Микросорбционное концентрирование в шприце, заполненном сорбентом:физико-химические подходы к подбору условий подготовки сложных матриц к анализу методами газовой и жидкостной хроматомасс-спектрометрии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Хесина Зоя Борисовна

• Хесина Зоя Борисовна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Хесина Зоя Борисовна

Список сокращений

Введение

1. Обзор литературы

1.1. Методы подготовки образцов, содержащих низкомолекулярные органические соединения, к хроматографическому анализу

1.1.1. Жидкость-жидкостная экстракция (ЖЖЭ)

1.1.2. Твердофазная экстракция (ТФЭ)

1.2. Микросорбционное концентрирование в шприце, заполненном сорбентом (MEPS) - новый миниатюризированный метод пробоподготовки

1.2.1. Основные принципы и этапы MEPS

1.2.2. Особенности подготовки проб разной природы. Влияние матрицы21

1.2.3. Экспериментальные факторы, влияющие на эффективность экстракции аналитов с помощью MEPS

1.3. Физико-химические основы метода MEPS

1.3.1. Сравнение MEPS с классической ТФЭ с применением картриджа

1.3.2. Сравнение MEPS с элюентной хроматографией. MEPS как Dual-flow хроматография

1.3.3. Понятия статической и динамической сорбции. Периодическая сорбция

1.3.4. Взаимосвязь между наиболее важными сорбционными характеристиками

1.3.5. Определение объема проскока

1.4. Дизайн эксперимента. Оптимизация статистически значимых факторов44

1.4.1. I Этап. Скрининг потенциально значимых факторов. Метод Плакетта-Бермана

1.4.2. II Этап. Оптимизация значимых факторов. Метод поверхности отклика. Центральный композитный дизайн

2. Экспериментальная часть

2.1. Реактивы и материалы

2.2. Оборудование

2.3. Методика эксперимента

2.3.1. Методика экспериментов по изучению физико-химических основ метода MEPS

2.3.2. Методика ВЭЖХ-УФ определения парабенов в косметике с применением MEPS на стадии пробоподготовки

2.3.3. Методика ВЭЖХ-МС/МС определения триазиновых гербицидов в природной воде с применением MEPS на стадии пробоподготовки

2.3.4. Методика ГХ-МС определения фенилкарбоновых кислот и индольных соединений с применением пробоподготовки MEPS

3. Обсуждение результатов

3.1. Физико-химические основы метода MEPS

3.1.1 Влияние скорости пропускания образца и количества циклов загрузки на эффективность сорбции в MEPS

3.1.2. Влияние гидрофобности аналита на объем проскока в MEPS

3.1.3. Влияние концентрации аналита на объем проскока в MEPS

3.1.4. Влияние задержки при загрузке на объем проскока в MEPS

3.1.5. Зависимость объема проскока в MEPS от скорости пропускания образца

3.2. Оптимизация условий MEPS для пробоподготовки косметических образцов и образцов природной воды

3.2.1. Скрининг всех потенциально значимых факторов MEPS с помощью дизайна Плакетта-Бермана

3.2.2. Оптимизация значимых факторов для процедуры MEPS

3.2.3. Валидация разработанных методик определения парабенов в косметических образцах и гербицидов в природной воде

3.2.4. Применение MEPS для повышения чувствительности и селективности косметического анализа

3.2.5. Сравнение метрологических характеристик разработанных методик с ранее опубликованными результатами

3.3. Оптимизация условий MEPS для пробоподготовки биологических жидкостей (сыворотки крови и спинномозговой жидкости)

3.3.1. Влияние использованного дериватизирующего реагента. Число продувок сорбента в методе MEPS

3.3.2. Сравнение результатов, полученных с применением MEPS и ЖЖЭ для извлечения целевых компонентов из модельных водных растворов

3.3.3. Извлечение фенилкарбоновых кислот и индольных соединений из образцов сыворотки крови с применением пробоподготовки MEPS. Влияние подкисления и добавления осадителя к исходному образцу

3.3.4. Пробоподготовка образцов сыворотки крови реанимационных пациентов с применением MEPS. Сравнение MEPS и ЖЖЭ

3.3.5. Определение фенилкарбоновых кислот и индольных соединений в образцах спинномозговой жидкости. Сравнение трех исследуемых матриц

3.4. Заключение

3.5. Выводы

Список литературы

Приложение

Приложение

Приложение

Приложение

Список сокращений

CCD - Central composite design (центральный композитный дизайн) D5-BK - 2,3,4,5,6-05-бензойная кислота

HILIC - Hydrophilic interaction chromatography (Гидрофильная хроматография)

LOQ - Limit of quantification (нижняя граница определяемых концентраций) LOD - Limit of detection (предел обнаружения)

MEPS - Microextraction by packed sorbent (Микросорбционное концентрирование в шприце, заполненном сорбентом)

PS-DVB - Cross-linked Polystyrene-divinylbenzene copolymer (сополимер полистирола и дивинилбензола)

RSM - Response surface methodology (Методология поверхности отклика) SCX - Strong cation exchange sorbent (Катионообменные сорбенты) АЗ - Атразин BK - Бензойная кислота БП - Бутилпарабен

БСТФА - ^0-бис(триметилсилил)трифторацетамид

ВЭЖХ-УФ - Высокоэффективная жидкостная хроматография с ультрафиолетовым детектированием

ГБК - 4-гидроксибензойная кислота

ГВК - 3-метокси-4-гидроксифенилуксусная кислота (гомованилиновая кислота) ГФМК - 3-(4-гидроксифенил)молочная кислота ГФПК - 3-(4-гидроксифенил)пропановая кислота ГФУК - 2-(4-гидроксифенил)уксусная кислота

ГХ-МС - Газовая хроматография с масс-спектрометрическим детектированием

ЖЖМЭ - Жидкость-жидкостная микроэкстракция

ЖЖЭ - Жидкость-жидкостная экстракция

КК - Коэффициент концентрирования

МЗР - Мониторинг заданных реакций

МИП - Молекулярно-импринтированный полимер

МИП-Аи-НЧ-ТФЭ - твердофазная экстракция с молекулярно-импринтированным полимером с интегрированными наночастицами золота

ММЭ - Мембранная микроэкстракция в полое волокно МП - Метилпарабен

МСТФА - №метил-Ы-(триметилсилил)трифторацетамид

МТБСТФА - №метил-№(третбутилдиметилсилил)трифторацетамид

ПБД - Дизайн Плакетта-Бермана

ПЗ - Пропазин

ПМ - Прометон

ПП - Пропилпарабен

ПР - Прометрин

СЗ - Симазин

СИ - Степень извлечения

СМЖ - Спинномозговая жидкость

СО - Стандартное отклонение

СР - Семерон

ТМС производные - триметилсилильные производные ТФМЭ - Твердофазная микроэкстракция ТФЭ - Твердофазная экстракция

ФМК - 3-фенилмолочная кислота ФПК - 3-фенилпропановая кислота ЭП - Этилпарабен

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Микросорбционное концентрирование в шприце, заполненном сорбентом:физико-химические подходы к подбору условий подготовки сложных матриц к анализу методами газовой и жидкостной хроматомасс-спектрометрии»

Введение

Подготовка проб к анализу - важный этап разработки аналитической методики, так как исследуемые образцы зачастую представляют собой сложную многокомпонентную смесь, а содержание в ней целевых веществ может быть следовым. По этой причине часто необходимо отделить интересующие соединения от мешающих, а также сконцентрировать их на начальном этапе анализа. Основными методами, которые применяются для этих целей, являются жидкость-жидкостная экстракция (ЖЖЭ) и сорбционное концентрирование (твердофазная экстракция, ТФЭ), причем развитие обоих методов в последние годы направлено в сторону их миниатюризации.

На протяжении долгого времени наиболее распространенный подход к разработке методик ТФЭ остается во многом эмпирическим, основанным на методе проб и ошибок, отличается проведением большого количества экспериментов, требующих внушительных временных- и трудозатрат. Нередко методики сорбционного концентрирования разрабатываются на основании некоторых общих рекомендаций по выбору сорбента, а также ряда эмпирических правил и закономерностей, однако, такой подход далеко не всегда позволяет получить в итоге оптимальную методику.

Альтернативная стратегия разработки методик твердофазной экстракции основана на построении фундаментальных физико-химических моделей, характеризующих тот или иной способ подготовки проб. Такие подходы требуют соответствующей теоретической базы, чтобы на всех этапах процесса разработки методики можно было использовать моделирование или расчетные способы вместо проведения большого числа экспериментов. За последние несколько лет удалось достичь большого прогресса в изучении теоретических основ процесса ТФЭ и усовершенствовать подходы к разработке методик с применением статистического дизайна эксперимента.

На сегодняшний день большое количество методик и протоколов разработано для классической ТФЭ в картридже, однако, ТФЭ уступает более современной и миниатюризированной технологии микросорбционного концентрирования в шприце, заполненном сорбентом (microextraction by packed sorbent, MEPS) по многим аналитическим характеристикам. Преимущества MEPS особенно важны при работе с малыми объемами проб и сложными матрицами, такими как, например, биологические жидкости.

Внимательного изучения заслуживает вопрос: возможно ли осуществить адаптацию существующих методик классической ТФЭ с картриджем к MEPS за счет только лишь масштабирования всех этапов пропорционально объемам слоя сорбента (обычно 1 мл для ТФЭ и 10 мкл для MEPS) или же такой подход неприменим из-за существенных различий физико-химических основ этих двух процессов. Важно отметить, что в нескольких публикациях, описывающих применение обоих методов для решения аналитических задач, сравниваются лишь их метрологические характеристики, в то время как различия в их физико-химических основах остаются малоизученными. Необходимо оценить влияние специфических эффектов, присущих методу MEPS, и ответить на вопрос: как правильно подходить к разработке методик MEPS и можно ли брать за основу существующие методики ТФЭ в картридже.

В связи с вышесказанным, целью работы являлось исследование сорбционных и кинетических свойств MEPS для создания подходов к подбору условий подготовки сложных матриц к анализу методами газовой и жидкостной хроматомасс-спектрометрии. Для достижения поставленной цели было необходимо решить следующие задачи:

1. Выявить параметры, влияющие на физико-химические закономерности сорбции в MEPS.

2. Установить зависимости кинетических параметров сорбции (объем проскока) от скорости и режима пропускания образца, свойств и концентрации аналитов.

3. Разработать подход к подбору оптимальных условий проведения сорбционного концентрирования MEPS с использованием статистического дизайна эксперимента.

4. Применить разработанный подход к созданию методик пробоподготовки образцов различной природы.

Научная новизна работы:

1. При изучении зависимостей объема проскока в MEPS от основных физико-химических параметров процесса (скорости и режима пропускания образца, гидрофобности и концентрации аналита) впервые показано различие зависимостей объема проскока от скорости пропускания образца для сорбции в MEPS и в классической ТФЭ при использовании силикагеля с привитыми октадецильными группами в качестве сорбента.

2. Впервые предложен физико-химический подход к оптимизации параметров MEPS, основанный на статистическом дизайне эксперимента. Подход заключается в скрининге потенциально значимых параметров сорбции с дальнейшей оптимизацией построением поверхности отклика.

3. Предложенный подход успешно применен для разработки методик определения парабенов в косметических образцах (эмульсии) и триазиновых гербицидов в природной воде (водная матрица).

4. Разработан метод одновременного определения фенилкарбоновых кислот и индольных соединений в образцах сыворотки крови и спинномозговой жидкости реанимационных пациентов, основанный на извлечении аналитов методом MEPS, их силилировании и определении силильных производных методом ГХ-МС.

5. Показаны преимущества применения метода MEPS при пробоподготовке образцов сыворотки крови, заключающиеся в высокоэффективной очистке пробы от мешающих стериновых компонентов матрицы.

Практическая значимость работы заключается в разработке методических рекомендаций для применения MEPS на стадии пробоподготовки при определении низкомолекулярных органических соединений в различных средах, разработке и валидации методик определения фенилкарбоновых кислот и индольных соединений в биологических жидкостях, парабенов в косметических образцах, триазиновых гербицидов в природных объектах.

На защиту выносятся следующие положения:

1. Физико-химические закономерности для MEPS с силикагелем с привитыми октадецильными группами в качестве сорбента: зависимости объема проскока от скорости и режима загрузки образца, гидрофобности и концентрации аналита.

2. Методики определения парабенов в косметических образцах и триазиновых гербицидов в природных объектах. Методики основаны на сорбционном концентрировании аналитов с помощью MEPS с последующим ВЭЖХ-УФ и ВЭЖХ-МС определением, соответственно.

3. Методика одновременного определения фенилкарбоновых и индольных соединений в биологических жидкостях. Методика основана на сорбционном концентрировании аналитов с помощью MEPS и силилировании определяемых веществ с последующим ГХ-МС определением силильных производных.

Апробация работы:

Результаты работы докладывались на VIII Всероссийском симпозиуме с международным участием «Кинетика и динамика обменных процессов» (Москва, 2019), XIV Конференции молодых ученых, аспирантов и студентов ИФХЭ РАН «Физикохимия-2019» (Москва, 2019), Девятом съезде ВМСО VIII Всероссийской конференции с международным участием «Масс-спектрометрия и ее прикладные проблемы», (Москва, 2019), XXI Менделеевском съезде по общей и прикладной химии (Санкт-Петербург, 2019), VI Российском конгрессе лабораторной медицины (Москва, 2020), IV Всероссийской конференции с

международным участием «Аналитическая хроматография и капиллярный электрофорез» (Краснодар, 2020), XV Конференции молодых ученых, аспирантов и студентов ИФХЭ РАН «Физикохимия-2020» (Москва, 2020).

1. Обзор литературы

1.1. Методы подготовки образцов, содержащих низкомолекулярные органические соединения, к хроматографическому анализу

Перед проведением хроматографического анализа пробы, следует провести ее подготовку для очистки от компонентов, мешающих определению, для концентрирования определяемых соединений. В основе современных способов извлечения низкомолекулярных аналитов из образцов различной природы часто лежат методы ЖЖЭ и ТФЭ, а также различные миниатюризированные варианты этих методов.

1.1.1. Жидкость-жидкостная экстракция (ЖЖЭ)

ЖЖЭ - один из наиболее распространенных методов пробоподготовки, основанный на распределении растворенных веществ между двумя несмешивающимися жидкими фазами. Этот метод характеризуется универсальностью, простотой, экспрессностью, высокой селективностью, дешевизной применяемого оборудования [1]. Для проведения экстракции к пробе добавляют органический растворитель и перемешивают, после чего отбирают органический слой, выпаривают растворитель и перерастворяют аналиты в растворителе, подходящем для дальнейшего анализа.

При известных достоинствах, таких как простота, универсальность, доступность оборудования, ЖЖЭ имеет и некоторые недостатки, такие как трудоемкость, длительность, внесение большого числа ошибок [2], трудности в автоматизации и использование значительного объема органических токсичных растворителей, что идет вразрез с современными принципами «зеленой химии». Хотя на сегодняшний день ЖЖЭ по-прежнему является наиболее популярным методом пробоподготовки, все чаще встает вопрос о необходимости разработки альтернативных методов пробоподготовки, способных также прочно войти в прикладную аналитическую химию.

Жидкость-жидкостная микроэкстракция (ЖЖМЭ) -

миниатюризированный вариант классической ЖЖЭ, в котором экстракция аналитов из водных растворов проводится с использованием небольшого количества несмешивающегося с водной фазой растворителя (до 100 мкл). На данный момент известно несколько методов ЖЖМЭ: дисперсионная, капельная, мембранная в полое волокно и т.д. Очевидными преимуществами ЖЖМЭ по сравнению с классической ЖЖЭ является сокращение объемов органических растворителей и затраченного времени, а также возможность вводить весь объем экстракта в прибор [2].

1.1.2. Твердофазная экстракция (ТФЭ)

Метод ТФЭ основан на распределении веществ между жидкостью или газом и твердым веществом (сорбентом). Классическим вариантом ТФЭ является экстракция с помощью специальных картриджей, при этом базовая конструкция картриджей для ТФЭ мало изменилась с момента их появления в середине 1970-х годов [3]. Типичный картридж для ТФЭ состоит из короткой колонки, содержащей сорбент с частицами средним размером 50-60 мкм, упакованными между пористыми металлическими или пластиковыми фриттами.

Процесс ТФЭ состоит из нескольких обязательных стадий: сначала сорбент кондиционируется одним или несколькими растворителями; далее через него пропускают исследуемый образец, после этого сорбент промывают для удаления нецелевых компонентов пробы, после чего сорбированные аналиты элюируют с сорбента [3].

Метод ТФЭ получил быстрое развитие и нашел применение в анализе различных объектов, став отличной альтернативой ЖЖЭ. Этот метод используется при анализе широкого спектра различных образцов: экологических, биологических, медицинских, косметических и многих других. Использование ТФЭ позволяет выделять различные соединения, концентрировать образцы, заменять матрицу образцов и проводить их очистку

от мешающих компонентов. Большое распространение обусловлено многочисленными преимуществами этого метода экстракции:

• быстрота и простота;

• возможность автоматизации;

• отсутствие проблем, связанных с образованием эмульсий в процессе экстракции;

• селективность и эффективность экстракции;

• относительно невысокие затраты.

При выборе экстракционной системы очень важно понимание взаимодействий между выделяемыми соединениями, сорбентом и элюирующими растворителями. Физико-химические свойства сорбентов (полярность, кислотность, основность и гидрофобность), выделяемых аналитов и растворителей, используемых в процессе экстракции, влияют на их взаимодействия и, в результате, на эффективность экстракции. Выбор подходящего сорбента является важным этапом разработки аналитического метода. В настоящее время доступно большое количество сорбентов для ТФЭ. Их можно разделить на три основные группы: сорбенты на основе силикагеля, полимерные сорбенты и активированные угли (графитированная сажа). Некоторые виды сорбентов дополнительно можно модифицировать и функционализировать, изменяя их экстракционные свойства. В последнее время также широкое применение находят иммуносорбенты, сорбенты на основе наночастиц, углеродные нанотрубки, металлорганические каркасы, молекулярно импринтированные полимеры [4-11].

Оптимальный метод ТФЭ должен характеризоваться высокой степенью очистки образца от компонентов матрицы, высокой степенью сорбции аналита и легкостью его элюирования, а также простотой реализации. Эти аспекты пробоподготовки можно представить в виде треугольной диаграммы, как показано на рисунке 1. Рассмотрим его подробнее.

16

Для заданной матрицы образца существует оптимальный сорбент, который обеспечит отличное удерживание и превосходное элюирование для одного конкретного аналита. Если мы попытаемся извлечь более одного аналита за раз (например, в случае скрининга питьевой воды на ряд загрязнителей), маловероятно, что один и тот же сорбент будет наилучшим выбором для каждого из извлекаемых соединений. Чем шире диапазон аналитов, тем выше вероятность того, что некоторые из них могут слабо удерживаться или плохо элюироваться с выбранного сорбента.

Рис. 1. Треугольная диаграмма, иллюстрирущая ограничения, характерные для ТФЭ. Например, идеальный выбор сорбента для максимального извлечения/концентрирования может не соответствовать типу пробы. Оптимальная очистка может быть достигнута только на сорбенте, несовместимом с матрицей образца [12].

Для достижения высокой концентрации аналита в пробе после ТФЭ необходимо экстрагировать большой объем пробы. Для этого требуется сильное удерживание аналита сорбентом, чтобы избежать его проскока. Однако сильное удерживание предполагает, что и элюирование будет непростым, поэтому для

полной десорбции аналита может потребоваться большой объем элюирующего растворителя.

Таким образом, разработка методики пробоподготовки с использованием ТФЭ требует поиска компромисса, позволяющего достичь наивысшей эффективности. Это длительный и трудоемкий процесс, на успех которого оказывает влияние множество различных параметров (характеристики сорбента: материал, площадь поверхности, размер частиц, размер и объем пор, емкость слоя; элюирующий растворитель и его объем, природа образца и его объем, условия проведения экстракции).

1.2. Микросорбционное концентрирование в шприце, заполненном сорбентом (MEPS) - новый миниатюризированный метод пробоподготовки

Микросорбционное концентрирование в шприце, заполненном сорбентом (MEPS), является новым минитюаризированным подтипом ТФЭ, который был разработан для проб объемом от 10 мкл до 250 мкл. Рассмотрим принципы этого метода и этапы подготовки пробы.

1.2.1. Основные принципы и этапы MEPS

Для подготовки пробы методом MEPS используют шприц объемом ~ 50250 мкл; в иглу шприца вмонтирован специальный картридж, заполненный небольшим количеством сорбента (1-2 мг), как показано на рисунке 2. Коммерчески доступные иглы для MEPS (SGE Analytical Science, Мельбурн, Австралия) заполняются теми же сорбентами, что и обычные картриджи для ТФЭ, что дает основания полагать, что они подходят для использования с большинством существующих методов. При проведении MEPS многократно используется одна и та же игла с сорбентом, вследствие чего уменьшается цена одного анализа [13].

Рис. 2. Схематическое изображение шприца для проведения микросорбционного концентрирования (MEPS) и устройство картриджа с сорбентом [14].

Процесс MEPS состоит из пяти стадий: кондиционирование сорбента, пропускание анализируемого образца через слой сорбента (сорбция аналитов), промывка сорбента с целью удаления мешающих компонентов матрицы, сушка сорбента от следов растворителей и элюирование аналитов (рисунок 3) [15]. Объем элюента, которым производят десорбцию целевых аналитов, может составлять всего лишь 10 мкл и в случае, если дальнейший анализ проводят методом ГХ или ВЭЖХ, то стадию десорбции обычно совмещают со стадией ввода пробы в хроматограф, для этого элюирование проводят сразу в устройство ввода пробы.

Рис. 3. Стадии проведения процедуры MEPS [15].

Важным этапом разработки методики с MEPS является выбор сорбента, который зачастую определяет эффективность всего процесса экстракции. Наиболее широкое применение находят сорбенты для MEPS на основе силикагеля. Их можно модифицировать или функционализировать для получения различных удерживающих свойств. Так, к гидрофильному силикагелю прививают алкильные группы разного размера (С2, С8 и С18), что придает конечному сорбенту гидрофобные свойства, пропорциональные размеру алкильной группы. Эти сорбенты на основе модицифированного силикагеля особенно часто используются, когда растворитель пробы - вода, а элюент - смешивающийся с ней органический растворитель [16]. Силикагель также может быть легко модифицирован различными функциональными группами, обычно четвертичными аминами или сульфоновыми кислотами, которые более подходят для экстракции ионных соединений посредством ионообменного разделения [17].

Большое внимание также привлекают полимерные сорбенты на основе дивинилбензола, поскольку они обладают более высокой емкостью,

стабильностью в широкой области pH и устойчивостью к повышенным температурам. В настоящее время доступны следующие виды сорбентов, используемые в картриджах MEPS [18]: силикагель; силикагель с привитой фазой С2, С8 и С18; катионообменные сорбенты SCX (силикагель, модифицированный на 80% С8 и 20% сульфокислотой); сорбенты для гидрофильной хроматографии (HILIC); углеродные; сополимер полистирола и дивинилбензола (PS-DVB), полимеры, созданные по технологии «молекулярных отпечатков» (MIP), молекулярные нанотрубки и др.

1.2.2. Особенности подготовки проб разной природы. Влияние матрицы

В настоящее время MEPS широко применяется для анализа самых разных веществ (действующих веществ и примесей в лекарственных препаратах, пестицидов, полициклических ароматических углеводородов и других) в самых разнообразных объектах. Одним из главных приложений этого метода является пробоподготовка биологических жидкостей, таких как кровь, плазма, сыворотка, слюна, моча, спинномозговая жидкость [19-23]. При анализе образцов со сложной матрицей (такой как кровь, плазма и моча) методом масс-спектрометрии с электрораспылительной ионизацией может наблюдаться подавление ионизации молекул аналитов компонентами матрицы [24]. Распространенными методами пробоподготовки биологических жидкостей являются осаждение белка, ЖЖЭ и ТФЭ. Однако осаждение белка приводит к высокому матричному фону в анализируемых образцах и подавлению сигналов аналитов. Методы ЖЖЭ и классической ТФЭ зачастую требуют внушительного объема растворителя, а также анализируемой пробы, что при работе с биологическими жидкостями реальных пациентов становится большим препятствием. В отличие от других методов экстракции, MEPS не требует больших рабочих объемов пробы и растворителя; к тому же, сводит к минимуму влияние мешающих компонентов матрицы, за счет того, что обеспечивает гибкость в различных параметрах, таких как моющий и элюирующий растворитель, тип сорбирующего материала и т.д.

21

В статье [25] сравниваются результаты анализа крови методом масс-спектрометрии с различными вариантами пробоподготовки: MEPS, ЖЖЭ, осаждение белков. На рисунке 4 показаны масс-спектры, зарегистрированные при анализе плазмы крови человека, которая была предварительно обработана с использованием осаждения белков и MEPS. Масс-спектр, зарегистрированный при исследовании пробы после осаждения белков, содержит сигналы ионов большого количества солей и фосфолипидов, в то время как метод MEPS позволял исключить соли и значительно снижал концентрацию фосфолипидов. Сделан вывод, что MEPS, в отличие от двух других вариантов пробоподготовки, позволяет достичь существенного снижения фонового сигнала и количества мешающих пиков на хроматограмме при анализе плазмы крови.

Рис. 4. Масс-спектры плазмы крови, в которой предварительно осадили белковые компоненты (А) и плазмы крови, после пробоподготовки с помощью MEPS-C18 (Б). Масс-спектры зарегистрированны в режиме электрораспылительной ионизации [25].

В работе [15] даются общие рекомендации для пробоподготовки крови и плазмы крови перед экстракцией с применением MEPS с сорбентом С18: разбавление крови водой или 0,1% раствором муравьиной кислоты для

22

понижения вязкости образцов; центрифугирование для отделения проб от белков и других крупных молекул. Для увеличения степеней извлечения так же, как и в случае ТФЭ, следует перевести определяемые соединения из диссоциированной формы в молекулярную. Этого можно добиться изменением рН среды (в случае, если аналиты являются органическими кислотами, необходимо, чтобы рН среды был меньше, чем рКа определяемой кислоты).

Еще одной областью применения MEPS является подготовка косметических образцов, также имеющих сложную многокомпонентную матрицу, способствующую интерференции с аналитическими сигналами целевых соединений. Хотя классические методы ЖЖЭ и ТФЭ широко используются в анализе косметики [26-29], они не лишены некоторых серьезных недостатков. В обзорной статье [30] обсуждается применение ЖЖЭ для пробоподготовки косметических образцов с целью последующего ВЭЖХ-УФ анализа парабенов. Несмотря на достаточно длительную и трудоемкую процедуру пробоподготовки, отмечается, что методика приводит к совместному элюированию многих других консервантов и косметических добавок. Серьезным ограничением применения ЖЖЭ для пробоподготовки косметических образцов также является образование стабильных эмульсий [31, 32]. В работе [33] показано, что MEPS демонстрирует высокую эффективность для очистки образца шампуня и снижения содержания компонентов матрицы. Использование MEPS для анализа косметических образцов обеспечивает селективное концентрирование аналитов и удаление многих мешающих компонентов.

Другой важной областью применения MEPS является исследование объектов окружающей среды и пищевой продукции на содержание органических загрязнителей и пестицидов [34-40]. Хотя пищевые и экологические матрицы зачастую более простые, чем упомянутые выше, однако и здесь применение MEPS также оправдано при анализе следовых компонентов пробы и необходимости их многократного концентрирования, а также при анализе

большого количества проб, который рационально автоматизировать и максимально сократить время, затрачиваемое на каждую пробу.

Несмотря на то, что при проведении MEPS иглу с сорбентом, как правило, используют многократно, стоит отметить, что при анализе проб с большой вязкостью или высокой концентрацией веществ свойства сорбента могут необратимо изменяться, что приводит к необходимости частой замены иглы [17]. Еще одним ограничением является то, что небольшой размер шприца и малое количества сорбента в нем делают MEPS непригодным для обработки больших объемов проб (возможно загрузить на сорбент не более 500 мкл пробы за раз). Для обработки больших объемов потребуется несколько этапов, что увеличит время анализа, а также внесет дополнительную погрешность в полученные результаты [14].

1.2.3. Экспериментальные факторы, влияющие на эффективность экстракции аналитов с помощью MEPS

Ранее отмечалось, что процедура MEPS состоит из пяти этапов (кондиционирование сорбента, сорбция аналитов, промывка сорбента, сушка сорбента, элюирование интересующих аналитов). Далее остановимся чуть подробнее на каждом из них и обобщим некоторые факторы, оказывающие наибольшее влияние на эффективность всего процесса.

1. Кондиционирование сорбента осуществляется перед каждым актом экстракции. Чаще всего для этого используется метанол, а затем вода, иногда с добавлением муравьиной кислоты. Обычно для кондиционирования сорбента рекомендуется пропускание двух объемов общей вместимости шприца. Этот шаг активирует сорбент и обеспечивает воспроизводимое удерживание аналитов. Кроме того, он призван уменьшить или исключить перенос компонентов пробы между актами экстракции [17].

2. Стадия сорбции аналитов на сорбент является во многом ключевым этапом всего процесса. Для наиболее полного удерживания всех интересующих

аналитов и наилучшего взаимодействия аналита и сорбента, как и в других вариантах ТФЭ, необходимо варьировать природу сорбента и рН образца. Но уникальной особенностью MEPS является возможность также варьировать такие характеристики как скорость пропускания образца через слой сорбента (может варьироваться от 10 до 2000 мкл/мин), а также количество циклов загрузки (может варьироваться от 1 до 20 циклов). Образцы можно загружать напрямую или предварительно разбавлять, если они слишком вязкие или концентрированные. Это относится к биологическим жидкостям, которые чаще всего предварительно обрабатываются разбавлением, осаждением белка или центрифугированием [41, 42] перед загрузкой в устройство MEPS. Эта процедура позволяет уменьшить количество соединений, которые могут необратимо удерживаться на сорбенте и ограничить возможность его повторного использования. Еще одна возможность для оптимизации заключается в том, что во время сорбции аликвоту образца можно отбрасывать после каждого цикла прохождения пробы через сорбент или же повторно пропускать несколько раз. Выбор наилучшего режима будет зависеть от природы используемой матрицы, а также удерживающей способности и специфичности сорбента.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Хесина Зоя Борисовна, 2023 год

Список литературы

1. Методы разделения и концентрирования. Методическое пособие. (Под ред. С.Г. Дмитриенко) М.: Изд-во МГУ, 2008. 202 с.

2. Khatibi S. A., Hamidi S., Siahi-Shadbad M. R. Application of liquid-liquid extraction for the determination of antibiotics in the foodstuff: recent trends and developments // Critical reviews in analytical chemistry. - 2022. - V. 52- №.2. - P. 327-342.

3. Poole C. F. New trends in solid-phase extraction // Trends in Analytical Chemistry. - 2003. - V. 22. - №. 6. - P. 362-373.

4. Buszewski B., Szultka M. Past, present, and future of solid phase extraction: a review // Critical Reviews in Analytical Chemistry. - 2012. - V. 42. - №. 3. -P. 198-213.

5. Cheng Y. F., Phillips D. J., Neue U., Bean L. Solid-phase extraction for the determination of tricyclic antidepressants in serum using a novel polymeric extraction sorbent // Journal of liquid chromatography & related technologies. -1997. - V. 20. - №. 15. - P. 2461-2473.

6. Carneiro M. C., Puignou L., Galceran M. T. Comparison of silica and porous graphitic carbon as solid-phase extraction materials for the analysis of cationic herbicides in water by liquid chromatography and capillary electrophoresis // Analytica chimica acta. - 2000. - V. 408. - №. 1-2. - P. 263-269.

7. Aga D. S., Thurman E. M. Coupling solid-phase extraction and enzyme-linked immunosorbent assay for ultratrace determination of herbicides in pristine water // Analytical Chemistry. - 1993. - V. 65. - №. 20. - P. 2894-2898.

8. Wierucka M., Biziuk M. Application of magnetic nanoparticles for magnetic solid-phase extraction in preparing biological, environmental and food samples // Trends in Analytical Chemistry. - 2014. - V. 59. - P. 50-58.

9. Jiang H. L., Jiang H. L., Fu Q. B., Wang M. L., Lin, J. M., Zhao, R. S. Determination of trace bisphenols in functional beverages through the magnetic

solid-phase extraction with MOF-COF composite // Food Chemistry. - 2021. -V. 345. - P. 128841.

10.Ravelo-Pérez L. M., Herrera-Herrera A. V., Hernández-Borges J., Rodríguez-Delgado, M. Á. Carbon nanotubes: solid-phase extraction // Journal of Chromatography A. - 2010. - V. 1217. - №. 16. - P. 2618-2641.

11.He C., Long Y., Pan J., Li K., Liu F. Application of molecularly imprinted polymers to solid-phase extraction of analytes from real samples // Journal of biochemical and biophysical methods. - 2007. - V. 70. - №. 2. - P. 133-150.

12.Varian, (1993) Handbook of Sorbent Extraction Technology, 2nd edn., (Eds. Simpson and van Home) Varian Associates, Inc., Harbor City, California.

13.Moein M. M., Abdel-Rehim A., Abdel-Rehim M. Microextraction by packed sorbent (MEPS) // Trends in Analytical Chem. - 2015. - V.67. - P. 34-44.

14. Abdel-Rehim M. Recent advances in microextraction by packed sorbent for bioanalysis // J. Chromatogr. A. - 2010. - V. 1217. - P. 2569-2580.

15.Abdel-Rehim M. Microextraction by packed sorbent (MEPS): a tutorial // Analytica Chimica Acta. - 2011. - V. 701. - №. 2. - P. 119-128.

16.Abdel-Rehim M. Microextraction by packed sorbent in bioanalysis // Bioanalysis. - 2009. - V. 1. - №. 4. - P. 687-691.

17.Pereira J, Cámara J. S., Colmsjo A., Abdel-Rehim, M. Microextraction by packed sorbent: an emerging, selective and high-throughput extraction technique in bioanalysis // Biomedical Chromatography. - 2014. - V. 28. - №. 6. - P. 839-847.

18. Szultkaa M., Krzeminskib R., Szeligab J., Jackowskib M., Buszewskia B. A new approach for antibiotic drugs determination in human plasma by liquid chromatography-mass spectrometry // J. of Chromatogr. A. - 2013. - V. 1272. P. 41-49.

19. Said R., Said R., Pohanka A., Abdel-Rehim M., Beck O. Determination of four immunosuppressive drugs in whole blood using MEPS and LC-MS/MS allowing automated sample work-up and analysis // Journal of Chromatography B. - 2012. - V. 897. - P. 42-49.

20.Pautova A., Khesina Z., Getsina M., Sobolev P., Revelsky A., Beloborodova N. Determination of Tryptophan Metabolites in Serum and Cerebrospinal Fluid Samples Using Microextraction by Packed Sorbent, Silylation and GC-MS Detection // Molecules. - 2020. - V. 25. - №. 14. - P. 3258.

21.Pautova A., Khesina Z., Litvinova T., Revelsky A., Beloborodova N. Metabolic profiling of aromatic compounds in cerebrospinal fluid of neurosurgical patients using microextraction by packed sorbent and liquid-liquid extraction with gas chromatography-mass spectrometry analysis // Biomedical Chromatography. -2021. - V. 35. - №. 2. - C. e469.

22.El-Beqqali A., Abdel-Rehim M. Quantitative analysis of methadone in human urine samples by microextraction in packed syringe-gas chromatography-mass spectrometry (MEPS-GC-MS) // Journal of Separation Science. - 2007. - V. 30. - №. 15. - P. 2501-2505.

23.Mandrioli R., Mercolini L., Lateana D., Boncompagni G., Raggi M. A. Analysis of risperidone and 9-hydroxyrisperidone in human plasma, urine and saliva by MEPS-LC-UV // Journal of Chromatography B. - 2011. - V. 879. - №. 2. - P. 167-173.

24.Matuszewski B. K., Constanzer M. L., Chavez-Eng C. M. Strategies for the assessment of matrix effect in quantitative bioanalytical methods based on HPLC- MS/MS // Analytical chemistry. - 2003. - V. 75. - №. 13. - P. 30193030.

25. Said R., Kamel M., El-Beqqali A., Abdel-Rehim M. Microextraction by packed sorbent for LC-MS/MS determination of drugs in whole blood samples // Bioanalysis. - 2010. - V. 2. - №. 2. - P. 197-205.

26.Han F., He Y. Z., Yu C. Z. On-line pretreatment and determination of parabens in cosmetic products by combination of flow injection analysis, solid-phase extraction and micellar electrokinetic chromatography // Talanta. - 2008. - V. 74. - №. 5. - P. 1371-1377.

27.Celeiro M., García-Jares C., Llompart M., Lores M. Recent advances in sample preparation for cosmetics and personal care products analysis // Molecules. -2021. - V. 26. - №. 16. - P. 4900.

28.Kreidl M., Harder M., Rainer M., Bonn G. K. Novel ionic liquid based dispersive liquid-liquid microextraction for the extraction of bergapten and bergamottin in hydroalcoholic cosmetic formulations // Analytical Methods. - 2020. - V. 12. -№. 35. - P. 4377-4386.

29. Shaaban H., Mostafa A., Alhajri W., Almubarak L., AlKhalifah K. Development and validation of an eco-friendly SPE-HPLC-MS method for simultaneous determination of selected parabens and bisphenol A in personal care products: Evaluation of the greenness profile of the developed method // Journal of Liquid Chromatography & Related Technologies. - 2018. - V. 41. - №. 10. - P. 621628.

30.Cabaleiro N., De La Calle I., Bendicho C., Lavilla I. An overview of sample preparation for the determination of parabens in cosmetics // Trends in Analytical Chemistry. - 2014. - V. 57. - P. 34-46.

31.Zhong Z., Li G. Current trends in sample preparation for cosmetic analysis // Journal of separation science. - 2017. - V. 40. - №. 1. - P. 152-169.

32.Cabaleiro N., De La Calle I., Bendicho C., Lavilla I. Current trends in liquidliquid and solid-liquid extraction for cosmetic analysis: a review // Analytical Methods. - 2013. - V. 5. - №. 2. - P. 323-340.

33.Khesina Z., Iartsev S., Revelsky A., Buryak A. Microextraction by packed sorbent optimized by statistical design of experiment as an approach to increase the sensitivity and selectivity of HPLC-UV determination of parabens in cosmetics // Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. - 2021. - V. 195. - P. 113843.

34. Morales-Cid G., Gebefugi I., Kanawati B., Harir M., Hertkorn N., Rosselló-Mora R. Automated microextraction sample preparation coupled on-line to FT-ICR-MS: application to desalting and concentration of river and marine

dissolved organic matter // Analytical and bioanalytical chemistry. - 2009. - V. 395. - №. 3. - P. 797-807.

35.Moeder M., Schrader S., Winkler U., Rodil R. At-line microextraction by packed sorbent-gas chromatography-mass spectrometry for the determination of UV filter and polycyclic musk compounds in water samples // Journal of chromatography A. - 2010. - V. 1217. - №. 17. - P. 2925-2932.

36.Gonçalves J., Câmara J. S. New method for determination of (E)-resveratrol in wine based on microextraction using packed sorbent and ultra-performance liquid chromatography // Journal of separation science. - 2011. - V. 34. - №. 18. - P. 2376-2384.

37.Gonçalves J., Mendes B., Silva C. L., Câmara J. S. Development of a novel microextraction by packed sorbent-based approach followed by ultrahigh pressure liquid chromatography as a powerful technique for quantification phenolic constituents of biological interest in wines // Journal of Chromatography A. - 2012. - V. 1229. - P. 13-23.

38.Polo-Luque M. L., Simonet B. M., Valcarcel M. Combination of carbon nanotubes modified filters with microextraction by packed sorbent for the NACE analysis of trace levels of ionic liquids in river water samples // Talanta. - 2012. - V. 89. - P. 124-128.

39.Mendes B., Gonçalves J., Câmara J. S. Effectiveness of high-throughput miniaturized sorbent-and solid phase microextraction techniques combined with gas chromatography-mass spectrometry analysis for a rapid screening of volatile and semi-volatile composition of wines—A comparative study // Talanta. -2012. - V. 88. - P. 79-94.

40.Adam M., Pavlikova P., Cizkova A., Bajerova P., Ventura K. Microextraction by packed sorbent (MEPS) as a suitable selective method for l-ascorbic acid determination in beverages // Food chemistry. - 2012. - V. 135. - №. 3. - P. 1613-1618.

41.Kole P. L., Venkatesh G., Kotecha J., Sheshala R. Recent advances in sample preparation techniques for effective bioanalytical methods // Biomedical Chromatography. - 2011. - V. 25. - №. 1-2. - P. 199-217.

42.Mendes B., Silva P., Mendonça I., Pereira J., Câmara J. S. A new and fast methodology to assess oxidative damage in cardiovascular diseases risk development through eVol-MEPS-UHPLC analysis of four urinary biomarkers // Talanta. - 2013. - V. 116. - P. 164-172.

43. Pereira J., Gonçalves J., Alves V., Câmara J. S. Microextraction using packed sorbent as an effective and high-throughput sample extraction technique: recent applications and future trends // Sample Preparation. - 2013. - V. 5. - №. 1. -P. 38-53.

44.Poole C. F., Poole S. K., Seibert D. S., Chapman C. M. Determination of kinetic and retention properties of cartridge and disk devices for solid-phase extraction // Journal of Chromatography B: Biomedical Sciences and Applications. - 1997. - V. 689. - №. 1. - P. 245-259.

45. Yang L., Said R., Abdel-Rehim M. Sorbent, device, matrix and application in microextraction by packed sorbent (MEPS): a review // Journal of Chromatography B. - 2017. - V. 1043. - P. 33-43.

46.Gjerde D., Bonn G. Dual Flow Chromatography // LCGC Europe. - 2017. - V. 30, - №. 8. - P. 404-411.

47.Lahoutifard N., Dawes P., Wynne P. Microextraction Packed Sorbent (MEPS) Analysis of Food and Beverages. - 2011.

48.Nilchan S., Pantelides C. C. On the optimisation of periodic adsorption processes // Adsorption. - 1998. - . V4. - №. 2. - P. 113-147.

49. Schneider P., Smith J. M. Adsorption rate constants from chromatography //AIChE Journal. - 1968. - Т. 14. - №. 5. - С. 762-771.

50.Дытнерский Ю.И. Процессы и аппараты химической технологии в 2 кн. -3-е издание. М.: Химия, 2002. - 768.

51. Vieira R. S., Beppu M. M. Dynamic and static adsorption and desorption of Hg (II) ions on chitosan membranes and spheres // Water research. - 2006. - V. 40.

- №. 8. - P. 1726-1734.

52.Annunciado T. R., Sydenstricker T. H. D., Amico S. C. Experimental investigation of various vegetable fibers as sorbent materials for oil spills // Marine pollution bulletin. - 2005. - V. 50. - №. 11. - P. 1340-1346.

53.Masel R. I. Principles of adsorption and reaction on solid surfaces. - John Wiley & Sons, 1996. - 818.

54. Adamson A. W. et al. Physical chemistry of surfaces. - New York: Interscience publishers, 1967. - T. 150. - 180.

55. Simpson N. J. K. Solid-phase extraction: principles, techniques, and applications. - CRC press, 2000. - 528.

56.Poole C. F., Gunatilleka A. D., Sethuraman R. Contributions of theory to method development in solid-phase extraction // Journal of Chromatography A. - 2000.

- V. 885. - №. 1-2. - P. 17-39.

57.López P., Batlle R., Nerín C., Cacho J., Ferreira V. Use of new generation poly (styrene-divinylbenzene) resins for gas-phase trapping-thermal desorption: Application to the retention of seven volatile organic compounds // Journal of Chromatography A. - 2007. - V. 1139. - №. 1. - P. 36-44.

58.Poole S. K., Poole C. F. Influence of solvent effects on the breakthrough volume in solid-phase extraction using porous polymer particle-loaded membranes // Analyst. - 1995. - V. 120. - №. 6. - P. 1733-1738.

59.Werkhoven-Goewie C. E., Brinkman U. A. T., Frei R. W. Trace enrichment of polar compounds on chemically bonded and carbonaceous sorbents and application to chlorophenol // Analytical Chemistry. - 1981. - V. 53. - №. 13. -P. 2072-2080.

60.Bouvier E. S. P. Solid phase extraction: a chromatographic perspective // Waters Column. - 1994. - V. 5. - №. 1. - P. 1-3.

61.Mant C. T., Hodges R. S. High performance liquid chromatography of peptides

and proteins // Separation, Analysis and Conformation. - 1991. - P. 2-4.

130

62.Loevkvist P., Joensson J. A. Capacity of sampling and preconcentration columns with a low number of theoretical plates // Analytical Chemistry. - 1987. - V. 59.

- №. 6. - P. 818-821.

63.Mol H. G. J., Janssen H. G., Cramers C. A., Brinkman U. A. On-line sample enrichment-capillary gas chromatography of aqueous samples using geometrically deformed open-tubular extraction columns // Journal of Microcolumn Separations. - 1995. - V. 7. - №. 3. - P. 247-257.

64.Pankow J. F., Isabelle L. M., Kristensen T. J. Effects of linear flow velocity and residence time on the retention of non-polar aqueous organic analytes by cartridges of Tenax-GC // Journal of Chromatography A. - 1982. - V. 245. - №2. 1. - P. 31-43.

65.Larrivee M. L., Poole C. F. Solvation parameter model for the prediction of breakthrough volumes in solid-phase extraction with particle-loaded membranes // Analytical Chemistry. - 1994. - V. 66. - №. 1. - P. 139-146.

66.Liska I. On-line versus off-line solid-phase extraction in the determination of organic contaminants in water: advantages and limitations // Journal of chromatography A. - 1993. - V. 655. - №. 2. - P. 163-176.

67.Hennion M. C., Pichon V. Solid-phase extraction of polar organic pollutants from water // Environmental science & technology. - 1994. - V. 28. - №. 13. -P. 576A-583A.

68.Liska I., Kuthan A., Krupcik J. Comparison of sorbents for solid-phase extraction of polar compounds from water // Journal of chromatography A. -1990. - V. 509. - №. 1. - P. 123-134.

69. Subra P., Hennion M. C., Rosset R., Frei R. W. Recovery of organic compounds from large-volume aqueous samples using on-line liquid chromatographic preconcentration techniques // Journal of Chromatography A. - 1988. - V. 456.

- P. 121-141.

70.Pichon V., Hennion M. C. Determination of pesticides in environmental waters

by automated on-line trace-enrichment and liquid chromatography // Journal of

chromatography A. - 1994. - V. 665. - №. 2. - P. 269-281

131

71.Pichon V., Chen L., Guenu S., Hennion M. C. Comparison of sorbents for the solid-phase extraction of the highly polar degradation products of atrazine (including ammeline, ammelide and cyanuric acid) // Journal of Chromatography A. - 1995. - V. 711. - №. 2. - P. 257-267.

72.Bacalum E. et al. Breakthrough parameters of SPE procedure on C18 cartridges for some polar compounds // Rev. Roum. Chim. - 2011. - V. 56. - №. 2. - P. 137-143.

73.Н. А. Эпштейн. Валидация хроматографических методик: исследование робастности с использованием математического планирования экспериментов. Разработка и регистрация лекарственных средств // Аналитические методики и методы контроля. - 2018. - № 3. - С. 24.

74.Araujo P. W., Brereton R. G. Experimental design III. Quantification // Trends in Analytical Chemistry. - 1996. - V. 15. - №. 3. - P. 156-163.

75.Müller A. L., de Oliveira J. A., Prestes O. D., Adaime M. B., Zanella R. Design of experiments and method development // Solid-Phase Extraction. - Elsevier, 2020. - P. 589-608.

76. Vanaja K., Shobha Rani R. H. Design of experiments: concept and applications of Plackett Burman design // Clinical research and regulatory affairs. - 2007. -V. 24. - №. 1. - P. 1-23.

77. Myers RW. Response Surface Methodology. In: Encyclopedia of Biopharmaceutical Statistics. Taylor and Francis, 2003. - P. 858-869.

78.Plackett R. L., Burman, J. P. The design of optimum multifactorial experiments // Biometrika. - 1946. - P. 305-325.

79.Abdulra'uf, L. B., Tan, G. H. Chemometric approach to the optimization of HS-SPME/GC-MS for the determination of multiclass pesticide residues in fruits and vegetables // Food Chemistry. - 2015. - № 177. - Р. 267-273.

80. Van Leeuwen J. A., Vandeginste B. G. M., Kateman G., Mulholland M., Cleland A. An expert system for the choice of factors for a ruggedness test in liquid chromatography // Analytica chimica acta. - 1990. - V. 228. - P. 145-153.

81.Ahmadi K., Abdollahzadeh Y., Asadollahzadeh M., Hemmati A., Tavakoli H., Torkaman R. Chemometric assisted ultrasound leaching-solid phase extraction followed by dispersive-solidification liquid-liquid microextraction for determination of organophosphorus pesticides in soil samples // Talanta. - 2015.

- № 137. - Р. 167-173.

82.Candioti L. V., De Zan M. M., Cámara M. S., Goicoechea H. C. Experimental design and multiple response optimization. Using the desirability function in analytical methods development // Talanta. - 2014. - V. 124. - P. 123-138.

83.Bezerra M. A., Santelli R. E., Oliveira E. P., Villar L. S., Escaleira, L. A. Response surface methodology (RSM) as a tool for optimization in analytical chemistry // Talanta. - 2008. - V. 76. - №. 5. - P. 965-977.

84.Паутова А.К., Бедова А.Ю., Саршор Ю.Н., Белобородова Н.В. Определение ароматических микробных метаболитов в сыворотке крови методом газовой хромато-масс-спектрометрии // Журн. Аналит. Химии. -2018. - Т. 73. - № 2. - C. 121-128.

85.Nakamura M., Nakamura M., Yamada S. Conditions for solid-phase extraction of agricultural chemicals in waters by using n-octanol-water partition coefficients // Analyst. - 1996. - V. 121. - №. 4. - P. 469-475.

86.Pautova A. K., Sobolev P. D., Revelsky A. I. Analysis of phenylcarboxylic acid-type microbial metabolites by microextraction by packed sorbent from blood serum followed by GC-MS detection // Clinical Mass Spectrometry. - 2019. -V. 14. - P. 46-53.

87.Pico Y., Font G., Molto J. C., Manes J. Solid-phase extraction of quaternary ammonium herbicides // Journal of chromatography A. - 2000. - V. 885. - №. 1-2. - P. 251-271.

88.Dores E. F. G. C., Navickiene S., Cunha M. L., Carbo L., Ribeiro M. L., De-Lamonica-Freire E. M. Multiresidue determination of herbicides in environmental waters from Primavera do Leste Region (Middle West of Brazil) by SPE-GC-NPD // Journal of the Brazilian Chemical Society. - 2006. - V. 17.

- P. 866-873.

89. Sousa A. S., Duaví W. C., Cavalcante R. M., Milhome M. A. L., do Nascimento R. F. Estimated levels of environmental contamination and health risk assessment for herbicides and insecticides in surface water of Ceará, Brazil // Bulletin of environmental contamination and toxicology. - 2016. - V. 96. - №. 1. - P. 90-95.

90.Ruberu S. R., Draper W. M., Perera S. K. Multiresidue HPLC methods for phenyl urea herbicides in water // Journal of agricultural and food chemistry. -2000. - V. 48. - №. 9. - P. 4109-4115.

91.Hamada M., Wintersteiger R. Determination of phenylurea herbicides in drinking water // JPC-Journal of Planar Chromatography-Modern TLC. - 2002.

- V. 15. - №. 1. - P. 11-18.

92.Hernández F., Hidalgo C., Sancho J. V., López F. J. Coupled-column liquid chromatography applied to the trace-level determination of triazine herbicides and some of their metabolites in water samples // Analytical chemistry. - 1998.

- V. 70. - №. 15. - P. 3322-3328.

93. Prosen H., ZupanCic-Kralj L., Marsel J. Optimization of an analytical procedure for the determination of triazine herbicides in environmental samples // Journal of Chromatography A. - 1995. - V. 704. - №. 1. - P. 121-130.

94.Bruzzoniti M. C., Sarzanini C., Costantino G., Fungi M. Determination of herbicides by solid phase extraction gas chromatography-mass spectrometry in drinking waters // Analytica chimica acta. - 2006. - V. 578. - №. 2. - P. 241249.

95.D. Brynn Hibbert. Experimental design in chromatography: A tutorial review // Journal of Chromatography B. - 2012. - P. 2-13.

96.U.S. Department of Health and Human Services, Food and Drug Administration, Guidance for Industry: Bioanalytical Method Validation, May 2018. Available online: https://www.fda.gov/files/drugs/published/Bioanalytical-Method-Validation-Guidance-for-Industry.pdf (accessed 17 May 2020).

97.Grinevich O., Khesina Z., Buryak A. Abnormal retention of s-triazine herbicides on porous graphitic carbon // Reviews in Analytical Chemistry. - 2022. - V. 41. - №. 1. - P. 1-9.

98.Memon N., Iqbal-Bhanger M., Khuhawer M. Y. Determination of preservatives in cosmetics and food samples by micellar liquid chromatography // Journal of separation science. - 2005. - V. 28. - P. 635-638.

99.Wu T., Wang C., Wang X., Ma Q. Simultaneous determination of 21 preservatives in cosmetics by ultra performance liquid chromatography // International journal of cosmetic science. - 2008. - V. 30. - №. 5. - P. 367-372.

100. Abedi G., Talebpour Z., Jamechenarboo F. The survey of analytical methods for sample preparation and analysis of fragrances in cosmetics and personal care products // Trends in Analytical Chemistry. - 2018. - V. 102. - P. 41-59.

101. Knowlton J. L., Pearce S. E. M. Handbook of cosmetic science & technology. - Elsevier, 2013.

102. Fei T., Li H., Ding M., Ito M., Lin J. M., Determination of parabens in cosmetic products by solid-phase microextraction of poly(ethylene glycol) diacrylate thin film on fibers and ultra high-speed liquid chromatography with diode array detector // Journal of separation science. - 2011. - V. 34. - P. 15991606.

103. Yamini Y., Saleh A., Rezaee M., Ranjbar L., Moradi M., Ultrasound-assisted emulsification microextraction of various preservatives from cosmetics, beverages, and water samples // Journal of Liquid Chromatography. - 2012. -V. 35. - P. 2623-2642.

104. Gao W., Gray N., Heaton J., Smith N.W., Jia Y., Legido-Quigley C. UV gradient combined with principal component analysis: Highly sensitive and specific high performance liquid chromatography analysis of cosmetic creams // Journal of Chromatography A. - 2012. - V. 1228. - P. 324-328.

105. Gao W., Legido-Quigley C., Fast and sensitive high performance liquid

chromatography analysis of cosmetic creams for hydroquinone, phenol and six

135

preservatives. // Journal of Chromatography A. - 2011. - V. 1218. - P. 43074311.

106. Sivrikaya S. A novel vortex-assisted liquid phase microextraction method for parabens in cosmetic oil products using deep eutectic solvent // International Journal of Environmental Analytical Chemistry. - 2019. - V. 99. - №. 15. - P. 1575-1585.

107. García-Jiménez J.F., Valencia M.C., Capitán-Vallvey L.F., Simultaneous determination of antioxidants, preservatives and sweetener additives in food and cosmetics by flow injection analysis coupled to a monolithic column // Analytica Chimica Acta. - 2007. - V. 594. - P. 226-233.

108. Zotou A., Sakla I., Tzanavaras P. D. LC-determination of five paraben preservatives in saliva and toothpaste samples using UV detection and a short monolithic column // Journal of pharmaceutical and biomedical analysis. - 2010. - V. 53. - №. 3. - P. 785-789.

109. Kaur R., Kaur R., Grover A., Rani S., Malik A.K., Kabir A., Furton K.G. Trace determination of parabens in cosmetics and personal care products using fabric-phase sorptive extraction and high-performance liquid chromatography with UV detection // Journal of separation science. - 2020. - V. 43. - P. 26262635.

110. Esrafili A, Yamini Y., Ghambarian M., Moradi M. Analysis of Paraben Preservatives in Cosmetic Samples: Comparison of Three Different Dynamic Hollow Fiber Liquid-Phase Microextraction Methods // Chromatographia. -2014. - V. 77. - P. 317-327.

111. Chen C.W., Hsu W.C., Lu Y.C., Weng J.R., Feng C.H. Determination of parabens using two microextraction methods coupled with capillary liquid chromatography-UV detection // Food Chemistry. - 2018. - V. 241. - P. 411418.

112. Chen D., Zhang Y., Miao H., Zhao Y., Wu Y. Determination of triazine

herbicides in drinking water by dispersive micro solid phase extraction with

ultrahigh-performance liquid chromatography-high-resolution mass

136

spectrometric detection // Journal of agricultural and food chemistry. - 2015. -V. 63. - №. 44. - P. 9855-9862.

113. Trtic-Petrovic, T., Dordevic J., Dujakovic N., Kumric K., Vasiljevic T., Lausevic M. Determination of selected pesticides in environmental water by employing liquid-phase microextraction and liquid chromatography-tandem mass spectrometry // Analytical and bioanalytical chemistry. - 2010. - V. 397. - P. 2233-2243.

114. Li X., Xing J., Chang C., Wang X., Bai Y., Yan X., Liu H. Solid-phase extraction with the metal-organic framework MIL-101 (Cr) combined with direct analysis in real time mass spectrometry for the fast analysis of triazine herbicides // Journal of separation science. - 2014. - V. 37. - P. 1489-1495.

115. Wang X., Li X., Li Z., Zhang Y., Bai Y., Liu H. Online coupling of intube solid-phase microextraction with direct analysis in real time mass spectrometry for rapid determination of triazine herbicides in water using carbon-nanotubes-incorporated polymer monolith // Analytical Chemistry. -2014. - V. 86. - P. 4739-4747.

116. Jiang, Y., Ma, P., Piao, H., Qin, Z., Tao, S., Sun, Y., Wang, X., Song, D., Solid-phase microextraction of triazine herbicides via cellulose paper coated with a metal-organic framework of type MIL-101(Cr), and their quantitation by HPLC-MS // Microchimica Acta. - 2019. - V. 186. - №. 3. - P. 1-8.

117. Yan M., She Y., Cao X., Ma J., Chen G., Hong S., Wang, J. A molecularly imprinted polymer with integrated gold nanoparticles for surface enhanced Raman scattering based detection of the triazine herbicides, prometryn and simetryn // Microchimica Acta. - 2019. - V. 186. - №. 3. - P. 1-9.

118. Roldán-Pijuán M., Lucena R., Cárdenas S., Valcárcel M., Kabir A., Furton K.G. Stir fabric phase sorptive extraction for the determination of triazine herbicides in environmental waters by liquid chromatography // Journal of Chromatography A. - 2015. - V. 1376. - P. 35-45.

119. Luo J., Jiang L., Ruan G., Li C., Du F. Fabrication and application of a

MIL-68 (In)-NH 2 incorporated high internal phase emulsion polymeric

137

monolith as a solid phase extraction adsorbent in triazine herbicide residue analysis // RSC advances. - 2021. - V. 11. - №. 33. - P. 20439-20445.

120. Beale D. J., Kaserzon S. L., Porter N. A., Roddick F. A., Carpenter, P. D. Detection of s-triazine pesticides in natural waters by modified large-volume direct injection HPLC // Talanta. - 2010. - V. 82. - №. 2. - P. 668-674.

121. Белобородова Н.В., Ходакова А.С., Байрамов И.Т., Оленин А.Ю. Микробный путь образования фенилкарбоновых кислот в организме человека // Биохимия. - 2009. - Т. 74. - № 12. - С. 1657-1663.

122. Snedden W., Mellor C.S., Martin J.R. Familial hypertryptophanemia, tryptophanuria and indoleketonuria // Clinica Chimica Acta. - 1983. - V. 131. -P. 247-256.

123. Kuklenyik Z., Needham L. L., Calafat A. M. Measurement of 18 perfluorinated organic acids and amides in human serum using on-line solidphase extraction // Analytical chemistry. - 2005. - V. 77. - №. 18. - P. 60856091.

124. Yeung L. W., Taniyasu S., Kannan K., Xu D. Z., Guruge K. S., Lam P. K., Yamashita, N. An analytical method for the determination of perfluorinated compounds in whole blood using acetonitrile and solid phase extraction methods // Journal of Chromatography A. - 2009. - V. 1216. - №. 25. - P. 4950-4956.

125. J. Banoub, E. Gentil, J. Kiceniuk. International Journal of Environmental Analytical Chemistry // Internetional Journal of Enviromental Analytical Chemistry. - 1994. - V. 61. - Р. 11-26.

Таблица 13. Двухуровневый план Плакетта-Бермана для выявления значимых факторов при проведении процедуры MEPS для извлечения парабенов из косметических образцов (каждая строка соответствует одному эксперименту)

№ Сорбент Режим загрузки Скорость загрузки, мкл/мин рН образца Растворитель для промывки Объем растворителя для промывки, мкл Число циклов сушки сорбента Элюент Режим элюирования

1 С18 20 х 50 мкл 900 3 вода 150 4 МеОН 10 х 10 мкл

2 С2 20 х 50 мкл 900 7 10% метанол 150 4 МеОН 2 х 50 мкл

3 С2 50 х 20 мкл 900 7 вода 500 4 MeCN 10 х 10 мкл

4 С2 50 х 20 мкл 100 3 вода 500 4 МеОН 2 х 50 мкл

5 С18 20 х 50 мкл 900 7 вода 500 0 MeCN 2 х 50 мкл

6 С2 20 х 50 мкл 100 3 вода 150 0 MeCN 2 х 50 мкл

7 С18 50 х 20 мкл 900 3 10% метанол 500 0 МеОН 2 х 50 мкл

8 С2 20 х 50 мкл 100 7 10% метанол 500 0 МеОН 10 х 10 мкл

9 С18 50 х 20 мкл 100 7 вода 150 0 МеОН 10 х 10 мкл

10 С2 50 х 20 мкл 900 3 10% метанол 150 0 MeCN 10 х 10 мкл

11 С18 50 х 20 мкл 100 7 10% метанол 150 4 MeCN 2 х 50 мкл

12 С18 20 х 50 мкл 100 3 10% МеОН 500 4 MeCN 10 х 10 мкл

Таблица 14. Двухуровневый план Плакетта-Бермана для выявления значимых факторов при проведении процедуры MEPS для извлечения триазиновоых гербицидов из образцов природной воды (каждая строка соответствует одному эксперименту)

№ Пауза при загрузке Загрузка скорость, мкл/мин Режим загрузки Режим промывки Режим продувки Скорость элюирования, мкл/мин Режим элюирования Пауза при элюировании

1 с 900 20 циклов по 50 мкл 5 циклов по 10 мкл 5 циклов по 10 мкл 100 10 циклов по 10 мкл без

2 с 900 40 циклов по 25 мкл 1 цикл по 10 мкл 5 циклов по 10 мкл тах 2 цикла по 50 мкл с

3 с 100 40 циклов по 25 мкл 5 циклов по 10 мкл без тах 2 цикла по 50 мкл без

4 без 100 40 циклов по 25 мкл 5 циклов по 10 мкл 5 циклов по 10 мкл тт 10 циклов по 10 мкл с

5 без 900 20 циклов по 50 мкл 1 цикл по 10 мкл без тах 10 циклов по 10 мкл с

6 без 900 40 циклов по 25 мкл 1 цикл по 10 мкл 5 циклов по 10 мкл тт 2 цикла по 50 мкл без

7 с 900 20 циклов по 50 мкл 5 циклов по 10 мкл без тт 2 цикла по 50 мкл с

8 с 100 40 циклов по 25 мкл 1 цикл по 10 мкл без тт 10 циклов по 10 мкл с

9 с 100 20 циклов по 50 мкл 1 цикл по 10 мкл 5 циклов по 10 мкл тах 10 циклов по 10 мкл без

10 без 900 40 циклов по 25 мкл 5 циклов по 10 мкл без тах 10 циклов по 10 мкл без

11 без 100 20 циклов по 50 мкл 5 циклов по 10 мкл 5 циклов по 10 мкл тах 2 цикла по 50 мкл с

12 без 100 20 циклов по 50 мкл 1 цикл по 10 мкл без тт 2 цикла по 50 мкл без

Таблица 15. Фрагментные ионы и энергии ячейки соударений для проведения масс-спектрометрического определения аналитов в режиме МЗР

Гербицид Ион предшественник + [М-Н] , ш/2 Фрагментный ион 1, ш/2 Фрагментный ион 2, ш/2 ЭС, эВ tR, мин

ПЗ 231 146 188 25,5 10,9

ПМ 242 158 200 31,4 12,0

ПР 226 142 184 25,5 10,2

АЗ 216 174 132 21,1 9,5

СЗ 202 132 174 24,1 7,5

СР 214 172 124 24,1 9,3

Дополнительно для подтверждения характеристических реакций ионов предшественников был проведен поиск литературы по путям фрагментации выбранных аналитов в режиме электрораспылительной ионизации (ЭРИ). Для АЗ и ПР схемы фрагментации представлены на рисунках ниже:

Рис. 37. Основные пути фрагментации иона [М + Н]+ атразина [125].

Рис. 38. Основные пути фрагментации иона [М + Н]+ прометрина [125].

Таблица 16. Времена удерживания триметилсилильных производных фенилкарбоновых кислот и возможная фрагментация

молекулярного иона, которая приводит к появлению характеристичных осколочных ионов

ТМС-производное ФКК мин М, г/моль ш/2 характеристич. ионов Предполагаемая структура осколочного иона

D5-БК, ТМС (стандарт) С6D5COOSi(CHз)з 9.99 199 110 184 [М-0^(Шз)з]+ [М-СНз]+

БК, ТМС СбН5СОО^(СНз)з 10.03 194 105 179 [М-0^(Шз)з]+ [М-СНз]+

ФПК, ТМС СбЩСН2)2ШО^(СНз)з 12.58 222 104 [M-НС00Si(CHз)з]+■

ФМК, ди-ТМС С6H5CH2CH(OSi(CHз)з)COOSi(CHз)з 14.58 310 193 [M-COOSi(CHз)з]+

п-ГБК, ди-ТМС (СНз)з^ОСбН4СОО^(СНз)з 15.16 282 223 267 [М-(СНз)з-СН2]+-[М-СНз]+

п-ГФУК, ди-ТМС (CH3>SiOC6H4CH2COOSi(CH3)3 15.29 296 179 296 [M-COOSi(CH3)3]+ M+-

п-ГФПК, ди-ТМС (CH3)3SiOC6H4(CH2)2COOSi(CH3)3 16.68 310 179 192 [M-CH2COOSi(CH3)3+ [M-HC00Si(CH3)3]+-

ГВК, ди-ТМС (CH3)3SiO(CH3O)C6H4CH2COOSi(CH3)3 16.77 326 179 326 [M-(CH20)C00Si(CH3)3]+ М+-

п-ГФМК, три-ТМС (CH3)3SiOC6H5CH2CH(OSi(CH3)3)COOSi(CH3)3 18.01 398 179 [M-CH(0Si(CH3)3)-COOSi(CH3)3]+

Таблица 17. Времена удерживания триметилсилильных производных индольных соединений и возможная фрагментация молекулярного иона, которая приводит к появлению характеристичных осколочных ионов

ТМС-производное индольного соединения tR, мин М, г/моль m/z характеристич. ионов Предполагаемая структура осколочного иона

3ИУК (моно-ТМС), (СНз^ЮОССН2-С8^ 18.26 247 130 247 [М-COOSi(CHз)з] + м+-

3ИУК (ди-ТМС), (СНз^ЮОССН2-C8H4NSi(CHз)з 18.60 319 202 319 [М-COOSi(CHз)з] + М+-

3ИКК (моно-ТМС), C8H5NCOOSi(CH3)3 19.12 233 218 144 233 [М-СН3]+ [М-COOSi(CHз)з] + М+-

зИКК (ди-ТМС), (СНз)з^С8Н4СОО^(СНз)з 19.21 305 290 305 [М-СНз] + М+-

3ИПК (моно-ТМС), С8Н5N-CH2COOSi(CHз)з 19.44 261 130 261 [М-CH2-COOSi(CHз)]+ М+-

зите (ди-TMC), (CH3)3Si-NC8H4-CH2-COOSi(CH3)3 19.77 333 202 333 [M-CH2-COOSi(CH3)]+ M+-

3ИМK (ди-TMC), NC8H5- CH2CH(OSi(CH3)3)COOSi(CH3)3 20.36 349 130 349 [M-CHO(Si(CH3)3)-COOSi(CH3)3]+

3ИMK (три-TMC), (CH3)3Si-NC8H5-CH2CH(OSi(CH3)3)COOSi(CH3)3 20.47 421 202 421 [M-CHO(Si(CH3)3)-COOSi (СНз)з]+

5ГИУK (ди-TMC), (CH3)3SiOOCCH2-C8H5N-OSi(CH3)3 20.99 335 218 335 [M-COOSi(CH3)3] + M+-

5ГИЖ (три-TMC), (CH3)3SiOOCCH2-C8H4NSi(CH3)3-OSi(CH3)3 20.88 407 290 407 [M-OSi(CH3)3; - СНз]+

Рис. 39. Хроматограмма образца шампуня, содержащего МП, ЭП и ПП (а), образца маски для волос, содержащего МП и ПП(б), и образца лака для волос, содержащего МП, ЭП и ПП (в). Концентрации, определенные разработанным методом (мг/г): МП - 1,7, ПП - 0,7 (а); МП - > 4,0, ПП - 2,6 (б); МП - 2,1, ЭП - 0,4, ПП - 0,8 (в).