Модулирующее действие дофамина на активность церебральных кальпаинов тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Пестерева Нина Сергеевна

• Пестерева Нина Сергеевна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Пестерева Нина Сергеевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Структура кальпаинов

1.2. Локализация кальпаинов в клетках ЦНС

1.3. Функции кальпаинов

1.4. Вовлечение кальпаинов в развитие патологических процессов

1.4.1. Роль кальпаина 2 в гибели нейронов

2+

1.4.2. Митохондриальная дисфункция и аберрантный гомеостаз Ca при БП

1.4.3. Потенциальные субстраты кальпаина, вовлеченные в патогенез БП

2. Материалы и методы

2.1. Материалы

2.2. Препараты

2.3. Схемы экспериментов

2.4.1. Получение гомогената клеток

2.4.2. Получение синаптосом

2.4.3. Измерение активности лактатдегидрогеназы (ЛДГ)

2.4.4. Казеиновая зимография в растворе

2.4.5. Денатурирующий электрофорез в ПААГ

2.4.6. Иммуноблоттинг

2.4.7. Иммунопреципитация

2.4.8. Казеиновая зимография в геле

2.4.9. Измерение концентрации белка методом Брэдфорда

2.4.10. Хроматография

2.4.11. Измерение концентрации белка в пробе на капельном спектрофотометре

2.4.12. Методы 1тШео

2.4.13. Статистические методы обработки данных

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Влияние дефицита/избытка дофамина на активность церебральных кальпаинов .... 49 3.2 Влияние дофамина на локализацию и активность кальпаинов

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ И УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

СПИСОК ЦИТИРУЕМЫХ ИСТОЧНИКОВ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Модулирующее действие дофамина на активность церебральных кальпаинов»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования и степень ее разработки.

Уровень дофамина (ДА) в мозге испытывает колебания в течение циркадного, эстрального, сезонного и др. циклов [1], что отражается на настроении, поведении, процессах обучения и памяти [2]. Локальные изменения концентрации дофамина в областях ЦНС с низкой плотностью транспортера дофамина и/или ферментов его метаболизма могут привести к длительному нарушению баланса дофамина в синаптической щели, накапливаясь в которой, дофамин (или его окисленная форма) может выполнять не только свои «прямые», но и другие, не связанные с нейромедиаторной передачей, функции. Например, дофамин может способствовать увеличению активности кальпаинов - кальций-зависимых нейтральных цистеиновых протеаз, которые, расщепляя свои субстраты, вовлекаются в регуляцию синаптической передачи, долговременной потенциации, трансдукции сигнала. Данное предположение базируется на исследовании Уигко-МаигоК.А&ЕпеёшапЕ, которые на переживающих срезах гиппокампа показали, что 5-ти минутная инкубация срезов в присутствии 1мМ дофамина способствует увеличению уровня активированного кальпаина [3]. Субстратами кальпаинов являются ключевые белки семейства транспортных белков синаптических везикул [4], ферменты катаболизма нейромедиаторов [5], их обратного захвата [6] и рецепции [7], поэтому дофамин-индуцированная гиперактивация кальпаинов может иметь катастрофические последствия. Однако до сих пор нет понимания при каких условиях возможно взаимодействие свободного (не упакованного в синаптические везикулы) дофамина и кальпаинов -внутриклеточных протеаз. Основной вектор уже опубликованных работ преимущественно направлен на выявление последствий гиперактивации кальпаинов в дофаминергических нейронах. Так, показано, что в

дофаминергических нейронах в ответ на вход кальция в клетку через VGCCs каналы (voltage-gate calcium channels) кальпаин активируется и расщепляет протеинкиназу C (ПКС). Это приводит к образованию протеинкиназы М (ПКМ), которая фосфорилирует DAT (транспортер дофамина), что сказывается на его конфигурации. DAT также является субстратом кальпаина, причем протеолитическое расщепление внутриклеточного домена DAT кальпаином лишает транспортер активности и приводит к увеличению содержания дофамина в синаптической щели [6]. В единичных работах показана внеклеточная локализация кальпаинов [8,9], что объясняет возможность прямого взаимодействия дофамина и кальпаинов, а также расширяет ареал поиска потенциальных субстратов кальпаинов.

Цель исследования - изучить эффекты дофамина на активность и локализацию церебральных кальпаинов.

Для достижения данной цели решались следующие задачи:

1) Исследовать влияние дефицита дофамина на активность церебральных кальпаинов invivo.

2) Исследовать влияние избытка дофамина на активность церебральных кальпаинов invivo.

3) Исследовать влияние дофамина на способность кальпаина высвобождаться/секретироваться нервными окончаниями.

4) Исследовать способность дофамина модулировать активность кальпаинов invitro.

5) Среди внеклеточных доменов белковых компонентов дофаминергической системы выявить потенциальные субстраты кальпаинов.

Научная новизна. Было показано влияние дофамина на активацию и секрецию кальпаинов. ДА в концентрации 2мМ способен стимулировать секрецию кальпаинов из выделенных нервных окончаний, а также напрямую его активировать. Внеклеточные и трансмембранные белки дофаминергической системы: DAT, рецепторы дофамина D1, D2, D3 - являются потенциальными субстратами кальпаинов. В экспериментах invivo было продемонстрировано влияние фармакологически индуцированной и генетически детерминированной дизрегуляции дофаминергической системы на уровень дофамина и активность кальпаина1 и кальпаина 2 в гиппокампе, стриатуме, среднем, продолговатом и спинном мозге. В частности, на моделях избытка дофамина, вызванного введением Л-дофа и нокаутом гена, кодирующего белок DAT, в гиппокампе были показаны однонаправленные изменения уровня дофамина и активности кальпаина 2. Воздействие ингибитором тирозингидроксилазы - AMPT и предшественником дофамина - Л-дофа привело к изменению уровня дофамина и увеличенной активности кальпаина 1 в стриатуме, что также было показано на модели DAT-KO. У крыс DAT-KO показано снижение уровня тотального дофамина с одновременной повышенной активностью кальпаина 2 в продолговатом и спинном мозге.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Полученные результаты дополняют существующие представления о физиологических функциях кальпаинов, расширяют понимание природы различной функциональной роли кальпаина 1 и кальпаина 2.

В ходе исследования выявлены ранее неизученные условия активации и секреции кальпаинов под действием дофамина, что необходимо учитывать при изучении гипо- и гипердофаминовых состояний.

Результаты данной работы позволят дополнить имеющиеся знания о кальпаин-опосредованных механизмах развития нейродегенеративного процесса.

На основе полученных данных могут быть разработаны методические подходы, позволяющие включить в схемы лечения заболеваний нервной системы, связанных с гипер- и гипофункционированием дофаминергической системы, препараты, модулирующие активность кальпаинов.

Полученные результаты могут быть использованы при преподавании курсов лекций по физиологии, нейрохимии, патологической физиологии

Методология и методы исследования. В работе были использованы следующие методы: выделение синаптосом методом дифференциального центрифугирования, казеиновая зимография в геле и растворе, индукция дизрегуляции дофаминергической системы, электрофорез в денатурирующих и нативных условиях, высокоэффективная жидкостная хроматография, иммунопреципитация, имунноблоттинг, методы т sШов.

Положения, выносимые на защиту:

1. Дефицит/избыток дофамина вызывает регион-специфические изменения активности церебральных кальпаинов у крыс

2. Дофамин стимулирует высвобождение кальпаина из нервных окончаний и обладает способностью напрямую активировать кальпаины.

Достоверность представляемых результатов. Достоверность полученных данных обеспечивается использованием адекватных современных методов исследования и специализированного рабочего оборудования, проведением экспериментов на репрезентативных группах с необходимой повторностью и воспроизводимостью результатов. В ходе анализа данных использовали корректные методы их обработки, имплементированные в специализированные программные пакеты.

Апробация результатов. Результаты были представлены на международных и всероссийских конференциях: VII international symposium "Interaction of the nervous and immune systems in health and disease" (may 27 - may 31 2019 Saint-Petersburg, Russia), 26th Multidisciplinary International Neuroscience and Biological Psychiatry Conference "Stress and Behavior" (May 16-19, 2019 St. Petersburg, Russia), ENS Forum 2018 (July 7th to 11th. 2018 Berlin, Germany), «Неделя науки 2016» (1419 ноября 2016 г Санкт-Петербург, Россия), XX Зимняя молодежная школа по биофизике и молекулярной биологии (25 февраля - 2 марта 2019 г Санкт-Петербург), II Российская научно-практическая конференция "Фундаментальные и клинические аспекты нейродегенеративных заболеваний". 14 декабря 2018 г. Санкт-Петербург), XIX Зимняя молодежная школа по биофизике и молекулярной биологии (17-22 февраля 2018 г. Санкт-Петербург), Двадцать вторая Всероссийская научная конференция студентов-физиков и молодых ученых (21- 28 апреля 2016 г. Ростов-на-Дону - Таганрог), III Всероссийская научная конференция молодых учёных «Проблемы биомедицинской науки третьего тысячелетия». 12-14 сентября 2016 г. Санкт-Петербург), III Российская научно-практическая конференция «Фундаментальные и клинические аспекты нейродегенеративных заболеваний» (13 декабря 2019 г. Ижевск), XVII Международный междисциплинарный Конгресс «Нейронаука для медицины и психологии, 30 мая - 10 июня 2021 Г., Судак, Крым, Россия).

Личный вклад автора. Автор принимал непосредственное участие в работе на всех её этапах от формулировки цели исследования и планирования экспериментов до их проведения, анализа данных и написания статей, представления данных на тематических конференциях.

Публикации. 1. Pestereva N. M-Calpain is released from striatal synaptosomes / Pestereva N, Ivleva I, Zubov A, Tikhomirova M, Karpenko M. // Int J Neurosci. - 2021. -V.31. - PP. 1-7.

2.Oblamskaya I. Intranasal exposure to manganese induces activation of calpains in rat striatum / Oblamskaya I, Pestereva N, Muruzheva Z, Tikhomirova M, Karpenko M. // Trace Elements and Electrolytes.- 2018. -V.35. - PP. 184-6.

3. Пестерева, Н.С.М-кальпаинкаквнеклеточнаяпротеаза / Н.С. Пестерева, И.С. Обламская, М.Н. Карпенко // Медицинскийакадемический журнал. - 2016. - Т.16 -№ 4. - С. 131-132.

Поддержка исследования. Грант РФФИ №19-34-90030.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Кальпаины представляют собой семейство кальций-зависимых нейтральных цистеиновых протеаз, экспрессирующихся во всех типах клеток [10]. В активном состоянии эти ферменты за счет ограниченного протеолиза изменяют структуру своих белковых субстратов, модифицируя их специфическую активность. Таким образом кальпаины вовлекаются в регуляцию различных процессов: регенерацию тканей, пролиферацию, дифференцировку, экспрессию генов, передачу сигнала, синаптическую пластичность и апоптоз [10-12].

1.1. Структура кальпаинов

К настоящему времени идентифицировано 16 членов семейства кальпаинов:

кальпаин 1 - кальпаин 15 и эндогенный ингибитор - кальпастатин [11,13]. По доменной структуре кальпаины подразделяются на классические и неклассические. Классические кальпаины содержат CBSW (бета-сэндвич-домен кальпаинового типа) и 5 ЕБ-Иапё доменов на С-конце СуБРе (каталитический домен), к ним относят кальпаины 1-3, 8-9, 11-14; неклассические кальпаины не содержат CBSW, к ним относят кальпаины 5-7, 10, 15-16; кальпаин 4 - это малая регуляторная единица, входящая в состав кальпаинов 1 и 2. Структуры основных представителей семейства кальпаинов представлены на рисунке 1.

Рисунок 1. Схематическая структура кальпаинов человека и родственных молекул. (а) Схематические структуры 15-ти кальпаинов человека. Условные обозначения: PC1 и PC2 -основные домены протеазы 1 и 2 в каталитическом домене кальпаина (CysPc); CBSW - В-сэндвич-домен кальпаинового типа; PEF (L / S), пента-ББ-домены руки в большой (L) / малой (S) субъединице; GR - гидрофобный домен, богатый глицином; MIT - взаимодействующий и транспортный мотив микротрубочек; C2, C2 домен; Zn, Zn-пальчиковый мотив; SOH - область SOL (smallopticlobes) -гомологии; IQ - мотив, интерактивный с кальмодулином (motifinteractivewithcalmodulin); NS / IS1 / IS2, CAPN3 / р94-характеристические последовательности. (б) Доменная структура кальпаина 1 и кальпаина 2 человека. Кальпаин 1 и -2 представляют собой гетеродимеры, состоящие из общей регуляторной малой субъединицы (CAPNS1 / 30K) и большой каталитической субъединицы (CAPN1 / ^CL и CAPN2 / mCL, соответственно). (c) Доменная структура кальпастатина. По мотивам рисунка из [14]. В клетках центральной нервной системы (ЦНС) основными представителями кальпаинов являются кальпаин 1 и кальпаин 2; они экспрессируются в нейронах и глиальных клетках, но их относительное содержание в данных клетках различается. Кальпаин 1 наиболее представлен в нейронах, а кальпаин 2 - в глиальных клетках [15]. Кальпаин 1 и кальпаин 2 имеют более 70% гомологии, поэтому неудивительно, что их ферментативная активность модулируется одинаковым способом - взаимодействием с малой (30 кДа) регуляторной субъединицей (CAPNS1, ранее называвшейся кальпаин 4), в результате чего формируются гетеродимеры, которые известны как и m-кальпаин

соответственно [10,16]. Они получили свои названия из-за концентраций Ca2+,

необходимых для их активации: для достижения половины максимальной

2+

активности rnvitro^-кальпаину требуется 3-50 мкМ [Ca ], для активации m-

2+

кальпаина необходимо 0,4-0,8 мМ [Ca ]. Большая каталитическая субъединица и m-кальпаина имеет массу 80 кДа и содержит четыре домена [17] (рисунок 1). Якорная спираль (ранее называемая доменом I) на N-конце белка стабилизирует расположение гетеродимеров и подвергается автолизу во время активации кальпаина в присутствии Ca [18]. Каталитический домен CysPc (ранее называвшийся доменом II) состоит из двух основных доменов (PC1 и PC2),

которые образуют активную каталитическую область, содержащую цистеин, и взаимодействуют с субстратом [11,19,20]. Домен CBSW ранее назывался доменом III или доменом C2L, поскольку он состоит из восьми антипараллельных ß-цепей, которые напоминают домен C2, обнаруженный в других белках, таких как протеинкиназа C (PKC) и фосфолипаза C (PLC); недавно он был переименован в CBSW, поскольку по своей трехмерной структуре этот домен не похож на домен C2. Было предложено, что домен CBSW взаимодействует с Ca и фосфолипидами [21,22], которые увеличивают чувствительность кальпаинов к Ca2+[23]. Однако в нескольких исследованиях показано, что катион кальция не взаимодействует с этой областью в кристаллических структурах Ca2+-связанного кальпаина в комплексе с кальпастатином [24,25]. С-концевой участок (ранее называвшийся доменом IV) кальпаина, который представляет кальций-связывающий домен, содержит 5 мотивов EF-hand, и его также называют доменом penta-EF-hand (PEF) большой субъединицы [PEF (L)] [13,18]. Регуляторная субъединица ц- и m-кальпаина состоит из двух доменов (рисунок1): богатого глицином гидрофобного N-концевого домена и кальций-связывающего домена (ранее называемые доменами V и VI соответственно), последний из которых содержит 5 EF-hand мотивов сходных с PEF доменом каталитической субъединицы [также называемый PEF (S)]. В гетеродимерной форме якорная спираль контактирует с полостью PEF (S) и способствует стабилизации димера, тогда как PEF (L) и PEF (S) вызывают гетеродимеризацию посредством уникального взаимодействия между своими пятыми мотивами EF-hand[13,18,20]. Несмотря на принципиально схожую доменную структуру, кальпаин 1 и кальпаин 2 различаются строением каталитического центра. Конформация неактивного кальпаина 1 «ближе» к активному состоянию по сравнению с конформацией кальпаина 2 [26]. Более высокая чувствительность кальпаина 1 кСа2+ по сравнению с кальпаином 2 также является результатом наличия дополнительного PEF-домена у кальпаина 1. Две изоформы кальпаина также характеризуются взаимодействием с небольшими

регуляторными белками, например, в ЦНС есть два белка (СЛРКБ1 и СЛРК82), которые достаточно схожи. Одним из основных структурных отличий этих белков является наличие 20-и аминокислотной последовательности на К-конце СЛРКБ1, которая, как полагают, участвует во взаимодействии с мембранными фосфолипидами и отсутствует в СЛРКБ2. Более того, СЛРКБ2 взаимодействует с каталитической субъединицей кальпаинов 1 и 2 с более низким сродством, чем СЛРКБ1, и не подвергается автолитическому расщеплению в присутствии Са2+[27,28].

Помимо двух «основных» кальпаинов, в ЦНС была описана экспрессия других членов семейства кальпаинов, а именно каталитических субъединиц кальпаинов 3, 5, 7 и 10. Недавнее исследование показало, что мРНК кальпаина 5 высоко представлена в ЦНС, а ее относительное количество уступает только кальпаину 2 [29]. Кальпаин 5 - неклассичесский кальпаин, характеризующийся ядерной локализацией из-за присутствия в его структуре двух сигналов ядерной локализации (ЫЪБ): однодоменного КЬБ1, расположенного в каталитическом домене (близко к К-концу), и двудоменного КЬБ2, присутствующего в СБ8"^-домене. Иммуноцитохимические исследования кортикальных нейронов, а также вестерн-блот-анализ белков коры головного мозга крысы подтвердили его ядерную локализацию. Кроме того, кальпаин 5 связан с ядерными тельцами в клетках нейробластомы БИ-БУЗУ. Учитывая ядерную локализацию кальпаина 5, а также его связь с ядерными тельцами, было высказано предположение, что эта изоформа кальпаина участвует в регуляции транскрипции и/или в расщеплении ядерных рецепторов. Однако эти функции кальпаина 5 все еще нуждаются в уточнении.

Количественные исследования методом ПЦР показали, что транскрипты кальпаина 10 экспрессируются повсеместно, но самые высокие уровни экспрессии были обнаружены в головном мозге крыс, хотя мРНК кальпаина 10 менее распространена в клетках ЦНС по сравнению с мРНК кальпаина 2 и кальпаина 5 [29]. Методом вестерн-блоттинга также было показано, что кальпаин 10

присутствует практически во всех типах тканей крыс, включая нервную ткань. Самое высокое содержание данной изоформы кальпаина наблюдалось в нерастворимой фракции различных тканей млекопитающих, что указывает на то, что большое количество этой изоформы кальпаина может быть нерастворимо в цитозоле или иметь сродство к мембранам или структурам цитоскелета [30].

Кальпаин 3 был изначально описан как изоформа, специфичная для скелетных мышц [31], но присутствие мРНК и белка этой изоформы кальпаина в гомогенатах головного мозга указывает на функциональную значимость кальпаина 3 в ЦНС [32]. Наблюдается значительная гомология аминокислотных последовательностей кальпаина 3 и каталитических субъединиц (54%) и т-кальпаина (51%) человека [31]. В недавнем исследовании была проанализирована кристаллическая структура кальпаина 3 в присутствииСа2+, что подтвердило способность домена РЕБ образовывать стабильный гомодимер [33]. Однако в отличие от других кальпаинов, домен РЕБ кальпаина 3 содержит ионСа2+, связанный с пятым ЕБ-Ьапё доменом, который участвует в ассоциации гомодимеров [33,34]. Из чего можно сделать вывод, о значительной роли кальпаина 3 в ЦНС, которую еще предстоит изучить.

1.2. Локализация кальпаинов в клетках ЦНС

Белковые продукты кальпаина 1 и 2 были идентифицированы в различных областях головного мозга крысы, включая кору головного мозга, гиппокамп, мозжечок и спинной мозг. С помощью конкурентной ПЦР с обратной транскрипцией были проанализированы общие уровни мРНК кальпаинов 1, 2 и кальпастатина в головном и спинном мозге мышей, результаты показали, что экспрессия кальпастатина и кальпаина 2 в 3 и 15 раз выше, соответственно, по сравнению с кальпаином 1 [35]. В недавних работах методом кПЦР сравнивалось относительное количество различных кальпаинов в головном мозге крысы, и было подтверждено, что кальпаин 2 является наиболее представленной изоформой, за

которой следуют кальпаин 5, 7, 10 и кальпаин 1 [29]. Кальпастатин также был обнаружен во всех типах клеток головного мозга крыс [36] и мышей [37]. Методом гибридизации шб^ в мозге взрослых крыс мРНК кальпаина 2 и кальпастатина в небольших количествах обнаружили в переднем мозге и во всех гранулярных и пирамидных клетках [38]. Более подробный анализ экспрессии кальпаина 2 с помощью гибридизации insitu показал неоднородное распределение в разных популяциях нейронов. В пирамидных нейронах областей СЛ гиппокампа экспрессия мРНК кальпаина 2 была в 3 раза выше по сравнению с глиальными клетками гиппокампа, а мРНК кальпаина 1 и кальпастатина была распространена гомогенно и в равной мере обнаруживалась в нейронах и глии [35,37]. Иммуногистохимические исследования показали, что в мозге крысы кальпаин 1 в основном обнаруживается в нейронах, тогда как кальпаин 2 - предпочтительно в глиальных клетках [15,39]. Однако присутствие кальпаина 1 было зарегистрировано в нейронах и в глиальных клетках (астроцитах и микроглии) мозга крысы, например, в работах [40,41]. В мозге человека была показана высокая экспрессия кальпастатина и кальпаина 2 в дендритном компартменте нейронов и слабая - в глиальных клетках [42].

Изменения экспрессии кальпаина 1, 2 и кальпастатина в онтогенезе исследовались на гомогенатах головного мозга крыс, и результаты показали увеличение мРНК и белка кальпаина 1 и кальпастатина с Е18 до Р90 примерно на 75%, тогда как экспрессия кальпаина 2 не изменялась в течение того же временного промежутка [43].

1.3. Функции кальпаинов

Начиная с 70-х годов XX века ежегодно публикуются десятки работ, посвященных описанию функций кальпаинов в норме и при развитии патологического процесса, в том числе в ЦНС. В 1984 году первоначально предположили, что кальпаин играет решающую роль в долговременной

потенциации (ДП), обучении и памяти [44]. Эта гипотеза была подтверждена исследованиями, проведенными сначала на переживающих срезах гиппокампа мышей с нокаутом по гену кальпаина-4 [45], а затем на срезах головного мозга мышей с нокаутом по гену кальпаина 1 [46,47]. Кроме этого большое количество исследований сосредоточено на выявлении потенциальной роли кальпаинов в гибели нейронов при нейродегенерации [10,48-54].

Активацию кальпаина связывают с некоторыми молекулярными механизмами ДП, в которых задействованы его субстраты; в частности, идентифицировали путь, связывающий полимеризацию актина в дендритных шипиках со структурными модификациями в синапсах, ассоциированных с ДП [55]. Три сигнальных пути с участием семейства малых ГТФаз Rho, RhoA, Rac и Cdc42, повсеместно задействованы в механизмах сборки, разборки или стабилизации актиновых филаментов в большинстве клеток [56], и задействованы в консолидации ДП [57,58]. Обнаружили, что RhoA быстро деградирует и затем повторно синтезируется после ДП, этот процесс регулируется последовательной активацией кальпаина 1 и кальпаина 2 [59].

У мышей с нокаутом гена кальпаина 1 нарушены ДП, стимулированная тета -всплесками, и гиппокамп-зависимое обучение [47], что указывает на активацию кальпаина 1 после синаптической активации рецептора NMDA, необходимой для индуцированной стимуляцией тета-выброса ДП в зоне CA1 гиппокампа. Недавно обнаружили, что активация кальпаина 1 необходима для mGluR-зависимой долговременной депрессии (ДД) в гиппокампе [60]. Основной этап данного процесса - это инактивация PP2A (белок фосфатазы 2), опосредуемая расщеплением В56а (регуляторной субъединицы PP2A) кальпаином. Это приводит к стимуляции mTOR (мишень рапамицина у млекопитающих) и локальному увеличению синтеза белка Arc (Activity-regulatedcytoskeleton-associatedprotein), снижению плотности рецепторов GluA1 (рецепторы семейства AMPA). Данная гипотеза подтверждается тем, что нарушение ДД у мышей кальпаин 1-KO

(KnockOut, нокаут гена кальпаина 1) было восстановлено с помощью ингибиторов PP2A[60]. Также обнаружили, что кальпаин 1 участвует в различных формах ДД в мозжечке, где задействованы схожие сигнальные пути. Эти результаты показали, что один и тот же сигнальный путь, кальпаин 1 ^ PP2A ^ Arc ^ AMPA рецептор интернализации, участвует в ДД в гиппокампе и в мозжечке [61]. Впредыдущихисследованияхсообщалось,

чтоДДмозжечкатребуетдефосфорилированиятрансмембранногорегуляторногобелк аTARP (transmembraneAMPARregulatoryprotein) у-2 - субстратакальпаина[62]. Этот процесс приводит к интернализации AMPA рецептора [63]. Соответственно, предположили, участие кальпаина в ДД мозжечка посредством укорочения TARPy-2.

Хотя есть доказательства того, что кальпаины играют роль в нейродегенерации, существует лишь несколько исследований, посвященных вопросу, какая изоформа(ы) кальпаина вовлечены в сигнальные пути, ведущие к нейродегенерации. Генетические исследования позволили предложить потенциальную роль различных изоформ кальпаина в развитии различных патологических процессов [64]. В частности, дефекты в гене, кодирующем кальпаин-3, приводят к конечностно-поясной мышечной дистрофии (LGMD-2A) [65,66]. Существуют также доказательства вовлечения кальпаина 10 в патогенез сахарного диабета [67]. Кальпаин 14 связывают с эозинофильным эзофагитом из-за нахождения его в больших количествах в верхних отделах желудочно-кишечного тракта [68]. Мутации в кальпаине-5 связали с аутоиммунным увеитом и дегенерацией фоторецепторов [69].

Исследования показали, что кальпаин 1 и кальпаин 2 выполняют в мозге противоположные функции. Активация кальпаина 1 требуется для запуска определенных форм синаптической пластичности и, следовательно, задействована в различных формах обучения и памяти; кроме того, кальпаин 1 обладает нейропротективным действием как во время раннего постнатального развития, так

и во взрослом возрасте. Напротив, активация кальпаина 2 ограничивает синаптическую пластичность, негативно влияет на способность к обучению и потенциально является одним из маркеров нейродегенеративного процесса [54].

Как упоминалось выше, гипотеза о том, что кальпаин вовлечен в регуляцию процессов ДП, обучения и памяти, была предложена в 1984 г. [44]. В течение следующих 10 лет несколько исследований показали, что кальпаин 1 и кальпаин 2 участвуют в моделировании дендритной структуры и локальном синтезе белков. Первая гипотеза, об участии кальпаинов в регуляции локальной трансляции белков, была предложена в работе, где показали, что кальпаин расщепляет dicer (рибонуклеаза из семейства РНКазы III) и высвобождает dicer и eIF2c из постсинаптических окончаний, тем самым облегчая процессинг miRNA и регулируя трансляцию белков [70]. Позже сообщалось, что кальпаин расщепляет и инактивирует циркадный осцилляторный белок супрахиазматического ядра (SCOP) и богатый лейцином белок PHLPP1ß[71]. PHLPP1ß - негативный регулятор Akt-киназы (протеинкиназы B), задействованной в сигнальном пути (ERK) [72]. Таким образом была показана связь активации кальпаина с активацией ERK пути. Некоторые скэффолд-белки могут быть субстратами кальпаина, в том числе PSD95 [73], GRIP [74], SAP97 [75] и богатый анкириновыми повторами мембранный белок (ARMS) [76]. Расщепляя репрессор трансляции, поли (A) -связывающий белок (PABP) - взаимодействующий с белком 2A (PAIP2A), ингибитор PABP, кальпаин также ослабляет ингибирование трансляции белков, еще и таким образом участвуя в регуляции синаптической пластичности, обучении и памяти [77].

Кльпаин-1, расщепляя PHLPP1, активирует Akt-путь, приводя к увеличению выживаемости нейронов, в связи с этим была высказана гипотеза, что активация кальпаина 1 является нейропротекторным механизмом [78]. Эта гипотеза была дополнительно подтверждена демонстрацией того, что опосредованное кальпаином-1 укорочение PHLPP1 и активация Akt приводят к NMDAR-

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Пестерева Нина Сергеевна, 2023 год

СПИСОК ЦИТИРУЕМЫХ ИСТОЧНИКОВ

1. Jimenez-Zarate B.S. et al. Day-Night Variations in the Concentration of Neurotransmitters in the Rat Lumbar Spinal Cord // J. Circadian Rhythms. Ubiquity Press, 2021. Vol. 19, № 1. P. 1-8.

2. Berke J.D. What does dopamine mean? // Nat. Neurosci. NIH Public Access, 2018. Vol. 21, № 6. P. 787.

3. Yurko-Mauro K.A., Friedman E. Dopamine-stimulated changes in activated calpain I in rat hippocampal slices // J. Neurosci. Res. 1996. Vol. 43, № 4. P. 476481.

4. Randriamboavonjy V., Fleming I. The Role of Calpain in Diabetes-Associated Platelet Hyperactivation // Adv. Pharmacol. Academic Press Inc., 2010. Vol. 59, № C. P. 235-257.

5. Monnerie H., Le Roux P.D. Glutamate alteration of glutamic acid decarboxylase (GAD) in GABAergic neurons: the role of cysteine proteases // Exp. Neurol. Exp Neurol, 2008. Vol. 213, № 1. P. 145-153.

6. Franekova V., Baliova M., Jursky F. Truncation of human dopamine transporter by protease calpain // Neurochem. Int. Neurochem Int, 2008. Vol. 52, № 8. P. 14361441.

7. Bi X. et al. Calpain-mediated regulation of NMDA receptor structure and function // Brain Res. Brain Res, 1998. Vol. 790, № 1-2. P. 245-253.

8. Yamamoto S. et al. Calcium-dependent cysteine proteinase (calpain) in human arthritic synovial joints // Arthritis Rheum. Arthritis Rheum, 1992. Vol. 35, № 11. P. 1309-1317.

9. Mortensen A.M., Novak R.F. Dynamic changes in the distribution of the calcium-activated neutral protease in human red blood cells following cellular insult and altered Ca2+ homeostasis // Toxicol. Appl. Pharmacol. Toxicol Appl Pharmacol, 1992. Vol. 117, № 2. P. 180-188.

10. Goll D.E. et al. The calpain system // Physiol. Rev. American Physiological

Society, 2003. Vol. 83, № 3. P. 731-801.

11. Ono Y., Sorimachi H. Calpains - An elaborate proteolytic system // Biochim. Biophys. Acta - Proteins Proteomics. Biochim Biophys Acta, 2012. Vol. 1824, № 1. P. 224-236.

12. Salazar I.L. et al. The role of proteases in hippocampal synaptic plasticity: Putting together small pieces of a complex puzzle // Neurochem. Res. Neurochem Res, 2016. Vol. 41, № 1-2. P. 156-182.

13. Campbell R.L. et al. Structure-function relationships in calpains // The Biochemical journal. Biochem J, 2012. Vol. 447, № 3. P. 335-351.

14. Anagli J. et al. Calpains in health and disease // Proteases: Structure and Function. Springer, Vienna, 2013. P. 395-431.

15. Hamakubo T. et al. Distribution of calpains I and II in rat brain // Journal of Neuroscience. J Neurosci, 1986. Vol. 6, № 11. P. 3103-3111.

16. Sorimachi H., Hata S., Ono Y. Calpain chronicle-an enzyme family under multidisciplinary characterization // Proc. Japan Acad. Ser. B Phys. Biol. Sci. 2011. Vol. 87, № 6. P. 287-327.

17. Sorimachi H., Hata S., Ono Y. Impact of genetic insights into calpain biology // J. Biochem. 2011. Vol. 150, № 1. P. 23-37.

18. Khorchid A. et al. How calpain is activated by calcium // Nat. Struct. Biol. Nat Struct Biol, 2002. Vol. 9, № 4. P. 239-241.

19. Melloni E. et al. Association of calpastatin with inactive calpain: A novel mechanism to control the activation of the protease? // J. Biol. Chem. J Biol Chem, 2006. Vol. 281, № 34. P. 24945-24954.

20. Strobl S. et al. The crystal structure of calcium-free human m-calpain suggests an electrostatic switch mechanism for activation by calcium // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. Proc Natl Acad Sci U S A, 2000. Vol. 97, № 2. P. 588-592.

21. Corbalán-García S., Gómez-Fernández J.C. The C2 domains of classical and novel PKCs as versatile decoders of membrane signals // BioFactors. Biofactors, 2010.

Vol. 36, № 1. P. 1-7.

22. Tompa P. et al. Domain III of calpain is a Ca2+-regulated phospholipid-binding domain // Biochem. Biophys. Res. Commun. Biochem Biophys Res Commun, 2001. Vol. 280, № 5. P. 1333-1339.

23. Melloni E. et al. Modulation of the calpain autoproteolysis by calpastatin and phospholipids // Biochem. Biophys. Res. Commun. Biochem Biophys Res Commun, 1996. Vol. 229, № 1. P. 193-197.

24. Hanna R.A., Campbell R.L., Davies P.L. Calcium-bound structure of calpain and its mechanism of inhibition by calpastatin // Nature. Nature Publishing Group, 2008. Vol. 456, № 7220. P. 409-412.

25. Moldoveanu T., Gehring K., Green D.R. Concerted multi-pronged attack by calpastatin to occlude the catalytic cleft of heterodimeric calpains // Nature. Nature, 2008. Vol. 456, № 7220. P. 404-408.

26. Pal G.P. et al. Crystal Structure of a ^-like Calpain Reveals a Partially Activated Conformation with Low Ca2+ Requirement // Structure. Structure, 2003. Vol. 11, № 12. P. 1521-1526.

27. Friedrich P. et al. Differential distribution of calpain small subunit 1 and 2 in rat brain // Eur. J. Neurosci. Blackwell Publishing Ltd, 2004. Vol. 19, № 7. P. 18191825.

28. Schad É. et al. A novel human small subunit of calpains // Biochem. J. 2002. Vol. 362, № 2. P. 383-388.

29. Singh R. et al. Calpain 5 Is Highly Expressed in the central nervous system (CNS), carries dual nuclear localization signals, and is associated with nuclear promyelocytic leukemia protein bodies // J. Biol. Chem. J Biol Chem, 2014. Vol. 289, № 28. P. 19383-19394.

30. Ma H. et al. Characterization and Expression of Calpain 10: A novel ubiquitous calpain with nuclear localization // J. Biol. Chem. J Biol Chem, 2001. Vol. 276, № 30. P. 28525-28531.

31. Sorimachi H. et al. Molecular cloning of a novel mammalian calcium-dependent protease distinct from both m- and ^-types: Specific expression of the mRNA in skeletal muscle // J. Biol. Chem. Elsevier, 1989. Vol. 264, № 33. P. 20106-20111.

32. König N. et al. Calpain 3 is expressed in astrocytes of rat and Microcebus brain // J. Chem. Neuroanat. J Chem Neuroanat, 2003. Vol. 25, № 2. P. 129-136.

33. Partha S.K. et al. Crystal structure of calpain-3 penta-EF-hand (PEF) domain - A homodimerized PEF family member with calcium bound at the fifth EF-hand // FEBS J. Blackwell Publishing Ltd, 2014. Vol. 281, № 14. P. 3138-3149.

34. Herasse M. et al. Expression and Functional Characteristics of Calpain 3 Isoforms Generated through Tissue-Specific Transcriptional and Posttranscriptional Events // Mol. Cell. Biol. Mol Cell Biol, 1999. Vol. 19, № 6. P. 4047-4055.

35. Li J. et al. Regional differences in gene expression for calcium activated neutral proteases (calpains) and their endogenous inhibitor calpastatin in mouse brain and spinal cord // J. Neurobiol. 1996. Vol. 30, № 2. P. 177-191.

36. Kamakura K. et al. Distribution of calcium-activated neutral protease inhibitor in the central nervous system of the rat // J. Neurosci. Res. J Neurosci Res, 1992. Vol. 31, № 3. P. 543-548.

37. Yang J. et al. Regulation of axon degeneration after injury and in development by the endogenous calpain inhibitor calpastatin // Neuron. Neuron, 2013. Vol. 80, № 5. P. 1175-1189.

38. Goto K., Iwamoto T., Kondo H. Localization of mRNAs for calpain and calpastatin in the adult rat brain by in situ hybridization histochemistry // Mol. Brain Res. Brain Res Mol Brain Res, 1994. Vol. 23, № 1-2. P. 40-46.

39. Onizuka K. et al. Distribution of ^-calpain proenzyme in the brain and other neural tissues in the rat // Brain Res. Brain Res, 1995. Vol. 697, № 1-2. P. 179-186.

40. Perlmutter L.S. et al. The ultrastructural localization of calcium-activated protease "calpain" in rat brain // Synapse. Synapse, 1988. Vol. 2, № 1. P. 79-88.

41. Perlmutter L.S. et al. Distribution of calcium-activated protease calpain in the rat

brain // J. Comp. Neurol. J Comp Neurol, 1990. Vol. 296, № 2. P. 269-276.

42. Rao M. V. et al. Marked calpastatin (CAST) depletion in Alzheimer's disease accelerates cytoskeleton disruption and neurodegeneration: Neuroprotection by CAST overexpression // J. Neurosci. J Neurosci, 2008. Vol. 28, № 47. P. 1224112254.

43. Li Y. et al. Calpain 1 and Calpastatin Expression is Developmentally Regulated // Exp. Neurol. NIH Public Access, 2009. Vol. 220, № 2. P. 316.

44. Lynch G., Baudry M. The biochemistry of memory: A new and specific hypothesis // Science (80-. ). 1984. Vol. 224, № 4653. P. 1057-1063.

45. Amini M. et al. Conditional disruption of calpain in the CNS alters dendrite morphology, impairs LTP, and promotes neuronal survival following injury // J. Neurosci. 2013. Vol. 33, № 13. P. 5773-5784.

46. Wang Y. et al. A molecular brake controls the magnitude of long-term potentiation // Nat. Commun. 2014. Vol. 5.

47. Zhu G. et al. Different patterns of electrical activity lead to Long-Term potentiation by activating different intracellular pathways // J. Neurosci. Society for Neuroscience, 2015. Vol. 35, № 2. P. 621-633.

48. Nixon R.A. et al. Calcium-activated neutral proteinase (calpain) system in aging and Alzheimer's disease // Ann. N. Y. Acad. Sci. Blackwell Publishing Inc., 1994. Vol. 747. P. 77-91.

49. Vanderklish P.W., Bahr B.A. The pathogenic activation of calpain: a marker and mediator of cellular toxicity and disease states // Int. J. Exp. Pathol. Wiley, 2004. Vol. 81, № 5. P. 323-339.

50. Camins A. et al. Involvement of calpain activation in neurodegenerative processes // CNS Drug Rev. 2006. Vol. 12, № 2. P. 135-148.

51. Bevers M.B., Neumar R.W. Mechanistic role of calpains in postischemic neurodegeneration // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2008. Vol. 28, № 4. P. 655-673.

52. Vosler P.S., Brennan C.S., Chen J. Calpain-mediated signaling mechanisms in

neuronal injury and neurodegeneration // Mol. Neurobiol. Humana Press, 2008. Vol. 38, № 1. P. 78-100.

53. Liu J., Liu M.C., Wang K.K.W. Calpain in the cns: From synaptic function to neurotoxicity // Sci. Signal. 2008. Vol. 1, № 14.

54. Baudry M., Bi X. Calpain-1 and Calpain-2: The Yin and Yang of Synaptic Plasticity and Neurodegeneration // Trends Neurosci. Elsevier Ltd, 2016. Vol. 39, № 4. P. 235-245.

55. Baudry M. et al. The biochemistry of memory: The 26 year journey of a "new and specific hypothesis" // Neurobiol. Learn. Mem. 2011. Vol. 95, № 2. P. 125-133.

56. Burridge K., Wennerberg K. Rho and Rac Take Center Stage // Cell. Cell Press, 2004. Vol. 116, № 2. P. 167-179.

57. Chen L.Y. et al. Changes in synaptic morphology accompany actin signaling during LTP // J. Neurosci. 2007. Vol. 27, № 20. P. 5363-5372.

58. Rex C.S. et al. Different Rho GTPase-dependent signaling pathways initiate sequential steps in the consolidation of long-term potentiation // J. Cell Biol. 2009. Vol. 186, № 1. P. 85-97.

59. Briz V. et al. Activity-dependent rapid local RhoA synthesis is required for hippocampal synaptic plasticity // J. Neurosci. Society for Neuroscience, 2015. Vol. 35, № 5. P. 2269-2282.

60. Zhu G. et al. Calpain-1 deletion impairs mGluR-dependent LTD and fear memory extinction // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2017. Vol. 7.

61. Heysieattalab S. et al. Impaired cerebellar plasticity and eye-blink conditioning in calpain-1 knock-out mice // Neurobiol. Learn. Mem. Academic Press Inc., 2020. Vol. 170.

62. Yu L. et al. Calpain-mediated regulation of stargazin in adult rat brain // Neuroscience. 2011. Vol. 178. P. 13-20.

63. Nomura T. et al. Cerebellar long-term depression requires dephosphorylation of TARP in Purkinje cells // Eur. J. Neurosci. 2012. Vol. 35, № 3. P. 402-410.

64. Huang Y., Wang K.K.W. The calpain family and human disease // Trends Mol. Med. Elsevier Ltd, 2001. Vol. 7, № 8. P. 355-362.

65. Beckmann J.S., Bushby K.M.D. Advances in the molecular genetics of the limb-girdle type of autosomal recessive progressive muscular dystrophy // Curr. Opin. Neurol. 1996. Vol. 9, № 5. P. 389-393.

66. Gallardo E. et al. Comparison of dysferlin expression in human skeletal muscle with that in monocytes for the diagnosis of dysferlin myopathy // PLoS One. 2011. Vol. 6, № 12.

67. Harris F. et al. Calpains and their multiple roles in diabetes mellitus // Ann. N. Y. Acad. Sci. Blackwell Publishing Inc., 2006. Vol. 1084. P. 452-480.

68. Litosh V.A. et al. Calpain-14 and its association with eosinophilic esophagitis // J. Allergy Clin. Immunol. Mosby Inc., 2017. Vol. 139, № 6. P. 1762-1771.e7.

69. Mahajan V.B. et al. Calpain-5 Mutations Cause Autoimmune Uveitis, Retinal Neovascularization, and Photoreceptor Degeneration // PLoS Genet. 2012. Vol. 8, № 10.

70. Lugli G. et al. Dicer and eIF2c are enriched at postsynaptic densities in adult mouse brain and are modified by neuronal activity in a calpain-dependent manner // J. Neurochem. 2005. Vol. 94, № 4. P. 896-905.

71. Shimizu K. et al. Proteolytic Degradation of SCOP in the Hippocampus Contributes to Activation of MAP Kinase and Memory // Cell. Elsevier B.V., 2007. Vol. 128, № 6. P. 1219-1229.

72. Giovannini M.G. The role of the extracellular signal-regulated kinase pathway in memory encoding // Rev. Neurosci. Freund Publishing House Ltd, 2006. Vol. 17, № 6. P. 619-634.

73. Lu X., Rong Y., Baudry M. Calpain-mediated degradation of PSD-95 in developing and adult rat brain // Neurosci. Lett. 2000. Vol. 286, № 2. P. 149-153.

74. Lu X. et al. Proteolysis of glutamate receptor-interacting protein by calpain in rat brain: Implications for synaptic plasticity // J. Neurochem. 2001. Vol. 77, № 6. P.

1553-1560.

75. Jourdi H. et al. Prolonged positive modulation of a-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazolepropionic acid (AMPA) receptors induces calpain-mediated PSD-95/Dlg/ZO-1 protein degradation and AMPA receptor down-regulation in cultured hippocampal slices // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2005. Vol. 314, № 1. P. 16-26.

76. Wu H.Y., Lynch D.R. Calpain and synaptic function // Mol. Neurobiol. Humana Press Inc., 2006. Vol. 33, № 3. P. 215-236.

77. Khoutorsky A. et al. Control of synaptic plasticity and memory via suppression of poly(A)-Binding protein // Neuron. 2013. Vol. 78, № 2. P. 298-311.

78. Wang Y. et al. Distinct roles for ^-calpain and m-calpain in synaptic NMDAR-mediated neuroprotection and extrasynaptic NMDAR-mediated neurodegeneration // J. Neurosci. Society for Neuroscience, 2013. Vol. 33, № 48. P. 18880-18892.

79. Wang Y. et al. Defects in the CAPN1 Gene Result in Alterations in Cerebellar Development and Cerebellar Ataxia in Mice and Humans // Cell Rep. Elsevier B.V., 2016. Vol. 16, № 1. P. 79-91.

80. Wang Y. et al. Protection against TBI-Induced Neuronal Death with Post-Treatment with a Selective Calpain-2 Inhibitor in Mice // J. Neurotrauma. Mary Ann Liebert Inc., 2018. Vol. 35, № 1. P. 105-117.

81. Leal G. et al. Regulation of hippocampal synaptic plasticity by BDNF // Brain Res. Elsevier B.V., 2015. Vol. 1621. P. 82-101.

82. Zadran S. et al. Brain-derived neurotrophic factor and epidermal growth factor activate neuronal m-calpain via mitogen-activated protein kinase-dependent phosphorylation // J. Neurosci. 2010. Vol. 30, № 3. P. 1086-1095.

83. Leal G., Comprido D., Duarte C.B. BDNF-induced local protein synthesis and synaptic plasticity // Neuropharmacology. 2014. Vol. 76, № PART C. P. 639-656.

84. Briz V. et al. Calpain-2-mediated PTEN degradation contributes to BDNF-induced stimulation of dendritic protein synthesis // J. Neurosci. 2013. Vol. 33, № 10. P. 4317-4328.

85. Nassar D. et al. Calpain activity is essential in skin wound healing and contributes to scar formation // PLoS One. PLoS One, 2012. Vol. 7, № 5.

86. Ono Y. et al. An eccentric calpain, CAPN3/p94/calpain-3 // Biochimie. 2016. Vol. 122. P. 169-187.

87. Hata S. et al. Calpain 8/nCL-2 and Calpain 9/nCL-4 constitute an active protease complex, G-Calpain, involved in gastric mucosal defense // PLoS Genet. PLoS Genet, 2010. Vol. 6, № 7. P. 1-14.

88. Laszlo Kovacs Y.S. The Critical Role of Calpain in Cell Proliferation // J. Biomol. Res. Ther. J Biomol Res Ther, 2014. Vol. 03, № 03.

89. Melloni E. et al. Molecular and functional properties of a calpain activator protein specific for ^-isoforms // J. Biol. Chem. J Biol Chem, 1998. Vol. 273, № 21. P. 12827-12831.

90. MICHETTI M. et al. Mechanism of action of the calpain activator protein in rat skeletal muscle // Eur. J. Biochem. Eur J Biochem, 1991. Vol. 202, № 3. P. 11771180.

91. Tompa P. et al. Calpastatin subdomains A and C are activators of calpain // J. Biol. Chem. J Biol Chem, 2002. Vol. 277, № 11. P. 9022-9026.

92. Hiwasa T. Induction of apoptosis by a calpain stimulator, 0N0-3403 // Apoptosis. 1996. Vol. 1, № 1. P. 75-80.

93. Zhang W. et al. Calpain activator dibucaine induces platelet apoptosis // Int. J. Mol. Sci. Int J Mol Sci, 2011. Vol. 12, № 4. P. 2125-2137.

94. Takeda S. et al. Phytocannabinoids,À 9-tetrahydrocannabinol and cannabidiol, as human calpain-1 (CAPN1) activators // jstage.jst.go.jp.

95. Bartoli M. et al. Safety and efficacy of AAV-mediated calpain 3 gene transfer in a mouse model of limb-girdle muscular dystrophy Type 2A // Mol. Ther. Mol Ther, 2006. Vol. 13, № 2. P. 250-259.

96. Roudaut C. et al. Restriction of calpain3 expression to the skeletal muscle prevents cardiac toxicity and corrects pathology in a murine model of limb-girdle muscular

dystrophy // Circulation. Circulation, 2013. Vol. 128, № 10. P. 1094-1104.

97. Glading A. et al. Epidermal Growth Factor Activates m-Calpain (Calpain II), at Least in Part, by Extracellular Signal-Regulated Kinase-Mediated Phosphorylation // Mol. Cell. Biol. Mol Cell Biol, 2004. Vol. 24, № 6. P. 2499-2512.

98. Shiraha H. et al. Activation of m-Calpain (Calpain II) by Epidermal Growth Factor Is Limited by Protein Kinase A Phosphorylation of m-Calpain // Mol. Cell. Biol. Mol Cell Biol, 2002. Vol. 22, № 8. P. 2716-2727.

99. Bevers M.B. et al. Knockdown of m-calpain increases survival of primary hippocampal neurons following NMDA excitotoxicity // J. Neurochem. 2009. Vol. 108, № 5. P. 1237-1250.

100. Hardingham G.E., Bading H. Synaptic versus extrasynaptic NMDA receptor signalling: Implications for neurodegenerative disorders // Nat. Rev. Neurosci. 2010. Vol. 11, № 10. P. 682-696.

101. Papouin T., Oliet S.H.R. Organization, Control and function of extrasynaptic NMDA receptors // Philos. Trans. R. Soc. B Biol. Sci. Royal Society of London, 2014. Vol. 369, № 1654.

102. Krapivinsky G. et al. The NMDA receptor is coupled to the ERK pathway by a direct interaction between NR2B and RasGRF1 // Neuron. Cell Press, 2003. Vol. 40, № 4. P. 775-784.

103. Xu J. et al. Extrasynaptic NMDA receptors couple preferentially to excitotoxicity via calpain-mediated cleavage of STEP // J. Neurosci. 2009. Vol. 29, № 29. P. 9330-9343.

104. Gladding C.M. et al. Calpain and STriatal-Enriched protein tyrosine Phosphatase (STEP) activation contribute to extrasynaptic NMDA receptor localization in a huntington's disease mouse model // Hum. Mol. Genet. 2012. Vol. 21, № 17. P. 3739-3752.

105. Ahmad F. et al. Isoform-specific hyperactivation of calpain-2 occurs presymptomatically at the synapse in Alzheimer's disease mice and correlates with

memory deficits in human subjects // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2018. Vol. 8, № 1.

106. Gordy C., He Y.W. The crosstalk between autophagy and apoptosis: Where does this lead? // Protein Cell. Higher Education Press, 2012. Vol. 3, № 1. P. 17-27.

107. Mukhopadhyay S. et al. Autophagy and apoptosis: Where do they meet? // Apoptosis. Kluwer Academic Publishers, 2014. Vol. 19, № 4. P. 555-566.

108. Corazzari M., Fimia G.M., Piacentini M. Dismantling the autophagic arsenal when it is time to die: Concerted AMBRA1 degradation by caspases and calpains // Autophagy. Taylor and Francis Inc., 2012. Vol. 8, № 8. P. 1255-1257.

109. Harwood S.M., Yaqoob M.M., Allen D.A. Caspase and calpain function in cell death: Bridging the gap between apoptosis and necrosis // Ann. Clin. Biochem. 2005. Vol. 42, № 6. P. 415-431.

110. Wang Y. et al. The tyrosine phosphatase PTPN13/FAP-1 links calpain-2, TBI and tau tyrosine phosphorylation // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2017. Vol. 7, № 1.

111. Nakagawa T., Yuan J. Cross-talk between two cysteine protease families: Activation of caspase-12 by calpain in apoptosis // J. Cell Biol. 2000. Vol. 150, № 4. P. 887-894.

112. Choi W.S. et al. Cleavage of Bax is mediated by caspase-dependent or -independent calpain activation in dopaminergic neuronal cells: Protective role of Bcl-2 // J. Neurochem. 2001. Vol. 77, № 6. P. 1531-1541.

113. Takano J. et al. Calpain mediates excitotoxic DNA fragmentation via mitochondrial pathways in adult brains: Evidence from calpastatin mutant mice // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280, № 16. P. 16175-16184.

114. Wang K.K.W. Calpain and caspase: Can you tell the difference? // Trends Neurosci. 2000. Vol. 23, № 1. P. 20-26.

115. Ruiz-Vela A., De Buitrago G.G., Martinez-A C. Implication of calpain in caspase activation during B cell clonal deletion // EMBO J. 1999. Vol. 18, № 18. P. 4988-

4998.

116. Xu W. et al. Calpain-Mediated mGluR1a Truncation: A Key Step in Excitotoxicity // Neuron. 2007. Vol. 53, № 3. P. 399-412.

117. Kampfl A. et al. Mechanisms of calpain proteolysis following traumatic brain injury: Implications for pathology and therapy: A review and update // J. Neurotrauma. Mary Ann Liebert Inc., 1997. Vol. 14, № 3. P. 121-134.

118. Wang K.K.W. et al. Neuroprotection targets after traumatic brain injury // Curr. Opin. Neurol. 2006. Vol. 19, № 6. P. 514-519.

119. Liu S. et al. The role of calpains in traumatic brain injury // Brain Inj. Informa Healthcare, 2014. Vol. 28, № 2. P. 133-137.

120. Pike B.R. et al. Regional calpain and caspase-3 proteolysis of a-spectrin after traumatic brain injury // Neuroreport. Lippincott Williams and Wilkins, 1998. Vol. 9, № 11. P. 2437-2442.

121. Pike B.R. et al. Accumulation of non-erythroid aII-spectrin and calpain-cleaved aII-spectrin breakdown products in cerebrospinal fluid after traumatic brain injury in rats // J. Neurochem. 2001. Vol. 78, № 6. P. 1297-1306.

122. Pineda J.A. et al. Clinical significance of aII-spectrin breakdown products in cerebrospinal fluid after severe traumatic brain injury // J. Neurotrauma. 2007. Vol. 24, № 2. P. 354-366.

123. Brophy G.M. et al. aiI-Spectrin breakdown product cerebrospinal fluid exposure metrics suggest differences in cellular injury mechanisms after severe traumatic brain injury // J. Neurotrauma. 2009. Vol. 26, № 4. P. 471-479.

124. Mondello S. et al. aiI-spectrin breakdown products (SBDPs): Diagnosis and outcome in severe traumatic brain injury patients // J. Neurotrauma. 2010. Vol. 27, № 7. P. 1203-1213.

125. Siman R. et al. Evidence that the blood biomarker SNTF predicts brain imaging changes and persistent cognitive dysfunction in mild TBI patients // Front. Neurol. 2013. Vol. 4 NOV.

126. Siman R. et al. Serum SNTF Increases in Concussed Professional Ice Hockey Players and Relates to the Severity of Postconcussion Symptoms // J. Neurotrauma. Mary Ann Liebert Inc., 2015. Vol. 32, № 17. P. 1294-1300.

127. Siman R. et al. Serum SNTF, a Surrogate Marker of Axonal Injury, Is Prognostic for Lasting Brain Dysfunction in Mild TBI Treated in the Emergency Department // Front. Neurol. Frontiers Media S.A., 2020. Vol. 11.

128. Saatman K.E. et al. Calpain inhibitor AK295 attenuates motor and cognitive deficits following experimental brain injury in the rat // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1996. Vol. 93, № 8. P. 3428-3433.

129. Posmantur R. et al. A calpain inhibitor attenuates cortical cytoskeletal protein loss after experimental traumatic brain injury in the rat // Neuroscience. 1997. Vol. 77, № 3. P. 875-888.

130. Thompson S.N. et al. A pharmacological analysis of the neuroprotective efficacy of the brain-and cell-permeable calpain inhibitor MDL-28170 in the mouse controlled cortical impact traumatic brain injury model // J. Neurotrauma. 2010. Vol. 27, № 12. P. 2233-2243.

131. Bains M. et al. Pharmacological analysis of the cortical neuronal cytoskeletal protective efficacy of the calpain inhibitor SNJ-1945 in a mouse traumatic brain injury model // J. Neurochem. 2013. Vol. 125, № 1. P. 125-132.

132. Banik N.L. et al. Role of calpain in spinal cord injury: Effects of calpain and free radical inhibitors // Ann. N. Y. Acad. Sci. Blackwell Publishing Inc., 1998. Vol. 844. P. 131-137.

133. Seubert P. et al. Calmodulin stimulates the degradation of brain spectrin by calpain // Synapse. 1987. Vol. 1, № 1. P. 20-24.

134. Yamashita T. et al. A role for calpain-dependent cleavage of TDP-43 in amyotrophic lateral sclerosis pathology // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2012. Vol. 3.

135. Wang Y. et al. Calpain-2 as a therapeutic target in repeated concussion-induced

neuropathy and behavioral impairment // Sci. Adv. Sci Adv, 2020. Vol. 6, № 27.

136. Wang Y. et al. Calpain-1 and Calpain-2 in the Brain: New Evidence for a Critical Role of Calpain-2 in Neuronal Death // Cells. NLM (Medline), 2020. Vol. 9, № 12.

137. Mizuno Y. et al. Deficiencies in Complex I subunits of the respiratory chain in Parkinson's disease // Biochem. Biophys. Res. Commun. Biochem Biophys Res Commun, 1989. Vol. 163, № 3. P. 1450-1455.

138. Swerdlow R.H. et al. Origin and functional consequences of the complex I defect in Parkinson's disease // Ann. Neurol. Ann Neurol, 1996. Vol. 40, № 4. P. 663-671.

139. Nicholls D.G., Budd S.L. Mitochondria and neuronal survival // Physiol. Rev. Physiol Rev, 2000. Vol. 80, № 1. P. 315-360.

140. Rizzuto R., Bernardi P., Pozzan T. Mitochondria as all-round players of the calcium game // J. Physiol. J Physiol, 2000. Vol. 529, № 1. P. 37-47.

141. Stout A.K. et al. Glutamate-induced neuron death requires mitochondrial calcium uptake // Nat. Neurosci. Nat Neurosci, 1998. Vol. 1, № 5. P. 366-373.

142. Greenamyre J.T. et al. Mitochondrial dysfunction in Parkinson's disease // Biochem. Soc. Symp. Biochem Soc Symp, 1999. Vol. 66. P. 85-97.

143. Krieger C., Duchen M.R. Mitochondria, Ca2+ and neurodegenerative disease // Eur. J. Pharmacol. Eur J Pharmacol, 2002. Vol. 447, № 2-3. P. 177-188.

144. Choi D.W. Glutamate neurotoxicity and diseases of the nervous system // Neuron. Neuron, 1988. Vol. 1, № 8. P. 623-634.

145. Tymianski M. et al. Source specificity of early calcium neurotoxicity in cultured embryonic spinal neurons // J. Neurosci. J Neurosci, 1993. Vol. 13, № 5. P. 20852104.

146. Sheehan J.P. et al. Altered calcium homeostasis in cells transformed by mitochondria from individuals with Parkinson's disease // J. Neurochem. J Neurochem, 1997. Vol. 68, № 3. P. 1221-1233.

147. Sherer T.B. et al. Chronic reduction in complex I function alters calcium signaling in SH-SY5Y neuroblastoma cells // Brain Res. Brain Res, 2001. Vol. 891, № 1-2.

P. 94-105.

148. Ross B.M. et al. Elevated activity of phospholipid biosynthetic enzymes in substantia nigra of patients with Parkinson's disease // Neuroscience. Neuroscience, 2001. Vol. 102, № 4. P. 899-904.

149. Liang C.L. et al. Midbrain dopaminergic neurons in the mouse that contain calbindin-D(28k) exhibit reduced vulnerability to MPTP-induced neurodegeneration // Neurodegeneration. Neurodegeneration, 1996. Vol. 5, № 4. P. 313-318.

150. Meyer M. et al. Additive effect of glial cell line-derived neurotrophic factor and neurotrophin-4/5 on rat fetal nigral explant cultures // Neuroscience. Neuroscience, 2001. Vol. 108, № 2. P. 273-284.

151. Mouatt-Prigent A., Agid Y., Hirsch E.C. Does the calcium binding protein calretinin protect dopaminergic neurons against degeneration in Parkinson's disease? // Brain Res. Brain Res, 1994. Vol. 668, № 1-2. P. 62-70.

152. Tsuboi K., Kimber T.A., Shults C.W. Calretinin-containing axons and neurons are resistant to an intrastriatal 6-hydroxydopamine lesion // Brain Res. Brain Res, 2000. Vol. 866, № 1-2. P. 55-64.

153. Brundin P. et al. Improving the survival of grafted dopaminergic neurons: A review over current approaches // Cell Transplant. Cell Transplant, 2000. Vol. 9, № 2. P. 179-195.

154. Araki T. et al. Sequential changes of [3H]forskolin, [3H]cyclohexyladenosine and [3H]PN200-110 binding sites in the brain of 6-hydroxydopamine-lesioned rats // Acta Physiol. Scand. Acta Physiol Scand, 2000. Vol. 169, № 1. P. 71-78.

155. Grünblatt E., Mandel S., Youdim M.B.H. Neuroprotective strategies in Parkinson's disease using the models of 6-hydroxydopamine and MPTP // Ann. N. Y. Acad. Sci. Ann N Y Acad Sci, 2000. Vol. 899. P. 262-273.

156. Hirsch E.C. et al. Neuronal vulnerability in Parkinson's disease // J. Neural Transm. Suppl. J Neural Transm Suppl, 1997. Vol. 50, № 50. P. 79-88.

157. Samantaray S., Ray S., Banik N. Calpain as a Potential Therapeutic Target in Parkinsons Disease // CNS Neurol. Disord. - Drug Targets. Bentham Science Publishers Ltd., 2008. Vol. 7, № 3. P. 305-312.

158. Mouatt-Prigent A. et al. Increased M-calpain expression in the mesencephalon of patients with Parkinson's disease but not in other neurodegenerative disorders involving the mesencephalon: A role in nerve cell death? // Neuroscience. Neuroscience, 1996. Vol. 73, № 4. P. 979-987.

159. Crocker S.J. et al. Inhibition of calpains prevents neuronal and behavioral deficits in an MPTP mouse model of Parkinson's disease // J. Neurosci. J Neurosci, 2003. Vol. 23, № 10. P. 4081-4091.

160. Ray S.K., Banik N.L. Calpain and its involvement in the pathophysiology of CNS injuries and diseases: therapeutic potential of calpain inhibitors for prevention of neurodegeneration // Curr. Drug Targets. CNS Neurol. Disord. Curr Drug Targets CNS Neurol Disord, 2003. Vol. 2, № 3. P. 173-189.

161. Ray S.K., Hogan E.L., Banik N.L. Calpain in the pathophysiology of spinal cord injury: neuroprotection with calpain inhibitors. 2003. Vol. 42, № 2. P. 169-185.

162. Mishizen-Eberz A.J. et al. Distinct cleavage patterns of normal and pathologic forms of a-synuclein by calpain I in vitro // J. Neurochem. J Neurochem, 2003. Vol. 86, № 4. P. 836-847.

163. Mishizen-Eberz A.J. et al. Cleavage of a-synuclein by calpain: Potential role in degradation of fibrillized and nitrated species of a-synuclein // Biochemistry. Biochemistry, 2005. Vol. 44, № 21. P. 7818-7829.

164. Cookson M.R. The biochemistry of Parkinson's disease // Annual Review of Biochemistry. Annu Rev Biochem, 2005. Vol. 74. P. 29-52.

165. Lundvig D., Lindersson E., Jensen P.H. Pathogenic effects of a-synuclein aggregation // Molecular Brain Research. Brain Res Mol Brain Res, 2005. Vol. 134, № 1. P. 3-17.

166. Baba M. et al. Aggregation of alpha-synuclein in Lewy bodies of sporadic

Parkinson's disease and dementia with Lewy bodies. // Am. J. Pathol. American Society for Investigative Pathology, 1998. Vol. 152, № 4. P. 879.

167. Liu C.W. et al. A precipitating role for truncated a-synuclein and the proteasome in a-synuclein aggregation: Implications for pathogenesis of parkinson disease // J. Biol. Chem. J Biol Chem, 2005. Vol. 280, № 24. P. 22670-22678.

168. Li W. et al. Aggregation promoting C-terminal truncation of a-synuclein is a normal cellular process and is enhanced by the familial Parkinson's disease-linked mutations // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. Proc Natl Acad Sci U S A, 2005. Vol. 102, № 6. P. 2162-2167.

169. Kanda S. et al. Enhanced vulnerability to oxidative stress by a-synuclein mutations and C-terminal truncation // Neuroscience. Neuroscience, 2000. Vol. 97, № 2. P. 279-284.

170. Tofaris G.K. et al. Pathological changes in dopaminergic nerve cells of the substantia nigra and olfactory bulb in mice transgenic for truncated human a-synuclein(1- 120): Implications for lewy body disorders // J. Neurosci. J Neurosci, 2006. Vol. 26, № 15. P. 3942-3950.

171. Dufty B.M. et al. Calpain-cleavage of a-synuclein: Connecting proteolytic processing to disease-linked aggregation // Am. J. Pathol. Am J Pathol, 2007. Vol. 170, № 5. P. 1725-1738.

172. Whittaker V.P., Michaelson I.A., Kirkland R.J. The separation of synaptic vesicles from nerve-ending particles ('synaptosomes'). // Biochem. J. Portland Press Ltd, 1964. Vol. 90, № 2. P. 293-303.

173. Rayamajhi M., Zhang Y., Miao E.A. Detection of pyroptosis by measuring released lactate dehydrogenase activity // Methods Mol. Biol. Methods Mol Biol, 2013. Vol. 1040. P. 85-90.

174. Xu J. et al. Synaptosomes secrete and uptake functionally active microRNAs via exocytosis and endocytosis pathways // J. Neurochem. J Neurochem, 2013. Vol. 124, № 1. P. 15-25.

175. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. Nature Publishing Group, 1970. Vol. 227, № 5259. P. 680-685.

176. Chagniel L. et al. Striatal inhibition of calpains prevents levodopa-induced neurochemical changes and abnormal involuntary movements in the hemiparkinsonian rat model // Neurobiol. Dis. Academic Press, 2012. Vol. 45, № 1. P. 645-655.

177. Leo D. et al. Pronounced Hyperactivity, Cognitive Dysfunctions, and BDNF Dysregulation in Dopamine Transporter Knock-out Rats // J. Neurosci. J Neurosci, 2018. Vol. 38, № 8. P. 1959-1972.

178. Adachi Y.U. et al. Halothane enhances dopamine metabolism at presynaptic sites in a calcium-independent manner in rat striatum // Br. J. Anaesth. Elsevier, 2005. Vol. 95, № 4. P. 485-494.

179. Pereira A.G. et al. Temporal development of neurochemical and cognitive impairments following reserpine administration in rats // Behav. Brain Res. Behav Brain Res, 2020. Vol. 383.

180. Dluzen D.E., Liu B. The effect of reserpine treatment in vivo upon L-dopa and amphetamine evoked dopamine and DOPAC efflux in vitro from the corpus striatum of male rats // J. Neural Transm. J Neural Transm Gen Sect, 1994. Vol. 95, № 3. P. 209-222.

181. Karpenko M.N. et al. An Infection Hypothesis of Parkinson's Disease // Neurosci. Behav. Physiol. 2019 495. Springer, 2019. Vol. 49, № 5. P. 555-561.

182. Ivleva I. et al. Intranasal exposure of manganese induces neuroinflammation and disrupts dopamine metabolism in the striatum and hippocampus // Neurosci. Lett. Neurosci Lett, 2020. Vol. 738.