«Механизмы регуляции экдизон-зависимой транскрипции у Drosophila melanogaster» тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, доктор наук Воробьева Надежда Евгеньевна

• Воробьева Надежда Евгеньевна
• доктор наук
• 2022

Оглавление диссертации доктор наук Воробьева Надежда Евгеньевна

Список сокращений

Введение

Актуальность проблемы

Цель и задачи исследования

Научная новизна. Теоретическая значимость работы

Практическая значимость работы

Методология и методы диссертационного исследования

Положения и результаты, выносимые на защиту

Личный вклад автора

Апробация результатов

Публикации

Структура и объем работы

Обзор литературы

1. Ядерные рецепторы как регуляторы транскрипции

1.1 Классификация ядерных рецепторов

1.2 Механизм работы ядерных рецепторов

1.3 Стероидные рецепторы как регуляторы развития организма

2. Экдизон как регулятор развития дрозофилы

2.1 Гетеродимер EcR-Usp как сенсор экдизонового гормона

2.2 Изучение механизмов экдизон-зависимой регуляции транскрипции в клетках слюнных желез

2.3 Корегуляторы транскрипции - партнеры экдизонового рецептора

2.4 Физиологические процессы, регулируемые экдизоновым гормоном

Материалы и методы

Материалы

Клеточные линии и линии Drosophila melanogaster

Антитела

Методы

Работа с культурой клеток S2 Drosophila melanogaster

Работа с РНК, измерение уровня транскрипции генов

Измерение уровня связывания белков с ДНК (ChIP и ChIP-Seq протоколы)

Депонирование полногеномных данных

Изучение взаимодействий между белками (ко-иммунопреципитация)

Изучение взаимодействий между белками (проксимальное in vivo биотинилирование)

Экспрессия и очистка антигенов в клетках E. coli,

получение и аффинная очистка поликлональных антител

Результаты и обсуждение

1. Гены-мишени, активирующиеся под действием экдизона. Экдизон-индуцируемые гены как модель для изучения механизмов регуляции транскрипции

2. Механизм активации транскрипции dhr3 и hr4 экдизон-зависимых генов в S2 клетках дрозофилы. Роль различных транскрипционных комплексов

3. Механизм активации транскрипции генов, непосредственно индуцируемых экдизоном в S2 клетках дрозофилы. Роль негативного фактора элонгации транскрипции NELF

4. Механизм активации транскрипции генов, непосредственно индуцируемых экдизоном в S2 клетках дрозофилы. Поиск новых регуляторов экдизон-зависимой транскрипции

5. Механизмы инактивации транскрипции под действием экдизонового гормона. Регуляция транскрипции генов гликолиза у дрозофилы при участии EcR и ERR

6. Механизмы инактивации транскрипции под действием экдизонового гормона. Использование механизма «паузы» РНК-полимеразы II для подготовки гена ftz-f1 к активной транскрипции на фоне высокой концентрации экдизона

Заключение

Регуляция транскрипции экдизон-зависимых генов при помощи «паузы» РНК-полимеразы II

Работа комплексов корегуляторов в ходе экдизон-зависимой регуляции транскрипции

Кооперация экдизонового рецептора с другими ДНК-связывающими транскрипционными факторами позволяет ему регулировать транскрипцию различных пулов генов

Метаморфоз - уникальная особенность животных с полным превращением, позволяющая исследовать механизмы репрограммирования тканей

Выводы

Список использованной литературы

Благодарности

Список сокращений

APEX2 - engineered Ascorbate peroxidase - модифицированная аскорбат перксидаза AR - Androgen receptor - андрогеновый рецептор

BioID2 - фермент с неспецифической биотин-лигирующей активностью на основе BirA BRCA1 - Breast cancer type 1 susceptibility protein BrdU - бром-дезоксиуридин

BRFly - мультибелковый комплекс, образуемых хроматин ремоделирующих комплексов SWI/SNF и общим фактором транскрипции TFIID

CBP - CREB binding protein

CHD family - Chromodomain helicase DNA-binding (CHD) family

ChIP - chromatin immunoprecipitation - иммунопреципитация хроматина

ChIP-Seq - иммунопреципитация хроматина с последующим NGS секвенированием

CTD - C-концевой домен

DMSO - ДМСО - диметилсульфоксид

DSIF - DRB-Sensitive Factor

E. coli - Escherichia coli

EcR - ecdysone receptor - экдизоновый рецептор

ER - Estrogen receptor - эстрогеновый рецептор

ERR - Estrogen-related receptor

FA - formaldehyde - формальдегид

FACT - Facilitates Chromatin Transcription

GFP - Green Fluorescent Protein

GR - Glucocorticoid receptor - глюкокортикоидный рецептор

HDAC1 - Histone Deacetylase

IP - immunoprecipitation - иммунопреципитация

LC-MS/MS - Liquid Chromatography with tandem Mass spectrometry

LOF - loss of function

MNase - Micrococcal Nuclease

NELF - Negative ELongation Factor NURF - Nucleosome Remodeling Factor PAF - Polymerase-Associated Factor 1 Pol II - РНК-полимераза II

PR - Progesterone receptor - прогестероновый рецептор

PTTH - prothoracicotropic hormone

RNA-FISH - RNA Fluorescent In Situ Hybridization

RNA-Seq - анализ уровня мРНК (polyA+) при помощи NGS-секвенирования

SMRTER - SMRT-related ecdysone receptor interacting factor

STARR-Seq - self-transcribing active regulatory region sequencing

SWI/SNF - SWITCH/Sucrose Non-Fermenting complex

TFIID - общий фактор транскрипции II D

Usp - Ultraspiracle

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

дцРНК - двухцепочечная РНК

КТ - комнатная температура

РНК - рибонуклеиновая кислота

ЭДТА - Этилендиаминтетрауксусная кислота

Экдизон - 20-гидроксиэкдизон (на рисунках часто сокращается как 20Е из-за недостатка места)

Введение диссертации (часть автореферата) на тему ««Механизмы регуляции экдизон-зависимой транскрипции у Drosophila melanogaster»»

Введение

Актуальность проблемы Стероидные гормоны контролируют многие физиологические реакции организма человека.

Среди них - регуляция метаболизма, контроль воспаления, поддержание солевого и водного

баланса, способность противодействовать стрессу и болезням. Именно активность стероидных

гормонов управляет развитием организма во времени (особенно, на ранних стадиях

эмбриогенеза) (Praggastis and Thummel, 2017). Действие стероидных гормонов на клетки

организма опосредуется ядерными рецепторами - транскрипционными факторами. Ядерные

рецепторы взаимодействуют с гормонами, связываются с регуляторными элементами ДНК и

влияют на транскрипционный статус различных генов (Cole et al., 2019). Изменение

транскрипции генов-мишеней является ответом клеток организма на изменение концентрации

гормона. Несмотря на годы исследований, молекулярный механизм, контролирующий

изменение уровня транскрипции генов-мишеней под действием гормонов, остается

недостаточно изученным.

Проблемы изучения ответа организма человека и других млекопитающих на воздействие гормона кроются в сложности данных организмов. Зачастую, гены млекопитающих находятся под контролем сразу многих гормональных систем. Их регуляторные элементы ассоциированы с целым набором различных ядерных рецепторов, которые функционируют кооперативно. В такой ситуации достаточно сложно вычленить прямую причину изменения в работе ядерных рецепторов на фоне экспериментального воздействия. А значит, сложно установить молекулярный механизм, контролирующий работу гена. Другой сложностью исследования регуляции транскрипции генов млекопитающих является разнообразие их корегуляторов транскрипции. В ходе эволюции на фоне усложнения строения организма происходило и усложнение систем, контролирующих его работу. Не осталась в стороне и система регуляции транскрипции генов. В результате, многие корегуляторы транскрипции у высших эукариот представлены белками, имеющими различные изоформы. В то время, как у более простых организмов аналогичная функция может быть реализована всего одним белком. Таким образом, сложность организации организма зачастую является препятствием для исследования молекулярных механизмов, управляющих функционированием его генома.

В связи с повышенной сложностью исследования механизмов регуляции транскрипции генов у млекопитающих до сих пор чрезвычайно актуальны исследования, выполненные на модельных

организмах. Простота генетических и биохимических манипуляций с модельными организмами позволяет исследовать механизмы регуляции транскрипции на более детальном уровне.

Drosophila melanogaster представляет собой удобный модельный организм для проведения исследований регуляции транскрипции гормонами. Развитие дрозофилы реализуется при участии единственного стероидного гормона - 20-гидроксиэкдизона (далее в тексте диссертации - экдизона). Геном дрозофилы содержит всего один рецептор, способный связывать данный гормон - экдизоновый рецептор EcR (Fahrbach et al., 2012). Именно данная сигнальная система является драйвером развития, инициируя запуск многочисленных физиологических программ (Yamanaka et al., 2013).

Механизм регуляции транскрипции генов экдизоновым гормоном представляет фундаментальный интерес, как с точки зрения модели, позволяющей описать механизмы работы рецепторов стероидных гормонов, так и в качестве модели контроля стероидными гормонами физиологических программ развития. В представленной работе регуляция транскрипции экдизоном была использована в качестве модельной системы для изучения общих принципов регуляции транскрипции генов эукариот. Особое внимание было уделено роли различных белковых комплексов в транскрипционном процессе.

Цель и задачи исследования

Целью настоящей работы было детальное описание механизмов регуляции транскрипции генов Drosophila melanogaster, контролируемых экдизоновым гормоном. Для достижения этой цели в работе были поставлены следующие задачи:

1. Разработать экспериментальную систему для изучения экдизон-зависимой регуляции транскрипции генов в культивируемых S2 клетках Drosophila melanogaster. Охарактеризовать особенности контроля транскрипции данных генов экдизоном. Определить этапы транскрипции генов, являющиеся точками воздействия регуляторных сигналов.

2. Исследовать роль 20 различных коактиваторов в экдизон-зависимой активации транскрипции модельных генов в S2 клетках. Определить детальную кинетику рекрутирования данных коактиваторов к промоторам исследуемых генов.

3. При помощи полногеномных методов анализа определить первичные гены, индуцируемые экдизоном в S2 клетках Drosophila melanogaster, и исследовать механизмы, контролирующие их транскрипцию.

4. Адаптировать технологии проксимального in vivo биотинилирования для поиска неизвестных белков-партнеров экдизонового рецептора в S2 клетках дрозофилы. Охарактеризовать роль обнаруженных партнеров в экдизон-индуцируемой транскрипции в культивируемых клетках, а также в тканях дрозофилы.

5. Провести поиск партнеров экдизонового рецептора среди ядерных рецепторов дрозофилы. Исследовать механизм кооперативной регуляции транскрипции генов-мишеней ядерными рецепторами.

6. Разработать экспериментальную систему для изучения регуляции транскрипции генов, косвенно индуцируемых экдизоном в культивируемых S2 клетках Drosophila melanogaster.

7. Охарактеризовать молекулярный механизм регуляции транскрипции у генов, косвенно индуцируемых экдизоном.

Научная новизна. Теоретическая значимость работы

Отличительной особенностью данной работы является сравнительное исследование молекулярного состояния экдизон-зависимых регуляторных элементов в различном статусе. Данный подход позволил выделить среди исследованных корегуляторов те, которые наиболее важны для активации транскрипции генов дрозофилы экдизоном, определить этапы транскрипции, на которые влияют данные белки/комплексы, и выделить взаимосвязи в работе корегуляторов. Проведенные исследования позволили детализировать имеющуюся информацию о механизме экдизон-зависимой регуляции транскрипции и предложить экспериментально-обоснованные модели, описывающие данный процесс. Можно твердо сказать, что ранее ни для одного экдизон-зависимого гена дрозофилы не проводилось исследования такого большого числа корегуляторов в рамках единого проекта. Описанные в рамках данной работы, модельные системы индукции экдизон-зависимых генов в культуре клеток дрозофилы сделали возможным проведение таких детальных исследований. Часть полученной информации о транскрипционных регуляторах экдизонового ответа была проверена в экспериментах на тканях дрозофилы - в эмбриогенезе и метаморфозе.

Корегуляторы экдизонового рецептора, охарактеризованные в культивируемых клетках, были обнаружены на экдизон-зависимых регуляторных элементах в живых тканях. Несомненно, остальная информация, полученная на культуре клеток, также представляет интерес и может быть использована при выполнении проектов по исследованию гормональной регуляции транскрипции на разных стадиях развития дрозофилы.

Изучение экдизон-зависимых модельных генов в данной работе показало, что в дополнение к известным статусам транскрипции генов (неактивному и активному), ген может проходить через промежуточные этапы подготовки его регуляторных элементов к предстоящей транскрипции. Причем, инициирует такую подготовку повышение титра гормона, а сигналом к активации транскрипции генов служит падение уровня гормона. В рамках представленной работы была детально охарактеризована модельная система гена косвенно

индуцируемая экдизоном. Описанная система представляет собой удобную экспериментальную модель для дальнейшего исследования механизма, подготавливающего ген к будущей транскрипции, при этом контролируя его активность.

Практическая значимость работы

Безусловно, информация, полученная в ходе выполнения данной работы, является фундаментальной. Она представляет интерес прежде всего для исследователей, занимающихся изучением развития дрозофилы, а также для более широкого круга исследователей, изучающих принципы регуляции транскрипции генов в различных организмах. Принимая во внимание объект данного исследования, может показаться маловероятным, что полученные результаты будут иметь какой-то практический смысл даже в отдаленной перспективе. Однако, изучение основных фундаментальных принципов регуляции транскрипции гормональными сигналами на модельных организмах (которым является Drosophila melanogaster) может принести значительную практическую пользу.

Основная ценность информации, полученной на модельных организмах, состоит в ее детальности. Уровень понимания этапов и взаимосвязей в молекулярном процессе, который может быть достигнут в исследованиях модельного организма, недоступен сейчас для исследований человека. Все это в полной мере относится к механизмам, регулирующим транскрипцию генов. Детальное понимание механизмов контроля транскрипции генов человека необходимо для борьбы с их нарушением. Проблемы с транскрипцией определенных

пулов генов являются важной составляющей многих патологических процессов, а воздействие на транскрипционные регуляторы является частью терапии заболеваний (Lee and Young, 2013; Papavassiliou and Papavassiliou, 2016).

Исследование механизма гормональной регуляции в более простой системе (на модельном организме) может помочь не просто расширить спектр перспективных лекарственных белков-мишеней, но и выбрать среди них наиболее значимых участников (на основании их молекулярной роли в процессе ответа клетки на воздействие гормона). В данной работе в качестве модели для изучения и поиска новых белков-участников программы регуляции транскрипции использовалась гормональная система насекомых. Простота молекулярно-биологических и генетических манипуляций в этой экспериментальной системе позволяет действительно глубоко разобраться в исследуемых механизмах. Полученная информация, в силу высокой гомологичности базовых молекулярных принципов работы организма, будет потом востребована в дальнейших исследованиях механизмов воздействия гормонов на клетки человека.

Примером потенциальной практической пользы данной работы может служить определение ключевых корегуляторов экдизонового ответа дрозофилы. В ходе исследования 20 различных корегуляторов, было выявлено, что ключевую роль в активации генов экдизоном играют ремоделирующий комплекс SWI/SNF, ацетилтрансфераза CBP/p300, Mediator, PAF и FACT. Принимая во внимание описанную в данной работе роль данных корегуляторов в транскрипции экдизоновых генов, предполагается, что данные белки/комплексы могут принимать участие в активации транскрипции генов стероидными гормонами человека (например, эстрогеном). То есть, данные белки/комплексы потенциально могут быть корегуляторами рецепторов стероидных гормонов человека. Стоит отметить, что использование ядерных рецепторов и их корегуляторов в качестве мишеней для проведения комбинированной терапии является перспективным направлением лечения заболеваний, в патогенез которых вовлечены стероидные гормоны (Martinkovich et al., 2014). Такой подход позволяет снизить концентрации стероидных гормонов, воздействующих на организм и сделать их действие более селективным (направить в определенную ткань или орган). В настоящее время многие научные группы занимаются поиском корегуляторов стероидных гормонов человека именно с этой целью (Cocce et al., 2019). Вполне возможно, что информация о механизме активации транскрипции экдизоновым гормоном поможет найти новые перспективные мишени-корегуляторы для

рецепторов стероидных гормонов человека. Получение первичной фундаментальной информации о механизме гормон-зависимой регуляции транскрипции на модельном организме - дрозофиле, может значительно сэкономить время и средства для дальнейших исследований данных процессов в клетках человека.

Методология и методы диссертационного исследования

Работа выполнена с использованием современных молекулярно-биологических методов исследования. Объектом исследования являются культивируемые клетки и ткани Drosophila melanogaster. В ходе исследования были использованы методы, направленные на измерение уровня транскрипции генов и детекцию уровня связывания различных белков с сайтами в геноме, а также методы исследования взаимодействий между белками. В том числе были использованы полногеномные методы анализа, результаты которых были депонированы в международную базу данных Gene Expression Omnibus. Большинство экспериментов представляют собой сравнительное исследования состояния регуляторных элементов генома в нормальных условиях и на фоне обработки клеток или тканей гормоном дрозофилы 20-гидроксиэкдизоном.

Положения и результаты, выносимые на защиту

1. Впервые описан набор первичных генов, чья транскрипция индуцируется экдизоном в S2 клетках Drosophila melanogaster. На основе двух генов, dhr3 и hr4, разработана модельная система для изучения экдизон-зависимой транскрипции. Охарактеризованы особенности транскрипции генов dhr3 и hr4, заключающиеся в: быстрой индукции транскрипции (через 20 мин после обработки экдизоном), отсутствии саморегуляции, прямой зависимости транскрипции от концентрации экдизона в среде, а также равномерной индукции в клеточной популяции. Преимущественным механизмом регуляции транскрипции генов dhr3 и hr4 является «пауза» РНК-полимеразы II, а активация транскрипции происходит путем стимуляции элонгации.

2. Исследована функциональная роль 20 различных корегуляторов в активации транскрипции модельных генов dhr3 и hr4 экдизоном, а также, кинетика рекрутирования данных корегуляторов к промоторам. Показано, что детальные механизмы активации транскрипции генов dhr3 и hr4 экдизоном различаются. Для гена hr4 активация транскрипции осуществляется

за счет изменения функционального состояния предварительно ассоциированных с промотором корегуляторов, тогда как на промотор dhr3 происходит дополнительное рекрутирование транскрипционных комплексов. Одни и те же корегуляторы по-разному влияют на этапы тран^рипции РНК-полимеразой II генов dhr3 и hr4.

3. Исследование всего набора первичных генов, индуцируемых экдизоном в S2 клетках Drosophila melanogaster, подтвердило результаты, полученные с использованием модельной системы генов dhr3 и hr4, о преимущественном способе регуляции транскрипции экдизон-индуцируемых генов при помощи «паузы» РНК полимеразы II и активации транскрипции путем стимуляции элонгации.

4. Обнаружено, что за формирование «паузы» РНК полимеразы II на промоторах экдизон-индуцируемых генов в S2 клетках отвечает NELF (негативный фактор элонгации транскрипции). Показано взаимодействие компонентов комплекса NELF с рецептором экдизона EcR. Комплекс NELF участвует в индуцированной транскрипции экдизон-зависимых генов, организуя «временную паузу» РНК-полимеразы II на промоторе и способствуя правильному формированию элонгационного комплекса (взаимодействию РНК-полимеразы II с фактором DSIF). Продемонстрирована связь формирования «паузы» РНК-полимеразы II при участии комплекса NELF с подготовкой промоторов экдизон-индуцируемых генов к предстоящей транскрипции в ходе метаморфоза Drosophila melanogaster. В ходе активации транскрипции экдизон-индуцируемых генов при метаморфозе на их промоторах не наблюдается роста уровня связывания РНК-полимеразы II, но происходит изменение степени ее фосфорилирования.

5. С использованием технологий проксимального in vivo биотинилирования, основанных на ферментах BioID2 и APEX2, охарактеризованы молекулярные партнеры экдизонового рецептора EcR, относящиеся к факторам ремоделирования хроматина, белкам ядерной поры, а также архитектурным белкам (CP190, Chro и Pzg). Для ряда новых молекулярных партнеров экдизонового рецептора описан функциональный вклад в экдизон-индуцируемую транскрипцию генов.

6. Показано, что СР190 способен образовывать единый мультибелковый комплекс с экдизоновым рецептором EcR. С помощью Hi-C продемонстрировано, что сайты связывания СР190 в S2 клетках взаимодействуют с регуляторными экдизон-зависимыми элементами с

образованием петель. Мутации в гене СР190 замедляют наступление метаморфоза Drosophila melanogaster и нарушают работу экдизон-зависимых генов в ходе формирования предкуколки.

7. Показано, что ядерные рецепторы EcR и ERR входят в единый мультибелковый комплекс в S2 клетках Drosophila melanogaster. Продемонстрирован функциональный вклад ERR в регуляцию экдизон-зависимых генов. Предложена модель участия EcR в регуляции транскрипции генов углеводного метаболизма (мишеней ERR): как в неактивном, так и в активном состоянии EcR и ERR связывают регуляторные элементы генов углеводного метаболизма, а воздействие экдизона приводит к подавлению их транскрипции как в S2 клетках, так и в тканях личинок Drosophila melanogaster.

8. На основе гена ftz-f1 впервые разработана и охарактеризована модельная система для изучения регуляции транскрипции генов, косвенно индуцируемых экдизоном в S2 клетках. Показано, что на фоне высокого титра экдизона в проксимальной и дистальной части промотора гена ftz-f1 формируется «пауза» РНК-полимеразы II. Снижение титра гормона приводит к активной транскрипции гена ftz-f1, которая реализуется за счет стимуляции элонгации транскрипции.

9. Выявлено, что белок SAYP - компонент комплекса BTFly, включающего в себя ремоделирующий хроматин комплекс SWI/SNF и общий фактор транскрипции TFIID, участвует, как в формировании «репрессивной паузы» РНК-полимеразы II гена ftz-f1, на фоне высокого титра экдизона, так и во «временной паузе» РНК полимеразы II, в ходе активной транскрипции гена при низком титре гормона. SAYP ограничивает транскрипцию гена ftz-f1 при высокой концентрации экдизона и способствует продуктивной элонгации РНК-полимеразы II в активную фазу транскрипции.

Личный вклад автора

Основные экспериментальные данные были получены автором, либо под его непосредственным руководством. Автор осуществлял планирование экспериментов, выбор методов, анализ, обобщение и подготовку результатов к публикации.

Апробация результатов

Результаты работы докладывались и обсуждались на международных и отечественных научных

конференциях, конгрессах и симпозиумах:

1. Vorobyeva NE, Nikolenko JV, Nabirochkina EN, Shidlovskii YV, Krasnov AN, Georgieva SG «SAYP participates in transcriptional regulation of ecdysone-dependent genes on different levels of PIC formation» International Symposium "Control of gene expression and cancer", Russia, Moscow, 21-25.06.2010; pp 58-59

2. Воробьева Н.Е., Николенко Ю.В., Набирочкина Е.Н., Краснов А.Н., Шидловский Ю.В., Георгиева С.Г. «SAYP и BRAHMA важны для остановки комплекса РНК-полимеразы II, как при репрессии, так и в состоянии активной транскрипции». Международная конференция ХРОСОМОМА 2012, Новосибирск, Россия, 02-07.09.2012; стр. 71-72

3. Mazina MYu, Vorobyeva NE. «SWI/SNF complexes of various subunit compositions participate at different stages of gene transcription activation» International conference for young scientists "Molecular control of gene expression", Moscow, Russia, 18-19.06.2015; p. 15

4. Воробьева Н.Е., Мазина М.Ю., Николенко Ю.В., Краснов А.Н., «SWI/SNF комплексы различного субъединичного состава участвуют в разных этапах транскрипции» Международная конференция "Хромосома 2015", Новосибирск, 24-28.08.2015; стр. 74

5. Воробьева Н.Е., Мазина М.Ю., Деревянко П.А., Кочерыжкина Е.В., Николенко Ю.В., Краснов А.Н. «Участие коактиваторных комплексов в экдизон-зависимой активации транскрипции» V молодежная конференция по молекулярной и клеточной биологии Института цитологии РАН, Санкт-Петербург, Россия 18-21 Сентября 2016; стр. 9-10

6. Мазина М.Ю., Кочерыжкина Е.В., Деревянко П.К., Николенко Ю.В., Краснов А.Н., Воробьева Н.Е. «Экдизон активирует транскрипцию генов по различным молекулярным механизмам» Всероссийская конференция «Дрозофила в генетика и медицине» Гатчина, Россия 4-6 октября 2017 г; стр. 32

7. Mazina MYu, Kovalenko E.V., Mironov I.D., Vorobyeva N.E. «Ecdysone-inducible systems for Pol II pausing studies» The FEBS Congress, Prague, Czech Republic, 7-12 july 2018; P-002-005

8. Мазина М.Ю., Коваленко Е.В., Миронов И.Д., Николенко Ю.В., Краснов А.Н., Воробьева Н.Е. «Молекулярные механизмы активации транскрипции экдизон-зависимых генов»

Международная конференция "Хромосома 2018", Новосибирск, Россия, 20-24 августа 2018; стр. 140

9. Kovalenko E.V., Mazina M.Yu., Vorobyeva N.E. «Ecdysone-dependent genes use different modes of transcriptional regulation at embryonic and larval stages of Drosophila development» The 44th FEBS Congress, Krakow, Poland, 6-12 july 2019; P-09-007

Публикации

По теме диссертации опубликовано 19 печатных работ: 18 статей в рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК для публикации материалов диссертационных работ по биологии (из них в изданиях Web of Science 16), 1 глава в монографии.

1. Mazina M. Y., Kovalenko E. V., Vorobyeva, N. E. The negative elongation factor NELF promotes induced transcriptional response of Drosophila ecdysone-dependent genes. Scientific Reports, 2021,11,172 [Q1 SJR2021]

2. Мазина М.Ю., Воробьева Н.Е. Модификаторы хроматина в регуляции транскрипции: свежие находки и перспективы. Acta Naturae, 2021, 13(1):16-30

3. Воробьева Н.Е., Мазина М.Ю. Регуляторы элонгации и архитектурные белки - новые участники транскрипции генов эукариот. Генетика, 2021, 57(7):737-751

4. Mazina, M. Y., Ziganshin, R. H., Magnitov, M. D., Golovnin, A. K. & Vorobyeva, N. E. Proximity-dependent biotin labelling reveals CP190 as an EcR/Usp molecular partner. Scientific Reports, 2020,

10, 4793 [Q1 SJR2021]

5. Kovalenko E. V., Mazina M. Y., Krasnov A. N., Vorobyeva, N. E. The Drosophila nuclear receptors EcR and ERR jointly regulate the expression of genes involved in carbohydrate metabolism. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 2019, 112, 103184 [Q1 SJR2021]

6. Мазина М.Ю., Краснов А.Н., Георгиев П.Г., Воробьева Н.Е. Создание репортерной системы для изучения молекулярных механизмов экдизонового ответа. Доклады академии наук, 2019, 485(4): 515-518.

7. Николенко Ю.В., Краснов А.Н., Воробьева Н.Е. Ремоделирующий хроматин комплекс SWI/SNF влияет на пространственную организацию локуса гена FTZ-F1. Генетика, 2019, 55(2):163-171

8. Mazina MY, Vorobyeva NE Mechanisms of transcriptional regulation of ecdysone response. Вавиловский журнал генетики и селекции, 2019, 23(2):212-218.

9. Mazina MY, Kovalenko EV, Derevyanko PK, Nikolenko JV, Krasnov AN, Vorobyeva NE. One signal stimulates different transcriptional activation mechanisms. Biochimica et Biophysica Acta - Gene Regulatory Mechanisms, 2018, 1861(2):178-189 [Q1 SJR2021]

10. Николенко Ю.В., Краснов А.Н., Мазина М.Ю., Георгиева С.Г., Воробьева Н.Е. (2017) Изучение свойств нового экдизон-зависимого энхансера. Доклады академии наук, 474(6): 756-759

11. Мазина М.Ю., Деревянко П.К., Кочерыжкина Е.В., Николенко Ю.В., Краснов А.Н., Воробьева Н.Е. Коактиваторные комплексы участвуют в различных этапах транскрипции гена hsp70 Drosophila melanogaster. Генетика, 2017, 53(2):155-164

12. Мазина М. Ю., Кочерыжкина Е. В., Николенко Ю. В., Краснов А. Н., Георгиева С. Г., Воробьева Н.Е Ядерные рецепторы EcR, Usp, E75, DHR3 и ERR регулируют транскрипцию генов экдизонового каскада Доклады академии наук, 2017, 473(6):736-738

13. Мазина М.Ю., Николенко Ю.В., Краснов А.Н., Воробьева Н.Е. Транскрипция гена hsp70 дрозофилы на этапах инициации и элонгации происходит с участием белковых комплексов SWI/SNF Генетика, 2016, 52(2):164-169

14. Krasnov AN, Mazina MY, Nikolenko JV, Vorobyeva NE. On the way of revealing coactivator complexes cross-talk during transcriptional activation. Cell & Bioscience, 2016, 24;6:15. [Q1 SJR2021]

15. Мазина М.Ю., Кочерыжкина Е.В., Деревянко П.К., Воробьева Н.Е. Состав комплекса ремоделирования хроматина SWI/SNF стабилен в процессе транскрипции генов Цитология, 2016, 58(4):285-9.

16. Mazina MYu, Nikolenko VJ, Fursova AN, Nedil'ko PN, Krasnov AN, Vorobyeva NE. Early-late genes of the ecdysone cascade as models for transcriptional studies Cell Cycle, 2015 14(22):3593-601 [Q1 SJR2021]

17. Воробьева Н.Е. Регуляция транскрипции генов по механизму остановки комплекса РНК-полимеразы II. Цитология, 55(3): 153-158

18. Vorobyeva NE, Mazina MU and Doronin SA. SWI/SNF Chromatin Remodeling Complex is Involved in RNA Polymerase II Elongation Process in Drosophila melanogaster. Chromatin Remodelling, 2013. ISBN 980-953-307-964-1.

19. Vorobyeva NE, Nikolenko JV, Nabirochkina EN, Krasnov AN, Shidlovskii YV, Georgieva SG. SAYP and Brahma are important for 'repressive' and 'transient' Pol II pausing. Nucleic Acids Research, 2012 Aug;40(15):7319-31 [Q1 SJR2021]

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из введения, четырех глав («Литературный обзор», «Материалы и методы», «Результаты и обсуждение», «Заключение») и выводов. Работа изложена на 210 страницах, содержит 76 рисунков и 4 таблицы. Список литературы включает 287 источников

Обзор литературы

1. Ядерные рецепторы как регуляторы транскрипции

1.1 Классификация ядерных рецепторов

Стероидные гормоны представляют собой малые липофильные молекулы, воздействующие одновременно на многие клетки-мишени, за счет своей способности эффективно распространяться по организму. Основным акцептором сигналов стероидных гормонов являются ядерные рецепторы. Большинство ядерных рецепторов позвоночных связывают стероидные гормоны в цитоплазме клеток, претерпевают конформационные изменения и перемещаются в ядро, где уже связывают регуляторные участки ДНК и регулируют транскрипцию.

В настоящее время семейство ядерных рецепторов человека включает в себя 48 белков. Первыми описанными в семействе ядерных рецепторов была группа стероидных рецепторов (включающая в себя хорошо исследованные эстрогеновый, глюкокортикоидный, а также минералокортикоидные рецепторы). Позднее к ней были добавлены нестероидная группа (включающая тиреоидный и ретиноевый рецепторы), а также группа орфанных рецепторов, не имеющих описанных лигандов. В настоящее время ядерные рецепторы человека подразделяются на 6 различных подсемейств. Это разделение по подсемействам построено в основном на эволюционных предпосылках и структурных соответствиях. Так некоторые подсемейства включают в себя одновременно рецепторы с описанными лигандами и орфанные рецепторы (Mazaira et al., 2018).

В геноме Drosophila melanogaster был обнаружен 21 ген, кодирующий ядерные рецепторы (Fahrbach et al., 2012). Несмотря на то, что семейство ядерных рецепторов дрозофилы содержит существенно меньше представителей, чем такая же группа белков млекопитающих, в ней представлены все 6 подсемейств ядерных рецепторов, описанных для человека (Рис 1). Более того, у насекомых было выделено дополнительное подсемейство (утерянное позднее в ходе эволюции), включающее в себя рецепторы, лишенные лиганд-связывающего домена (Bertrand et al., 2011). Группа рецепторов, лишенная ДНК-связывающего домена, имеющаяся у других видов животных, у насекомых не представлена.

Список литературы диссертационного исследования доктор наук Воробьева Надежда Евгеньевна, 2022 год

Список использованной литературы

Ables, E. T. and Drummond-Barbosa, D. (2010). The Steroid Hormone Ecdysone Functions with Intrinsic Chromatin Remodeling Factors to Control Female Germline Stem Cells in Drosophila. Cell Stem Cell 7, 581-592.

Ables, E. T., Hwang, G. H., Finger, D. S., Hinnant, T. D. and Drummond-Barbosa, D. (2016). A Genetic Mosaic Screen Reveals Ecdysone-Responsive Genes Regulating Drosophila Oogenesis. G3 GenesGenomesGenetics 6, 2629-2642.

Adelman, K. and Lis, J. T. (2012). Promoter-proximal pausing of RNA polymerase II: emerging roles in metazoans. Nat. Rev. Genet. 13, 720-731.

Aldaz, S., Escudero, L. M. and Freeman, M. (2010). Live imaging of Drosophila imaginal disc development. Proc. Natl. Acad. Sci. 107, 14217-14222.

Allen, B. L. and Taatjes, D. J. (2015). The Mediator complex: a central integrator of transcription. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 16, 155-166.

Andres, A. J., Fletcher, J. C., Karim, F. D. and Thummel, C. S. (1993). Molecular Analysis of the Initiation of Insect Metamorphosis: A Comparative Study of Drosophila Ecdysteroid-Regulated Transcription. Dev. Biol. 160, 388-404.

Antoniewski, C., Laval, M. and Lepesant, J.-A. (1993). Structural features critical to the activity of an ecdysone receptor binding site. Insect Biochem. Mol. Biol. 23, 105-114.

Antony, J., Dasgupta, T., Rhodes, J. M., McEwan, M. V., Print, C. G., O'Sullivan, J. M. and Horsfield, J. A.

(2015). Cohesin modulates transcription of estrogen-responsive genes. Biochim. Biophys. Acta BBA - Gene Regul. Mech. 1849, 257-269.

Ashburner, M. (1969). On the Problem of Genetic Similarity between Sibling Species-Puffing Patterns in Drosophila melanogaster and Drosophila simulans. Am. Nat. 103, 189-191.

Ashburner, M. (1971). Induction of Puffs in Polytene Chromosomes of in vitro Cultured Salivary Glands of Drosophila melanogaster by Ecdysone and Ecdysone Analogues. Nature. New Biol. 230, 222.

Ashburner, M. (1972a). Ecdysone induction of puffing in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster: Effects of inhibitors of RNA synthesis. Exp. Cell Res. 71, 433-440.

Ashburner, M. (1972b). Patterns of puffing activity in the salivary gland chromosomes of Drosophila. Chromosoma 38, 255-281.

Ashburner, M. (1973). Sequential gene activation by ecdysone in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster: I. Dependence upon ecdysone concentration. Dev. Biol. 35, 47-61.

Ashburner, M. and Richards, G. (1976). Sequential gene activation by ecdysone in polytene

chromosomes of Drosophila melanogaster,: III. Consequences of ecdysone withdrawal. Dev. Biol. 54, 241-255.

Badenhorst, P., Xiao, H., Cherbas, L., Kwon, S. Y., Voas, M., Rebay, I., Cherbas, P. and Wu, C. (2005). The Drosophila nucleosome remodeling factor NURF is required for Ecdysteroid signaling and metamorphosis. Genes Dev. 19, 2540-2545.

Baehrecke, E. H. (2003). Autophagic programmed cell death in Drosophila. Cell Death Differ. 10, 940945.

Baehrecke, E. H. and Thummel, C. S. (1995). The Drosophila E93 gene from the 93F early puff displays stage- and tissue-specific regulation by 20-hydroxyecdysone. Dev. Biol. 171, 85-97.

Bai, J., Uehara, Y. and Montell, D. J. (2000). Regulation of Invasive Cell Behavior by Taiman, a Drosophila Protein Related to AIB1, a Steroid Receptor Coactivator Amplified in Breast Cancer. Cell 103, 1047-1058.

Baker, K. D., Warren, J. T., Thummel, C. S., Gilbert, L. I. and Mangelsdorf, D. J. (2000). Transcriptional

activation of the Drosophila ecdysone receptor by insect and plant ecdysteroids. Insect Biochem. Mol. Biol. 30, 1037-1043.

Baker, K. D., Shewchuk, L. M., Kozlova, T., Makishima, M., Hassell, A., Wisely, B., Caravella, J. A., Lambert, M. H., Reinking, J. L., Krause, H., et al. (2003). The Drosophila Orphan Nuclear Receptor DHR38 Mediates an Atypical Ecdysteroid Signaling Pathway. Cell 113, 731-742.

Barry, W. E. and Thummel, C. S. (2016). The Drosophila HNF4 nuclear receptor promotes glucose-stimulated insulin secretion and mitochondrial function in adults. eLife 5,.

Becker, H. J. (1959). [The puffs of salivary gland chromosomes of Drosophilia melanogaster. Part 1.

Observations on the behavior of a typical puff in the normal strain and in two mutants, giant and lethal giant larvae]. Chromosoma 10, 654-678.

Beckstead, R. B., Lam, G. and Thummel, C. S. (2005). The genomic response to 20-hydroxyecdysone at the onset of Drosophila metamorphosis. Genome Biol. 6, R99.

Beira, J. V. and Paro, R. (2016). The legacy of Drosophila imaginal discs. Chromosoma 125, 573-592.

Belacortu, Y. and Paricio, N. (2011). Drosophila as a model of wound healing and tissue regeneration in vertebrates. Dev. Dyn. 240, 2379-2404.

Belandia, B., Orford, R. L., Hurst, H. C. and Parker, M. G. (2002). Targeting of SWI/SNF chromatin remodelling complexes to estrogen-responsive genes. EMBO J. 21, 4094-4103.

Belles, X. and Piulachs, M.-D. (2015). Ecdysone signalling and ovarian development in insects: from

stem cells to ovarian follicle formation. Biochim. Biophys. Acta BBA - Gene Regul. Mech. 1849, 181-186.

Belyaeva, E. S., Vlassova, I. E., Biyasheva, Z. M., Kakpakov, V. T., Richards, G. and Zhimulev, I. F. (1981). Cytogenetic analysis of the 2B3-4-2B11 region of the X chromosome of Drosophila melanogaster. II. Changes in 20-OH ecdysone puffing caused by genetic defects of puff 2B5. Chromosoma 84, 207-219.

Bernardo, T. J., Dubrovskaya, V. A., Xie, X. and Dubrovsky, E. B. (2014). A view through a chromatin loop: insights into the ecdysone activation of early genes in Drosophila. Nucleic Acids Res. 42, 10409-10424.

Bertrand, S., Belgacem, M. R. and Escriva, H. (2011). Nuclear hormone receptors in chordates. Mol. Cell. Endocrinol. 334, 67-75.

Billas, I. M. L., Iwema, T., Garnier, J.-M., Mitschler, A., Rochel, N. and Moras, D. (2003). Structural adaptability in the ligand-binding pocket of the ecdysone hormone receptor. Nature 426, 91.

Björnström, L. and Sjöberg, M. (2005). Mechanisms of Estrogen Receptor Signaling: Convergence of Genomic and Nongenomic Actions on Target Genes. Mol. Endocrinol. 19, 833-842.

Bodai, L., Zsindely, N., Gäspär, R., Kristo, I., Komonyi, O. and Boros, I. M. (2012). Ecdysone Induced Gene Expression Is Associated with Acetylation of Histone H3 Lysine 23 in Drosophila melanogaster. PLOS ONE 7, e40565.

Bodofsky, S., Koitz, F. and Wightman, B. (2017). CONSERVED AND EXAPTED FUNCTIONS OF NUCLEAR RECEPTORS IN ANIMAL DEVELOPMENT. Nucl. Recept. Res. 4, 101305.

Boija, A., Klein, I. A., Sabari, B. R., Dall'Agnese, A., Coffey, E. L., Zamudio, A. V., Li, C. H., Shrinivas, K., Manteiga, J. C., Hannett, N. M., et al. (2018). Transcription Factors Activate Genes through the Phase-Separation Capacity of Their Activation Domains. Cell 175, 1842-1855.e16.

Bonneton, F. and Laudet, V. (2012). 6 - Evolution of Nuclear Receptors in Insects. In Insect Endocrinology (ed. Gilbert, L. I.), pp. 219-252. San Diego: Academic Press.

Boulanger, A. and Dura, J.-M. (2015). Nuclear receptors and Drosophila neuronal remodeling. Biochim. Biophys. Acta BBA - Gene Regul. Mech. 1849, 187-195.

Boulanger, M.-C., Miranda, T. B., Clarke, S., Di Fruscio, M., Suter, B., Lasko, P. and Richard, S. (2004). Characterization of the Drosophila protein arginine methyltransferases DART1 and DART4. Biochem. J. 379, 283-289.

Boulanger, A., Clouet-Redt, C., Farge, M., Flandre, A., Guignard, T., Fernando, C., Juge, F. and Dura, J.-

M. (2011). ftz-f1 and Hr39 opposing roles on EcR expression during Drosophila mushroom body neuron remodeling. Nat. Neurosci. 14, 37-44.

Brandt, T. and Corces, V. G. (2008). The Lawc protein is required for proper transcription by RNA polymerase II in Drosophila. Mol. Genet. Genomics 280, 385-396.

Branon, T. C., Bosch, J. A., Sanchez, A. D., Udeshi, N. D., Svinkina, T., Carr, S. A., Feldman, J. L.,

Perrimon, N. and Ting, A. Y. (2018). Efficient proximity labeling in living cells and organisms with TurboID. Nat. Biotechnol. 36, 880-887.

Broadus, J., McCabe, J. R., Endrizzi, B., Thummel, C. S. and Woodard, C. T. (1999). The Drosophila ßFTZ-F1 Orphan Nuclear Receptor Provides Competence for Stage-Specific Responses to the Steroid Hormone Ecdysone. Mol. Cell 3, 143-149.

Browning, C., Martin, E., Loch, C., Wurtz, J.-M., Moras, D., Stote, R. H., Dejaegere, A. P. and Billas, I. M.

L. (2007). Critical Role of Desolvation in the Binding of 20-Hydroxyecdysone to the Ecdysone Receptor. J. Biol. Chem. 282, 32924-32934.

Butcher, R. D. J., Chodagam, S., Basto, R., Wakefield, J. G., Henderson, D. S., Raff, J. W. and Whitfield,

W. G. F. (2004). The Drosophila centrosome-associated protein CP190 is essential for viability but not for cell division. J. Cell Sci. 117, 1191-1199.

Butenandt, A. and Karlson, P. (1954). Über die Isolierung eines Metamorphose-Hormons der Insekten in kristallisierter Form. Z. Für Naturforschung B 9, 389-391.

Butenandt, A. and Karlson, P. (2014). Über die Isolierung eines Metamorphose-Hormons der Insekten in kristallisierter Form. Z. Für Naturforschung B 9, 389-391.

Cakouros, D., Daish, T. J., Mills, K. and Kumar, S. (2004). An Arginine-Histone Methyltransferase,

CARMER, Coordinates Ecdysone-mediated Apoptosis in Drosophila Cells *. J. Biol. Chem. 279, 18467-18471.

Carbonell, A., Mazo, A., Serras, F. and Corominas, M. (2013). Ash2 acts as an ecdysone receptor coactivator by stabilizing the histone methyltransferase Trr. Mol. Biol. Cell 24, 361-372.

Carrera, I., Zavadil, J. and Treisman, J. E. (2008). Two Subunits Specific to the PBAP Chromatin

Remodeling Complex Have Distinct and Redundant Functions during Drosophila Development. Mol. Cell. Biol. 28, 5238-5250.

Celniker, S. E., Dillon, L. A. L., Gerstein, M. B., Gunsalus, K. C., Henikoff, S., Karpen, G. H., Kellis, M., Lai, E. C., Lieb, J. D., MacAlpine, D. M., et al. (2009). Unlocking the secrets of the genome. Nature 459, 927-930.

Chakravarti, D., LaMorte, V. J., Nelson, M. C., Nakajima, T., Schulman, I. G., Juguilon, H., Montminy, M. and Evans, R. M. (1996). Role of CBP/P300 in nuclear receptor signalling. Nature 383, 99-103.

Chang, Y.-Y. and Neufeld, T. P. (2010). Autophagy takes flight in Drosophila. FEBS Lett. 584, 1342-1349.

Charles, J. P. (2010). The regulation of expression of insect cuticle protein genes. Insect Biochem. Mol. Biol. 40, 205-213.

Chavoshi, T. M., Moussian, B. and Uv, A. (2010). Tissue-autonomous EcR functions are required for concurrent organ morphogenesis in the Drosophila embryo. Mech. Dev. 127, 308-319.

Chen, J. D. and Evans, R. M. (1995). A transcriptional co-repressor that interacts with nuclear hormone receptors. Nature 377, 454-457.

Chen, C.-L. and Perrimon, N. (2017). Proximity-dependent labeling methods for proteomic profiling in living cells. Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol. 6,.

Chen, D., Huang, S.-M. and Stallcup, M. R. (2000). Synergistic, p160 Coactivator-dependent

Enhancement of Estrogen Receptor Function by CARM1 and p300 *. J. Biol. Chem. 275, 4081040816.

Chen, Z., Lu, W., Garcia-Prieto, C. and Huang, P. (2007). The Warburg effect and its cancer therapeutic implications. J. Bioenerg. Biomembr. 39, 267.

Chen, W., Liu, Z., Li, T., Zhang, R., Xue, Y., Zhong, Y., Bai, W., Zhou, D. and Zhao, Z. (2014). Regulation of Drosophila circadian rhythms by miRNA let-7 is mediated by a regulatory cycle. Nat. Commun. 5, 5549.

Chen, C.-L., Hu, Y., Udeshi, N. D., Lau, T. Y., Wirtz-Peitz, F., He, L., Ting, A. Y., Carr, S. A. and Perrimon,

N. (2015). Proteomic mapping in live Drosophila tissues using an engineered ascorbate peroxidase. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112, 12093-12098.

Cheng, X., Xu, S., Song, C., He, L., Lian, X., Liu, Y., Wei, J., Pang, L. and Wang, S. (2016). Roles of ERa

during mouse trophectoderm lineage differentiation: revealed by antagonist and agonist of ERa. Dev. Growth Differ. 58, 327-338.

Cheskis, B. J., Greger, J. G., Nagpal, S. and Freedman, L. P. (2007). Signaling by estrogens. J. Cell. Physiol. 213, 610-617.

Chihara, C. J., Petri, W. H., Fristrom, J. W. and King, D. S. (1972). The assay of ecdysones and juvenile hormones on Drosophila imaginal disks in vitro. J. Insect Physiol. 18, 1115-1123.

Choi-Rhee, E., Schulman, H. and Cronan, J. E. (2004). Promiscuous protein biotinylation by Escherichia coli biotin protein ligase. Protein Sci. Publ. Protein Soc. 13, 3043-3050.

Christopherson, K. S., Mark, M. R., Bajaj, V. and Godowski, P. J. (1992). Ecdysteroid-dependent regulation of genes in mammalian cells by a Drosophila ecdysone receptor and chimeric transactivators. Proc. Natl. Acad. Sci. 89, 6314-6318.

Cirillo, L. A., Lin, F. R., Cuesta, I., Friedman, D., Jarnik, M. and Zaret, K. S. (2002). Opening of compacted chromatin by early developmental transcription factors HNF3 (FoxA) and GATA-4. Mol. Cell9, 279-289.

Cocce, K. J., Jasper, J. S., Desautels, T. K., Everett, L., Wardell, S., Westerling, T., Baldi, R., Wright, T. M., Tavares, K., Yllanes, A., et al. (2019). The Lineage Determining Factor GRHL2 Collaborates with FOXA1 to Establish a Targetable Pathway in Endocrine Therapy-Resistant Breast Cancer. Cell Rep. 29, 889-903.e10.

Cole, T. J., Short, K. L. and Hooper, S. B. (2019). The science of steroids. Semin. Fetal. Neonatal Med. 24, 170-175.

Core, L. and Adelman, K. (2019). Promoter-proximal pausing of RNA polymerase II: a nexus of gene regulation. Genes Dev. 33, 960-982.

Core, L. J., Waterfall, J. J., Gilchrist, D. A., Fargo, D. C., Kwak, H., Adelman, K. and Lis, J. T. (2012). Defining the status of RNA polymerase at promoters. Cell Rep. 2, 1025-1035.

Coulon, A., Chow, C. C., Singer, R. H. and Larson, D. R. (2013). Eukaryotic transcriptional dynamics: from single molecules to cell populations. Nat. Rev. Genet. 14, 572-584.

Cubenas-Potts, C., Rowley, M. J., Lyu, X., Li, G., Lei, E. P. and Corces, V. G. (2017). Different enhancer classes in Drosophila bind distinct architectural proteins and mediate unique chromatin interactions and 3D architecture. Nucleic Acids Res. 45, 1714-1730.

Currie, D. A., Milner, M. J. and Evans, C. W. (1988). The growth and differentiation in vitro of leg and wing imaginal disc cells from Drosophila melanogaster. Development 102, 805-814.

D'Avino, P. P. and Thummel, C. S. (1998). crooked legs encodes a family of zinc finger proteins required for leg morphogenesis and ecdysone-regulated gene expression during Drosophila metamorphosis. Development 125, 1733-1745.

Davis, M. B., SanGil, I., Berry, G., Olayokun, R. and Neves, L. H. (2011). Identification of common and

cell type specific LXXLL motif EcR cofactors using a bioinformatics refined candidate RNAi screen in Drosophila melanogastercell lines. BMC Dev. Biol. 11, 66.

DeAngelis, M. W., Coolon, J. D. and Johnson, R. I. (2021). Comparative transcriptome analyses of the Drosophila pupal eye. G3 GenesGenomesGenetics 11, jkaa003.

Domanitskaya, E., Anllo, L. and Schupbach, T. (2014). Phantom, a cytochrome P450 enzyme essential for ecdysone biosynthesis, plays a critical role in the control of border cell migration in Drosophila. Dev. Biol. 386, 408-418.

Egloff, S., Al-Rawaf, H., O'Reilly, D. and Murphy, S. (2009). Chromatin Structure Is Implicated in "Late" Elongation Checkpoints on the U2 snRNA and P-Actin Genes. Mol. Cell. Biol. 29, 4002-4013.

Emelyanov, A. V., Vershilova, E., Ignatyeva, M. A., Pokrovsky, D. K., Lu, X., Konev, A. Y. and Fyodorov,

D. V. (2012). Identification and characterization of ToRC, a novel ISWI-containing ATP-dependent chromatin assembly complex. Genes Dev. 26, 603-614.

Fahrbach, S. E., Smagghe, G. and Velarde, R. A. (2012). Insect Nuclear Receptors. Annu. Rev. Entomol. 57, 83-106.

Fan, S., Wang, J.-A., Yuan, R., Ma, Y., Meng, Q., Erdos, M. R., Pestell, R. G., Yuan, F., Auborn, K. J., Goldberg, I. D., et al. (1999). BRCA1 Inhibition of Estrogen Receptor Signaling in Transfected Cells. Science 284, 1354-1356.

Fant, C. B. and Taatjes, D. J. (2018). Regulatory functions of the Mediator kinases CDK8 and CDK19. Transcription.

Fiorito, E., Sharma, Y., Gilfillan, S., Wang, S., Singh, S. K., Satheesh, S. V., Katika, M. R., Urbanucci, A., Thiede, B., Mills, I. G., et al. (2016). CTCF modulates Estrogen Receptor function through specific chromatin and nuclear matrix interactions. Nucleic Acids Res. 44, 10588-10602.

Fitz, J., Neumann, T. and Pavri, R. (2018). Regulation of RNA polymerase II processivity by Spt5 is restricted to a narrow window during elongation. EMBO J. 37, e97965.

Flyamer, I. M., Illingworth, R. S. and Bickmore, W. A. (2020). Coolpup.py: versatile pile-up analysis of HiC data. Bioinforma. Oxf. Engl. 36, 2980-2985.

Friebel, T. M., Domchek, S. M. and Rebbeck, T. R. (2014). Modifiers of Cancer Risk in BRCA1 and BRCA2 Mutation Carriers: A Systematic Review and Meta-Analysis. JNCI J. Natl. Cancer Inst. 106, dju091.

Fujita, N., Nagata, Y., Nishiuchi, T., Sato, M., Iwami, M. and Kiya, T. (2013). Visualization of Neural Activity in Insect Brains Using a Conserved Immediate Early Gene, Hr38. Curr. Biol. 23, 20632070.

Furlong, E. E. M. and Levine, M. (2018). Developmental enhancers and chromosome topology. Science 361, 1341-1345.

Furusawa, K. and Emoto, K. (2021). Spatiotemporal regulation of developmental neurite pruning: Molecular and cellular insights from Drosophila models. Neurosci. Res. 167, 54-63.

Gaertner, B., Johnston, J., Chen, K., Wallaschek, N., Paulson, A., Garruss, A. S., Gaudenz, K., De Kumar, B., Krumlauf, R. and Zeitlinger, J. (2012). Poised RNA Polymerase II Changes over Developmental Time and Prepares Genes for Future Expression. Cell Rep. 2, 1670-1683.

Gancz, D., Lengil, T. and Gilboa, L. (2011). Coordinated Regulation of Niche and Stem Cell Precursors by Hormonal Signaling. PLOS Biol. 9, e1001202.

Georgiev, P. G. and Gerasimova, T. I. (1989). Novel genes influencing the expression of the yellow locus and mdg4 (gypsy) in Drosophila melanogaster. Mol. Gen. Genet. MGG 220, 121-126.

Ghavi-Helm, Y., Klein, F. A., Pakozdi, T., Ciglar, L., Noordermeer, D., Huber, W. and Furlong, E. E. M.

(2014). Enhancer loops appear stable during development and are associated with paused polymerase. Nature 512, 96-100.

Gilchrist, D. A., Nechaev, S., Lee, C., Ghosh, S. K. B., Collins, J. B., Li, L., Gilmour, D. S. and Adelman, K.

(2008). NELF-mediated stalling of Pol II can enhance gene expression by blocking promoter-proximal nucleosome assembly. Genes Dev. 22, 1921-1933.

Gilchrist, D. A., Dos Santos, G., Fargo, D. C., Xie, B., Gao, Y., Li, L. and Adelman, K. (2010). Pausing of RNA Polymerase II Disrupts DNA-Specified Nucleosome Organization to Enable Precise Gene Regulation. Cell 143, 540-551.

Gissendanner, C. R., Crossgrove, K., Kraus, K. A., Maina, C. V. and Sluder, A. E. (2004). Expression and function of conserved nuclear receptor genes in Caenorhabditis elegans. Dev. Biol. 266, 399416.

Golovnin, A., Volkov, I. and Georgiev, P. (2012). SUMO conjugation is required for the assembly of Drosophila Su(Hw) and Mod(mdg4) into insulator bodies that facilitate insulator complex formation. J. Cell Sci. 125, 2064-2074.

Gonzalez-Gaitan, M., Rothe, M., Wimmer, E. A., Taubert, H. and Jackle, H. (1994). Redundant functions of the genes knirps and knirps-related for the establishment of anterior Drosophila head structures. Proc. Natl. Acad. Sci. 91, 8567-8571.

Gonzy, G., Pokholkova, G. V., Peronnet, F., Mugat, B., Demakova, O. V., Kotlikova, I. V., Lepesant, J.-A. and Zhimulev, I. F. (2002). Isolation and characterization of novel mutations of the Broad-Complex, a key regulatory gene of ecdysone induction in Drosophila melanogaster. Insect Biochem. Mol. Biol. 32, 121-132.

Gortchakov, A. A., Eggert, H., Gan, M., Mattow, J., Zhimulev, I. F. and Saumweber, H. (2005). Chriz, a chromodomain protein specific for the interbands of Drosophila melanogaster polytene chromosomes. Chromosoma 114, 54-66.

Graveley, B. R., Brooks, A. N., Carlson, J. W., Duff, M. O., Landolin, J. M., Yang, L., Artieri, C. G., van Baren, M. J., Boley, N., Booth, B. W., et al. (2011). The developmental transcriptome of Drosophila melanogaster. Nature 471, 473-479.

Gurskiy, D., Orlova, A., Vorobyeva, N., Nabirochkina, E., Krasnov, A., Shidlovskii, Y., Georgieva, S. and Kopytova, D. (2012). The DUBm subunit Sgf11 is required for mRNA export and interacts with Cbp80 in Drosophila. Nucleic Acids Res. 40, 10689-10700.

Gutierrez-Perez, I., Rowley, M. J., Lyu, X., Valadez-Graham, V., Vallejo, D. M., Ballesta-Illan, E., Lopez-Atalaya, J. P., Kremsky, I., Caparros, E., Corees, V. G., et al. (2019). Ecdysone-Induced 3D Chromatin Reorganization Involves Active Enhancers Bound by Pipsqueak and Polycomb. Cell Rep. 28, 2715-2727.e5.

Hall, B. L. and Thummel, C. S. (1998). The RXR homolog ultraspiracle is an essential component of the Drosophila ecdysone receptor. Development 125, 4709-4717.

Hallson, G., Hollebakken, R. E., Li, T., Syrzycka, M., Kim, I., Cotsworth, S., Fitzpatrick, K. A., Sinclair, D. A. R. and Honda, B. M. (2012). dSet1 is the main H3K4 di- and tri-methyltransferase throughout Drosophila development. Genetics 190, 91-100.

Harding, K. and White, K. (2018). Drosophila as a Model for Developmental Biology: Stem Cell-Fate Decisions in the Developing Nervous System. J. Dev. Biol. 6, 25.

Hartig, E. I., Zhu, S., King, B. L. and Coffman, J. A. (2016). Cortisol-treated zebrafish embryos develop into pro-inflammatory adults with aberrant immune gene regulation. Biol. Open 5, 1134-1141.

Heck, B. W., Zhang, B., Tong, X., Pan, Z., Deng, W.-M. and Tsai, C.-C. (2012). The transcriptional corepressor SMRTER influences both Notch and ecdysone signaling during Drosophila development. Biol. Open 1, 182-196.

Helfrich-Forster, C. (2004). The circadian clock in the brain: a structural and functional comparison between mammals and insects. J. Comp. Physiol. A 190, 601-613.

Herboso, L., Oliveira, M. M., Talamillo, A., Pérez, C., González, M., Martín, D., Sutherland, J. D.,

Shingleton, A. W., Mirth, C. K. and Barrio, R. (2015). Ecdysone promotes growth of imaginal discs through the regulation of Thor in D. melanogaster. Sci. Rep. 5, 12383.

Herz, H.-M., Mohan, M., Garruss, A. S., Liang, K., Takahashi, Y., Mickey, K., Voets, O., Verrijzer, C. P. and Shilatifard, A. (2012). Enhancer-associated H3K4 monomethylation by Trithorax-related, the Drosophila homolog of mammalian Mll3/Mll4. Genes Dev. 26, 2604-2620.

Hill, R. J., Billas, I. M. L., Bonneton, F., Graham, L. D. and Lawrence, M. C. (2013). Ecdysone Receptors: From the Ashburner Model to Structural Biology. Annu. Rev. Entomol. 58, 251-271.

Hock, T., Cottrill, T., Keegan, J. and Garza, D. (2000). The E23 early gene of Drosophila encodes an

ecdysone-inducible ATP-binding cassette transporter capable of repressing ecdysone-mediated gene activation. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 9519-9524.

Homem, C. C. F. and Knoblich, J. A. (2012). Drosophila neuroblasts: a model for stem cell biology. Dev. Camb. Engl. 139, 4297-4310.

Homem, C. C. F., Steinmann, V., Burkard, T. R., Jais, A., Esterbauer, H. and Knoblich, J. A. (2014).

Ecdysone and Mediator Change Energy Metabolism to Terminate Proliferation in Drosophila Neural Stem Cells. Cell 158, 874-888.

Horng, H.-C., Chang, W.-H., Yeh, C.-C., Huang, B.-S., Chang, C.-P., Chen, Y.-J., Tsui, K.-H. and Wang, P.-

H. (2017). Estrogen Effects on Wound Healing. Int. J. Mol. Sci. 18, 2325.

Hsu, H.-J., LaFever, L. and Drummond-Barbosa, D. (2008). Diet controls normal and tumorous germline stem cells via insulin-dependent and -independent mechanisms in Drosophila. Dev. Biol. 313, 700-712.

Hurtado, A., Holmes, K. A., Ross-Innes, C. S., Schmidt, D. and Carroll, J. S. (2011). FOXA1 is a key determinant of estrogen receptor function and endocrine response. Nat. Genet. 43, 27-33.

Ikeda, K., Horie-Inoue, K. and Inoue, S. (2019). Functions of estrogen and estrogen receptor signaling on skeletal muscle. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 191, 105375.

Itoh, T. Q., Tanimura, T. and Matsumoto, A. (2011). Membrane-bound transporter controls the

circadian transcription of clock genes in Drosophila. Genes Cells Devoted Mol. Cell. Mech. 16, 1159-1167.

Jang, A. C.-C., Chang, Y.-C., Bai, J. and Montell, D. (2009). Border-cell migration requires integration of spatial and temporal signals by the BTB protein Abrupt. Nat. Cell Biol. 11, 569-579.

Jiang, C., Baehrecke, E. H. and Thummel, C. S. (1997). Steroid regulated programmed cell death during Drosophila metamorphosis. Development 124, 4673-4683.

Jiang, Y., Seimiya, M., Schlumpf, T. B. and Paro, R. (2018). An intrinsic tumour eviction mechanism in Drosophila mediated by steroid hormone signalling. Nat. Commun. 9,.

Johnston, D. M., Sedkov, Y., Petruk, S., Riley, K. M., Fujioka, M., Jaynes, J. B. and Mazo, A. (2011a). Ecdysone- and NO-Mediated Gene Regulation by Competing EcR/Usp and E75A Nuclear Receptors during Drosophila Development. Mol. Cell44, 51-61.

Johnston, D. M., Sedkov, Y., Petruk, S., Riley, K. M., Fujioka, M., Jaynes, J. B. and Mazo, A. (2011b).

Ecdysone- and NO-mediated gene regulation by competing EcR/Usp and E75A nuclear receptors during Drosophila development. Mol. Cell 44, 51-61.

Kang, K. H. and Reichert, H. (2015). Control of neural stem cell self-renewal and differentiation in Drosophila. Cell Tissue Res. 359, 33-45.

Kao, T.-L., Kuan, Y.-P., Cheng, W.-C., Chang, W.-C., Jeng, L.-B., Yeh, S. and Ma, W.-L. (2018). Estrogen receptors orchestrate cell growth and differentiation to facilitate liver regeneration. Theranostics 8, 2672-2682.

Kaplan, N., Moore, I. K., Fondufe-Mittendorf, Y., Gossett, A. J., Tillo, D., Field, Y., LeProust, E. M.,

Hughes, T. R., Lieb, J. D., Widom, J., et al. (2009). The DNA-encoded nucleosome organization of a eukaryotic genome. Nature 458, 362-366.

Kim, D. I., Jensen, S. C., Noble, K. A., KC, B., Roux, K. H., Motamedchaboki, K. and Roux, K. J. (2016). An improved smaller biotin ligase for BioID proximity labeling. Mol. Biol. Cell 27, 1188-1196.

Kimura, S., Sawatsubashi, S., Ito, S., Kouzmenko, A., Suzuki, E., Zhao, Y., Yamagata, K., Tanabe, M., Ueda, T., Fujiyama, S., et al. (2008). Drosophila arginine methyltransferase 1 (DART1) is an ecdysone receptor co-repressor. Biochem. Biophys. Res. Commun. 371, 889-893.

King-Jones, K. and Thummel, C. S. (2005). Nuclear receptors — a perspective from Drosophila. Nat. Rev. Genet. 6, 311-323.

King-Jones, K., Charles, J.-P., Lam, G. and Thummel, C. S. (2005). The ecdysone-induced DHR4 orphan nuclear receptor coordinates growth and maturation in Drosophila. Cell 121, 773-784.

Kirilly, D., Gu, Y., Huang, Y., Wu, Z., Bashirullah, A., Low, B. C., Kolodkin, A. L., Wang, H. and Yu, F.

(2009). A genetic pathway composed of Sox14 and Mical governs severing of dendrites during pruning. Nat. Neurosci. 12, 1497-1505.

Kirilly, D., Wong, J. J. L., Lim, E. K. H., Wang, Y., Zhang, H., Wang, C., Liao, Q., Wang, H., Liou, Y.-C., Wang, H., et al. (2011). Intrinsic epigenetic factors cooperate with the steroid hormone ecdysone to govern dendrite pruning in Drosophila. Neuron 72, 86-100.

Klein, I. A., Boija, A., Afeyan, L. K., Hawken, S. W., Fan, M., Dall'Agnese, A., Oksuz, O., Henninger, J. E., Shrinivas, K., Sabari, B. R., et al. (2020). Partitioning of cancer therapeutics in nuclear condensates. Science 368, 1386-1392.

Koelle, M. R., Talbot, W. S., Segraves, W. A., Bender, M. T., Cherbas, P. and Hogness, D. S. (1991). The drosophila EcR gene encodes an ecdysone receptor, a new member of the steroid receptor superfamily. Cell 67, 59-77.

Kong, S. L., Li, G., Loh, S. L., Sung, W.-K. and Liu, E. T. (2011). Cellular reprogramming by the conjoint action of ERa, FOXA1, and GATA3 to a ligand-inducible growth state. Mol. Syst. Biol. 7, 526.

König, A., Yatsenko, A. S., Weiss, M. and Shcherbata, H. R. (2011). Ecdysteroids affect Drosophila

ovarian stem cell niche formation and early germline differentiation. EMBO J. 30, 1549-1562.

Kovalenko, E. V., Mazina, M. Y., Krasnov, A. N. and Vorobyeva, N. E. (2019). The Drosophila nuclear receptors EcR and ERR jointly regulate the expression of genes involved in carbohydrate metabolism. Insect Biochem. Mol. Biol. 112, 103184.

Kozlova, T. and Thummel, C. S. (2000). Steroid Regulation of Postembryonic Development and Reproduction in Drosophila. Trends Endocrinol. Metab. 11, 276-280.

Kozlova, T. and Thummel, C. S. (2003). Essential roles for ecdysone signaling during Drosophila mid-embryonic development. Science 301, 1911-1914.

Krasnov, A. N., Mazina, M. Y., Nikolenko, J. V. and Vorobyeva, N. E. (2016). On the way of revealing coactivator complexes cross-talk during transcriptional activation. Cell Biosci. 6, 15.

Kreher, J., Kovac, K., Bouazoune, K., Macinkovic, I., Ernst, A. L., Engelen, E., Pahl, R., Finkernagel, F., Murawska, M., Ullah, I., et al. (2017). EcR recruits dMi-2 and increases efficiency of dMi-2-mediated remodelling to constrain transcription of hormone-regulated genes. Nat. Commun. 8,.

Kugler, S. J., Gehring, E.-M., Wallkamm, V., Krüger, V. and Nagel, A. C. (2011). The Putzig-NURF nucleosome remodeling complex is required for ecdysone receptor signaling and innate immunity in Drosophila melanogaster. Genetics 188, 127-139.

Kuhn, T. M., Pascual-Garcia, P., Gozalo, A., Little, S. C. and Capelson, M. (2019). Chromatin targeting of nuclear pore proteins induces chromatin decondensation. J. Cell Biol. 218, 2945-2961.

Kumar, S., Chen, D., Jang, C., Nall, A., Zheng, X. and Sehgal, A. (2014). An ecdysone-responsive nuclear receptor regulates circadian rhythms in Drosophila. Nat. Commun. 5, 5697.

Kyrchanova, O. and Georgiev, P. (2014). Chromatin insulators and long-distance interactions in Drosophila. FEBS Lett. 588, 8-14.

Lacy, M. E. and Hutson, M. S. (2016). Amnioserosa development and function in Drosophila

embryogenesis: Critical mechanical roles for an extraembryonic tissue. Dev. Dyn. 245, 558-568.

Lagha, M., Bothma, J. P., Esposito, E., Ng, S., Stefanik, L., Tsui, C., Johnston, J., Chen, K., Gilmour, D. S., Zeitlinger, J., et al. (2013). Paused Pol II Coordinates Tissue Morphogenesis in the Drosophila Embryo. Cell 153, 976-987.

Lam, G. T., Jiang, C. and Thummel, C. S. (1997). Coordination of larval and prepupal gene expression by the DHR3 orphan receptor during Drosophila metamorphosis. Development 124, 1757-1769.

Langmead, B. and Salzberg, S. L. (2012). Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat. Methods 9, 357-359.

Latcheva, N. K., Viveiros, J. M. and Marenda, D. R. (2019). The Drosophila Chromodomain Protein

Kismet Activates Steroid Hormone Receptor Transcription to Govern Axon Pruning and Memory In Vivo. iScience 16, 79-93.

Lavrynenko, O., Rodenfels, J., Carvalho, M., Dye, N. A., Lafont, R., Eaton, S. and Shevchenko, A. (2015). The ecdysteroidome of Drosophila: influence of diet and development. Development 142, 37583768.

Le Dily, F. and Beato, M. (2018). Signaling by Steroid Hormones in the 3D Nuclear Space. Int. J. Mol. Sci. 19, 306.

Lee, C. Y. and Baehrecke, E. H. (2001). Steroid regulation of autophagic programmed cell death during development. Development 128, 1443-1455.

Lee, T. I. and Young, R. A. (2013). Transcriptional Regulation and Its Misregulation in Disease. Cell 152, 1237-1251.

Lee, T., Marticke, S., Sung, C., Robinow, S. and Luo, L. (2000). Cell-Autonomous Requirement of the

USP/EcR-B Ecdysone Receptor for Mushroom Body Neuronal Remodeling in Drosophila. Neuron 28, 807-818.

Levin, E. R. and Hammes, S. R. (2016). Nuclear receptors outside the nucleus: extranuclear signalling by steroid receptors. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 17, 783-797.

Levine, M. (2011). Paused RNA polymerase II as a developmental checkpoint. Cell 145, 502-511.

Li, Y., Padmanabha, D., Gentile, L. B., Dumur, C. I., Beckstead, R. B. and Baker, K. D. (2013). HIF- and Non-HIF-Regulated Hypoxic Responses Require the Estrogen-Related Receptor in Drosophila melanogaster. PLOS Genet. 9, e1003230.

Li, Y., Ma, Q., Cherry, C. M. and Matunis, E. L. (2014). Steroid signaling promotes stem cell maintenance in the Drosophila testis. Dev. Biol. 394, 129-141.

Li, L., Lyu, X., Hou, C., Takenaka, N., Nguyen, H. Q., Ong, C.-T., Cubenas-Potts, C., Hu, M., Lei, E. P., Bosco, G., et al. (2015). Widespread rearrangement of 3D chromatin organization underlies polycomb-mediated stress-induced silencing. Mol. Cell 58, 216-231.

Liu, M. H. and Cheung, E. (2014). Estrogen receptor-mediated long-range chromatin interactions and transcription in breast cancer. Mol. Cell. Endocrinol. 382, 624-632.

Lonard, D. M. and O'Malley, B. W. (2012). Nuclear receptor coregulators: modulators of pathology and therapeutic targets. Nat. Rev. Endocrinol. 8, 598-604.

Lopaschuk, G. D. and Jaswal, J. S. (2010). Energy Metabolic Phenotype of the Cardiomyocyte During Development, Differentiation, and Postnatal Maturation. J. Cardiovasc. Pharmacol. 56, 130.

Lupien, M., Eeckhoute, J., Meyer, C. A., Wang, Q., Zhang, Y., Li, W., Carroll, J. S., Liu, X. S. and Brown,

M. (2008). FoxA1 translates epigenetic signatures into enhancer-driven lineage-specific transcription. Cell 132, 958-970.

Manavathi, B., Samanthapudi, V. S. K. and Gajulapalli, V. N. R. (2014). Estrogen receptor coregulators and pioneer factors: the orchestrators of mammary gland cell fate and development. Front. Cell Dev. Biol. 2,.

Martinkovich, S., Shah, D., Planey, S. L. and Arnott, J. A. (2014). Selective estrogen receptor modulators: tissue specificity and clinical utility. Clin. Interv. Aging 9, 1437-1452.

Maurange, C., Cheng, L. and Gould, A. P. (2008). Temporal Transcription Factors and Their Targets Schedule the End of Neural Proliferation in Drosophila. Cell 133, 891-902.

Mazaira, G. I., Zgajnar, N. R., Lotufo, C. M., Daneri-Becerra, C., Sivils, J. C., Soto, O. B., Cox, M. B. and Galigniana, M. D. (2018). The Nuclear Receptor Field: A Historical Overview and Future Challenges. Nucl. Recept. Res. 5, 101320.

Mazina, M. Y., Nikolenko, J. V., Fursova, N. A., Nedil'ko, P. N., Krasnov, A. N. and Vorobyeva, N. E.

(2015). Early-late genes of the ecdysone cascade as models for transcriptional studies. Cell Cycle Georget. Tex 14, 3593-3601.

Mazina, M. Y., Kocheryzhkina, E. V., Nikolenko, J. V., Krasnov, A. N., Georgieva, S. G. and Vorobyeva,

N. E. (2017). Nuclear receptors EcR, Usp, E75, DHR3, and ERR regulate transcription of ecdysone cascade genes. Dokl. Biochem. Biophys. 473, 145-147.

Mazina, M. Yu., Kovalenko, E. V., Derevyanko, P. K., Nikolenko, J. V., Krasnov, A. N. and Vorobyeva, N.

E. (2018). One signal stimulates different transcriptional activation mechanisms. Biochim. Biophys. Acta BBA - Gene Regul. Mech. 1861, 178-189.

Mazina, M. Y., Ziganshin, R. H., Magnitov, M. D., Golovnin, A. K. and Vorobyeva, N. E. (2020).

Proximity-dependent biotin labelling reveals CP190 as an EcR/Usp molecular partner. Sci. Rep.

10, 4793.

Mazina, M. Y., Kovalenko, E. V. and Vorobyeva, N. E. (2021a). The negative elongation factor NELF

promotes induced transcriptional response of Drosophila ecdysone-dependent genes. Sci. Rep.

11, 172.

Mazina, M. Y., Юсуповна, М. М., Vorobyeva, N. E. and Евгеньевна, В. Н. (2021b). Chromatin

Modifiers in Transcriptional Regulation: New Findings and Prospects. Acta Naturae 13, 16-30.

Merkey, A. B., Wong, C. K., Hoshizaki, D. K. and Gibbs, A. G. (2011). Energetics of metamorphosis in Drosophila melanogaster. J. Insect Physiol. 57, 1437-1445.

Milner, M. J. and Sang, J. H. (1974). Relative activities of a-ecdysone and p-ecdysone for the differentiation in vitro of drosophila melanogaster imaginal discs. Cell 3, 141-143.

Mirth, C. (2005). Ecdysteroid control of metamorphosis in the differentiating adult leg structures of Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 278, 163-174.

Mirth, C., Truman, J. W. and Riddiford, L. M. (2005). The Role of the Prothoracic Gland in Determining Critical Weight for Metamorphosis in Drosophila melanogaster. Curr. Biol. 15, 1796-1807.

Missra, A. and Gilmour, D. S. (2010). Interactions between DSIF (DRB sensitivity inducing factor), NELF (negative elongation factor), and the Drosophila RNA polymerase II transcription elongation complex. Proc. Natl. Acad. Sci. 107, 11301-11306.

Mitchell, N., Cranna, N., Richardson, H. and Quinn, L. (2008). The Ecdysone-inducible zinc-finger

transcription factor Crol regulates Wg transcription and cell cycle progression in Drosophila. Development 135, 2707-2716.

Mullany, L. K., Lonard, D. M. and O'Malley, B. W. (2021). Wound Healing-related Functions of the p160 Steroid Receptor Coactivator Family. Endocrinology 162, bqaa232.

Myers, S. A., Wright, J., Peckner, R., Kalish, B. T., Zhang, F. and Carr, S. A. (2018). Discovery of proteins associated with a predefined genomic locus in living cells via dCAS9-APEX-mediated proximity labeling. Nat. Methods 15, 437-439.

N. Zghair, A., Sharma, R. and K. Sharma, A. (2014). Hormone Responsive Breast Cancer and BRCA1 Mutation: Mechanism, Regulation and Iron-mediated Effects. Curr. Pharm. Biotechnol. 15, 1113-1124.

Nagy, L., Kao, H.-Y., Chakravarti, D., Lin, R. J., Hassig, C. A., Ayer, D. E., Schreiber, S. L. and Evans, R. M.

(1997). Nuclear Receptor Repression Mediated by a Complex Containing SMRT, mSin3A, and Histone Deacetylase. Cell 89, 373-380.

Nair, S. J., Yang, L., Meluzzi, D., Oh, S., Yang, F., Friedman, M. J., Wang, S., Suter, T., Alshareedah, I., Gamliel, A., et al. (2019). Phase separation of ligand-activated enhancers licenses cooperative chromosomal enhancer assembly. Nat. Struct. Mol. Biol. 26, 193-203.

Narbonne-Reveau, K. and Maurange, C. (2019). Developmental regulation of regenerative potential in Drosophila by ecdysone through a bistable loop of ZBTB transcription factors. PLOS Biol. 17, e3000149.

Nechaev, S. and Adelman, K. (2011). Pol II waiting in the starting gates: Regulating the transition from transcription initiation into productive elongation. Biochim. Biophys. Acta 1809, 34-45.

Ni, Z., Saunders, A., Fuda, N. J., Yao, J., Suarez, J.-R., Webb, W. W. and Lis, J. T. (2008). P-TEFb Is Critical for the Maturation of RNA Polymerase II into Productive Elongation In Vivo. Mol. Cell. Biol. 28, 1161-1170.

Ninov, N., Chiarelli, D. A. and Martin-Blanco, E. (2007). Extrinsic and intrinsic mechanisms directing

epithelial cell sheet replacement during Drosophila metamorphosis. Dev. Camb. Engl. 134, 367379.

No, D., Yao, T. P. and Evans, R. M. (1996). Ecdysone-inducible gene expression in mammalian cells and transgenic mice. Proc. Natl. Acad. Sci. 93, 3346-3351.

Nystrom, S. L., Niederhuber, M. J. and McKay, D. J. (2020). Expression of E93 provides an instructive cue to control dynamic enhancer activity and chromatin accessibility during development. Development 147,.

Oh, S., Oh, C. and Yoo, K. H. (2017). Functional roles of CTCF in breast cancer. BMB Rep. 50, 445-453.

Onate, S. A., Tsai, S. Y., Tsai, M.-J. and O'Malley, B. W. (1995). Sequence and Characterization of a Coactivator for the Steroid Hormone Receptor Superfamily. Science 270, 1354-1357.

Palanker, L., Necakov, A. S., Sampson, H. M., Ni, R., Hu, C., Thummel, C. S. and Krause, H. M. (2006). Dynamic regulation of Drosophila nuclear receptor activity in vivo. Development 133, 35493562.

Papatsenko, I., Levine, M. and Papatsenko, D. (2010). Temporal waves of coherent gene expression during Drosophila embryogenesis. Bioinformatics 26, 2731-2736.

Papavassiliou, K. A. and Papavassiliou, A. G. (2016). Transcription Factor Drug Targets. J. Cell. Biochem. 117, 2693-2696.

Parvy, J.-P., Blais, C., Bernard, F., Warren, J. T., Petryk, A., Gilbert, L. I., O'Connor, M. B. and Dauphin-Villemant, C. (2005). A role for PFTZ-F1 in regulating ecdysteroid titers during post-embryonic development in Drosophila melanogaster. Dev. Biol. 282, 84-94.

Pascual-Garcia, P., Debo, B., Aleman, J. R., Talamas, J. A., Lan, Y., Nguyen, N. H., Won, K. J. and

Capelson, M. (2017). Metazoan Nuclear Pores Provide a Scaffold for Poised Genes and Mediate Induced Enhancer-Promoter Contacts. Mol. Cell 66, 63-76.e6.

Pianca, N., Pontis, F., Chirivi, M., Papa, V., Braga, L., Patnala, R. S., Bongiovanni, C., Mazzeschi, M.,

Umansky, K.-B., Cenacchi, G., et al. (2020). Glucocorticoid Receptor ablation promotes cardiac regeneration by hampering cardiomyocyte terminal differentiation. 2020.01.15.901249.

Pile, L. A. and Wassarman, D. A. (2000). Chromosomal localization links the SIN3-RPD3 complex to the regulation of chromatin condensation, histone acetylation and gene expression. EMBO J. 19, 6131-6140.

Praggastis, S. A. and Thummel, C. S. (2017). Right time, right place: the temporal regulation of developmental gene expression. Genes Dev. 31, 847-848.

Quax, R. A., Manenschijn, L., Koper, J. W., Hazes, J. M., Lamberts, S. W. J., van Rossum, E. F. C. and Feelders, R. A. (2013). Glucocorticoid sensitivity in health and disease. Nat. Rev. Endocrinol. 9, 670-686.

Raisner, R., Kharbanda, S., Jin, L., Jeng, E., Chan, E., Merchant, M., Haverty, P. M., Bainer, R., Cheung, T., Arnott, D., et al. (2018). Enhancer Activity Requires CBP/P300 Bromodomain-Dependent Histone H3K27 Acetylation. Cell Rep. 24, 1722-1729.

Ramirez, F., Ryan, D. P., Gruning, B., Bhardwaj, V., Kilpert, F., Richter, A. S., Heyne, S., Dundar, F. and Manke, T. (2016). deepTools2: a next generation web server for deep-sequencing data analysis. Nucleic Acids Res. 44, W160-165.

Reinking, J., Lam, M. M. S., Pardee, K., Sampson, H. M., Liu, S., Yang, P., Williams, S., White, W., Lajoie, G., Edwards, A., et al. (2005). The Drosophila nuclear receptor e75 contains heme and is gas responsive. Cell 122, 195-207.

Riddiford, L. M. (1994). Cellular and Molecular Actions of Juvenile Hormone I. General Considerations and Premetamorphic Actions. In Advances in Insect Physiology (ed. Evans, P. D.), pp. 213-274. Academic Press.

Riddiford, L. M., Cherbas, P. and Truman, J. W. (2000). Ecdysone receptors and their biological actions. In Vitamins & Hormones, pp. 1-73. Academic Press.

Rougvie, A. E. and Lis, J. T. (1988). The RNA polymerase II molecule at the 5' end of the uninduced hsp70 gene of D. melanogaster is transcriptionally engaged. Cell 54, 795-804.

Roy, S., Saha, T. T., Zou, Z. and Raikhel, A. S. (2018). Regulatory Pathways Controlling Female Insect Reproduction. Annu. Rev. Entomol. 63, 489-511.

Ruaud, A.-F., Lam, G. and Thummel, C. S. (2010). The Drosophila nuclear receptors DHR3 and PFTZ-F1 control overlapping developmental responses in late embryos. Development 137, 123-131.

Rybakova, K. N., Bruggeman, F. J., Tomaszewska, A., Moné, M. J., Carlberg, C. and Westerhoff, H. V.

(2015). Multiplex Eukaryotic Transcription (In)activation: Timing, Bursting and Cycling of a Ratchet Clock Mechanism. PLoS Comput. Biol. 11, e1004236.

Santabárbara-Ruiz, P., López-Santillán, M., Martínez-Rodríguez, I., Binagui-Casas, A., Pérez, L., Milán, M., Corominas, M. and Serras, F. (2015). ROS-Induced JNK and p38 Signaling Is Required for Unpaired Cytokine Activation during Drosophila Regeneration. PLOS Genet. 11, e1005595.

Savitsky, M., Kim, M., Kravchuk, O. and Schwartz, Y. B. (2016). Distinct Roles of Chromatin Insulator Proteins in Control of the Drosophila Bithorax Complex. Genetics 202, 601-617.

Schneider, I. (1972). Cell lines derived from late embryonic stages of Drosophila melanogaster. Development 27, 353-365.

Schubiger, M. and Truman, J. W. (2000). The RXR ortholog USP suppresses early metamorphic

processes in Drosophila in the absence of ecdysteroids. Dev. Camb. Engl. 127, 1151-1159.

Schubiger, M., Wade, A. A., Carney, G. E., Truman, J. W. and Bender, M. (1998). Drosophila EcR-B

ecdysone receptor isoforms are required for larval molting and for neuron remodeling during metamorphosis. Development 125, 2053-2062.

Schüle, R., Rangarajan, P., Kliewer, S., Ransone, L. J., Bolado, J., Yang, N., Verma, I. M. and Evans, R. M.

(1990). Functional antagonism between oncoprotein c-Jun and the glucocorticoid receptor. Cell 62, 1217-1226.

Sedkov, Y., Cho, E., Petruk, S., Cherbas, L., Smith, S. T., Jones, R. S., Cherbas, P., Canaani, E., Jaynes, J. B. and Mazo, A. (2003). Methylation at lysine 4 of histone H3 in ecdysone-dependent development of Drosophila. Nature 426, 78-83.

Shidlovskii, Y. V., Krasnov, A. N., Nikolenko, J. V., Lebedeva, L. A., Kopantseva, M., Ermolaeva, M. A., Ilyin, Y. V., Nabirochkina, E. N., Georgiev, P. G. and Georgieva, S. G. (2005). A novel multidomain transcription coactivator SAYP can also repress transcription in heterochromatin. EMBO J. 24, 97-107.

Shlyueva, D., Stelzer, C., Gerlach, D., Yáñez-Cuna, J. O., Rath, M., Boryn, t. M., Arnold, C. D. and Stark,

A. (2014). Hormone-Responsive Enhancer-Activity Maps Reveal Predictive Motifs, Indirect Repression, and Targeting of Closed Chromatin. Mol. Cell 54, 180-192.

Smith-Bolton, R. K., Worley, M. I., Kanda, H. and Hariharan, I. K. (2009). Regenerative Growth in Drosophila Imaginal Discs Is Regulated by Wingless and Myc. Dev. Cell 16, 797-809.

Srinivasan, S., Dorighi, K. M. and Tamkun, J. W. (2008). Drosophila Kismet regulates histone H3 lysine 27 methylation and early elongation by RNA polymerase II. PLoS Genet. 4, e1000217.

Stoiber, M., Celniker, S., Cherbas, L., Brown, B. and Cherbas, P. (2016). Diverse Hormone Response Networks in 41 Independent Drosophila Cell Lines. G3 Bethesda Md 6, 683-694.

Strowitzki, M. J., Cummins, E. P. and Taylor, C. T. (2019). Protein Hydroxylation by Hypoxia-Inducible Factor (HIF) Hydroxylases: Unique or Ubiquitous? Cells 8, 384.

Sullivan, A. A. and Thummel, C. S. (2003). Temporal Profiles of Nuclear Receptor Gene Expression

Reveal Coordinate Transcriptional Responses during Drosophila Development. Mol. Endocrinol. 17, 2125-2137.

Syed, M. H., Mark, B. and Doe, C. Q. (2017). Steroid hormone induction of temporal gene expression in Drosophila brain neuroblasts generates neuronal and glial diversity. eLife 6, e26287.

Takayanagi-Kiya, S. and Kiya, T. (2019). Activity-dependent visualization and control of neural circuits

for courtship behavior in the fly Drosophila melanogaster. Proc. Natl. Acad. Sci. 116, 5715-5720.

Tennessen, J. M. and Thummel, C. S. (2011). Coordinating Growth and Maturation — Insights from Drosophila. Curr. Biol. 21, R750-R757.

Tennessen, J. M., Baker, K. D., Lam, G., Evans, J. and Thummel, C. S. (2011). The Drosophila Estrogen-Related Receptor Directs a Metabolic Switch that Supports Developmental Growth. Cell Metab. 13, 139-148.

Tennessen, J. M., Bertagnolli, N. M., Evans, J., Sieber, M. H., Cox, J. and Thummel, C. S. (2014).

Coordinated metabolic transitions during Drosophila embryogenesis and the onset of aerobic glycolysis. G3 Bethesda Md 4, 839-850.

Terashima, J. and Bownes, M. (2006). E75A and E75B have opposite effects on the

apoptosis/development choice of the Drosophila egg chamber. Cell Death Differ. 13, 454-464.

Terashima, J., Takaki, K., Sakurai, S. and Bownes, M. (2005). Nutritional status affects 20-

hydroxyecdysone concentration and progression of oogenesis in Drosophila melanogaster. J. Endocrinol. 187, 69-79.

Thummel, C. S. (2001). Molecular Mechanisms of Developmental Timing in C. elegans and Drosophila. Dev. Cell 1, 453-465.

Thummel, C. S. (2002). Ecdysone-regulated puff genes 2000. Insect Biochem. Mol. Biol. 32, 113-120.

Tie, F., Banerjee, R., Stratton, C. A., Prasad-Sinha, J., Stepanik, V., Zlobin, A., Diaz, M. O., Scacheri, P. C. and Harte, P. J. (2009). CBP-mediated acetylation of histone H3 lysine 27 antagonizes Drosophila Polycomb silencing. Development 136, 3131-3141.

Torigoe, S. E., Urwin, D. L., Ishii, H., Smith, D. E. and Kadonaga, J. T. (2011). Identification of a rapidly formed nonnucleosomal histone-DNA intermediate that is converted into chromatin by ACF. Mol. Cell 43, 638-648.

Torrado, M., Low, J. K. K., Silva, A. P. G., Schmidberger, J. W., Sana, M., Sharifi Tabar, M., Isilak, M. E., Winning, C. S., Kwong, C., Bedward, M. J., et al. (2017). Refinement of the subunit interaction

network within the nucleosome remodelling and deacetylase (NuRD) complex. FEBS J. 284, 4216-4232.

Tsai, C. C., Kao, H. Y., Yao, T. P., McKeown, M. and Evans, R. M. (1999). SMRTER, a Drosophila nuclear receptor coregulator, reveals that EcR-mediated repression is critical for development. Mol. Cell 4, 175-186.

Ummethum, H. and Hamperl, S. (2020). Proximity Labeling Techniques to Study Chromatin. Front. Genet. 11,.

Urwyler, O., Zhang, L., Li, X., Imboden, H. and Suter, B. (2007). Tissue-dependent subcellular localization of Drosophila arginine methyl-transferase 4 (DART4), a coactivator whose overexpression affects neither viability nor differentiation. Differentiation 75, 757-765.

Uryu, O., Ameku, T. and Niwa, R. (2015). Recent progress in understanding the role of ecdysteroids in adult insects: Germline development and circadian clock in the fruit fly Drosophila melanogaster. Zool. Lett. 1, 32.

Uyehara, C. M. and McKay, D. J. (2019). Direct and widespread role for the nuclear receptor EcR in mediating the response to ecdysone in Drosophila. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 116, 98939902.

Uyehara, C. M., Nystrom, S. L., Niederhuber, M. J., Leatham-Jensen, M., Ma, Y., Buttitta, L. A. and

McKay, D. J. (2017). Hormone-dependent control of developmental timing through regulation of chromatin accessibility. Genes Dev. 31, 862-875.

van der Burg, K. R. L., Lewis, J. J., Martin, A., Nijhout, H. F., Danko, C. G. and Reed, R. D. (2019).

Contrasting Roles of Transcription Factors Spineless and EcR in the Highly Dynamic Chromatin Landscape of Butterfly Wing Metamorphosis. Cell Rep. 27, 1027-1038.e3.

VanHook, A. and Letsou, A. (2008). Head involution in Drosophila: Genetic and morphogenetic connections to dorsal closure. Dev. Dyn. 237, 28-38.

Varshney, M. K., Inzunza, J., Lupu, D., Ganapathy, V., Antonson, P., Rüegg, J., Nalvarte, I. and

Gustafsson, J.-A. (2017). Role of estrogen receptor beta in neural differentiation of mouse embryonic stem cells. Proc. Natl. Acad. Sci. 114, E10428-E10437.

Velders, M., Schleipen, B., Fritzemeier, K. H., Zierau, O. and Diel, P. (2012). Selective estrogen receptor-P activation stimulates skeletal muscle growth and regeneration. FASEB J. 26, 1909-1920.

Ventos-Alfonso, A., Ylla, G. and Belles, X. (2019). Zelda and the maternal-to-zygotic transition in cockroaches. FEBS J. 286, 3206-3221.

Vicent, G. P., Nacht, A. S., Font-Mateu, J., Castellano, G., Gaveglia, L., Ballaré, C. and Beato, M. (2011). Four enzymes cooperate to displace histone H1 during the first minute of hormonal gene activation. Genes Dev. 25, 845-862.

Vilaboa, N., Boellmann, F. and Voellmy, R. (2011). Gene Switches for Deliberate Regulation of

Transgene Expression: Recent Advances in System Development and Uses. J. Genet. Syndr. Gene Ther. 2, 107.

Vorobyeva, N. E., Soshnikova, N. V., Nikolenko, J. V., Kuzmina, J. L., Nabirochkina, E. N., Georgieva, S. G. and Shidlovskii, Y. V. (2009). Transcription coactivator SAYP combines chromatin remodeler Brahma and transcription initiation factor TFIID into a single supercomplex. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106, 11049-11054.

Vorobyeva, N. E., Nikolenko, J. V., Krasnov, A. N., Kuzmina, J. L., Panov, V. V., Nabirochkina, E. N., Georgieva, S. G. and Shidlovskii, Y. V. (2011). SAYP interacts with DHR3 nuclear receptor and participates in ecdysone-dependent transcription regulation. Cell Cycle Georget. Tex 10, 18211827.

Vorobyeva, N. E., Nikolenko, J. V., Nabirochkina, E. N., Krasnov, A. N., Shidlovskii, Y. V. and Georgieva,

S. G. (2012a). SAYP and Brahma are important for "repressive" and "transient" Pol II pausing. Nucleic Acids Res. 40, 7319-7331.

Vorobyeva, N. E., Nikolenko, J. V., Nabirochkina, E. N., Krasnov, A. N., Shidlovskii, Y. V. and Georgieva,

S. G. (2012b). SAYP and Brahma are important for "repressive" and "transient" Pol II pausing. Nucleic Acids Res. 40, 7319-7331.

Vorobyeva, N. E., Mazina, M. U., Golovnin, A. K., Kopytova, D. V., Gurskiy, D. Y., Nabirochkina, E. N., Georgieva, S. G., Georgiev, P. G. and Krasnov, A. N. (2013). Insulator protein Su(Hw) recruits SAGA and Brahma complexes and constitutes part of Origin Recognition Complex-binding sites in the Drosophila genome. Nucleic Acids Res. 41, 5717-5730.

Vos, S. M., Farnung, L., Urlaub, H. and Cramer, P. (2018a). Structure of paused transcription complex Pol II-DSIF-NELF. Nature 560, 601-606.

Vos, S. M., Farnung, L., Boehning, M., Wigge, C., Linden, A., Urlaub, H. and Cramer, P. (2018b).

Structure of activated transcription complex Pol II-DSIF-PAF-SPT6. Nature 560, 607-612.

Waddell, A. R., Huang, H. and Liao, D. (2021). CBP/p300: Critical Co-Activators for Nuclear Steroid

Hormone Receptors and Emerging Therapeutic Targets in Prostate and Breast Cancers. Cancers 13, 2872.

Wang, C., Fu, M., Angeletti, R. H., Siconolfi-Baez, L., Reutens, A. T., Albanese, C., Lisanti, M. P.,

Katzenellenbogen, B. S., Kato, S., Hopp, T., et al. (2001). Direct Acetylation of the Estrogen Receptor a Hinge Region by p300 Regulates Transactivation and Hormone Sensitivity *. J. Biol. Chem. 276, 18375-18383.

Wang, Q., Sun, Q., Czajkowsky, D. M. and Shao, Z. (2018). Sub-kb Hi-C in D. melanogaster reveals

conserved characteristics of TADs between insect and mammalian cells. Nat. Commun. 9, 188.

Wang, W., Peng, J., Li, Z., Wang, P., Guo, M., Zhang, T., Qian, W., Xia, Q. and Cheng, D. (2019).

Transcription factor E93 regulates wing development by directly promoting Dpp signaling in Drosophila. Biochem. Biophys. Res. Commun. 513, 280-286.

Warren, J. T., Yerushalmi, Y., Shimell, M. J., O'Connor, M. B., Restifo, L. L. and Gilbert, L. I. (2006).

Discrete pulses of molting hormone, 20-hydroxyecdysone, during late larval development of Drosophila melanogaster: Correlations with changes in gene activity. Dev. Dyn. 235, 315-326.

Weeks, J. R., Hardin, S. E., Shen, J., Lee, J. M. and Greenleaf, A. L. (1993). Locus-specific variation in

phosphorylation state of RNA polymerase II in vivo: correlations with gene activity and transcript processing. Genes Dev. 7, 2329-2344.

White, K. P., Hurban, P., Watanabe, T. and Hogness, D. S. (1997). Coordination of Drosophila Metamorphosis by Two Ecdysone-Induced Nuclear Receptors. Science 276, 114-117.

Willis, J. H., Papandreou, N. C., Iconomidou, V. A. and Hamodrakas, S. J. (2012). 5 - Cuticular Proteins. In Insect Molecular Biology and Biochemistry (ed. Gilbert, L. I.), pp. 134-166. San Diego: Academic Press.

Wood, A. M., Van Bortle, K., Ramos, E., Takenaka, N., Rohrbaugh, M., Jones, B. C., Jones, K. C. and Corces, V. G. (2011). Regulation of chromatin organization and inducible gene expression by a Drosophila insulator. Mol. Cell 44, 29-38.

Woodard, C. T., Baehrecke, E. H. and Thummel, C. S. (1994). A molecular mechanism for the stage specificity of the Drosophila prepupal genetic response to ecdysone. Cell 79, 607-615.

Worley, M. I., Setiawan, L. and Hariharan, I. K. (2012). Regeneration and transdetermination in Drosophila imaginal discs. Annu. Rev. Genet. 46, 289 -310.

Wu, J. T. and Doong, R. L. (1984). Effect of antiestrogen CI-628 on the morphology and 17 beta-

hydroxysteroid dehydrogenase activity of mouse blastocysts in culture. Contraception 30, 271278.

Wu, Z., Yang, M., Liu, H., Guo, H., Wang, Y., Cheng, H. and Chen, L. (2012). Role of Nuclear Receptor Coactivator 3 (Ncoa3) in Pluripotency Maintenance *. J. Biol. Chem. 287, 38295-38304.

Xie, T. and Spradling, A. C. (1998). decapentaplegic Is Essential for the Maintenance and Division of Germline Stem Cells in the Drosophila Ovary. Cell 94, 251-260.

Xie, X.-J., Hsu, F.-N., Gao, X., Xu, W., Ni, J.-Q., Xing, Y., Huang, L., Hsiao, H.-C., Zheng, H., Wang, C., et

al. (2015). CDK8-Cyclin C Mediates Nutritional Regulation of Developmental Transitions through the Ecdysone Receptor in Drosophila. PLoS Biol. 13, e1002207.

Xu, S., Xie, F., Tian, L., Fallah, S., Babaei, F., Manno, S. H. C., Manno, F. A. M., Zhu, L., Wong, K. F.,

Liang, Y., et al. (2020). Estrogen accelerates heart regeneration by promoting the inflammatory response in zebrafish. J. Endocrinol. 245, 39-51.

Yamada, M., Murata, T., Hirose, S., Lavorgna, G., Suzuki, E. and Ueda, H. (2000). Temporally restricted expression of transcription factor betaFTZ-F1: significance for embryogenesis, molting and metamorphosis in Drosophila melanogaster. Development 127, 5083-5092.

Yamanaka, N., Rewitz, K. F. and O'Connor, M. B. (2013). Ecdysone Control of Developmental Transitions: Lessons from Drosophila Research. Annu. Rev. Entomol. 58, 497-516.

Yao, T.-P., Forman, B. M., Jiang, Z., Cherbas, L., Chen, J.-D., McKeown, M., Cherbas, P. and Evans, R. M.

(1993). Functional ecdysone receptor is the product of EcR and Ultraspiracle genes. Nature 366, 476.

Yin, V. P. and Thummel, C. S. (2005). Mechanisms of steroid-triggered programmed cell death in Drosophila. Semin. Cell Dev. Biol. 16, 237-243.

Yoo, B., Kim, H., Chen, X., Shen, W., Jang, J. S., Stein, S. N., Cormier, O., Pereira, L., Shih, C. R. Y., Krieger, C., et al. (2021). 20-hydroxyecdysone (20E) signaling regulates amnioserosa morphogenesis during Drosophila dorsal closure: EcR modulates gene expression in a complex with the AP-1 subunit, Jun. Biol. Open 10, bio058605.

Zaret, K. S. and Carroll, J. S. (2011). Pioneer transcription factors: establishing competence for gene expression. Genes Dev. 25, 2227-2241.

Zhang, C., Robinson, B. S., Xu, W., Yang, L., Yao, B., Zhao, H., Byun, P. K., Jin, P., Veraksa, A. and

Moberg, K. H. (2015). The ecdysone receptor coactivator Taiman links Yorkie to transcriptional control of germline stem cell factors in somatic tissue. Dev. Cell 34, 168-180.

Zhimulev, I. F., Belyaeva, E. S., Semeshin, V. F., Koryakov, D. E., Demakov, S. A., Demakova, O. V., Pokholkova, G. V. and Andreyeva, E. N. (2004). Polytene chromosomes: 70 years of genetic research. Int. Rev. Cytol. 241, 203-275.

Zhu, J., Chen, L., Sun, G. and Raikhel, A. S. (2006). The Competence Factor PFtz-F1 Potentiates Ecdysone Receptor Activity via Recruiting a p160/SRC Coactivator. Mol. Cell. Biol. 26, 9402-9412.

Zoglowek, A., Ortowski, M., Pakuta, S., Dutko-Gwozdz, J., Pajdzik, D., Gwozdz, T., Rymarczyk, G., Wieczorek, E., Dobrucki, J., Dobryszycki, P., et al. (2012). The composite nature of the interaction between nuclear receptors EcR and DHR38. Biol. Chem. 393, 457-471.

Zraly, C. B. and Dingwall, A. K. (2012). The chromatin remodeling and mRNA splicing functions of the Brahma (SWI/SNF) complex are mediated by the SNR1/SNF5 regulatory subunit. Nucleic Acids Res. 40, 5975-5987.

Zraly, C. B., Middleton, F. A. and Dingwall, A. K. (2006). Hormone-response Genes Are Direct in Vivo Regulatory Targets of Brahma (SWI/SNF) Complex Function. J. Biol. Chem. 281, 35305-35315.

Благодарности

Самую сердечную благодарность автор выражает Мазиной Марине Юсуповне, работа с которой плечом к плечу в течение многих лет помогла реализовать те задачи, которые казались невыполнимыми. Без ее помощи в экспериментах, а также ее живого критического мышления, бесценного при анализе результатов, данная работа не была бы возможна. Автор выражает огромную благодарность Георгиевой Софии Георгиевне, которая своим примером и деликатным руководством помогла автору найти свой собственный путь в науке и показала, что такое искренний внутренний интерес к научным исследованиям. Автор выражает благодарность Краснову Алексею Николаевичу и Шидловскому Юлию Валерьевичу, которые в ходе ценных дискуссий научили автора критическому научному мышлению. Автор благодарен сотруднику Института биоорганической химии РАН Зиганшину Рустаму Хусмановичу за проведение ЬС-МБ/МБ анализа и сотрудникам компании «Евроген» за осуществление ЫСБ секвенирования. Автор выражает особую благодарность всем сотрудникам лаборатории под руководством Георгиевой Софии Георгиевны, которые способствовали созданию продуктивной и дружелюбной атмосферы, необходимой для реализации данной работы на ранних ее этапах. Отдельно автор благодарит студентов Группы динамики транскрипционных комплексов ИБГ РАН, которые в разные годы принимали участие в данной работе и способствовали ее осуществлению. Автор очень благодарен дирекции и администрации Института биологии гена РАН за обеспечение комфортных условий для научных исследований. Особенную благодарность автор выражает Набирочкиной Елене Николаевне за ее ценные советы, поддержку и участие в создании диссертационной работы. Кроме того, автор выражает благодарность членам своей семьи за поддержку в любых ситуациях.