Мобильные элементы участвуют в образовании клональной изменчивости Himasthla elongata (Trematoda, Himasthlidae) тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат наук Соловьева, Анна Ивановна

• Соловьева, Анна Ивановна
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Соловьева, Анна Ивановна

ОГЛАВЛЕНИЕ

Список используемых сокращений

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы

Цели и задачи исследования

Основные положения, выносимые на защиту

Научная новизна работы

Теоретическое и практическое значение работы

Апробация работы

Вклад автора

Финансовая поддержка работы

Объем и структура диссертации

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общая характеристика мобильных элементов

1.2.Ретроэлемент ы

1.3. ДНК- транспозоны

1.4. Влияние мобильных элементов на геном

1.5. Активность мобильных элементов

1.6. Распределение мобильных элементов в геномах эукариот и связь с половым размножением

1.7. Описание объекта исследования - Himasthla elongata (Trematoda,

ffimastЫidae)

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Сбор животных и выделение ДНК

2.2. Определение размера генома H.elongata

2.3. Метод S-SAP

2.4. Электрофорез в секвенирующем акриламидном и агарозном гелях

2.5. Клонирование консервативных и вариабельных фрагментов

2.6. Выявление фланкирующих последовательностей для 7_5

2.7. Дот-гибридизация

2.8. Гибридизация по Саузерну с геномной ДНК H.elongata

2.9. Получение ядер и метафазных хромосом H. elongata для флуоресцентной

гибридизация in situ (FISH)

2.10 Комбинированная окраска препаратов хромомицином А3 (CMA3)

и DAPI

2.11. Флуоресцентная гибридизация in situ (FISH)

2.12. Флуоресцентная микроскопия

2.13. Секвенирование транскриптома H.elongata

2.14. Компьютерные методы анализа

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Размер генома H.elongata

3.2. Генотипирование церкарий методом S-SAP: анализ консервативных и полиморфных фрагментов

3.3.Вклад клонированных фрагментов в формирование паттернов S-SAP

3.4. Описание кариотипа H. elongata

3.5. Распределение найденных мобильных элементов в геноме

3.6. Анализ транскриптов, соответствующих клонированным фрагментам

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

Список используемой литературы

Приложение 1

Приложение 2

Благодарности

Список используемых сокращений

AFLP — Amplification Fragments Length Polymorphism

CTAB — cetyltrimethylammonium bromide

DAPI (4,6-diamidinophenylindole) — 4,6-диамидофенилиндол;

FISH (fluorescence in situ hybridization) — флуоресцентная гибридизация in

LINE — Long Interspersed Nucleotide Elements LTR — long terminal repeats; ORF — Open Reading Frame

ORF (open reading frame) — открытая рамка считывания

PBS — phosphate buffer saline

RAPD — Random Amplifying Polymorphic DNA

SDS (sodium dodecylsulfate) — додецилсульфат натрия.

SINE — Short Interspersed Nucleotide Elements

S-SAP — Sequence- Specific Amplification Polymorphism

TE — transposable elements, мобильные элементы;

TIR —Terminal inverted repeats

а.о. — аминокислотный остаток

п.н. — пар нуклеотидов;

ПЦР — полимеразная цепная реакция;

СКО — среднее квадратичное отклонение

т.п.н. — тысяч пар нуклеотидов;

ТАЕ — буфер трис-ацетат.

ТП — тандемный повтор

ЭДТА — этилендиамин тетраацетат натрия;

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Мобильные элементы участвуют в образовании клональной изменчивости Himasthla elongata (Trematoda, Himasthlidae)»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы.

В современной биологии накопление данных существенно опережает их

обработку и осмысление. На сегодняшний день количество прочитанных геномов

эукариот приближается к десяти тысячам, а проаннотировано чуть более 300

(National Center for Biotechnology Information, NCBI). Эукариотические геномы

значительно различаются по размерам и структуре, но их одним из общих и

характерных свойств является многообразие и обилие повторяющихся

последовательностей (Tollis and Boissinot, 2012).Повторы традиционно принято

делить на диспергированные и тандемные в зависимости от их структуры и

организации в геноме. К диспергированным повторам относят мобильные

элементы или транспозоны (Transposable elements, TE) — это фрагменты ДНК,

способные к перемещению и увеличению числа копий в геноме. Составляя от 3 до

80 % генома у разных видов (Brown, 2002), транспозоны не могут не участвовать в

клеточных процессах. Подавляющее большинство мобильных элементов

неактивны, однако их копии представляют собой гомологичные

последовательности ДНК, которые могут участвовать в нерегулярной или

«неразрешенной» рекомбинации, называемой эктопической. Транспозоны также

влияют на экспрессию и структуру генов, являются мишенями для малых РНК,

эпигенетических модификаций, участвуют в организации структуры хроматина и

ответственны за синтении (Abrusan and Krambeck, 2006; Slotkin and Martienssen,

2007). Таким образом, мобильные элементы часто рассматриваются как один из

основных факторов нестабильности генома. Перемещения TE выявлены как в

половых, так и соматических клетках (Kazazian, 2011). Мозаичность

распределения ретропозона LINE-1 в геномах соматических клеток человека

(Muotri et al., 2005) и транспозона Tc1 в клетках Caenorhabditis elegans дают

основание говорить о том, что TE способы обеспечивать генетическую

изменчивость, не сцепленную с половым процессом. Интересной моделью в этом

плане являются представители класса Trematoda. Трематоды обладают сложным

5

жизненным циклом, который протекает с чередованием гермафродитного и партеногенетических поколений в нескольких животных-хозяевах. Ранее считали, что особи партеногенетических поколений, редии или спороцисты и производимые ими церкарии, должны быть генетически идентичны, так как являются продуктом диплоидного (апомиктического) партеногенеза. Тем не менее, на ряде видов трематод с помощью молекулярных методов показали, что у особей партеногенетического поколения имеет место генетический полиморфизм — клональная изменчивость (Grevelding, 1999; Халтурин и др., 2000; Семенова и др. 2005). Остается неясным, какие последовательности генома отвечают за возникновение этой изменчивости, но, согласно некоторым гипотезам, ее источником могут быть мобильные элементы (Семенова и др., 2005; Корсуненко и др., 2009).

Цель и задачи исследования.

Цель — выявить изменчивость в геноме партенит H. elongata методом S-SAP и охарактеризовать изменяющиеся последовательности.

Задачи:

1. Провести генотипирование партенит H. elongata методом S-SAP и охарактеризовать последовательности из полиморфных и консервативных зон

2. Определить распределение клонированных фрагментов в паттернах генотипирования методом дот-блота.

3. Определить наличие или отсутствие последовательностей клонированных фрагментов мобильных элементов в транскриптоме H. elongata.

4. Изучить распределение найденных клонированных фрагментов в геноме H. elongata методом FISH.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Клональная изменчивость (КИ) показана методами S-SAP и дот-гибридизации на одиночных церкариях трематоды H. elongata. В консервативных зонах располагаются LINE-подобные ретроэлементы, в полиморфных зонах присутствуют спейсерные участки LINEs, а также фрагменты LTR-ретротранспозонов.

2. Кариотип H.elongata содержит 12 пар хромосом (2n=24), среди которых 3 пары несут ядрышковые организаторы.

3. Флуоресцентная in situ гибридизация (FISH) обнаружила диспесное распределение тех фрагментов LINE, которые основаны на открытой рамке считывания обратной транскриптазы (RT) и обогащение конститутивного гетерохроматина тем фрагментом, который основан на спейсерных участках LINE.

4. Обе группы основанных на LINE фрагментов активно транскрибируются и, следовательно, вносят вклад в КИ.

Научная новизна работы

Впервые получены данные о кариотипе H.elongata, выявлен полиморфизм в

морфологии хромосом и в их окраске дифференциальными красителями. До

настоящего момента кариологические данные какого-либо из видов рода

Himasthla отсутствовали. Доказана пригодность метода S-SAP для

генотипирования одной личинки, имеющей микроскопические размеры. Подобная

техника может применяться и для других объектов с малым количеством

материала. Проведена характеристика последовательностей из консервативных и

полиморфных зон в полученных методом S-SAP паттернах генотипирования

церкарий. Впервые в геноме H.elongata выявлены фрагменты ретроэлементов

семейств CR1, RTE, BEL, copia и, таким образом, определены потенциальные

носители клональной изменчивости. Проведен анализ последовательностей,

составляющих картины генотипирования партеногенетических личинок. Впервые

показано, что фрагменты кодирующей части CR1 ретроэлемента (non-LTR) и

7

некодирующей части элемента представлены в транскриптоме в значительных количествах, но в разных транскриптах. Локализация кодирующей и некодирующей частей CR1 (non-LTR) впервые показана в разных частях хромосом — факультативном или конститутивном гетерохроматине. Конкретные данные настоящей работы являются вкладом в выявление связи РНК и повторяющихся последовательностей, определение их вклада в упаковку генома, его нестабильность и эволюцию.

Теоретическое и практическое значение работы

Работа имеет фундаментальную направленность и расширяет представления о роли мобильных элементов в геноме. Результаты работы важны для понимания механизмов появления полиморфизма при отсутствии полового процесса. Объект исследования принадлежит к классу Trematoda, среди которых много возбудителей опасных заболеваний, а клональная изменчивость трематод служит препятствием для разработки противопаразитарных средств. Вид H. elongata безопасен для человека и является удобной моделью для изучения механизмов клональной изменчивости. Материалы диссертации используются в курсах лекций для магистров Биологического факультета Санкт-Петербургского государственного университета и могут быть использованы в общих и специальных курсах лекций биологических факультетов других университетов.

Апробация работы

По теме диссертации опубликовано 12 работ, из них 3 — статьи. Основные положения представлены и обсуждены на XII сессии Морской биологической станции СПБГУ (2011), III и V конференциях молодых ученых Института цитологии РАН (2012, 2016); 16-й и 19-й Пущинской Международной школе-конференции молодых ученых (2012 г); Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов-2013» (2013); Международной конференции «Хромосома 2015» (2015); 49th European Marine Biology Symposium (2014); EMBL Symposium: The Mobile genome: Genetic and

Physiological impacts of transposable elements (2015).

8

Вклад автора

Автор провел: анализ литературы по теме работы, планирование экспериментов, получение основной части результатов, написание статей и подготовку докладов на конференциях, сбор животных, выделение ДНК, проведение всех этапов S-SAP, дот-гибридизации, анализ клонированных последовательностей, подготовку проб для измерения генома и кариотипирования. Анализ кариотипа выполнен совместно с Деминым С. Ю., анализ транскриптов и оценка размера генома выполнены совместно с Галактионовым Н. К.. Эксперименты по проточной цитофлуорометрии проведены в лаборатории внутриклеточной сигнализации под руководством Аксенова Н. Д.. Материалы, вошедшие в диссертацию, обсуждались и публиковались совместно с соавторами и научным руководителем.

Финансовая поддержка работы Работа выполнена при поддержке следующих грантов РФФИ (№ 05-04-49156-а, 11-04-01700, 15-04-01857, 16-34-00603 мол_а, 17-04-02161), РНФ (15-15-20026, 1414-00621) гранта Президиума академии наук по программе «Клеточная и молекулярная биология» (рук-ль Боголюбов Д.С.), гранта Министерства образования и науки РФ № 6.1278.2014/К (2014-2016 гг).

Объем и структура диссертации

Диссертация содержит разделы «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты», «Обсуждение результатов», «Выводы», «Список цитируемой литературы», «Приложение 1», «Приложение 2», изложена на 116 страницах и проиллюстрирована 65 рисунками (включая приложения) и 5 таблицами.

ГЛАВА 1

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Общая характеристика мобильных элементов.

Значительную часть геномов эукариот составляют повторяющиеся последовательности ДНК (Manuelidis, 1990; Lander et al., 2001), которые традиционно принято делить на диспергированные и тандемные. Основную часть диспергированных повторов составляют мобильные элементы генома (Capy et al., 1998; Lander et al., 2001). На сегодняшний день нет устоявшейся классфикации мобильных элементов, и в настоящей диссертации использована одна из существующих (Wicker et al., 2007). На основании структуры и механизмов перемещения мобильные элементы делят на два класса, которые состоят из отрядов, суперсемейств и семейств. К классу I относят ретроэлементы. Они используют механизм перемещения «копировать - вставить» с помощью обратной транскрипции посредством РНК-интермедиата. В результате каждого перемещения ретроэлемента его исходная копия остается в геноме на старом месте, а новая появляется в новом генетическом локусе, то есть происходит удвоение числа транспозонов. Иногда происходит захват, обратная траскрипция и интеграция в геном матричных РНК генов — таким путем могут появляться процессированные псевдогены. ДНК-транспозоны составляют II класс мобильных элементов. Они не способны к обратной транскрипции и используют для перемещения механизм «вырезать-вставить» или «cut-and-paste»^^.!). В большинстве, но не во всех семействах транспозоны могут быть автономными, то есть имеющими полноценный набор компонентов для перемещения, и неавтономными. Считают, что неавтономные элементы способны перемещаться за счет автономных (Kazazian, 2011).

Рис.1. Схема структуры представителей основных классов мобильных элементов (по Kazazian, 2011, с изменениями). DR — прямые повторы (direct repeats), ITR — инвертированные терминальные повторы (inverted terminal repeats), EN эндонуклеаза(endonuclease) ORF — открытая рамка считывания (open reading frame), RT — обратная транскриптаза(reverse transcriptase), VNTR — тандемные повторы с варьирующим числом мономеров в поле (variable number tandem repeats), UTR — нетранслируемая область (untranslated region), TSD — дупликация сайта встраивания (target site duplication). Mariner, Ty3/gypsy, SVA, MITE — представители соответствующих классов элементов, для LINE и SINE приведена общая схема строения.

1.2. Ретроэлементы.

По своей структуре ретротранспозоны делят на элементы, содержащие длинные концевые повторы (Long Terminal Repeats - LTR), и элементы, не содержащие длинные концевые повторы — non-LTR элементы. Основными представителями non-LTR элементов являются отряды LINEs (Long Interspersed Nuclear Elements) и SINEs (Short Interspersed Nuclear Elements). Ретротранспозоны, не содержащие длинных концевых повторов составляют очень древний и разнообразный компонент геномов эукариот. Согласно разным источникам (Malik et al., 1999; Kapitonov et al., 2009),на основании сходства последовательностей и структуры выделяют от 11 до 25 семейств non-LTR элементов, которые объединяют в 6 основных суперсемейств: R2, RandI, L1, RTE, I и Jockey. Элементы этих суперсемейств имеют одну, реже две открытые рамки считывания (Open Reading Frames,ORFs). Одна из них, ORF2, кодирует обратную

транскриптазу, и обязательно есть во всех упомянутых семействах. Также в этой рамке считывания присутствует последовательность апуриновой-апиримидиновой эндонуклеазы, расположенной возле N-конца, а иногда и мотив РНКазы H, расположенный, как правило, после домена обратной транскриптазы. В суперсемействах элементов L1, I и Jockey есть еще одна открытая рамка считывания — ORF1, которая малоконсервативна и может нести домены эстеразы, «цинковых пальцев» и мотивы, узнающие РНК.

Отдельным суперсемейством non-LTR ретротранспозонов являются элементы Penelope — очень разнообразные по структуре, они иногда сохраняют интроны, а обратные их транскриптазы демонстрируют некоторое сходство с теломеразами. Элементы Penelope остаются наиболее малоизученной группой TE ,несмотря на очень широкое распространение в эукариотических геномах (Arkhipova, 200б).

Ретроэлементы, содержащие длинные концевые повторы объединяют

отряды собственно LTR-ретроэлементов и элементов DIRS. Наиболее известные

представители собственно LTR-ретротранспозонов — это суперсемейства

Ty3/gypsy, BEL/Pao, близкие к семейству Metaviridae, Ty1/copia, близкие

семейству Pseudoviridae и ERV — эндогенные ретровирусы. В отличие от non-LTR

элементов LTR-ретротранспозоны — эволюционно более поздняя группа.

Считается, что они произошли в результате приобретения ДНК-транспозоном гена

обратной транскриптазы non- LTR элемента (Stocking, Kozak, 2008). LTR -

ретротранспозоны также широко представлены у эукариот, и их особенно много в

геномах насекомых, грибов и растений. У LTR-ретроэлементов есть белок-

кодирующая область, которая фланкирована длинными концевыми повторами,

которые играют решающую роль в процессе обратной транскрипции. Белок-

кодирующая область включает в себя два гена: gag кодирует домены,

необходимые для структурных функций и связывания нуклеиновых кислот, и pol,

который кодирует полипротеин с доменами протеазы, РНКазы H, обратной

транскриптазы и интегразы. Многие LTR-ретротранспозоны независимо

12

приобретали дополнительный ген, кодирующий белки капсида — env, который отвечает за способность ретроэлемента заражать другие клетки. Есть основания полагать, что инфекционные ретровирусы позвоночных произошли от Metaviridae путем рекрутирования кодирующего капсид гена. В конечном итоге, некоторые вирусы попали в клетки зародышевой линии и закрепились в геномах (Ribet et al., 2008). Несмотря на потерю способности заражать, они сохранили мобильность и размножились в хозяйском геноме. Суперсемейство эндогенных ретровирусов (ERVs) делят на классы — I, II и III (Gifford, Tristem, 2003), которые отличаются от других ретровирусов. В тоже время огромное число ERVs остаются неклассифицированными, так как у них не обнаружили сходств ни с одной из уже известных групп экзогенных ретровирусов. Позвоночные, как правило, имеют более одного типа ERV. В геноме человека, например, содержится минимум 26 линий ERVs (Andersson et al., 1999; Gifford, Tristem, 2003).

Элементы DIRS составляют наименее изученный отряд ретротранспозонов, хотя они распространены у нематод, рыб, амфибий, морских ежей, слизевиков и грибов (Goodwin et al., 2001). Эти транспозоны отличаются от других LTR-ретроэлементов тем, что не имеют протеазы или интегразы. Предполагают, что встраивание элементов DIRS происходит посредством участия кодируемой ими тирозиновой рекомбиназы.

Большинство LTR-ретротранспозонов у некоторых видов представлены только в виде длинных концевых повторов (LTRs). Потеря кодирующей части происходит в результате гомологичной рекомбинации между двумя концевыми повторами. Такие укороченные неавтономные варианты LTR-ретроэлементов могут успешно увеличивать число копий, как например элемент Dasheng из генома риса (Jiang et al., 2002).

1.3. ДНК-транспозоны.

Класс ДНК-транспозонов включает в себя два подкласса: первый содержит собственно ДНК-транспозоны, второй — хелитроны, Helitrons, и полинтоны ,Polintons (Wicker, 2007). Собственно ДНК-транспозоны разнообразны и найдены во всех изученных таксонах эукариот (рис.2). У этих транспозонов относительно простая структура: они имеют одну открытую рамку считывания, кодирующую фермент для перемещения — транспозазу, которая фланкирована короткими инвертированными повторами (TIRs — terminal inverted repeats). Транспозаза узнает TIRs, вырезает мобильный элемент и переносит его в новое место генома. При этом в процессе встраивания возникает дупликация сайта встраивания. По длине и последовательностям дупликации сайта встраивания, мотивов в TIRs и гена транспозазы ДНК-транспозоны объединяют в 15 суперсемейств. Наиболее распространенными из них являются семейства элементов Tcl/mariner, MuDR/Foldback, hAT и piggyBac (рис.2).

Рис. 2. Распределение ДНК-транспозонов на филогенетическом древе по Feschotte и Pritham,2007, c изменениями.

Представители суперсемейства хелитроиов перемещаются посредством механизма «катящегося кольца» или rolling - circle transposition. Они кодируют ДНК-хеликазу и нуклеазу/лигазу, не имеют TIRs и не производят дупликацию сайта встраивания. Хелитроны найдены в большинстве таксонов эукариот, включая растения, беспозвоночных, позвоночных и грибы. Суперсемейство полинтонов или Maverics включает самые крупные транспозоны (Kapitonov and Jurka , 2006; Pritham et al., 2007). Предполагают, что они произошли от фага Mavirus (Fischer and Suttle, 2011). Полинтоны кодируют от пяти до девяти генов, включая полимеразу В, интегразу, цистеиновую протеазу и АТФазу. Механизм перемещения полинтонов называют механизмом «самосинтеза» или self-synthesizing: вырезанная копия служит матрицей для синтеза двуцепочечной ДНК, которая затем встраивается в геном. Полинтоны также широко распространены у грибов, беспозвоночных, позвоночных и простейших (рис.2). Среди обоих подклассов ДНК-транспозонов есть как автономные элементы, так и целые семейства неавтономных элементов. Неавтономные транспозоны часто имеют происхождение от автономных, которые подверглись делециям внутренних участков последовательностей (Feschotte С and Pritham 2007; Kapitonov and Jurka, 2001; Kapitonov and Jurka, 2006). Дефектные копии собственно ДНК-транспозонов сохраняют TIRs, по которым их узнают транспозазы автономных транспозонов. Таким образом, неавтономные транспозоны получают способность к перемещениям посредством конкуренции за транспозазу с полноценными элементами. Наиболее успешным семейством неавтономных ДНК-транспозонов считают MITEs (miniature inverted-repeat transposable elements, рис.1), впервые открыты у растений (Bureau et al., 1992), а затем найдены и у других эукариот. Зачастую, MITEs являются производными автономных ДНК-транспозонов, претерпевших делецию рамки считывания. Однако происхождение многих других MITE остается не известным.

Хотя собственно ДНК-транспозоны перемещаются без копирования, они, все-таки, могут увеличить число копий в геноме двумя путями. Во-первых, если

транспозиция проходит во время репликации и если транспозон переместился с уже реплицированной хроматиды на нереплицированную. Во-вторых, если элемент вырезан, система репарации может использовать для восстановления разрыва гомологичную рекомбинацию с хромосомой, на которой все еще осталась копия транспозона.

1.4. Влияние мобильных элементов на геном.

Подавляющее большинство мобильных элементов неактивны, однако их копии представляют собой гомологичные последовательности ДНК, которые могут участвовать в нерегулярной рекомбинации, которую называют эктопической. Ее вероятность зависит от числа гомологичных последовательностей и длины элементов. Рекомбинация приводит к генетическим перестройкам: вредным (делеции, инверсии), полезным (появление человеческих генов семейства гликофоринов (Makalowski, 2000)) или нейтральным. ДНК-транспозоны Foldback (FB) выделяются среди остальных элементов из-за высокой частоты и амплитуды провоцируемых перестановок генома. Большие размеры (часто более 10 т. п. н.) и сложная структура инвертированных повторов FB элементов, вероятно, являются ключевыми факторами вовлечения этих транспозонов в реорганизацию хромосом. В серии экспериментов показала, что эктопическая рекомбинация между двумя противоположно направленными FB-подобными элементами Drosophila buzzatii порождает две независимые инверсии хромосом. Инверсии оказались географически широко рапространены и полиморфны в естественных популяциях мух (Caceres et al 1999, Casals et al 2003). Это дает основания предполагать, что эти изменения селективно выгодны, так как влияют на фенотип мух. В каждом случае очаги появления инверсий находились внутри «горячих точек» генома, которые очень разнятся между популяциями по последовательностям и структуре, более того, они наполнены тесно расположенными вставками ДНК-транспозонов суперсемейств FB и hAT (Feschotte and Pritham, 2007). Известны случаи рекомбинации элементов L1,

которая приводила к появлению новых подсемейств LINE (Hayward et al., 1997;

16

Saxton and Martin, 1998) или дупликации генов (Fitch et al.,1991). Существуют также и примеры заболеваний человека, вызванные рекомбинацией между ретроэлементами (Gogvadze and Buzdin, 2009). Однако случаи рекомбинации единичны и не соответствуют количеству ретротранспозонов в геноме.

Рис.3. Влияние мобильных элементов на гены в cis положении (по Gogvadze, Buzdin, 2009, с изменениями). TE — transposable elements.

Мобильные элементы существенно влияют на экспрессию генов за счет наличия собственных промоторов и сайтов сплайсинга, особенно если локализованы вблизи экзонов (рис.3., а) либо за счет нарушения структуры при встраивании в интроны (рис.3, б). Появляется источник новых вариантов мРНК, становится возможным изменение их уровня траснкрипции и тканеспецифичности. Например, элементы Alu имеют тенденцию накапливаться в богатых генами областях генома (Lander et al., 2001) и имеют в своей структуре фрагменты, похожие на консенсусные последовательности сайтов сплайсинга. В целом, Alu-производные сигналы сплайсинга гораздо слабее по сравнению с конститутивными и альтернативными активными сигналами, но могут работать^^ et al., 2002; Mola et al., 2007). LINE-подобные элементы также могут быть вовлечены в сплайсинг РНК, однако с меньшей частотой по сравнению с Alu повторами. Повтор L1 млекопитающих содержит множественные функциональные сигналы сплайсинга, которые обеспечивают появление

разнообразных альтернативно сплайсированных транксриптов L1 (по большей части бесполезных для перемещения) и могут участвовать в генерации гибридных транскриптов между элементами L1 и генами. LTR-содержащие ретротранспозоны также принимают участие в образовании альтернативно сплайсированных РНК. Например, две изоформы человеческого эндотелиального рецептора к VEGF кодируются одним геном (VEGFR-3/FLT4). Одна из изоформ рецептора короче второй на 63 а. о. и формируется за счет наличия альтернативного сайта сплайсинга, принадлежащего последовательности эндогенного ретровируса, который расположился между экзонами в гене VEGFR-3/FLT4 (Hughes, 2001). Интеграция LTR-содержащего элемента в ген CYP19, кодирующий ключевой фермент биосинтеза эстрогена, привела к формированию альтернативного промотора, расположенного в 100 т. п. н. до открытой рамки считывания гена. Это привело к специфичной для приматов транскрипции CYP19 в синцитиотрофобласте плаценты, что, вероятно, сыграло важную роль в контроле уровня эстрогена во время беременности (Lagemaat et al., 2003).

Отдельные представители SINE элементов мыши (B2 повторы) имеют высокую степень гомологии с промоторами РНК-полимеразы II. Авторы предполагают, что эти ретропозоны имеют потенциальную возможность распространения в геноме новых функциональных промоторов и образования многих вариантов новых транскриптов, что давало бы материал для естественного отбора (Ferrigno et al., 2001). Способность мобильных элементов играть роль альтернативных промоторов может стать причиной появления антисенс-транскриптов, комплементарных генным интронам или экзонам (рис.3.,д).

Кроме внедрения новых сайтов сплайсинга и промоторов, мобильные

элементы могут участвовать в модификации генов путем введения

дополнительных сигналов полиаденилирования (рис.3, в). Автономные

ретроэлементы кодируют необходимые для перемещения белки и используют

сигналы поли(А) в 3'-областях собственных генов. Известно много случаев

преждевременной терминации транскрипции на сигналах полиаденилирования

ретроэлементов. Например, человеческие гены HHLA2 и HHLA3 используют LTR-

18

содержащие элементы HERV-H в роли носителей для своих сигналов полиаденилирования. В целом, по недавним оценкам происхождение около 8 % поли(А) сайтов связаны с мобильными элементами (Gogvadze and Buzdin, 2009). Иногда происходит одомашниванивание транспозонов и появление новых генов. Наиболее яркий пример — это V(D)J рекомбинация, в ходе которой образуется разнообразие антител, и которую считают решающим моментом в эволюции адаптивной иммунной системы челюстных позвоночных. Фермент Rag1 — один из участников перетасовки сегментов генов иммуноглобулинов — высоко гомологичен транспозазе ДНК-транспозонов семейства transib, который найден только в геномах беспозвоночных (Cooper and Alder, 2006).

Помимо воздействия на геном на уровне нуклеотидной последовательности, транспозоны вовлечены и в эпигенетическую систему регуляции (рис.3, г). Известно, что некоторые копии мобильных элементов являются источником и мишенями малых некодирующих РНК. Поскольку копии транспозонов содержатся в 3'UTR многих генов, то произошедшие из повторов (чаще всего это LINEs) miРНК способны регулировать уровень большого числа неродственных мРНК в клетке (Макарова, Крамеров, 2007).

Описаны редкие случаи, когда ретротранспозоны выступают в роли инсуляторных элементов, разделяющих транскрипционно активные и неактивные участки хроматина. Так LINEs млекопитающих часто располагаются в районах ассоциации с ядерным матриксом (MARs - matrix attached regions) (Gogvadze, Buzdin, 2009).

Не так давно выявили, что фракция РНК C0T-1 и, в особенности, РНК мобильных элементов, находится в постоянной ассоциации с хроматином на протяжении всего клеточного цикла (Hall et al., 2014). Более того, эта РНК достаточно долго остается в ядре после искусственного ингибирования транскрипции и локализуется в соответствующих хромосомных территориях и ее можно экстрагировать после разрушения ядерного матрикса. Авторы

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Соловьева, Анна Ивановна, 2016 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ:

1. Дондуа A.K., 2005. Биология развития. Т. 2: Клеточные и молекулярные аспекты индивидуального развития. СПб., 2005. 188 с.

2. Корсуненко А.В., 2010. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. Москва, 26 стр.

3. Корсуненко А.В., Тютин А.В., Семенова С.К., 2009. Клональная и популяционная RAPD-изменчивость церкарий из спороцист Bucephalus polymorphus (Trematoda, Bucephalidae). Генетика, 45(1): 73 - 80.

4. Левакин И.А., Лосев Е.А., Завирский Я.В., Галактионов К. В.2013. Клональная изменчивость времени жизни церкарий Himasthla elongate(Trematoda: Echinostomatidae). Паразитология. 47(5): 353 - 360.

5. Макарова Ю.А., Крамеров Д.А., 2007. Некодирующие РНК. Биохимия. 72(11): 1427 - 1448.

6. Пичугин Ю. Г., Семьянов К. А., Чернышев А. В., Пальчикова И. Г., Омельянчук Л. В., Мальцев В. П. 2012. Особенности цитометрических методов определения содержания ДНК в ядре. Цитология. 54 (2): 185 - 190.

7. Прокофьев В.В., Левакин И.А., Лосев Е.А., Завирский Я.В., Галактионов

К.В., 2011. Клональная изменчивость в проявлении гео- и фотореакций у церкарий Himasthla elongata (Trematoda: Echinostomatidae). Паразитология 45(5): 345 - 357.

8. Родионов А.В. 1999. Эволюция дифференциальной исчерченности хромосом. Генетика. 35(3): 277 - 290.

9. Семенова С.К., Хрисанфова Г.Г., Филлипова Е.К. Беэр С.А., Воронин М.В., Рысков А.П., 2005. Индивидуальная и популяционная изменчивость церкарий шистосоматид группы Trichobilharzia ocellata (Trematoda, Schistosomatidae), выявляемая с помощью полимеразной цепной реакции. Генетика 41(1): 17 - 22.

10. Соловьева А.И., Галактионов Н.К., Подгорная О.И. 2013.

«Ретротранспозон класса LINE является компонентом паттерна полиморфных фрагментов партенит трематоды Himasthla elongata». Цитология. 55 (7): 492-500.

11. Томилин Н. В. 2009. Наследование эпигенетических модификаций хроматина, направляемое РНК. Цитология. 51 (4): 291 - 296

12. Федоров А.В., 2008. Регуляция транскрипции ретротранспозонов LINE1 млекопитающих. Цитология. 50(12): 1011 - 1022.

13. Халтурин К.В., Михайлова Н.И., Гранович А.И., 2000. Генетическая неоднородность природных популяций партенит Microphallus piriformes и M. pygmaeus (Trematoda: Microphallidae). Паразитология. 34 (6): 486 - 500.

14. Abrusan G, Krambeck H., 2006. Competition may determine the diversity of transposable elements. Theoretical Population Biology. 70(3): 364 - 375.

15. Ahmed M., Liang P. 2012. Transposable elements are a significant contributor to tandem repeats in the human genome. Comp Funct Genomics. 2012: 947089.

16. Altschul S. F., Gish W.Miller W.., Myers E. W.., Lipman D. J. 1990. Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol. 5: 403 - 410.

17. Andersson ML, Lindeskog M, Medstrand P, Westley B, May F, Blomberg

J.1999. Diversity of human endogenous retrovirus class II- like sequences. J Gen Virol. 80(Pt 1):255 - 260.

18. Arkhipova I., Meselson. M. 2000. Transposable elements in sexual and ancient asexual taxa. PNAS. 97: 14473 - 14477.

19. Arkhipova I., Yushenova I., Rodriguez, F., 2013. Endonuclease-containing Penelope retrotransposons in the bdelloid rotifer Adineta vaga exhibit unusual structural features and play a role in expansion of host gene families. Mobile DNA. 4(1): 19

20. Arkhipova IR.2006. Distribution and phylogeny of Penelope- like elements in eukaryotes. Syst Biol. 55:875 - 885.

21. Barshene YV, Pyatkyavichyute RB, Stanyavichyute GI, Orlovskaya OM. 1990.

Karyological studies of trematodes from the families Notocotylidae, Echinostomatidae and Strigeidae in north-western Chukotka. Parazitologiya.24(1):3-11.

22. Barsiene J, Kiseliene V. 1990. Karyological studies of trematodes within the families Psilostomidae and Echinochasmidae. Helminthologia. 27:99-108.

23. Bast J., Schaefer I., Schwander T., Maraun M., Scheu S., Kraaijeveld K. 2016.

No accumulation of transposable elements in asexual arthropods. Mol.Biol.Evol. 33(3) 697 -706:

24. Bayne C., Grevelding C., 2003 Cloning of Schistosoma mansoni sporocysts in vitro and genetic heterogeneity among individual within clones. J. Parasitol., 89 : 1056— 1060 .

25. Bell CD. 2005. Is mitotic chromatid segregation random? Histol Histopathol.2005;20:1313-20.

26. Benson G 1999. Tandem repeats finder: A program to analyze DNA sequences. Nucl.Acid.Res. 27(2): 573 - 580

27. Birstein V. J., Mikhailova N. A. 1990. On the karyology of trematodes of the genus Microphallus and theirintermediate gastropod host, Littorina saxatilis I. Chromosome analysis of three Microphallus species. Genetica. 80: 159 - 165.

28. Bonandin L., Scavariello C., Mingazzini V., Luchetti A., Mantovani B. 2016. Obligatory parthenogenesis and TE load: Bacillus stick insects and the R2 non-LTR retrotransposon. Insect Science. 00: 1 - 9.

29. Bray N., Pimentel H., Melsted P., Pachter L. 2016. Near-optimal probabilistic RNA-seq quantification. Nature Biotechnology 34,525 - 527.

30. Brown T., 2002. Genomes 2d ed, Oxford, Garland Science, 608p.

31. Bureau TE, Wessler SR. 1992. Tourist: A large family of small inverted repeat elements frequently associated with maize genes. Plant Cell Online. 4:1283 - 1294.

32. Caceres R. J., Barbadilla A., Long M., Ruiz A., 1999. Generation of a Widespread Drosophila Inversion by a Transposable Element. Science 285: 415 - 418.

33. Canapa A., Barucca M., Biscotti M., Forconi M. 2015. Transposons , Genome Size , and Evolutionary Insights in Animals. Cytogenet.Genome Res. 147: 217 - 239

34. Capy P., 1998. Evolutionary biology. A plastic genome. Nature., 396: 522 - 523.

35. Casals F., Caceres M., Ruiz A, 2003.The Foldback-like Transposon Galileo Is Involved in the Generation of Two Different Natural Chromosomal Inversions of Drosophila buzzatii, Mol.Biol. Evol., 20(5): 674 - 685.

36. Cooper M., Alder M. 2006. The evolution of adaptive immune systems. Cell. 124(4):815-22.

37. CoufalN.G, Garcia-Perez J.L., Peng G.E., Yeo G W.., Mu Y., Lovci M.T., Morell M., O'Shea K.S., Moran J.V., Gage F.H., 2009. L1 retrotransposition in human neural progenitor cells. Nature.460:1127 - 1131.

38. Dolgin E., Charlesworth B. 2006. The fate of transposable elements in asexual populations. Genetics. 174(2):817 - 827.

39. Drew A., Brindley P. 1995. Female-specific sequences isolated from Schistosoma mansoni by representational difference analysis. Molecular and Biochemical Parasitology. 71(2): 173 - 181.

40. EdgarR.C. 2010. Search and clustering orders of magnitude faster than BLAST, Bioinformatics 26(19), 2460 - 2461.

41. Eickbush, D.G and T.H. Eickbush. 2003. Transcription of endogenous and exogenous R2 elements in the rRNA gene locus of Drosophila melanogaster. Mol. Cell Biol.23:3825 - 3836.

42. Elliot T., Gregory T. 2015. Do larger genomes contain more diverse transposable elements? BMC Evolutionary biology. 15(1): 69.

43. Fadloun A., Le Gras S., Jost B., Ziegler-Birling C., Takahashi H., Gorab E., Carninci P., Torres-Padilla M.E., 2013. Chromatin signatures and retrotransposon profiling

81

in mouse embryos reveal regulation of LINE-1 by RNA. Nat Struct Mol Biol. 20(3): 332 -338.

44. Faulkner GJ, Kimura Y, Daub CO, Wani S, Plessy C, Irvine KM, Schroder K, Cloonan N, Steptoe AL, Lassmann T, Waki K, Hornig N, Arakawa T, Takahashi H, Kawai J, Forrest AR, Suzuki H, Hayashizaki Y, Hume DA, Orlando V, Grimmond SM, Carninci

P., 2009. The regulated retrotransposon transcriptome of mammalian cells. Nat Genet. 41: 563 - 71.

45. Faunes F., Sanchez N., Moreno M., Olivares G.H., Lee-Liu D., Almonacid L., Slater A.W., Norambuena T., Taft R.J., Mattick J.S., Melo F., Larrain J., 2011. Expression of transposable elements in neural tissues during Xenopus development. PLoS One. 6(7): e22569.

46. Ferrigno O., Virolle T., Djabari Z., Ortonne J.P., White R.J., Aberdam D.,

2001. Transposable B2 SINE elements can provide mobile RNA polymerase II promoters. Nat Genet. 28: 77 - 81.

47. Feschotte C., Pritham E.J. 2007 DNA transposons and the evolution of eukaryotic genomes. Annu Rev Genet. 41: 331 - 368.

48. Fischer MG, Suttle CA. 2011. A virophage at the origin of large DNA transposons. Science. 332: 231 - 234.

49. Fitch D. H., Bailey W. J., Tagle D. A., Goodman M., Sieu L., Slightom J. L. 1991. Duplication of the gamma-globin gene mediated by L1 long interspersed repetitive elements in an early ancestorof simian primates. Proc. Nat. Acad. Sci. 88: 7396 - 7400.

50. Flot J-F, Hespeels B, Li X, Noel B, Arkhipova I, Danchin EGJ, Hejnol A, Henrissat B, Koszul R, Aury J-M. 2013. Genomic evidence for ameiotic evolution in the bdelloid rotifer Adineta vaga. Nature 500: 453 - 457.

51. Fort A., Hashimoto K., Yamada D., Salimullah M., Keya C.A ., Saxena A., Bonetti A., Voineagu I., Bertin N., Kratz A., Noro Y., Wong C., de Hoon M., Andersson R ., Sandelin A., Suzuki H., Wei C., Koseki H., FANTOM Consortium, Hasegawa Y., Forrest A.R., Carninci P. 2014. Deep transcriptome profiling of mammalian stem cells supports a regulatory role for retrotransposons in pluripotency maintenance. Nat Genet 46: 558 - 566

52. Galaktionov K.V., Dobrovolskiy A.A., 2003. The biology and evolution of trematodes. An essay on the biology, morphology, lifecycles, transmissions, and evolution of digenetic trematodes. Kluwer Academic Publisher, The Netherlands. 592 p.

53. Galaktionov N.K., Podgornaya O.I., Strelkov P.P., Galaktionov K.V. 2016.

Genomic diversity of cercarial clones of Himasthla elongata (Trematoda , Echinostomatidae) determined with AFLP technique. Parasitol Res. [Epub ahead of print].

54. Galaktionov N.K., Solovyeva A.I., Fedorov A.V., Podgornaya O.I. 2014

Trematode H. elongata mariner element (HemarI): structure and applications. J Exp Biol B. 322(3): 142 - 55.

55. Gifford R., Tristem M. 2003. The evolution, distribution and diversity of endogenous retroviruses. Virus Genes. 26: 291 - 315.

56. Gladyshev E., Arkhipova I. 2010. Genome structure of bdelloid rotifers: Shaped by asexuality or desiccation? Journal of Heredity. 101(Supplement 1): S85 - S93

57. Gogvadze E., Buzdin A., 2009. Retroelements and their impact on genome evolution and functioning. Cell. Mol. Life Sci. 66: 3727 - 3742.

58. Goodwin T.J., Poulter R.T. 2001. The DIRS1 group of retrotransposons. Mol Biol Evol. 18: 2067 - 2082.

59. Grabherr M., Haas B., Yassour M., Levin J., Thompson D., Amit I., Adiconis X., Fan L., Raychowdhury R., Zeng Q., Chen Z., Mauceli E., Hacohen N., Gnirke A., Rhind N., di Palma F., Birren B., Nusbaum C., Lindblad-Toh K., Friedman N. and Regev

A. 2011. Full-length transcriptome assembly from RNA-Seq data without a reference genome. Nature biotechnology. 29:644 - 652.

60. Grevelding C., 1999. Genomic instability in Schistosoma mansoni. Mol. Biochem. Parasitol., 101: 207 - 216.

61. Gribbon B. M., Pearce S. R., Kalendar R., Schulman A. H., Paulin L., Jack P., Kumar A., Haas N. B., Grabowski J. M, Silvitz A. B, Burch J. B. 1997. Chicken repeat 1

(CR1) elements, which define an ancient family of vertebrate non-LTR rerotransposons, contain two closely spaced open reading frames. Gene. 197 : 305—309.

62. GrummtI.2003. Life on a planet of its own: regulation of RNA polymerase I transcription in the nucleolus. Genes Dev. 17(14): 1691-702.

63. Hall L., Carone D., Gomez A., Kolpa H., Byron M., Nitish Fackelmayer F., Lawrence J. 2014. Stable C0T-1 repeat RNA is abundant and is associated with euchromatic interphase chromosomes. 156(5): 907 - 918.

64. Hall T. A. 1999. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symposium Series. 41: 95 - 98.

65. Hare E., Johnston J. 2011. Genome size determination using flow cytometry of propidium iodide-stained nuclei. Methods Mol Biol., 772: 3 - 12.

66. Hayward B.E., Zavanelli M., Furano A.V., 1997. Recombination creates novel L1 (LINE-1) elements in Rattus norvegicus. Genetics, 146: 641 - 654.

67. Hirai H., Hirai Y. 2004. FISH Mapping for Helminth Genomes. Methods Mol. Biol. 270: 379 - 394.

68. Huang C.L., Burns K., Boeke J. 2012. Active transposition in genomes. Annu Rev Genet. 46: 651 - 675.

69. Hughes D.C., 2001. Alternative splicing of the human VEGFGR-3/FLT4 gene as a consequence of an integrated human endogenous retrovirus. J Mol Evol. 53: 77 - 79.

70. Hutchins A., Pei D. 2015. Transposable elements at the center of the crossroads between embryogenesis, embryonic stem cells, reprogramming, and long non-coding RNAs. Science Bulletin. 60(20): 1722 - 1733.

71. Jiang N, Bao Z, Temnykh S, Cheng Z, Jiang J. 2002. Dasheng: a recently amplified nonautonomous long terminal repeat element that is a major component of pericentromeric regions in rice. Genetics. 161:1293 - 1305.

72. Judson O.P., Normark B.B: 1996. Ancient asexual scandals. Trends Ecol Evol 11:41 - 46.

73. Kalendar R, Lee D, Schulman A., 2009. FastPCR Software for PCR Primer and Probe Design and Repeat Search. Genes, Genomes and Genomics, 3(1): 1 - 14.

74. Kapitonov V.V, Tempel S., Jurka J. 2009 Simple and fast classification of non-LTR retrotransposons based on phylogeny of their RT domain protein sequences. Gene 2009;448:207 - 213.

75. Kapitonov V.V., Jurka J. 2006. Self- synthesizing DNA transposons in eukaryotes. Proc Natl Acad Sci USA. 103:4540 - 4545.

76. Kapitonov V.V., Jurka J.2001. Rolling- circle transposons in eukaryotes. Proc Natl Acad Sci USA. 98:8714 - 8719.

77. Kazazian H., 2011. Mobile DNA transposition in somatic cells. BMC Biol. 9:62.

78. Khodyuchenko T., Gaginskaya E., Krasikova A.2012. Non-canonical Cajal bodies form in the nucleus of late stage avian oocytes lacking functional nucleolus.Histochem Cell Biol.138(1):57 - 73.

79. Kohany O., Gentles A. J., Hankus L, Jurka J. 2006 Annotation, submission and screening of repetitive elements in Repbase: RepbaseSubmitter and Censor. BMC Bioinformatics. 7: 474.

80. Komissarov A.S., Gavrilova E.V., Demin S.J., Ishov A.M., Podgornaya O.I. 2011. Tandemly repeated DNA families in the mouse genome. BMC Genomics. 12:531.

81. Kostadinova A. 2005. Family Echinostomatidae Looss, 1899. In Keys to the Trematoda. Vol. 2, A. Jones, R. A. Bray, and D. I. Gibson (eds.). CABI Publishing and The Natural History Museum, London, U.K., p. 9-64.)

82. Kunarso G, Chia N.Y., Jeyakani J., Hwang C., X. Lu, Y.S. Chan, H.H. Ng, G Bourque. 2010. Transposable elements have rewired the core regulatory network of human embryonic stem cells. Nat. Genet. 42: 631 - 634.

83. Kuznetsova I.S., Ostromyshenskii D.I., Komissarov A.S., Prusov A.N., Waisertreiger I.S., Gorbunova A.V., Trifonov V.A., Ferguson-Smith M.A., Podgornaya O.I.

2016. LINE-related component of mouse heterochromatin and complex chromocenters' composition. Chromosome Res. 24(3): 309 - 23.

84. Lander E., Linton L. M., Birren B., Nusbaum C., Zody M., et al. 2001. Initial sequencing and analysis of the human genome. Nature. 409: 860 - 921.

85. Lansdorp PM, Falconer E, Tao J, Brind'Amour J, Naumann U. 2012.

Epigenetic differences between sister chromatids? Ann NY Acad Sci.1266 : 1-6.

86. Lepesant JM, Cosseau C, Boissier J, Freitag M, Portela J, Climent D, Perrin C, Zerlotini A, Grunau C. 2012. Chromatin structural changes around satellite repeats on the female sex chromosome in Schistosoma mansoni and their possible role in sex chromosome emergence. Genome Biol. 13(2): R14.

87. Levakin I.A., Losev E.A., Nikolaev K.E., Galaktionov K.V. 2012. In vitro encystment of Himasthla elongata cercariae (Digenea, Echinostomatidae) in the hemolymph of blue mussels Mytilus edulis as a tool for assessing cercarial infectivity and molluscan susceptibility. Journal of Helminthology. 87: 180 - 188.

88. Loewe L., Lamatsch D. 2008. Quantifying the threat of extinction from Muller's ratchet in the diploid Amazon molly (Poecilia formosa). BMC Evol Biol 8: 88 - 108.

89. Lu X., Sachs F., Ramsay L., Jacques P.E., Goke., J., Bourque G, Ng H.H. 2014.

The retrovirus HERVH is a long noncoding RNA required for human embryonic stemcell identity at. Struct. Mol. Biol. 21. 423 - 425.

90. Macia A., Blanco-Jimenez E., Garsia-Perez J. 2014. Retrotransposons in pluripotent cells: Impact and new roles in cellular plasticity. Biochimica et Biophysica Acta -Gene Regulatory Mechanisms. 1849(4):417 - 426.

91. Makalowski W., 2000. Genomic scrap yard: how genomes utilize all that junk. Gene. 259: 61 - 67.

92. Malik H.S., Burke W.D., Eickbush T.H. 1999. The age and evolution of non-LTR retrotransposable elements. Mol Biol Evol;16:793 - 805.

93. Manuelidis L., 1990. A view of interphase chromosomes. Science. 250: 1533 -40.

94. Metcalfe C.J., Bulazel K.V., Ferreri G.C., Schroeder-Reiter E., Wanner G., Rens W., Obergfell C., Eldridge M.D., O'Neill R.J. 2007. Genomic instability within centromeres of interspecific marsupial hybrids. Genetics 177:2507 - 2517

95. Mola G., Vela E., Fernandez-Figueras M.T., Isamat M., Munoz-Marmol A.M.,

2007. Exonization of Alu-generated splice variants in the survivin gene of human and nonhuman primates. J. Mol. Biol. 366:1055 - 1063.

96. MuotriA.R., Chu V.T., MarchettoM.C., Deng W., Moran J.V., Gage F.H., 2005. Somatic mosaicism in neuronal precursor cells mediated by L1 retrotransposition. Nature. 435: 903 - 910.

97. Mutafova T, Kanev I, Vassilev I. 1987. Comparative karyological investigations of Echinoparyphium aconiatum Dietz, 1909, and Echinoparyphium recuriatum (Linstow, 1873) Dietz, 1909 (Trematoda: Echinostomatidae). Helminthology(Bulg).24:32-6.

98. Mutafova T, Kanev 1.1983. Studies on the karyotype of the echinostome Echinostoma barbosai Lie et Basch, 1966 (Trematoda: Echinostomatidae)from Bulgaria. Helminthology (Bulg). 16:42-6.

99. Mutafova T, Kanev I. 1984. Studies on the karyotype of Echinoparyphium aconiatum Diez, 1909 (Trematoda:Echinostomatidae). Helminthology (Bulg).17:37-40.

100. Mutafova T, Kanev 1.1986. Studies on the karyotype of Echinostoma revolutum (Fre1ich, 1802) and Echinostoma echinatum (Zeder, 1803) (Trematoda: Echinostomatidae). Helminthology (Bulg). 22:37-41.

101. Mutafova T. 1994. Karyological studies on some species of the families Echinostomatidae and Plagiorchiidae and aspects of chromosome evolution in trematodes. Systematic Parasitology. 28: 229 - 238.

102. Mutafova T., Kanev I., Eizenhut U. 1991. Karyological studies of Isthmiophora melis (Schrank, 1788) from its type locality. J. of Helminthology. 65: 255 - 258.

103. Nuzhdin S., Petrov N., 2003. Transposable elements in clonal lineages: Lethal

hangover from sex. Biological Journal of the Linnean Society. 79(1):33 - 41.

87

104. Patkin EL. 2002. Epigenetic mechanisms for primary differentiation in mammalian embryos. Int Rev Cytol. 216:81-129.

105. Pelsy F., Dumas V.,Bévilacqua L., Hocquigny, S., Merdinoglu D. 2015.

Chromosome Replacement and Deletion Lead to Clonal Polymorphism of Berry Color in Grapevine. PLOS Genetics. 11(4): e1005081.

106. Perrat P.N., DasGupta S., Wang J., Theurkauf W., Weng Z., Rosbash M., Waddell S., 2013. Transposition-driven genomic heterogeneity in the Drosophila brain. Science. 340: 91 - 95.

107. Pritham EJ, Putliwala T, Feschotte C.2007. Mavericks, a novel class of giant transposable elements widespread in eukaryotes and related to DNA viruses. Gene. 390:3 -17.

108. Rangwala S.H., Zhang L., Kazazian H.H. 2009. Many LINE1 elements contribute to the transcriptome of human somatic cells. Genome Biol. 10: R100.

109. Ribet D., Harper F., Dupressoir A., Dewannieux M., Pierron G, Heidmann T.

2008. An infectious progenitor for the murine IAP retrotransposon: Emergence of an intracellular genetic parasite from an ancient retrovirus. Genome research. 18(4): 597 - 609.

110. Richard J., Voltz A. 1987. Preliminary data on the chromosomes of Echinostoma caproni Richard, 1964 (Trematoda: Echinostomatidae). Systematic Parasitology. 9: 169 -172.

111. Sadhu D., Gil K.S., 2002. Gene-containing regions of wheat and the other grass genomes. Plant Physiol. 128:803 - 11.

112. Sambrook, J., Fritsch, E., Manniatis, T.. 1989. Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press.

113. Saxton J. A., Martin S. L. 1998. Recombination between subtype creates a mosaic lineage of LINE-1 that is expressed and actively retrotransposing in the mouse genome. J. Mol. Biol. 280: 611 - 622.

114. Schaack S., Choi E., Lynch M., Pritham E. 2010. DNA transposons and the role of recombination in mutation accumulation in Daphnia pulex. Genome biology. 11(4):R46.

115. Schwartz S, Palmer CG 1984. High-resolution chromosome analysis: I. Applications and limitations. Am J Med Genet. 19(2):291-9.

116. Scweizer D. 1976. Reverse fluorescent chromosome banding with chromomycin and DAPI. Chromosoma. 58:307 - 24.

117. Silva R. and Burch J. B. E., 1989. Evidence that chicken cr1 elements represent a novel family of retroposons. Molecular and Cellular Biology, 9 : 3563 - 3566.

118. Simpson A.J.G., Sher A., McCtuchan T., F.1982. The genome of Schistosoma mansoni: isolation of DNA, its size, bases and repetitive sequences. Molecular and Biochemical Parasitology. 6: 125 - 137.

119. Slotkin R.K., Martienssen R., 2007. Transposable elements and the epigenetic regulation of the genome. Nat Rev Genet. 8(4):272 - 285.

120. Solovyeva A.I., Stefanova V.N. Podgornaya O.I., Demin S.Iu. 2016. Karyotype fetaures of trematode Himasthla elongata. Molecular Cytogenetics. 9:34.

121. Sorek R, Ast G, Graur D. 2002. Alu-containing exons are alternatively spliced. Genome Res 12: 1060 - 1067.

122. Staneviciute G, Stunzenas V, Petkeviciute R. 2015. Phylogenetic relationships of some species of the family EchinostomatidaeOdner, 1910 (Trematoda),inferred from nuclear rDNA sequences and karyological analysis. CompCytogenet. 9(2):257-70.

123. Stocking C., Kozak C. A., 2008. Murine endogenous retroviruses. Cell. Mol. Life Sci. 65: 3383 - 3398a.

124. Tajbakhsh S, Rocheteau P, Le Roux I. 2009. Asymmetric cell divisions and asymmetric cell fates. Ann Rev Cell Dev Biol. 25:671-99.

125. Terasaki K, Moriyama N, Tanis S, Ishida K. 1982. Comparative studies on the karyotypes of Echinostoma cinetorchis and E. hortense (Echinostomatidae:Trematoda). Jpn J Parasitol. 1982;31: 569-74.

126. Tkach V.V., Kudlai O., Kostadinova A. 2016 Molecular phylogeny and systematics of the Echinostomatoidea Looss, 1899 (Platyhelminthes: Digenea). Int J Parasitol. 46(3):171—85.

127. Tollis M., Boissinot S., 2012. The evolutionary dynamics of transposable elements in eukaryote genomes. Genome Dyn.7: 68 - 91.

128. Tran V, Feng L, Chen X. 2013. Asymmetric distribution of histones during Drosophila male germline stem cell asymmetric divisions. Chromosome Res. 21:255-69.

129. Tsoumani KT, Drosopoulou E, Bourtzis K, Gariou-Papalexiou A, Mavragani-Tsipidou P, Zacharopoulou A, Mathiopoulos KD. 2015. Achilles, a New Family of Transcriptionally Active Retrotransposons from the Olive Fruit Fly, with Y Chromosome Preferential Distribution. PLoS 0ne.10(9): e0137050.

130. Valentim CL, Gomes MS, Jeremias WJ, Cunha JC, Oliveira GC, Botelho AC, Pimenta PF, Janotti-Passos LK, Guerra-Sa R, Baba EH. 2008. Physical localization of the retrotransposons Boudicca and Perere 03 in Schistosoma mansoni. J Parasitol. 94(4): 993 - 5.

131. Valizadeh P., Crease T. 2008. The association between breeding system and transposable element dynamics in Daphniapulex. J Mol Evol. 66(6): 643 - 654.

132. van de Lagemaat L.N., Landry J.R., Mager D.L., Medstrand P., 2003.

Transposable elements in mammals promote regulatory variation and diversification of genes with specialized functions. Trends Genet 19:530 - 536.

133. Vassetzky N.S., Kramerov D.A. 2013. SINEBase: a database and tool for SINE analysis. Nucleic Acids Res. 41(Database issue):D83 - 9.

134. Venters B. and Pugh B., 2014. Genomic organization of human transcription initiation complexes. Nature. 513(7518): 444.

135. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., van de Lee T., Hornes M., Frijters A., Pot J., Peleman J., Kuiper M., Zabeau M., 1995. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting. Nucleic Acids Res. 23: 4407 - 4414.

136. Wahl G., Stern M., Stark G., 1979. Efficient transfer of large DNA fragments from agarose gels to diazobenzyloxymethyl-paper and rapid hybridization by using dextran sulfate. Proc Natl Acad Sci U S A. 76(8):3683 - 7.

137. Waugh R., McLean K., Flavell A. 1997. Genetic distribution of Bare-1-like retrotransposable elements in the barley genome revealed by sequence-specific amplification polymorphisms (S-SAP). Mol. and General Genetics, 253: 687 - 694.

138. Wicker T., Sabot F., Hua-Van A., Bennetzen J., Capy P., Chalhoub B., Flavell A., Leroy P., Morgante M., Panaud O., Paux E., SanMiguel P. and Schulman A. 2007. A unified classification system for eukaryotic transposable elements. Nature Reviews Genetics. 8(12):973 - 982.

139. Winnepenninckx B., Backeljau T., De Wachter R. 1993. Extraction of high molecular weight DNA from molluscs. Trends Genet. 9: 407.

140. Yuyama PM, Pereira LF, dos Santos TB, Sera T, Vilas-Boas LA, Lopes FR, Carareto CM, Vanzela AL. 2012. FISH using a gag-like fragment probe reveals a common Ty3-gypsy-like retrotransposon in genome of Coffea species. Genome. 55(12): 825 - 33.

141. National Center for Biotechnology Information

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/genome/annotation_euk/all/