Микобиота пораженных листьев Solanum tuberosum L., S. lycopersicum L. и S. dulcamara L тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.12, кандидат наук Кокаева Людмила Юрьевна

• Кокаева Людмила Юрьевна
• кандидат наук
• 2016

Оглавление диссертации кандидат наук Кокаева Людмила Юрьевна

СПИСОК УСЛОВНЫХ СОКРАЩЕНИИ

ВВЕДЕНИЕ

Глава I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Методические подходы для анализа видового состава грибов

1.1. Морфологические методы анализа грибных патогенов

1.2. Молекулярные методы исследования видового состава грибных сообществ

1.3. Фитопатогенные грибы - возбудители заболеваний листьев пасленовых культур

1.4. Методы молекулярной диагностики фитопатогенных грибов

Глава II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Часть III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 3.1. Молекулярная идентификация видового состава грибов и грибоподобных организмов в пораженных растительных тканях

3.1.1. Рестрикционный анализ клонов

3.1.2. Исследование видового состава грибов и грибоподобных организмов в пораженных листьях Solanum tuberosum

3.1.3. Видовой состав грибов и грибоподобных организмов в пораженных листьях Solanum lycopersicum

3.1.4. Видовой состав грибов и грибоподобных организмов в пораженных листьях Solanum dulcamara

Глава 3.2. Конструирование тест-систем для идентификации видов рода Alternaria

3.2.1. Выделение изолятов Alternaria

3.2.2. Вирулентность штаммов Alternaria sp. к сортам картофеля и томата

3.2.3. Изучение активности сериновых протеиназ, секретируемых двумя различающимися по вирулентности штаммами A. alternata

3.2.4. Определение нуклеотидных последовательностей видов Alternaria

3.2.4.1. Анализ нуклеотидных последовательностей ядерных рибосомных генов

3.2.4.2. Анализ последовательности нуклеотидов участка гена mt LSU

рДНК

3.2.5. Подбор праймеров для идентификации видов Alternaría и проверка их видоспецифичности

3.2.6. Разработка диагностических систем для идентификации видов Alternaría с использованием ПЦР в реальном времени (РВ ПЦР)

4.1. Молекулярная идентификация видов Alternaría alternata и A. solaní в пораженных листьях с использованием ПЦР в реальном времени

4.2. Молекулярная идентификация видов Alternaría в пораженных листьях методом классической ПЦР

4.3. Идентификация Colletotríchum coccodes с помощью ПЦР

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

НАУЧНО - ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Приложение

СПИСОК УСЛОВНЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВНИИФ — Всероссийский научно-исследовательский институт фитопатологии.

ВНИИКХ — Всероссийский научно-исследовательский институт картофельного хозяйства им. А.Г. Лорха.

СКНИИГПСХ — Северо-Кавказский научно-исследовательский институт горного и предгорного сельского хозяйства.

КВНС — Кисловодская Высокогорная Научная Станция ИФА им.

А.М.Обухова.

нг — нанограмм.

pH — водородный показатель.

TRIS — 2- амино - 2- гидроксиметил -пропан -1,3- диол (трис

(гидроксиметил) амино метана).

ЭДТА — этилендиаминтетрауксусная кислота.

TAE — трис-ацетатный буфер, содержащий трис, ускусную кислоту и ЭДТА

(Tris-acetate-EDTA).

пн — пар нуклеотидов.

ITS — внутренние транскрибируемые спейсеры (Internal transcribed spacer). рДНК — рибосомная ДНК.

GenBank — база данных ГенБанк (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank/). K — отрицательный контроль. K+ — положительный контроль. M — маркер длин фрагментов.

CTAB — Цетил триметил аммоний бромид (Cetyltrimethyl ammonium bromide).

X-Gal — 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-P-D-galactopyranoside. IPTG — изопропил P-D-1-тиогалактопиранозид. SDS — Лаурилсульфат натрия (sodium lauryl sulfate). LB — микробиологическая среда (Luria-Bertani).

FAO — Продовольственная и сельскохозяйственная организация ООН (Food and Agriculture Organization).

Euroblight — European network of scientists and other specialists working on potato late blight.

in silica — компьютерное моделирование (симуляция) эксперимента. in vitro — «в пробирке» — вне живого организма.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Микобиота пораженных листьев Solanum tuberosum L., S. lycopersicum L. и S. dulcamara L»

ВВЕДЕНИЕ

Россия является третьим в мире (после Китая и Индии) производителем картофеля (FAO, 2012). Во всех категориях хозяйств производится около 30 млн. т. Томат в России занимает второе место из возделываемых пасленовых культур.

Болезни пасленовых, вызываемые грибами и грибоподобными организмами, наносят значительный ущерб производству и приводят к существенным экономическим потерям (Euroblight, 2014). Изменения климата, активный импорт семян, особенно семенных клубней, интенсивный обмен семенным материалом внутри страны, обработки картофеля и томата узкоспециализированными фунгицидами способствуют появлению новых и расширению ареалов существующих видов грибов - возбудителей заболеваний культурных пасленовых растений. Для эффективной борьбы с болезнями и контроля фитосанитарной обстановки необходим мониторинг видового состава патогенов и их внутривидовых группировок, а также разработка современных методов их быстрой и точной идентификации.

Идентификация патогенов по морфолого-культуральным признакам является наиболее используемым методом и часто вызывает затруднения при определении видового состава патогенной микофлоры. Выделяемые изоляты могут быть стерильны, а при их выделении высока вероятность контаминации вторичной микобиотой. Эти методы неэффективны в случае, если заболевание находится в начальной фазе развития или имеет место скрытое заражение семенного материала (латентная инфекция). Многие фитопатогенные виды не способны расти на питательной среде (например, возбудители ржавчины и многие виды головни), в связи с чем их невозможно выделить в чистую культуру. Поэтому выделение и анализ чистых культур не в полной мере отражает видовой состав патогенной микобиоты листьев растений.

Обозначенные проблемы стимулируют поиск чувствительных, быстрых и специфичных технологий идентификации фитопатогенов. В настоящее время для этих целей разработано множество методов, основанных на электрофоретическом разделении белков и ДНК, взаимодействии антиген-антитело, ПЦР и ПЦР в реальном времени, изотермической петлевой амплификации (LAMP) и других. На их основе разработаны коммерческие диагностические наборы. В основном, их разработкой занимались иностранные исследователи. При использовании зарубежных тест-систем для диагностики российских штаммов было обнаружено, что импортные наборы специфичны не ко всем штаммам российских видов и могут показывать ложноотрицательные результаты, либо возникают перекрестные реакции, что приводит к ложноположительным результатам (Варицев и др., 2008; Сурина, 2015).

В нашей работе проведено изучение видового состава фитопатогенных грибов, ассоциированных с листьями картофеля (Solanum tuberosum L.), томата (S. lycopersicum L.) и дикого многолетнего сорняка паслена сладко-горького (S. dulcamara L.), который часто произрастает вблизи посадок культурных пасленовых и может выступать естественным резерватом инфекций. Изучение разнообразия возбудителей грибных инфекций на листьях пасленовых важно для разработки интегрированных систем защиты картофеля и томата, правильного подбора фунгицидных препаратов, создание коллекции фитопатогенных грибов для тестирования селекционного материала, изучения эффективности используемых и создаваемых фунгицидных препаратов, разработки и верификации систем быстрой диагностики.

Методы ПЦР и ПЦР в реальном времени обладают высокой специфичностью, чувствительностью, отличаются высокой скоростью проведения анализа, в связи с чем широко используются при идентификации фитопатогенных организмов, в том числе и грибов. Их применение позволяет существенно дополнить данные, полученные с помощью традиционных

подходов. Продукт амплификации может быть подвергнут дальнейшему исследованию, например, секвенированию, что может дать возможность определить с высокой точностью таксономическую принадлежность исследуемого объекта.

В нашей работе была поставлена задача изучения разнообразия микобиоты пораженных листьев картофеля, томата и диких пасленовых с помощью молекулярных методов без выделения чистых культур, а также разработки эффективных тест-систем на основе ПЦР для быстрой диагностики исследуемых патогенов пораженных листьев картофеля и томата.

Цель и задачи исследований

Целью диссертационной работы являлось изучение микобиоты пораженных листьев картофеля (Solanum tuberosum L.), томата (S. lycopersicum L.) и диких пасленовых (на примере S. dulcamara L.), и разработка методов видовой идентификации фитопатогенных грибов с помощью ПЦР.

Достижение поставленной цели связано с решением следующих задач, определяющих структуру исследования:

1. Изучение видового состава грибов и грибоподобных организмов, ассоциированных с пораженными листьями, молекулярно-генетическими методами, без выделения чистых культур.

2. Разработка ПЦР - праймеров и зондов для видовой диагностики фитопатогенных организмов, ассоциированных с пораженными листьями исследуемых растений.

3. Выявление фитопатогенных грибов в пораженных листьях картофеля, томата и диких пасленовых из разных регионов с применением систем диагностики на основе ПЦР.

Научная новизна исследований

В работе впервые проведено исследование комплекса грибов -возбудителей листовых пятнистостей растений из семейства пасленовых молекулярно-генетическими методами без выделения чистых культур. Применение подобных методов анализа позволило выявить в пораженных образцах листьев виды грибов, о нахождении которых на исследуемых растениях ранее в России не сообщалось.

Разработаны тест-системы для идентификации трех видов ЛЬвтпапа Бр. Их

применение позволило выявить виды Л. аЫвтпа1а, Л. яо1ат и Л. т/в^опа в

пораженных образцах листьев из разных регионов России. В исследованных

образцах эти виды встречались как по отдельности, так и совместно.

Практическая значимость работы

В работе был оптимизирован метод определения видового состава

пораженных листьев молекулярно-генетическими методами без выделения

чистых культур. Этот метод, основой которого является клонирование

амплифицированных фрагментов ДНК с их последующим секвенированием,

успешно дополняет существующие методы идентификации видовой

структуры грибных сообществ и может быть использован при мониторинге

видового состава фитопатогенных грибов и оомицетов.

Разработаны высокоспецифичные праймеры для классической ПЦР и

ПЦР в реальном времени для идентификации трех видов ЛЫвтпапа (Л.

аЫвтпа1а, Л. яо1ат и Л. т/в^опа), вызывающих поражения разных органов

растений из семейства пасленовых, различающихся по экологическим

оптимумам и устойчивости к фунгицидам. Созданные тест-системы могут

применяться для экспресс-диагностики этих видов в образцах растительных

тканей без выделения грибов в чистую культуру.

Личный вклад автора

Диссертационная работа является результатом экспериментальных

исследований, выполненных лично автором или при его непосредственном

участии. Автор осуществлял постановку целей и задач, планирование и

8

проведение сборов, экспериментов, обработку и интерпретацию полученных данных. Имена соавторов указаны в соответствующих публикациях. Апробация работы

Основные результаты работы были представлены на Международной конференции XV Euroblight Workshop (Брашов, Румыния, 13-15 мая 2015), Третьем Международном Микологическом Форуме (Москва, 14-15 апреля 2015 г.); Международной конференции XIV EuroBlight Workshop (Кипр, Лимассол, 11-14 мая 2013 г.); VII международном конгрессе «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва, 19-22 марта 2013 г.); Всероссийской конференции «3 Съезд микологов России» (Москва, 10-12 октября 2013г.); XIX международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов - 2012» (Москва, 9-13 апреля 2012 г.), Международной конференции XIII EuroBlight Workshop (Россия, Санкт-Петербург, 9-12 октября 2011 г.). Связь работы с государственными программами

Работа была поддержана грантами РФФИ № 15-29-02512офи_м (20152017 гг.), № 12-04-31992мол_а (2012-2013 гг.); грантом РНФ № 14-50-00029 (2015-2017гг.), а также грантом Фонда содействия развитию малых форм предприятий в научно - технической сфере (2014 - 2015 гг., соглашение № 0007892). Публикации

По материалам диссертации опубликована 21 печатная работа, из них 5 - в журналах, рекомендованных ВАК РФ, 10 статей - в других периодических изданиях, 6 - тезисы и материалы конференций. Объем и структура работы

Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов и их обсуждения, заключения, выводов, перечня публикаций по теме диссертации и списка литературы (348 источников). Работа изложена на 197 страницах машинописного текста, содержит 69 рисунков и 26 таблиц.

9

Глава I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Методические подходы для анализа видового состава грибов 1.1. Морфологические методы анализа грибных патогенов

Выявление фитопатогенных микроорганизмов на растениях, в почве, воде и воздухе является одной из важнейших задач фитопатологии. Успешное выполнение этой задачи позволяет:

— определить наличие и количество инокулюма и своевременно начать профилактические или лечебные мероприятия;

— сертифицировать семена и посадочный материал для карантинной обработки;

— количественно оценить популяцию возбудителя для оценки последующей потери урожая;

— оценить вариабельность патогенной инфекции для поиска источников устойчивости к болезни;

— выявить новые виды и штаммы фитопатогенных микроорганизмов и провести мероприятия с целью ограничения их дальнейшего распространения;

— изучить таксономические и эволюционные взаимоотношения патогенов растений;

— разделить компоненты сложных заболеваний, вызванных двумя или более фитопатогенами;

— изучить особенности взаимодействий между растениями и патогенами, в том числе на генном уровне;

— если проведено выделение чистой культуры возбудителя болезни, то можно оценить его культурально-морфологические и биологические свойства, например, вирулентность, агрессивность, устойчивость к фунгицидам.

Разработаны многочисленные методы, основанные на биологических, биохимических, иммунологических и молекулярных характеристиках

грибных патогенов растений, применяемые для их обнаружения в различных растительных источниках с разной степенью точности. В данной и последующих главах обсуждаются достоинства и недостатки разных методов обнаружения фитопатогенных организмов.

Для того чтобы доказать, что микроорганизм является патогенным, он должен соответствовать постулатам Коха: микроорганизм постоянно встречается в организме больных растений и отсутствует у здоровых; микроорганизм может быть изолирован из больного растения в чистую культуру; растение заболевает при заражении чистой культурой микроорганизма (Пугач, 2006; Соколова и др., 2013). Таким образом, получение чистых культур является неотъемлемой частью фитопатологических исследований.

Большинство грибов, в том числе и патогенных, можно выделять в чистую культуру и культивировать на искусственных питательных средах, необходимых для их роста и размножения. Традиционные методы идентификации фитопатогенных грибов включают в себя выделение их чистых культур, ведение культур на стандартных агаризованных средах и изучение с использованием светового микроскопа морфолого-культуральных характеристик, таких как морфология колоний, размер, цвет и строение бесполых и половых структур, а именно — спорангиев, конидий, хламидоспор, склероциев, пикнид и т.д. Многие грибные патогены могут быть идентифицированы таким образом до видового уровня (Armengol et al., 2001; Martin, Cobos, 2007). Этот метод изучения патогенов невозможен в случае, если изучаемый гриб не может быть выделен и расти на питательных средах.

Наличие грибных гиф и спорообразующих структур в инфицированных

тканях можно визуализировать с помощью различных красителей. Так,

например, межклеточный мицелий и гаустории Ustilago scitaminea,

вызывающий головню сахарного тростника, можно наблюдать с помощью

окрашивания трипановым синим. Этот метод может быть использован для

ii

быстрого обнаружения инфекции головни в полевых условиях (Padmanabhan et al. 1995).

1.1.1. Выделение патогенных грибов

В большинстве случаев для правильного определения вида по культурально-морфологическим признакам необходимо выделение чистой культуры гриба.

Грибные патогены способны заражать различные части растений, такие как корни, стебли, листья, цветы и плоды, вызывая такие характерные симптомы, как пятнистость, антракноз, гнили и т.д. Для выделения чистой культуры необходимо получить конидии или мицелий гриба, не загрязненные субстратом и другими грибами. С этой целью пораженные органы подвергаются поверхностной стерилизации. В течение З0 - 60 сек, их выдерживают в различных растворах (0,1% раствор хлорида ртути, 1% гипохлорит натрия, 50% перекись водорода и 2% раствор перманганата калия). Затем пораженные ткани тщательно промывают в стерильной воде (Narayanasamy, 2011; Дьяков, Еланский, 2016).

После стерилизации пораженная часть растения закладывается во влажную камеру (чаще всего этого чашка Петри) и инкубируется несколько суток. Образовавшиеся гифы или спороношение стерильно переносятся на агаризованные среды с добавлением антибиотика (стрептомицин или пенициллин) для того, чтобы предотвратить бактериальное загрязнение.

Некоторые виды грибов требуют особых селективных сред. Так, для

Phythophthora infestans (Mont.) de Bary используется овсяная агаризованная

среда, для видов рода Alternaria картофельно-морковная агаризованная среда

(Roberts, 2005). Многие виды фитопатогенов, такие как Botrytis cinerea,

Cladosporium fulvum, Colletotrichum acutatum выращиваются на картофельно-

декстрозной агаризованной среде (Gonzalez et al., 2006; Mirzaei et al., 2008;

Yan et al., 2008). Большинство фитопатогенных грибов способны к росту на

среде сусло - агар (Martin, Cobos, 2007). Применяют и дополнительные

способы очистки культуры гриба, обычно одним из двух способов:

12

(1) изоляция одной гифы, (2) изоляции одной споры. Затем они переносятся на отдельную чашку Петри с питательной средой.

Морфологические характеристики грибных патогенов учитываются и у бесполой, и у половой стадии. Для споруляции (образование спор/конидий) некоторых фитопатогенных грибов требуются конкретные условия. Например, воздействие ультрафиолета является очень эффективным методом для индукции спороношения у Alternaría solani и Septoria lycopersici (Narayanasamy et al., 2010; Орина, 2011).

Таким образом, идентификация фитопатогенных грибов по культурально-морфологическим признакам базируется на визуальной и микроскопической оценке морфологии колоний, различных структур гриба и использовании определителей (Билай, 1988; Bensch et al., 2010; Seifert, 2011).

1.2. Молекулярные методы исследования видового состава грибных сообществ

В последние годы для анализа микробных сообществ разработано большое количество молекулярных методов, которые предоставляют широкие возможности для исследования в сравнении с традиционными подходами. Например, Торсвик и соавторы (Torsvik et al., 1998) показали, что только 1% почвенных бактерий могут быть выделены и культивированы с использованием традиционных методов. Многие грибы вообще не могут быть культивированы с использованием стандартных подходов (Thorn, 1997; van Elsas et al., 2000), что привело к разработке различных методов, не требующих выделения чистых культур.

Несмотря на большое фундаментальное и практическое значение, видовое разнообразие и функциональная роль грибов в различных сообществах сравнительно мало изучались до последнего времени. В основном такие исследования проводились для анализа грибных сообществ почвы. При определении таксонов грибов по морфологическим признакам, грибы, не образующие спороносных структур, требовательные к субстрату,

могут не обнаруживаться исследователем. В настоящее время, благодаря современным молекулярным подходам, появилась возможность максимально выявлять и изучать члены сообществ, населяющих разнообразные экосистемы (Казарцев, 2013).

1.2.1. Амплификация ДНК грибов с помощью ПЦР

Современные методы молекулярной диагностики основываются на технологии полимеразной-цепной реакции (ПЦР), в которой тотальная ДНК/РНК, выделенная из почвы, используется для предварительной амплификации интересующего таксономически значимого участка геномной ДНК.

В случае эукариотических организмов гены рибосомной РНК, (особенно малой субъединицы рибосомной РНК - 18Б рРНК), являются основной мишенью при определении членов микробного сообщества (Kowalchuk е1 а1., 2006). Гены большой субъединицы рибосомной РНК, 28 Б рРНК, также использовались для исследований (Moh1enhoff е1 а1., 2001), но значительно реже, чем 18Б рРНК. Эти участки интересны для таксономической идентификации благодаря следующим свойствам: (I) повсеместное присутствие во всех известных организмах; (II) присутствие консервативных и вариабельных областей; (III) экспоненциально расширяется число депонированных в Генбанке последовательностей, используемых для сравнения. В случае анализа сообщества в пробе окружающей среды, консервативные регионы служат сайтами отжига (в ПЦР) для соответствующих универсальных праймеров, тогда как вариабельные области могут быть использованы для филогенетической дифференциации. Кроме того, высокое число копий рДНК в клетках облегчает их обнаружение в пробах окружающей среды.

Тем не менее, в связи с малым числом различий в генах 18Б рДНК среди родственных видов грибов таксономическая идентификация обычно ограничивается на уровне рода или семейства. Для того чтобы увеличить

уровень таксономической идентификации, для исследований обычно используют и внутренние транскрибируемые спейсеры (ITS), которые находятся между 18S рДНК и 28S рДНК (White et al. 1990; Gardes, Bruns, 1993) (рис. 1.1.).

Рис.1.1. Строение участка рибосомной ДНК грибов.

В связи с быстрой эволюцией некодирующие регионы ITS имеют гораздо большую вариацию последовательностей ДНК среди близкородственных видов, чем регионы, кодирующие гены рРНК. Гены, кодирующие функциональные белки, также были использованы в качестве генетических маркеров некоторых групп, например, ген лакказы аскомицетов (Lyons et al., 2003), или для того, чтобы получить более высокое разрешение у определенных таксонов грибов (Fusarium elongation factors; Yergeau et al., 2005). Эти генетические маркеры были амплифицированы с использованием специфических праймеров с ДНК или РНК почвы. В настоящее время доступны различные наборы праймеров для ПЦР, ориентированные на грибные последовательности ДНК (Anderson, Cairney, 2004). Выбор специфических праймеров для ПЦР является одним из самых важных факторов, влияющих на исходные результаты в анализе грибных сообществ (Jumpponen, 2007; Hoshino, Morimoto, 2010).

1.2.2.Методы дифференциации продуктов ПЦР

При анализе ДНК пораженного органа растения, ПЦР-продукты, как правило, являются смесью генов-мишеней, таких как рДНК, часто одного размера, полученных из различных видов грибов. Для идентификации видов должна быть проведена дифференциация этих последовательностей, что может быть сделано только на основе анализа нуклеотидного состава. Состав

15

подобных комплексных ПЦР продуктов анализируют с помощью методов, основанных на электрофоретическом разделении фрагментов изучаемых последовательностей, либо на определении последовательностей нуклеотидов (клонирование с последующим секвенированием, технологии секвенирования второго поколения и др.) (Nocker et al., 2007).

1.2.2.1. Методы дифференциации продуктов ПЦР, основанные на электрофоретическом разделении

Методы фингерпринтинга ДНК позволяют получать профили тотальной ДНК сообществ на основе прямого анализа ПЦР продуктов из окружающей среды (Muyzer, 1993). Эти методы включают денатурирующий градиентный гель-электрофорез (ДГГЭ, DGGE - Denaturing Gradient Gel Electrophoresis, Muyzer, 1993), термальный градиентный гель-электрофорез (ТГГЭ, TGGE — Temperature Gradient Gel Electrophoresis, Felske et al., 1998), анализ одноцепочечного конформационного полиморфизма (SSCP — Singlestrand conformation polymorphism, Callon et al., 2006), полиморфизм длин терминальных рестрикционных фрагментов (ТПДРФ, TRFLP -Terminal Restriction Fragment Length Polymorphism, Dickie, FitzJohn, 2007), рестрикционный анализ амплифицированной рибосомной ДНК (ARDRA—Amplified Ribosomal DNA Restriction Analysis Schmidt, Moreth, 1999), автоматизированный анализ рибосомных межгенных спейсеров (АРИСА, ARISA - automated method of ribosomal intergenic spacer analysis, Ranjard et al., 2001), случайно амплифицированная полиморфная ДНК (RAPD- Random Amplified Polymorphic DNA, Welsh, McClelland, 1990), и другие. В основе этих методов лежит дифференциация сообществ микроорганизмов по полиморфизму последовательностей ДНК или полиморфизму длин фрагментов ДНК. Эти подходы были разработаны для того, чтобы выявить какое-либо внешнее воздействие на исследуемые сообщества или показать различия между сообществами, однако они не дают

возможность получать непосредственные таксономические данные о компонентах сообщества.

Методы, включающие электрофорез фрагментов ДНК, подходят для получения данных об общем генетическом разнообразии микробных сообществ почвы. Продукты ПЦР разделяют электрофорезом на основе нуклеотидного состава. Данные электрофоретических профилей, т.е. положение и относительная интенсивность различных групп или пиков, могут быть переведены в числовые данные, которые применимы для расчета индексов разнообразия и статистического анализа, что дает возможность сравнения различных образцов.

В настоящее время, в основном, используются три метода электрофореза: денатурирующий градиентный гель-электрофорез (ДГГЭ), терминальный рестрикционный анализ полиморфизма (Т-ПДРФ), и автоматизированный анализ рибосомных межгенных спейсеров (АРИСА). Эти подходы основаны на разных принципах (рис. 1.2.).

ARISA

Fluorescence label i

imiii

• im

Тгг

Рис 1.2. Основные принципы методов фингерпринтинга ДНК (Hoshino, 2012).

Метод денатурирующего градиентного гель - электрофореза (ДГГЭ) основывается на электрофорезе амплифицированных участков ДНК в полиакриламидном геле c градиентом концентрации денатурирующего агента (мочевины и формальдегида). На основе характеристик плавления двухцепочечных фрагментов ДНК разделяют фрагменты одинакового

17

размера, но различной последовательности. Скорость денатурации (или плавления) зависит от соотношения A-T/G-C пар в исследуемых фрагментах (связь G-С более устойчива). Во время электрофореза двойные цепи ДНК диссоциируют, создавая различные разветвленные молекулы, при этом частичное плавление нитей ДНК снижает их подвижность. В результате частично денатурировавшие фрагменты движутся с различной скоростью, которая напрямую зависит от длины и соотношения оснований в нуклеотидных последовательностях, и каждый фрагмент ДНК будет зарегистрирован как отдельная полоса в геле.

С ростом популярности и доступности технологии автоматического капиллярного электрофореза широкое распространение получил метод ТПДРФ (рис. 1.2). ТПДРФ отличается от стандартного метода ПДРФ применением праймеров с флуоресцентной меткой. После рестрикции проводят разделение полученной смеси фрагментов ДНК методом капиллярного или гель- электрофореза. Полосы на электрофореграмме образуют только терминальные (концевые) фрагменты ДНК, так как они содержат флуоресцентно меченый праймер. Фрагменты разделяются в геле в зависимости от их длины. Теоретически, образцу ДНК каждого биологического вида, присутствующего в пробе, будет соответствовать одна из полос (а затем один из пиков на электроферограмме). Полученные результаты интерпретируют при помощи автоматического лазерного секвенатора и получают электрофореграмму, содержащую двумерные пики, отличающиеся по ширине и высоте. Электрофореграммы анализируют с помощью компьютерных программ, используя также базы данных, содержащие информацию об уже известных последовательностях ДНК (Щукина, Горст, 2011). Существуют компьютерные программы (например, Phylogenetic Assignment Tool), позволяющие исследователю получать сведения о предполагаемой таксономической принадлежности членов грибного сообщества, основываясь на данных рестрикции. Метод используется для изучения микоризообразующих грибов (Dickie, FitzJohn,

18

2007). Однако такой подход может привести к ложным результатам. Так, например, разные эктомикоризные виды рода Cortinarius могут иметь одинаковый рестрикционный профиль (Karen et al., 1997), а штаммы одного вида Pisolithus формируют разные RFLP-профили (Hitchcock et al., 2003).

Метод АРИСА использует флуоресцентно меченый праймер, при этом амплифицированные фрагменты автоматически регистрируются лазерным детектором (рис. 1.2.). Праймер метят флуоресцентными маркерами ROX или FAM; электрофорез амплифицированной ДНК выполняется в автоматизированной системе, которая обнаруживает флуоресцентно меченые фрагменты ДНК с помощью лазера и электрофоретической камеры. Метод особенно полезен в экологических исследованиях, в которых для получения достоверных результатов необходимо большое количество образцов, полученных при многолетних исследованиях из различных географических зон. В зависимости от использованных праймеров и грибные, и бактериальные сообщества могут быть определены с помощью этого метода.

Окубо и Сугияма (Okubo, Sugiyama, 2009) сравнили методы ДГГЭ, T-ПДРФ и АРИСА (рис. 1.2.), анализируя ассоциации грибов почвы. Они обнаружили, что метод ДГГЭ обладает более высокой способностью дифференциировать грибное сообщество почвы, в отличие от Т-ПДРФ и АРИСА, в то время как АРИСА имеет более высокую разрешающую способность. Исходя из этих результатов, авторы делают вывод, что метод ДГГЭ может использоваться для анализа различных сообществ, включая неизвестные, такие как микробные сообщества почвы. Т-ПДРФ метод удобен для анализа сообществ конкретных таксономических групп. АРИСА оказался пригодным для анализа разнообразия сообществ микроорганизмов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кокаева Людмила Юрьевна, 2016 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Абрамова С.Л. Разработка систем идентификации грибов -возбудителей экономически значимых болезней зерновых культур методом ПЦР // Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. — Москва — 2013. — 105 с.

2. Анисимов Б.В., Белов Г.Л., Варицев Ю.А., Еланский С.Н., Журомский Г.К., Завриев С.К., Зейрук В.Н., Иванюк В.Г., Кузнецова М.А., Пляхневич М.П., Пшеченков К.А., Симаков Е.А., Склярова Н.П., Сташевски З.А., Усков А.И., Яшина И.М. Защита картофеля от болезней, вредителей и сорняков — Картофелевод — 2009. — 272 с.

3. Билай В.И., Гвоздяк Р.И., Скрипаль И.Г., Краев В.Г., Элланская И.А., Зирка Т.И., Мурас В.А. Микроорганизмы — возбудители болезней растений /. — Киев: Наук, думка, 1988. — 552 с.

4. Блинцов А.Н., Варицев Ю.А., Усков А.И., Варицева Г.П., Зайцев И.А., Ерохова М.Д., Еланский С.Н., Комаров А.Б., Анисимов Б.В. Новые диагностические тест-системы для иммуноферментного определения возбудителей вирусных и бактериальных болезней картофеля. / В кн.: Состояние и перспективы Инновационного развития современной индустрии картофеля. — Чебоксары: КУП ЧР «Агро-инновации» — 2013. — С76-81.

5. Варицев Ю.А., Мазурин Е.С., Дренова Н.В., Усков А.И., Джалилов Ф.С., Шероколава Н.А. Результаты сравнительного испытания российских и зарубежных тест-систем для выявления латентной инфекции возбудителя кольцевой гнили картофеля // Картофелеводство / сборник науч. трудов. — Минск — 2008. — С. 350-357.

6. Воловик А.С., Кладова А.И. Грибные болезни картофеля // Сборник: Распространение вредителей и болезней сельскохозяйственных культур в РСФСР в 1968 г. и прогноз их появления в 1969 г. — Россельхозиздат, — 1969. — С. 126-129.

7. Воловик А.С., Литун Б.П. Вредоносность заболеваний картофеля // Защита растений — 1975. — Т. 7. — С. 4-5.

8. Воловик А.С., Литун Б.П., Федорова М.И. Вредоносность наиболее распространенных болезней картофеля в РСФСР и экономическая эффективность защитных мероприятий. / Технология производства картофеля (Научные труды). — 1974, — вып. 19. — С. 177-183.

9. Ганнибал Ф. Б. Видовой состав, таксономия и номенклатура возбудителей заболевания альтернариоза листьев картофеля // Лаборатория

165

микологии и фитопатологии им. А. А. Ячевского ВИЗР. История и современность / Под ред. А. П. Дмитриева. СПб.: ВИЗР, —2007. —C. 142148.

10. Ганнибал Ф. Б. Систематика альтернариоидных гифомицетов и их распространение в России. Проблемы микологии и фитопатологии в XXI веке // Материалы международной научной конференции, посвященной 150-летию со дня рождения члена-корреспондента АН СССР, профессора Артура Артуровича Ячевского — Национальная академия микологии, БГС, Дизайн-студия «Дозор» — СПб.: ООО «Копи-Р Групп» — 2013 — С. 62-64.

11. Ганнибал Ф.Б., Орина А.С., Левитин М.М. Альтернариозы сельскохозяйственных культур на территории России // Защита и карантин растений — 2010. — T. 5. — C. 30-32

12. Дорожкин Н.А., Иванюк В.Г. Альтернариевая кислота -биологически активный продукт метаболизма возбудителей ранней сухой пятнистости картофеля // Микология и фитопатология. — 1975.—Т.9. — вып.3.—С. 220-225.

13. Дудка I. O., Тихоненко Ю. Я., Бурдюкова Л. I. Гербофшьшта фшофшьш мшосинузп паразитних мжромщепв в УРСР // Укр. бот. журн. 1990. — Т. 47. — № 4. — С. 5 -9.

14. Дьяков Ю.Т., Еланский С.Н. Общая фитопатология. Учебное пособие — 2016. — 230 с.

15. Дьяков Ю.Т., Еланский С.Н. Популяционная генетика Phytophthora infestans // Микология сегодня. — Национальная академия микологии — 2007 — Т. 1. — C. 107-139.

16. Еланский С.Н., Побединская М.А., Плуталов П.Н., Романова С.С., Кокаева Л.Ю., Александрова А.В. Устойчивость российских штаммов возбудителей альтернариоза картофеля и томата к азоксистробину // Защита картофеля. — 2012. — № 2. — С. 14-19.

17. Зайцева В.А., Сафин Р.И, Экологические особенности совместного развития Phytophthora infestans и Alternaria solani на листьях картофеля // Вестник Казанского ГАУ. — 2007. — №1 (5). — С. 135-138.

18. Захаренко В.А. Тенденции изменения комплексов, видового разнообразия, внутрипопуляционных структур и динамики вредных организмов. — Москва, — 2003. — 31 с.

19. Иванюк В.Г., Банадысев С.А, Журомский Г.К. Защита картофеля от болезней, вредителей и сорняков // Минск., Белпринт. — 2005. — 696 с.

20. Иванюк В.Г., Банадысев С.А., Журомский Г.К. Защита картофеля от болезней, вредителей и сорняков. — Минск: РУП "Белорусский НИИ картофелеводства"— 2003.— 550 с.

21. Иванюк В.Г., Колядко Н.Н.; Ред. Самерсов В.Ф. Болезни и вредители овощных культур - Минск — Ураджай, — 1994. — 351с.

22. Иванюк, В.Г. Банадысев С.А., Журомский Г.К. Защита картофеля от болезней, вредителей и сорняков — Минск:Белпринт— 2005. — 696 с.

23. Казарцев И.А. Молекулярные методы исследования грибных сообществ // Проблемы микологии и фитопатологии в XXI веке, материалы международной научной конференции. — 2013. — С. 72-75

24. Кашйап У., Эпифитная микрофлора Lycopersicon esculbntum hiix. и ее взаимоотношения с Cladospohium /иЬит, Sеptoria lycopersici spsgazzini .и Bothytis cinbrea Pers. — диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. — МГУ им. М.В. Ломоносова — 1977.

25. Козловский Б.Е., Филиппов А.В. Альтернариоз картофеля // Защита и карантин растений —2007—№ 5— С. 27-29.

26. Кокаева Л.Ю., Кокаева З.Г., Березов Ю.И., Еланский С.Н. Молекулярно

— генетические подходы к исследованию фитопатогенного оомицета Phytophthora infestans // Защита картофеля. — 2011. — № 2. — С. 2-8.

27. Кокаева Л.Ю., Побединская М.А., Николаев А.В., Александрова А.В., Еланский С.Н. Видовой состав возбудителей альтернариоза картофеля и томата // Картофелеводство. — 2012. — Т.19. — С. 333-342

28. Кудряшова О.А., Изучение условий биосинтеза экстрацеллюлярных полисахаридов штаммами Aureobasidium pullulans var. aubasidani и A. pullulans var. pullulans : автореферат дис. кандидата биологических наук : 03.00.07 / Санкт-Петербург. гос. хим.-фармацевт. акад. - Санкт-Петербург, 1997. - 22 с.

29. Кузнецова М.А. Болезни картофеля при хранении // Агроном. — 2007.

— №3. — С. 120

30. Лаптинов И.А., Болдырева М.Н. ПЦР-диагностика в России: современное состояние и перспективы развития // Лабораторная диагностика России — 2005. — 63 а

31. Орина А. С. Видовой состав возбудителей альтернариоза пасленовых культур на территории России // Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. —Санкт-Петербург —2011. —26 с.

32. Осницкая Е.А. Болезни овощных культур/ Распространение вредителей и болезней сельскохозяйственных культур в РСФСР в 1967 и прогноз их появления в 1968 году. — М.: Россельхозиздат. — 1968. — С. 120-125.

33. Паластрова О. А. Болезни томата и обоснование мер борьбы с ними в условиях Курганской области // Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук — 2006.

34. Побединская М.А., Плуталов П.Н., Романова С.С., Кокаева Л.Ю., Николаев А.В., Александрова А.В., Еланский С.Н. Устойчивость возбудителей альтернариоза картофеля и томата к фунгицидам // Микология и фитопатология. — 2012. — Т. 46, № 6. — С. 401-408.

35. Поликсенова В.Д. Микозы томата: возбудители заболеваний, устойчивость растений. — БГУ — 2008. — 159 с.

36. Попкова К.В., Шнейдер А.С., Воловик А.С., Шмыгля В.А. Болезни картофеля. — Колос, — 1980. — 304 с.

37. Пугач Н. Б. Научное творчество Р. Коха И Л. Пастера и становление фундаментальной и прикладной микробиологии // Аннали Мечниковського шституту. — 2006. — №. 3. — С. 74-101.

38. Рязанцев Д. Ю., Абрамов Д. Д., Завриев С. К. Диагностика карантинных фитопатогенов методом ПЦР в формате FLASH // Сельскохозяйственная биология. — 2009. — №. 3. — С. 114-117.

39. Рязанцев Д.Ю., Абрамова С.Л., Евстратова С.В., Гагкаева Т.Ю., Завриев С.К. Диагностика токсиногенных грибов рода Fusarium методом FLASH-PCR. // Биоорг. хим. — 2008. — Т. 35. — С. 799-807.

40. Симонян С. А., Барсегян А. М. К познанию фитоценотической роли микромицетов в различных типах растительности Армении // Микол. и фитопатол. — 1974. — Т. 8, — вып. 4. — С. 315 -322.

41. Соколова Л. М., Терешонкова Т. А., Горшкова Н. С., Леунов В. И. Причины увядания гороха овощного в Воронежской области // Защита и карантин растений. — 2013. — №. 2. — С. 41-42

42. Стахеев А.А., Рязанцев Д.Ю., Завриев С.К. Выявление новых генетических маркеров для таксономической характеристики и идентификации грибов рода Fusarium // Биоорг. хим. — Т. 37. — С. 662-671.

43. Сулимова Г.Е., Удина И.Г., Зинченко В.В. Анализ полиморфизма ДНК с использованием метода полимеразной цепной реакции. М.: МАКС Пресс. — 2006. — 77 с

44. Сурина Т. А. Фитофторозные корневые гнили древесных и кустарниковых растений и их диагностика: диссертация кандидата биологических наук: 501.001.46: защищена 24.04.2015. — Москва, 2015. — 163 с.

45. Тимина Л.Т., Енгалычева И. А. Патогенная микобиота на овощных культурах в условиях Центрального региона РФ // Селекция и семеноводство овощных культур. — Москва. — 2014 — Вып. 45. — С.530-539.

46. Хомяков М. Т. О роли отдельных видов грибов в искусственных фитоценозах // Биоценотические связи организмов в насаждениях искусственных фитоценозов. — Кишинёв — 1986. — С. 122 -123.

47. Чумаков А.Е., Захарова Т.И. Вредоносность болезней сельскохозяйственных культур // Агропромиздат. — 1990. — 127 с.

48. Щукина С.А., Горст К.А. Метод T-RFLP: теория и практика : литературный обзор // Животноводство России. — 2011. — N 8. — С. 4-5.

49. Abd-Elsalam K., Bahkali A., Moslem M., Amin O.E., Niessen L. An optimized protocol for DNA extraction from wheat seeds and loop-mediated isothermal amplification (LAMP) to detect Fusarium graminearum contamination of wheat grain // International journal of molecular sciences. — 2011. — V. 12. — №. 6. — P. 3459-3472.

50. Amuji C.F., Uguru M.I., Ogbonna P.E., Ugwuoke K.I., Eze I.E., Mbadianya J.I. Isolation and Identification of Fungal Pathogens associated with tomato genotypes/lines in Nsukka south-eastern Nigeria // microscope. — 2013. — V. 2. — №. 6.

51. Anderson I.C., Cairney J.W.G. Diversity and ecology of soil fungal communities: increased understanding through the application of molecular techniques // Environmental Microbiology. — 2004. — V. 6. — №. 8. — P. 769779.

52. Anderson I.C., Campbell C.D., Prosser J.I. Potential bias of fungal 18S rDNA and internal transcribed spacer polymerase chain reaction primers for estimating fungal biodiversity in soil // Environmental Microbiology. — 2003. — V. 5. — №. 1. — P. 36-47.

53. Anderson N., Szemes M., O'Brien P., De Weerdt M., Schoen C., Boender P., Bonants P. Use of hybridization melting kinetics for detecting Phytophthora species using three-dimensional microarrays: demonstration of a novel concept for the differentiation of detection targets // Mycological research. — 2006. — V. 110. — №. 6. — P. 664-671.

54. Andrews J. H., Hirano S. S. (ed.). Microbial ecology of leaves. — Springer Science & Business Media, — 2012.

55. Anonymous. Index of Plant Diseases in the United States. // U.S.D.A. Agric. Handb. — 1960 —531. p.

56. Arici S. E., Koc N. K. RAPD-PCR analysis of genetic variation among isolates of Fusarium graminearum and Fusarium culmorum from wheat in Adana Turkey // Pakistan journal of biological sciences: PJBS. — 2010. — V. 13. — №. 3. — P. 138-142.

57. Armengol J., Vicent A., Torn C.L., Garcua-Figueres G., Garca-Jimunez T Fungi associated with esca and grapevine declines in Spain. A three-year survey [Vitis vinifera L.] // Phytopathologia Mediterranea (Italy). — 2001. — V. 40. — P. 325-329.

58. Arnold G.R.W. Lista de Hongos Fitopatogenos de Cuba // Ministerio de Cultura Editorial Cientifico-Tecnica. — 1986. — 207 p.

59. Aroca A., Raposo R. PCR-based strategy to detect and identify species of Phaeoacremonium causing grapevine diseases // Applied and Environmental Microbiology. — 2007. — V. 73. — №. 9. — P. 2911-2918.

60. Aroca A., Raposo R., Lunello P. A biomarker for the identification of four Phaeoacremonium species using the P-tubulin gene as the target sequence // Applied microbiology and biotechnology. —2008.—V. 80. — №2. 6. — P. 1131-1140.

61. Attallah Z.K., Bae J., Jansky S.H., Rouse D.I., Stevenson W.R. Multiplex real-time quantitative PCR to detect and quantify Verticillium dahliae colonization in potato lines that differ in response to Verticillium wilt // Phytopathology. — 2007. — V. 97. — №. 7. — P. 865-872.

62. Aulakh K.S., Grover R.K. Use of oils for controlling ripe fruit rots of tomato caused by Phoma destructiva and Curvularia lycopersici // Fao Plant Protect Bull. — 1969. — P. 90-91.

63. Aveskamp M.M., De Gruyter J., Woudenberg J.H.C., Verkley G.J.M., Crous P.W. Highlights of the Didymellaceae: a polyphasic approach to characterise Phoma and related pleosporalean genera // Studies in Mycology. — 2010. — V. 65. — P. 1-60.

64. Baayen R.P., O'Donnell K., Bonants P.J.M., Cigelnik E., Kroon L.P.N.M., Roebroeck E.J.A., Waalwijk C. Gene genealogies and AFLP analyses in the Fusarium oxysporum complex identify monophyletic and nonmonophyletic formae speciales causing wilt and rot disease // Phytopathology. — 2000. — V. 90. — №. 8. — P. 891-900.

65. Badiee P., Gandomi B., Sabz G., Khodami B., Choopanizadeh M., Jafarian H. Evaluation of nested PCR in diagnosis of fungal rhinosinusitis // Iranian Journal of Microbiology. — 2015. — V. 7. — №. 1. — P. 62-66.

66. Bailey A.M., Mitchell D.J., Manjunath K.L., Nolasco G., Niblett C.L. Identification to the species level of the plant pathogens Phytophthora and Pythium by using unique sequences of the ITS1 region of ribosomal DNA as capture probes for PCR ELISA // FEMS microbiology letters. — 2002. — V. 207. — №. 2. — P. 153-158.

67. Bainbridge A., Dickinson C.H. Effect of fungicides on the microflora of potato leaves // Transactions of the British Mycological Society. — 1972. — V. 59. — №. 1. — P. 31-41.

68. Barnes C.W., Szabo L.J. Detection and identification of four common rust pathogens of cereals and grasses using real-time polymerase chain reaction // Phytopathology. — 2007. — V. 97. — №. 6. — P. 717-727.

69. Barnett H.L., Hunter B.B. Illustrated genera of imperfect fungi // Burgess, Minneapolis. — 1972.

70. Bayraktar H., Dolar F. S., Tor M. Determination of genetic diversity within Ascochyta rabiei (Pass.) Labr., the cause of Ascochyta blight of chickpea in Turkey // Journal of Plant Pathology. — 2007. — P. 341-347.

71. Beakes G.W., Glockling S.L., Sekimoto S. The evolutionary phylogeny of the oomycete "fungi" // Protoplasma. — 2012. — V. 249. — №. 1. — P. 3-19.

72. Ben-Daniel B.H., Bar-Zvi D.U.D.Y. Pectate lyase affects pathogenicity in natural isolates of Colletotrichum coccodes and in pelA gene-disrupted and gene-overexpressing mutant lines // Molecular plant pathology. — 2012. — V. 13. — №. 2. — P. 187-197.

73. Bensch K., Groenewald J.Z., Dijksterhuis J., Starink-Willemse M., Andersen B., Summerell B.A., Crous P. W. Species and ecological diversity within the Cladosporium cladosporioides complex (Davidiellaceae, Capnodiales) // Studies in Mycology. — 2010. — V. 67. — P. 1-94.

74. Bilodeau G.J., Pelletier G., Pelletier F., Levesque C.A., Hamelin R.C. Multiplex real-time polymerase chain reaction (PCR) for detection of Phytophthora ramorum, the causal agent of sudden oak death // Canadian Journal of Plant Pathology. — 2009. — V. 31. — №. 2. — P. 195-210.

75. Bindslev L., Oliver R.P., Johansen B. In situ PCR for detection and identification of fungal species // Mycological Research. — 2002. — V. 106. — №. 3. — P. 277-279.

76. Blancard D. Les maladies de la tomate: identifier, connaître, maîtriser. — Editions Quae — 2009. — 91 p.

77. Bobev S. Reference guide for the diseases of cultivated plants — 2009. — 466 p.

78. Borneman J., Hartin R.J. PCR primers that amplify fungal rRNA genes from environmental samples // Applied and environmental microbiology. — 2000. — V. 66. — №. 10. — P. 4356-4360.

79. Brame C., Flood J. Antagonism of Aureobasidium pullulans towards Alternaria solani // Transactions of the British Mycological Society. — 1983. — V. 81. — №. 3. — P. 621-624.

80. Brandfass C., Karlovsky P. Simultaneous detection of Fusarium culmorum and F. graminearum in plant material by duplex PCR with melting curve analysis // BMC microbiology. — 2006. — V. 6. — №. 1. — P. 4.

81. Braun U. The powdery mildews (Erysiphales) of Europe. — VEB Gustav Fischer Verlag, — 1995. — 338 p.

82. Brierley J.L., Stewart J.A., Lees A.K. Quantifying potato pathogen DNA in soil // Applied Soil Ecology. — 2009. — V. 41. — №. 2. — P. 234-238.

83. Buée M., Reich M., Murat C., Morin E., Nillson R.H., Uroz S., Martin F. 454 Pyrosequencing analyses of forest soils reveal an unexpectedly high fungal diversity // New Phytologis V. — 2009. — V. 184. — №. 2. — P. 449-456.

84. Callon C., Delbès C., Duthoit F., Montel M.C. Application of SSCP-PCR fingerprinting to profile the yeast community in raw milk Salers cheeses // Systematic and Applied Microbiology. — 2006. — V. 29. — №. 2. — P. 172-180.

85. Carisse O., Tremblay D.M., Levesque C.A., Gindro K., Ward P., Houde A. Development of a TaqMan real-time PCR assay for quantification of airborne conidia of Botrytis squamosa and management of Botrytis leaf blight of onion // Phytopathology. — 2009. — V. 99. — №. 11. — P. 1273-1280.

86. Causin R., Scopel C., Grendene A., Montecchio L. An improved method for the detection of Phytophthora cactorum (LC) Schröeter in infected plant tissues using SCAR markers // Journal of Plant Pathology. — 2005. — P. 25-35.

87. Cerkauskas R. Pepper diseases: anthracnose — Published by AVRDC — The World Vegetable Center, Publication — 2005. — 609 p.

88. Chaerani R., Voorrips R.E. Tomato early blight (Alternaria solani): the pathogen, genetics, and breeding for resistance // Journal of general plant pathology. — 2006. — V. 72. — №. 6. — P. 335-347.

89. Chen W.Y., Tsay J.G. Differentiation of two powdery mildews of sunflower (Helianthus annuus) by a PCR-mediated method based on ITS sequences // European journal of plant pathology. — 2008. — V. 121. — №. 1. — P. 1-8

90. Chesters C.G.C., Hornby D. Studies on Colletotrichum coccodes: II. Alternative host tests and tomato fruit inoculations using a typical tomato root isolate // Transactions of the British Mycological Society. — 1965. — V. 48. — №. 4. — P. 583-586.

91. Chimento A., Scibetta S., Schena L., Cacciola S.O., Cooke D.E.L. A new method for the monitoring of Phytophthora diversity in soil and water // Journal of Plant Pathology. — 2005. — V. 87. — №. 4. — 290 p.

92. Cho W.D., Shin H.D. List of plant diseases in Korea. Fourth edition // Korean Society of Plant Pathology — 2004 — 779 p.

93. Ciccarese F., Amenduni M., Schiavone D., Cirulli M. Occurrence and inheritance of resistance to powdery mildew (Oidium lycopersici) in Lycopersicon species // Plant Pathology. — 1998. — V. 47. — №. 4. — P. 417-419.

94. Cipriani M.G., Stea G., Moretti A., Altomare C., Mule G., Vurro M. Development of a PCR-based assay for the detection of Fusarium oxysporum strain FT2, a potential mycoherbicide of Orobanche ramosa // Biological Control.

— 2009. — V. 50. — №. 1. — P. 78-84.

95. Crous P.W., Groenewald J.Z., Summerell B.A., Wingfield B.D., Wingfield M.J. Co-occurring species of Teratosphaeria on Eucalyptus // Persoonia. — 2009.

— V. 22. — P. 38.

96. Cullen D.W., Lees A.K., Toth I.K., Duncan J.M. Detection of Colletotrichum coccodes from soil and potato tubers by conventional and quantitative real-time PCR // Plant Pathology. — 2002. — V. 51. — №. 3. — P. 281-292.

97. Dang H.X., Pryor B., Peever T., Lawrence C.B. The Alternaria genomes database: a comprehensive resource for a fungal genus comprised of saprophytes, plant pathogens, and allergenic species // BMC genomics. — 2015. — V. 16. — №. 1. — P. 239.

98. Daval S., Lebreton L., Gazengel K., Guillerm-Erckelboudt A.Y., Sarniguet A. Genetic evidence for differentiation of Gaeumannomyces graminis var. tritici into two major groups // Plant Pathology. — 2010. — V. 59. — №. 1. — P. 165178.

99. Davidson J.A., Hartley D., Priest M., Herdina M.K., McKay A., Scott E.S. A new species of Phoma causes ascochyta blight symptoms on field peas (Pisum

173

sativum) in South Australia // Mycologia. — 2009. — V. 101. — №. 1. — P. 120128.

100. de Hoog G.S., Horré R. Molecular taxonomy of the Alternaria and Ulocladium species from humans and their identification in the routine laboratory // Mycoses. — 2002. — V. 45. — №. 7-8. — P. 259-276.

101. de Wit P.J.G.M., van der Burgt A, Ökmen B, Stergiopoulos I, Abd-Elsalam K.A. The genomes of the fungal plant pathogens Cladosporium fulvum and Dothistroma septosporum reveal adaptation to different hosts and lifestyles but also signatures of common ancestry // PLoS Genetics. — 2012. — V. 8. — №. 11.

102. Demontis M.A., Cacciola S.O., Orru M., Balmas V., Chessa V., Maserti B.E., Mascia L., Raudino F., Quirico G.M.D.S.L., Migheli Q. Development of real-time PCR systems based on SYBR® Green I and TaqMan® technologies for specific quantitative detection of Phoma tracheiphila in infected Citrus // European Journal of Plant Pathology. — 2008. — V. 120. — №. 4. — P. 339-351.

103. DeSantis T.Z., Brodie E.L., Moberg J.P., Zubieta I.X., Piceno Y.M., Andersen G.L. High-density universal 16S rRNA microarray analysis reveals broader diversity than typical clone library when sampling the environment // Microbial ecology. — 2007. — V. 53. — №. 3. — P. 371-383.

104. Dickie I.A., FitzJohn R.G. Using terminal restriction fragment length polymorphism (T-RFLP) to identify mycorrhizal fungi: a methods review // Mycorrhiza. — 2007. — V. 17. — №. 4. — P. 259-270.

105. Dickinson C.H. Interactions of fungicides and leaf saprophytes // Pesticide Science. — 1973. — V. 4. — №. 4. — P. 563-574.

106. Diguta C.F., Rousseaux S., Weidmann S., Bretin N., Vincent B., Guilloux-Benatier M. Alexandre H. Development of a qPCR assay for specific quantification of Botrytis cinerea on grapes // FEMS microbiology letters. — 2010. — V. 313. — №. 1. — P. 81-87.

107. Dik A.J. Interactions among fungicides, pathogens, yeasts, and nutrients in the phyllosphere // Microbial Ecology of Leaves. — Springer New York, — 1991. — P. 412-429.

108. Dillard H.R., Cobb A.C. Survival of Colletotrichum coccodes in infected tomato tissue and in soil // Plant Disease. — 1998. — V. 82. — №. 2. — P. 235238.

109. Drenth A., Wagels G., Smith B., Sebdall B., O'Dwyer C.O., Irvine G., Irwin J.A.G. Development of a DNA-based method for detection and identification of

Phytophthora species // Australasian Plant Pathology. — 2006. — V. 35. — №. 2.

— P. 147-159.

110. Dunaevskii Y.E., Gruban T.N., Belyakova G.A., Beloserskii M.A. Extracellular proteinases of filamentous fungi as potential markers of phytopathogenesis // Microbiologia. — 2006. — V. 75(6).— P. 747-751.

111. Dyer P.S., Furneaux P.A., Douhan G., Murray T.D. A multiplex PCR test for determination of mating type applied to the plant pathogens Tapesia yallundae and Tapesia acuformis // Fungal Genetics and Biology. — 2001. — V. 33. — №. 3. — P. 173-180.

112. Ebbels D.L., Allen D.J. A supplementary and annotated list of plant diseases, pathogens and associated fungi in Tanzania // Phytopathol.Pap — 1979.

— №. 22. — P.1-89

113. Edin E. Species specific primers for identification of Alternaria solani, in combination with analysis of the F129L substitution associates with loss of sensitivity toward strobilurins // Crop Protection. — 2012. — V. 38. — P. 72-73.

114. Edin E., Andersson B. The early blight situation in Sweden — species abundance and strobilurin sensitivity // Proceedings of the 14th EuroBlight Workshop. — Limassol, Cyprus — Wageningen UR, — 2014 — P. 83-84.

115. Elad Y., Williamson B., Tudzynski P., Delen N. Botrytis: biology, pathology and control. — Dordrecht, The Netherlands : Kluwer Academic Publishers — 2004. — P. 1-6.

116. Elansky S., Smirnov A., Dyakov Y., Dolgova A., Filippov A., Kozlovsky B., Kozlovskaya I., Russo P., Smart C., Fry W. Genotypic analysis of Russian isolates of Phytophthora infestans from the Moscow region, Siberia and Far East // Journal of Phytopathology. — 2001. — V. 149. — №. 10. — P. 605-611.

117. Enya J., Ikeda K., Takeuchi T., Horikoshi N., Higashi T. The first occurrence of leaf mold of tomato caused by races 4.9 and 4.9. 11 of Passalora fulva (syn. Fulvia fulva) in Japan // Journal of general plant pathology. — 2009. — V. 75. — №. 1. — P. 76-79.

118. Erwin D.C., Ribeiro O.K. Phytophthora diseases worldwide. — American Phytopathological Society (APS Press) — 1996. — 526 p.

119. Felske A., Akkermans A.D.L., De Vos W.M. Quantification of 16S rRNAs in complex bacterial communities by multiple competitive reverse transcription-PCR in temperature gradient gel electrophoresis fingerprints // Applied and Environmental Microbiology. — 1998. — V. 64. — №. 11. — P. 4581-4587.

120. Fitt B.D.L., Huang Y.J., Bosch F.V.D., West J.S. Coexistence of related pathogen species on arable crops in space and time // Phytopathology. — 2006. — V. 44. — P. 163-182.

121. Fokkema N.J. Lorbeer J.W. Interactions between Alternaria porri and the saprophytic mycoflora of onion leaves // Phytopathology. — 1974. — V. 64. — №. 8. — P. 1128-1133.

122. Fourie G., Steenkamp E.T., Gordon T.R., Viljoen A. Evolutionary relationships among the Fusarium oxysporum f. sp. cubense vegetative compatibility groups // Applied and environmental microbiology. — 2009. — V. 75. — №. 14. — P. 4770-4781.

123. Gannibal P.B., Yli-Mattila T. Morphological and UP-PCR analyses and design of a PCR assay for differentiation of Alternaria infectoria species-group // Mikologiia i fitopatologiia. — 2007. — V. 41. — №. 4. — P. 313.

124. Gannibal Ph.B., Orina A.S., Mironenko N., Levitin M.M. Differentiation of the closely related species, Alternaria solani and A. tomatophila, by molecular and morphological features and aggressiveness // European Journal of Plant Pathology.

— 2014. — V. 139. — №. 3. — P. 609-623.

125. Gaponenko N.I. A survey of fungi in the Bukhara region // Akad. Sa. Uzbekh — 1965. — 113 p.

126. Gardes M., Bruns T. D. ITS primers with enhanced specificity for basidiomycetes-application to the identification of mycorrhizae and rusts // Molecular ecology. — 1993. — V. 2. — №. 2. — P. 113-118.

127. Garrido C., Carbu M., Fernandez-Acero F.J., Boonham N., Colyer A., Cantoral J.M., Budge G. Development of protocols for detection of Colletotrichum acutatum and monitoring of strawberry anthracnose using real-time PCR // Plant Pathology. — 2009. — V. 58. — №. 1. — P. 43-51.

128. Geiser D.M., Jimenez-Gasco M., Kang S., Makalowska I., Veeraraghavan N., Ward T.J., Zhang N., Kuldau G.A., O'Donnell K. FUSARIUM-ID V. 1.0: A DNA sequence database for identifying Fusarium // Molecular Diversity and PCR-detection of Toxigenic Fusarium Species and Ochratoxigenic Fungi. — Springer Netherlands — 2004. — P. 473-479.

129. Gomez-Alpizar L., Saalau E., Picado I., Tambong J.T., Saborio F. A PCR-RFLP assay for identification and detection of Pythium myriotylum, causal agent of the cocoyam root rot disease // Letters in applied microbiology. — 2011.

— V. 52. — №. 3. — P. 185-192.

130. González E., Sutton T. B., Correll J. C. Clarification of the etiology of Glomerella leaf spot and bitter rot of apple caused by Colletotrichum spp. based on morphology and genetic, molecular, and pathogenicity tests // Phytopathology. — 2006. — V. 96. — №. 9. — P. 982-992.

131. Gonzalez M., Pujol M., Metraux J.P., Gonzalez-Garcia V.I.C.E.N.T.E., Bolton M.D., Borrás-Hidalgo O.R.L.A.N.D.O. Tobacco leaf spot and root rot caused by Rhizoctonia solani Kühn // Molecular plant pathology. — 2011. — V. 12. — №. 3. — P. 209-216.

132. Goud J.C., Termorshuizen A.J. Quality of methods to quantify microsclerotia of Verticillium dahliae in soil // European Journal of Plant Pathology. — 2003. — V. 109. — №. 6. — P. 523-534.

133. Gramaje D., Armengol J. Fungal trunk pathogens in the grapevine propagation process: potential inoculum sources, detection, identification, and management strategies // Plant Disease. — 2011. — V. 95. — №. 9. — P. 10401055.

134. Greuter W., Poelt J., Raimondo F. M. (ed.). A Check-list of Sicilian Fungi. — Published under the auspices of OPTIMA by the Herbarium Mediterraneum Panormitanum — 1991. — 222 p.

135. Groenewald S., Van Den Berg N., Marasas W.F., Viljoen A. The application of high-throughput AFLP's in assessing genetic diversity in Fusarium oxysporum f. sp. cubense // Mycological Research. — 2006. — V. 110. — №. 3. — P. 297-305.

136. Grunwald N.J., Martin F.N., Larsen M.M., Sullivan C.M., Press C.M., Coffey M.D., Hansen E.M., Parke J.L. Phytophthora-ID. org: a sequence-based Phytophthora identification tool // Plant Disease. — 2011. — V. 95. — №. 3. — P. 337-342.

137. Guerber J.C., Liu B., Correll J.C., Johnston P.R. Characterization of diversity in Colletotrichum acutatum sensu lato by sequence analysis of two gene introns, mtDNA and intron RFLPs, and mating compatibility // Mycologia. — 2003. — V. 95. — №. 5. — P. 872-895.

138. Guglielmo F., Bergemann S. E., Gonthier P., Nicolotti G., Garbelotto M.A. multiplex PCR-based method for the detection and early identification of wood rotting fungi in standing trees // Journal of Applied Microbiology. — 2007. — V. 103. — №. 5. — P. 1490-1507.

139. Guillemette T., Iacomi-Vasilescu B., Simoneau P. Conventional and realtime PCR-based assay for detecting pathogenic Alternaría brassicae in cruciferous seed // Plant disease. — 2004. — V. 88. — №. 5. — P. 490-496.

140. Guo J.R., Schnieder F., Beyer M., Verreet J.A. Rapid Detection of Mycosphaerella graminicola in Wheat Using Reverse Transcription-PCR Assay // Journal of phytopathology. — 2005. — V. 153. — №. 11-12. — P. 674-679.

141. Guzmán-Plazola R.A., Fajardo-Franco M.L., Coffey M.D. Control of tomato powdery mildew (Leveillula taurica) in the Comarca Lagunera, Coahuila State, Mexico, supported by the spray forecast model Tomato // Crop Protection. — 2011. — V. 30. — №. 8. — P. 1006-1014.

142. Haase A.T., Retzel E.F., Staskus K.A. Amplification and detection of lentiviral DNA inside cells // Proceedings of the National Academy of Sciences. — 1990. — V. 87. — №. 13. — P. 4971-4975.

143. Hanada R.E. Endophytic fungal diversity in Theobroma cacao (cacao) and T. grandiflorum (cupua?u) trees and their potential for growth promotion and biocontrol of black-pod disease // Fungal biology. — 2010. — V. 114. — №. 11.

— P. 901-910.

144. Hanlin R.T. Index to genera and species of ascomycetes described by AP Viegas // Mycotaxon. — 1992. — V. 43. — P. 207-230.

145. Heid C.A., Stevens J., Livak K.J. Williams P.M. Real time quantitative PCR // Genome research. — 1996. — V. 6. — №. 10. — P. 986-994.

146. Hill G.T., Mitkowski N.M., Aldrich-Wolfe L., Emele L.R., Jurkonie D.D., Ficke A. Methods for assessing the composition and diversity of soil microbial communities // Applied soil ecology. — 2000. — V. 15. — №. 1. — P. 25-36.

147. Hitchcock C.J., Chambers S.M., Anderson I.C., Cairney J.W.G. Development of markers for simple sequence repeat-rich regions that discriminate between Pisolithus albus and P. microcarpus // Mycological research. — 2003. — V. 107. — №. 06. — P. 699-706.

148. Hodge K.T., Krasnoff S.B., Humber R.A. Tolypocladium inflatum is the anamorph of Cordyceps subsessilis // Mycologia. — 1996. — P. 715-719.

149. Holdenrieder O., Sieber T.N. Fungal associations of serially washed healthy non-mycorrhizal roots of Picea abies // Mycological Research. — 1992. — V. 96.

— №. 2. — P. 151-156.

150. Hong S.Y., Kang M.R., Cho E.J., Kim H.K., Yun S.H. Specific PCR detection of four quarantine Fusarium species in Korea // The Plant Pathology Journal. — 2010. — V. 26. — №. 4. — P. 409-416.

151. Hooker W. J. Compendium of potato diseases. - International Potato Center,

— 1981. — T. 8. — 125 p.

152. Horton T.R., Bruns T.D. The molecular revolution in ectomycorrhizal ecology: peeking into the black-box // Molecular ecology. — 2001. — V. 10. — №. 8. — P. 1855-1871.

153. Hoshino Y.T. Molecular Analyses of Soil Fungal Community-Methods and Applications. — INTECH Open Access Publisher — 2012. — 27 p.

154. Hoshino Y.T., Morimoto S. Soil clone library analyses to evaluate specificity and selectivity of PCR primers targeting fungal 18S rDNA for denaturing-gradient gel electrophoresis (DGGE) // Microbes and Environments. — 2010. — V. 25. — №. 4. — P. 281-287.

155. Huang J., Kang Z. Detection of Thielaviopsis basicola in soil with real-time quantitative PCR assays // Microbiological research. — 2010. — V. 165. — №. 5.

— p. 411-417.

156. Hughes T.J., Atallah Z.K., Grau C.R. Real-Time PCR Assays for the Quantification of Phialophora gregata f. sp. sojae IGS Genotypes A and B // Phytopathology. — 2009. — V. 99. — №. 9. — P. 1008-1014.

157. Hunger R.M., McIntyre G.A. Occurrence, development, and losses associated with silver scurf and black dot on Colorado potatoes // American Potato Journal. — 1979. — V. 56. — №. 6. — P. 289-306.

158. Hyun J.W., Yi S.H., MacKenzie S.J., Timmer L.W., Kim K.S., Kang S.K., Lim H.C. Pathotypes and genetic relationship of worldwide collections of Elsinoe spp. causing scab diseases of citrus // Phytopathology. — 2009. — V. 99. — №. 6.

— P. 721-728.

159. Inami K., Yoshioka C., Hirano Y., Kawabe M., Tsushima S., Teraoka T., Arie T. Real-time PCR for differential determination of the tomato wilt fungus, Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici, and its races // Journal of General Plant Pathology. — 2010. — V. 76. — №. 2. — P. 116-121.

160. Izzo A.D., Mazzola M. Hybridization of an ITS-based macroarray with ITS community probes for characterization of complex communities of fungi and fungal-like protists // Mycological research. — 2009. — V. 113. — №. 6. — P. 802-812.

161. Jackson J.A. Molecular Approaches to Estimating Soil Fungal Diversity and Community Shifts in in Response to Land-Use Change. — Duke University, 2010.

162. Jelev Z.J., Bobev S.G., Minz D., Maymon M., Freeman S. First report of anthracnose fruit rot caused by Colletotrichum acutatum on pepper and tomato in Bulgaria // Plant Disease. — 2008. — V. 92. — №. 1. — P. 172-172.

163. Jimenez-Fernandez D., Montes-Borrego M., Navas-Cortes J.A., Jimenez-Diaz R.M., Landa B.B. Identification and quantification of Fusarium oxysporum in planta and soil by means of an improved specific and quantitative PCR assay // Applied soil ecology. — 2010. — V. 46. — №. 3. — P. 372-382.

164. Johnson J. Host plants of Thielavia basicola // Journal of Agricultural Research. — 1916. — V. 7. — №. 6. — P. 289.

165. Johnson R.D, Johnson L.J., Kohmoto K., Otani H., Lane C.R., Kodama M., A polymerase chain reaction-based method to specifically detect Alternaria alternata apple pathotype (A. mali), the causal agent of Alternaria blotch of apple // Phytopathology. — 2000. — V. 90. — №. 9. — P. 973-976.

166. Jones R.W., Perez F.G. First report of anthracnose caused by Colletotrichum acutatum on tamarillo in the United States // Studies in Mycology. — 2012. — V. 73. — P. 37-113.

167. Jumpponen A. Soil fungal communities underneath willow canopies on a primary successional glacier forefront: rDNA sequence results can be affected by primer selection and chimeric data // Microbial Ecology. — 2007. — V. 53. — №. 2. — P. 233-246.

168. Jumpponen A. Soil fungal community assembly in a primary successional glacier forefront ecosystem as inferred from rDNA sequence analyses // New Phytologist. — 2003. — V. 158. — №. 3. — P. 569-578.

169. Kamoun S. Molecular genetics of pathogenic oomycetes // Eukaryotic cell.

— 2003. — V. 2. — №. 2. — P. 191-199.

170. Kapsa J.S. Important threats in potato production and integrated pathogen/pest management // Potato research. — 2008. — V. 51. — №. 3-4. — P. 385-401.

171. Kapsa J.S., Osowski J. Host-pathogen interaction between Alternaria species and S. tuberosum under different conditions // PPO Special Report — 2012

— No. 15 — P. 107-113.

172. Kárén O., Nylund J.E. Effects of ammonium sulphate on the community structure and biomass of ectomycorrhizal fungi in a Norway spruce stand in southwestern Sweden // Canadian Journal of Botany. — 1997. — V. 75. — №. 10.

— P. 1628-1642.

173. Karlsson I., Friberg H., Steinberg C., Persson P. Fungicide effects on fungal community composition in the wheat phyllosphere // PLoS ONE — 2014.

174. Kesseli R.V., Paran I., Michelmore R.W. Analysis of a detailed genetic linkage map of Lactuca sativa (lettuce) constructed from RFLP and RAPD markers // Genetics. — 1994. — V. 136. — №. 4. — P. 1435-1446.

175. Kiss L., Takamatsu S., Cunnington J.H. Molecular identification of Oidium neolycopersici as the causal agent of the recent tomato powdery mildew epidemics in North America // Plant Disease. — 2005. — V. 89. — №. 5. — P. 491-496.

176. Kolombet L.V., Kolesova D.A., Chmyr P.G. Diagnostics of phytopathogen infection in agricultural plants as a necessary condition for optimizing current fungicide application technologies // J. of Agricultural Technology. — 2006. — 2.

— P. 99-110.

177. Konstantinova P., Bonants P.J.M., van Gent-Pelzer M.P.E., van der Zouwen P., van den Bulk R. Development of specific primers for detection and identification of Alternaria spp. in carrot material by PCR and comparison with blotter and plating assays // Mycological Research. — 2002. — V. 106. — №. 01.

— P. 23-33.

178. Kowalchuk G.A., Drigo B., Yergeau E.,van Veen J.A. Assessing bacterial and fungal community structure in soil using ribosomal RNA and other structural gene markers // Nucleic acids and proteins in soil. — Springer Berlin Heidelberg, 2006. — P. 159-188.

179. Kox L.F., Brouwershaven I.R., Vossenberg B.T., Beld H.E., Bonants P.J., Gruyter J. Diagnostic values and utility of immunological, morphological, and molecular methods for in planta detection of Phytophthora ramorum // Phytopathology. — 2007. — V. 97. — №. 9. — P. 1119-1129.

180. Kranz J. Vergleichende untersuchungen an Phoma-isolierungen von der Kartoffel (Solanum tuberosum) // Sydowia. — 1963. — V. 16. — №. 1962. — P. 1-40.

181. Kudela V., Krejzar V., Pankova I. Pseudomonas corrugata and Pseudomonas marginalis associated with the collapse of tomato plants in rockwool slab hydroponic culture // Plant Protection Science. — 2010. — V. 46. — №. 1. — P. 1-11.

182. Kuthubutheen A.J., Pugh G.J.F. Effects of fungicides on physiology of phylloplane fungi // Transactions of the British Mycological Society. — 1978. — V. 71. — №. 2. — P. 261-269.

183. Kuzdralinski A., Szczerba H., Tofil K., Filipiak A., Garbarczyk E., Dziadko P. Early PCR-based detection of Fusarium culmorum, F. graminearum, F.

sporotrichioides and F. poae on stem bases of winter wheat throughout Poland // European Journal of Plant Pathology. — 2014. — V. 140. — №. 3. — P. 491-502.

184. Lamichhane J.R., Venturi V. Synergisms between microbial pathogens in plant disease complexes: a growing trend // Frontiers in Plant Science. — 2015. — V. 6. — P. 385.

185. Landgraf A., Reckmann B., Pingoud A. Direct analysis of polymerase chain reaction products using enzyme-linked immunosorbent assay techniques // Analytical biochemistry. — 1991. — V. 198. — №. 1. — P. 86-91.

186. Langrell S.R.H., Glen M., Alfenas A.C. Molecular diagnosis of Puccinia psidii (guava rust)-a quarantine threat to Australian eucalypt and Myrtaceae biodiversity // Plant Pathology. — 2008. — V. 57. — №. 4. — P. 687-701.

187. Larena I., Salazar O., González V., Julián M.C., Rubio V. Design of a primer for ribosomal DNA internal transcribed spacer with enhanced specificity for ascomycetes // Journal of Biotechnology. — 1999. — V. 75. — №. 2. — P. 187-194.

188. Larsen J.E., Hollingsworth C.R., Flor J., Dornbusch M.R., Simpson N.L., Samac D.A. Distribution of Phoma sclerotioides on alfalfa and winter wheat crops in the North Central United States // Plant disease. — 2007. — V. 91. — №. 5. — P. 551-558.

189. Lawrence D.P., Gannibal P.B., Peever T.L., Pryor B.M. The sections of Alternaria: formalizing species-group concepts // Mycologia. — 2013. — V. 105. — №. 3. — P. 530-546.

190. Le May C., Potage G., Andrivon D., Tivoli B., Outreman Y. Plant disease complex: antagonism and synergism between pathogens of the Ascochyta blight complex on pea // Journal of phytopathology. — 2009. — V. 157. — №. 11-12. — P. 715-721.

191. Lees A.K., Sullivan L., Lynott J.S., Cullen D.W. Development of a quantitative real-time PCR assay for Phytophthora infestans and its applicability to leaf, tuber and soil samples // Plant Pathology. — 2012. — V. 61. — P. 867-876.

192. Lees A.K. Hilton A.J. Black dot (Colletotrichum coccodes): an increasingly important disease of potato // Plant Pathology. — 2003. — V. 52. — P. 3-12.

193. Leiminger J., Bäßler E., Knappe C., Bahnweg G., Hausladen H. Quantification of disease progression of Alternaria spp. on potato using real-time PCR // European Journal of Plant Pathology. — 2015. — V. 141. — №. 2. — P. 295-309.

194. Leiminger J.H., Adolf B., Hausladen H. Occurrence of the F129L mutation in Alternaria solani populations in Germany in response to QoI application, and its effect on sensitivity // Plant pathology. — 2014. — V. 63. — №. 3. — P. 640-650.

195. Leorakkar W.M., Navarro B., Lobo M., Tukensreen L.J. Phoma audina var. crystilliniformis, a new pathogen of tomato and potato in Andes // Fito Pathologia

— 1986. — V. 21. — P. 401-408.

196. Levesque C.A., Harlton C.E., de Cock A.W.A.M. Identification of some oomycetes by reverse dot blot hybridization // Phytopathology. — 1998. — V. 88.

— №. 3. — P. 213-222.

197. Lewis Ivey M.L., Nava-Diaz C., Miller S.A. Identification and management of Colletotrichum acutatum on immature bell peppers // Plant disease. — 2004. — V. 88. — №. 11. — P. 1198-1204.

198. Li Y.P., You M., Khan T., Finnegan P.M., Barbetti M.J. First report of Phoma herbarum on field pea (Pisum sativum) in Australia // Plant Disease. — 2014. — V. 98. — №. 6. — P. 790-796.

199. Li Y.P., You M.P., Finnegan P.M., Khan T.N., Lanoiselet V., Eyres N. First report of black spot caused by Boeremia exigua var. exigua on field pea in Australia // Plant Disease. — 2014. — V. 98. — №. 6. — P. 790-796.

200. Lievens B., Claes L., Vakalounakis D.J., Vanachter A.C., Thomma B.P. A robust identification and detection assay to discriminate the cucumber pathogens Fusarium oxysporum f. sp. cucumerinum and f. sp. radicis-cucumerinum // Environmental Microbiology. — 2007. — V. 9. — №. 9. — P. 2145-2161.

201. Lievens B., Thomma B.P.H.J. Recent developments in pathogen detection arrays: implications for fungal plant pathogens and use in practice // Phytopathology. — 2005. — V. 95. — №. 12. — P. 1374-1380.

202. Lim Y., Kim B., Kim C., Jung H.S., Kim B.S., Lee J.H., Chun J. Assessment of soil fungal communities using pyrosequencing // The Journal of Microbiology.

— 2010. — V. 48. — №. 3. — P. 284-289.

203. Lindner D.L., Banik M.T. Effects of cloning and root-tip size on observations of fungal ITS sequences from Picea glauca roots // Mycologia. — 2009. — V. 101. — №. 1. — P. 157-165.

204. Liu P., Wang X.H., Li J.G., Qin W., Xiao C.Z., Zhao X., Liu X.L. Pyrosequencing Reveals Fungal Communities in the Rhizosphere of Xinjiang Jujube // BioMed research international. — 2015. — V. 2015.

205. Liu Y.L., Xi P.G., He X.L., Jiang Z.D. Phialophora avicenniae sp. no V. , a new endophytic fungus in Avicennia marina in China // Mycotaxon. — 2013. — V. 124. — №. 1. — P. 31-37.

206. Long A.A. In-situ polymerase chain reaction: foundation of the technology and today's options // European journal of histochemistry: EJH. — 1997. — V. 42.

— №. 2. — P. 101-109.

207. Lord N.S., Kaplan C.W., Shank P., Kitts C.L., Elrod S.L. Assessment of fungal diversity using terminal restriction fragment (TRF) pattern analysis: comparison of 18S and ITS ribosomal regions // FEMS Microbiology Ecology. —

2002. — V. 42. — №. 3. — P. 327-337.

208. Lumini E., Orgiazzi A., Borriello R., Bonfante P., Bianciotto V. Disclosing arbuscular mycorrhizal fungal biodiversity in soil through a land-use gradient using a pyrosequencing approach // Environmental Microbiology. — 2010. — V. 12. — №. 8. — P. 2165-2179.

209. Luo Y., Ma Z., Reyes H., Morgan D., Michailides T. Using real-time PCR to survey frequency of azoxystrobin-resistant allele G143A in Alternaria populations from almond and pistachio orchards in California // Pesticide biochemistry and physiology. — 2007. — V. 88. — №. 3. — P. 328-336.

210. Lyons J.I., Newell S.Y., Buchan A., Moran M.A. Diversity of ascomycete laccase gene sequences in a southeastern US salt marsh // Microbial Ecology. —

2003. — V. 45. — №. 3. — P. 270-281.

211. Ma Z., Michailides T.J. An Allele-specific PCR Assay for Detecting Azoxystrobin-resistant Alternaria Isolates from Pistachio in California // Journal of Phytopathology. — 2004. — V. 152. — №. 2. — P. 118-121.

212. Mahadevakumar S., Jayaramaiah K.M., Janardhana G.R. First Report of Leaf Spot Disease Caused by Epicoccum nigrum on Lablab purpureus in India // Plant Disease. — 2014. — V. 98. — №. 2. — P. 284-284.

213. Majer D., Lewis B.G., Mithen R. Genetic variation among field isolates of Pyrenopeziza brassicae // Plant Pathology. — 1998.—V. 47. — №. 1. — P. 22-28.

214. Manter D.K., Vivanco J.M. Use of the ITS primers, ITS1F and ITS4, to characterize fungal abundance and diversity in mixed-template samples by qPCR and length heterogeneity analysis // Journal of Microbiological Methods. — 2007.

— V. 71. — №. 1. — P. 7-14.

215. Mareli J.P. Solanum lycopersicum as a Model System to Study Pathogenicity Mechanisms of Moniliophthora Perniciosa, the Causal Agent of Witches' Broom Disease of Theobroma Cacao. — ProQuest — 2008. — 178 p.

216. Martin K.J., Rygiewicz P.T. Fungal-specific PCR primers developed for analysis of the ITS region of environmental DNA extracts // BMC microbiology.

— 2005. — V. 5. — №. 1. — P. 28.

217. Martin M.T., Cobos R. Identification of fungi associated with grapevine decline in Castilla y León (Spain) // Phytopathologia Mediterranea. — 2007. — V. 46. — №. 1. — P. 18-25.

218. Martin F.N., Tooley P.W., Blomquist C. Molecular detection of Phytophthora ramorum and a Phytophthora ilicis-like species associated with sudden oak death in California // Phytopathology. — 2004. — V. 94. — P. 621631.

219. Mathur R.S. The Coelomycetes of India // The Coelomycetes of India. — 1979. - 460 p.

220. Matsuda Y., Sameshima T., Moriura N., Inoue K., Nonomura T., Kakutani K., Nishimura H., Kusakari S., Tamamatsu S., Toyoda H. Identification of individual powdery mildew fungi infecting leaves and direct detection of gene expression by single conidium polymerase chain reaction // Phytopathology. — 2005. — V. 95. — №. 10. — P. 1137-1143.

221. May L.A., Smiley B., Schmidt M.G. Comparative denaturing gradient gel electrophoresis analysis of fungal communities associated with whole plant corn silage // Canadian Journal of Microbiology. —2001.—V. 47. — №. 9. — P. 829-841.

222. McColloch L.P. A study of the apple rot fungus Phialophora malorum // Mycologia. — 1944. — P. 576-590.

223. McKay G.J., Brown A.E., Bjourson A.J., Mercer P.C. Molecular characterisation of Alternaria linicola and its detection in linseed // European Journal of Plant Pathology. — 1999. — V. 105. — №. 2. — P. 157-166.

224. McMullen M.P., Bergstrom G.C., De Wolf E., Dill-Macky R., Hershman D., Shaner G. A unified effort to fight an enemy of wheat and barley: Fusarium head blight // Plant Disease. — 2012. — V. 96. — №. 12. — P. 1712-1728.

225. Mendes M.A.S., da Silva V. L., Dianese J.C. Fungos em plantas no Brasil.

— Servifo de Produ? ao de Informa? ao. — 1998. — 555 p.

226. Meng J., Wang Y. Rapid detection of Phytophthora nicotianae in infected tobacco tissues and soil samples based on its Ypt1 gene // Journal of phytopathology. — 2010. — V. 158. — №. 1. — P. 1-7.

227. Mercado Sierra A. Hifomicetes Demaciaceos de Sierra del Rosario, Cuba // Editorial Academica Havana. — 1984. — 181 p.

228. Meudt H.M., Clarke A.C. Almost forgotten or latest practice? AFLP applications, analyses and advances // Trends in plant science. — 2007. — V. 12.

— №. 3. — P. 106-117.

229. Midorikawa G.E.O., Pinheiro M.R.R., Vidigal B.S., Arruda M.C., Costa F.F., Pappas G.J.Jr., Ribeiro S.G., Freire F., Miller R.N.G. Characterization of Aspergillus flavus strains from Brazilian Brazil nuts and cashew by RAPD and ribosomal DNA analysis // Letters in applied microbiology. — 2008. — V. 47. — №. 1. — P. 12-18.

230. Minerdi D., Moretti M., Li Y., Gaggero L., Garibaldi A., Gullino M.L. Conventional PCR and real time quantitative PCR detection of Phytophthora cryptogea on Gerbera jamesonii // European journal of plant pathology. — 2008.

— V. 122. — №. 2. — P. 227-237.

231. Mirzaei S., Goltapeh E.M., Shams-Bakhsh M., Safaie N. Identification of Botrytis spp. on plants grown in Iran // Journal of phytopathology. — 2008. — V. 156. — №. 1. — P. 21-28.

232. Möhlenhoff P., Müller L., Gorbushina A.A., Petersen K. Molecular approach to the characterisation of fungal communities: methods for DNA extraction, PCR amplification and DGGE analysis of painted art objects // FEMS microbiology letters. — 2001. — V. 195. — №. 2. — P. 169-173.

233. Monaco C.I., Alippi H., Mittidieri I., Nico A.I. Saprophytic fungi on tomato phylloplane: effect of fungicides and leaf position on abundance, composition and diversity // Acta Agronomica Hungarica. — 2001. — V. 49. — №. 3. — P. 243250.

234. Morgan-Jones G., Burch K. B. Studies in the genus Phoma. XI. Concerning Phoma lycopersici, the anamorph of Didymella lycopersici, causal organism of stem canker and fruit rot of tomato // Mycotaxon. — 1988.—V. 32. — P. 133-142.

235. Mouekouba L.D.O., Zhang Z.Z., Olajide E.K., Wang A.J., Wang A-X. Biological Control of Botrytis cinerea in Tomato Leaves. — International Conference on Agriculture and Biotechnology IPCBEE — 2013 — V. 60, P. 64-68

236. Moura M.L., Jacques L.A., Brito L.M., Mourao I.M., Duclos J. Tomato pith necrosis (TPN) caused by P. corrugata and P. mediterranea: severity of damages and crop loss assessment // I International Symposium on Tomato Diseases 695. — 2004. — P. 365-372.

237. Mugnai L., Graniti A., Surico G. Esca (black measles) and brown wood-streaking: two old and elusive diseases of grapevines // Plant disease. — 1999. — V. 83. — №. 5. — P. 404-418.

238. Mulenko W., Majewski T., Ruszkiewicz-Michalska M. A preliminary checklist of micromycetes in Poland. — W. Szafer Institute of Botany, Polish Academy of Sciences. — 2008. — P. 752.

239. Muyzer G., De Waal E.C., Uitterlinden A.G. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA // Applied and environmental microbiology. — 1993. — V. 59. — №. 3. — P. 695-700.

240. Nanayakkara U.N., Singh M., Al-Mugharabi K.I., Peters R.D. Detection of Phytophthora erythroseptica in above-ground potato tissues, progeny tubers, stolons and crop debris using PCR techniques // American journal of potato research. — 2009. — V. 86. — №. 3. — P. 239-245.

241. Narayanasamy P. Microbial Plant Pathogens-Detection and Disease Diagnosis: Fungi. — Springer Science Business Media, — 2010.—V. 1.—290 p.

242. Nicolaisen M., Justesen A.F., Thrane U., Skouboe P., Holmstrom K. An oligonucleotide microarray for the identification and differentiation of trichothecene producing and non-producing Fusarium species occurring on cereal grain // Journal of Microbiological Methods. —2005.—V. 62. — №. 1. — P. 57-69.

243. Nikolic B., Schwab H., Sessitsch A. Metagenomic analysis of the 1-aminocyclopropane-1-carboxylate deaminase gene (acdS) operon of an uncultured bacterial endophyte colonizing Solanum tuberosum L // Archives of microbiology.

— 2011. — V. 193. — №. 9. — P. 665-676.

244. Nishimura S., Kohmoto K. Host-specific toxins and chemical structures from Alternaria species // Annual review of phytopathology. — 1983. — V. 21. — №. 1. — P. 87-116.

245. Nocker A., Burr M., Camper A.K. Genotypic microbial community profiling: a critical technical review // Microbial ecology. — 2007. — V. 54. — №. 2. — P. 276-289.

246. Notomi T., Okayama H., Masubuchi H., Yonekawa T., Watanabe K., Amino N. Hase T. Loop-mediated isothermal amplification of DNA // Nucleic acids research. — 2000. — V. 28. — №. 12. — P. 1-7.

247. Nuovo G.J. PCR in situ hybridization: protocols and applications. — Raven Press — 1994. — №. Ed. 2.

248. Nuovo G.J., MacConnell P., Forde A., Delvenne P. Detection of human papillomavirus DNA in formalin-fixed tissues by in situ hybridization after amplification by polymerase chain reaction // The American journal of pathology.

— 1991. — V. 139. — №. 4. — P. 847.

249. O'Callaghan M., Gerard E.M., Waipara N.W., Young S.D., Glare T.R., Barrell P.J., Conner A.J. Microbial communities of Solanum tuberosum and magainin-producing transgenic lines // Plant and soil. — 2005. — V. 266. — №. 12. — P. 47-56.

250. Okubara P.A., Schroeder K.L., Paulitz T.C. Identification and quantification of Rhizoctonia solani and R. oryzae using real-time polymerase chain reaction // Phytopathology. — 2008. — V. 98. — №. 7. — P. 837-847.

251. Okubo A., Sugiyama S. Comparison of molecular fingerprinting methods for analysis of soil microbial community structure // Ecological research. — 2009. — V. 24. — №. 6. — P. 1399-1405.

252. Otani Y. Studies on the black root rot disease caused by Thielaviopsis basicola (Berk. & Br.) Ferraris // Bulletin Okayama Tobacco Experiment Station. — 1962. — V. 23. — P. 1-118.

253. Ottesen A, Pena A, White J, Pettengill J, Li C, Allard S, Rideout S, Allard M, Hill T, Evans P, Strain E, Musser S, Knight R, Brown E. Baseline survey of the anatomical microbial ecology of an important food plant: Solanum lycopersicum (tomato) // BMC microbiology. — 2013. — V. 13. — №. 1. — P. 114.

254. Pace M. A., Campbell R. The effect of saprophytes on infection of leaves of Brassica spp. by Alternaria brassicicola // Transactions of the British Mycological Society. — 1974. — V. 63. — №. 1. — P. 193-196.

255. Padmanabhan R, Mohanraj D, Alexander K.C., Jothi R. Early and rapid detection of sugarcane smut by histological/immunological methods // Detection of Plant Pathogens and Their Management. — 1995. — P. 344-356.

256. Pan L., Ash G.J., Ahn B., Watson A.K. Development of strain specific molecular markers for the Sclerotinia minor bioherbicide strain IMI 344141 // Biocontrol Science and Technology. — 2010. — V. 20. — №. 9. — P. 939-959.

257. Pannecoucque J., Höfte M. Detection of rDNA ITS polymorphism in Rhizoctonia solani AG 2-1 isolates // Mycologia. — 2009. — V. 101. — №. 1. — P. 26-33.

258. Park J., Park B., Veeraraghavan N., Blair J.E., Geiser D.M., Isard S., Mansfield M.A., Nikolaeva E., Park S.-Y., Russo J., Kim S.H., Greene M., Ivors K.L., Balci Y., Peiman M., Erwin D.C., Coffey M.D., Jung K., Lee Y.-H., Rossman A., Farr D., Cline E., Grunwald N.J., Luster D.G., Schrandt J., Martin F., Ribeiro O.K., Makalowska I., Kang S. Phytophthora database: a forensic database supporting the identification and monitoring of Phytophthora // Plant disease. — 2008. — V. 92. — №. 6. — P. 966-972.

259. Park B., Park J., Cheong K-C., Choi J., Jung K., Kim D., Lee Y.H., Ward T.J., O'Donnell K., Geiser D.M., Kang S. Cyber infrastructure for Fusarium: three integrated platforms supporting strain identification, phylogenetics, comparative genomics and knowledge sharing // Nucleic acids research. — 2010. — V. 39, Supplement. 1, — P. 640-646.

260. Pavón M.Á., Luna A., de la Cruz S., González I., Martín R., García T. PCR-based assay for the detection of Alternaria species and correlation with HPLC determination of altenuene, alternariol and alternariol monomethyl ether production in tomato products // Food Control. — 2012.—V. 25. — №2. 1. — P. 45-52.

261. Peever T.L., Su G., Carpenter-Boggs L., Timmer L.W. Molecular systematics of citrus-associated Alternaria species // Mycologia. — 2004. — V. 96. — №. 1. — P. 119-134.

262. Petrosino J.F., Highlander S., Luna R.A., Gibbs R.A. Versalovic J. Metagenomic pyrosequencing and microbial identification // Clinical chemistry. — 2009. — V. 55. — №. 5. — P. 856-866.

263. Porter-Jordan K., Rosenberg E.I., Keiser J.F., Gross J.D., Ross A.M., Nasim S., Garrett C.T. Nested polymerase chain reaction assay for the detection of cytomegalovirus overcomes false positives caused by contamination with fragmented DNA // Journal of medical virology. — 1990.—V. 30. — №2. 2. — P. 85-91.

264. Prospero S., Black J.A., Winton L.M. Isolation and characterization of microsatellite markers in Phytophthora ramorum, the causal agent of sudden oak death // Molecular Ecology Notes. — 2004. — V. 4. — №. 4. — P. 672-674.

265. Pryor B.M., Michailides T.J. Morphological, pathogenic, and molecular characterization of Alternaria isolates associated with Alternaria late blight of pistachio // Phytopathology. — 2002. — V. 92. — №. 4. — P. 406-416.

266. Qin L., Fu Y., Xie J., Cheng J., Jiang D., Li G., Huang J. A nested-PCR method for rapid detection of Sclerotinia sclerotiorum on petals of oilseed rape (Brassica napus) // Plant pathology. — 2011. — V. 60. — №. 2. — P. 271-277.

267. Radisek S., Jakse J., Javornik B. Development of pathotype-specific SCAR markers for detection of Verticillium albo-atrum isolates from hop // Plant disease. — 2004. — V. 88. — №. 10. — P. 1115-1122.

268. Rai B., Singh D.B. Antagonistic activity of some leaf surface microfungi against Alternaría brassicae and Drechslera gramínea // Transactions of the British Mycological Society. — 1980. — V. 75. — №. 3. — P. 363-369.

269. Raid R.N. Pennypacker S.P. Weeds as hosts for Colletotrichum coccodes // Plant disease. — 1987. — V. 71. — №. 7. — P. 643-646.

270. Ranjard L., Poly F., Mougel C., Thioulouse J., Nazaret S. Characterization of bacterial and fungal soil communities by automated ribosomal intergenic spacer analysis fingerprints: biological and methodological variability // Applied and environmental microbiology. — 2001. — V. 67. — №. 10. — P. 4479-4487.

271. Read P.J., Hide G.A. Development of black dot disease (Colletotrichum coccodes (Wallr.) Hughes) and its effects on the growth and yield of potato plants // Annals of applied Biology. — 1995. — V. 127. — №. 1. — P. 57-72.

272. Rizatto S., Rizatto S., de Araujo Batista C.E., Bajay M.M., Sigrist M.S., Ito M. F., Monteiro M., Zucchi M.I. A new set of microsatellite markers for the genetic characterization of Ceratocystis fmbriata, an economically important plant pathogen // Conservation Genetics Resources. — 2010. — V. 2. — №. 1. — P. 5558.

273. Roberts R.G. Alternaria yaliinficiens sp. nov. on Ya Li pear fruit: from interception to identification // Plant disease. —2005.—V. 89. — №. 2. — P. 134-145.

274. Roesch L.F.W., Fulthorpe R.R., Riva A., Casella G., Hadwin A.K.M., Kent A.D., Daroub S.H., Camargo F.A.O., Farmerie W.G., Triplett E.W. Pyrosequencing enumerates and contrasts soil microbial diversity // The ISME journal. — 2007. — V. 1. — №. 4. — P. 283-290.

275. Romero F.M., Marina M., Pieckenstain F.L. The communities of tomato (Solanum lycopersicum L.) leaf endophytic bacteria, analyzed by 16S-ribosomal RNA gene pyrosequencing // FEMS microbiology letters. — 2014. — V. 351. — №. 2. — P. 187-194.

276. Ronaghi M., Karamohamed S., Pettersson B., Uhlen M., Nyren P. Real-time DNA sequencing using detection of pyrophosphate release // Analytical biochemistry. — 1996. — V. 242. — №. 1. — P. 84-89.

277. Rosenzweig N., Olaya G., Atallah Z.K., Cleere S., Stanger C., Stevenson W.R. Monitoring and tracking changes in sensitivity to azoxystrobin fungicide in Alternaria solani in Wisconsin // Plant Disease. — 2008. — V. 92. — №. 4. — P. 555560.

278. Rotem J. The genus Alternaria: biology, epidemiology, and pathogenicity. — St. Paul: APS Press — 1994. — 326 p.

279. Sagar V., Sugha S.K. Role of individual and combined inocula on the development of pea root rot // Indian Phytopathology. — 1997.—V. 50. — №. 4. — P. 499-503.

280. Saiki R.K. Amplification of genomic DNA // PCR protocols: A guide to methods and applications. — 1990. — V. 2. — P. 13-20.

281. Samuelian S.K., Greer L.A., Savocchia S., Steel C.C. Detection and monitoring of Greeneria uvicola and Colletotrichum acutatum development on grapevines by real-time PCR // Plant Disease. — 2011.—V. 95. — №. 3. — P. 298-303.

282. Sanju S., Thakur A., Siddappa S., Sreevathsa R., Srivastava N., Shukla P., Singh B.P. Pathogen virulence of Phytophthora infestans: from gene to functional genomics // Physiol Mol Biol Plants. — 2013. — V. 19 — № 2. — P. 165-177.

283. Sarbhoy A.K., Lal G., Varshney J.L. Fungi of India (1967-71) // Fungi of India- 1971. — Navyug Traders, New Delhi — 148 p.

284. Schena L., Cooke D.E.L. Assessing the potential of regions of the nuclear and mitochondrial genome to develop a "molecular tool box" for the detection and characterization of Phytophthora species // Journal of Microbiological Methods. — 2006. — V. 67. — №. 1. — P. 70-85.

285. Schmidt H., Taniwaki M.H., Vogel R.F., Niessen L. Utilization of AFLP markers for PCR-based identification of Aspergillus carbonarius and indication of its presence in green coffee samples // Journal of Applied Microbiology. — 2004.

— V. 97. — №. 5. — P. 899-909.

286. Schmidt O., Moreth U. Identification of the dry rot fungus, Serpula lacrymans, and the wild merulius, S. himantioides, by amplified ribosomal DNA restriction analysis (ARDRA) // Holzforschung. — 1999. — V. 53. — №. 2. — P. 123128.

287. Schol-Schwarz M.B. The genus Epicoccum Link // Transactions of the British Mycological Society. — 1959. — V. 42. — №. 2. — P. 149-173.

288. Schumm J.W. Knowlton R.G., Braman J.C., Barker D.F., Botstein D., Akots G., Rediker K. Identification of more than 500 RFLPs by screening random genomic clones // American journal of human genetics. — 1988. — V. 42. — №. 1. — P. 143-159.

289. Seifert K.A. The genera of Hyphomycetes. — Utrecht : CBS-KNAW Fungal Biodiversity Centre — 2011. — 997 p.

290. Sequerra J., Marmeisse R., Valla G., Normand P., Capellano A., Moiroud A. Taxonomic position and intraspecific variability of the nodule forming Penicillium nodositatum inferred from RFLP analysis of the ribosomal intergenic spacer and random amplified polymorphic DNA // Mycological Research. — 1997. — V. 101.

— №. 04. — P. 465-472.

291. Shaw D.E. Microorganisms in Papua New Guinea // Research Bulletin, Department of Primary Industry, Papua New Guinea. — 1984. — №. 33. — 344 p.

292. Sheridan G.E.C., Masters C.I., Shallcross J.A., Mackey B.M. Detection of mRNA by Reverse Transcription-PCR as an Indicator of Viability in Escherichia coli Cells // Applied and Environmental Microbiology. — 1998. — V. 64. — №. 4.

— P. 1313-1318.

293. Shew H.D., Meyer J.R. Thielaviopsis // Methods for Research on Soilborne Phytopathogenic Fungi. — The American Phytopathological Society, St. Paul, MN. — 1992. — P. 171-174.

294. Silvar C., Diaz J., Merino F. Real-time polymerase chain reaction quantification of Phytophthora capsici in different pepper genotypes // Phytopathology. — 2005. — V. 95. — №. 12. — P. 1423-1429.

295. Simmons E.G. Alternaria taxonomy: current status, viewpoint, challenge // Alternaria: biology, plant diseases, and metabolites — 1992. — P. 1-36.

296. Simmons E.G. Alternaria themes and variations (236-243): host-specific toxin producers // Mycotaxon. — 1999. — V. 70. — P. 325-369.

297. Simmons E.G. Alternaria themes and variations (244-286) species on Solanaceae // Mycotaxon. — 2000. — V. 75. — P. 1-115.

298. Simmons E.G. Alternaria: An Indentification Manual // CBS Fungal Biodiversity Centre. — Utrecht, Netherlands. — 2007. — 780 p.

299. Smit E., Leeflang P., Glandorf B., van Elsas J.D., Wernars K. Analysis of fungal diversity in the wheat rhizosphere by sequencing of cloned PCR-amplified genes encoding 18S rRNA and temperature gradient gel electrophoresis // Applied and Environmental Microbiology. — 1999. — V. 65. — №. 6. — P. 2614-2621.

300. Somai B.M., Keinath A.P., Dean R.A. Development of PCR-ELISA for detection and differentiation of Didymella bryoniae from related Phoma species // Plant Disease. — 2002. — V. 86. — №. 7. — P. 710-716.

301. Soyer J.L., El Ghalid M., Glaser N., Ollivier B., Linglin J. Epigenetic control of effector gene expression in the plant pathogenic fungus Leptosphaeria maculans // PLoS Genetics. — 2014. — V. 10. — №. 3.

302. Stewart J.E., Kim M.S., James R.L., Dumroese R.K., Klopfenstein N.B. Molecular characterization of Fusarium oxysporum and Fusarium commune isolates from a conifer nursery // Phytopathology. — 2006. — V. 96. — №. 10. — P. 1124-1133.

303. Stringari D. High molecular diversity of the fungus Guignardia citricarpa and Guignardia mangiferae and new primers for the diagnosis of the citrus black spot // Brazilian Archives of Biology and Technology. — 2009. — V. 52. — №. 5.

— P. 1063-1073.

304. Sun Y.L., Park W.G., Oh H.K., Hong S.K. Plant-specific primers for the amplification of the nrDNA ITS region in fungus-associated Pulsatilla species // Journal of Medicinal Plants Research.—2013.—V. 7. — №. 27. — P. 1969-1978.

305. Sutton B.C. Mitosporic fungi from Malawi // Mycol. Pap. — 1993. — V. 167 — P. 1-93.

306. Taheri P. Genetic Diversity of Thanatephorus cucumeris Infecting Tomato in Iran // Journal of Phytopathology. — 2015. — V. 163. — №. 1. — P. 19-32.

307. Tai F.L. Sylloge Fungorum Sinicorum // Sylloge fungorum Sinicorum — 1979 — 1527 p.

308. Takamatsu S., Nakano M., Yokota H., Kunoh H. Detection of Rhizoctonia solani AG-2-2-IV, the causal agent of large patch of Zoysiagrass, using plasmid DNA as probe. // Annals of the Phytopathological Society of Japan. — 1998. — V. 64. — No.5 — 451 p.

309. Tegge V., Stammler G. Early Blight: Pathogenicity of Alternaria solani and Alternaria alternata and fungicidal activity // PPO Special Report —2014— No. 16. — P. 271-273.

310. Telias A, White J.R., Pahl D.M., Ottesen A.R., Walsh C.S. Bacterial community diversity and variation in spray water sources and the tomato fruit surface // BMC microbiology. — 2011. — V. 11. — №. 1. — P. 81.

311. Tewoldemedhin Y.T., Mazzola M., Botha W.J., Spies C.F.J., McLeod A. Characterization of fungi (Fusarium and Rhizoctonia) and oomycetes (Phytophthora and Pythium) associated with apple orchards in South Africa // European Journal of Plant Pathology. — 2011. — V. 130. — №. 2. — P. 215-229.

312. Thanassoulopoulos C.C., Giapanoglou E. Two new and unusal dry rots of stored potatoes in Greece // Plant Disease. — 1994. — V. 78. — №. 9. — 924 p.

313. Thomma B.P., Van Esse H.P., Crous P.W., De Wit P.J.G.M. Cladosporium fulvum (syn. Passalora fulva), a highly specialized plant pathogen as a model for functional studies on plant pathogenic Mycosphaerellaceae // Molecular plant pathology. — 2005. — V. 6. — №. 4. — P. 379-393.

314. Thorn G. The fungi in soil // Modern soil microbiology. — 1997. — P. 63-127.

315. Tomlinson J.A., Barker I., Boonham N. Faster, simpler, more-specific methods for improved molecular detection of Phytophthora ramorum in the field // Applied and Environmental Microbiology. —2007.—V. 73. — №. 12. — P. 4040-4047.

316. Tomlinson J.A., Dickinson M.J., Boonham N. Rapid detection of Phytophthora ramorum and P. kernoviae by two-minute DNA extraction followed

by isothermal amplification and amplicon detection by generic lateral flow device // Phytopathology. — 2010. — V. 100. — №. 2. — P. 143-149.

317. Tooley P.W., Bunyard B.A.,Carras M.M., Hatziloukas E. Development of PCR primers from internal transcribed spacer region 2 for detection of Phytophthora species infecting potatoes // Applied and Environmental Microbiology. — 1997. — V. 63. — №. 4. — P. 1467-1475.

318. Tooley P.W., Hatziloukas E., Scott D.L., Carras M.M. Use of ligase chain reaction for enhanced detection of Phytophthora infestans // Canadian journal of plant pathology. — 2002. — V. 24. — №. 3. — P. 294-301.

319. Torsvik V., Daae F.L., Sandaa R.A., Ovreás L. Novel techniques for analysing microbial diversity in natural and perturbed environments // Journal of biotechnology. — 1998. — V. 64. — №. 1. — P. 53-62.

320. Tozze Júnior H.J., Firmino A.C., Fischer I.H., Furtado E.L., Massola Júnior N.S. Characterization of Colletotrichum spp. isolates associated with fruit trees in the state of Sao Paulo // Summa Phytopathologica. — 2015. — V. 41. — №. 4. — P. 270-280.

321. Tran H.S., You M., Li Y., Khan T.N., Barbetti M.J. First report ofPhoma herbarum on field pea (Pisum sativum) in Australia // Plant Disease. — 2014. — V. 98. — №. 6. — P. 790-796.

322. Tsror L., Erlich O., Hazanovsky M. Effect of Colletotrichum coccodes on potato yield, tuber quality, and stem colonization during spring and autumn // Plant disease. — 1999. — V. 83. — №. 6. — P. 561-565.

323. Vainio E.J., Hantula J. Direct analysis of wood-inhabiting fungi using denaturing gradient gel electrophoresis of amplified ribosomal DNA // Mycological research. — 2000. — V. 104. — №. 08. — P. 927-936.

324. Valueva T.A., Kudryavtseva N.N., Sofyin A.V., Zaitchik B.T., Pobedinskaya M.A. Serine Exoproteinases Secreted by the Pathogenic Fungi of Alternaria Genus. // J Plant Pathology and Microbiology — 2015 — V. 6. — P. 272-274.

325. van den Heuvel J. Effects of Aureobasidium pullulans on numbers of lesions on dwarf bean leaves caused by Alternaria zinniae // Netherlands Journal of Plant Pathology. — 1969. — V. 75. — №. 5. — P. 300-307.

326. van Doorn R., Slawiak M., Szemes M., Dullemans A.M., Bonants P., Kowalchuk G.A., Schoen C.D. Robust detection and identification of multiple oomycetes and fungi in environmental samples by using a novel cleavable padlock

probe-based ligation detection assay // Applied and environmental microbiology.

— 2009. — V. 75. — №. 12. — P. 4185-4193.

327. van Elsas J.D., Duarte G.F., Keijzer-Wolters A.C., Smit E. Analysis of the dynamics of fungal communities in soil via fungal-specific PCR of soil DNA followed by denaturing gradient gel electrophoresis // Journal of microbiological methods. — 2000. — V. 43. — №. 2. — P. 133-151.

328. Vancov T., Keen B. Amplification of soil fungal community DNA using the ITS86F and ITS4 primers // FEMS microbiology letters. — 2009. — V. 296. — №. 1. — P. 91-96.

329. Viaud M., Pasquier A., Brygoo Y. Diversity of soil fungi studied by PCR-RFLP of ITS // Mycological Research. —2000.—V. 104. — №. 09. — P. 1027-1032.

330. Vichova J., Stankova B., Pokorny R. First report of Colletotrichum acutatum on tomato and apple fruits in the Czech Republic // Plant Disease. — 2012. — V. 96. — №. 5. — P. 769-769.

331. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., van de Lee T., Hornes M., Frijters A., Pot J., Peleman J., Kuiper M. AFLP: a new technique for DNA fingerprinting // Nucleic acids research. — 1995. — V. 23. — №. 21. — P. 44074414.

332. Waller J.M., Bailey J.A., Jeger M.J. Colletotrichum diseases of perennial and other cash crops // Colletotrichum: biology, pathology and control. — 1992. — P. 167-185.

333. Wani A.H. An overview of the fungal rot of tomato // Mycopathology. — 2011. — V. 9. — No.1. — P. 33-38.

334. Weir B.S., Johnston P.R., Damm U. The Colletotrichum gloeosporioides species complex // Studies in Mycology. — 2012. — V. 73. — P. 115-180.

335. Welsh J., McClelland M. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers // Nucleic acids research. — 1990. — V. 18. — №. 24. — P. 7213-7218.

336. Wen A., Mallik I., Alvarado V.Y., Pasche J.S., Wang X., Li W. Detection, distribution, and genetic variability ofCandidatus Liberibacter'species associated with zebra complex disease of potato in North America // Plant Disease. — 2009.

— V. 93. — №. 11. — P. 1102-1115.

337. White T.J., Bruns T., Lee S., Taylor J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics // PCR protocols: a guide to methods and applications. — 1990. — V. 18. — P. 315-322.

338. Williams J.G.K., Kubelik A.R., Livak K.J., Rafalski J.A., Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers // Nucleic acids research. — 1990. — V. 18. — №. 22. — P. 6531-6535.

339. Winton L.M., Krohn A.L., Leiner R.H. Microsatellite markers for Sclerotinia subarctica nom. prov. , a new vegetable pathogen of the High North // Molecular Ecology Notes. — 2007. — V. 7. — №. 6. — P. 1077-1079.

340. Winton L.M., Hansen E.M. Molecular diagnosis of Phytophthora lateralis in trees, water, and foliage baits using multiplex polymerase chain reaction // Forest Pathology. — 2001. — V. 31. — №. 5. — P. 275-283.

341. Wittwer C.T., Herrmann M.G., Moss A.A., Rasmussen R.P. Continuous fluorescence monitoring of rapid cycle DNA amplification // Biotechniques. — 1997. — V. 22. — №. 1. — P. 130-139.

342. Wood R. Active defense mechanisms in plants. — Springer Science & Business Media — 2012. — V. 37. — 381 p.

343. Wu C.P., Chen G.Y., Li B., Su H., An Y.L., Zhen S.Z., Ye J.R. Rapid and accurate detection of Ceratocystis fagacearum from stained wood and soil by nested and real-time PCR // Forest Pathology. — 2011. — V. 41. — №. 1. — P. 15-21.

344. Xu M.L., Melchinger A.E., Lübberstedt T. Species-specific detection of the maize pathogens Sporisorium reiliana and Ustilago maydis by dot blot hybridization and PCR-based assays // Plant Disease. — 1999. — V. 83. — №. 4. — P. 390-395.

345. Yan L., Zhang C., Ding L., Ma Z. Development of a real-time PCR assay for the detection of Cladosporium fulvum in tomato leaves // Journal of applied microbiology. — 2008. — V. 104. — №. 5. — P. 1417-1424.

346. Yergeau E., Filion M., Vujanovic V., St-Arnaud M. A PCR-denaturing gradient gel electrophoresis approach to assess Fusarium diversity in asparagus // Journal of microbiological methods. — 2005. — V. 60. — №. 2. — P. 143-154.

347. Yin Y., Ding L., Liu X., Yang J., Ma Z. Detection of Sclerotinia sclerotiorum in planta by a Real-time PCR Assay // Journal of phytopathology. — 2009. — V. 157. — №. 7-8. — P. 465-469.

348. Zaccaro R.P., Carareto-Alves L.M., Travensolo R.F., Wickert E., Lemos E.G.M. Use of molecular marker SCAR in the identification of Fusarium subglutinans, causal agent of mango malformation // Revista brasileira de fruticultura. — 2007. — V. 29. — №. 3. — P. 563-570.

Приложение 1

Таблица дисперсионного анализа влияния факторов «штамм» и «сорт» на фактор «диаметр некроза»

Фактор МБ Б Р

Штамм 2146,17 7 306,5952 1001,651** 0,00

Сорт 5946,78 12 495,5653 1619,02** 0,00

Штамм*Сорт 10228,1 84 121,7626 397,8** 0,00