Механизмы работы ключевых элементов систем фототрансдукции палочек и колбочек сетчатки позвоночных тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, доктор биологических наук Орлов, Николай Яковлевич

• Орлов, Николай Яковлевич
• доктор биологических наук
• 2004

Оглавление диссертации доктор биологических наук Орлов, Николай Яковлевич

Введение.

Содержание

Глава. I. Трансдуцин и другие GTP-связывающие белки. Механизмы их активации и регуляции.

1. GTP-связывающий белковый комплекс в НСП сетчатки лягушки.

2. GTP-связывающий белок трансдуцин - компонент молекулярного усилителя НСП сетчатки.

3. Скорость диссоциации комплекса трансдуцин-GDP в присутствии обесцвеченного родопсина в НСП сетчатки лягушки. Начальный этап исследовании.

4. Нуклеозиддифостаткиназная (GDP-киназная) активность препаратов НСП сетчатки лягушки и водорастворимых белков НСП. Светозависимое фосфорилирование GDP в препаратах НСП.

5. NDP киназа в препаратах факторов элонгации Е. coli Tu и Ts

6. Краткое заключение.

Глава II. Возможные механизмы регуляции системы фототраисдукции ионами кальция.

1. Скорость гидролиза GTP в активном центре трансдуцина.

2. Влияют ли ионы кальция на время жизни активного состояния трансдуцина? Экспериментальные результаты и предположения.

3. Водорастворимые Са2+-связывающие белки препаратов НСП сетчатки быка. Белки-мишени комплекса Са2+-кальмодулин.

Глава III. Активация и регуляция cGMP-специфичной фосфодиэстеразы

НСП сетчатки.

1. Активация cGMP-специфичной фосфодиэстеразы в препаратах наружных сегментов палочек сетчатки быка трансдуцином в присутствии GTP и его негидролизуемых аналогов.

2. Популяции cGMP-специфичной фосфодиэстеразы НСП сетчатки быка, отличающиеся сродством к фоторецепторным мембранам.

3. Возможная роль некаталитических cGMP-связывающих центров cGMP-специфичной фосфодиэстеразы НСП сетчатки позвоночных.

Глава IV. сСхМР-спенифичная фосфодиэстераза - ключевой элемент системы фототраисдукции колбочек сетчатки позвоночных. Сходство и различия систем регуляции активиости ФДЭ в палочках и колбочках сетчатки позвоночных.

I .сОМР-специфичная фосфодиэстераза - ключевой элемент системы фототраисдукции колбочек сетчатки позвоночных. Ю

2.0бсуждение результатов. Принципы фототраисдукции колбочек. Сходство и возможные различия механизмов фототраисдукции скотопической и фотопической систем зрения позвоночных

Глава V. Измерение времени диссоциации комплекса трансдуцин-GDP в присутствии обесцвеченного родопсина. Исследования 1992-1993 гг.

1.Введение

2.Материалы и .методы.

3.Результат ы.

4.0бсуждение результатов

5.Краткое заключение

Глава VI. Исследование 1992-1998 гг.: Изоформ-сиецифичное взаимодействие NDP кип азы с G-белком фоторецепторов сетчатки позвоночных трансдуцином.

1. Взаимодействие NDP киназы с мембранами обесцвеченных НСП сетчатки крупного рогатого скота. Эффекты рН, солей и гуаниловых нуклеотидов.

2. Специфичное к изоформам опосредуемое трансдуцином взаимодействие рекомбинантных NDP киназ крысы с мембранами НСП сетчатки быка.

3. Взаимодействие рекомбинантной NDP киназы а крысы с обесцвеченными мембранами НСП сетчатки быка. Возможный механизм влияния рН и солей.

Глава VII. Физико-хнмическне свойства рекомбинантных а и Р изоформ

NDP киназы крысы и их производных.

1. Сравнительное исследование рекомбинантных аир изоформ NDP киназы крысы методом собственной белковой флуоресценции.

2. Сравнительное исследование химерных, мутантных и tag-форм NDP киназы крысы методом собственной белковой флуоресценции.

3. Исследование термостабильности NDP киназ а и р и их производных.

5. Исследование стабильности NDP киназ как гексамеров.

Глава Vin. Заключительное обсуждение.Возможная функциональная роль

NDP киназ в клетках. Трансфосфорилирование связанного GDP.

Выводы.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы работы ключевых элементов систем фототрансдукции палочек и колбочек сетчатки позвоночных»

Актуальность проблемы. Наружный сегмент палочки (НСП) сетчатки позвоночных - специализированный отдел фоторецепторноп клетки, трансформирующий световое возбуждение в электрический сигнал. Он состоит из стопки особых замкнутых мембранных структур -дисков, окруженных плазматической мембраной. Диски содержат первичный и единственный акцептор видимого света в зрительной системе мембранный хромопротеид родопсин (R), а генератором выходного электрического сигнала является плазматическая мембрана. Косвенные, а затем и прямые измерения показали, что активация всего лишь одной молекулы родопсина из 107-109 молекул зрительного пигмента, присутствующих в НСП, ведет к появлению фотоответа, амплитуда которого составляет 3-5% от максимального [Baylor ct al., 1979]. Все это означало, что in vivo система (функционирует как счетчик одиночных фотонов, а внутри НСП локализован молекулярный усилитель, обладающий предельно высокой чувствительностью, огромным коэффициентом усиления, предельно низким уровнем собственных шумов и достаточно высоким быстродействием - длительность ответа на поглощение одиночного фотона лежит в секундном диапазоне времен [Baylor et al., 1979].

Вопрос о том, как построен и функционирует такой усилитель, несомненно, актуален. Он был и продолжает оставаться предметом тысяч исследований последних десятилетий. Столь пристальный интерес к этой проблеме оказался оправданным. Действительно, в результате многолетних усилий стали ясны общие принципы построения системы зрительной транедукции. Более того, стало очевидным, что эти принципы носят универсальный характерна сама фоторецепторная система является одним из наиболее совершенных примеров систем клеточной транедукции, аккумулируя в себе предельные свойства таких систем. Стало также очевидным, что система фототраисдукции палочек и колбочек сетчатки является простой и удобной экспериментальной моделью для изучения общих принципов высококачественной переработки информации в живых системах. Все это определяло и продолжает определять актуальность проблемы. Это показывает, что проблема носит общебиологический характер, а ее: актуальность далеко выходит за рамки актуальности вопросов, непосредственно связанных с пониманием принципов работы сенсорных систем.

Настоящая работа, основы, которой были, реально заложены в результате исследований, выполненных в лаборатории еще в 70-х годах, и которая продолжалась в течение по следующих 20 лет, имеет прямое отношение к поиску и всестороннем)' изучению ключевых элементов системы фототрансдукшш палочек и колбочек сетчатки позвоночных. Она непосредственно связана с исследованием механизмов функционирования этих элементов и принципов работы системы фототраисдукции в целом. Все это подчеркивает как актуальность выбранного направления исследовании, так и актульность и важность конкретных задач, решаемых в ходе нашей работы.

Цели и задачи исследования. 1) Началу современного этапа формирования представлений о механизме работы фоторецептора положила появившаяся в начале 70-х годов так называемая Са'^-медиаторная гипотеза Хэггинса [Hagins,l972; Hagins et al., 1970]. Гипотеза постулировала, что в НСП должен присутствовать медиатор - т.е. вещество или система веществ, передающих информацию через цитоплазму от мембран дисков на плазматическую мембрану диффузионным путем [Baylor, Fuortes, 1970; Hagins, 1972; Cone, 1973]. Основываясь на экспериментальных данных, согласно которым изменение концентрации ионов Са"* в сетчатке позвоночных приводит к изменению амплитуды и длительности" (фотоэлектрического ответа НСП, Хэггинс предположил [Hagins, 1972; Hagins et al., 1970], что роль медиатора в акте фоторецепции играют ионы кальция, а сам родопсин выполняет роль фотоактивирусмого ионного канала. Видимый спет, поглощаемый родопсином, индуцирует выход ионов кальция из внутрнднекового пространства, а изменение их концентрации в цитоплазме, в свою очередь ведет к изменению режима работы проводящих элементов плазматической мембраны НСП. Один из ключевых постулатов гипотезы состоял в том, что активация молекулы родопсина должна приводит к выходу значительного количества ионов Са2+ в цитоплазму НСП. Простота и изящество этой гипотезы привлекла внимание к ней многих исследователей, а се всесторонний анализ был предметом большого количества экспериментальных и теоретических работ в течение ряда лет. Однако несмотря на все усилия подтвердить основной постулат этой гипотезы и зарегистрировать выход значительного количества ионов Са2+ в ответ на активацию одной молекулы родопсина не удалось. Стало достаточно очевидным, .что ионы кальция, хотя и играют определенную роль в функционировании фоторецептора, вряд ли могут претендовать на роль первичного медиатора в акте фоторецепции.

Альтернативная точка зрения па природу медиатора в акте фоторецепции возникла также в начале 70-х годов и была стимулирована открытием сАМР и его роли как медиатора в процессах регуляции активности клеток внеклеточными гормонами. Попытки ряда исследователей [Bitensky et al., 1971; Miller et al., 1972] найти подобную систему в фоторецепторах привели к открытию в НСП cGMP-епецифичной фосфодиэстеразы (PDE), активирующейся при обесцвечивании незначительных количеств родопсина [Parmbacker et al., 1972; Pannbacker, 1974; Bitensky et al., 1972; 1973, 1975; Miki et al., 1975; Pober, Bitensky, 1979; Keirns et al., 1975]. Необычно высокое содержание PDE в НСП и ее огромная каталитическая активность делали ее потенциально способной быстро и значительно изменить концентрацию предполагаемого медиатора, в данном случае cGMP, в цитоплазме в ответ на свет. Несмотря на противоречивость данных о содержании cGMP в фоторецепторах и его концентрационных изменениях в ответ на свет, результаты экспериментов конца 70-х годов по электрофоретической инъекции этого соединения в НСП [Miller, Nicol, 1979, 1981; Miller, 1982] заставляли серьезно относится к cGMP как первичному медиатору в акте фоторецепции. Кроме того, стаю ясно, что длительность ответов паю чек в режиме счетчика одиночных фотонов достаточно велика и потому вполне может быть обеспечена функционированием некой ферментативной системы.

Сильный аргумент в пользу того, что PDE является ключевым ферментом системы фототрансдукци и палочек, был получен в 1978 г в результате исследований Ии и Либмана [Yee, Liebman, 1978]. Было показано, что при низких уровнях облучения активация одной молекулы родопсина в НСП ведет к активации значительного количества (до 500) молекул PDE. Таким; образом, был впервые обнаружен процесс, который потенциально мог бы обеспечить усиление зрительного стимула. Эти результаты делаш принципиально интересным вопрос о том, каким же образом одна молекула родопсина способна активировать значительное количество молекул PDE? Поиску ответа на этот вопрос и посвящена первая часть нашей работы.

Выполненные нами предварительные оценки, основанные на известных данных о диффузионной подвижности родопсина в мембране и концентрации PDE на поверхности диска показывали, что сам родопсин физически не способен взаимодействовать с требуемым количеством молекул PDE в мембране. Выходом из создавшегося положения могло быть предположения о натичие некоторого посредника в процессе активации PDE родопсином. Такой посредник должен удовлетворять ряду условий. Он должен быть диффузионно подвижен, присутствовать на поверхности диска в значительной концентрации и, что принципиально важно, быть способным запоминать кратковременное взаимодействие с обесцвеченным родопсином на время, достаточное для того, чтобы перенести эту информацию на молекулы PDE и держать их в активированном состоянии в течение относительно длительного времени. Иными словами, такой посредник должен обладать неким аналогом памяти. Анализ литературных данных, несмотря на их ограниченность, показывал, что таким посредником мог бы быть GTP-связываюший белок.

Предположение о возможности функционирования таких белков в процессе передачи возбуждения от рецепторов гормонов на каталитическую субъединицу аденилатциклазы, стимулированное открытием необходимости участия GTP в этом процессе [Rodbell et al., 1971], активно рассматривалось исследователями, работающими в этой области [Rodbell, 1980; Cassel, Seiinger, 1977; 1978; 1980; Blume, Foster, 1976]. В 1977 году было также показано, что GTP является необходимым участником процесса фотоактивации PDE и в фоторецепторах [Wheller et al., 1977; Wheller, Bitensky, 1977], a сам процесс утилизации GTP сопровождается медленным гидролизом этого нуклеотида. Совокупность этих данных и предположений и явилось для нас основанием для поиска GTP-связывающего белка в НСП сетчатки позвоночных. Поиск GTP-связывающего белка в НСП сетчатки позвоночных и всестороннее исследование его механизмов активации и регуляции и явилось одной из основных целей настоящей работы.

2) К началу следующего этапа наших исследований было ясно, что ключевой элемент системы фототранедукции палочек cGMP-епецифичная PDE - сложный мультисубъедииичный фермент, относящийся к подсемейству циклонуклеотидзависимых, циклонуклеотид-специфичных фосфодиэстераз, но отличающийся от них огромной каталитической активностью в присутствии GTP-связывающего белка НСП транедуцина и наличием низкомолекулярного белкового ингибитора, очень плотно связанного с каталитической частью и потому обеспечивающего предельно низкую активность огромной популяции молекул PDE в темповых палочках. В связи с этим вопрос о механизме активации PDE транедуцином и ее регуляции имели принципиальный интерес. В настоящей работе решалось ряд вопросов, связанных (1) с механизмом ее активации транедуцином; (2) природе ее связи с фоторецепторной мембраной и (3) регуляции ее базальной активности.

3) Несмотря на данные, свидетельствующие против роли ионов Ca2* как первичного медиатора, было ясно, что эти ионы, тем не менее, играют принципиально важную роль в регуляции параметров электрического ответа НСП на свет и, возможно, функционируют в системах обратной связи, инактивирующих ключевые элементы системы фототранедукции после та активации в ответ на поглощение кванта света, В связи с этим одной из целей настоящей работы являлся поиск Ca2' '-связывающих белков, которые могли бы опосредовать действие ионов Ca2*, а также поиск белков, которые являются мишенями для действия таких Са~+-связывающих белков, в частности, кальмодулина. Мы также пытались решить вопрос о связи между нуклеотидной и кальциевой цепях регуляции в НСП.

4) Несмотря на принципиальные успехи, достигнутые к середине 80-х годов в изучении системы фототранедукции палочек, принципы построения системы фототранедукции колбочек сетчатки позвоночных оставались неясными. Быстродействие колбочек, их низкая светочувствительность, а также ряд других их характеристик не исключали возможности того, что роль первичного медиатора в колбочках играют ионы Ca' . В связи с этим в настоящей работе предпринята попытка выяснить принципы построения системы фототранедукции колбочек, используя в качестве исходного объекта исследования сетчатки суслика, подавляющее количество фоторенепторов которых представлено колбочками. В результате этих исследований нами было показано, что системы фототрансдукции палочек и колбочек принципиально подобны, но отличаются на уровне систем, ииактинируюших ключевые элементы системы фототрансдукции после их активации в ответ на свет.

5) Система фототрансдукции палочек является одним из немногих систем, для которой с достаточно высокой точностью можно определить скорость активиции GTP-связывающего белка (в данном случае, транедуиина) в присутствии эндогенного активатора (в данном случае, обесцвеченного родопсина (R*)). В связи с этим одной из задач работы являлась попытка определить, способен ли постулируемый механизм активации G белков - обмен связанного GDP на свободный GTP (GDP/GTP обмен)-обесиечить требуемую скорость активации транедуцина в НСП. Для этого с помощью различных методов и подходов мы пытались определить скорость диссоциации GDP из активного центра транедуцина в присутствии R*. Одновременно были предприняты

- попытки (а) выяснить возможность активации транедуцина в результате индуцируемого молекулой R* фосфоршшрования связанного GDP до GTP и (б) определить природу компонента, способного осуществить такую реакцию.

6) В ходе наших исследований мы обнаружили, что хорошо известная водорастворимая нуклеозиддифосфаткиназа (NDP киназа) способна взаимодействовать с родопсин-трансдуциновым комплексом в фоторецепторной мембране НСП и высвобождаться из мембран при диссоциации этого комплекса в присутствии GTP. В опытах, выполненных с использованием рекомбинантных NDP кииаз крысы, нам удалось также обнаружить, что в такое взаимодействие вовлечена только одна из двух присутствующих в клетках млекопитающих высокогомолопгчных изоформ NDP кииазы. Полученные к тому времени данные других лабораторий свидетельствовали о том, что NDP киназа мультифункпиональный фермент, играющий принципиально важную роль в многочисленных регуляторных процессах в клетке в норме и патологии (канцерогенез, метастазирование), причем (функциональная роль изоформ различна. В связи с этим одной из задач работы явилось исследование рекомбинантных а и р изоформ NDP кииазы и их генноинженерных производных рядом физико-химических методов (в частности, методом собственной белковой флуоресценции и методом остаточной ферментативной активности) для; того, чтобы определить ключевую физическую основу различий изоформ, определяющих (а) различие их характеристик как белков, и как следствие, (б) различие их функциональных ролей в клетке.

Научная; новизна: В НСП сетчатки лягушки обнаружен водорастворимый гетеротримерный GTP-связывающий белковый комплекс (Gt, транедуцин, к.м.м. субъединиц 39, 36 и =10 KDa), молярная концентрация которого в НСП составляет 5-7% от концентрации родопсина. Центр связывания гуаниловых нуклеотидов (GDP или GTP) принадлежит субъединице с к.м.м 39 KDa. Показано, что обесцвеченный родопсин индуцирует переход комплекса из состояния Gt-GDP в состояние Gt-GTP. При малых уровнях фотолиза молекула R* индуцирует формирование значительного количества молекул Gt-GTP. Такие результаты означают, что транедуцин может обеспечивать первичное; усиление зрительного стимула = в палочках и; быть посредником в процессе передачи информации от молекулы R* на молекулы PDE.

Выполнен экспериментальный; анализ гипотезы, согласно которой активное состояние транедуцина (Gt-GTP) формируется из неактивного состояния (Gt-GDP) в результате индуцируемого R* обмена связанного GDP на свободный GTP (GDP/GTP обмен). Предварительные эксперименты, выполненные на препаратах НСП сетчатки лягушки при соблюдении условий, способствующих максимальной скорости обмена, показали, что скорость GDP/GTP обмена мала. В последующих специальных опытах, выполненных на различных типах препаратов фоторенепторных мембран НСП сетчатки быка с помощью широкого спектра подходов и методов (в частности, при использовании метода быстрой фильтрации и применении радиоактивно меченных GDP и GTP) показано, что время диссоциации комплекса Gt-GDP в присутствии R* в составляет 4-6 с при 20"С. Таким образом, полученные нами результаты делают маловероятным широко распространенное предположение о том, что обмен связанного GDP на свободный GTP может обеспечить требуемую скорость активации транедуцина в палочках в ответ на активацию молекулы родопсина (~103 молекул Gt/c).

Обнаружено, что в препаратах НСП сетчатки лягушки GDP, связанный транедуцином, способен фосфорилироваться до GTP в присутствии обесцвеченного родопсина и АТР. В исследованном интервале времен свободный GDP фосфорилированию - не подвергается. Процесс фосфорилирования протекает с высокой скоростью: в присутствии 50 мкМ АТР и 1% обесцвеченного родопсина весь связанный транедуцином GDP фосфорилируется за время < 3-5 с даже при 0°С. Высказано предположение о том, что фотоиндуцированное фосфорилирование связанного GDP до GTP может лежать в основе быстрой активации транедуцина в фоторецепторах.

Впервые высказано предположение о том, что скорость гидролиза GTP в активном центре транедуцина может определять время жизни его активного состояния и, следовательно, характеристики работы молекулярного усилителя НСП. Разработан так паз. «однооборотнын» метод измерения времени гидролиза GTP в активном центре транедуцина, определяющее время жизни активного состояния этого белка. Выполнены измерения скорости гидролиза GTP в активном центре транедуцина в препаратах НСП лягушки. Показано, что время гидролиза GTP в активном центре транедуцина в препаратах НСП резко уменьшается при понижении концентрации, ионов Са2+ до наномолярного уровня. Таким образом, впервые показана принципиальная возможность регуляции времени жизни активного состояния транедуцина. Последующее использование «однооборотного» метода измерения времени гидролиза GTP в активном центре транедуцина в других лабораториях за последнее десятилетие привели к открытию семейства белков RGS (Regulators of G protein Signalling), способных в комплексе с рядом дополнительных белков< увеличивать скорость гидролиза GTP в активном центре G белков.

Выполнены эксперименты, показавшие что активированная; ФДЭ есть комплекс фермента с транедуцином. Подобная точка зрения подтверждена в ряде последующих работ и стала общепринятой. Показано наличие: популяции PDE, плотно связанной с мембраной, но экстрагирующейся из нее при кратковременной обработке препаратов низкими концентрациями трипсина. Высказано предположение о наличии.в составе PDE липидного якоря, иммобилизующего PDE на мембране. Подобное предположение нашло свое последующее экспериментальное подтверждение в ряде работ других лабораторий. Обнаружено развивающееся; во времени: увеличение активности различных типов препаратов PDE НСП при гидролизе сАМР; Высказано предположение о функциональной роли некаталитических центров связывания cGMP.

Предпринята попытка выяснить природу ключевых компонентов системы зрительной транедукции колбочек. Для этого разработан метод получения препарата НС фоторецепторов сетчатки суслика, основная; часть зрительных клеток которой представлена колбочками. Полученный препарат содержал зрительный пигмент с ожидаемым максимумом спектра поглощения при 520 нм и содержат PDE, близкую PDE наточек по содержанию в фоторецепторной клетке, кинетическим характеристикам, мол. массе, р1, термостабильпости, чувствительности к действию трипсина, наличию в се составе термостабильного белкового ингибитора и способности активироваться в присутствие обесцвеченного зрительного пигмента и вТР. Это дало основание считать, что сОМР-сиецифичная РЭЕ является эндогенным ферментом колбочек, а колбочки, как и палочки, содержат ферментативный каскад усиления, функционирующий с участием сОМР-снецифичной РОВ и ОТР-связывающсго белка. Выполнен анализ, результаты которого позволили сделать вывод о том, что системы фототрансдукции палочек и колбочек подобны и различаются в системах, прекращающих развитие процесса активации после действия света и возвращающих элементы и систему в целом в первоначальное состояние. Именно этим можно объяснить хорошо известные различия палочек и колбочек в кинетике фотоответов и светочувствительности.

Методом аффинной хроматографии на мелиттин-сефарозе обнаружен ряд белков, взаимодействующих с сорбентом Са2*-зависимым образом. Один из белков (к.м.м. 21 кОа) был идентифицирован как кальмодулин. Белки с мол. массой около 26 кОа были позднее идентифицированы в других лабораториях как (1) рековерин, ингибирующнй родопсинкиназу в тсмноадаптированных фоторецепторах и снимающий".ингибирующнй. эффект при понижении ионов кальция в цитоплазме НСП в ответ на свет и (2) как белки ОСАР-1, ОСАР-2, участвующие в процессе активации гуанилатциклазы при свето индуцируемом понижении концентрации ионов Са2+ в фоторецепторах. Совокупность этих данных способствовала формированию современных представлений о роли ионов в формировании первичного ответа фоторецепторов позвоночных.

Показано,что водорастворимая ЫОР киназа в препаратах НСП сетчатки быка способна к равновесному связыванию с обесцвеченными фоторецепторными мембранами. Такое равновесное взаимодействие находится под контролем концентрацииТГ и катионов Ыа+, К+, Са2+ или Мд2*. Обнаружено, что: 1) мембраносвязанная ЫБР киназа-высвобождается в присутствии низких концентраций СЩБ]; 2) ОТР[5]-зависимое взаимодействие ЫБР киназы с обесцвеченными мембранами имеет место лишь в присутствии трансдуцина; 3) мембраны, лишенные 01, характеризуются низким сродством к МБР киназе и взаимодействуют с ферментом ОТР[8]-независимым образом. Предполагается, что ОТР[8]-зависимое взаимодействие КОР киназы с обесцвеченными мембранами НСП опосредуется с помощью 01, а центрами связывания фермента являются комплексы между 01 и И.*. Рассматривается возможность участия КОР киназы в процессе быстрой; фотоактивации 01. В последующих модельных экспериментах исследовалось взаимодействие рекомбинантных а- и Р-изоформ КОР киназы крысы с обесцвеченными мембранами: НСП сетчатки быка. Показано, что изоформа а способна к рН, катион- и ОТР[8]-зависимому взаимодействию с мембранами подобно эндогенной >ГОР киназе НСП сетчатки быка, а трансдуцин является необходимым партнером такого взаимодействия. Обнаружено, ОТР-зависимое взаимодействие является изоформ-специфичным: кажущееся сродство изоформы Р к центрам связывания в фоторецепторных мембранах по крайней мере в 100 слабее, чем сродство КБР киназы а. Представлены косвенные данные, указывающие на то, что различия в сродстве изоформ к; родопсин-трансдуциновому комплексу обусловлены различиями вариабельных участков VI этих гомогексамеров. Показано, что именно КБР киназа является мишенью для действия Н+ и катионов (На*, К*, Са"" или 1 Mgrи опосредует их влияние на взаимодействие: между НБР киназой и родопсин-трансдуциновым комплексом.

Изолированные высокогомологичные рекомбинантные гомогексамеры а и Р НБР киназы крысы (каждый из двух типов субъединиц содержат 3 триптофана (Тф78, 133, и 149) и 4 тирозина (Тут 52, 67, 147, и 151)) были детально исследованы методом собственной белковой флуоресценции в растворе. Обнаружено, что данные белки принципиально различны по своим флуоресцентным свойствам (квантовому выходу, положению максимума спектра флуоресценции и форме спектра) при нейтральных рН н их повелению при рН титровании. Обнаружено, что ЫОР киназа а подвергается структурным изменениям в диапазоне рН 5-8, тогда как ЫОР киназа р стабильна в этом диапазоне условий. Выполнен анализ, указывающий на то, что различия в конформационной лабильности и спсобности изоформ ЫОР киназы к взаимодействию с родопсин-трансдуциновым комплексом могут иметь одну и ту же физическую основу, которая возможно одновременно определяет и известные различия в функциональной роли изоформ ЫОР киназы в клетке. Предполагается, что причиной таких различий, скорее всего, являются различия глобальных электростатических зарядов этих белков, а не какие-либо структурные различия между ними при нейтральных рН. Выполнены расчеты, показывающие возможность того, что Туг52 в а-изоформе ЫОР киназы крысы находится в форме депротонированного тирозината. Существование данной формы Туг52 позволяет объяснить такие необычные флуоресцентные свойства ИОР киназы а как (1) длинноволновое положение максимума спектра флуоресценции (Х™^ = 341 им) при предельно низкой доступности внешним тушителям, и (2) необычно высокий квантовый выход (<7 = 0. 42).

Выполнено сравнительное исследование рекомбинантных КОР киназ а и крысы р и их химерных, мутантных и 1ад-производных методом собственной белковой флуоресценции. Полученные результаты дают основания считать, что уникальные флуоресцентные свойства ЬГОР киназы а и способность к конформационным перестройкам, отличающие ее от изоформы р, определяются свойствами вариабельного участка VI. Возможно, что различия в структуре и свойствах этого участка и определяют функциональные различия изоформ а и Р в клетке. Показано, что участок VI также определяет способность ЫОР киназы а взаимодействовать с О-белками и различия в термостабильности а- и Р-производных фермента. Сделан вывод о том, что дальнейшие исследования по выявлению основ функциональных различий между изоформами ЫОР киназы млекопитающих должны сводиться к изучению точечных мутантных форм КОР киназы по вариабельным аминокислотным остаткам участка VI. Наиболее вероятными заменами, определяющими функциональные различия изоформ аир крысы, являются замены /\rg42Gln. Шз47Ьеи и /\sn69His. В дальнейших исследованиях эти аминокислотные остатки должны быть главной мишенью для направленного мутагенеза.

Анализируется гипотеза, согласно которой функциональный смысл обнаруженного в настоящей работы специфического взаимодействия между КОР киназой и комплексом отражает один из этапов участия этого фермента в процессе активации О белка палочек сетчатки. Рассмотрены преимущества схемы активации транедуцина с участием ЬГОР киназы.

Научно-практическое значение работы. Результаты работы »г высказанные предположения значительно расширяют наши представления как о молекулярных механизмах работы фото рецепторов сетчатки позвоночных, так и об общих принципах работы систем клеточной транедукции. Они также способствуют углублению наших представлений о принципах построения систем, осуществляющих высококачественный информационный процеесинг в клетке.

Сравнительное исследование палочек и колбочек показало принципиальное подобие их систем фототранедукции. Одновременно выявлены ключевые элементы молекулярного усилителя, изменение которых принципиально меняет основные свойства фоторецепторов позвоночных.

Разработанный нами однооборотный метод измерения времени гидролиза ОТР в активном центре СТР-связывающих белков нашел широкое применение во многих лабораториях нашей страны и за рубежом. Данный метод позволил получить результаты, способствующие формированию современных представлений о молекулярных механизмах регуляции времени жизни активного состояния белков этого семейства.

Полученные данные вносят заметный вклад в понимание вопроса о физиологическом смысле присутствия в клетках млекопитающих высококонсервативных изоформ ЫБР киназы с близкими структурными и каталитическими свойствами. Сделаны предположения о физической основе различий между изоформами, которая, по видимому, и определяет все известные различия в функциональной роли изоформ ЫБР киназы в клетке. Такие выводы представляют интерес в связи с многочисленными данными об участии различных изоформ МБР киназы во многочисленных процессах клеточной регуляции (процессы клеточной трансдукции, дифференцировка, регуляция экспрессии генов) в норме и патологии (канцерогенез, метастазирование, апоптоз).

ГЛЛВЛ. I. ТРЛНСДУЦИН И ДРУГИЕ GTP-СВЯЗЫВЛЮЩИЕ БЕЛКИ. МЕХАНИЗМЫ ИХ АКТИВАЦИИ И РЕГУЛЯЦИИ (1980-1985 гг.)

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Орлов, Николай Яковлевич

выводы

1. Обнаружено, что НСП сетчатки лягушки содержат гстсротримерный GTP-связывающий белковый комплекс, концентрация которого составляет 5-7% от концентрации II. По аналогии с подобным белком из НСП сетчатки быка, белковый комплекс назван транедуцином (Gt). Показано, что при малых уровнях фотолиза молекула R* индуцирует образование значительного количества молекул Gt-GppNHp (активатор PDE). Сделан вывод о том, что транедуцин может обеспечить первичное усиление зрительного стимула в палочках сетчатки. Выполнен анализ гипотезы, согласно которой активное состояние трапедуципа (Gt-GTP) формируется из неактивного состояния (Gt-GDP) в результате индуцируемого молекулой II* обмена связанного GDP на свободный GTP. Показано, что даже при соблюдении условий, способствующих максимальной скорости обмена, его скорость мала и не может обеспечить требуемую скорость фотоактивации Gt in vivo. Обнаружено, что в препаратах НСП сетчатки лягушки GDP, связанный транедунином, фосфорилируется с высокой скоростью до GTP в присутствии R* и ЛТР. Предполагается, что фотоиндуцированное фосфорилировапис связанного GDP до GTP может лежать в основе быстрой активации транедуцина в палочке.

2. Предложен «однооборотный» метод измерения скорости гидролиза GTP в активном центре Gt. Применение этого метода позволило показать, что время жизни активного состояния Gt в препаратах НСП в стандартных условиях велико (30-40 с), но резко уменьшается при понижении концентрации Са2+. Таким образом, впервые показана возможность регуляции времени жизни активного состояния транедуцина.

3. Показано, что активированная PDE есть комплекс фермента с активной формой Gt. Обнаружена популяция PDE, плотно связанной с мембранами, но экстрагирующейся при обработке препаратов трипсином. Высказано предположение о наличии в составе PDE липидпого компонента, подтвержденное результатами работ других лабораторий. Обнаружено увеличение базальной активности различных типов препаратов PDE при их длительной инкубации с сАМР. Высказано предположение о функциональной роли некаталитических cGMP-связывающих центров PDE.

4. Методом аффинной хроматографии на мелиттин-сефарозе в НСП сетчатки быка обнаружен ряд белков, взаимодействующих с сорбентом Са21-зависимым образом. Белки с к.м.м. 21 kDa и 10 kDa были идентифицированы как кальмодулип и субъединицы белка S-100. Белки с к.м.м. 26 kDa были позднее идентифицированы другими авторами как (1) ингибитор родопсипкиназы рековерин, и (2) активаторы гуаиилатциклазы GCAP-1 и GCAP-2. Методом аффинной хроматографии на кальмодулин-сефарозе показало Са2 ^зависимое взаимодействие между Gt и кал ьм о дул и ном.

5. Предпринята попытка выяснить природу ключевых компонентов системы зрительной транедукцин колбочек. Для этого разработан метод получения препарата НС колбочек (ИСК) сетчатки суслика. Препарат НС К содержал PDE, подобную PDE НСП сетчатки быка по кинетическим характеристикам, молекулярной массе, значению pi, термостабильности, чувствительности к действию трипсина и содержанию в фоторецепторах. PDE в препаратах НСК активировалась при их облучении видимым светом в присутствии GTP и содержала ингибиторный компонент, функционально подобный ингибиторной у-субъединице PDE НСП. Сделан вывод о том, что НСК, как и НСП, содержат ферментативный каскад усиления, функционирующий с участием GTP-связывающего белка и PDE, подобной PDE НСГ1 по всем исследованным характеристикам. Выполнен анализ, результаты которого позволили сделать вывод о том, что системы фототрансдукции палочек и колбочек подобны и различаются п системах, прекращающих развитие процесса активации после действия света и возвращающих элементы и систему п целом и первоначальное состояние. Именно этим можно объяснить хорошо известные различия палочек и колбочек п кинетике фотоответов и светочувствительности.

6. С помощью широкого спектра подходов и методов (в частности, при использовании метода быстрой фильтрации и применении радиоактивно меченных GDP и GTP) показано, »по время диссоциации комплекса Gt-GDP в присутствии R* в различных типах препаратов НСП сетчатки быка составляет 4-6 с при 20°С. Таким образом, подтверждено высказанное нами рапсе предположение о том, что обмен связанного GDP на свободный GTP не может обеспечить требуемую скорость фотоактивации транедуцнна в фоторсцепторах позвоночных.

7. Обнаружено, что водорастворимая эндогенная NDP кип аза в обесцвеченных препаратах НСП сетчатки быка способна к равновесному связыванию с мембранами. Такое взаимодействие зависит от концентрации Н+, Na+, К+, Ca2*, Mg2* и GTP[S]. Показано, что GTP[S]-3aBiiCHMoe взаимодействие NDP киназы с мембранами имеет место лишь в присутствии Gt, а мембраны, лишенные Gt,. обладают лишь GTPtSJ-незавнснмым и низким сродством к NDP кипазс. Сделай вывод о том, что (1) центрами GTP[S]-завнеимого связывания фермента являются мембранные комплексы между Gt и R*, а (2) их известная диссоциация под действием GTP[S] ведет к высвобождению NDP киназы. Использование в модельных экспериментах по связыванию рскомбинантных а- и ß-изоформ NDP киназы крысы показало, что взаимодействие фермента с мембраной является нзоформ-специфнчным: изоформа а взаимодействует с комплексами R*Gt подобно эндогенной NDP киназс НСП сетчатки быка, тогда как сродство изоформы ß к центрам связывания п по крайней мере в 100 слабее, чем сродство NDP киназы а. Представлены данные, указывающие на то, что различия в сродстве нзоформ к комплексу R*Gt обусловлены различиями вариабельных участков VI этих гомогексамеров, а влияние Н+ и катионов (Na+, К+, Са2\ Mg2*)-на взаимодействие NDP киназы с комплексами R*Gt опосредуется их действием на фермент.

8. Изолированные высокогомологпчные рекомбинантные гомогексамеры а и ß NDP киназы крысы (каждый из двух типов субъединиц содержат 3 триптофана ( Ггр78, 133, и 149) и 4 тирозина (Туг 52, 67, 147, и 151)) исследовали методом собственной белковой флуоресценции в растворе в широком диапазоне условий среды. Обнаружено, что данные белки принципиально различны по своим флуоресцентным свойствам (квантовому выходу, положению максимума спектра флуоресценции и форме спектра) при нейтральных pH и их поведению при pH титровании. NDP киназа а подвергается структурным изменениям в диапазоне pH 5-8, тогда как NDP киназа ß стабильна в этом диапазоне условий. Выполнен анализ, указывающий на то, что различия в конформационной лабильности и способности изоформ NDP киназы к взаимодействию с родопсин-трансдуциновым комплексом;могут иметь одну и ту же физическую основу, которая ■ возможно одно временно определяет и известные различия в функциональной роли изоформ NDP киназы в клетке. Предполагается, что причиной таких различий, скорее всего, являются различия глобальных электростатических зарядов этих белков, а не какие-либо структурные различия между ними при нейтральных pH.

9. Выполнено сравнительное исследование рекомбинантных NDP киназ а и крысы ß и их химерных, мутаптных и tag-производных методом собственной белковой флуоресценции. Полученные результаты дают основания считать, что уникальные флуоресцентные свойства NDP киназы а и способность к конформационным перестройкам, отличающие ее от изоформы р, определяются свойствами N-концевого вариабельного участка VI, тогда как вклад С-концевой вариабельной области V2 и начального участка N-концевой области мал. Принципиальная роль этого участка в свойствах изоформ была также подтверждена результатами экспериментов по связыванию производных фермента крысы с фоторецепторными мембранами и исследованию сравнительной термостабильности а- и Р-изоформ и их производных методом остаточной ферментативной активности. Предполагается, что различия в структуре и свойствах участка VI определяют и функциональные различия изоформ а и Р в клетках млекопитающих.

10. Анализируется гипотеза, согласно которой функциональный смысл показанного в настоящей работе специфического взаимодействия между NDP киназой и R*-Gt комплексом отражает один из,этапов учасг1ад этого фермента-в процессе-активации побелка палочек сетчатки. Рассмотрены преимущества схемы активации трансдуцина с участием NDP киназы.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Орлов, Николай Яковлевич, 2004 год

1. Абдулаев Н.Г., Артамонов И.Д. (1984) Биоорганическая химия зрительного процесса. Биол. Мембраны 1 (8), 775-793.

2. Артамонов И.Д., Золотарев A.C., Костина М.Б. и др. (1983) Первичная структура родопсина. Биоорган, химия 9(10), 1301-1316.

3. Бурштейн, Э.А. (1977) Собственная флуоресценция белка. Природа и применение. Итоги науки и техники (серия Биофизика) т.7, ВИНИТИ, М.

4. Бурштейн Э.А., Емельяненко В.И., Веденкина Н.С. (1981) Тез. Докл. IV Всесоюзн. Конф. по спектроскопии биополимеров, Харьков, стр. 25-26.

5. Вепринцев Д.Б. (1977) Термодинамические и структурные аспекты связывания белками ионов металлов. Дисс. канд. биол. наук., Пущино.

6. Волотовский И.Д., Конев C.B. (1986) Структурная динамика фоторецепторного аппарата. "Наука и Техника", Минск.

7. Гаспарян А.Г., Орлов Н.Я., Фесенко Е.Е. (1980) Быстрые фотоиндуцированные изменения светорассеяния препаратов фоторецепторных мембран позвоночных. I. Изучение препаратов наружных сегментов палочек сетчатки. Биофизика 25, 87-92.

8. Дижур Ф.М., Аршавский В.Ю., Каулен А.Д., Филиппов П.П. (1986) О механизме светозависимой активации трансдуцина родопсином. ГДФ/ГТФ-обмен или фосфорилирование связанного с трансдуцином ГДФ. Биол. мембраны 3(7), 691-696.

9. Демченко А.П., Ладохин A.C., Костржевская Е.Г. (1987) Структурно-динамические свойства окружения триптофанового остатка в мелиттине. Молек. Биол. (Москва) 21(3), 633-671.

10. Диксон М., Уэбб Э. Ферменты, т. 1, Мир., М., стр. 270, 1982.

11. Думлер И. Л. (1974) Фосфодиэстераза наружных сегментов палочек сетчатки глаза: свойства, активирование и ингибирование. Биохимия, 39 (5), 1091-1096.

12. Думлер И. Л., Этингоф Р.Н. (1973) Белковый ингибитор фосфодиэстеразы. Докл. АН СССР 213 (5), 1197-1200.

13. Емельяненко В.И. (1991) Аналитическое представление формы спектров флуоресцентных стандартов. Калибровка флуориметра на спектральную чувствительность. Ж. Прикл. Спектроскопии 55(4), 587-593.

14. Крутецкая З.И., Лебедев O.E. (1992) Структурно-функциональная организация G-белков и связанных с ними рецепторов. Цитология 34, 24-45.

15. Овчинников Ю.Л., Лбдулаев Н.Г., Фейгина М.Ю. и др. (1982) Полная аминокислотная последовательность зрительного родопсина. Биоорган, химия 8(10), 1424-1427.

16. Орлов Д.Н. (2004) Сравнительное исследование химерных, мутантных и tag-форм нуклеозиддифосфаткиназы крысы. Дисс. канд. биол. наук, Пущино.

17. Орлов Н.Я. (1976) Исследование фотохимических и конформационных превращений родопсина. Дисс. канд. физ.-мат. наук, Пущино.

18. Орлов Н.Я., Фесенко Е.Е., Казанцев С.И. (1977) Изоэлектрическая фокусировка родопсина. Молек. Биология 10,1133-1141.

19. Рыбин В.О., Гуреева A.A., Ткачук В.А. (1986) Связана ли фотоиндуцированная активация фосфодиэстеразы сетчатки быка с трансфосфорилированием нуклеотидов. Биол. мембраны. 3 (5), 498-505.

20. Тищенков В.Г., Грумбкова JI.,Орлов Н.Я. (1982) Фосфорилирование связанного l4C.GDP в препаратах наружных сегментов палочек сетчатки лягушки. Докл.АН СССР, 268, 735738.

21. Тищенков В.Г., Орлов Н.Я. (1983) Взаимодействие гуаниловых нуклеотидов с фоторецепторными мембранами наружных сегментов палочек сетчатки лягушки. Биофизика 28, 274-279.

22. Ткачук В.А. (1981) Третий Всесоюзный Симпозиум по циклическим нуклеотидам. Биохимия 4, 761-765.

23. Фесенко Е.Е., Крапивинский Г.Б. (1986) Эффект света, АТР и GTP на связывание cGMP в наружных сегментах палочек сетчатки лягушки. Возможный механизм возбуждения фоторецептора. Докл. АН СССР 287, 1255-1259.

24. Фесенко Е.Е., Орлов Н.Я. (1977) Исследование кинетики перехода прелюмиродопсина в люмиродопсин в зрительном пигменте позвоночных. Молек. Биология 11, 147-157.

25. Филиппов П.П. (1999) Фототрансдукция и кальций. Биол. Мембраны 16 (2), 159-168.

26. Уотсон Дж. (1967) Молекулярная биология гена Мир., Москва

27. Abomev, S.M., Burstein Е.А. (1992) Resolution of tryptophan fluorescence spectra into elementary components. Molecular Biology (Moscow) 26, 1350-1361.

28. Ahnelt P. K. (1985) Characterization of the color related receptor mosaic in the ground squirrel retina. Vision Res. 25,1557-1567.

29. Ames J.B., Dizhoor A.M., Ikura M., Palczevvski K., Stryer L. (1999) Three-dimensional Structure of Guanylyl Cyclase Activating Protein-2, a Calcium-sensitive Modulator of Photoreceptor Guanylyl Cyclases J. Biol. Chem. 274 (27), 19329-19337.

30. Anant J. S., Ong O. C., Xie H., Clarke S., O'Brien P. J., Fung, B. K.-K. (1992) In vivo differential prenylation of retinal cyclic GMP phosphodiesterase catalytic subunits. J. Biol. Chem. 267, 687-690.

31. Anderson D.H., Fisher S.K. (1976) The photoreceptor of Diurnal Squirrels: Outer segment structure, disc shedding, and protein renewal. J. Ultrastructure Res. 55, 119-141.

32. Anderson R.E., Maude M.B., Pu G.A., Hollyfield J.G. (1985) Effect of light on the metabolism of lipids in the rat retina. J Neurochem. 44 (3), 773-778.

33. Angleson J. K., Wensel T. G. (1993) A GTPase-accelerating factor for transducin, distinct from its effector cGMP phosphodiesterase, in rod outer segment membranes. Neuron 11, 939-949.

34. Angleson J.K., Wensel T.G. (1994) Enhancement of rod outer segment GTPase accelerating protein activity by the inhibitory subunit of cGMP phosphodiesterase. J. Biol. Chem. 269, 16290-16296.

35. Arai K.-I., Kawakita M., Kaziro Y. (1974) Stusies on the polypeptide elongation factors from E. coli. J. Biochem. 76, 293-306.

36. Arnaud-Dabernat S., Bourbon P.M., Dierich A., Le Meur M., Daniel J.Y. (2003) Knockout mice as model systems for studying nm23/NDP kinase gene functions. Application to the nm23-Ml gene. J. Bioenerg. Biomembr. 35(1), 19-30.

37. Arshavsky V.Y., Dizhoor A.M., Kaulen A.D., Shestakova I.K., Philipov P.P. (1985) A light-scattering study of the effects of rhodopsin phosphorylation on its interactions with transducin. Biol. Membr., 2, 5-10 (In Russian)

38. Arshavsky V.Yu., Bownds M.D. (1992) Regulation of deactivation of photoreceptor G protein by its target enzyme and cGMP. Nature, 357, 416-417.

39. Arshavsky V.Y., Lamb T.D., Pugh E.N., Jr. (2002) G protein and phototransduction. Annu. Rev. Physiol. 64, 153-157.

40. Arshavsky V.Y., Dumke C.L., Zhu Y., Artemyev N.O., Skiba N.P., et al. (1994) Regulation of transducin GTPase activity in bovine rod outer segments. J. Biol. Chem. 269 19882-19887.

41. Arshavsky V. Y., Pugh E. N., Jr. (1998) Lifetime regulation of G protein-effector complex: emerging importance of RGS proteins. Neuron 20, 11-19.

42. Artemyev N. O., Arshavsky V. Y., Cote R. H. (1998) Photoreceptor phosphodiesterase: interaction of inhibitory gamma subunit and cyclic GMP with specific binding sites on catalytic subunits. Methods 14,93-104.

43. Artemyev N.O., Rarick H.M., Mills J.S., Skiba N.P., Hamm H.E. (1992) Sites of interaction between rod G-protein a-subunit and cGMP-phosphodiesterase y-subunit. Mechanism for the phosphodiesterase activation mechanism. J. Biol. Chem., 267, 25067-25072.

44. Asano T., OgasawaraN., Kitajiama S., Sano M. (1986) Interaction ofGTP-binding proteins with calmodulin. FEBS Lett., 203(2), 135-138.

45. Ashendel C.L. (1985) The phorbol ester receptor: a phospholipid-regulated protein kinase. Biochim. Biophys. Acta 822 (2), 219-242.

46. Babu K.R., Dukkipati A., Birge R.R., Knox B.E. (2001) Regulation of phototransduction in short-wavelength cone visual pigments via the retinylidene Schiff base counterion. Biochemistry 40, 13760-13766.

47. Barkdoll A.E., Pugh E.N., Sitaramayya A. (1988) Kinetics of the hydrolysis of 8-bromo-cyclic GMP by the light-activated phosphodiesterase of toad rods. J. Neurochem. 50, 839-846.

48. Barkdoll A.E., Pugh E.N., Jr., Sitaramayya A. (1989) Calcium dependence of the activation and inactivation kinetics of the light-activated phosphodiesterase of retinal rods. J. Gen. Physiol. 93, 1091-1108.

49. Baehr W., Dewlin M.J., Applebury M.L. (1979) Isolation and characterization of cGMP phosphodiesterase from bovine rod outer segments. J. Biol. Chem. 254, 11669-11677.

50. Baehr W., Morita E.A., Swanson R.J., Applebury M.L. (1982) Characterization of rod outer segment G-protein. J. Biol. Chem. 257, 6452-6460.

51. Baylor D.A., Fuortes M.G.F. (1970) Electrical responses of single cones in the turtle. J. Physiol. 207, 77-92.

52. Baylor D.A., Nunn B.J. (1982) Electrical signaling in vertebrate photoreceptor. Methods Enzymol. 81, 403-423;

53. Baylor D.A., Lamb T.D., Yau K.-W. (1979) Membrane current of single rod outer segments. J. Physiol. 288, 589-611.

54. Baylor D.A., Lamb T.D., Yau K.-W. (1979) Responses of retinal rods to single photons. J. Physiol. 288, 613-634.

55. Baylor D.A., Matthews G., Yau K.-W. (1980) Two components of electrical dark noise in toad retinal rod outer segments. J. Physiol. 309, 591-621.

56. Baylor D.A., Nunn B.J., Schnapf J.L. (1984) The photocurrent, noise and spectral sensitivity of rods of the monkey Macaca fascicularis. J. Physiol. (Lond.) 357, 575-607.

57. Beaven G.H. (1961) Adv. Spectrosc. 2, 330-428.

58. Beavo J.A., Conti M., Heaslip R.J. (1994) Multiple cyclic nucleotide phosphodiesterases. Mol. Pharmacol. 46, 399-405.

59. Beavo J.A., Hardman J.G., Sutherland E.W. (1970) Hydrolysis of cyclic guanosine and adenosine 3',5'-monophosphates by rat and bovine tissues. J. Biol. Chem. 245, 5649-5655.

60. Beavo J.A., Hardman J.G., Sutherland E.W. (1971) Stimulation of adenosine 3',5'-monophosphate hydrolysis by guanosine 3',5'-monophosphate. J. Biol. Chem. 246, 3841—3846.

61. Bennett N., Clerk A. (1989) Activation of cGMP phosphodiesterase in retinal rods: mechanism of interaction with the GTP-binding protein (transducin). Biochem. 28 (18), 7418-7424.

62. Bennett N., Ildefonce M., Crouzy S., Chapron Y., Clerk A. (1989) Direct activation of cGMP-dependent channels of retinal rods by the cGMP phosphodiesterase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86(10), 3634-3638.

63. Bennett N., Michel-Villaz M., Kuhn H. (1982) Light-induced interaction between rhodopsin and GTP-binding protein. Metarhodopsin II is the major photoproduct involved. Eur. J. Biochem., 127, 97-103.

64. Bennett N. (1982) Light-induced interaction between rhodopsin and the GTP-binding protein. Relation with phosphodiesterase activation. Eur. J. Biochem., 123, 133-139.

65. Bennett N., Dupont Y. (1985) The G-protein of retinal rod outer segments (transducin): Mechanism of interaction with rhodopsin and nucleotides. J. Biol. Chem., 260, 7,4156-4168.

66. Berberich S.J., Postel E.H. (1995) PuF/NM23-H2/NDPK-B transactivates a human c-myc promoter-CAT gene via a functional nuclease hypersensitive element. Oncogene 10, 2343-2347.

67. Biernbaum M.S., Bownds M.D. (1985) Frog rod outer segments with attached inner segment ellipsoids as an in vivo model for photoreceptors on the retina. J. Gen. Physiol. 85, 83—105.

68. Bigay J, Faurobert E, Franco M, Chabre M. (1994) Roles of lipid modifications of transducin subunits in their GDP-dependent association and membrane binding. Biochemistry. 33, 1408114090.

69. Biggs J., Hersperger E., Steeg P., Liotta L.A., Shearn A. (1990) A gene that is homologous to a mammalian gene associated with tumor metastasis codes for nucleoside diphosphate kinase. Cell 63, 933-940."

70. Biggs J., Tripoulas N., Hersperger E., Dearolf C., Shearn A. (1988) Analysis of the lethal interaction between the prune and Killer of prune mutations of Drosophila. Genes and Dev. 2, 1333-1343.

71. Bignetti E., Sorbi T., Tirindelli R. (1986) Effect of fluoride on the phosphodiesterase of bovine photoreceptors. Vision Res. 26, 383-389.

72. Bilan P.J,. Moyers J.S., Kahn C.R. (1998) The ras-related protein rad associates with the cytoskeleton in a non-1 ipid-dependent manner. Exp. Cell Res. 242(2), 391-400.

73. Biosca J.A., Eisenberg E. (1990) The interaction of AMP-PNP and PPi with actomyosin. J. Biol. Chem., 265, 18, 10221-10225.

74. Bitensky M.W., Gorman R.E., Miller W.H. (1971) Adenyl cyclase as a link between photon capture and changes in membrane permeability of frog photoreceptors. Proc. NatL Acad. Sci. USA 68, 561-562 (317-335).

75. Bitensky M.W., Miller W.H., Gorman R.E., Neufeld A.H., Robinson R. (1972) Advances in Cyclic Nucleotide Res. 1, 317-335.

76. Bitensky MAV., Miki N., Mareus F.R., Keirns J.J. (1973) The role of cyclic nucleotides in visual excitation. Life Sci. 13, 1451-1472.

77. Blume A.J., Foster C.J. (1976) Neuroblastoma adenylate cyclase. Role of 2-chloroadenosine, prostaglandin El and guanine nucleotides in regulation of activity. J. Biol. Chem. 251, 3399 -3404.

78. Bornancin F., Pfister C., Chabre M. (1989) The transitory complex between photoexcited rhodopsin and transducin. Reciprocal interaction between the retinal site in rhodopsin and the nucleotide site in transducin. Eur. J. Biochem., 184, 687-698.

79. Bornancin F., Franco M., Bigay J., Chabre M. (1992) Functional modification of transducin induced by cholera or pertussis-toxin-catalyzed ADP-rybosylation, Eur. J. Biochem. 210, 33-44.

80. Bourne H.R., Stryer L. (1992) The target set the tempo. Nature, 358, 541-542.

81. Bradford M. M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72:248-254.

82. Brandt D. R., Ross E. M. (1986) GTPase activity of the stimulatory GTP-binding regulatory protein of adenylate cyclase, Gs. Accumulation and turnover of enzyme-nucleotide intermediates, J. Biol. Chem. 261, 1656 1664.

83. Brown J.E., Rubin L.J., Ghalayini A.J. Tarver A.P., Irvine R.F., Berridge M.J., Anderson R.E. (1984) myo-Inositol polyphosphate may be a messenger for visual excitation in Limulus photoreceptors. Nature 311 (5982), 160-163.

84. Brown R.L. (1992) Functional regions of the inhibitory subunit of retinal rod cGMP phosphodiesterase identified by site-specific mutagenesis and fluorescence spectroscopy. Biochemistry 31 (25), 5918-5925.

85. Brown R.L., Stryer L. (1989) Expression in bacteria of functional inhibitory subunit of retinal rod cGMP phosphodiesterase. Proc Natl Acad Sci USA. 86(13), 4922-4926.

86. Bruckert F., Catty P., Deterre P., Pfister C. (1994) Activation of phosphodiesterase by transducin in bovine rod outer segments: characteristics of the successive binding of two transducins. Biochemistry 33, 12625-12634.

87. Bracket F., Vuong T.M., Chabre M. (1988) Light and GTP dependence of transducin solubility in retinal rods. Further analysis by near-red light scattering.- Eur. J. Biochem., 16, 207-218.

88. Bukolova-Orlova T.G., Yukelson L.Ya., Burstein E.A. (1974) Fluorescence of neurotoxins from Middle-Asian cobra venom. Biochim. Biophys. Acta 342, 275-280.

89. Burgess W.H., Jemiolo D.K., Kreitsinger R.H. (1980) Interaction of calcium and calmodulin in the presence of sodium dodecyl sulfate. Biochim. Biophys. Acta 623(2), 257-270.

90. Burstein E.A., Vedenkina N.S., Ivkova M.N. (1973) Fluorescence and the location of tryptophan residues in protein molecules. Photochem. Photobiol. 18, p. 263-279.

91. Burstein E.A., Abornev S.M., Reshetnyak YaK. (2001) Decomposition of- tryptophan fluorescence spectra into log-normal components. I. Decomposition algorithms. Biophys. J. 81(3), 1699-1709.

92. Burstein E.A., Emelyanenko V.I. (1996) Log-normal description of fluorescence spectra of organic fluorophores. Photochem. Photobiol. 64(2), 316-320.

93. Busel E.P., Bushueva T.L., Burstein E.A. (1970) Optika i Spektroskopia 29, 501-507 (In Russian).

94. Bushueva T.L., Busel E.P., Bushuev V.N., Burstein E.A. (1974) Studia biophys. 44, 129-140.

95. Bushueva T.L., Busel E.P., Burstein E.A.(1975) Studia biophys. 52, 41-52.

96. Cabrera J. L., de Freitas F., Satpaev D. K., Slepak V. Z. (1998) Identification of the Gbeta5-RGS7 protein complex in the retina. Biochem. Biophys. Res. Commun. 249, 898-902.

97. Calvert P.D., Govardovskii V.I., Krasnoperova N., Anderson R.E., Lem J., Makino C.L. (2001) Membrane protein diffusion sets the speed of rod phototransduction. Nature 411(6833), 90-94.

98. Calvert P.D., Govardovskii V.I., Arshavsky V.Y., Makino C.L. (2002) Two temporal phases of light adaptation in retinal rods. J. Gen. Physiol. 119 (2), 129-145.

99. Cassel D., Selinger Z. (1977) Mechanism of adenylate cyclase activation by cholera toxin: inhibition of GTP hydrolysis at regulatory site. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 74, 3307-3311.

100. Cassel D., Selinger Z. (1978) Mechanism of adenylate cyclase activation through the P-adrenergic receptor: catecholamine-induced displacement of bound GDP by GTP, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 75,4155-4159.

101. Cassel D., Selinger Z. (1980) Activation of turkey erythrocite adenylate cyclase and broking of the catecholamine-stimulated GTP-factor in the ADP ribosylation of the GTP-dependent regulatory component. J. Biol. Chem. 255, 1252-1258.

102. Catty P., Deterre P. (1991) Activation and solubilization of the retinal cGMP-specific PDE by limited proteolysis. Role of the C-terminal domeain of the p-subunit. Eur. J. Biochem. 199, 263269.

103. Catty P., Pfister C., Bruckert F., Deterre P. (1992) The cGMP phosphodiesterase-transducin complex of retinal rods. Membrane binding and subunits interaction. J. Biol. Chem. 267 (27), 19489-19493.

104. Chabre M. (1987) The G protein connection: is it in the membrane or the cytoplasm? TIBS, 12, 213-215.

105. Chabre M., Deterre P. (1989) Molecular mechanism of visual transduction. Eur. J. Biochem., 179,255-266.

106. Chen R.F. (1967) Analyt. Letts. 1, 35-42.

107. Chen C.K., Burns M.E., He W., Wensel T.G., Baylor D.A., Simon M.I. (2000) Slowed recovery of rod photoresponse in mice lacking the GTPase accelerating protein RGS9-1. Nature 403, 557560.

108. Chiadmi M.; Morera S., Lascu I., Dumas C., Le Bras G., Veron M., Janin J. (1993) Crystal structure of the Awd nucleotide diphosphate kinase from Drosophila. Structure 1(4), 283-293.

109. Clerc A., Bennett N. (1992) Activated cGMP phosphodiesterase of retinal rods: a complex with transducin alpha subunit. J. Biol. Chem. 267, 6620-6627.

110. Cohen L., Mohr R., Chen Y.Y., Huang M., Kato R., Dorin D., Tamanoi F., Goga A., Afar D., Rosenberg N., Witte O. (1994) Transcriptional activation of a ras-like gene (kir) by oncogenic tyrosine kinases. Proc Natl Acad Sci U S A 91(26), 12448-12452.

111. Cook T.A., Ghomashchi F., Gelb M.H., Florio S.K., Beavo J. A. (2001) The S Subunit of Type 6 Phosphodiesterase Reduces Light-induced cGMP Hydrolysis in Rod Outer Segments. J. Biol. Chem 276 (7), 5248-5255.

112. Coleman D.E., Berghuis A.M., Lee E., Linder M.E., Gilman AG., Sprang S.R. (1994b) Structures of active conformations of Gi alpha 1 and the mechanism of GTP hydrolysis. Science 265, 1405-1412.

113. Coleman D.E., Lee E., Mixon M.B., Linder M.E., Berghuis A.M., Gilman A.G., Sprang S.R. (1994a) Crystallization and preliminary crystallographic studies of Gi alpha 1 and mutants of Gi alpha 1 in the GTP and GDP-bound states. J. MoL Biol. 238, 630-634.

114. Coleman D. E., Sprang S. R. (1998) Crystal structure of the G protein Gi alpha 1 complexed with GDP and Mg a crystallographic titration experiment. Biochemistry 37, 14376-14385.

115. Cone R. A. (1973) The internal transmitter model for visual excitation: some quantitative implication. In: Biochemistry and Physiology of visual pigments (Ed. Langer H.) SpringerVerlag, N-Y, 267-282.

116. Conway B.E., Bockris J.O'M., Ammar I.A. (1951)Trans. Faraday Soc. 47,756-766.

117. Cornog J.L., Jr., Adams W.R. (1963) Biochim. Biophys. Acta 66, 356-365.

118. Cote R.H., Brunnock, M.A. (1993) Intracellular cGMP concentration in rod photoreceptors is regulated by binding to high and moderate affinity cGMP binding sites. J. Biol. Chem. 268, . 17190-17198.

119. Cote R.H., Bownds M.D., Arshavsky V.Y. (1994) cGMP binding sites on photoreceptor phosphodiesterase: role in feedback regulation of visual transductioa Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 4845—4849.

120. Cowan C. W., Fariss R. N., Sokal I., Palczewski K., Wensel T. G. (1998) High expression levels in cones of RGS9, the predominant GTPase accelerating protein of rods. Proc. Natl. Acad. Sci. US A 95, 5351-5354.

121. Cowan C.W., He W„ Wensel T.G. (2000) RGS proteins: lessons from the RGS9 subfamily. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 65, 341-359.

122. Cowan C.W., Wensel T.G., Arshavsky V.Y. (2000) Enzymology of GTPase acceleration in phototransduction. Methods Enzymol. 315, 524-538.

123. Dabernat S., Larou M., Masse K., Dobremez E., Landry M., Mathieu C., Daniel J.Y. (1999) Organization and expression of mouse nm23-Ml gene. Comparison with nm23-M2 expression. Gene 236(2), 221-230.

124. Daemen F.J.M. (1973) Vertebrate rod outer segment membranes. Biochim. Biophys Acta 300, 255-288.

125. D'Amours M.R., Cote R.H. (1999) Regulation of photoreceptor phosphodiesterase catalysis by its non-catalytic cGMP-binding sites. Biochem. J. 340, 863-869.

126. Dearolf C.R., Hersperger E., Shearn A. (1988) Developmental consequences of awdb3, a cell-autonomous lethal mutation of Drosophila induced by hybrid dysgenesis. Dev. Biol. 129(1), 159-168.

127. Dearolf CR, Tripoulas N, Biggs J, Shearn A. (1988) Molecular consequences of awdb3, a cell-autonomous lethal mutation of Drosophila induced by hybrid dysgenesis. Dev. Biol. 129(1): 169178.

128. De la Rosa A., Williams R.L., Steeg P.S. (1995) Nm23/nucleoside diphosphate kinase: toward a structural and biochemical understanding of its biological functions. Bioessays 17(1), 53-62.

129. Del Priore L.V., Lewis A. (1983) Calcium-dependent activation and deactivation of rod outer segment phosphodiesterase is calmodulin-independent. Biochem.Biophys. Res. Commun. 113, 317-324.

130. Demchenko A.P. (1986) UV Spectroscopy of Proteins. Springer-Verlag, Berlin e. a.

131. Deterre P., Bigay J., Forquet, F, Robert M., Chabre M. (1988) cGMP phosphodiesterase of retinal rods is regulated by two inhibitory subunits. Proc. Natl. Acad.Sci. 85, 2424-2429.

132. Detwiler P.B., Ramanathan S., Sengupta A., Shraiman B.I. (2000) Engineering Aspects of Enzymatic Signal Transduction: Photoreceptors in the Retina. Biophys. J. 79,2801-2817.

133. Deville-Bonne D., Sellam O., Merola F., Lascu I., Desmadril M., Veron M. (1996) Phosphorylation of nucleoside diphosphate kinase at the active site studied by steady-state and time-resolved fluorescence. Biochemistry 35(46), 14643-14650.

134. Dizhoor A. (2000) Regulation of cGMP synthesis in photoreceptors: role in signal transduction and congenital diseases of the retina. Cellular Signalling 12, 711-719.

135. Dizhoor A. M., Lowe D. G., Olshevskaya E. V., Laura R. P., Hurley J. B. (1994) The human photoreceptor membrane guanylyl cyclase, RetGC, is present in outer segments and is regulated by calcium and a soluble activator. Neuron 12,1345-1352.

136. Dizhoor A. M., Ray S., Kumar S., Niemi G., Spencer M., Brolley D., Walsh K.A., Philipov P.P. Hurley J. B., Stryer L. (1991) Recoverin: calcium sensitive activator of retinal rod guanvlate cyclase. Science 251, 915-918.

137. Dratz E.A., Lewis J.W., Schaechter L.E., Kliger O.S. (1987) Retinal rod GTPase turnover rate increases with concentration: a key in control of visual excitation? Biochem. Biophys. Res. Com., 146, 379-386.

138. Dufourcq J., Faucon J.F. (1977) Intrinsic fluorescence study of lipid-protein interaction in membrane models. Binding of melittin, an amphipathic peptide, to phospholipids vesicles. Biochim. Biophys. Acta 467, 1-11.

139. Dumas C., I. Lascu, S. Morera, F. Glaser, R. Fourme, V. Wallet, M.-L.Lacombe, M. Veron, J. Janin (1992) X-rays structure of nucleoside diphosphate kinase. EMBO J. II, 3203-3208.

140. Dumke C.L., Arshavsky V.Y., Calvert P.D., Bownds M.D., Pugh E.N., Jr. (1994) Rod outer segment structure influences the apparent kinetic parameters of cyclic GMP phosphodiesterase. J. Gen. Physiol. 103, 1071-1098.

141. Dumler I.L., Etingof R.N. (1976) Protein inhibitor of cyclic adenosine 3',5'-monophosphate phosphodiesterase in retina. Biochim. Biophys. Acta 429, 474-484.

142. DuPont Y. (1984) A rapid-filtration technique for membrane fragments or immobilized enzymes: measurements of substrate binding or ion fluxes with a few-millisecond time resolution. Analytical Biochem., 142, 504-510.

143. Ebrey T., Koutalos Y. (2001) Vertebrate Photoreceptors. Progress in Retinal and Eye Research 20(1), 49-94.

144. Eckstein F., Cassel D., Lefkovitz H., Lowe M., Selinger Z. (1979) Guanosine 5-0-(2-thiodiphosphate). An inhibitor of adenylate cyclase stimulation by guanine nucleotides and fluoride ions. J. BioLChem., 254, 19, 9829-9834.

145. Edidin, M. (1987) Rotational and lateral diffusion of membrane proteins and lipids: phenomena and function. Curr. Top. Membr. Transp. 29, 91-127.

146. EftinkM.R., Ghiron C.A. (1981) Anal. Biochem. 114, 199-227.

147. Emeis D., Hofmann K.P. (1981) Shift in the relation between flash-induced metarhodopsin I and metarhodopsin II within the first 10% rhodopsin bleaching in bovine disc membranes. FEBS Lett., 136(2), 201-207.

148. Emeis D., Kuhn H., Reichert J., Hofmann P. (1982) Complex formation between metarhodopsin II and GTP-binding protein in bovine photoreceptor membranes leads to shift of the photoproduct equilibrium. FEBS Lett. 136, 201-207.

149. Erickson M.A., Lagnado L., Zozulya S., Neubert T.A., Stryer L., Baylor D.A. (1998) The effect of recombinant recoverin on the photoresponse of truncated rod photoreceptors. Proc. Natl. Acad.Sci. U.S.A. 95, 6474-6479.

150. Ermilov A. N., Olshevskava E.V., Dizhoor A.M. (2001) Instead of Binding Calcium. One of the EF-hand Structures in Guanylyl Cyclase Activating Protein-2 Is Required for Targeting Photoreceptor Guanylyl Cyclase. J. Biol. Chem. 276 (51), 48143-48148.

151. Ernst O.P., Bieri C., Vogel HM Hofmann K.P. (2000) Intrinsic biophysical monitors oftransducin activation: fluorescence, UV-visible spectroscopy, light scattering, and evanescent field techniques. Methods Enzymol., 315,471-489.

152. Faucon J.F., Dufourcq J., Lussan C. (1979) The self-association of melittin and its binding to lipids: an intrinsic fluorescence polarization study. FEBS Lett. 102,187-190.

153. Faurobert E., Hurley J. B. (1997) The core domain of a new retina specific RGS protein stimulates the GTPase activity of transducin in vitro. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94,2945- 2949.

154. Fasano O., Crechet J.-B., Parmeggiani A. (1982) Preparation of nucleotide free elongation factor Tu and its stabilization by the antibiotic kirromycin. Analyt. Biochem., 124, 53-58 (and other articles).

155. Faurobert E., Otto-Bruc A., Chardin P., Chabre, M. (1993) EMBO J., 12, 4191-4198.

156. Fawzi A.B.,.Northup J.K. (1990) Guanine nucleotide binding characteristics of transducin: essential role of rhodopsin for rapid exchange of guanine nucleotides.- Biochem., 29, 3804 -3812.

157. Felber S., Breuer H.P., Petruccione F., Honerkamp J., Hofmann K.P. (1996) Stochastic simulation of the transducin GTPase cycle. Biophys J., 71(6), 3051-3063:

158. Fcsenko E.E., Kolesnikov S.S., Lyubarsky A.L. (1985) Induction by cyclic GMP of catiomc conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment. Nature 313,310-313.

159. Fersht, A. (1977) Enzyme Structure and Mechanism (San Francisco, CA, W.H. Freeman).

160. Ferguson K.M., Higashijima T., Smigel M.D., Gilman A.G. (1986) The influence of bound GDP on the kinetics of guanine nucleotide binding to G proteins. J. Biol. Chem., 261, 16, 73937399.

161. Fesenko E.E., Krapivinsky G.B. (1986) Cyclic GMP-binding sites and light control of free cGMP concentration in vertebrate rod photoreceptors.- Photochem. Photobiophys., 13, 345-358.

162. Finlin B.S., Andres D.A. (1997) Rem is a new member of the Rad- and Gem/Kir Ras-related GTP-binding protein family repressed by lipopolysaccharide stimulation. J. Biol. Chem. 272(35), 21982-21988.

163. Fleishman D.,Denisevich M. (1979) Cuanylate cyclase of isolated bovine rod axonemes. Biochem., 18, 5060-5066.

164. Florio S.K., Prusti R.K., Beavo J. A. (1996) Solubilization of membrane-bound phosphodiesterase by the rod phosphodiesterase recombinant 5-subunit. JBC 271, 24036-24047.

165. Frings S., Seifert R., Godde M., Kaupp U. B. (1995) Profoundly different calcium permeation and blockage determine the specific function of distinct cyclic nucleotide-gated channels. Neuron 15,169-179.

166. Fukada Y., Yoshizawa T., Saito T., Ohguro H., Akino T. (1990) Binding of GTP to transducin is not inhibited by arrestin and phosphorylated rhodopsin. FEBS Lett. 261,2,419-422.

167. Fung B.K.-K. (1983) Characterization of transducin from bovine retinal outer segments. 1. Separation and reconstitution of the subunits. J. Biol. Chem., 258, 17, 10495-10502.

168. Fung B.K.-K., Stryer L. (1980) Photolyzed rhodopsin catalyzes the exchange of GTP for bound GDP in retinal rod outer segments. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 77, 5, 2500-2504.

169. Fung B.K.-K., Hurley J.B., Stryer L. (1981) Flow of information in the light-triggered cyclic nucleotide cascade of vision. Proc. Natl. Acad. Sci.USA, 78, 1, 152-156.

170. Fung B.K., Lieberman B.S., Lee R.H. (1992) A third form of the G protein beta subunit. 2. Purification and biochemical properties. J. Biol. Chem. 267(34), 24782-24788.

171. Futerman A.H., Raviv D., Michaelson D.M., Silman I. (1987) Differential susceptibility to phosphatidylinositol-specific phospholipase C of acetylcholinesterase in excitable tissues of embryonic and adult Torpedo ocellata. Brain Res. 388 (2), 105-112.

172. Ghalayini A.L., Anderson R.E. (1984) Phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate: light-mediated breakdown in the vertebrate retina. Biochem. Biophys. Res. Commun. 124 (2), 503-506.

173. Chiadmi M., Morera S., Lascu I., Dumas C., Le Bras G., Veron M., Janin J. (1993) Crystal structure of the Awd nucleotide diphosphate kinase from Drosophila. Structure 1(4), 283-293.

174. Giartosio A., Erent M., Cervoni L., Morera S., Janin J., Konrad M., Lascu I. (1996) Thermal stability of hexameric and tetrameric nucleoside diphosphate kinases. Effect of subunit interaction. J. Biol. Chem. 271(30), 17845-17851

175. Gillespie P.G., Beavo J.A. (1988) Characterization of a bovine cone photoreceptor phosphodiesterase purified by cyclic GMP-sepharose chromatography. J. Biol. Chem. 263, 8133-8141.

176. Gillespie P. G., Prusti R. K., Apel E. D., Beavo J. A. (1989) A soluble form of bovine rod photoreceptor PDE has a novel 15-kDa subunit. J. Biol. Chem 264, 12187-12193.

177. Gilman A.G. (1987) G-proteins: transducers of receptor-generated signals. Ann. Rev. Biochem. 56,615-649.

178. Gilman A.G. (1995) Nobel Lecture. G proteins and regulation of adenylyl cyclase. Biosci Rep. 15, 65-97.

179. Godchaux W., Ill, Zimmerman W.F. (1979) Membrane-dependent guanine nucleotide binding and GTPase activities of soluble protein from bovine rod cell outer segments. J. Biol. Chem., 254, 7874-7884.

180. Gorodovikova E. N., Gimelbrant A. A., Senin I. I., Philippov P. P. (1994) Recoverin mediates the calcium effect upon rhodopsin phosphorylation and cGMP hydrolysis in bovine retina rod cells. FEBS Lett. 349,187-190.

181. Gray-Keller M.P., Biernbaum M.S., Bownds M.D. (1990) Transducin activation in electropermeabilized frog rod outer segments is highly amplified, and a portion equivalent to phosphodiesterase remains membrane-bound. J. Biol. Chem. 265, 15323-15332.

182. Gray-Keller M.P., Detwiler P.B. (1994) Regulation of the cAMP synthesis by calcium in rods. Neuron 13, 846-861.

183. Guy P.M., Koland J.G., Cerione R.A. (1990) Rhodopsin-stimulated activation-deactivation cycle of transducin: Kinetics of the intrinsic fluorescence response of the alpha-subunit.- Biochem., 29, 30, 6954-6964.

184. Hagins W.A. (1972) The visual process: excitatory mechanisms in the primary receptor cells. Ann. Rev. Biophys. Bioeng. 1, 131-158.

185. Hagins W.A., Yoshikami S. (1974) A role for Ca2v in excitation of retinal rods and cones. Exp. Eye Res. 18, 299-305.

186. Hagins W.A., Penn R.D., Yoshikami S. (1970) Dark current and photocurrent in retinal rods. Biophys. J. 10, 380-412.

187. Hall S.W., KuhnH. (1986) Eur. J. Biochem.,161, 551-556.

188. Hamilton S. E., Hurley J. B. (1990) A phosphodiesterase inhibitor specific to a subset of bovine retinal cones. J. BioL Chem. 265, 11259-11264.

189. Hamilton S. E., Prusti R. K., Bentley J. K., Beavo J. A., Hurley, J. B. (1993) Affinities of bovine photoreceptor cGMP phosphodiesterases for rod and cone inhibitory subunits. FEBS Lett. 318, 157-161.

190. Hargrave P.A., McDowell J.H., Curtis D.R., Wang J.K., Jusczak E., Fong L.-L., Rao J.K.M., Argos P. (1983) The structure of bovine rhodopsin. Biophys. Struct. Mech. 9,235-244.

191. Haynes L. W. (1992) Block of the cyclic GMP-gated channel of vertebrate rod and cone photoreceptors by l-cis-diltiazem. J. Gen. Physiol. 100, 783-801.

192. Haynes L. W. (1995) Permeation of internal and external monovalent cations through the catfish cone photoreceptor cGMP-gated channel. J. Gen. Physiol. 106, 485-505.

193. Haynes L. W., Stotz S. C. (1997) Modulation of rod, but not cone, cGMP-gated photoreceptor channels by calcium-calmodulin. Vis. Neurosci. 14,233-239.

194. Haynes, L., Yau, K.-W. (1985) Cyclic GMP-sensitive conductance in outer segment membrane of catfish cones. Nature 317,61-64.

195. Haynes, L. W., Yau, K.-W. (1990) Single-channel measurement from the cyclic GMP-activated conductance of catfish retinal cones. J. Physiol. 429,451-481.

196. Haynes L.W., Kay A.R., Yau, K.W. (1986) Single cyclic GMP-activated channel activity in excised patches of rod outer segment membrane. Nature 321, 66-70.

197. He W., Cowan C.W., Wensel T.G. (1998) RGS9, a GTPase accelerator for phototransduction. Neuron 20, 95-102.

198. Heck M., Hofinann K.P. (1993) G protein effector coupling: a real-time light-scattering assay for transducin-phosphodiesterase interaction. Biochemistry 32, 8220-8227.

199. Heck M., Hofinann K.P. (2001) Maximal rate and nucleotide dependence of rhodopsin-catalyzed transducin activation —initial rate analysis based on a double displacement mechanism. J. Biol. Chem., 276, 10000-10009.

200. Heck M, Pulvermuller A, Hofinann KP.(2000) Light scattering methods to monitor interactions between rhodopsin-containing membranes and soluble proteins. Methods Enzymol., 315, 329347.

201. Helmreich E.J., Hofinann K.P. (1996) Structure and function of proteins in G-protein-coupled signal transfer. Biochim.Biophys.Acta, 1286(3), 285-322.

202. Heizmann C.W., Berchtold M.W. (1987) Cell Calcium 8(1), 1-41.

203. Henderson S.R., Reuss H., Hardie R.C. (2000). Single photon responses in Drosophila photoreceptors and their regulation by Ca2+. J. Physiol. 524, 179-194.

204. Heo Y. J., Kim S. Y., Kim E., Lee K.-J. (1997) Quanternary structural analysis of nucleoside diphosphate kinases using capillary electrophoresis. J. Chromatography 781, 251-261

205. Hepler J. R., Kozasa T., Smrcka A. V., Simon M. I., Rhee S. G., Sternweis P. C., Gilman, A. G. (1993) J. Biol. Chem., 268, 14367-14375.

206. Higashijima T., Ferguson K.M., Sternweis P.C., Ross E.M., Smigel M.D., Gilman A.G. (1987a) The effect of activating ligands on the intrinsic fluorescence of guanine nucleotide-binding regulatory proteins. J.Biol.Chem., 262, 2, 752-756.

207. Higashijima T., Ferguson K.M., Smigel M.D., Gilman A.G. (1987b) The effect of GTP and Mg"+onthe GTPase activity and the fluorescent properties of Go. J. Biol. Chem., 262, 2, 757761.

208. Higashijima T., Ferguson KM., Sternvvcis P.C., Smigel M.D., Gilman A.G. (1987c) Effect of Mg++ anil beta/gamma-subunit complex on the interaction of guanine nucleotides with G proteins. J. Biol. Chem., 262,2, 762-766.

209. Hingorani V.N., Ho Chang L.-F., Ho Y.-K. (1989) Chemical modification of bovine transducin: probing the GTP-binding site with affinity analogous. Biochem., 28, 18, 7423-7432.

210. Hisatomi O., Imanishi Y., Satoh T., Tokunaga, F. (1997) Arrestins expressed in killifish photoreceptor cells. FEBS Lett. 411, 12-18.

211. Hisatomi O., Matsuda S., Satoh T., Kotaka S., Imanishi Y., Tokunaga F. (1998) A novel subtype of G-protein-coupled receptor kinase, GRK7, in teleost cone photoreceptors. FEBS Lett. 424, 159-164.

212. Hu G., Jang G.-F., Cowan C.W., Wensel T.G., Palczewski K. (2001) Phosphorylation of RGS9-1 by an Endogenous Protein Kinase in Rod Outer Segments. J. Biol. Chem. 276(25), 22287-22295

213. Huintorel P., Simon C., Pantaloni D. (1984) NDPK from brain. Purification and effect on microtubule assembly in vitro. Eur. J. Biochem., 144 , 233-241.

214. Hofmann KP. (1985) Effect of GTP on the rhodopsin-G-protein complex by transient formation of extra metarhodopsin II. Biochim. Biophys. Acta., 810 (2), 278-281.

215. Hurley J.B; (1987) Molecular properties of the cGMP cascade of vertebrate photoreceptors. Ann. Rev. Physiol. 49, 793-812.

216. Hurley J.B., Stryer L. (1982) Purification and characterization of the gamma regulatory subunit of the cGMP phosphodiesterase from retinal rod outer segments. J. Biol. Chem. 257, 11094— 11099.

217. Hurwitz R.L., Bunt-Milam A.H., Beavo J.A. (1984) Immunologic characterization of the photoreceptor outer segment cyclic GMP phosphodiesterase. J. Biol. Chem. 259, 8612-8618.

218. Jakobs G.H., Neitz J., Croguale M. (1985) J. Comp. Neurol. 156A, 503-509

219. Jakobs M., Smith H., Taylor E.W. (1974) Tubulin: nucleotide binding and enzyme activity. J. Mol. Biol. 89,455-468.

220. Janin J., Dumas C., Morera S., Xu Y., Meyer P., Chiadmi M., Chefils J. (2000) Three-Dimentional Structure of Nucleoside Diphospate Kinase. J. Bioenerg. Biomembranes 32(3), 215225.

221. John J., Sohmen R., Feuerstein J., Linke R., Wittinghofer A., Goody R.S. (1990) Kinetics of interaction of nucleotides with nucleotide-free H-ras p21. Biochemistry 29(25), 6058-6065.

222. Kahlert M:, Hofinann K.P. (1991) Reaction rate and collisional efficiency of the rhodopsin-transducin system in intact retinal rods. Biophys J., 59(2), 375-386.

223. Kahlert M., Konig B., Hofinann K.P. (1990) Displacement of rhodopsin by GDP from three-loop interaction with transducin depends critically on the diphosphate beta-position. J. Biol. Chem., 265,31, 18928-18932.

224. Kameni Tcheudji J.F., Lebeau L., Virmaux N., Maftei C.G., Cote R.H., Lugnier C., Schultz P. (2001) Molecular organization of bovine rod cGMP-phosphodiesterase 6. J. MoL Biol. 310 (4), 781-791.

225. Kamps K.M., Hofmann K.P. (1986) ATP can promote activation and deactivation of the rod cGMP-phosphodiesterase. Kinetic light scattering on intact rod outer segments. FEBS Lett., 24, 208(2), 241-247.

226. Kamps K.M., Reichert J., Hofinann K.P. (1985) .Light-induced activation of the rod phosphodiesterase leads to a rapid transient increase of near-infrared light scattering. FEBS Lett., 188(1), 15-20.

227. Karlsson A., Mesnildrey S., Xu Y., Morera S., Janin J., Veron M. (1996) Nucleoside diphosphate kinase. Investigation of the intersubunit contacts by site-directed mutagenesis and crystallography. J. Biol. Chem. 271(33), 19928-19934

228. Kaupp U.B. (1995) Family of cyclic nucleotide gated ion channels. Curr. Opin. Neurobiol.5, 434-442.

229. Kawamura S., Bownds M.D. (1981) Light adaptation of the cyclic GMP phosphodiesterase of frog photoreceptor membranes mediated by ATP and calcium ions. J. Gen. Physiol. 77(5), 571591.

230. Kawamura S. (1993) Rhodopsin phosphorylation as a mechanism of cyclic GMP phosphodiesterase regulation by S-modulin. Nature 362, 855-857.

231. Kawamura S., Kuvvata O., Yamada M., Matsuda S., Hisatomi O., Tokunaga F. (1996) Photoreceptor protein s26, a cone homologue of S-modulin in frog retina. J. Biol. Chem. 271, 21359-21364.

232. Kawamura S., Murakami M. (1991) Calcium-dependent regulation of cyclic GMP phosphodiesterase by a protein from frog retinal rods. Nature 349, 420-423.

233. Kaziro Y. (1978) Role of GTP in polypeptide chain elongation. Biochim. Biophys. Acta, 505, 95-127.

234. Kelleher D.J., Dudycz L.W., Wright G.E., Johnson G.L. (1986) Mol. Pharmacol., 30, 603-608.

235. Keirns J.J., Miki N., Bitensky M.W., Keirns M. (1975) A link between rhodopsin and disk membrane cyclic nucleotide phosphodiesterase. Action spectrum and sensitivity to illumination. Biochem. 14, 2760-2766.

236. Kennedy M.J., Sowa M.E., Wensel T.G., Hurley J.B. (2003) Acceleration of key reactions as a strategy to elucidate the rate-limiting chemistry underlying phototransduction inactivation. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 44 (3), 1016-1022.

237. Klenchin V.A., Calvert P.D., Bownds M.D. (1995) Rhodopsin kinase inhibition by recoverin. JBC270, 16147-16152.

238. Kleuss C., Scherubl H., Hescheler J., Schultz G., Wittig B. (1992) Different beta-subunits determine G protein interaction with transmembrane receptors. Nature, 358,424-427.

239. Kim S.Y., Chang K.H., Doh H.J., Jung J.A., Kim E., Sim C.J., Lee K.J. (1997) Rapid purification and characterization of nucleoside diphosphate kinase isoforms using ATP-sepharose affinity column chromatography. Mol Cells. 7(5), 630-634.

240. Kimura N., Nagata N. (1979) Mechanism of stimulation adenylate cyclase by GDP and glucagons in the rat plasma membranes. J. Biol. Chem. 254(9), 3451-3457.

241. Kimura N. (1993) Role of nucleoside diphosphate kinase in G-protein action, in: GTPases in Biology, Handbook of Experimental Pharmacology, Vol. 108/11 (Dickey, B.F., and Birnbaumer, L., eds ) Springer-Verlag, Berlin-Heidelberg, pp. 485-498.

242. Kimura N., Shimada N. (1983) GDP does not mediate but rather inhibits hormonal signal to adenylate cyclase. J. BioL Chem. 258,2278-2283.

243. Kimura N., Shimada N. (1986) GTP-activated GTP binding protein(Gs) in membranes achieved by hormone plus GDP does not serve as a substrate for ADP-ribosylation by cholera toxin. Biochem. Biophys. Res. Commua 134, 928-936.

244. Kimura N., Shimada N. (1988a) Membrane-associated nucleoside diphosphate kinase from rat liver. Purification, characterization, and comparison with cytosolic enzyme. J. Biol. Chem. 263, 4647-4653.

245. Kimura N., Shimada, N. (1988b) Direct interaction between membrane-associated nucleoside diphosphate kinase and GTP-binding protein(Gs), and its regulation by hormones and guanine nucleotides. Biochem. Biophys. Res. Commun. 151, 248-256.

246. Kimura N., Shimada N. (1990) Evidence for complex formation between GTP binding protein(Gs) and membrane-associated nucleoside diphosphate kinase. Biochem Biophys. Res. Commun. 168, 99-106.

247. Kimura N., Shimada N., Nomura KL, Watanabe K. (1990). Isolation and characterization of a cDNA clone encoding rat nucleoside diphosphate kinase. J. Biol. Chem. 265, 15744-15749.

248. Kimura N., Shimada N., Fukuda M., Ishijima Y., Miyazaki H., Ishii A., Takagi Y., Ishikawa N. (2000) Regulation of cellular functions by nucleoside diphosphate kinases in mammals. J. Bioenerg. Biomembr. 32(3), 309-315.

249. Kimura T., Ting J. (1971) Biochem. Biophys. Res. Communs. 45, 1227-1231.

250. King T.P., Sobotka A.K., Kochoumain L., Lichtenstein L.M. (1976) Allergens of honey bee venom. Arch. Biochem Biophys. 172, 661- 671.

251. Kincaid R.L., Coulson C.C. (1985) Rapid purification of calmodulin and S-100 protein by affinity chromatography with melittin immobilized to sepharose. Biochem. Biophys. Res. Commun. 133(1), 256-264.

252. Kincaid R.L., Vaughan M. (1979) Sequential absorption-electrophoresis combined procedure for purification of calcium-dependent cyclic nucleotide phosphodiesterase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 76(10), 4903-4907.

253. Kobilka B.K., Matsui H., Kobilka T.S., Yang-Feng T.L., Francke U., Caron M.G., Lelkowitz R.J., Regan J.W. (1987) Cloning, sequencing, and expression of the gene coding for the human platelet alpha 2-adrenergic receptor. Science 238, 650-656.

254. Koch, K. -W. (1991) Purification and identification of photoreceptor guanylate cyclase. J. Biol. Chem. 266, 8634-8637.

255. Koch K.-W., Stryer L. (1988) Highly cooperative feedback control of retinal rod guanylate cyclase by calcium ions. Nature 334 (6177), 64-66.

256. Koch K-W., Eckstein F., Stryer L. (1990) Stereochemical course of the reaction catalyzed by guanylate cyclase from bovine retinal rod outer segments. J. Biol. Chem. 265(17), 9559-9663.

257. Kokame K., Fukada Y., Yoshizawa T., Takao T., Shimonishi Y. (1992) Lipid modification at the N terminus of photoreceptor G protein alpha-subunit. Nature, 359, 749-752.

258. Krapivinsky G.B., Tishchenkov V.G., Fesenko E.E. (1980) Molecular mechanisms of photoreception. IV. Ca2+-inhibited GTPase of rod outer segments of the frog retina. Bochim. Biophys. Acta, 614(2), 435-445.

259. Kreimer D.I., Fedoseev V.Y., Grishchenko V.M., Orlova T.G., Freidin A.A., Orlov N.Ya. (1992) Water-soluble Ca:<~-calmodulin-binding proteins in embryo of the sea urchin Strongylocentrotus intermedins. Comp. Biochem. Physiol. 103B(4), 951-954.

260. Kroll S., Phillips W.J., Cerione R.A. (1989) The regulation of the cGMP-PDE by GDP-bound form of the alpha subunit of transduein. J. Biol. Chem., 264, 8, 4490-4497.

261. Kubo T., Fukuda K., Mikami A., Maeda A., Takahashi H., Mishina M., Haga T., Haga K., Iehiyama A., Kanagawa K.( 1986a) Cloning, sequencing and expression of complementary DNA encoding the muscarinic acetylcholine receptor. Nature 323,411-416.

262. Kuhn H. (1980) Light- and GTP-regulated interaction of GTPase and other proteins with bovine photoreceptor membranes. Nature 283, 587-589.

263. Kuhn H. (1981) Interaction of the rod cell proteins with the disc membrane: influence of light, ionic strenght and nucleotides. Curr. Top. Membr. Transp., 15, 171-201.

264. Kuhn H., Bennett N., Michel-Villaz M., Chabre M. (1981) Interaction between photoexcited rhodopsin and GTP-binding protein: Kinetic and stoichiometric analysis from light-scattering changes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 78(11), 6873-6877.

265. Maguire J., Santoro T., Jensen P., Siebenlist U., Yewdell J., Kelly K. (1994) Gem: an induced, immediate early protein belonging to the Ras family. Science 265 (5169), 241-244.

266. Makino E.R., Handy J.W., Li T., Arshavsky V.Y. (1999) The GTPase activating factor for transducin in rod photoreceptors is the complex between RGS9 and type 5 G-protein P subunit. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 1947-1952.

267. Malinski J. A., WenselT.G. (1992) Membrane stimulation of cGMP phosphodiesterase activation by transducin: comparison of phospholipid bilayers to rod outer segment membranes. Biochemistry, 31, 9502-9512.

268. Malinski J., Zera E., Angleson, J., Wensel T. (1996) High Affinity Interactions of GTPyS with the Heterotrimeric G Protein, Transducin. J. Biol. Chem. 271, 12919-12924.

269. Mangels L.A., Neubig R.R., Hamm H.E., Gnegy xVI.E. (1992) Calmodulin binding distinguishes between beta gamma subunits of activated G protein and transducin. Biochem. J., 283, 683-690.

270. Mani R.S., Boves B.E., Kay C.M. (1982) Biochemistry 31, 2607-2612.

271. Matthews H. R., Murphy R. L. W., Fain G. L., Lamb T. D. (1988) Photoreceptor adaptation is mediated by cytoplasmic calcium concentration. Nature 334, 67-69.

272. Margulis A., Pozdnyakov N., Sitaramayya A. (1996) Activation of bovine photoreceptor guanylate cyclase by S-100 proteins. BiochemBiophys Res Commun. 218 (I), 243-247.

273. Marzesco A.M., Galli T., Louvard D., Zahraoui A. (1998) The rod cGMP phosphodiesterase delta subunit dissociates the small GTPase Rabl3 from membranes. J. Biol. Chem. 273 (35), 22340-22345.

274. McEntaffer R. L., Natochin M., Artemyev N. O. (1999) Modulation of transducin GTPase activity by chimeric RGS16 and RGS9 regulators of G protein signaling and the effector molecule. Biochemistry 38,4931-4937.

275. Mehler E.L. (1990) Protein Eng. 3,415-417.

276. Mehler E.L., Eichele G. (1984) Biochemistry 23, 3887-3891.

277. Melia T.J., Jr., Cowan C.W., Angleson J.K., Wensel T.G. (1997) A comparison of the efficiency of G protein activation by ligand-free and light-activated forms of rhodopsin. Biophys. J. 73, 3182-3191.

278. Melia T.J., Malinski J.A., He F., Wensel T.G. (2000) Enhancement of phototransduction protein interactions by lipid surfaces. J. Biol. Chem. 275, 3535-3542.

279. Miki N., Baraban J.M., Keirns J.J., Boyee J.J., Bitensky M. W. (1975) Purification and properties of the cyclic nucleotide phosphodiesterase of rod outer segments. J. Biol. Chem. 250, 6320-6327.

280. Miller W.H., Gorman R.E., Bitensky M.W. (1972) Cyclic adenosine monophosphate: function in: photoreceptors. Science 174, 295-297.

281. Miller W.H. (1982) Physiological evidences that light-mediated decrease in cyclic GMP is intermediary process in retinal rod transduction. J. Gen. Physiol. 80, 103-123.

282. Miller W.H., Nicol G.D. (1979) Evidence that cGMP regulates membrane potential in rod photoreceptors. Nature 280, 64-66.

283. Miller W.H., Nicol G.D. (1981) Cyclic GMP-induced depolarization regulates and increased response latency in rods: antagonism by light. Curr. Top. Membr. Transport 15, 417-436.

284. Miller J. L., Korenbrot J. I. (1994) Differences in calcium homeostasis between retinal rod and: cone photoreceptor revealed by the effects of voltage on the cGMP-gated conductance in intact cells. J. Gen. Physiol. 104, 909-940.

285. Miller J. L., Picones A M., Korenbrot, J. I. (1994) Differences in transduction between rod and cone photoreceptors: an exploration of the role of calcium homeostasis. Curr. Opin. Neurobiol. 4, 488-495.

286. Milon L., Meyer P., Chiadmi M., Munier A, Johansson M., Karlsson A., Lascu I., Capeau J., Janin J., Lacombe M.L. (2000) The human nm23-H4 gene product is a mitochondrial nucleoside diphosphate kinase. J. Biol. Chem. 275(19), 14264-14272.

287. Mixon M.B., Lee E., Coleman D.E., Berghuis AM., Gilman A.G., Sprang S.R. (1995) Tertiary and quaternary structural changes in Gi alpha 1 induced by GTP hydrolysis. Science 270, 954

288. Molday R. S., Kaupp U. B. (2000) Ion channels of vertebrate photoreceptors. In: Molecular mechanism in visual transduction (D. G. Stavenga, W. J. DeGrip, and E. N. Pugh, Jr. eds) Elsevier Science Publishers B.V., Amsterdam, The Netherlands, p. 143-182.

289. Morelli A., Damonte G., Panfoli I., Pepe I. (1989) Proteins of rod outer segments of toad retina: binding with calmodulin and with GTP. Biochem. Biophys. Res. Commun. 163 (1), 363-369.

290. Morera S, Lacombe ML, Xu Y, LeBras G, Janin J. (1995) X-ray structure of human nucleoside diphosphate kinase B complexed with GDP at 2 A resolution. Structure 3(12), 1307-1314.

291. Moyers J.S., Bilan P.J., Reynet C., Kahn C.R. (1996) Overexpression of Rad inhibits glucose uptake in cultured muscle and fat cells. J. Biol. Chem. 271(38), 23111-23116

292. Moyers J. S., Bilan P.J., Zhu J., Kahn C.R. (1999) Rad and Rad-related GTPases interact with calmodulin and calmodulin-dependent protein kinase II. J. Biol. Chem. 272(18), 11832-11839

293. Mou H., Grazio H.J. 3rd, Cook T.A., Beavo J.A., Cote R.H. (1999) cGMP binding to noncatalytic sites on mammalian rod photoreceptor PDE is regulated by binding of its gamma and delta subunits. J.B.C. 274(26), 18813-18820.

294. Mou H., Cote R. H. (2001) The catalytic and GAF domains of the rod cGMP phosphodiesterase (PDE6) heterodimer are regulated by distinct regions of its inhibitory gamma subunit. J. Biol. Chem. 276, 27527-27534.

295. Mukhopadhyay, S., and Ross, E.M. (1999) Rapid GTP binding and hydrolysis by Gq promoted by receptor and GTPase-activating proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96, 9539-9544.

296. Munos-Dorado J., Inouye M., Inouye S. (1990a) Nucleoside diphosphate kinase from Myxococcus xanthus. I. Cloning and sequencing of the gene. J. Biol. Chem., 265, 5, 2702-2706.

297. Munos-Dorado J., Inouye M., Inouye S. (1990b) Nucleoside diphosphate kinase from Myxococcus xanthus. II. Biochemical Characterization. J. BioL Chem., 265, 5,2707-2712.

298. Muradov K.G., Granovsky A.E., Schey K.L., Artemyev N.O. (2002) Direct interaction of the inhibitory gamma-subunit of Rod cGMP phosphodiesterase (PDE6) with the PDE6 GAFa domains. Biochemistry 41(12), 3884-3890.

299. Nagao S., Yamazaki A., Bitensky M.W. (1987) Calmodulin and calmodulin-binding proteins in amphibian rod outer segments. Biochemistry 26, 1659-1665.

300. Nancy V., Callebaut I., El Marjou A., de Ginzburg J. (2002) The delta subunit of retinal rod cGMP phosphodiesterase regulates the membrane association of Ras and Rap GTPases. J.BioI.Chem. 277(17), 15076-15084.

301. Nathans J., Hogness D.S. (1983) Isolation, sequence analysis, and intronexon arrangement of the gene encoding bovine rhodopsin. Cell 34 (3), 807-814.

302. Natochin M., Granovsky A. E., Artemyev N. O. (1997) Regulation of transducin GTPase activity by human retinal RGS. J. Biol. Chem. 272, 17444-17449.

303. Navon S.E., Fung B.K.-K. (1984) Characterization of transducin from bovine retinal rod outer segments. Mechanism and effects of cholera toxin-catalyzed ADP-ribosylation. J. Biol. Chem., 259,6686-6693.

304. Nicol G.D., Miller W.H.(1978) cGMP injected into retinal rod outer segments increase latency and amplitude of response to illumination. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 75, 5217-5220.

305. Nikoriov S., Engheta H., Pugh E.N., Jr. (1998) Kinetics of recovery of the dark-adapted salamander rod photoresponse. J. Gen. Physiol. 111, 7-37.

306. Noel J.P., Hamm H.E., Sigler P.B. (1993) The 2.2 A crystal structure of transducin-alpha complexed with GTP gamma S. Nature 366,654-663.

307. Nork T. M., Mangini N. J., Millecchia L. L. (1993) Rods and cones contain antigenically distinctive S-antigens. Investig. Ophthalmol. Vis. Sci. 34,2918-2925.

308. Ong O.C., Ota I.M., Clarke S., Fung B.K.-K. (1989) The membrane binding domain of rod cGMP phosphodiesterase is posttranslationally modified by methyl esterification at C-terminal cysteine. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 86,9238-9242.

309. Ong O. C., Fung B. K. -K. (1997) Structure of the human cone transducin G gamma subunit gene. Invest. Ophthal. Vis. Sci. 38, SI 124.

310. Ong O. C., Yamane H. K., Phan K. B., Fong H. K. W., Bok D., Lee R. H., Fung, B. K. -K. (1995) Molecular cloning and characterization of the G protein gamma subunit of cone photoreceptors. J. Biol. Chem. 270, 8495-8500.

311. Orlov N.Ya, Kimura N. (1998) Interaction of nucleoside diphosphate kinase with membranes of bleached bovine retinal rod outer segments. Effects of pH, salts, and guanine nucleotides. Biochemistry (Moscow) 63, 171-179.

312. Orlov N.Ya., Orlova T.G., Nomura K., Hanai N., Kimura N. (1996) Transducin-mediated, isoforms-specific interaction of recombinant rat nucleoside diphosphate kinases with bleached bovine retinal rod outer segments membranes. FEBS Lett., 389, 186-190.

313. Orlov N.Ya., Orlova T.G., Reshetnyak Ya. K, Burstein E.A., Kimura N. (1999) Comparative study of recombinant rat nucleoside diphosphate kinases a and p by intrinsic protein fluorescence. J.Biomol. Struct. & Dynamics 16, 955-968

314. Otero A.S., Breitwieser G.E., Szabo G. (1988) Activation of muscarinic potassium currents by ATP-gamma-S in atrial cells. Science, 242,443-445.

315. Otero A.S. (1990) Transphosphorylation and G protein activation. Biochem. Pharmacol., 39, 1399-1404.

316. Otero A.S. (2000) NM23/nucleoside diphosphate kinase and signal transduction. J. Bioenerg. Biomembr. 32 (3), 269-275.

317. Otsuki Y., Tanaka M., Yoshii S., Kawagoe N., Nakaya K., Sugimura H. (2001) Tumor metastasis suppressor nm23-Hl regulates Racl GTPase by interaction with Tiaml. Proc. Natl. Acad. Sci. 98(8), 4385-4390.

318. Otto-Bruc A., Antonny B., Minh Vuong T., Chardin P., Chabre M. (1993) Interaction between the retinal cyclic GMP phosphodiesterase inhibitor and transducin. Kinetics and affinity studies. Biochemistry 32, 8636-86345.

319. Otto-Bruc A., Antonny B., Vuong T.M. (1994) Modulation of the GTPase activity of transducin. Kinetic studies of reconstituted systems. Biochemistry 33, 15215-15222.

320. Otto-Bruc A., Vuong T.M., Antony B. (1994) GTP-dependent binding of Gi, G(o) and Gs to the gamma-subunit of the effector of Gt. FEBS Lett. 343, 183-187.

321. Ovchinnikov Yu.A. (1982) Rhodopsin and bacteriorhodopsin: structure-function relationships. FEBS Lett. 148, 179-191.

322. Padmanabham B., Pahler A., Katayanagi K., Miyagawa M., Watanabe K, Kimura N., Matsuzaki T. (1996) 3rd Internet World Congress on Biomedical Sciences (December 9-20), http://www.3iwc.riken.go.jp/CONGRESS/SYMPO/SBC0203/AG0107/TIT.HTM

323. Paglia M.J., Mou H., Cote R.H. (2002) Regulation of photoreceptor phosphodiesterase (PDE6) by phosphorylation of its inhibitory gamma subunit re-evaluated. J. Biol. Chem. 277(7), 50175023.

324. Palczewski K, Polans A. S., Baehr W., Ames J. B. (2000) Ca2+-binding proteins in the retina: structure, function, and the etiology of human visual diseases. BioEssays 22, 337-350.

325. Pan J.Y., Fieles W.E., White A.M., Egerton M.M., Silberstein D.S. (2000) Ges, A human GTPase of the Rad/Gem/Kir family, promotes endothelial cell sprouting and cytoskeleton reorganization. J. Cell Biol. 149(5), 1107-1116.

326. Pannbacker R.G., Fleishman D.E., Reed D.W. (1972) Cyclic nucleotide phosphodiesterase: high activity in mammalian photoreceptor. Science 175, 757-758.

327. Pannbacker R.G. (1974) Cyclic nucleotide metabolism in human photoreceptors. Invest. Ophthalmol. 13, 535-538.

328. Panico J., Parkes J.H., Liebman P. A. (1990) The effect of GDP on rod outer segment G protein interactions. J. Biol. Chem., 265, 31, 18922-18927.

329. Pages F., Deterre P., Pfister C.(1992) Enhanced GTPase activity of transducin when bound to cGMP phsphodiesterase in bovine retinal rods. J. Biol. Chem., 267,31,22018-22021.

330. Parks, R.E., Jr., AgarwaL, R.P. (1973) In The Enzymes, Vol. 8, Academic Press, New-York, pp. 307-334

331. Parkes J.H., Liebman P. A., Pugh E.N., Jr. (1979) Comparison of delay in hydrolysis of cGMP in ROS suspensions with rate of formation of metarhodopsin II. Invest. Ophthalmol.-Vis. Sci., 20, 22(SuppI.).

332. Parkes J.H., Liebman P.A. (1982) pH dependence of light sensitive PDE activation matches fraction of bleached rhodopsin converted to metarhodopsin II. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci., 22, 44 (Suppl.).

333. Parkes J.H., Liebman P.A. (1982) Temperature and pH dependence of the metarhodopsin I -metarhodopsin II kinetics and equilibrum in bovine rod disk membrane suspensions.- Biochem., 23, 5054-5061.

334. Peng Y.-W., Robishaw J. D., Levine M. A., Yau, K.-W. (1992) Retinal rods and cones have distinct G protein beta and gamma subunits. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89, 10882-10886.

335. Penningroth S.P., Kirschner M.W. (1977) Nucleotide binding and phosphorylation in microtubule assembly in vitro. J. Mol. Biol. 115, 643-676.

336. Pepe I.M., Boero A., Vergani L., Panfoli I., Cugnoli C. (1986) Effect of light and calcium on cGMP synthesis in rod outer segments of toad retina. Biochim. Biophys. Acta, 889,271-276.

337. Pepperberg D.R., Kahlert M., Krause A., Hofinann K.P. (1988) Photic modulation of a highly sensitive, near-infrared light-scattering signal recorded from intact retinal photoreceptors. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A, 85(15), 5531-5535.

338. Pereira-Leal J.B., Seabra M.C. (2000) The mammalian Rab Family of small GTPases: definition of family and subfamily sequence motifs suggests mechanism for functional specificity in the Ras superfamily.- J. Mol. Biol. 301, 1077-1087.

339. Permyakov E.V., Shnyrov V.L., Kalinichenko L.P., Orlov N.Ya. (1985) Effect of cation binding on thermal transition of calmodulin. Biochim. Biophys. Acta 830(3), 288-295.

340. Pfister C„ Kuhn H., Chabre M. (1983) Interaction between photoexcited rhodopsin and peripheral enzymes in frog rods. Influence of the post-metarhodopsin II decay and phosphorylation rate of rhodopsin. Eur. J. Biochem., 136,489-499.

341. Philp N. J., Chang W., Long K. (1987) Light-stimulated protein movement in rod photoreceptor cells of the rat retina. FEBS Lett. 225, 127-132.

342. Phillips W.J., Cerione R.A. (1988) The intrinsic fluorescence of the alpha-subunit of transducin. Measurement of receptor-dependent guanine nucleotide exchange. J. Biol. Chem., 263, 30, 15498-15505.

343. Phillips W.J., Trukawinski S., Cerione R. (1989) An antibody-induced enhancement of the transducin-stimulated cyclic GMP phosphodiesterase activity. J. Biol. Chem., 264, 28, 16679 -16688.

344. Picones A., Korenbrot J. I. (1995) Permeability and interaction of Ca2+ with cGMP-gated ion channels differ in retinal rod and cone photoreceptors. Biophys. J. 69, 120-127.

345. Pober J.S., Bitensky M.W. (1979) Light-regulated enzymes of vertebrate retinal rods. Advances in Cyclic Nucleotide Res. 11,265-309.

346. Postel E.H., Berberich S.J., Flint S.J., Ferrone C.A. (1993) Human c-myc transcription factor PuF identified as nm23-H2 nucleoside diphosphate kinase, a candidate suppressor of tumor metastasis. Science 261(5120), 478-480.

347. Postel'E.H., Weiss V.H., Beneken J., Kartane A. (1996) Mutational analysis of NM23-H2/NDP kinase identifies the structural domains critical to recognition of a c-myc regulatory element. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93, 6892-6897.

348. Postel E.H., Berberich S.J., Rooney J.W., Kaetzel D.M. (2000) Human NM23/Nucleoside diphosphate kinase regulates gene expression through DNA binding to nuclease-hypersensitive transcriptional elements. J. Bioenerg. Biomembranes 32 (3) 277-284.

349. Postel E.H., Abramczyk B.A., Gursky S.K., Xu Y. (2002) Structure-based mutational and functional analysis identify human NM23-H2 as a multifunctional enzyme. Biochemistry 41(20), 6330-6337

350. Pozdnyakov N., Yoshida A., Cooper N.G. Margulis A., Duda T., Sharma R.K., Sitaramayya A. (1995) A novel calcium-dependent activator of retinal rod outer segment membrane guanylate cyclase. Biochemistry. 34 (44), 14279-14283.

351. Pozdnyakov N., Margulis Л., Sitaramayya A. (1998) Identification of effector binding sites on S100 beta: studies with guanylate cyclase and p80, a retinal phosphoprotein. Biochemistry 37 (30), 10701-10708;

352. Presecan E., Vonica A., Lascu I. (1989) NDPK from human Erythrocytes: Purification, molecular mass and subunit structure. FEBS Lett., 250,2,629- 632.

353. Pugh E.N., Jr. (1987) The nature and identity of internal excitational transmitter of vertebrate phototransduction. Ann. Rev. Physiol. 49, 715-741.

354. Pugh E.N., Jr. (1999) Variability in single photon responses: a cut in the Gordianknot of rod phototransduction? Neuron 23,205-208.

355. Pugh E.N., Jr., Cobbs W.H. (1986) Visual transduction in vertebrate rods and cones: a tale of two transmitters, calcium and cyclic GMP. Vis. Res. 26(10), 1613-1643.

356. Pugh E.N., Jr., Lamb T.D. (1993) Amplification and kinetics of the activation steps in phototransduction. Biochim. Biophys. Acta 1141,111-149.

357. Pugh E.N., Jr., Nikonov S., Lamb T.D. (1999) Molecular mechanisms of vertebrate light adaptation. Curr. Opin. Neuro bio 1. 9,410-418;

358. Pulvermüller A., Gieß A., Heck M., Wottrich R., Schmitt A., Ernst O.P., Choe H.-W, Hofinann K.P., Wolfrum; U. (2002) Calcium-Dependent Assembly of Centrin-<j-Protein-Complex in Photoreceptor Cells. Molecular and Cellular BioL 22(7), 2194-2203.

359. Ratto et: al. (1988) Identification of adenylyl cyclase activity in rod; photoreceptor cells. J. NeuroscL 9, 87-119.

360. Ratto G.M., Payne R., Owen W.G., Tsien R.Y. (1988) The concentration of cytosolic free calcium in vertebrate rod outer segments measured with fura-2. J. NeuroscL 8(9), 3240-3246.

361. Reike F., Baylor D.A. (1998) Origin of reproducibility in the responses of retinal rods to single photons. Biophys. J., 75, 1836-1857.

362. Rens-Domiano S., Hamm H.E. (1995) Structural and functional relationships of heterotrimeric G-proteins. FASEB J. 9,1059-1066.

363. Reshetnyak. YaK., Burstein E.A. (1997) Biophys. J. 72, A89.

364. Reshetnyak YaK., Burstein E.A. (2001) Decomposition of tryptophan fluorescence spectra into log-normal components. II. The statistical proof of discreteness of tryptophan classes in proteins. Biophys. J; 81 (3), 1710-1734.

365. Reynet C., Kahn C.R. (1993) Rati: a member of the Ras family overexpressed in muscle of type II diabetic humans. Science 262(5138), 1441-1444

366. Rispoli G., Detwiller P.B. (1990) NTP modulate the light-regulated channel in detached rod outer segments. Biophys. J. 57, 368a.

367. Robinson J.B., Jr., Brems D.N., Stellwagen E. (1981) A monoisomeric NDPK capable of complete phosphorylation. J. Biol. Chem. 256, 10796-10773.

368. Rodbell M.( 1995a) Angew. Chem., Int. Ed. Engl. 34, 1420-1433.

369. Rodbell M. (1995b) Nobel lecture. Signal transduction: evolution of an idea. Biosci. Rep. 15(3), 117-133.

370. Rodbell M., Birnbaumer L., Pohl S. L., Krans H. M. J. (1971) The glucagons-sensitive adenyl cyclase system in plasma membranes of rat liver. V. An obligatory role of guanylnucleotides in glucagons action. J. Biol. Chem. 246(6), 1877-1882.

371. Rodbell M. (1980) The role of hormone receptors and GTP regulatory proteins in membrane transduction. Nature 284, 17-22.

372. Roobol K., Mo Her W. (1981) Protein synthesis in Artemia salina. Eucaryotic elongation factor eEF-Ts is phosphotransphosphorylase. Molec. Biol. Rep. 7, 197-202.

373. Rosengard A.M., Krutzsch H.C., Shearn A., Biggs J.R., Barker E., Margulies I.M., King C.R., Liotta L.A., Steeg P.S. (1989) Reduced Nm23/Awd protein in tumour metastasis and aberrant Drosophila development. Nature 342(6246), 177-180.

374. Ross, E.M. (1989) Signal sorting and amplification through G protein-coupled receptors. Neuron 3, 141-152.

375. Ross E.M., Wilkie T.M. (2000) GTPase-activating proteins for heterotrimeric G proteins: regulators of G protein signaling (RGS) and RGS-like proteins. Annu. Rev. Biochem. 69, 795827.

376. Sakmar T.P., Menon S.T., Marin E.P., A wad E.S. (2002) Rhodopsin: Insights from recent structural studies. Annu. Rev. Biophys. BiomoL Struct. 31,443-484.

377. Sagoo M.S., Lagnado L. (1997) G-protein deactivation is rate-limiting for shut-off of the phototransduction cascade. Nature 389,392-395.

378. Sakuma H., Inana G., Murakami A., Higashide T, McLaren M.J. (1996) Immunolocalization of X-arrestin in human cone photoreceptors. FEBS Lett. 382, 105-110.

379. Sanada K-, Shimizu F., Kamevama K., Haga K., Haga T., Fukada Y. (1996) Calcium-bound recoverin targets rhodopsin kinase to membranes to inhibit rhodopsin phosphorylation. FEBS Lett. 384, 227-230.

380. Sather W.A., Detwiler P.B. (1987) Intracellular biochemical manipulation of phototransduction in detached rod outer segments. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 84,9290-9294.

381. Seifert R., Rosental W., Scultz G., Wieland T., Gierschick P., Jakobs K.(1988) The role of nucleoside diphosphate kinase reactions in G protein activation of NADPH oxidase by guanine and adenine nucleotides. Eur. J. Biochem., 175, 1, 51-55.

382. Silman I., Futerman A.H. (1987a) Modes of attachment of acetylcholinesterase to the surface membrane. Eur. J. Biochem. 170 (I), 11-22.

383. Silman I., Futerman A. H. (1987b) Posttranslational modification as a means of anchoring acetylcholinesterase to the cell surface. Biopolymers. 26 (Suppl) S241-S253.

384. Sitaramayya A., Harkness J., Parkes J.H., Gonzales-Oliva C., Liebman P.A. (1986) Kinetic studies suggest that light-activated cGMP phosphodiesterase is a complex with G-protein subunits. Biochemistry 25, 651-656.

385. Sitaramayya A., Casadevall C., Bennett N., Hakki S. (1988) Contribution of the guanosine triphosphatase activity of G protein to termination of light-activated cGMP hydrolysis in retinal rod outer segments. Biochemistry, 27,4880-4888.

386. Sitaramayya A., Pozdnyakov N., Margulis A., Yoshida A. (2000) Calcium-dependent activation of membrane guanylate cyclase by S100 proteins. Methods Enzymol. 315,730-742.

387. Schleicher A., Hofinann K.P. (1983) Time-resolved angular dependent measurement of triggered light scattering changes in biological suspensions. J. Biochem. Biophys. Methods, 8(3), 227-237.

388. Schleicher A., Hofinann K.P. (1987) Kinetic study on the equilibrium between membrane-bound and free photoreceptor G-protein. J. Membr. Biol., 95(3), 271-281.

389. Schiebel E., Bornens M. (1995) In search of a function for centrins. Trends Cell Biol. 5, 197201.

390. Shimada N. Ishikawa N., Munakata Y., Toda T., Watanabe fC, Kimura N. (1993) J. Biol. Chem. 268,2583-2589.

391. Skiba N.P., Hopp J.A., Arshavsky V.Y. (2000) The effector enzyme regulates the duration of G protein signaling in vertebrate photoreceptors by increasing the affinity between transducin and RGS protein. J. BioL Chem. 275, 32716-32720.

392. Skiba NP, Yang CS, Huang T, Bae H, Hamm HE. (1999) The cc-helical domain of Gat determines specific interaction with regulator of G protein signaling 9. J. Biol. Chem. 274, 8770-8778.

393. Slep K.C., Kercher M.A., He W., Cowan C.W., Wensel T.G., Sigler P.B. (2001) Structural determinants for regulation of phosphodiesterase by a G protein at 2.0 A. Nature 409 (6823), 1071-1077.

394. Slepak V. Z., Artemyev N. O., Zhu Y., Dumke C. L., Sabacan L., Sondek J., Hamm H. E., Bownds M. D., Arshavsky V. Y. (1995) An effector site that stimulates G-protein GTPase in photoreceptors. J. Biol. Chem. 270, 14319-.

395. Smith N.P., Lamb T.D. (1997) The a-wave of the human electroretinogram recorded with a minimally invasive technique. Vision Res. 37,2943—2952.

396. Sondek J., Bohm A., Lambright D.G., Hamm H.E., Singer P.B. (1996) Crystal structure of a G-protein beta gamma dimer at 2.1 A resolution. Nature 379, 369-374.

397. Sondek J., Lambright D.G., Noel J.P., Hamm H.E., Sigler P.B. (1994) GTPase mechanism of G proteins from the 1.7 A crystal structure of transducin alpha-GDP-AIF.». Nature 372, 276-279.

398. Sowa M.E., He W., Wensel T.G., Lichtarge O. (2000) A regulator of G protein signaling interaction surface linked to effector specificity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 1483-1488.

399. Sowa M.E., He W., Slep K.C., Kercher M.A., Lichtarge O., Wensel T.G. (2001) Prediction and confirmation of a site critical for effector regulation of RGS domain activity. Nat. Struct. Biol. 8, 234-237.

400. Stahl J. A., Leone A., Rosengard A. M., Porter L., King C. R., Steeg P. S. (1991). Cancer Res. 51,445-449.

401. Starace D.M., Knox B.E. (1997) Activation of transducin by a Xenopus short wavelength visual pigment. J. Biol. Chem. 272, 1095-1100.

402. Steeg PS, de la Rosa A, Flatow U, MacDonald NJ, Benedict M, Leone A (1993) Nm23 and breast cancer metastasis. Breast Cancer Res Treat 25(2), 175-187.

403. Steeg P.S., Palmieri D., Ouatas T., Salerno M. (2003) Histidine kinases and histidine phosphorylated proteins in mammalian cell biology, signal transduction and cancer. Cancer Lett. 190(1), 1-12

404. Stryer L. (1983) Transducin and the cyclic GMP phosphodiesterase: amplifier proteins in vision. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 48, 841- 852.

405. Stryer L. (1986) Cyclic GMP cascade of vision. Annu. Rev. Neurosci., 9, 87-119.

406. Stryer L. (1987) Visual transduction: Desing and recurring motifs. Chemica Scripta 27B, 161171.

407. Stryer L. (1988) Molecular basis of visual exitation. Cold Spring Symp. Quantitative Biol. LIII, 283-293.

408. Stryer L. (1991) Visual excitation and recovery. J. Biol. Chem., 266, 17, 10711-10714.

409. Stryer L. (1993) Molecular mechanism of visual exitation. Harvey Lectures 87,129-143.

410. Szabo A.G., Lynn K., Krajcarski D., Rayner D.M. (1979) J. Luminescence, 18,582-586.

411. Tachibanaki S., Tsushima S., Kawamura S. (2001) Low amplification and fast visual pigment phosphorylation as mechanisms characterizing cone photoresponses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98, 14044-14049.

412. Tatischeff I., Klein R., Duquesne M. (1976) A new fluorescent photoproduct of tryptophan evidenced by long wavelength excitation of fluorescence. Photochem Photobiol. 24(5), 413-416.

413. Tchorbanov B., Aleksiev B., Atanasov B., Bukolova-Orlova T.G., Burstein E.A. (1977) Subfractionation and reconstitution of a neurotoxic complex of Bulgarian viper Vipera ammodytes ammodytes. FEBS Lett. 76, 266 268.

414. Tepper AD, Dammann H, Bominaar AA, Veron M. (1994) Investigation of the active site and the conformational stability of nucleoside diphosphate kinase by site-directed mutagenesis. J Biol Chem. 269(51), 32175-32180.

415. Timmons L., Sheara A. (2000) Role of AWD/nucIeoside diphosphate kinase in Drosophila development. J. Bioenerg Biomembr. 32(3), 293-300.

416. Ting T.D., Ho Y.-K. (1991) Molecular mechanism of GTP hydrolysis by bovine transducin: Pre-steady-state kinetic analyses. Biochem., 30, 37, 8996-9007.

417. Tsang S. H., Burns M. E., Calvert P. D., Gouras P., Baylor D. A., Goff S. P., Arshavsky V. Y. (1998) Role for the target enzyme in deactivation of photoreceptor G protein in vivo. Science 282, 117-121.

418. Tyminski P.N., O'Brien D.F. (1984) Rod outer segment phosphodiesterase binding and activation in reconstituted membranes. Biochemistry, 23, 3986-3993.

419. Uhi R., Ryba N.I. (1990) Transducin activation and deactivation in rod systems of different structural integrity. Attempts at a focussed view through scattered light. Biochim Biophys Acta, 1054(1), 56-68.

420. Uhl R., Wagner R., Ryba N. (1990) Watching G proteins at work. Trends Neurosci., 13(2), 6470.

421. Vincent S.P., Grenier S., Mioskovvski C., Salesse C., Luc Lebeau L. (2001) Probing the Transducin Nucleotide Binding Site with GDP Analogues. Bioorg. Medicinal Chem. Lett. 11, 1185-1188.

422. Vissers P.M., Bovee-Geurts P.H., Portier M.D., KJaassen C.H., De Grip W.J. (1998) Large-scale production and purification of the human green cone pigment: characterization of late photo-intermediates. Biochem. J. 330,1201-1208.

423. Volotovski I.D., Ryba N.J., Watts A. (1985) Effect of calmodulin on the structural state of photoreceptor membranes and rhodopsin-containing phospholipid vesicles. Biochem. Biophys. Res. Commun., 129(2), 517-521.

424. Vogel H.(1981) Incorporation of melittin into phosphatidylcholine bilayers. Study of binding and conformational changes. FEBS Lett. 134,37-42, 1981

425. Vuong T.M., Chabre M., Stryer L. (1984) Millisecond activation of transducin in the cyclic nucleotide cascade of vision. Nature, 311,659-661.

426. Vuong T.M., Chabre M. (1990) Subsecond deactivation of transducin by endogenous GTP hydrolysis. Nature, 346, 71-74,1990.

427. Vuong T.M., Chabre M. (1991) Deactivation kinetics of the transduction cascade of vision. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 9813-9817.

428. Vuong T.M., Pfister C., Worcester D.L., Chabre M. (1987) The transducin cascade is involved in the light-induced structural changes observed by neutron diffraction on retinal rod outer segments. Biophys. J., 52, 10, 587-594.

429. Wagner R., Ryba N., Uhl R. (1989) Calcium regulates the rate of rhodopsin disactivation and the primary amplification step in visual transduction. FEBS Lett., 242(2), 249-254.

430. Wagner R., Ryba N., Uhl R. (1988b) Sub-second turnover of transducin GTPase in bovine rod outer segments. A light scattering study. FEBS Lett., 234(1), 44-48.

431. Wagner P.D., Vu N.-D. (1995) Phosphorylation of ATP-citrate lyase by nucleoside diphosphate kinase. J. BioL Chem. 270,21758-21764

432. Wall M.A., Coleman D.E., Lee E., Iniguez-Lluhi J.A., Posner B.A., Gilman A.G., Sprang S.R. (1995) The structure of the G protein heterotrimer Gi alpha 1 beta 1 eamma 2. Cell 83, 10471058.

433. Waloga G., Anderson R.E. (1985) Effects of inositol-1,4,5-trisphosphate injections into salamander rods.Biochem Biophys Res Commun. 126 (I), 59-62.

434. Watson N., Linder M. E., Druey K. M., Kehrl J. H., Blumer K. J.(1996) RGS family members: GTPase-activating proteins for heterotrimeric G-protein alpha-subunits. Nature 383, 172-177.

435. Watson A.J., Aragay A.M., Slepak V.Z., Simon M.I. (1996) A novel form of the G protein beta subunit Gbeta5 is specifically expressed in the vertebrate retina. J. Biol. Chem. 271, 2815428160.

436. Webb P.A., Perisic O., Mendola C.E., Backer J.M., Williams R.L. (1995) The crystal structure of a human nucleoside diphosphate kinase, NM23-H2. J. Mol. Biol. 251(4), 574-587.

437. Weissbach H., Miller D.L., Hachmaun J. (1970) Studies on the role of factor Ts in polypeptide synthesis. Arch. Biochem. Biophys. 137, 262-269.

438. Wensel T.G., Stryer L. (1986) Reciprocal control of retinal rod cyclic GMP phosphodiesterase by its 'gamma' subunit and transducin. Proteins: Structure, Function, and Genetics 1,90-99.

439. Wensel T.G., Stryer L. (1990) Activation mechanism of retinal rod cyclic GMP phosphodiesterase probed by fluorescein-labeled inhibitory subunit. Biochemistry 29, 21552161.

440. Wensel T.G. (2002) RGS9-1 phosphorylation and Ca2+. Adv. Exp. Med. Biol. 514, 125-129

441. Wessling-Resnick M., Johnson G.L. (1987a) Allosteric behavior in transducin activation mediated by rhodopsin. Initial rate analysis of guanine nucleotide exchange. J. Biol. Chem., 262, 8, 3697-3705.

442. Wessling-Resnick M., Jonhson G. L. (1987b) Transducin interactions with rhodopsin. Evidence for positive cooperative behavior. J. Biol. Chem., 262, 26, 12444-12447.

443. West R.W., Dowling J.E. (1975) Anatomical evidence for cone and rod-like receptors in the gray squirrel, ground squirrel and prairie dog retinas. J. Comparative Neurol. 159,439-460.

444. West M., Kung-fu H., Kamata T.(1990) A novel membrane factor stimulates guanine nucleotide exchange reaction of ras proteins. FEBS Lett., 259,2, 245-248.

445. Whelan J. P., McGinnis J. F. (1988) Light-dependent subcellular movement of photoreceptor proteins. J. Neurosci. Res. 20, 263-270.

446. Wieland T., Jakobs K.H. (1989) Receptor-regulated formation of GTPyS with subsequent persistent Gs-protein activation in membrane of human platalets. FEBS Lett., 245, 1-2, 189-193.

447. Wieland T., Ulibarri I., Gierschik P., Hall A., Aktories K., Jakobs K.H. (1990) Interaction of recombinant rho A GTP-binding proteins with photoexcited rhodopsin. FEBS Lett. 274(1-2), 111-114

448. Wieland T., Ronzani, M., Jakobs K.H.(1992) Stimulation and inhibition of human platelet adenylyl cyclase by thiophosphorylated transducin P-subunits. J. Biol. Chem. 267, 20791 -20797.

449. Willardson, B.M., Pou, B., Yoshida, T., Bitensky M.W. (1993) Cooperative binding of the retinal rod G-protein, transducin, to light-activated rhodopsin. J. Biol. Chem. 268, 6371-6382.

450. Willardson B.M., Wilkins J.F., Yoshida T., Bitensky M.W. (1996) Regulation of phosducin phosphorylation in retinal rods by Ca27caImodulin-dependent adenylyl cyclase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA 93, 1475-79.

451. Whalen M.M., Bitensky M.W. (1989) Comparison of the phosphodiesterase inhibitory subunit interaction of frog and bovine rod outer segments. Biochem. J. 259(1), 13-19.

452. Wheller G.L., Bitensky M.W. (1977) A light-activated GTPase in vertebrate photoreceptors: Regulation of light-activated cyclic GMP phosphodiesterase. Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 74, 4238-4242.

453. Wheller G.L., Yamazaki A., Bitensky M.W. (1981) A GTP-protein activator of phosphodiesterase which forms in response to bleached rhodopsin. J. Cyclic Nucleotide Res. 7, 95-104.

454. Wheller G.L., Matuo Y., Bitensky M.W. (1977) Light-activated GTPase in vertebrate photoreceptors. Nature, 269, 822-824.

455. Whitlock G.G., Lamb T.D. (1999) Variability in the time course of single photon responses from toad rods: termination of rhodopsin's activity. Neuron 23, 337-351.

456. Wolfrum U., Salisbury J. L. (1998) Expression of centrin isoforms in the mammalian retina. Exp. Cell Res. 242:10-17.

457. Wolfrum U., Schmitt A. (2000) Rhodopsin transport in the membrane of the connecting cilium of mammalian photoreceptor cells. Cell Motil. Cytoskeleton 46, 95-107.

458. Woodruff M.L., Bownds M.D. (1979) Amplitude, kinetics and reversibility of light-induced decrease in guanosine 3'-5'-cyclic monophosphate in isolated frog retinal rod outer segments. J. Gen. Physiol., 73, 629 653.

459. Yamanaka G., Eckstein F., Stryer L. (1985) Stereochemistry of the guanyl nucleotide binding site of transducin probed by phosphorothioate analogues of GTP and GDP. Biochem., 24, 8094 -8101.

460. Yamanaka G., Eckstein F., Stryer L. (1986) Interaction of retinal transducin with guanosine triphosphate analogues: specificity of the y-phosphate binding region. Biochemistry, 25, 61496153.

461. Yamazaki A., Bitensky M.W., Garsia-Sainz J. A. (1987b) The GTP-binding protein of rod outer segments. II. An essential role for Mg++ in signal amplification. J. Biol. Chem., 262, 19, 93249331.

462. Yamazaki A., Bondarenko V.A., Dua S., Yamazaki M., Usukura J., Hayashi F. (1996) Possible stimulation of retinal rod recovery to dark state by cGMP release from a cGMP phosphodiesterase noncatalytic site. J Biol Chem. 271(51), 32495-32498.

463. Yamazaki A., Stein P.J., Cheraoff N., Bitensky M.W. (1983) Activation mechanism of rod outer segment cyclic GMP phosphodiesterase. J. Biol. Chem. 258, 8188-8194.

464. Yamazaki A., Tatsumi M., Torney D.C., Bitensky M.W. (1987a) The GTP-binding protein of rod outer segments. I. Role of each subunits in the GTP hydro lytic cycle. J. Biol. Chem.-, 262, 19, 9316-9323.

465. Yamazaki A., Hayashi F., Tatsumi M., Bitensky M.W., George J.S. (1990) Interaction between the subunits of transducin and cGMP PDE in Rana catesbiana rod photoreceptors. J.B.C. 265, (20), 11539-11548

466. Yamazaki A., Sen I., Bitensky M.W., Casnellie J.E., Greengard P. (1980) Cyclic GMP specific, high affinity, noncatalytic binding sites on light-activated phosphodiesterase. J. Biol. Chem. 255, 11619-11624.

467. Yang Z., Wensel T.G. (1992) Inorganic pyrophosphatase from bovine retinal rod outer segments. J. Biol. Chem. 267(34), 24634-24640.

468. Yau K.-W., Nakatani K. (1985) Light-suppressible, cyclic GMP-sensitive conductance in the plasma membrane of truncated rod outer segment. Nature, 317, 252-255.

469. Yee R., Liebman P.A. (1978) Light-activated phosphodiesterase of the rod outer segments. Kinetics and parameters of activation and deactivation.- J. Biol. Chem., 253, 8902-8909.

470. Yoshikami S., Hagins W.A. (1970) Ionic basis of dark current and photocurrent of retinal rods. Biophys. J. 10, 60a.

471. Yoshikami S., Hagins W.A. (1973) Control of the dark current in vertebrate rods and cones. Biochemistry and physiology of visual pigments (Ed. Langer H.) Springer-Verlag Inc., N.Y., 245-255.

472. Yuen P.T.S., Graeff R.M., Walseth T.F.,Goldberg N.D. (1989) Non-identity of cGMP as the guanine nucleotide stimulated to bind to ROS by light and ATP. Exp. Eye Res., 49, 75-85.

473. Zelent B., Veklich Yu„ Murray J., Parkes J.H., Gibson S., Liebman P.A. (2001) Rapid irreversible G protein alpha subunit misfolding due to intramolecular kinetic bottleneck that precedes Mg2+ "Lock" after GTP/GDP exchange. Biochemistry, 40, 9647-9656.

474. Zhang J.H., Simonds W.F. (2000) Co-purification of brain G-protein P5 withRGS6 and RGS7. J. Neurosci. 20, RC59-NIL13.

475. Zhang X., Wensel T.G., Kraft T.W. (2003) GTPase Regulators and Photoresponses in Cones of the Eastern Chipmunk. J. Neurosci. 23(4), 1287-1295.

476. Zhang Z., Melia T.J., He F., Yuan C., McGough A., Schmid M.F., Wensel T.G. (2004) How a G protein binds a membrane. J. Biol Chem. 279(32), 33937-33945

477. Zhu X., Boman A.L., Kuai J., Gieplak W., Kahn R. (2000) Effector Increase the affinity of ADP-ribosylation factor for GTP to increase binding. J. Biol. Chem. 275(18), 13465-13475. (Please, see this work for role of GDP in active site of Gt)

478. Zhu J., Bilan P.J., Moyers J.S., Antonetti D.A., Kahn C.R. (1996) Rad, a novel Ras-related GTPase, interacts with skeletal muscle beta-tropomyosin. J. Biol. Chem. 271 (2),768-73.

479. Zimmerman A.L. (1995) Cyclic nucleotide gated channels. Curr. Opin. Neurobiol. 5, 296-303.

480. Zimmerman A.L., Baylor D.A. (1986) Cyclic GMP-sensitive conductance of retinal rods consists of aqueous pores. Nature 321, 70-72.

481. Zozulya V., Stryer L. (1992) Calcium-myristoyl protein switch. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 89, 11569-11573.1. Благодарности

482. Я глубоко признателен моим родителям Я.М. Орлову и М.Ф. Орловой и моему деду Ф.П. Дымченко. Появление этой работы доставило бы им огромную радость.