Межбелковые взаимодействия и локализация теломерсвязывающего белка TRF2 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Травина Александра Олеговна

• Травина Александра Олеговна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Травина Александра Олеговна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Теломеры

1.1.1 Структура теломер

1.1.2 Теломерсвязывающий белковый комплекс шелтерин

1.1.3 Структура хроматина теломерных областей

1.1.4 РНК, содержащая теломерные повторы (TERRA)

1.1.5 Нетеломерные сайты связывания белков шелтеринового комплекса

1.2 Связь теломер с белками ядерной оболочки

1.2.1 Локализация теломер в ядре

1.2.2 Структура и типы ламинов

1.2.3 Функции ламинов

1.2.4 Связь ламин с теломерами

2. Материалы и методы

2.1 Клонирование

2.1.1. Вектор для бактериальной экспресии

2.1.2. Вектор для эукариотической экспресии

2.2 Выделение и очистка рекомбинантного udTRF2

2.3 Получение поликлональных антител

2.4. Иммуноцитохимия и иммуноцитохимия, совмещенная с флуоресцентной гибридизацией in situ (Immuno-FISH)

2.5 Конфокальная микроскопия

2.6 Электрофорез в SDS-ПААГ и иммуноблоттинг

2.7 Получения экстрактов ядерной ламины и ядерных экстрактов

2.8 Иммунопреципитация (IP)

2.9 Коиммунопреципитация (CoIP) рекомбинантного udTRF2

2.13 Масс-спектрометрия

2.14 Условия культивирования клеточных линий

2.15 Трансфекция клеточных линий

2.16 CoIP трансфицированных клеток

2.17 Пробоподготовка материала для электронной микроскопии

2.18 Иммуноэлектронная микроскопия (ИЭМ)

2.19 Использованные первичные антитела

2.20 Биоинформатические методы анализа

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Получение рекомбинантного белка, соответствующего udTRF2-домену белка TRF2, и антител к нему

3.2 Взаимодействие рекомбинантного udTRF2 с ламинами из ядерной ламины

3.3 Взаимодействие udTRF2 с ламинами А/С нуклеоплазмы и новые белки-интерактанты udTRF2

3.4 udTRF2 взаимодействует с эндогенными ламинами

3.5 Локализация udTRF2

3.6 Локализация TRF2 в сперматогенных клетках зимующих лягушек Rana temporaria

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ

4.1. udTRF2-домен

4.2. Взаимодействие между udTRF2-доменом и ламинами

4.3 Другие интерактанты udTRF2-домена

4.4 Локализация udTRF2

4.5 Локализация TRF2 в сперматогенных клетках травяной лягушки

Выводы

Список литературы

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ИПТГ - изопропил-Р-О-1-тиогалактопиранозид ПААГ - полиакриламидный гель ПЦР - полимеразная цепная реакция ТП - тандемные повторы т.п.н. - тысяча пар нуклеотидов ЦТ - центральное тело (кариосферы) ЭДТА - этилендиаминтетраацетат натрия ЯО - ядерная оболочка

ALT - альтернативное удлинение теломер (alternative telomere lengthening) APBs - ALT-ассоциированные PML-тельца (ALT-associated PML [promyelocytic leukemia] bodies)

BCIP - 5-бром-4-хлор-3-индолилфосфат (5-bromo-4-chloro-3'-indolylphosphate)

ChIP - иммунопреципитация хроматина (chromatin immunoprecipitation)

ChIP-seq - иммунопреципитация хроматина с последующим

секвенированием (chromatin immunoprecipitation and sequencing)

Co-IP - коиммунопреципитация (co-immunoprecipitation)

D-петля - петля смещения (displacement loop, D-loop)

DAPI - 4',6-диамидино-2-фенилиндол (4',6-diamidino-2-phenylindole)

DMEM - питательная среда Игла в модификации Дульбекко

dNTPs - дезоксирибонуклеотидтрифосфаты

DSBs - двуцепочечные разрывы ДНК (DNA double strand breaks)

IMC - межмитохондриальный цемент (intermitochondrial cement)

IP - иммунопреципитация (immunoprecipitation)

ITLs - интерстициальные теломерные петли (interstitial telomeric loops)

ITSs - интерстициальные теломерные последовательности (interstitial

telomeric sequences)

HGPS - синдром прогерии Хатчинсона-Гилфорда (Hutchinson-Gilford Progeria syndrome)

HR - гомологичная рекомбинация (homologous recombination) OIS - онкоген-идуцированное старение (oncogene-induced senescence) LADs - ламин-ассоциированные домены (lamina-associated domains) Ig-fold - иммуноглобулин-подобный мотив LMNA - ген ламина А/C

lncRNA - длинные некодирующие РНК (long non-coding RNA)

MALDI - матрично-активированная лазерная десорбция/ионизация, МАЛДИ

(matrix assisted laser desorption/ionization)

NADs - ассоциированные с ядрышком последовательности (nucleolus-associated domains)

NBT - нитро-синий тетразолий (nitroblue tetrazolium)

NHEJ - негомологичное соединение концов (Non-Homologous End-Joining)

NLS - сигнал ядерной локализации (nuclear localization signal)

NPCs - комплексы ядерных пор (nuclear pore complexes)

PBS - натрий-фосфатный буфер (phosphate buffered saline)

PMSF - фенилметилсульфонил фторид (phenylmethylsulfonyl fluoride)

PVDF - поливинилидендифторид (polyvinylidene difluoride)

SDS - додецилсульфат натрия (sodium dodecyl sulfate)

t-петля - теломерная петля (telomere loop, t-loop)

TERRA - РНК, содержащая теломерные повторы (tеlоmеriс rеpеаt-соntаining RNA)

TERT - теломеразная обратная транскриптаза (telomerase reverse transcriptase) TPE - позиционный эффект теломер (telomeric position effect) TPE-OLD - позиционный эффект теломер на больших расстояниях (telomeric position effect over long distance)

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Межбелковые взаимодействия и локализация теломерсвязывающего белка TRF2»

Актуальность

Теломеры позвоночных представляют собой тандемно повторяющиеся (ТП) последовательности TTAGGG, с которыми связан консервативный специфический комплекс белков - шелтерин. У позвоночных шелтерин состоит из шести белков: ТЯШ, TRF2, ТШ2, Яар1, ТРР1 и РОТ1 [1]. Теломеры являются важным компонентом линейных хромосом, стабилизирующим геном. Теломеры предохраняют концы хромосом от деградации и предотвращают слияние хромосом. Теломеры участвуют в организации хроматина, что имеет важное значение для функционирования генома и регуляции активности генов.

Наблюдения за соматическими и мейотическими клетками разных организмов свидетельствуют о том, что локализация теломер в ядре часто зависит от их взаимодействия с ядерной оболочкой. Теломеры являются динамическими структурами, взаимодействующими с ядерной мембраной на некоторых стадиях клеточного цикла. Прикрепление теломер к ядерной мембране с последующим формированием структуры «букета» является критическим для правильного мейотического спаривания и рекомбинации гомологичных хромосом во время мейоза как у дрожжей, так и у млекопитающих [2,3]. У низших эукариот теломеры локализованы на периферии ядра [4-11], и известно, что связывание теломер с ядерной оболочкой защищает теломерные повторы от рекомбинации [12,13]. В

соматических клетках млекопитающих только часть теломер находится на периферии ядра [14,15]. Показано, что белки-ламины, формирующие ядерную ламину - сеть промежуточных филаментов, подстилающую внутреннюю мембрану ядерной оболочки, оказывают влияние на локализацию теломер в ядре и участвуют в поддержании длины теломер [16]. Мутация G608G в гене LMNA, вызывающая заболевание преждевременного старения прогерию Хатчинсона-Гилфорда, приводит к образованию постоянно фарнезилированного ламина А, называемого прогерином [17]. Изменения уровней экспресии ламинов или экспрессия прогерина приводят к значительной потере длины теломер, а также к изменению их локализации [16,18,19]. Прогерин выявляется не только в клетках больных прогерией, но в нормальных фибробластах человека, причем с возрастом его количество в клетках увеличивается, что дает основание полагать, что в основе прогерии и естественного старения могут лежать сходные механизмы [20].

Однако молекулярные механизмы связывания теломер с ламинами остаются плохо изученными. Вероятным кандидатом на роль посредника во взаимодействии теломер с ламинами считали белок TRF2 - компонент комплекса шелтерин [21]. Несмотря на то, что взаимодействие TRF2 с ламинами А-типа показано in vivo [18], оставалось неясным, участвуют ли в этом процессе только ламины А-типа или также ламины В-типа и ламин-ассоциированные белки. Для решения этого вопроса проведена более детальная характеристика процесса связывания белка TRF2 c ламинами.

Актуальность работы определяется возможной связью между теломерами и ламинами с процессами клеточного старения.

Цель и задачи исследования

Целью работы являлся анализ взаимодействия теломерсвязывающего белка TRF2 с белками ламинами и определение роли его домена udTRF2.

Задачи:

1) определить взаимодействует ли домен udTRF2 с ламинами;

2) идентифицировать белки, способные связываться с доменом udTRF2;

3) определить локализацию теломерсвязывающего белка TRF2 в клетках сперматогенного ряда травяной лягушки Rana temporaria.

Положения, выносимые на защиту:

1 Линкерный домен белка TRF2 (udTRF2) напрямую взаимодействует с ламинами A/C независимо от ламин-ассоциированных белков.

2. TRF2 локализуется в nuage сперматогониев и в акросоме сперматозоидов травяной лягушки R.temporaria. Локализация TRF2 в акросоме сперматозоидов может быть универсальна для позвоночных животных.

Научная новизна. Впервые показано, что область udTRF2 отвечает за взаимодействие TRF2 с ламинами, и это взаимодействие не зависит от ламин-ассоциированных белков. В ходе работы получена протеомная характеристика белков, взаимодействующих с ^ТКР2-регионом. Выявлено несколько ранее неизвестных интерактантов udTRF2-домена. Получены

данные о присутствии TRF2 в цитоплазматических безмембранных рибонуклеопротеиновых структурах - nuage - в сперматогониях травяной лягушки Rana temporaria и в акросоме сперматозоидов. Расположение TRF2 в акросоме предполагает, что это универсальное свойство позвоночных.

Теоретическое и практическое значение работы. Работа имеет фундаментальную направленность и расширяет современные представления о функциях TRF2 в соматических клетках и в клетках зародышевой линии. Полученные данные демонстрируют роль udTRF2-домена во взаимодействии теломер с компонентами ядерной мембраны, ламинами. Полученные результаты предполагают, что udTRF2 может участвовать в рекрутировании факторов, участвующих в регуляции РНК-ДНК-гибридных структур, и тем самым способствовать эффективному процессингу транскриптов на теломерах. Полученные результаты могут быть использованы в дальнейшем для изучения роли TRF2 в поддержании стабильности генома и для исследования специфических функций TRF2 во время гаметогенеза. Материалы диссертации используются в курсах лекций для бакалавров и магистров Биологического факультета СПбГУ и могут быть использованы в общих и специальных курсах лекций биологических факультетов других университетов.

Апробация работы. Результаты работы были представлены на IV Международной конференции "Биомембраны 2018" (Долгопрудный, 2018), Всероссийской конференции с международным участием "Актуальные

проблемы клеточной биологии и клеточных технологий" (Санкт-Петербург, 2019), IX Российском симпозиуме «Белки и пептиды» (Сочи-Дагомыс, 2019), VII съезде Вавиловского общества генетиков и селекционеров (Санкт-Петербург, 2019), IV Всероссийском молодежном научном форуме «Наука будущего - наука молодых (Москва, 2021).

Финансовая поддержка работы. Работа выполнена при финансовой поддержке РФФИ (проекты 19-34-80032, 20-34-90067) и РНФ (проекты 1974-20102, 22-24-00380).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 10 печатных работ, в том числе 4 статьи в рецензируемых журналах, 1 глава в книге и 5 тезисов.

Личный вклад автора. Основные результаты получены автором лично. Получение рекомбинантного белка и антител к нему проводили совместно с Н.В. Ильичевой и А.П. Ворониным. Опыты по иммуноэлектронному окрашиванию проводили совместно с Г.Н. Почукалиной. Масс-спектрометрический анализ проводили совместно с С.В.Шабельниковым и А.Г. Миттенбергом.

Объем и структура диссертации. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов исследования, обсуждения, выводов и списка литературы, содержащего ссылок на первоисточники. Работа изложена на 117 страницах, содержит 15 рисунков и 5 таблиц, 284 ссылок на первоисточники.

Список публикаций по теме работы

1. Travina AO, Ilicheva NV, Mittenberg AG, Shabelnikov SV, Kotova AV, Podgornaya OI. The long linker region of Telomere-Binding Protein TRF2 is responsible for interactions with Lamins. International Journal of Molecular Sciences. 2021. 22 (7), p. 3293. https://doi.org/10.3390/ijms22073293

2. Травина А.О., Швец П.К., Почукалина Г.Н., Подгорная О.И. Локализация теломерсвязывающего белка TRF2 в сперматогенных клетках зимующих лягушек Rana temporaria. Цитология. 2022, Т. 64 (5), с. 448-456. https://doi.org/10.31857/S004137712205008X

3. Ilicheva N.V., Travina А.О., Voronin A.P., Podgornaya O.I. 2018. Development and characterization of polyclonal antibodies against the linker region of the telomere-binding protein TRF2. Electronic Journal of Biotechnology. 32:1-5.

4. Bogolyubov D. S., Travina A. O., Bogolyubova I. O. Karyosphere Capsule in Oocytes of the Grass Frog: To Be or Not to Be? A Critical View. Cell and Tissue Biology. 2022. 16(6), 521-539.

5. Travina A.O., Ilicheva N.V., Voronin A.P., Podgornaya O.I. Molecular Links between Telomeres and the Nuclear Envelope. Advances in Genetics Research. Nova Science Publishers, Inc. New York. Volume 20, p. 107140 (2020 г.) ISSN: 2159-1563

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Теломеры

1.1.1 Структура теломер

Теломеры - нуклеопротеиновые структуры, находящиеся на концах хромосом эукариотических клеток. Теломеры состоят из тандемно повторяющихся последовательностей теломерной ДНК, специфического комплекса белков и РНК. Теломеры защищают хромосомы от деградации, слияния и активности систем репарации ДНК. Теломерные последовательности консервативны и у всех позвоночных представлены повторами TTAGGG [22]. Непосредственно к теломерам прилегают субтеломерные районы, которые содержат большое количество тандемных повторов (ТП) и входят в состав геторохроматина.

Длина теломерной ДНК варьируется между различными видами. Например, длина теломер в клетках человека составляет 5-15 т.п.н. [23,24], в то время как длина теломер лабораторных мышей может достигать 150 т.п.н. [25]. На З'-конце хромосомы, на G-богатой цепи теломерной ДНК, находится одноцепочечный выступ, необходимый для защиты концов хромосом и регуляции длины теломер [26]. Длина одноцепочечного выступа различается у разных организмов, а у человека длина одноцепочечного выступа составляет около 200 нуклеотидов [27]. G-богатый З'-выступ внедряется в двухцепочечный участок теломеры и образует связи с комплементарной ему нуклеотидной последовательностью С-богатой цепи, формируя

петлеподобную структуру, получившую название теломерной петли или t -петли (telomere loop, t-loop) (Рис.1а). При этом из дуплекса вытесняется G-цепь и формируется трехцепочечная структура, называемая петлей смещения или D-петлей (displacement loop, D-loop) [26] (Рис.1а).

Рисунок 1. Структура теломер [28]. а -Теломеры состоят из ТП TTAGGG. Теломерная ДНК заканчивается одноцепочечным выступом, который вторгается в двухцепочечную область теломер, образуя защитную t-петлю. Повторяющиеся последовательности теломерной ДНК также могут складываться в неканонические вторичные структуры, G-квадруплексы и могут быть транскрибированы в TERRA. б - Теломерная ДНК связана с белками шелтеринового комплекса: TRF1, TRF2, RAP1, TIN2, TPP1 и POT1.

Формирование t-петли эволюционно консервативно и показано in vivo у многих видов [26,29-33]. Т-петля предохраняет 3'конец хромосомы от

14

действия экзонуклеаз и предотвращает распознавание естественного конца хромосомы системой репарации ДНК [23,26,34]. За счет содержания остатков гуанина теломерная ДНК способна формировать G-квадруплексы - особый тип укладки ДНК в четырёхцепочечную спираль, в которой четыре гуаниновых основания из разных цепей образуют плоскую структуру, удерживаемую водородными связями (Рис.1а) [35].

С теломерной ДНК связан специфический комплекс белков, который называется шелтерином (Рис.1б). Белки TRF1 и TRF2 (telomere repeat factor 1 и 2) непосредственно взаимодействуют с двухцепочечной теломерной ДНК. Другой компонент комплекса шелтерин, белок POT1 (protection of telomeres 1), связывается с одноцепочечной ДНК на выступающем 3'-конце и в D-петле (Рис. 1б). Остальные три белка комплекса шелтерин: TPP1 (telomere protection protein 1), TIN2 (TRF2- and TRF1-interacting nuclear protein 2), Rap1 (repressor activator protein 1) рекрутируются на теломеры через TRF1, TRF2, POT1 [36]. Теломеры млекопитающих могут содержать и другие белки, которые участвуют в поддержании и защите концов хромосом. Такие белки называют вспомогательными факторами комплекса шелтерин. Эти белки присутствуют на теломерах в гораздо меньших количествах и лишь на определенных этапах клеточного цикла - в отличие от компонентов шелтерина, которые находятся на теломерах на протяжении всего клеточного цикла [1,23]. Вспомогательные факторы имеют и другие, не связанные с теломерами функции и присутствуют в ядре или цитоплазме в больших

количествах, чем на теломерах. К вспомогательным факторам относят белки системы репарации ДНК, репликации ДНК, поддержания структуры хроматина. Эти белки взаимодействуют с теломерами через белки комплекса шелтерин [37].

Важным структурным компонентом теломер является РНК, содержащая теломерные повторы (TERRA, Telomeric Repeat-containing RNA), которая относится к семейству длинных некодирующих РНК (long non-coding RNA, lncRNA) и синтезируется с теломерных последовательностей [38-40]. Теломерные РНК описаны у многих организмов - от дрожжей до млекопитающих [38-42], что предполагает наличие у них консервативных функций.

При каждом клеточном делении теломеры соматических клеток укорачиваются на 50-200 п.н., отчасти из-за неспособности ДНК-полимеразы полностью реплицировать концы ДНК, известной как «проблема репликации концов» [43]. Концы теломерной ДНК также дополнительно обрабатываются нуклеазами для восстановления З'-выступов, что способствует укорочению теломер [44,45]. Когда теломеры укорачиваются ниже критического размера, клетки перестают делиться и вступают в репликативное старение [46-49]. У большинства эукариот удлинение теломерной ДНК происходит с помощью теломеразы. Теломераза представляет собой рибонуклеопротеиновый комплекс, состоящий из одной lncRNA, комплементарной G-богатой цепи теломерной ДНК, и обратной транскриптазы TERT (telomerase reverse

transcriptase) [50,51]. В соматических клетках теломераза практически не активна. У человека экспрессия теломеразы ограничена эмбриональными клетками, стволовыми клетками и часто повторно активируется в опухолевых клетках [51-53]. Эти типы клеток имеют расширенную способность к пролиферации по сравнению с соматическими клетками, которые прекращают делиться по достижении предела Хейфлика [54]. 1.1.2 Теломерсвязывающий белковый комплекс шелтерин Комплекс шелтерин поддерживает структуру теломер. Шелтерин влияет на структуру одноцепочечного выступа на 3'-конце, способствует формированию и стабилизации t-петли, контролирует синтез теломерной ДНК, регулируя активность теломеразы.

Два компонента шелтерина - TRF1 и TRF2 - имеют в своем составе ДНК-связывающий Myb-домен, сходный по последовательности с активатором транскрипции c-Myb, и напрямую связываются с двухцепочечной теломерной ДНК [55]. Белки TRF1 и TRF2 являются паралогами и имеют сходную доменную структуру [55,56] (Рис.2). ДНК-связывающие Myb-домены и димеризационные TRFH-домены белков TRF1 и TRF2 обладают высокой степенью гомологии, но отличаются двумя доменами [57]. TRF1 содержит на N-конце кислый пептид, а TRF2 -щелочной богатый глицином и аргинином GAR-домен (Gly-Arg rich domain). Между димеризационными TRFH-доменами и Myb-доменами этих белков также имеются протяжённые негомологичные участки.

Рисунок 2. Доменная структура белков TRF1 и TRF2 [58].

Acidic - N-концевой домен TRF1, Basic- щелочной GAR-домен TRF2, TRFH - гомодимеризационный домен, Myb - ДНК-связывающий Myb-домен; выделены RAP1- и ^^-связывающие мотивы в TRF2.

TRF1 и TRF2 связываются с двухцепочечной теломерной ДНК в виде гомодимеров, поскольку для специфичного связывания необходимы по крайней мере два Myb-домена [55]. POT1 связывается с одноцепочечной теломерной ДНК и защищает G-выступ от экзонуклеазной деградации [23]. ДНК-связывающая активность POT1 усиливается при его взаимодействии с белком TPP1 [59]. TIN2 одновременно взаимодействует с TRF1, TRF2 [60] и TPP1, участвуя в загрузке гетеродимеров POT1-TPP1 на теломеры, и играет важную роль в организации шелтеринового комплекса [61,62]. Шестой компонент шелтерина млекопитающих - Rap1 - не обладает способностью связывать теломерную ДНК, несмотря на наличие Myb-домена, и рекрутируется на теломеры за счет взаимодействия с TRF2 [63].

При нормальной длине теломер белки комплекса шелтерин ингибируют

активность системы репарации ДНК. Удаление компонентов шелтерина

приводит к тому, что теломеры распознаются как двуцепочечные разрывы ДНК (DNA double strand breaks, DSBs) системами репарации ДНК. TRF2 участвует в ингибировании ATM-зависимого сигнального пути ответа на повреждение ДНК, а также в подавлении негомологичного соединения концов (Non-Homologous End-Joining, NHEJ) и гомологичной рекомбинации (homologous recombination, HR) посредством его взаимодействия с несколькими факторами, участвующими в этих путях [64-66], а также за счет формирования и поддержания структуры t-петли [67]. RAP1 также участвует в защите теломер от NHEJ [68] и в ингибировании HR [69,70]. POT1 ингибирует ATR-зависимый ответ на повреждения ДНК и последующую HR на теломерах [62,65]. ATR-зависимый сигнальный путь активируется также при ингибировании TPP1 и TIN2, так как эти белки способствуют связыванию РОТ1 с теломерами [71,72]. Кроме того, TIN2 ингибирует ATM-опосредованный ответ на повреждения ДНК путем стабилизации TRF2 на теломерах [73].

Компоненты шелтерина играют важную роль в репликации теломерной ДНК. Теломеры являются источником репликационного стресса: (1) теломеры образуют петлевые структуры; (2) теломерная G-богатая нить имеет склонность к образованию вторичных структур ДНК, включая G-квадруплексы; (3) теломерная РНК TERRA может образовывать гибридные структуры РНК:ДНК на теломерах [74]. TRF2 отвечает за рекрутирование геликазы RTEL1 во время S фазы для устранения t-петли, а также для

разрешения G-квадруплексных структур [75], а также взаимодействует с геликазой WRN [76]. TRF1 предотвращает стресс репликации на теломерах за счет рекрутирования геликазы BLM, которая раскручивает вторичные G-квадруплексные и гибридные РНК:ДНК-структуры [77,78]. TRF1 и TRF2 также рекуртируют топоизомеразу TOPOIIa и нуклеазу Apollo рекрутируются на теломеры во время репликации теломер [79].

1.1.3 Структура хроматина теломерных областей

У низших эукариот, таких как дрожжи S. cerevisiae, теломеры не содержат гистоны, однако субтеломерная ДНК связана с нуклеосомами и, как полагают, преимущественно состоит из транскрипционно молчащего хроматина [80]. Считается, что у S. cerevisiae белки SIR-комплекса (silent information regulatory proteins) рекрутируются на теломеры посредством их взаимодействия с теломерным белком Rap1, а затем распространяются в субтеломерные области, где они взаимодействуют с N-концевыми доменами гистонов H3 и H4, способствуя их деацетилированию и приводя к репрессии транскрипции в субтеломерных регионах [81-84]. Подавление транскрипции репортерных генов, расположенных в субтеломерах, - эффект, известный как «позиционный эффект теломер» (TPE, telomere position effect) [85]. У S. cerevisiae TPE приводит к «молчанию» генов вблизи теломер по механизму, который зависит как от длины теломер, так и от расстояния между геном и теломерой [85]. Предполагается, что репресивные гетерохроматические метки вносят свой вклад в TPE [85,86]. В клетках млекопитающих TPE также

может воздействовать на гены, расположенные на гораздо большем расстоянии от теломер, - явление, известное как «позиционный эффект теломер на больших расстояниях» (TPE-OLD) [87].

У млекопитающих теломерные последовательности содержат нуклеосомы, но расстояние между ними меньше, чем в остальном хроматине [88,89], что согласуется с компактной структурой хроматина в этих областях [90]. Существуют разногласия в данных о модификациях хроматина теломер млекопитающих. Теломерный хроматин млекопитающих обычно считается гетерохроматином. Однако эта концепция базируется главным образом на данных, полученных на теломерах мышей. Сообщалось, что теломеры мыши обогащены маркерами гетерохроматина, включая HP1, гистоновые метки H3K9me2/3 и H4K20me3, при этом уровень ацетилирования гистонов H3 и H4 снижен [91,92]. Однако эксперименты по иммунопреципитации хроматина (chromatin immunoprecipitation, ChIP) и иммунопреципитации хроматина с последующим секвенированием (chromatin immunoprecipitation and sequencing, ChlP-seq) показали, что уровни меток гетерохроматина, таких как H3K9me3, H4K20me3 и H3K27me3, оказались неожиданно низкими на теломерах фибробластов человека [93], в Т-клетках CD4C человека [94], а также в девяти других клеточных линиях человека различного происхождения [95]. Кроме того, маркеры транскрипционно активного хроматина - H2BK5me1 и H3K4me3 - были обнаружены в теломерных последовательностях Т-клеток человека [94]. Согласно

исследованию с использованием количественной очистки идеальной теломерной последовательности и использованием гетерохроматических контролей (перицентромерных сателлитных последовательностей HS2/3) теломеры различных широко используемых лабораторных клеточных линий человека содержат эухроматические метки H4K20me1 и H3K27ac и более низкие уровни H3K9me3, чем гетерохроматиновые области, хотя теломеры в ALT-позитивной клеточной линии U2OS (остеосаркома человека) демонстрируют гетерохроматические уровни H3K9me3 [96].

В то время как эпигенетическая природа теломер остается спорной, субтеломерные районы млекопитающих обогащены гетерохроматическими метками, включая H3K9me2/3, H4K20me3, и деацетилированными гистонами [88,97,98]. Субтеломерная ДНК у млекопитающих метилируется с помощью ДНК-метилтрансфераз DNMT1, DNMT3a и DNMT3b [97-99]. Снижение метилирования субтеломерной ДНК, вызванное дефицитом DNMT, приводит к резкому увеличение частоты рекомбинаций и увеличению длины теломер [97,98].

1.1.4 РНК, содержащая теломерные повторы (TERRA)

Несмотря на гетерохроматиновое окружение, теломеры транскрибируются РНК-полимеразой II с образованием гетерогенных по длине lncRNA TERRA (Рис.1) [40,100]. Синтез TERRA начинается в субтеломерных участках и продолжается в сторону теломерных повторов, в результате чего образуются транскрипты TERRA длиной от 100 нуклеотидов

до 9 т.п.н. [39,40,100]. Синтез TERRA происходит с С-богатой цепи теломерной ДНК, и сами транскрипты состоят из G-богатых повторов 5'-UUAGGG-3'. C-богатые антисмысловые транскрипты (ARIA) были описаны только у дрожжей и растений [101,102]. На 5'-конце молекулы TERRA содержится 7-метил-гуанозиновый "кэп" [103]. Часть TERRA полиаденилируется [103]. Полиаденилирование влияет на стабильность и локализацию TERRA: poly(A)+ фракция TERRA находится в нуклеоплазме и более стабильна, в то время как poly(A)- фракция TERRA ассоциирована с хроматином [103].

Известно, что l^RNA TERRA участвует в поддержании теломер. TERRA напрямую взаимодействует с Myb-доменом TRF1 и TRF2, а также с N-концевым доменом TRF2 [104]. Эти взаимодействия, вероятно, важны для рекрутирования TERRA на теломеры, поскольку сверхэкспрессия TRF2 без основного домена препятствует накоплению TERRA на теломерах [104]. TERRA участвует в формировании субтеломерного гетерохроматина. Истощение TERRA с помощью РНК-интерференции в клетках человека приводит к потере H3K9me3 и H4K20me3 на теломерах [105,106]. TERRA участвует в рекрутировании на теломеры белка PRC2 (polycomb repressive complex 2), осуществляющего метилирование H3K27 [107], и метилтрансферазы SUV39H1, которая ответственна за метилирование H3K9 [105,106]. TERRA также взаимодействует с TRF2 и комплексом распознавания ориджина ORC (origin recognition complex) с образованием

стабильного тройного комплекса, который влияет на локализацию HP1 и образование гетерохроматина [104].

Молекулы TERRA способны гибридизоваться с комплементарными последовательностями двухнитевой теломерной ДНК с образованием гибридных структур РНК:ДНК (R-петель). R-петли могут представлять собой препятствие для прохождения репликационной вилки и вызывать репликационный стресс на теломерах. Клетки должны поддерживать механизмы для удаления R-петлей TERRA. РНКаза H1 расщепляет фрагмент РНК R-петли [108]. Несколько геликаз, привлекаемых на теломеры белками шелтеринового комплеса, участвуют в удалении R-петель [109].

1.1.5 Нетеломерные сайты связывания белков шелтеринового комплекса

Теломерные повторы во внутренних участках хромосом называются интерстициальными теломерными последовательностями - ITSs (interstitial telomeric sequences) [110-113]. ITSs описаны у большинства изученных видов позвоночных, в том числе млекопитающих. Компоненты шелтерина способны избирательно связывать ITSs. Было показано, что TRF1 связывает het-ITSs в клетках яичника китайского хомячка [114]. RAP1 в комплексе с TRF2 обнаружен в ITSs субтеломерных районах у мыши [115]. Показано, что RAP1 и TRF2 связывают около 80 ITSs в клетках фибросаркомы человека HTC75 [116]. Недавно показано, что TRF2 способен связывать области, склонные к образованию G-квадруплексных структур, и что такие сайты

связывания ТК^2 особенно многочисленны вблизи регуляторных элементов генов, таких как промоторы и/или энхансеры [117]. ТК^2, связываясь с этими областями, контролирует экспрессию ряда генов-мишеней [117].

Белки шелтерина также могут связывать вместе теломеры и ITSs. Обнаружено, что ТК^2 участвует в формировании интерстициальных теломерных петель (ITLs) в нормальных первичных фибробластах легких человека 1МЯ90 [18]. Эти структуры образуются в результате вторжения одноцепочечного З'-выступа теломеры в ITSs [18,118]. Существование ITLs, вероятно, обусловливает эффект TPE-OLD [119]. Считается, что длина теломер оказывает большое влияние на формирование ITLs и регуляцию экспресии генов. Так, при сокращении длины теломер количество ITLs в клетках уменьшается, теломеры отдаляются от соответствующих генов, и экспрессия этих генов повышается. Так регулируется в том числе и ген ТЕЯТ, кодирующий белковую часть фермента теломеразы [120].

1.2 Связь теломер с белками ядерной оболочки

1.2.1 Локализация теломер в ядре

Наблюдения над соматическими и мейотическими клетками разных организмов свидетельствуют о том, что локализация теломер внутри ядра часто зависит от взаимодействия теломер с ядерной оболочкой (ЯО). Еще в конце XIX века Карл Рабл описал неслучайное расположение хромосом с полярным расположение центромер и теломер вблизи ЯО в анафазе митоза в ядрах эпителиальных клеток саламандры [121]. ЯО состоит из наружной и

внутренней мембран, отделенных друг от друга перинуклеарным пространством шириной около 50 нм [122]. ЯО пронизывают комплексы ядерных пор, через которые осуществляется селективный транспорт макромолекул между ядром и цитоплазмой [123]. Внутренняя ядерная мембрана содержит набор белков, в том числе белки, содержащие LEM-домен, такие как LAP, эмерин и MAN1 (LAP-Emerin-MAN1, LEM) [124]. Еще одним важным компонентом ЯО является комплекс LINC (linkers of the nucleoskeleton to the cytoskeleton), который пронизывает обе ядерные мембраны и обеспечивает контакт ядра с цитоскелетом. Этот комплекс образован белками, имеющими SUN- (Sad1, Unc-84) и KASH-домены (Klarsicht, ANC-1, Syne Homology) [124]. У млекопитающих известно по крайней мере шесть белков, содержащих SUN-домен, среди которых лучше всего охарактеризованы белки SUN1 и SUN2, в то время как белки, содержащие KASH-домен, включают несприны 1-4 и мейоз-специфичный белок KASH5 [125,126].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Травина Александра Олеговна, 2023 год

Список литературы

1. de Lange T. Shelterin-Mediated Telomere Protection // Annu Rev Genet. 2018. Vol. 52. P. 223-247.

2. Chikashige Y. et al. Meiotic proteins bqtl and bqt2 tether telomeres to form the bouquet arrangement of chromosomes // Cell. 2006. Vol. 125, № 1. P. 59-69.

3. Ding X. et al. SUN1 is required for telomere attachment to nuclear envelope and gametogenesis in mice // Dev Cell. 2007. Vol. 12, № 6. P. 863-872.

4. Gotta M. et al. The clustering of telomeres and colocalization with Rapl, Sir3, and Sir4 proteins in wild-type Saccharomyces cerevisiae // J Cell Biol. 1996. Vol. 134, № 6. P. 1349-1363.

5. Palladino F. et al. The positioning of yeast telomeres depends on SIR3, SIR4, and the integrity of the nuclear membrane // Cold Spring Harbor symposia on quantitative biology. Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1993. Vol. 58. P. 733-746.

6. Laroche T. et al. Mutation of yeast Ku genes disrupts the subnuclear organization of telomeres // Current biology. Elsevier, 1998. Vol. 8, № 11. P. 653-657.

7. Hediger F. et al. Live imaging of telomeres: yKu and Sir proteins define redundant telomere-anchoring pathways in yeast // Current biology. Elsevier, 2002. Vol. 12, № 24. P. 2076-2089.

8. Chikashige Y. et al. Membrane proteins Bqt3 and -4 anchor telomeres to the nuclear envelope to ensure chromosomal bouquet formation // J Cell Biol. 2009. Vol. 187, № 3. P. 413-427.

9. Fujita I. et al. Telomere-Nuclear Envelope Dissociation Promoted by Rap1 Phosphorylation Ensures Faithful Chromosome Segregation // Current Biology. 2012. Vol. 22, № 20. P. 1932-1937.

10. Chung H.M. et al. Architectural organization in the interphase nucleus of the protozoan Trypanosoma brucei: location of telomeres and mini- chromosomes. // The EMBO journal. 1990. Vol. 9, № 8. P. 2611-2619.

11. Freitas-Junior L.H. et al. Frequent ectopic recombination of virulence factor genes in telomeric chromosome clusters of P. falciparum // Nature. Nature Publishing Group UK London, 2000. Vol. 407, № 6807. P. 1018-1022.

12. Marvin M.E. et al. The association of yKu with subtelomeric core X sequences prevents recombination involving telomeric sequences // Genetics. Oxford University Press, 2009. Vol. 183, № 2. P. 453-467.

13. Kupiec M. Biology of telomeres: lessons from budding yeast // FEMS microbiology reviews. Blackwell Publishing Ltd Oxford, UK, 2014. Vol. 38, № 2. P. 144-171.

14. Ottaviani A. et al. Identification of a perinuclear positioning element in human subtelomeres that requires A-type lamins and CTCF // EMBO J. 2009. Vol. 28, № 16. P. 2428-2436.

15. Arnoult N. et al. Replication timing of human telomeres is chromosome arm-specific, influenced by subtelomeric structures and connected to nuclear localization // PLoS Genet. 2010. Vol. 6, № 4. P. e1000920.

16. Gonzalez-Suarez I., Redwood A.B., Gonzalo S. Loss of A-type lamins and genomic instability // Cell Cycle. 2009. Vol. 8, № 23. P. 3860-3865.

17. Goldman R.D. et al. Accumulation of mutant lamin A causes progressive changes in nuclear architecture in Hutchinson-Gilford progeria syndrome // Proc Natl Acad Sci U S A. 2004. Vol. 101, № 24. P. 8963-8968.

18. Wood A.M. et al. TRF2 and lamin A/C interact to facilitate the functional organization of chromosome ends // Nat Commun. 2014. Vol. 5. P. 5467.

19. Kychygina A. et al. Progerin impairs 3D genome organization and induces fragile telomeres by limiting the dNTP pools // Sci Rep. 2021. Vol. 11, № 1. P. 13195.

20. McClintock D. et al. The mutant form of lamin A that causes Hutchinson-Gilford progeria is a biomarker of cellular aging in human skin // PLoS One. 2007. Vol. 2, № 12. P. e1269.

21. Ilicheva N.V., Podgornaya O.I., Voronin A.P. Telomere Repeat-Binding Factor 2 Is Responsible for the Telomere Attachment to the Nuclear Membrane // Adv Protein Chem Struct Biol. 2015. Vol. 101. P. 67-96.

22. Meyne J., Ratliff R.L., Moyzis R.K. Conservation of the human telomere sequence (TTAGGG)n among vertebrates. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.

1989. Vol. 86, № 18. P. 7049-7053.

23. Palm W., de Lange T. How Shelterin Protects Mammalian Telomeres // Annu. Rev. Genet. 2008. Vol. 42, № 1. P. 301-334.

24. Samassekou O. et al. Sizing the ends: Normal length of human telomeres // Annals of Anatomy - Anatomischer Anzeiger. 2010. Vol. 192, № 5. P. 284291.

25. Kipling D., Cooke H.J. Hypervariable ultra-long telomeres in mice // Nature.

1990. Vol. 347, № 6291. P. 400-402.

26. Griffith J.D. et al. Mammalian telomeres end in a large duplex loop // Cell. 1999. Vol. 97, № 4. P. 503-514.

27. Wright W.E. et al. Normal human chromosomes have long G-rich telomeric overhangs at one end // Genes Dev. 1997. Vol. 11, № 21. P. 2801-2809.

28. Zhu Y. et al. Telomere and its role in the aging pathways: telomere shortening, cell senescence and mitochondria dysfunction // Biogerontology. 2019. Vol. 20, № 1. P. 1-16.

29. Cesare A.J. et al. Telomere looping in P. sativum (common garden pea) // The Plant Journal. 2003. Vol. 36, № 2. P. 271-279.

30. Nikitina T., Woodcock C.L. Closed chromatin loops at the ends of chromosomes // Journal of Cell Biology. 2004. Vol. 166, № 2. P. 161-165.

31. Munoz-Jordan J.L. t-loops at trypanosome telomeres // The EMBO Journal. 2001. Vol. 20, № 3. P. 579-588.

32. Murti K.G., Prescott D.M. Telomeres of polytene chromosomes in a ciliated protozoan terminate in duplex DNA loops // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1999. Vol. 96, № 25. P. 14436-14439.

33. Doksani Y. et al. Super-Resolution Fluorescence Imaging of Telomeres Reveals TRF2-Dependent T-loop Formation // Cell. 2013. Vol. 155, № 2. P. 345-356.

34. Doksani Y., de Lange T. The Role of Double-Strand Break Repair Pathways at Functional and Dysfunctional Telomeres // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2014. Vol. 6, № 12. P. a016576-a016576.

35. Bochman M.L., Paeschke K., Zakian V.A. DNA secondary structures: stability and function of G-quadruplex structures // Nature Reviews Genetics. Nature Publishing Group UK London, 2012. Vol. 13, № 11. P. 770-780.

36. de Lange T. Shelterin: the protein complex that shapes and safeguards human telomeres // Genes Dev. 2005. Vol. 19, № 18. P. 2100-2110.

37. Diotti R., Loayza D. Shelterin complex and associated factors at human telomeres // Nucleus. 2011. Vol. 2, № 2. P. 119-135.

38. Azzalin C.M. et al. Telomeric repeat containing RNA and RNA surveillance factors at mammalian chromosome ends // Science. 2007. Vol. 318, № 5851. P. 798-801.

39. Luke B. et al. The Rat1p 5' to 3' exonuclease degrades telomeric repeat-containing RNA and promotes telomere elongation in Saccharomyces cerevisiae // Mol Cell. 2008. Vol. 32, № 4. P. 465-477.

40. Schoeftner S., Blasco M.A. Developmentally regulated transcription of mammalian telomeres by DNA-dependent RNA polymerase II // Nat Cell Biol. 2008. Vol. 10, № 2. P. 228-236.

41. Solovei I., Gaginskaya E.R., Macgregor H.C. The arrangement and transcription of telomere DNA sequences at the ends of lampbrush chromosomes of birds // Chromosome Res. 1994. Vol. 2, № 6. P. 460-470.

42. Danilevskaya O.N. et al. The Two Drosophila Telomeric Transposable Elements Have Very Different Patterns of Transcription // Molecular and Cellular Biology. 1999. Vol. 19, № 1. P. 873-881.

43. Olovnikov A.M. Telomeres, telomerase, and aging: Origin of the theory // Experimental Gerontology. 1996. Vol. 31, № 4. P. 443-448.

44. Lingner J., Cooper J.P., Cech T.R. Telomerase and DNA End Replication: No Longer a Lagging Strand Problem? // Science. 1995. Vol. 269, № 5230. P. 1533-1534.

45. Bonnell E., Pasquier E., Wellinger R.J. Telomere Replication: Solving Multiple End Replication Problems // Front. Cell Dev. Biol. 2021. Vol. 9. P. 668171.

46. Allsopp R.C. et al. Telomere length predicts replicative capacity of human fibroblasts. // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1992. Vol. 89, № 21. P. 1011410118.

47. Henderson S. et al. In situ analysis of changes in telomere size during replicative aging and cell transformation // J Cell Biol. 1996. Vol. 134, № 1. P. 1 -12.

48. Harley C.B., Futcher A.B., Greider C.W. Telomeres shorten during ageing of human fibroblasts // Nature. 1990. Vol. 345, № 6274. P. 458-460.

49. Goldstein S. Replicative Senescence: the Human Fibroblast Comes of Age // Science. 1990. Vol. 249, № 4973. P. 1129-1133.

50. Greider C.W., Blackburn E.H. Identification of a specific telomere terminal transferase activity in tetrahymena extracts // Cell. 1985. Vol. 43, № 2. P. 405413.

51. Wang Y., Feigon J. Structural biology of telomerase and its interaction at telomeres // Current Opinion in Structural Biology. 2017. Vol. 47. P. 77-87.

52. Kim N.W. et al. Specific Association of Human Telomerase Activity with Immortal Cells and Cancer // Science. 1994. Vol. 266, № 5193. P. 2011-2015.

53. Armanios M., Blackburn E.H. The telomere syndromes // Nat Rev Genet. 2012. Vol. 13, № 10. P. 693-704.

54. Günes C., Rudolph K.L. The Role of Telomeres in Stem Cells and Cancer // Cell. 2013. Vol. 152, № 3. P. 390-393.

55. Broccoli D. et al. Human telomeres contain two distinct Myb-related proteins, TRF1 and TRF2 // Nat Genet. 1997. Vol. 17, № 2. P. 231-235.

56. Nosek J., Tomaska L. Origin and evolution of telomeres. Austin, Tex.: Landes Bioscience, 2008. 176 p. p.

57. Fairall L. et al. Structure of the TRFH Dimerization Domain of the Human Telomeric Proteins TRF1 and TRF2 // Molecular Cell. 2001. Vol. 8, № 2. P. 351-361.

58. Smith E.M., Pendlebury D.F., Nandakumar J. Structural biology of telomeres and telomerase // Cell. Mol. Life Sci. 2020. Vol. 77, № 1. P. 61-79.

59. Xin H. et al. TPP1 is a homologue of ciliate TEBP-ß and interacts with POT1 to recruit telomerase // Nature. 2007. Vol. 445, № 7127. P. 559-562.

60. Ye J.Z. et al. TIN2 binds TRF1 and TRF2 simultaneously and stabilizes the TRF2 complex on telomeres // J Biol Chem. 2004. Vol. 279, № 45. P. 4726447271.

61. O'Connor M.S. et al. A critical role for TPP1 and TIN2 interaction in highorder telomeric complex assembly // Proc Natl Acad Sci U S A. 2006. Vol. 103, № 32. P. 11874-11879.

62. Takai K.K. et al. Telomere Protection by TPP1/POT1 Requires Tethering to TIN2 // Molecular Cell. 2011. Vol. 44, № 4. P. 647-659.

63. Li B., Oestreich S., de Lange T. Identification of human Rap1: implications for telomere evolution // Cell. 2000. Vol. 101, № 5. P. 471-483.

64. Karlseder J. et al. The Telomeric Protein TRF2 Binds the ATM Kinase and Can Inhibit the ATM-Dependent DNA Damage Response // PLoS Biol / ed. Steve Elledge. 2004. Vol. 2, № 8. P. e240.

65. Denchi E.L., de Lange T. Protection of telomeres through independent control of ATM and ATR by TRF2 and POT1 // Nature. 2007. Vol. 448, № 7157. P. 1068-1071.

66. Okamoto K. et al. A two-step mechanism for TRF2-mediated chromosome-end protection // Nature. 2013. Vol. 494, № 7438. P. 502-505.

67. M.Stansel R. T-loop assembly in vitro involves binding of TRF2 near the 3' telomeric overhang // The EMBO Journal. 2001. Vol. 20, № 19. P. 5532-5540.

68. Sarthy J. et al. Human RAP1 inhibits non-homologous end joining at telomeres // EMBO J. 2009. Vol. 28, № 21. P. 3390-3399.

69. Sfeir A. et al. Loss of Rap1 induces telomere recombination in the absence of NHEJ or a DNA damage signal // Science. 2010. Vol. 327, № 5973. P. 16571661.

70. Rai R. et al. TRF2-RAP1 is required to protect telomeres from engaging in homologous recombination-mediated deletions and fusions // Nat Commun. 2016. Vol. 7, № 1. P. 10881.

71. Kibe T. et al. Telomere Protection by TPP1 Is Mediated by POT1a and POT1b // Molecular and Cellular Biology. 2010. Vol. 30, № 4. P. 1059-1066.

72. Takai K.K. et al. Telomere Protection by TPP1/POT1 Requires Tethering to TIN2 // Molecular Cell. 2011. Vol. 44, № 4. P. 647-659.

73. Kim S. et al. TIN2 Mediates Functions of TRF2 at Human Telomeres // Journal of Biological Chemistry. 2004. Vol. 279, № 42. P. 43799-43804.

74. Glousker G., Lingner J. Challenging endings: How telomeres prevent fragility // BioEssays. 2021. Vol. 43, № 10. P. 2100157.

75. Vannier J.-B. et al. RTEL1 dismantles T loops and counteracts telomeric G4-DNA to maintain telomere integrity // Cell. 2012. Vol. 149, № 4. P. 795-806.

76. Machwe A., Xiao L., Orren D.K. TRF2 recruits the Werner syndrome (WRN) exonuclease for processing of telomeric DNA // Oncogene. 2004. Vol. 23, № 1. P. 149-156.

77. Zimmermann M. et al. TRF1 negotiates TTAGGG repeat-associated replication problems by recruiting the BLM helicase and the TPP1/POT1 repressor of ATR signaling // Genes Dev. 2014. Vol. 28, № 22. P. 2477-2491.

78. Tan J. et al. Resolution of ROS- induced G- quadruplexes and R- loops at transcriptionally active sites is dependent on BLM helicase // FEBS Lett. 2020. Vol. 594, № 9. P. 1359-1367.

79. Ye J. et al. TRF2 and apollo cooperate with topoisomerase 2alpha to protect human telomeres from replicative damage // Cell. 2010. Vol. 142, № 2. P. 230242.

80. Wellinger R.J., Zakian V.A. Everything You Ever Wanted to Know About Saccharomyces cerevisiae Telomeres: Beginning to End // Genetics. 2012. Vol. 191, № 4. P. 1073-1105.

81. Hardy C.F., Sussel L., Shore D. A RAP1-interacting protein involved in transcriptional silencing and telomere length regulation. // Genes Dev. 1992. Vol. 6, № 5. P. 801-814.

82. Cubizolles F. et al. A Homotrimer-Heterotrimer Switch in Sir2 Structure Differentiates rDNA and Telomeric Silencing // Molecular Cell. 2006. Vol. 21, № 6. P. 825-836.

83. Buck S.W., Shore D. Action of a RAP1 carboxy-terminal silencing domain reveals an underlying competition between HMR and telomeres in yeast. // Genes Dev. 1995. Vol. 9, № 3. P. 370-384.

84. Xu F. et al. Sir2 Deacetylates Histone H3 Lysine 56 to Regulate Telomeric Heterochromatin Structure in Yeast // Molecular Cell. 2007. Vol. 27, № 6. P. 890-900.

85. Gottschling D.E. et al. Position effect at S. cerevisiae telomeres: Reversible repression of Pol II transcription // Cell. 1990. Vol. 63, № 4. P. 751-762.

86. Perrod S. et al. A cytosolic NAD-dependent deacetylase, Hst2p, can modulate nucleolar and telomeric silencing in yeast // The EMBO journal. John Wiley & Sons, Ltd, 2001. Vol. 20, № 1-2. P. 197-209.

87. Kim W., Shay J.W. Long-range telomere regulation of gene expression: Telomere looping and telomere position effect over long distances (TPE-OLD) // Differentiation. 2018. Vol. 99. P. 1-9.

88. Tommerup H., Dousmanis A., de Lange T. Unusual chromatin in human telomeres // Mol Cell Biol. 1994. Vol. 14, № 9. P. 5777-5785.

89. Mechelli R. et al. Organization of telomeric nucleosomes: atomic force microscopy imaging and theoretical modeling // FEBS Lett. 2004. Vol. 566, № 1-3. P. 131-135.

90. Hübner B. et al. Ultrastructure and nuclear architecture of telomeric chromatin revealed by correlative light and electron microscopy // Nucleic Acids Research. 2022. Vol. 50, № 9. P. 5047-5063.

91. García-Cao M. et al. Epigenetic regulation of telomere length in mammalian cells by the Suv39h1 and Suv39h2 histone methyltransferases // Nat Genet. 2004. Vol. 36, № 1. P. 94-99.

92. Blasco M.A. The epigenetic regulation of mammalian telomeres // Nat Rev Genet. 2007. Vol. 8, № 4. P. 299-309.

93. O'Sullivan R.J. et al. Reduced histone biosynthesis and chromatin changes arising from a damage signal at telomeres // Nat Struct Mol Biol. 2010. Vol. 17, № 10. P. 1218-1225.

94. Rosenfeld J.A. et al. Determination of enriched histone modifications in non-genic portions of the human genome // BMC Genomics. 2009. Vol. 10. P. 143.

95. Ernst J. et al. Mapping and analysis of chromatin state dynamics in nine human cell types // Nature. 2011. Vol. 473, № 7345. P. 43-49.

96. Cubiles M.D. et al. Epigenetic features of human telomeres // Nucleic Acids Res. 2018. Vol. 46, № 5. P. 2347-2355.

97. Gonzalo S. et al. DNA methyltransferases control telomere length and telomere recombination in mammalian cells // Nat Cell Biol. 2006. Vol. 8, № 4. P. 416424.

98. Benetti R., García-Cao M., Blasco M.A. Telomere length regulates the epigenetic status of mammalian telomeres and subtelomeres // Nat Genet. 2007. Vol. 39, № 2. P. 243-250.

99. Okano M., Xie S., Li E. Cloning and characterization of a family of novel mammalian DNA (cytosine-5) methyltransferases // Nat Genet. 1998. Vol. 19, № 3. P. 219-220.

100. Azzalin C.M. et al. Telomeric repeat containing RNA and RNA surveillance factors at mammalian chromosome ends // Science. 2007. Vol. 318, № 5851. P. 798-801.

101. Bah A., Azzalin C.M. The telomeric transcriptome: From fission yeast to mammals // The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 2012. Vol. 44, № 7. P. 1055-1059.

102. Vrbsky J. et al. siRNA-Mediated Methylation of Arabidopsis Telomeres // PLoS Genet / ed. Kakutani T. 2010. Vol. 6, № 6. P. e1000986.

103. Porro A. et al. Molecular Dissection of Telomeric Repeat-Containing RNA Biogenesis Unveils the Presence of Distinct and Multiple Regulatory Pathways // Molecular and Cellular Biology. 2010. Vol. 30, № 20. P. 4808-4817.

104. Deng Z. et al. TERRA RNA binding to TRF2 facilitates heterochromatin formation and ORC recruitment at telomeres // Mol Cell. 2009. Vol. 35, № 4. P. 403-413.

105. Porro A. et al. Functional characterization of the TERRA transcriptome at damaged telomeres // Nat Commun. 2014. Vol. 5, № 1. P. 5379.

106. Arnoult N., Van Beneden A., Decottignies A. Telomere length regulates TERRA levels through increased trimethylation of telomeric H3K9 and HP1a // Nat Struct Mol Biol. 2012. Vol. 19, № 9. P. 948-956.

107. Montero J.J. et al. TERRA recruitment of polycomb to telomeres is essential for histone trymethylation marks at telomeric heterochromatin // Nat Commun. 2018. Vol. 9, № 1. P. 1548.

108. Arora R. et al. RNaseH1 regulates TERRA-telomeric DNA hybrids and telomere maintenance in ALT tumour cells // Nat Commun. 2014. Vol. 5, № 1. P. 5220.

109. Fernandes R.V., Feretzaki M., Lingner J. The makings of TERRA R-loops at chromosome ends // Cell Cycle. 2021. Vol. 20, № 18. P. 1745-1759.

110. Ruiz-Herrera A. et al. Telomeric repeats far from the ends: mechanisms of origin and role in evolution // Cytogenet Genome Res. 2008. Vol. 122, № 3-4. P. 219-228.

111. Bolzan A.D., Bianchi M.S. Telomeres, interstitial telomeric repeat sequences, and chromosomal aberrations // Mutation Research/Reviews in Mutation Research. 2006. Vol. 612, № 3. P. 189-214.

112. Slijepcevic P. Telomeres and mechanisms of Robertsonian fusion // Chromosoma. 1998. Vol. 107, № 2. P. 136-140.

113. Meyne J. et al. Distribution of non-telomeric sites of the (TTAGGG)n telomeric sequence in vertebrate chromosomes // Chromosoma. 1990. Vol. 99, № 1. P. 3-10.

114. Krutilina R.I. et al. A Negative Regulator of Telomere-Length Protein TRF1 Is Associated with Interstitial (TTAGGG)n Blocks in Immortal Chinese Hamster Ovary Cells // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2001. Vol. 280, № 2. P. 471-475.

115. Martinez P. et al. Mammalian Rap1 controls telomere function and gene expression through binding to telomeric and extratelomeric sites // Nat Cell Biol. 2010. Vol. 12, № 8. P. 768-780.

116. Yang D. et al. Human telomeric proteins occupy selective interstitial sites // Cell Res. 2011. Vol. 21, № 7. P. 1013-1027.

117. Mukherjee A.K. et al. Telomere repeat-binding factor 2 binds extensively to extra-telomeric G-quadruplexes and regulates the epigenetic status of several gene promoters // J Biol Chem. 2019. Vol. 294, № 47. P. 17709-17722.

118. Wood A.M. et al. A beginning of the end: new insights into the functional organization of telomeres // Nucleus. 2015. Vol. 6, № 3. P. 172-178.

119. Robin J.D. et al. Telomere position effect: regulation of gene expression with progressive telomere shortening over long distances // Genes Dev. 2014. Vol. 28, № 22. P. 2464-2476.

120. Kim W. et al. Regulation of the Human Telomerase Gene TERT by Telomere Position Effect-Over Long Distances (TPE-OLD): Implications for Aging and Cancer // PLoS Biol. 2016. Vol. 14, № 12. P. e2000016.

121. Cowan C.R., Carlton P.M., Cande W.Z. The Polar Arrangement of Telomeres in Interphase and Meiosis. Rabl Organization and the Bouquet // Plant Physiology. 2001. Vol. 125, № 2. P. 532-538.

122. Franke W.W. et al. The nuclear envelope and the architecture of the nuclear periphery. // Journal of Cell Biology. 1981. Vol. 91, № 3. P. 39s-50s.

123. Schirmer E.C., Gerace L. The nuclear membrane proteome: extending the envelope // Trends in Biochemical Sciences. 2005. Vol. 30, № 10. P. 551-558.

124. Graumann K., Runions J., Evans D.E. Nuclear envelope proteins and their role in nuclear positioning and replication // Biochemical Society Transactions. 2010. Vol. 38, № 3. P. 741-746.

125. Burke B. Chain reaction: LINC complexes and nuclear positioning // F1000Research. Faculty of 1000 Ltd, 2019. Vol. 8.

126. Horn H.F. et al. A mammalian KASH domain protein coupling meiotic chromosomes to the cytoskeleton // Journal of Cell Biology. 2013. Vol. 202, № 7. P. 1023-1039.

127. Woglar A., Jantsch V. Chromosome movement in meiosis I prophase of Caenorhabditis elegans // Chromosoma. Springer, 2014. Vol. 123. P. 15-24.

128. Link J., Jantsch V. Meiotic chromosomes in motion: a perspective from Mus musculus and Caenorhabditis elegans // Chromosoma. Springer, 2019. Vol. 128, № 3. P. 317-330.

129. Schmitt J. et al. Transmembrane protein Sun2 is involved in tethering mammalian meiotic telomeres to the nuclear envelope // Proceedings of the National Academy of Sciences. National Acad Sciences, 2007. Vol. 104, № 18. P. 7426-7431.

130. Ding X. et al. SUN1 is required for telomere attachment to nuclear envelope and gametogenesis in mice // Dev Cell. 2007. Vol. 12, № 6. P. 863-872.

131. Scherthan H., Sfeir A., de Lange T. Rapl-independent telomere attachment and bouquet formation in mammalian meiosis // Chromosoma. Springer, 2011. Vol. 120. P. 151-157.

132. Shibuya H. et al. MAJIN Links Telomeric DNA to the Nuclear Membrane by Exchanging Telomere Cap // Cell. 2015. Vol. 163, № 5. P. 1252-1266.

133. Shibuya H., Ishiguro K., Watanabe Y. The TRF1-binding protein TERB1 promotes chromosome movement and telomere rigidity in meiosis // Nat Cell Biol. 2014. Vol. 16, № 2. P. 145-156.

134. Zhang J. et al. Distinct TERB1 Domains Regulate Different Protein Interactions in Meiotic Telomere Movement // Cell Rep. 2017. Vol. 21, № 7. P. 1715-1726.

135. Bugaeva E.A., Podgornaya O.I. Telomere-binding protein from the nuclear envelope of oocytes of the frog Rana temporaria // Biochemistry (Mosc). 1997. Vol. 62, № 11. P. 1311-1322.

136. Ilicheva N. et al. The karyosphere capsule in Rana temporaria oocytes contains structural and DNA-binding proteins // Nucleus. 2018. Vol. 9, № 1. P. 516-529.

137. Dolnik A.V. et al. Telomere-binding TRF2/MTBP localization during mouse spermatogenesis and cell cycle of the mouse cells L929 // J Anti Aging Med. 2003. Vol. 6, № 2. P. 107-121.

138. Dolnik A.V. et al. Dynamics of satellite binding protein CENP-B and telomere binding protein TRF2/MTBP in the nuclei of mouse spermatogenic line // Cell Biol Int. 2007. Vol. 31, № 4. P. 316-329.

139. Hua R. et al. FBXO47 regulates telomere-inner nuclear envelope integration by stabilizing TRF2 during meiosis // Nucleic Acids Res. 2019. Vol. 47, № 22. P. 11755-11770.

140. Bupp J.M. et al. Telomere anchoring at the nuclear periphery requires the budding yeast Sad1-UNC-84 domain protein Mps3 // The Journal of cell biology. Rockefeller University Press, 2007. Vol. 179, № 5. P. 845-854.

141. Andrulis E.D. et al. Esc1, a nuclear periphery protein required for Sir4-based plasmid anchoring and partitioning // Molecular and cellular biology. Am Soc Microbiol, 2002. Vol. 22, № 23. P. 8292-8301.

142. Taddei A. et al. Separation of silencing from perinuclear anchoring functions in yeast Ku80, Sir4 and Esc1 proteins // The EMBO Journal. John Wiley & Sons, Ltd Chichester, UK, 2004. Vol. 23, № 6. P. 1301-1312.

143. Maillet L. et al. Evidence for silencing compartments within the yeast nucleus: a role for telomere proximity and Sir protein concentration in silencer-mediated repression. // Genes & development. Cold Spring Harbor Lab, 1996. Vol. 10, № 14. P. 1796-1811.

144. Taddei A. et al. The functional importance of telomere clustering: global changes in gene expression result from SIR factor dispersion // Genome research. Cold Spring Harbor Lab, 2009. Vol. 19, № 4. P. 611-625.

145. Weierich C. et al. Three-dimensional arrangements of centromeres and telomeres in nuclei of human and murine lymphocytes // Chromosome Res. 2003. Vol. 11, № 5. P. 485-502.

146. Ramirez M.J., Surralles J. Laser confocal microscopy analysis of human interphase nuclei by three-dimensional FISH reveals dynamic perinucleolar clustering of telomeres // Cytogenet Genome Res. 2008. Vol. 122, № 3-4. P. 237-242.

147. Crabbe L. et al. Human telomeres are tethered to the nuclear envelope during postmitotic nuclear assembly // Cell Rep. 2012. Vol. 2, № 6. P. 15211529.

148. Ermler S. et al. Cell cycle-dependent 3D distribution of telomeres and telomere repeat-binding factor 2 (TRF2) in HaCaT and HaCaT-myc cells // Eur J Cell Biol. 2004. Vol. 83, № 11-12. P. 681-690.

149. Chuang T.C.Y. et al. The three-dimensional organization of telomeres in the nucleus of mammalian cells // BMC biology. BioMed Central, 2004. Vol. 2, № 1. P. 1-8.

150. Mai S., Garini Y. The significance of telomeric aggregates in the interphase nuclei of tumor cells // J Cell Biochem. 2006. Vol. 97, № 5. P. 904-915.

151. Knecht H. et al. 3D nuclear organization of telomeres in the Hodgkin cell lines U-HO1 and U-HO1-PTPN1: PTPN1 expression prevents the formation of very short telomeres including "t-stumps" // BMC Cell Biol. 2010. Vol. 11. P. 99.

152. Gadji M. et al. Three-dimensional nuclear telomere architecture is associated with differential time to progression and overall survival in glioblastoma patients // Neoplasia. 2010. Vol. 12, № 2. P. 183-191.

153. Vourc'h C. et al. Cell cycle-dependent distribution of telomeres, centromeres, and chromosome-specific subsatellite domains in the interphase nucleus of mouse lymphocytes // Experimental cell research. Elsevier, 1993. Vol. 205, № 1. P. 142-151.

154. Tam R., Smith K.P., Lawrence J.B. The 4q subtelomere harboring the FSHD locus is specifically anchored with peripheral heterochromatin unlike most human telomeres // J Cell Biol. 2004. Vol. 167, № 2. P. 269-279.

155. Wright W.E. et al. Normal Human Telomeres Are Not Late Replicating // Experimental Cell Research. 1999. Vol. 251, № 2. P. 492-499.

156. Raz V. et al. The nuclear lamina promotes telomere aggregation and centromere peripheral localization during senescence of human mesenchymal stem cells // J Cell Sci. 2008. Vol. 121, № Pt 24. P. 4018-4028.

157. Lenain C. et al. Massive reshaping of genome-nuclear lamina interactions during oncogene-induced senescence // Genome Res. 2017. Vol. 27, № 10. P. 1634-1644.

158. Suram A. et al. Oncogene-induced telomere dysfunction enforces cellular senescence in human cancer precursor lesions: Telomere dysfunction limits cancer progression in humans // The EMBO Journal. 2012. Vol. 31, № 13. P. 2839-2851.

159. Chandra T., Narita M. High-order chromatin structure and the epigenome in SAHFs // Nucleus. 2013. Vol. 4, № 1. P. 23-28.

160. Sadaie M. et al. Redistribution of the Lamin B1 genomic binding profile affects rearrangement of heterochromatic domains and SAHF formation during senescence // Genes Dev. 2013. Vol. 27, № 16. P. 1800-1808.

161. Aebi U. et al. The nuclear lamina is a meshwork of intermediate-type filaments // Nature. 1986. Vol. 323, № 6088. P. 560-564.

162. Gruenbaum Y., Foisner R. Lamins: nuclear intermediate filament proteins with fundamental functions in nuclear mechanics and genome regulation // Annu Rev Biochem. 2015. Vol. 84. P. 131-164.

163. Tenga R., Medalia O. Structure and unique mechanical aspects of nuclear lamin filaments // Current Opinion in Structural Biology. 2020. Vol. 64. P. 152-159.

164. Dhe-Paganon S. et al. Structure of the Globular Tail of Nuclear Lamin // Journal of Biological Chemistry. 2002. Vol. 277, № 20. P. 17381-17384.

165. Loewinger L., McKeon F. Mutations in the nuclear lamin proteins resulting in their aberrant assembly in the cytoplasm. // The EMBO Journal. 1988. Vol. 7, № 8. P. 2301-2309.

166. Goldberg M.W. et al. Filaments made from A- and B-type lamins differ in structure and organization // Journal of Cell Science. 2008. Vol. 121, № 2. P. 215-225.

167. Shimi T. et al. The A- and B-type nuclear lamin networks: microdomains involved in chromatin organization and transcription // Genes Dev. 2008. Vol. 22, № 24. P. 3409-3421.

168. Adam S.A. et al. Disruption of lamin B1 and lamin B2 processing and localization by farnesyltransferase inhibitors // Nucleus. 2013. Vol. 4, № 2. P. 142-150.

169. Dechat T. et al. Nuclear lamins // Cold Spring Harb Perspect Biol. 2010. Vol. 2, № 11. P. a000547.

170. Gerace L., Blobel G. The nuclear envelope lamina is reversibly depolymerized during mitosis // Cell. 1980. Vol. 19, № 1. P. 277-287.

171. Moir R.D. et al. Nuclear lamins A and B1: different pathways of assembly during nuclear envelope formation in living cells // J Cell Biol. 2000. Vol. 151, № 6. P. 1155-1168.

172. Naetar N., Ferraioli S., Foisner R. Lamins in the nuclear interior - life outside the lamina // J Cell Sci. 2017. Vol. 130, № 13. P. 2087-2096.

173. Gesson K. et al. A-type lamins bind both hetero- and euchromatin, the latter being regulated by lamina-associated polypeptide 2 alpha // Genome Res. 2016. Vol. 26, № 4. P. 462-473.

174. Legartova S. et al. Nuclear Structures Surrounding Internal Lamin Invaginations: MORPHOLOGY OF INTERNAL LAMINS // J. Cell. Biochem. 2014. Vol. 115, № 3. P. 476-487.

175. Kittisopikul M. et al. Quantitative Analysis of Nuclear Lamins Imaged by Super-Resolution Light Microscopy // Cells. 2019. Vol. 8, № 4. P. 361.

176. Eriksson M. et al. Recurrent de novo point mutations in lamin A cause Hutchinson-Gilford progeria syndrome // Nature. 2003. Vol. 423, № 6937. P. 293-298.

177. Dechat T. et al. Alterations in mitosis and cell cycle progression caused by a mutant lamin A known to accelerate human aging // Proc Natl Acad Sci U S A. 2007. Vol. 104, № 12. P. 4955-4960.

178. Houben F. et al. Role of nuclear lamina-cytoskeleton interactions in the maintenance of cellular strength // Biochimica et Biophysica Acta (BBA) -Molecular Cell Research. 2007. Vol. 1773, № 5. P. 675-686.

179. Osmanagic-Myers S., Dechat T., Foisner R. Lamins at the crossroads of mechanosignaling // Genes Dev. 2015. Vol. 29, № 3. P. 225-237.

180. Dechat T. et al. Nuclear lamins: major factors in the structural organization and function of the nucleus and chromatin // Genes Dev. 2008. Vol. 22, № 7. P. 832-853.

181. Singh M. et al. Lamin A/C Depletion Enhances DNA Damage-Induced Stalled Replication Fork Arrest // Molecular and Cellular Biology. 2013. Vol. 33, № 6. P. 1210-1222.

182. Liu B. et al. Genomic instability in laminopathy-based premature aging // Nat Med. 2005. Vol. 11, № 7. P. 780-785.

183. Liu Y. et al. Involvement of xeroderma pigmentosum group A (XPA) in progeria arising from defective maturation of prelamin A // FASEB j. 2008. Vol. 22, № 2. P. 603-611.

184. Redwood A.B. et al. A dual role for A-type lamins in DNA double-strand break repair // Cell Cycle. 2011. Vol. 10, № 15. P. 2549-2560.

185. Butin-Israeli V., Adam S.A., Goldman R.D. Regulation of Nucleotide Excision Repair by Nuclear Lamin B1 // PLoS ONE / ed. Foltz D. 2013. Vol. 8, № 7. P. e69169.

186. Liu N. et al. Regulation of homologous recombinational repair by lamin B1 in radiation- induced DNA damage // FASEB j. 2015. Vol. 29, № 6. P. 25142525.

187. Guelen L. et al. Domain organization of human chromosomes revealed by mapping of nuclear lamina interactions // Nature. 2008. Vol. 453, № 7197. P. 948-951.

188. Solovei I. et al. LBR and lamin A/C sequentially tether peripheral heterochromatin and inversely regulate differentiation // Cell. 2013. Vol. 152, № 3. P. 584-598.

189. Ye Q., Worman H.J. Interaction between an Integral Protein of the Nuclear Envelope Inner Membrane and Human Chromodomain Proteins Homologous to HP1 // Journal of Biological Chemistry. 1996. Vol. 271, № 25. P. 1465314656.

190. Hirano Y. et al. Lamin B receptor recognizes specific modifications of histone H4 in heterochromatin formation // Journal of Biological Chemistry. ASBMB, 2012. Vol. 287, № 51. P. 42654-42663.

191. Brachner A., Foisner R. Evolvement of LEM proteins as chromatin tethers at the nuclear periphery // Biochem Soc Trans. 2011. Vol. 39, № 6. P. 1735-1741.

192. Lund E.G. et al. Distinct features of lamin A-interacting chromatin domains mapped by ChIP-sequencing from sonicated or micrococcal nuclease-digested chromatin // Nucleus. Taylor & Francis, 2015. Vol. 6, № 1. P. 30-39.

193. Ronningen T. et al. Prepatterning of differentiation-driven nuclear lamin A/C-associated chromatin domains by GlcNAcylated histone H2B // Genome research. Cold Spring Harbor Lab, 2015. Vol. 25, № 12. P. 1825-1835.

194. Naetar N. et al. Loss of nucleoplasmic LAP2alpha-lamin A complexes causes erythroid and epidermal progenitor hyperproliferation // Nat Cell Biol. 2008. Vol. 10, № 11. P. 1341-1348.

195. Dechat T. et al. Lamina-associated polypeptide 2alpha binds intranuclear Atype lamins // J Cell Sci. 2000. Vol. 113 Pt 19. P. 3473-3484.

196. Bronshtein I. et al. Loss of lamin A function increases chromatin dynamics in the nuclear interior // Nat Commun. 2015. Vol. 6. P. 8044.

197. Lund E. et al. Lamin A/C-promoter interactions specify chromatin state-dependent transcription outcomes // Genome research. Cold Spring Harbor Lab, 2013. Vol. 23, № 10. P. 1580-1589.

198. Decker M.L. et al. Telomere length in Hutchinson-Gilford Progeria Syndrome // Mechanisms of Ageing and Development. 2009. Vol. 130, № 6. P. 377-383.

199. Benson E.K., Lee S.W., Aaronson S.A. Role of progerin-induced telomere dysfunction in HGPS premature cellular senescence // Journal of cell science. Company of Biologists, 2010. Vol. 123, № 15. P. 2605-2612.

200. Smith E.D. et al. Interstitial telomeric loops and implications of the interaction between TRF2 and lamin A/C // Differentiation. 2018. Vol. 102. P. 19-26.

201. Rodriguez S. et al. Increased expression of the Hutchinson-Gilford progeria syndrome truncated lamin A transcript during cell aging // European journal of human genetics. Nature Publishing Group, 2009. Vol. 17, № 7. P. 928-937.

202. Cao K. et al. Progerin and telomere dysfunction collaborate to trigger cellular senescence in normal human fibroblasts // J Clin Invest. 2011. Vol. 121, № 7. P. 2833-2844.

203. Taimen P. et al. A progeria mutation reveals functions for lamin A in nuclear assembly, architecture, and chromosome organization // Proc Natl Acad Sci U S A. 2009. Vol. 106, № 49. P. 20788-20793.

204. Shimi T. et al. The role of nuclear lamin B1 in cell proliferation and senescence // Genes & development. Cold Spring Harbor Lab, 2011. Vol. 25, № 24. P. 2579-2593.

205. Freund A. et al. Lamin B1 loss is a senescence-associated biomarker // MBoC / ed. Magin T.M. 2012. Vol. 23, № 11. P. 2066-2075.

206. Dreesen O. et al. Lamin B1 fluctuations have differential effects on cellular proliferation and senescence // Journal of Cell Biology. 2013. Vol. 200, № 5. P. 605-617.

207. Dechat T. et al. LAP2alpha and BAF transiently localize to telomeres and specific regions on chromatin during nuclear assembly // J Cell Sci. 2004. Vol. 117, № Pt 25. P. 6117-6128.

208. Martin C., Chen S., Jackson D.A. Inheriting nuclear organization: can nuclear lamins impart spatial memory during post-mitotic nuclear assembly? // Chromosome Res. 2010. Vol. 18, № 5. P. 525-541.

209. Voronin A.P. et al. A telomere-binding protein (TRF2/MTBP) from mouse nuclear matrix with motives of an intermediate filament-type rod domain // J Anti Aging Med. 2003. Vol. 6, № 3. P. 205-218.

210. Keller D. et al. Spatial modeling of telomere intra-nuclear distribution reveals non-random organization that varies during cell cycle and depends on LAP2 and BAF: preprint. Cell Biology, 2022.

211. Artimo P. et al. ExPASy: SIB bioinformatics resource portal // Nucleic Acids Research. 2012. Vol. 40, № W1. P. W597-W603.

212. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. 1970. Vol. 227, № 5259. P. 680-685.

213. Kaufmann S.H., Coffey D.S., Shaper J.H. Considerations in the isolation of rat liver nuclear matrix, nuclear envelope, and pore complex lamina // Exp Cell Res. 1981. Vol. 132, № 1. P. 105-123.

214. Bogolyubov D.S., Travina A.O., Bogolyubova I.O. Karyosphere Capsule in Oocytes of the Grass Frog: To Be or Not to Be? A Critical View // Cell Tiss. Biol. 2022. Vol. 16, № 6. P. 521-539.

215. Shcherbo D. et al. Practical and reliable FRET/FLIM pair of fluorescent proteins // BMC Biotechnol. 2009. Vol. 9, № 1. P. 24.

216. ТРАВИНА А. et al. Локализация теломерсвязывающего белка TRF2 в сперматогенных клетках зимующих лягушек Rana temporaria. // Цитология. 2022. Vol. 64, № 5. P. 448-456.

217. Eddy E.M. Germ plasm and the differentiation of the germ cell line // Int Rev Cytol. 1975. Vol. 43. P. 229-280.

218. Podgornaya O.I. et al. Nuclear envelope associated protein that binds telomeric DNAs // Mol Reprod Dev. 2000. Vol. 57, № 1. P. 16-25.

219. Pochukalina G.N. et al. Nucleolus-like body of mouse oocytes contains lamin A and B and TRF2 but not actin and topo II // Mol Cytogenet. 2016. Vol. 9. P. 50.

220. Timashev L.A., De Lange T. Characterization of t-loop formation by TRF2 // Nucleus. 2020. Vol. 11, № 1. P. 164-177.

221. Myler L.R. et al. The evolution of metazoan shelterin // Genes Dev. 2021. Vol. 35, № 23-24. P. 1625-1641.

222. Meszaros B., Erdös G., Dosztanyi Z. IUPred2A: context-dependent prediction of protein disorder as a function of redox state and protein binding // Nucleic Acids Research. 2018. Vol. 46, № W1. P. W329-W337.

223. Podgornaya O.I. Nuclear organization by satellite DNA, SAF-A/hnRNPU and matrix attachment regions // Semin Cell Dev Biol. 2022. Vol. 128. P. 6168.

224. Razin S.V., Iarovaia O.V., Vassetzky Y.S. A requiem to the nuclear matrix: from a controversial concept to 3D organization of the nucleus // Chromosoma. 2014. Vol. 123, № 3. P. 217-224.

225. Mitchell T.R., Zhu X.D. Methylated TRF2 associates with the nuclear matrix and serves as a potential biomarker for cellular senescence // Aging (Albany NY). 2014. Vol. 6, № 4. P. 248-263.

226. Krohne G. et al. Nuclear lamin LI of Xenopus laevis: cDNA cloning, amino acid sequence and binding specificity of a member of the lamin B subfamily // EMBO J. 1987. Vol. 6, № 12. P. 3801-3808.

227. Kolb T. et al. Lamin A and lamin C form homodimers and coexist in higher complex forms both in the nucleoplasmic fraction and in the lamina of cultured human cells // Nucleus. 2011. Vol. 2, № 5. P. 425-433.

228. Pennarun G. et al. Increase in lamin B1 promotes telomere instability by disrupting the shelterin complex in human cells // Nucleic Acids Res. 2021. Vol. 49, № 17. P. 9886-9905.

229. Dorner D., Gotzmann J., Foisner R. Nucleoplasmic lamins and their interaction partners, LAP2a, Rb, and BAF, in transcriptional regulation: Nucleoplasmic lamins and their interactions // FEBS Journal. 2007. Vol. 274, № 6. P. 1362-1373.

230. Gustafson E.A., Wessel G.M. DEAD-box helicases: Posttranslational regulation and function // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2010. Vol. 395, № 1. P. 1-6.

231. Szklarczyk D. et al. The STRING database in 2023: protein-protein association networks and functional enrichment analyses for any sequenced genome of interest // Nucleic Acids Research. 2023. Vol. 51, № D1. P. D638-D646.

232. Luo Z. et al. TeloPIN: a database of telomeric proteins interaction network in mammalian cells // Database. 2015. Vol. 2015, № 0. P. bav018-bav018.

233. Petti E. et al. SFPQ and NONO suppress RNA:DNA-hybrid-related telomere instability // Nat Commun. 2019. Vol. 10, № 1. P. 1001.

234. Cristini A. et al. RNA/DNA Hybrid Interactome Identifies DXH9 as a Molecular Player in Transcriptional Termination and R-Loop-Associated DNA Damage // Cell Rep. 2018. Vol. 23, № 6. P. 1891-1905.

235. Cristini A. et al. Dual Processing of R-Loops and Topoisomerase I Induces Transcription-Dependent DNA Double-Strand Breaks // Cell Rep. 2019. Vol. 28, № 12. P. 3167-3181.e6.

236. Promonet A. et al. Topoisomerase 1 prevents replication stress at R-loop-enriched transcription termination sites // Nat Commun. 2020. Vol. 11, № 1. P. 3940.

237. Geuens T., Bouhy D., Timmerman V. The hnRNP family: insights into their role in health and disease // Hum Genet. 2016. Vol. 135, № 8. P. 851-867.

238. Wang T.H. et al. Heterogeneous Nuclear Ribonucleoproteins A1 and A2 Function in Telomerase-Dependent Maintenance of Telomeres // Cancers (Basel). 2019. Vol. 11, № 3.

239. Moran-Jones K. et al. hnRNP A2, a potential ssDNA/RNA molecular adapter at the telomere // Nucleic Acids Res. 2005. Vol. 33, № 2. P. 486-496.

240. Fukuda H. et al. Unfolding of quadruplex structure in the G-rich strand of the minisatellite repeat by the binding protein UP1 // Proc Natl Acad Sci U S A. 2002. Vol. 99, № 20. P. 12685-12690.

241. Mendez-Bermudez A. et al. Genome-wide Control of Heterochromatin Replication by the Telomere Capping Protein TRF2 // Mol Cell. 2018. Vol. 70, № 3. P. 449-461.e5.

242. Ostromyshenskii D.I. et al. Mouse chromocenters DNA content: sequencing and in silico analysis // BMC Genomics. 2018. Vol. 19, № 1. P. 151.

243. Dmitriev P.V. et al. Mouse chromocenters contain associated telomeric DNA and telomerase activity // Dokl Biol Sci. 2002. Vol. 383. P. 171-174.

244. Ramirez M.J., Surralles J. Laser confocal microscopy analysis of human interphase nuclei by three-dimensional FISH reveals dynamic perinucleolar clustering of telomeres // Cytogenetic and genome research. Karger Publishers, 2008. Vol. 122, № 3-4. P. 237-242.

245. Nemeth A. et al. Initial Genomics of the Human Nucleolus // PLoS Genet / ed. Akhtar A. 2010. Vol. 6, № 3. P. e1000889.

246. Van Koningsbruggen S. et al. High-Resolution Whole-Genome Sequencing Reveals That Specific Chromatin Domains from Most Human Chromosomes Associate with Nucleoli // MBoC / ed. Matera A.G. 2010. Vol. 21, № 21. P. 3735-3748.

247. Kind J. et al. Single-Cell Dynamics of Genome-Nuclear Lamina Interactions // Cell. 2013. Vol. 153, № 1. P. 178-192.

248. Ragoczy T. et al. Functional redundancy in the nuclear compartmentalization of the late-replicating genome // Nucleus. 2014. Vol. 5, № 6. P. 626-635.

249. Sen Gupta A., Sengupta K. Lamin B2 modulates nucleolar morphology, dynamics, and function // Molecular and cellular biology. Am Soc Microbiol, 2017. Vol. 37, № 24. P. e00274-17.

250. VAN OORDT P.G. The role of temperature in regulating the spermatogenetic cycle in the common frog (Rana temporaria) // Acta Endocrinol (Copenh). 1956. Vol. 23, № 3. P. 251-264.

251. van Oordt P.G., van Dongen W.J., Lofts B. Seasonal changes in endocrine organs of the male common frog, Rana temporaria. I. The pars distalis of the adenohypophysis // Z Zellforsch Mikrosk Anat. 1968. Vol. 88, № 4. P. 549559.

252. Scherthan H. et al. Centromere and telomere movements during early meiotic prophase of mouse and man are associated with the onset of chromosome pairing // J Cell Biol. 1996. Vol. 134, № 5. P. 1109-1125.

253. Loidl J. The initiation of meiotic chromosome pairing: the cytological view // Genome. 1990. Vol. 33, № 6. P. 759-778.

254. Zickler D., Kleckner N. The leptotene-zygotene transition of meiosis // Annu Rev Genet. 1998. Vol. 32. P. 619-697.

255. Scherthan H. et al. Mammalian Meiotic Telomeres: Protein Composition and Redistribution in Relation to Nuclear Pores // MBoC / ed. Blackburn E.H. 2000. Vol. 11, № 12. P. 4189-4203.

256. Zhang S., Hemmerich P., Grosse F. Nucleolar localization of the human telomeric repeat binding factor 2 (TRF2) // J Cell Sci. 2004. Vol. 117, № Pt 17. P. 3935-3945.

257. Yuan F., Li G., Tong T. Nucleolar and coiled-body phosphoprotein 1 (NOLC1) regulates the nucleolar retention of TRF2 // Cell Death Discov. 2017. Vol. 3. P. 17043.

258. Bogolyubov D.S. Karyosphere (Karyosome): A Peculiar Structure of the Oocyte Nucleus // Int Rev Cell Mol Biol. 2018. Vol. 337. P. 1-48.

259. Spector D.L., Lamond A.I. Nuclear Speckles // Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 2011. Vol. 3, № 2. P. a000646-a000646.

260. Guyonnet B. et al. Isolation and proteomic characterization of the mouse sperm acrosomal matrix // Molecular & Cellular Proteomics. ASBMB, 2012. Vol. 11, № 9. P. 758-774.

261. Codrington A.M., Hales B.F., Robaire B. Exposure of male rats to cyclophosphamide alters the chromatin structure and basic proteome in spermatozoa // Human Reproduction. Oxford University Press, 2007. Vol. 22, № 5. P. 1431-1442.

262. Herrada G., Wolgemuth D.J. The mouse transcription factor Stat4 is expressed in haploid male germ cells and is present in the perinuclear theca of spermatozoa // J Cell Sci. 1997. Vol. 110 ( Pt 14). P. 1543-1553.

263. Hamilton L.E. et al. Core Histones Are Constituents of the Perinuclear Theca of Murid Spermatozoa: An Assessment of Their Synthesis and Assembly during Spermiogenesis and Function after Gametic Fusion // IJMS. 2021. Vol. 22, № 15. P. 8119.

264. Aul R.B., Oko R.J. The major subacrosomal occupant of bull spermatozoa is a novel histone H2B variant associated with the forming acrosome during spermiogenesis // Dev Biol. 2002. Vol. 242, № 2. P. 376-387.

265. Hardy D.M. et al. A mechanism for differential release of acrosomal enzymes during the acrosome reaction // Biochemical Journal. Portland Press Ltd., 1991. Vol. 275, № 3. P. 759-766.

266. Buffone M.G., Foster J.A., Gerton G.L. The role of the acrosomal matrix in fertilization // International Journal of Developmental Biology. UPV/EHU Press, 2004. Vol. 52, № 5-6. P. 511-522.

267. Öura C., Toshimori K. Ultrastructural studies on the fertilization of mammalian gametes // International Review of Cytology. Elsevier, 1990. Vol. 122. P. 105-151.

268. Liu L. et al. An essential role for functional telomeres in mouse germ cells during fertilization and early development // Developmental biology. Elsevier, 2002. Vol. 249, № 1. P. 74-84.

269. Zalenskaya I.A., Bradbury E.M., Zalensky A.O. Chromatin structure of telomere domain in human sperm // Biochemical and biophysical research communications. Elsevier, 2000. Vol. 279, № 1. P. 213-218.

270. Добрынин М.А. et al. Локализация белков TRF2 и DDX5 в ооцитах человека // Цитология. Федеральное государственное бюджетное учреждение" Российская академия наук", 2018. Vol. 60, № 11. P. 947-950.

271. Nguyen-Chi M., Morello D. RNA-binding proteins, RNA granules, and gametes: is unity strength? // Reproduction. 2011. Vol. 142, № 6. P. 803-817.

272. Chuma S. et al. Ultrastructural characterization of spermatogenesis and its evolutionary conservation in the germline: germinal granules in mammals // Mol Cell Endocrinol. 2009. Vol. 306, № 1-2. P. 17-23.

273. Russell L., Frank B. Ultrastructural characterization of nuage in spermatocytes of the rat testis // Anat Rec. 1978. Vol. 190, № 1. P. 79-97.

274. Tanaka S.S. et al. The mouse homolog of Drosophila Vasa is required for the development of male germ cells // Genes & development. Cold Spring Harbor Lab, 2000. Vol. 14, № 7. P. 841-853.

275. Watanabe T. et al. MITOPLD is a mitochondrial protein essential for nuage formation and piRNA biogenesis in the mouse germline // Developmental cell. Elsevier, 2011. Vol. 20, № 3. P. 364-375.

276. Yabuta Y. et al. TDRD5 is required for retrotransposon silencing, chromatoid body assembly, and spermiogenesis in mice // Journal of Cell Biology. The Rockefeller University Press, 2011. Vol. 192, № 5. P. 781-795.

277. Anderson P., Kedersha N. RNA granules // The Journal of cell biology. Rockefeller University Press, 2006. Vol. 172, № 6. P. 803-808.

278. Arkov A.L., Ramos A. Building RNA-protein granules: insight from the germline // Trends Cell Biol. 2010. Vol. 20, № 8. P. 482-490.

279. Wang X. et al. Mitochondria Associated Germinal Structures in Spermatogenesis: piRNA Pathway Regulation and Beyond // Cells. 2020. Vol. 9, № 2.

280. Yokota S. Nuage proteins: their localization in subcellular structures of spermatogenic cells as revealed by immunoelectron microscopy // Histochem Cell Biol. 2012. Vol. 138, № 1. P. 1-11.

281. Fukuda N. et al. The transacting factor CBF-A/Hnrnpab binds to the A2RE/RTS element of protamine 2 mRNA and contributes to its translational regulation during mouse spermatogenesis // PLoS genetics. Public Library of Science San Francisco, USA, 2013. Vol. 9, № 10. P. e1003858.

282. Dobrynin M.A. et al. Human pericentromeric tandemly repeated DNA is transcribed at the end of oocyte maturation and is associated with membraneless mitochondria-associated structures // Sci Rep. 2020. Vol. 10, № 1. P. 19634.

283. Meikar O. et al. An atlas of chromatoid body components // Rna. Cold Spring Harbor Lab, 2014. Vol. 20, № 4. P. 483-495.

284. Libertini G. et al. Is Evidence Supporting the Subtelomere-Telomere Theory of Aging? // Biochemistry (Mosc). 2021. Vol. 86, № 12. P. 1526-1539.