулярные маркеры способны различать абсолютно одинаковые по всем остальным параметрам (в том числе и по уровню экспрессии чужеродного белка) линии трансгенных растений и только их применение позволяет отделять проверенные на биобезопасность разрешенные линии трансгенных растений от трансформационных событий, не прошедших столь подробную проверку и не допущенных к практическому применению. Так, в 2000 году в США произошло случайное попадание кормовой кукурузы 81аг1Лпк в пищевые продукты, а в 2005 году на поля по ошибке была выпущена трансгенная кукуруза несертифицированной линии ВиО вместо разрешенной к применению линии Ви 1. Убытки из-за этих ошибок превысили миллиард долларов (МасП\уат, 2005).

ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ

Целью данной работы являлась разработка и практическое применение системы молекулярных маркеров, позволяющей проводить выявление и идентификацию генетических мишеней разного уровня специфичности, от конкретной нуклеотидной последовательности до генома в целом.

Для достижения поставленных целей решали следующие задачи:

1. ^ Комплексная молекулярная идентификация эубактерий при помощи Маркеров ! 68 рДНКифункциопальных генов?

2. Разработка праймерной системы для выявления генов 16Б рДНК у максимально широкого спектра архей и ее применение для анализа природных сообществ.

3. Разработка метода ОЖ-ПЦР для интегрального сравнения геномов прокариот и его применение для создания молекулярных маркеров различного уровня специфичности.

4. Разработка качественных и количественных методов выявления и идентификации генетически модифицированных источников растительного происхождения.

5. Разработка метода выделения ПЦР-пригодной ДНК из пищевых продуктов с повышенным содержанием жиров и полисахаридов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Кузнецов, Борис Борисович

выводы

1. С использованием в качестве генетических мишеней генов, кодирующих 16S рРНК бактерий была выявлена их многокопийность генов у бактерии Desulfotomaculum kuznetsovii 17 и исследовано влияние мультикопийности указанных генов на точность филогенетического анализа, проводимого на основе их сравнения. . 2. Разработана система праймеров для выявления генов 16S рДНК у максимально широкого спектра архей. На примере микробного сообщества бактериальных обрастаний арагонитовых коралловидных построек показана эффективность разработанной системы праймеров при выявлении генов, кодирующих 16S рРНК, в молекулярно-экологических исследованиях.

3. Комплексный молекулярный анализ, проведенный с использованием в качестве генетических мишеней генов, кодирующих 16S рРНК, а также функциональных генов nijН и cbbL позволил подтвердить обособленное положение группы штаммов Oscillochloris trichoides и предложить новое семейство бактерий - Oscillochloridaceae

4. Разработан метод DIR-ПЦР для интегрального сравнения геномов прокариот и создания молекулярных маркеров различного уровня специфичности, сцепленных с заданными диагностическими признаками бактерий. Применение предлагаемого метода позволило разработать специфичный SCAR-маркер для идентификации группы штаммов A. tumefaciens, используемых при трансформации растений, на основе которого предложен метод выявления присутствия этих бактерий в растительном материале;

5. Разработана система праймеров для выявления комплекса молекулярных маркеров, специфичного для ВМЦК, применение которой позволит избежать ложноположительного определения ГМИ в продуктах питания.

6. Разработан экспресс-метод выделения ДНК из пищевых продуктов разной степени процессированности.

7. Разработаны и утверждены для практического применения тест-системы для количественного определения содержания ГМИ в пищевых продуктах и продовольственном сырье методом ПЦР в режиме реального времени для пяти трансформационных событий: RR40-3-2, MON8IO, NK603, Т25 и GA21.

Заключение

Разработан экспресс-метод выделения ДНК из различных пищевых продуктов, включая особо богатые жирами шоколад, шоколадные конфеты, паштеты и майонез. Были исследованы 38 образцов разнообразных пищевых продуктов, содержащих сою или кукурузу. Показано, что выделенная из них предлагаемым методом ДНК высокого качества и пригодна для дальнейшего ПЦР-анализа.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Кузнецов, Борис Борисович, 2008 год

1. Берг И. А., Кеппен О. И., Красильникова Е. Н., Уголькова Н. В., Ивановский Р. Н. Углеродный метаболизм аноксигенных нитчатых фототрофных бактерий семейства Oscillochloridaceae И Микробиология. 2005. - Т. 74. - № 3. - С. 305-312.

2. Булыгина Е.С., Кузнецов Б.Б., Марусина А.И., Кравченко И.К., Быкова С.А., Колганова Т.В., Гальченко В.Ф. Изучение нуклеотидных последовательностей nifil генов у представителей метанотрофных бактерий // Микробиология. 2002. - Т. 71. - № 4. - С. 500-508.

3. Дорошенко Е.В., Булыгина Е.С., Спиридонова Е.М., Турова Т.П., Кравченко И.К. Выделение и характеристика азотфиксирующих бактерий рода Azospirillum из почвы сфагнового болота // Микробиология. 2007. Т. 76. - № 1. - С. 107-115.

4. Дорошенко Е.В., Лойко Н.Г., Ильинская О.Н., Колпаков А.И., Горнова И.Б., Климанова Е.В., Эль-Регистан Г.И. Характеристика диссоциантов Bacillus cereus II Микробиология. 2001. - Т. 70. - № 6. - С. 811-819.

5. Захарчук Л. М., Цаплина И. А., Красильникова Е. Н., Богданова Т. И., Каравайко Г. И. Метаболизм углерода у Sulfobacillus thermosulfidooxidans штамм 1269 // Микробиология. -1994.-Т. 63.-С. 573-580.

6. Кеппен О. И., Красильникова Е. Н. Активность ферментов цикла трикарбоновых кислот у Oscillochloris trichoides // Микробиология. 1995. - Т. 64. - № 5. - С. 714-715.

7. Кеппен О.И., Лебедева Н.В., Трошина О.Ю., Родионов Ю.В. Нитрогеназная активность нитчатой фототрофной зеленой бактерии // Микробиология. 1989.- Т. 58.- С. 520-521.

8. Колганова Т.В., Кузнецов Б.Б., Турова Т.П. Подбор и тестирование олигонуклеотидных праймеров для амплификации и секвенирования генов 16S рРНК архей // Микробиология. 2002. - Т. 71. - № 2. - С. 283-286.

9. Марусина А.И., Булыгина Е.С., Кузнецов Б.Б., Турова Т.П., Кравченко И.К., Гальченко В.Ф. Система олигонуклеотидных праймеров для амплификации генов nifН различных таксономических групп прокариот // Микробиология. — 2001. — Т. 70. № 1. — С. 86-91.

10. Спиридонова Е.М., Кузнецов Б.Б., Пименов Н.В., Турова Т.П. Определение филогенетического разнообразия эндосимбионтов моллюска Bathymodiolus azoricus на основании анализа генов 16S рРНК, cbbL иpmoh II Микробиология. 2006. - Т. 75. - №6. -С. 798-806.

11. Турова Т.П. Применение данных ДНК-ДНК гибридизации и анализа генов 16S рРНК для решения таксономических проблем на примере порядка Haloanaerobiales // Микробиология. 2000. - Т. 69. - С. 741-752.

12. Турова Т.П. Мультикопийность рибосомных оперонов прокариот и ее влияние на проведение филогенетического анализа // Микробиология. 2003. - Т. 72. - С. 437-452.

13. Турова Т.П., Кузнецов Б.Б., Колганова Т.В., Бонч-Осмоловская Е.А. Филогенетическое положение Desulfurococcus amylolyticus И Микробиология. 2000. - Т. 69. - № 3. - С. 447-448.

14. Черных Н. А. Использование полимеразной цепной реакции для детекции гена РБФК в природных образцах // Микробиология. 1995. - Т. 64. - № 6. - С. 792-796

15. Achenbach L.A., Carey J., Madigan M.T. Photosynthetic and phylogenetic primers for detection of anoxygenic phototrophs in natural environments // Appl. Environ. Microbiol. -2001. V. 67. - № 7. - P. 2922-2926

16. Alchenbach L., Woese C. 16S and 23S rRNA-like primers // In: Archaea: a laboratory manual / Robb F.T. et al. (Eds.). Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1995. - Appendix 6.

17. Amann G., Stetter K.O., Llobet-Brossa E., Amann R., Anton J. Direct proof for the presence and expression of two 5% different 16S rRNA genes in individual cells of Haloarcula marismortui II Extremophiles. 2000. - V. 4. - P. 373-376.

18. Barns S.M., Delwiche C.F., Palmer J.D., Pace N.R. Perspectives on archaeal diversity, thermophily and monophyly from environmental rRNA sequences // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1996.-V. 93. P.9188-9193.

19. Bassham J. A., Calvin M. The path of carbon in photosynthesis. Englewood Cliffs, NJ: Prentis Hall, 1957. - 104 p.

20. Beja O., Suzuki M.T., Heidelberg J.F., Nelson W.C., Preston C.M., Hamada T., Eisen J.A., Fraser C.M., DeLong E.F. Unsuspected diversity among marine aerobic anoxygenic phototrophs //Nature. 2002. - V. 415. - P. 630-633.

21. Belfort M., Reaban M.E., Coetzee T., Dalgaard J.Z. Prokaryotic introns and inteins: a panoply of form and function // J. Bacteriol. 1995. - V. 177. - P. 3897-3903.

22. Birnboim H.C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmidDNA//Nucleic Acids Res. 1979. - V. 7. -№ 6. - P. 1513-1523.

23. Bourne D.G., McDonald I.R., Murrel L.C. Comparison of pmoA PCR primer sets as tools for investigating methanotroph diversity in three Danish soils // Appl. Environ. Microbiol. -2001. V. 67. - №. 9. - P. 3802-3809.

24. Braker G., Fesefeldt A., Witzel K.P. Development of PCR primer systems for amplification of nitrite reductase genes (nirK and nirS) to detect denitrifying bacteria in environmental samples // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64. - P. 3769-3775.

25. Braker G., Tiedje J.M. Nitric oxide reductase (norB) genes from pure cultures and environmental samples // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. - P. 3476-3483.

26. Brookes G., Barfoot P. GM crops: the first ten years global socio-economic and environmental impacts. - London: PG Economics Ltd., UK, 2007. - 116 p.

27. Brunk C.F., Avaniss-Aghajani E., Brunk C.A. A computer analysis of primer and probe hybridization potential with bacterial small-subunit rRNA sequences // Appl. Environ. Microbiol. 1996. - V. 62. - P. 872-879.

28. Brunk C.F., Eis N. Quantitative measure of small-subunit rRNA gene sequences of the kingdom Korarchaeota // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64. - P. 5064-5066.

29. Bulygina E.S., Galchenko V.F., Govorukhina N.I., Netrusov A.I., Nikitin D.I., Trotsenko Yu.A., Chumakov K.M. Taxonomic studies on methylotrophic bacteria by 5S ribosomal RNA sequencing // J. Gen. Microbiol. 1990. - V. 136. - № 3. - P. 441-446.

30. Caetano-Anolles G., Bassam B.J., Gresshoff P.M. Primer-template interactions during DNA amplification fingerprinting with single arbitrary oligonucleotides // Mol. Gen. Genet. 1992. -V. 235.-P. 157-165.

31. Campbell B.J., Cary S.C. Abundance of reverse tricarboxylic acid cycle genes in free-living microorganisms at deep-sea hydrothermal vents // Appl. Environ. Microbiol. 2004. - V. 70. - № 10.-P. 6282-6289.

32. Campbell B.J., Stein J.L., Cary S.C. Evidence of chemolithoautotrophy in the bacterial community associated with Alvinella pompejana, a hydrothermal vent polychaete // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. - № 9. - P. 5070-5078.

33. Canfield D.E., Raiswell R. The evolution of the sulfur cycle // Am. J. Sci. 1999. - V. 299. -P. 697-723.

34. Carbon P., Ehresmann C., Ehresman B., Ebel J.P. The complete nucleotide sequence of the ribosomal 16S RNA from Escherichia coli. Experimental detailes and cistron heterogenities // Eur. J. Biochem. 1979. - V.100. - P. 399-410.

35. Cavalier-Smith T. The neomuran origin of archaebacteria, the negibacterial root of the universal tree and bacterial megaclassification // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. - V. 52. -№ 1. - P. 7-76.

36. Chenault K.D., Melcher U. The complete nucleotide sequence of cauliflower mosaic virus isolate BBC // Gene. 1993. - V. 123. - № 2. - P. 255-257.

37. Cilia V., Lafay B., Christen R. Sequence heterogeneities among 16S ribosomal RNA sequences, and their effect on phylogenetic analyses at the species level // Mol. Biol. Evol. -1996. -V. 13. P.451-461.

38. Clemente M.S., Menzo S., Bagnarelli P., Manzin A., Valenza A., Varaldo P.E. Quantitative PCR and RT-PCR in virology // PCR Methods Appl. 1993. - V. 2. - P. 191-196.

39. Cobb B. Optimization of RAPD fingerprinting // In: Fingerprinting methods based on arbitrarily primed PCR / Micheli M. R. a. Bova R. (Eds.). Berlin: Springer-Verlag, 1997. - P. 93-102.

40. Costello A.M., Lidstrom M.E. Molecular characterization of functional and phylogenetic genes from natural populations of methanotrophs in lake sediments // Appl. Environ. Microbiol. -1999. V. 65. - № 11. - P. 5066-5074.

41. Dedysh S.N., Panikov N.S., Tiedje J.V. Acidophilic methanotrophic communities from Sphagnum peat bog // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64.- P. 922-929.

42. De Marais D.J. Evolution. When did photosynthesis emerge on Earth? // Science. 2000. -V. 289 - № 5485. - P. 1703-1705.

43. Dhillon A., Goswami S., Riley M., Teske A., Sogin M. Domain evolution and functional diversification of sulfite reductases // Astrobiology. 2005. - V. 5. - № 1. - P. 18 -29.

44. Dhillon A., Teske A., Dillon J., Stahl D.A., Sogin M.L. Molecular characterization of sulfate-reducing bacteria in the Guaymas Basin // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. - P. 2765-2772.

45. Distel D. L., Lee H. K., Cavanaugh C. M. Intracellular coexistence of methano- and thioautotrophic bacteria in a hydrothermal vent mussel // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1995. V. 92. -№21. -P. 9598-9602.

46. Dryden S.C., Kaplan S. Localization and structural analysis of the ribosomal RNA operons of Rhodobacter sphaeroides II Nucleic Acids Res. 1990. - V. 18. - P. 7267-7277.

47. Edwards U., Rogall T., Bloeker H., Ende M. D., Boeettge E. C. Isolation and direct complete nucleotide determination of entire genes, characterization of gene coding for 16S ribosomal RNA //Nucl. Acids Res. 1989. - V. 17. - P. 7843-7853.

48. Enwall K., Philippot L., Hallin S. Activity and composition of the denitrifying bacterial community respond differently to long-term fertilization // Appl. Environ. Microbiol. 2005. -V. 71.-№12.-P. 8335-8343.

49. Faloona F., Weiss S., Ferre F., Mullis K. Direct detection of HIV sequences in blood high-gain polymerase chain reaction // 6th International Conference on AIDS. San Francisco (CA). -1990.-Abstract 1019.

50. Farrand S.K., van Berkum P.B., Oger P. Agrobacterium is a definable genus of the family Rhizobiaceae // Int.J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. - V. 53. - P. 1681-1687.

51. Felsenstein J. PHYLIP Phylogenetic Inference Package version 3.2 // Cladistics. - 1989. -V. 5.-P. 164-166.

52. Fishbain S., Dillon J.G., Gough H.L., Stahl D.A. Linkage of high rates of sulfate reduction in Yellowstone hot springs to unique sequence types in the dissimilatory sulfate respiration pathway // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. - P. 3663-3667.

53. Flanagan D.A., Gregory L.G., Carter J.P., Karakas-Sen A., Richardson D.J., Spiro S. Detection of genes for periplasmic nitrate reductase in nitrate respiring bacteria and in community DNA // FEMS Microbiol. Lett. 1999. - V. 177. - P. 263-270.

54. Fogel G.B., Collins C.R., Li J., Brunk C.F. Prokariryotic genome size and SSU rDNA copy number: estimation of microbial relative abundance from a mixed population // Microb. Ecol. -1999.-V. 38.-P. 93-113.

55. Fox G.E, Wisotzkey J.D, Jurtshuk P. Jr. How close is close: 16S rRNA sequence identity may not be sufficient to guarantee species identity // Int. J. Syst. Bacterioh 1992. - V. 42. - P. 166-170.

56. Francis C.A., Roberts K.J., Beman J.M., Santoro A.E., Oakley B.B. Ubiquity and diversity of ammonia-oxidizing archaea in water columns and sediments of the ocean // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005. - V. 102. - № 41. - P. 14683-14688.

57. Gamier T., Canard B., Cole S.T. Cloning, mapping, and' molecular characterization of the rRNA operons of Clostridium perfringens II J. Bacteriol. 1991. - V. 173. - P. 5431-5438.

58. Garrity G.M., Holt J.G. Phylum BVI. Chloroflexi phy. nov. // In: Bergey's manual of systematic bacteriology. 2 ed. / Boone D. R. et al. (Eds.). New York, Berlin, Heidelberg: Springer, 2001. - P. 427-446.

59. George M.L.C., Bustamam M., Cruz W.T., Leach J.E., Nelson R.J. Movement of Xanthomonas oryzae pv. oryzae in southeast Asia detected using PCR-based DNA fingerprinting-// Phytopathology. 1997. - V.87. - P. 302-309.

60. Gibson J.R., Slater E., Xery J., Tompkins D.S., Owen R.J. Use of an amplified-fragment length polymorphism technique to fingerprint and differentiate isolates of Helicobacter pylori II J. Clin. Microbiol. 1998. - V. 36. - P. 2580-2585.

61. Gich F., Garcia-Gil J., Overmann J. Previously unknown and phylogenetically diverse members of the green nonsulfur bacteria are indigenous to freshwater lakes // Arch. Microbiol. -2001.-V. 177.-№ l.-P. 1-10.

62. Giovannoni S.J., Britschgi T.B., Moyer C.L., Faild K.J. Genetic diversity in Sargasso Sea bakterioplankton //Nature. 1990. - V. 345. - P. 60-63.

63. Grant S., Grant W.D., Jones B.E., Cato C., Li. L. Novel archaeal phylotypes from an East African alkaline soltera // Extremophiles. 1999. - V. 3. - P. 139-145.

64. Grayson T.H., Alexander S.M, Cooper L.F., Gilpin M.L. Renibacterium salmoninarum isolates from different sources possess two highly conserved copies of the rRNA operon // Antonie Van Leeuwenhoek. 2000. - V.78. - P. 51-61.

65. Gregory L.G., Bond P.L., Richardson D.J., Spiro S. Characterization of a nitrate-respiring bacterial community using the nitrate reductase gene (narG) as a functional marker // Microbiology. 2003. - V. 149. - P. 229-237.

66. Gregory L.G., Karakas-Sen A., Richardson D.J., Spiro S. Detection of genes for membrane-bound nitrate reductase in nitrate-respiring bacteria and in community DNA // FEMS Microbiol. Lett. 2000 - V. 183. - P. 275-279.

67. Grobkopf R., Stubner S., Leisak W. Novel euarchael lineages detected on rice roots and in anoxic bulk soil of flooded rice microcosms // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64. - P. 4983-4989.

68. Gruntzig V., Nold S.C., Zhou J., Tiedje J.M. Pseudomonas stutzeri nitrite reductase gene abundance in environmental samples measured by real-time PCR // Appl. Environ. Microbiol. -2001.-V. 67. -P. 760-768.

69. Gurtler V., Wilson V.A., Mayall B.C. Classification of medically important Clostridia using restiction endonuclease site differences of PCR-amplified 16S rRNA // J. Gen. Microbiol. -1991.-V. 137.-P. 2673-2679.

70. Gut M., Leutenegger C.M., Huder J.B., Pedersen N.C., Lutz H. One-tube fluorogenic reverse transcription-polymerase chain reaction for the quantitation of feline coronaviruses // J. Virol. Methods. 1999. - V. 77. - P. 37-46.

71. Hallin S., Lindgren P.E. PCR detection of genes encoding nitrite reductase in denitrifying bacteria//Appl. Environ. Microbiol. 1999. - V. 65. - P. 1652-1657.

72. Hanada S., Takaichi S., Matsuura K., Nakamura K. Roseiflexus castenholzii gen. nov., sp. nov., a thermophilic, filamentous, photosynthetic bacterium that lacks chlorosomes // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. - V. 52. - № 1. - P. 187-193.

73. Hansen G., Wright M.S. Recent advances in the transformation of plants // Trends Plant Sci. 1999. - V. 4. - № 6. - P. 226-231.

74. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J., Williams P.M. Real time quantitative PCR // Genome Res. 1996 - V. 6. - P. 986-994.

75. Herbers K., Sonnewald U. Production of new/modified proteins in transgenic plants // Curr. Opin. Biotechnol. 1999. - V. 10. - P. 163-168.

76. Hershberger K.L., Barns S.M., Reysenbach A.L., Dawson S.C., Pace N.R. Crenarchaeota in low temperature terrestrial environment//Nature. 1996. -V. 384. - P. 420.

77. Herter S., Fuchs G., Bacher A., Eisenreich W. A bicyclic autotrophic CO2 fixation pathway in Chloroflexus aurantiacus II J. Biol. Chem. 2002. - V. 277. - № 23. - P. 20277-20283.

78. Hillier W., Babcock G.T. Photosynthetic reaction centers // Plant Physiol. 2001. - V. 125. - № 1. - P. 33-37.

79. Hinnebusch A.G., Klotz L.C., Blanken R.L., Loeblich A.R. 3rd. An evaluation of the phylogenetic position of the dinoflagellate Crypthecodinium cohnii based on 5S rRNA characterization // J. Mol. Evol. -1981. V. 17. - № 6. - P. 334-337.

80. Hinrichs K.U., Hayes J.M., Sylva S.P., Brewer P.G., DeLong E.F. Methane-consuming archaebacteria in marine sediments //Nature. 1999. - V. 398. - P. 802-805.

81. Hollibaugh J.T., Budinoff C., Hollibaugh R.A., Ransom B., Bano N. Sulfide oxidation coupled to arsenate reduction by a diverse microbial community in a soda lake // Appl. Environ. Microbiol. 2006. - V. 72. - № 3. - P. 2043-2049.

82. Holmes A.J., Costello A., Lidstrom M.E., Murrell J.C. Evidence that particulate methane monooxygenase and ammonia monooxygenase may be evolutionarily related // FEMS Microbiol. Lett. 1995. - V. 132. - № 3. - P. 203-208.

83. Holmes B., Roberts P. The classification, identification and nomenclature of agrobacteria // J. Appl. Bacteriol. 1981. - V. 50. - P. 443^167.

84. Honeycutt R.J., Sobral B.W., McClelland M. tRNA intergenic spacers reveal polymorphisms diagnostic for Xanthomonas albilineans II Microbiology. 1995. - V. 141. - P. 3229-3239.

85. Honeycutt R., Sobral B.W., McClelland M. Polymerase chain reaction (PCR) detection and quantification using a short PCR product and a synthetic internal positive control // Anal. Biochem. 1997. - V. 248. - P.303-306.

86. Horn M.A., Drake H.L., Schramm A. Nitrous oxide reductase genes (nosZ) of denitrifying microbial populations in soil and the earthworm gut are phylogenetically similar // Appl. Environ. Microbiol. 2006. - V. 72. - № 2. - P. 1019-1026.

87. Hubner P., Waiblinger H.U., Pietsch K., Brodmann P. Validation of PCR methods for quantitation of genetically modified plants in food // J AO AC Int. 2001. -V. 84. - № 6. -P. 1855-1864.

88. Hulton C.S.J., Higgins C.F., Sharp P.M. ERIC sequences: a novel family of repetitive elements in the genomes of Escerichia coli, Salmonella typhimurium, and other enterobacteria // Mol. Microbiol. 1991. - V. 5. - P. 825-834.

89. Ivanovsky R.N., Sintsov N.V., Kondratieva E.N. ATP-linked citrate lyase activity in the green sulfur bacterium Chlorobium limicola forma thiosulfatophilum II Arch. Microbiol. 1980. -V. 128.-№2.-P. 239-241.

90. Islam F.S., Gault A.G., Boothman C., Polya D.A., Charnock J.M., Chatterjee D., Lloyd J.R. < Role of metal-reducing bacteria in arsenic release from Bengal delta sediments // Nature. 2004.-V. 430.-P. 68-71.

91. Jassen P., Maquelin K., Coopman R., Tjerberg I., Bonvet P., Kerstens K., Dijkshoorn L. Discrimination of Acinetobacter genomic species by AFLP fingerprinting // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. - V. 47. - P. 1179-1187.

92. Johansen T., Carlson C.R., Kolsto A.R. Variable numbers of rRNA gene operons in Bacillus cereus strains // FEMS Microbiol. Lett. 1996. - V. 136. - P. 325-328.

93. Joulian C., Ramsing N.B., Ingvorsen K. Congruent phylogenies of most common small-subunit rRNA and dissimilatory sulfite reductase gene sequences retrieved from estuarine sediments // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V. 67. - P. 3314-3318.

94. Kandeler E., Deiglmayr K., Tscherko D., Bru D., Philippot L. Abundance of narG, nirS, nirK, and nosZ genes of denitrifying bacteria during primary successions of a glacier foreland // Appl. Environ. Microbiol. 2006. - V. 72. - № 9. - P. 5957-5962.

95. Kamekura M. Diversity of members of the family Halobacteriaceae II In: Microbiology and Biogeochemistry of Hypersaline Environments. / Oren A. (Ed.). Boca Raton, CRC Press, 1999. -P. 13-25.

96. Karr E.A., Sattley W.M., Jung D.O., Madigan M.T., Achenbach L.A. Remarkable diversity of phototrophic purple bacteria in a permanently frozen Antarctic lake // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. - P. 4910-4914.

97. Kato C., Li L., Tamaoka J., Horikoshi K. Molecular analysis of the sediment of the 11000 m deep Mariana Trench // Extremophiles. 1997. - V. 1. - P. 117-123.

98. Keane P. J., Kerr A., New P. B. Crown gall of stone fruit. II. Identification and nomenclature of Agrobacterium isolates // Aust.J. Biol. Sei.- 1970. V. 23. - P. 585-595.

99. Keppen O.I., Baulina O.I., Kondratieva E.N. Oscillochloris trichoides neotype strain DG-6 // Photosynth. Res. 1994. - V. 41. - P. 29-33.

100. Kim J., Nietfeld J., Benson A.K. Octamer-based genome scanning distinguishes a unique subpopulation of E. coli 0157:H7 strains in cattle // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1999. - V. 96. -P. 13288-13293.

101. Kirshtein J.D., Paerl H.W., Zehr J. Amplification, cloning and sequencing of a nifii segment from aquatic microorganisms and natural communities // Appl. Environ. Microbiol.-1991.-V. 57. P. 2645-2650.

102. Kostman J.R., Edlind T.D., LiPuma J.J., Stull T.L. Molecular epidemiology of Pseudomonas cepacia determined by polymerase chain reaction ribotyping // J. Clin. Microbiol.- 1992.-V. 30.-P. 2084-2087.

103. Kowalchuk G.A., Stephen J.R. Ammonia-oxidizing bacteria: a model for molecular microbial ecology // Annu. Rev. Microbiol. 2001. - V. 55. - P. 485-529.

104. Kuever J., Rainey F.A., Hippe H. Description of Desulfotomaculum sp. Groll as Desulfotomaculum gibsoniae sp. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. - V. 49. - P. 1801-1808.

105. Lane D.J., Stahl D.A., Olsen G.J., Heller D.J., Pace N.R. Phylogenetic analysis of the genera Thiobacillus and Thiomicrospira by 5S rRNA sequences // J. Bacteriol. 1985. - V. 163.- № 1. P. 75-81.

106. Lane D. J. 16S/23S sequencing // In: Nucleic acid techniques in bacterial systematics / Stackebrandt E. a. Goodfellow M. (Eds.). Chichester: John Wiley & Sons, Ltd., 1991. - P. 115175.

107. Leininger S., Urich T., Schloter M., Schwark L., Qi J., Nicol G.W., Prosser J.I., Schuster S.C., Schleper C. Archaea predominate among ammonia-oxidizing prokaryotes in soils // Nature.- 2006. V. 442. - P. 806-809.

108. Liefting L.W., Andersen M.T., Beever R.E., Gardner R.C., Forster R.S. Sequence heterogeneity in the two 16S rRNA genes of Phormium yellow leaf phytoplasma // Appl. Environ. Microbiol. 1996. - V. 62. - P. 3133-3139.

109. Line M.A. The enigma of the origin of life and its timing // Microbiology. 2002. - V. 148.- № 1.-P. 21-27.

110. Linton D., Clewley J.P., Burnens A., Owen R.J., Stanley J. An intervening sequence (IVS) in the 16S rRNA gene of the eubacterium Helicobacter canis II Nucleic Acids Res. 1994b. - V. 22.-№ 11.-P. 1954-1958.

111. Losekann T., Knittel K., Nadalig T., Fuchs B., Niemann H., Boetius A., Amann R. Diversity and abundance of aerobic and anaerobic methane oxidizers at the Haakon Mosby Mud Volcano, Barents Sea // Appl. Environ. Microbiol. 2007 (In press)

112. Louws F.G., Rademaker J.L.W., de Bruijn F.G. The three Ds of PCR-based genomic analysis of phytobacteria: diversity, detection and disease diagnosis // Ann. Rev. Phytopathol. -1999.-V. 37.-P. 81-125.

113. Lyamichev V., Brow M.A., Dahlberg J.E. Structure-specific endonucleolytic cleavage of nucleic acids by eubacterial DNA polymerases // Science. 1993- V. 260. - P. 778-783.

114. Macalady J., Banfield J. F. Molecular geomicrobiology: genes and geochemical cycling // Earth Planet. Sci. Lett. 2003. - V. 209. - P. 1-17.

115. Macilwain C. US launches probe into sales of unapproved transgenic corn // Nature. 2005.- V. 434. P. 423.

116. Malasarn D., Saltikov C.W., Campbell K.M., Santini J.M., Hering J.G., Newman D.K. arrA is a reliable marker for As(V) respiration // Science. 2004. - V. 306. - P. 455.

117. Abi S.A. MarquesI; Anne Marchaisonll; Louis Gardanll; Régine Samsonll. BOX-PCR-based identification of bacterial species belonging to Pseudomonas syringae P. viridiflava group Genetics and Molecular Biology Genet. Mol. Biol. -2008. V.31(l). - P.678

118. Martinez-Garcia M., Diaz-Valdes M., Wanner G., Ramos-Espla A., Anton J. Microbial community associated with the colonial ascidian Cystodytes dellechiajei II Environ. Microbiol. -2007.-V. 9.-№2.-P. 521-534.

119. Masson L., Erlandson M., Puzstai-Carey M., Brousseau R., Juarez-Perez V., Frutos R. A holistic approach for determining the entomopathogenic potential of Bacillus thuringiensis strains // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64. - P. 4782-4788.

120. Mayer L.W. Use of plasmid profiles in epidemiologic surveillance of diseases outbreaks and in tracing the transmission of antibiotic resistance // Clin. Microbiol. Rev. 1988. - V. 1. - P. 228-243.

121. McDonald I.R., Hall G.H., Pickup R.W., Murrell J.C. Methane oxidation potential and preliminary analysis of methanotrophs in blanket bog peat using molecular ecology techniques // FEMS Microbiol. Ecol. 1996. -V. 21. - № 3. - P. 197-211.

122. McDonald I.R., Kenna E.M., Murrell J.C. Detection of methanotrophic bacteria in environmental samples with the PCR // Appl. Environ. Microbiol. 1995. - V. 61. - № 1. -P. 116-121.

123. McDonald I.R., Murrell J.C. The methanol dehydrogenase structural gene mxaF and its use as a functional gene probe for methanotrophs and methylotrophs // Appl. Environ. Microbiol. -1997a. V. 63. - № 8. - P. 3218-3224.

124. McDonald I.R., Murrell J.C. The particulate methane monooxygenase gene pmoA and its use as a functional gene probe for methanotrophs // FEMS Microbiol. Lett. 1997b. - V. 156. -P. 205-210.

125. McGregor B.J., Moser D.P., Aim E.W., Nealson K.H., Stahl D.A. Crenarchaeota in Lake Michigan sediment // Appl. Environ. Microbiol. 1997. - V. 63. - P. 1178-1181.

126. Moreno C., Romero J., Espejo R.T. Polymorphism in repeated 16S rRNA genes is a common property of type strains and environmental isolates of the genus Vibrio II Microbiology. 2002. - V. 148. - P. 1233-1239.

127. Munson M.A., Nedwell D.B., Embley T.M. Phylogenetic diversity of Archaea in sediment samples from a costal salt marsh // Appl. Anviron. Microbiol. 1997. - V. 63. - P. 4729-4733.

128. Murray B.E., Singh K.V., Heath J.D., Sharma B.R., Weinstock G.M. Comparison of genomic DNAs of different enterococcus isolates using restriction endonucleases with infrequent recognition sites // J. Clinic. Microbiol. 1990. - V.28. - P. 2059-2063.

129. Murray M.G., Thompson W.F. Rapid isolation of high molecular weight plant DNA // Nucleic Acids Res. 1980. - V. 8. - P. 4321-4325.

130. Myers L.E., Silva S.V.P.S., Procuniar J.D., Little P.B. Genomic fingerprinting of Haemophilus somnus isolates using a random amplified polymorphic DNA assay // J. Clin. Microbiol. 1993. -V. 31. - P. 512-517.

131. Mygind T., Birkelund S., Christiansen G. DNA sequencing reveals limited heterogeneity in the 16S rRNA gene from the rrnB operon among five Mycoplasma hominis isolates // Int. J. Syst. Bacteriol. 1998. - V. 48. - P. 1067-1071.

132. Mylvaganam S., Dennis P.P. Sequence heterogeneity between the two genes encoding 16S rRNA from the halophilic archaebacterium Haloarcula marismortui // Genetics. 1992. - V. 130. -P. 399-410.

133. Naganuma T., Kato C., Hirayama H., Moriyama N., Hashimoto J., Horikoshi K. Intracellular occurrence of e-proteobacterial 16S rDNA sequences in the vestimentiferan trophosome // Journal of Oceanography. 1997. - V. 53. - P. 193-197.

134. Nakagawa T., Fukui M. Molecular characterization of community structures and sulfur metabolism within microbial streamers in Japanese hot springs // Appl. Environ. Microbiol. -2003. V. 69. - P. 7044—7057.

135. Nakagawa T., Hanada S., Maruyama A., Marumo K., Urabe T., Fukui M. Distribution and diversity of thermophilic sulfate-reducing bacteria within a Cu-Pb-Zn mine (Toyoha, Japan) // FEMS Microbiol. Ecol. 2002. - V. 41. - P. 199-209.

136. Ninet B., Monod M., Emler S., Pawlowski J., Metral C., Rohner P., Auckenthaler R., Hirschel B. Two different 16S rRNA genes in a mycobacterial strain // J. Clin. Microbiol. 1996. - V. 34.-P. 2531-2536.

137. Nisbet E.G., Sleep N.H. The habitat and nature of early life // Nature. 2001. -V. 409. -№6823.-P. 1083-1091.

138. OgasawaraN., Nakai S., Joshikawa H. Systematic sequencing of the 180 kilobase region of the Bacillus subtilis chromosome containing the replication origin // DNA Res. 1994. - V. 1. -P. 1-14.

139. Ohkubo S., Iwasaki H., Hori H., Osawa S. Evolutionary relationship of denitrifying bacteria as deduced from 5S rRNA sequences // J. Biochem. (Tokyo). 1986. - V. 100. - № 5. - P. 12611267.

140. Ohkuma M., Noda S., Usami R., Horikoshi K., Kudo T. Diversity of nitrigen fixation genes in the symbiotic intestinal microflora of the termite Reticulitermes speratus II Appl. Environ. Microbiol. 1996. -V. 62. - P. 2141-2152.

141. Okubo Y., Futamata H., Hiraishi A. Characterization of phototrophic purple nonsulfiir bacteria forming colored microbial mats in a swine wastewater ditch // Appl. Environ. Microbiol.- 2006. V. 72. - № 9. - P. 6225-6233.

142. Olsen G.J., Lane D.J., Giovannoni S.J., Pace N.R., Stahl D.A. Microbial ecology and evolution: a ribosomal RNA approach // Ann. Rev. Microbiol. 1986,- V. 40.- P. 337-365.

143. Oremland R.S, Stolz J.F. The ecology of arsenic // Science. 2003. - V. 300. - P. 939-944.

144. Oren A., Ventosa A., Gutierrez M.C., Kamekura M. Haloarcula quadrata sp. nov., a square, motile archaeon isolated from a brine pool in Sinai (Egypt) // Int. J. Syst. Bacteriol. -1999.-V. 49.-P. 1149-1155.

145. Oz A., Sabehi G., Koblizek M., Massana R., Beja O. Roseobacter-like bacteria in Red and Mediterranean Sea aerobic anoxygenic photosynthetic populations // Appl. Environ. Microbiol. -2005.-V. 71.-P. 344-353.

146. Park Y.H., Hori H., Suzuki K., Osawa S., Komagata K. Phylogenetic analysis of the coryneform bacteria by 5S rRNA sequences // J. Bacteriol. 1987. - V. 169. - № 5. - P. 18011806.

147. Patel B.K., Love C.A., Stackebrandt E. Helix 6 of the 16S rRNA of the bacterium Desulfotomaculum australicum exhibits an unusual structural idiosyncrasy // Nucleic Acids Res.- 1992. V. 20.-P. 5483.

148. Paul J. H., Cazares L., Thurmond J. Amplification of the rbcL gene from dissolved and particulate DNA from aquatic environments // Appl. Environ. Microbiol. 1990. - V. 56. - № 6. -P. 1963-1966.

149. Peinado M.A., Malkhosyan S., Velazquez A., Perucho M. Isolation and characterization of allelic losses and gains in colorectal tumors by arbitrarily primed polymerase chain reaction // Proc.Natl. Acad. Sei.USA. 1992. - V. 89.-P. 10065-10069.

150. Peterka M, Avgustin G. Ribosomal RNA genes from Prevotella bryantiv. organization and heterogeneity // Folia Microbiol (Praha). 2001. - V.46. - P. 67-70.

151. Pettersson B.L., Bolske G., Thiaucourt F., Uhlen M.5 Johansson K.E. Molecular evolution of Mycoplasma capricolum subsp. capripneamoniae strains, based on polymorphisms in the 16S rRNA genes // J. Bacteriol. 1998. - V. 180. - P. 2350-2358.

152. Pettersson B., Leitner T., Ronaghi M., Bolske G., Uhlen M., Johansson K.E. Phylogeny of the Mycoplasma mycoides cluster as determined by sequence analysis of the 16S rRNA genes from the two rRNA operons //J. Bacteriol. 1996. - V. 178. - P. 4131-4142.

153. Pichard S. L., Campbell L., Paul J. H. Diversity of the ribulose bisphosphate carboxylase/oxygenase form I gene (rbcL) in natural phytoplankton communities // Appl. Environ. Microbiol. 1997. - V. 63. - № 9. - P. 3600-3606.

154. Pietsch K., Waihlinger U., Brodmann P., Würz A. Scrreningverfahren zur Identifizierung gentechnisch veraenderter Lebensmittel // Deutsche Lebensmittel RundschauHefit 1977. - V. 2. -P. 35-38.

155. Poh C.L., Yeo C.C., Tay L. Genome fingerprinting by pulsed-field gel electrophoresis and ribotyping to differentiate Pseudomonas aeruginosa serotype 011 strains // Eur. J. Clinic. Microbiol. Infect. Dis. 1992. - V. 11. - P. 817-822.

156. Rainey F.A., Ward-Rainey N.L., Janssen P.H., Hippe E., Stackebrandt E. Clostridium paradoxum DSM 7308T contains multiple 16S rRNA genes with heterogenous intervening sequences // Microbiology. 1996. - V. 142. - P. 2087-2095.

157. Rainey F.A., Ward N.L., Morgan H.W., Toalster R., Stackebrandt E. Phylogenetic analysis of anaerobic thermophilic bacteria: aid for their reclassification // J. Bacteriol. 1993. - V. 175. -P. 4772-4779.

158. Rich J.J., Heichen R.S., Bottomley P.J., Cromack K., Myrold D.D. Community composition and functioning of denitrifying bacteria from adjacent meadow and forest soils // Appl. Environ. Microbiol. 2003. - V. 69. - № 10. - P. 5974-5982.

159. Ririe K.M., Rasmussen R.P., Wittwer C.T. Product differentiation by analysis of DNA melting curves during the polymerase chain reaction // Anal Biochem. 1997. - V. 245. - P. 154-160.

160. Salzberg S.L., Salzberg A.J., Kerlavage A.R., Tomb J.F. Skewed oligomers and origins of replication // Gene. 1998. - V. 217. - P. 57-67.

161. Sambrook J., Fritsch E. F., Maniatis T. Molecular cloning: a laboratory manual. 2 ed. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.

162. Sayada C., Denamur E., Orfila J., Catalan F., Elion J. Rapid genotyping of the Chlamydia trachomatis major outer membrane protein by the polymerase chain reaction // FEMS Microbiol. Lett. 1991.-V. 83.-P. 73-78.

163. Scala D.J., Kerkhof L.J. Nitrous oxide reductase (nosZ) gene-specific PCR primers for detection of denitrifiers and three nosZ genes from marine sediments // FEMS Microbiol. Lett. -1998.-V. 162.-P. 61-68.

164. Scala D.J., Kerkhof L.J. Diversity of nitrous oxide reductase (nosZ) genes in continental shelf sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - V. 65. - P. 1681-1687.

165. Scala D.J., Kerkhof L.J. Horizontal heterogeneity of denitrifying bacterial communities in marine sediments by terminal restriction fragment length polymorphism analysis // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - V. 66. - P. 1980-1986.

166. Schleper C., Holben W., Klenk H.P. Recovery of crenarchaeotal ribosomal DNA sequences from freshwater-lake sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1997. - V. 63. — P. 321-323.

167. Shimizu T., Ohshima S., Ohtani K., Hoshino K., Honjo K., Hayashi H., Shimizu T. Sequence heterogeneity of the ten rRNA opérons in Clostridium perfringens // Syst. Appl. Microbiol. 2001. - V. 24. - P. 149-156.

168. Siemann S., Schneider K., Drottboomt M., Muller A. The Fe-only nitrogenase and the Mo nitrogenase from Rhodobacter capsulatus II Eur. J. Biochem. 2002.- V. 269. - P. 1650-1661.

169. Smith A.H., Lingas E.O., Rahman M. Contamination of drinking-water by arsenic in Bangladesh: a public health emergency // Bull. World Health Organ. 2000. - V. 78. - № 9. - P. 1093-1103.

170. Smith G.B., Tiedje J.M. Isolation and characterization of a nitrite reductase gene and its use as a probe for denitrifying bacteria // Appl. Environ. Microbiol. 1992. - V. 58. - P. 376-384.

171. Sorokin D.Yu., Zhilina T.N., Lysenko A.M., Tourova T.P., Spiridonova E.M. Metabolic versatility of haloalkaliphilic bacteria from soda lakes belonging to the Alkalispirillum-Alkalilimnicola group // Extremophiles. 2006a. - V. 10. - № 3. - P. 213-220.

172. Springer N., Ludwig W., Amann R., Schmidt H. J., Goertz H. D., Schleifer K. H. Occurrence of fragmented 16S rRNA in an obligate bacterial symbiont of Paramecium caudatum // Proc. Natl. Acad. Sci. 1993. - V. 90. - P.9892-9895.

173. Sriprakash K.S, Gardiner D.L. Lack of polymorphism within the rRNA operons of group A streptococci // Mol. Gen. Genet. 1997. - V. 255. - P.125-130.

174. Stachl D.A. Molecular approaches for the measurement of density, diversity and phylogeny // In: Manual of enviromental microbiology / Hurst C.J. (Ed.). Washington DC: American Society for Microbiology, 1997. - P. 102-114.

175. Stahl D.A., Lane D.J., Olsen G.J., Pace N.R. Characterization of Yellowstone hot spring microbial community by 5S rRNA sequences // Appl. Environ. Microbiol. 1985. - V. 49. -P.1379-1384.

176. Stackebrandt E., Goebel B.M. Taxonomic note: A place for DNA-DNA reassociation and 16S rRNA sequence analysis in the present species definition in bacteriology // Int. J. Syst. Bacteriol. 1994. - V. 44. - P.846-849.

177. Stackebrandt E., Rainey F.A., Ward-Rainey N. Anoxygenic phototrophy across the phylogenetic spectrum: current understanding and future perspectives // Arch. Microbiol. 1996. -V. 166.-№4.-P. 211-223.

178. Stahl D.A., Lane D.J., Olsen G.J., Pace N.R. Characterization of Yellowstone hot spring microbial community by 5S rRNA sequences // Appl. Environ. Microbiol. 1985. - V. 49. -P.1379-1384.

179. Stern M.J., Ames G.F.L., Smith N.H., Robinson E.C., Higgins C.F. Repetative extragenic palindromic sequences: a major component of the bacterial genome // Cell. 1984. - V. 37. -P. 1015-1026.

180. Stres B., Mahne I., Avgustin G, Tiedje J.M. Nitrous oxide reductase (nosZ) gene fragments differ between native and cultivated Michigan soils // Appl. Environ. Microbiol. 2004. - V. 70. -№1.- P. 301-309.

181. Tabita F. R. Microbial ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase: a different perspective // Photosynth. Res. 1999. - V. 60. - P. 1-28.

182. Tyagi S., Kramer F.R. Molecular beacons: probes that fluoresce upon hybridization // Nature Biotechnology. 1996. - V. 14. - P. 303-308.

183. Tram C., Simonet M., Nicolas M.-H., Offredo C., Grimont F., Lefevre M., Ageron E., Debure A., Grimont P.A.D. Molecular typing of nosocomial isolates of Legionella pneumophila serogroup 3 // J. Clinic. Microbiol. 1990. - V. 28. - P. 242-245.

184. Tsygankova S.V., Ignatov A.N., Boulygina E.S., Kuznetsov B.B., Korotkov E.V. Genetic relationships among strains of Xanthomonas campestris pv. campestris revealed by novel rep-PCR primers // Eur. J. Plant Pathol. 2004. - V. 110. P. - P. 845-853.

185. Ueda K., Seki T., Kudo T., Yoshida T., Kataoka M. Two distinct mechanisms cause heterogeneity of 16S rRNA // J. Bacteriol. 1999. - V. 181. - P. 78-82.

186. Ueda T., Suga Y., Yahiro N., Matsuguchi T. Remarkable N2:fixing bacterial diversity detected in rice roots by molecular evolutionary analysis of nifH gene sequences // J. Bacteriol. -1995,-V. 177.-P. 1414-1417.

187. Van de Peer Y., De Wachter R. TREECON for Windows: a software package for the construction and drawing of evolutionary trees for the Microsoft Windows environment // Comput. Applic. Biosci. 1994. - V. 10. - № 5. - P. 569-570.

188. Versalotic J., Koeuth T., Lupski J.R. Distribution of repetitive DNA sequences in eubacteria and application to fingerprinting of bacterial genomes // Nucleic Acids Res. 1991. - V. 19. - P. 6823-6831.

189. Vetriani C., Reysenbach A.L., Dore J. Recovery and phylogenetic analysis of archaeal rRNA sequences from continental shelf sediments // FEMS Microbiol. Lett. 1998. - V. 161. -P. 83-88.

190. Vetriani C., Jannasch H.W., MacGregor B., Stahl D.A., Reysenbach A.-L. Population structure and phylogenetic chracterization of marine benthic archaea in deep-sea sediments // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - V. 65. - № 10. - P. 4375-4384.

191. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., van de Lee T., Homes M., Frijters A., Pot J., Peleman J., Muiper M., Zabeau M. AFLP: a new concept for DNA fingerprinting // Nucleic Acids Res. 1995. - V. 21. - P. 4407-4414.

192. Wang G.C., Wang Y. The frequency of chimeric molecules as a consequence of PCR co-amplification of 16S rRNA genes from different bacterial species // Microbiology. 1996. -V. 142.-P. 1107-1114.

193. Wang Y., Zhang Z., Ramanan N. The actinomycete Thermobispora bispora contains two distinct types of transcriptionally active 16S rRNA genes // J.Bacteriol. 1997. - V. 179. - P. 3270-3276.

194. Ward D.M., Weller R., Bateson M.M. 16S rRNA sequences reveal numerous uncultured microorganisms in natural community //Nature. 1990. - V. 345. - P. 63-65.

195. Watson G. M. F., Tabita F. R. Microbial ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase: a molecule for phylogenetic and enzymological investigation // FEMS Microbiol. Lett. 1997. -V. 146.-№ l.-P. 13-22.

196. Watson G. M. F., Yu J. P., Tabita F. R. Unusual ribulose 1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase of anoxic archaea // J. Bacteriol. 1999. - V. 181. - № 5. - P. 1569-1575.

197. Welsh J., McClelland M. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers // Nucleic Acids Res. 1990.-V. 18.-P. 7213-7218.

198. Welsh J., McClelland M. Genomic fingerprints produced by PCR with consensus tRNA gene primers //Nucleic Acids Res. -1991. -V. 19. P. 861-866.

199. Whitcombe D., Theaker J., Guy S.P., Brown T., Little S. Detection of PCR products using self-probing amplicons and flourescence // Nat. Biotechnol. 1999. - V. 17. - P. 804-807.

200. Widmer F., Shaffer B.T., Porteous L.A., Seidler R.J. Analysis of nz/H gene pool complexity in soil and litter at a Douglas fir forest site in the Oregon Cascade Mountain Range // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - V. 63. - P. 374-380.

201. Whitford M.F., Forster R.J., Beard C.E., Gong J., Teather R.M. Phylogenetic analysis of rumen bacteria by comparative sequence analysis of cloned 16S rRNA genes(ss) // Anaerobe. -1998.-V. 4.-№3.-P. 153-163.

202. Williams J.G-K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A., Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucleic Acids Res.- 1990.-V. 18.-P. 6531-6535.

203. Wittwer C.T., Herrmann M.G., Moss A.A., Rasmussen R.P. Continuous fluorescence monitoring of rapid cycle DNA amplification // Biotechniques. 1997. - V. 22. - P. 130-138.

204. Woese C.R., Gutell R., Gupta R., Noller H.F. Detailed analysis of the higher-order structure of 16S-like ribosomal ribonucleic acids // Microbiol. Rev. 1983.- V. 47,- P. 621-669.

205. Woese C.R. Bacterial evolution // Microbiol. Rev. 1987. - V. 51.- P. 221-271.

206. Woese C.R. The universal ancestor // Proc.Natl. Acad. Sci. 1998. - V. 95. - P. 6854-6859.

207. Wright A.D., Toovey A.F., Pimm C.L. Molecular identification of methanogenic archaea from sheep in Queensland, Australia reveal more uncultured novel archaea // Anaerobe. 2006. -V. 12.-№3.-P. 134-139.

208. Yap W.H, Wang Y. Molecular cloning and comparative sequence analyses of rRNA operons in Streptomyces nodosus ATCC 14899 // Gene. 1999. - V. 232. - P. 77-85.

209. Yap W.H., Zhang Z., Warg Y. Distinct types of rRNA operons exist in the genome of the actinomycete Thermomonospora chromogena and evidence for horizontal transfer of an entire rRNA operon // J. Bacteriol. 1999. - V. 181. - P. 5201-5209.

210. Yoon J.-H., Yim D.K., Goodfellow M., Park Y.-H. Sequence analysis of 16S rRNA genes amplified from two ribosomal RNA gene clusters of Bifidobacterium bifidum II Antonie van Leeuwenhoek. 1999. - V. 75. - P. 329-333.

211. Yutin N., Suzuki M.T., Beja O. Novel primers reveal wider diversity among marine aerobic anoxygenic phototrophs // Appl. Environ. Microbiol. 2005. - V. 71. - P. 8958-8962.

212. Zehr J., McReynolds L. Use of degenerate oligonucleotide primers for amplification of the nifH gene from the marine cyanobacterium Trihodesmium thiebautii II Appl. Environ. Microbiol. 1989.-V. 61. - P. 2427-2532.

213. Zumft W.G. Cell biology and molecular basis of denitrification // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. - V. 61. - P. 533-616.7