Механизмы координации транскрипции с трансляцией и репарацией ДНК у Escherichia coli тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Прошкин, Сергей Александрович

• Прошкин, Сергей Александрович
• кандидат наук
• 2014

Оглавление диссертации кандидат наук Прошкин, Сергей Александрович

ОГЛАВЛЕНИЕ

Введение

1. Регуляция элонгации транскрипции у бактерий (обзор литературы)

1.1. Структура и функции элонгационного комплекса РНК-полимеразы

1.1.1. Функциональные участки РНК-полимеразы

1.1.2. Каталитические активности

1.1.3. Цикл присоединения нуклеотидов

1.1.4. Транслокация

1.2. Регуляция элонгации транскрипции

1.2.1. Неравномерность элонгации: паузы, терминация и антитерминация транскрипции

1.2.2. Регуляторные белки

2. Материалы и методы

2.1. Материалы

2.2. Методы

3. Результаты

3.1. Координация транскрипции и трансляции

3.1.1. Скорость транскрипции и трансляции in vivo в различных условиях роста клеток

3.1.2. Структурные изменения элонгационного комплекса РНК-полимеразы под влиянием рибосомы

3.1.3. Влияние рибосомы на прохождение РНК-полимеразой участков ДНК, связанных с белками

3.2. Координация транскрипции и репарации ДНК

3.2.1. Воздействие фактора Mfd на элонгационный комплекс РНК-полимеразы in vivo

3.2.2. Роль фактора UvrD в координации транскрипции и репарации ДНК

3.2.3. Участие транскрипционного фактора Ñus А в координации транскрипции с репарацией ДНК

. 4. Обсуждение результатов

4.1. Модель координации транскрипции с трансляцией

4.2. Модель координации транскрипции с репарацией ДНК

5. Выводы

Список сокращений

Список литературы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы координации транскрипции с трансляцией и репарацией ДНК у Escherichia coli»

ВВЕДЕНИЕ

Транскрипция, осуществляемая РНК-полимеразой, - ключевой этап экспрессии генов и клеточной регуляции. Элонгационный комплекс, включающий РНК-полимеразу, матрицу ДНК и синтезируемую РНК, - центральный интермедиат в транскрипционном цикле, который служит конечной мишенью для различных регуляторных белковых факторов и сигналов, закодированных в ДНК и/или РНК. В течение последних нескольких лет было получено много структурных и биохимических данных, которые проливают свет на молекулярные детали функционирования бактериальной РНК-полимеразы [1-4]. Взаимодействие элонгационного комплекса РНК-полимеразы с компонентами других клеточных процессов (трансляции, репликации или репарации ДНК) позволяет координировать транскрипцию с последующими этапами генной экспрессии, лежит в основе механизма поддержания стабильности генома и сопряжения транскрипции с репарацией ДНК [5]. Изучение механизмов, определяющих взаимосвязь этих важнейших молекулярных машин,- актуальная фундаментальная проблема, на решение которой было направлено диссертационное исследование.

Транскрипция и трансляция у бактерий сопряжены в пространстве и во времени. Инициация трансляции большинства бактериальных мРНК начинается вскоре после экспонирования рибосом-связывающего участка (11В в) РНК на выходе из РНК-связывающего канала РНК-полимеразы. Хотя о связи транскрипции и трансляции в бактериях известно уже несколько десятилетий, механизм, лежащий в основе координации этих процессов, был описан лишь для специфических случаев полярного эффекта и аттенюации транскрипции [6]. Остановка трансляции мРНК одного из генов (например, из-за нонсенс-мутации) нарушает экспрессию расположенных за ним генов, входящих в состав той же транскрипционной единицы (полярный эффект). Образующийся в этом случае разрыв между транслирующими рибосомами и РНК-полимеразой дает возможность фактору Шю связать РНК и терминировать транскрипцию [7]. Рибосомы также ответственны за преждевременную терминацию транскрипции в аттенюаторах ряда метаболических оперонов, влияя на образование Шю-независимых терминационных шпилек в РНК [8]. В каждом из этих феноменов эффект рибосомы на РНК-полимеразу опосредован или фактором Шю, или специфической вторичной структурой РНК. В то же время оставался неясен механизм синхронизации скоростей транскрипции и трансляции, которые зависят от скорости роста бактерий в различных условиях [9]. В данной работе мы обнаружили, что транслирующая рибосома напрямую ассистирует РНК-полимеразе в ходе элонгации транскрипции.

Клеточные РНК-полимеразы очень чувствительны к отклонениям в структуре матричной цепи ДНК, и в случае повреждения ДНК транскрипция на этом месте временно или постоянно блокируется [10-11]. Таким образом, РНК-полимераза может служить сенсором, осуществляющим контроль качества ДНК во время транскрипции. Скорость репарации нуклеотидов активно транскрибируемых генов обычно выше, чем нетранскрибируемых участков генома, причем матричная цепь ДНК исправляется быстрее нематричной [12]. Это явление получило название репарации, сопряженной с транскрипцией (transcription-coupled repair, TCR), и описано как путь глобальной эксцизионной репарации нуклеотидов у бактерий и у эукариот [13-14]. В ходе транскрипции РНК-полимераза останавливается на поврежденных участках ДНК. Для исправления повреждения ДНК к соответствующему участку необходим доступ белков системы репарации, поэтому остановленная РНК-полимераза должна быть удалена с матрицы (терминация транскрипции) или отодвинута в сторону от повреждения. Известная на сегодняшний день модель сопряженной с транскрипцией репарации ДНК у бактерий основана на использовании фактора Mfd, действующего на остановленные элонгационные комплексы РНК-полимераз и терминирующего транскрипцию. Мы обнаружили, что хеликаза UvrD может быть ключевым компонентом альтернативного пути сопряжения транскрипции с репарацией ДНК.

Целью настоящей работы являлось выяснение механизмов взаимосвязи транскрипции с трансляцией и репарацией ДНК у Escherichia coli. В ходе работы решались следующие задачи: определение скорости транскрипции и трансляции в зависимости от генотипа и условий роста клеток; установление влияния транслирующей рибосомы in vivo на структурные изменения элонгационного комплекса РНК-полимеразы и эффективность преодоления им белковых препятствий на ДНК-матрице; определение эффектов белков Mfd и UvrD на элонгационный комплекс РНК-полимеразы in vivo; изучение с использованием генетических подходов влияния различных элонгационных факторов на сопряжение транскрипции с репарацией ДНК.

В результате данного исследования открыты новые механизмы координации транскрипции с трансляцией и репарацией ДНК у бактерий. В частности, впервые показано, что лидирующая рибосома препятствует спонтанному возвратному смещению РНК-полимеразы в ходе транскрипции in vivo и облегчает прохождение РНК-полимеразой участков ДНК, связанных с белками. Функциональное взаимодействие между двумя молекулярными машинами у бактерий позволяет подстраивать транскрипцию к трансляционным потребностям на разных генах в разных условиях роста клетки [15].

Кроме того, впервые обнаружено, что в основе координации транскрипции с репарацией ДНК, лежит иугО-зависимое возвратное смещение элонгационного комплекса РНК-полимеразы, которое необходимо для экспонирования поврежденной ДНК белкам систем репарации [16]. Наличие гомологов иугЭ у эукариот, может свидетельствовать о существовании схожего механизма и у высших организмов.

1. РЕГУЛЯЦИЯ ЭЛОНГАЦИИ ТРАНСКРИПЦИИ У БАКТЕРИИ

(ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ)

1.1. Структура и функции элонгационного комплекса РНК-полимеразы 1.1.1. Функциональные участки РНК-полимеразы

Используя нуклеозидтрифосфаты (ТМТР) в качестве субстрата, РНК-полимераза синтезирует РНК по матрице ДНК. Минимальный фермент (кор) РНК-полимеразы, осуществляющий элонгацию транскрипции, у бактерий состоит из четырех субъединиц (Р', р, 2а и со) массой около 0.4 МДа. В ходе обширных биохимических и генетических исследований локализован активный центр РНК-полимеразы [17-19], а также участки связывания нуклеиновых кислот, необходимых для стабильности элонгационного комплекса [20-24]. Выяснилось, что три остатка аспарагиновой кислоты в консервативном у всех многосубъединичных РНК-полимераз мотиве ИА1)Р1Ю1) самой большой субъединицы (Р') хелатируют каталитический ион Mg2+. Субъединицы Р' и р формируют три сайта связывания: 1) сайт связывания дуплекса ДНК из -10 п.о. перед активным центром, 2) сайт связывания гибридного участка РНК-ДНК длиной 8-9 п.о., образующегося в "транскрипционном пузырьке" из 12-15 п.о. расплавленной ДНК, и 3) сайт связывания одноцепочечного участка РНК, удаленного на ~8—14 нуклеотидов от З'-конца РНК [25] (рис. 1).

Транскрипционный пузырек 12-15 п.о.

5

Гибридный участок Дуплекс ДНК РНК-ДНК 8-9 п.о. ~10п.о.

Рисунок 1. Модель элонгационного комплекса РНК-полимеразы. Схематично показано расположение нуклеиновых кислот в составе комплекса, черный кружок символизирует активный центр фермента с каталитическим ионом магния.

Установление пространственной структуры кора РНК-полимеразы Thermus aquaticus [26] позволило предложить модель элонгационного комплекса, в котором нуклеиновые кислоты расположены в соответствии с данными, полученных с помощью фотоаффинных сшивок белка с ДНК и РНК [27]. Затем определили пространственную структуру эукариотической РНК-полимеразы II из Saccharomyces cerevisiae и обнаружили ее поразительное структурное сходство с бактериальным ферментом как в общем плане строения, так и в относительном расположении функциональных элементов [28-29]. Позже удалось установить пространственные структуры реконструированных элонгационных комплексов РНК-полимеразы Thermus thermophilus и дрожжевой РНК-полимеразы II [30-34]. В них нуклеиновые кислоты представлены короткими цепочками ДНК и РНК, полученными химическим синтезом. В этих комплексах РНК частично комплементарна матрице ДНК в пределах неспаренной нуклеотидной последовательности ДНК (искусственного "транскрипционного пузырька"). Информация о молекулярных деталях пространственной организации элонгационного комплекса позволила выделить вероятные структурные элементы РНК-полимеразы, ответственные за стабильность, процессивность и отклик на регуляторные сигналы. Важную особенность РНК-полимеразы представляют подвижные домены, необходимые для катализа и перемещения фермента по матрице ДНК. При построении структурной модели РНК-полимеразы ее домены, а также функционально значимые полипептидные петли получили специальные наименования, основанные с их расположением или предполагаемой функцией (рис. 2).

Выяснилось, что в элонгационном комплексе передний (по ходу движения РНК-полимеразы) дуплекс ДНК располагается в основном канале между субъединицами р' и р. Прямые контакты РНК-полимеразы с участком ДНК из ~10 п.о. образуют функциональный сайт связывания ДНК. Подвижный домен Р', названный "зажимом" (clamp), удерживает ДНК в канале [27, 30, 32].

Вероятно, непосредственно перед активным центром, расположенном в конце основного канала, происходит плавление ДНК (позиция +2, считая от нуклеотидсвязывающего участка в положении +1) [30, 35]. Полипептидная петля субъединицы р, "петля вилки-2" (fork 1оор-2, аминокислотные остатки 413-451 в РНК-полимеразе Т. thermophilus) стерически блокирует дальнейшее поступление спирали ДНК в активный центр, играя, по-видимому, главную роль в расплетании дуплекса ДНК и поддержании переднего края транскрипционного пузырька. В этом месте ДНК изгибается под углом -90°, и далее формируется гибридный участок РНК-ДНК длиной 8-9 п.о. [21, 30, 32-33]. Гибрид РНК-ДНК полностью укрыт в канале, стенки

которого образованы субъединицами Р' и р. Доступ к активному центру через основной канал блокирован нуклеиновыми кислотами. Однако под активным центром располагается вторичный канал (secondary channel), который очевидно служит для поступления нуклеотидов к каталитическому участку и связыванию З'-концевого одноцепочечного участка РНК при возвратном смещении фермента (см. ниже). Вторичный канал имеет вид воронки, постепенно сужаясь в направлении активного центра (рис. 2).

\'Крышка" 5'-конец РНК

Домен "зажим"

Вторичный канал

в основном канале

"Петля вилки-1

3'-конец РНК "Петля вилки-

Спираль-спиральный участок домена "зажим"

5'-конец РНК

Дуплекс РНК-

Спираль-спиральный участок у вторичного канала

"Триггерная (TL)

-мостик"

Рисунок 2. Структура элонгационного комплекса РНК-полимеразы Thermus thermophilics. Выделены функциональные мобильные элементы белковой структуры, которые могут играть ключевую роль в цикле присоединения нуклеотидов, поддержании транскрипционного пузырька и во взаимодействии с РНК и дуплексом РНК-ДНК. Расположенные в активном центре фермента ионы магния показаны сферами. Также отмечены спираль-спиральные домены, взаимодействующие с элонгационными факторами (см. текст далее). Справа представлено сечение атомной модели элонгационного комплекса вдоль оси основного канала. Отмечено положение основного и вторичного каналов, а также дуплексов ДНК и РНК-ДНК. Рисунки подготовлены с помощью программ Accelris DS-Visualizer и RasMol, с использованием координат атомов элонгационного комплекса (номер депонирования 205J) из Банка белковых структур (Protein Data Bank) (см. также [30-31]).

После синтеза 9 н. цепь РНК отделяется от ДНК. Петля ß'-субъединицы, названная "крышкой" (lid, аминокислотные остатки 525-539), стерически препятствует образованию более протяженного гибрида РНК-ДНК, облегчая вытеснение РНК [33, 36-39]. Восстановление дуплекса ДНК на заднем крае транскрипционного пузырька также вносит вклад в отделение РНК [36, 39]. В стабилизацию гибридного участка вовлечены, вероятно, еще петля "руль" (rudder, аминокислотные остатки 582-602) ß'-субъединицы [40] и "петля вилки-1" (fork 1оор-1, аминокислотные остатки 387-395) ß-субъединицы. Три полипептидные петли "крышка", "руль" и "петля вилки-1" образуют сеть межмолекулярных взаимодействий как между собой, так и с нуклеиновыми кислотами, формируя задний край транскрипционного пузырька [30]. Структурные элементы РНК-полимеразы у обоих концов гибридного участка РНК-ДНК обеспечивают поддержание постоянной его длины в ходе элонгации транскрипции.

Петля ß' "крышка" (lid) и участок ß "седловина" (saddle) формируют узкую пору, через которую проходит одноцепочечная РНК после отделения от гибрида РНК-ДНК [30, 32-33]. Далее растущая цепь РНК попадает в более широкий канал между доменами ß' "застежка" (zipper, аминокислотные остатки 26-47) и "цинковый палец" (аминокислотные остатки 51-83) с одной стороны и доменом ß "заслонка" (flap, аминокислотные остатки 703-830) с другой (рис. 2). Эти элементы РНК-полимеразы, по-видимому, вовлечены в узнавание сигналов терминации и антитерминации, а также пауз, зависящих от шпильки в РНК [41-43].

Предполагается, что все три участка связывания нуклеиновых кислот аллостерически взаимодействуют с активным центром фермента, модулируя каталитические свойства РНК-полимеразы. Очевидно, что эти функциональные участки наряду с вторичным каналом могут служить мишенями для регуляторных факторов элонгации/терминации.

Из-за проблем с кристаллизацией РНК-полимеразы Е. coli пространственные структуры высокого разрешения для этого фермента недоступны. Применение крио-электронной микроскопии позволило провести структурный анализ РНК-полимеразы Е. coli лишь с разрешением 15Á [44]. Поскольку субъединицы РНК-полимераз высоко консервативны в эволюции, то, вероятно, большая часть третичной структуры РНК-полимеразы Е. coli очень схожа, если не идентична, с известной структурой РНК-полимераз из термофильных бактерий [45]. Однако большие субъединицы ß' и ß Е. coli и Thermus содержат протяженные включения аминокислотных последовательностей (>40 а.о.), не являющиеся общими между этими видами и отсутствующие в других видах бактерий. Многие из этих доменов могут быть вовлечены в белковые взаимодействия и играть регуляторную роль. Поскольку большая часть наших

фундаментальных знаний о бактериальной транскрипции основана на генетических и биохимических исследованиях в Е. coli, информация о структуре РНК-полимеразы из этого модельного организма представляет большой интерес. Сочетание различных экспериментальных подходов (рентгенологический анализ отдельных фрагментов РНК-полимеразы, предсказание структуры ab initio, моделирование по гомологии и крио-электронная микроскопия) позволило недавно предложить наиболее полную на сегодняшний день модель РНК-полимеразы Е. coli [46].

1.1.2. Каталитические активности

¥

В ходе матричного синтеза РНК-полимераза катализирует нуклеофильную атаку 3'-гидроксила растущей цепи РНК на а-фосфат поступающего NTP, в результате чего происходит включение очередного нуклеотида в цепь РНК и высвобождение пирофосфата. Активный центр фермента содержит участок связывания З'-конца РНК (i-сайт) и участок связывания поступающего NTP (i+1-сайт). За образованием фосфодиэфирной связи следует транслокация вновь образованного З'-конца РНК из i+1-сайта в i-сайт, при этом i+1-сайт освобождается для поступления нового NTP (посттранслокационное состояние). Вместе с этим происходит разъединение пары оснований в переднем дуплексе ДНК, образование пары оснований в заднем дуплексе и разъединение последней пары оснований в гибриде РНК-ДНК [2].

Кроме основной реакции синтеза РНК в том же самом активном центре при определенных условиях могут протекать и реакции деградации РНК [47]. В случае смещения РНК-полимеразы назад на один нуклеотид против хода транскрипции, 3'-конец РНК снова оказывается в i+1-сайте (претранслокационное состояние). В этом положении невозможно удлинение РНК, но возможна реакция пирофосфоролиза либо экзонуклеазное отщепление 3-концевого нуклеотида. Кроме того, РНК-полимераза способна к возвратным смещениям (backtracking) сразу на несколько нуклеотидов (рис. 3). При этом 3'-конец РНК покидает активный центр фермента, а З'-концевые нуклеотиды вытесняются из гибридного участка с ДНК. Одновременно происходит возвратное смещение транскрипционного пузырька. В таких ситуациях фермент сохраняет прочную связь с матрицей ДНК и РНК-продуктом, но теряет способность к синтезу РНК [21, 48-49]. Небольшие смещения (на 2-3 нт.), как правило, обратимы и приводят к паузам в транскрипции. Осциллирующая РНК-полимераза способна вернуться в активное состояние, в котором 3'-конец РНК расположен в активном центре. При более далеком возвратном смещении (до 18 нт.) происходит перманентная остановка транскрипции. Элонгационный комплекс инактивируется, образуя тупиковый комплекс

(arrested). В таком комплексе З'-конец РНК из активного центра проходит во вторичный канал РНК-полимеразы. Выступающий З'-концевой фрагмент РНК может удаляться эндонуклеазным расщеплением фосфодиэфирной связи, против которой оказался активный центр. Реакции гидролиза значительно стимулируются факторами GreA или GreB [50]. В результате З'-конец РНК снова занимает i-сайт и фермент приобретает способность присоединять нуклеотиды. Эти ферментативные реакции играют большую роль в регуляции элонгации транскрипции и контроле точности синтеза РНК.

РНК-полимераза

Рисунок 3. Возвратное движение РНК-полимеразы в элонгации транскрипции. Схематично показана структура активного элонгационного комплекса (вверху) и комплекса, смещенного назад (внизу).

В активном центре РНК-полимеразы находятся два каталитических иона магния, расположенные на расстоянии 5-6 А друг от друга [29, 31, 47, 51]. Один ион М§2+1 постоянно связан тремя остатками аспарагиновой кислоты р'-субъединицы (0739,0741 и Б743). Его роль заключается в активации З'-концевой ОН-группы РНК и координации а-фосфатной группы присоединяемого нуклеотида. Второй ион М§2+И не связан постоянно, а поступает в активный центр месте с субстратом ЫТР (при синтезе РНК) или с другими лигандами, такими как пирофосфат (при фосфоролизе) или некомплементарными ЖР (при экзонуклеазном расщеплении). М&2+11 прямо связан с Б739 Р', а также через молекулы воды с Э741 Р' и Е685, Б686 Р [31]. Во время синтеза РНК (или обратной реакции пирофосфоролиза) Мд II координирует а-, Р- и у-фосфаты ЫТР в пространственном расположении, нужном для нуклеофильной атаки З'-концевого гидроксила на а-фосфат. При эндонуклеазном расщеплении РНК два консервативных кислых аминокислотных остатка Оге-белков, по-

видимому, непосредственно участвуют в координации Mg2+II и атакующей молекулы воды для стабилизации пентавалентного переходного состояния фосфата [52-54].

Установление пространственных структур РНК-полимеразы, связанной с субстратом или его аналогом, позволило выявить каталитически активный сайт (i+1) связывания поступающего NTP (insertion site), а также перекрывающиеся с ним дополнительные, каталитически неактивные сайты связывания (preinsertion sites) [31]. Таким образом, связывание NTP в активном центре фермента происходит, вероятно, через ряд промежуточных состояний, позволяющих отбирать правильный субстрат перед его включением в растущую цепь РНК [31,33-34].

Активный центр РНК-полимеразы содержит два подвижных домена: F-мостик (а-спиральный мостик, ВН) и триггерную петлю (TL) (рис. 2). Оба структурных элемента белка играют существенную роль в связывании NTP и транслокации. В установленных пространственных структурах РНК-полимеразы удалось зафиксировать несколько различных конформаций TL. В отсутствие субстрата TL находится преимущественно в "открытой", развернутой конформации. Однако при связывании в (¡+1)-сайте правильного NTP происходит ее сворачивание в две а-спирали [31]. В такой "закрытой" конформации TL образует сеть контактов с функциональными мотивами NTP, обеспечивая его связывание по механизму индуцированного соответствия. Эти контакты определяют химическую природу субстрата и правильность образования пары с основанием ДНК в положении i+1.

1.1.3. Цикл присоединения нуклеотидов

До загрузки субстрата в активный центр фермента элонгационный комплекс, вероятно, осциллирует между посттранслокационным состоянием (i+1), готовым к синтезу РНК, и неактивными претранслокационным (i) и возвратным (backtracking) состояниями [55]. В активном состоянии (1+1)-сайт открыт для связывания следующего субстрата, в то время как при возвратном смещении он занят РНК. Связывание NTP происходит, вероятно, в два этапа. Сначала нуклеотид попадает в каталитически неактивный сайт связывания, где устанавливается Уотсон-Криковское взаимодействие с комплементарным основанием нуклеотида матричной ДНК. В этом сайте фосфаты NTP и второй ион магния находятся слишком далеко от первого иона магния для протекания каталитической реакции [31, 33]. Здесь осуществляется первый этап отбора субстрата. Затем индуцируемое подходящим NTP сворачивание TL в а-спиральную шпильку (триггерную спираль, ТН) приводит к

изомеризации элонгационного комплекса в каталитически активное состояние, в котором активный центр закрыт [31, 56]. NTP действует как храповик, который стабилизирует посттранслокационное состояние фермента. Возникновение сети взаимодействий NTP и белка фиксирует субстрат в активном центре фермента и ориентирует его должным образом для осуществления катализа. Здесь происходит второй, более строгий этап отбора субстрата. Последующая каталитическая реакция приводит к удлинению РНК и высвобождению пирофосфата. Возможно, что освобождение пирофосфата дестабилизирует закрытую конформацию активного центра, приводя к разворачиванию TL. Передвижение нуклеиновых кислот относительно фермента переводит элонгационный комплекс в посттранслокационное состояние, завершая цикл присоединения нуклеотидов [31].

При температурах меньше 37°С РНК-полимераза из термофильных бактерий Т. aquaticus транскрибирует матрицу ДНК значительно медленнее, чем РНК-полимераза из ближайших родственных мезофильных бактерий Deinococcus radiodurans [57]. Выяснилось, что отчасти за это различие ответствен структурный элемент РНК-полимеразы "F-петля" (FL), расположенная рядом с N-концевым участком ВН и непосредственно контактирующая с ТН [58]. Результаты исследований указывают на то, что FL РНК-полимеразы способствует сворачиванию TL в ходе присоединения нуклеотидов [58]. Анализ взаимодействия TL и FL демонстрирует адаптивную роль тройного структурного элемента TL-FL-BH при различных каталитических активностях термофильной и мезофильной РНК-полимераз [59].

1.1.4. Транслокация

Сравнение пространственных структур минимального фермента бактериальной РНК-полимеразы [26] и РНК-полимеразы II [29] дрожжей позволило предположить, что конформационная перестройка в средней части ВН способствует транслокации. Так, во впервые полученной структуре кора РНК-полимеразы Т. aquaticus ВН согнут из-за разворачивания средней части а-спирали, в то время как в РНК-полимеразе II ВН имеет однородную а-спиральную конформацию. Передний край гибридного участка РНК-ДНК упирается в ВН, и возможное локальное движение ВН сопровождает перемещение нуклеиновых кислот в ходе транслокации. В определенной впоследствии структуре холофермента РНК-полимеразы Т. thermophilus центральная часть ВН имеет выпетливание (flip out) из двух аминокислотных остатков (в отличие от частично развернутой спирали в первой установленной структуре кора) и контактирует с TL [51]. Функциональная связь ВН и

ТЪ, а также способность ВН менять свою конформацию показана в биохимических опытах [60-61]. Так, мутации в ТЬ влияют на конформацию ВН, транслокацию, точность синтеза и ответ на регуляторные сигналы и факторы [61]. Изменения в ВН при этом наблюдали с помощью фотоаффинных сшивок РНК с белком. Существование альтернативных конформаций ВН (прямая или с выпетливанием) подтверждено также в других структурах холофермента РНК-полимеразы [62].

Во всех известных на сегодняшний день структурах элонгационного комплекса РНК-полимеразы бактерий (Т. /кегторИИш) ВН находится в виде однородной а-спирали ("прямая" конформация) [30-31], поэтому нет достаточной структурной информации о конформационном переходе ВН в ходе элонгации. При этом, как отмечалось выше, удалось выявить структурную перестройку ТЬ, вызванную связыванием подходящего >Ш\ Переход ТЬ в а-спиральную конформацию "запирает" активный центр и может способствовать транслокации вперед, просто предотвращая возвратное смещение [31, 63].

В установленной структуре связанного с а-аманитином элонгационного комплекса РНК-полимеразы II дрожжей, фермент стабилизирован в новом конформационном состоянии [64]. В нем центральная часть ВН смещена на 2.5 А по направлению к переднему краю гибрида РНК-ДНК, занимая положение +1 матричного нуклеотида. При этом основание ДНК, входящее в активный центр, располагается над ВН в "предматричном" (рге1етр1айгщ) участке. Аминокислотный остаток Ы081 (БассИаготусез сегехтае) ТЬ формирует "клин" к ВН, тем самым стабилизируя его смещенное положение. Возможно, такая конформация элонгационного комплекса представляет промежуточную стадию между пре- и посттранслокационным состоянием фермента. Соответствующий Ы081 аминокислотный остаток ТЬ в бактериальной РНК-полимеразе (М1238 у Т. ЖегторЬИш) занимает сходное положение в структурах холофермента РНК-полимеразы Т. МегторкИш [51] и РНК-полимеразы Т. адиаМсш, связанной с антибиотиком [65]. В этих структурах ВН имеет выпетливание в участке, который смещен в транслокационном интермедиате РНК-полимеразы II дрожжей. Эти данные позволили предложить двухстадийный механизм транслокации у всех многосубъединичных РНК-полимераз через переходное состояние, стабилизированное ТЬ, со смещением центральной части ВН [64, 66]. Однако реализуется ли такое конформационное состояние в ходе элонгации у бактерий, еще предстоит выяснить.

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Прошкин, Сергей Александрович, 2014 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Vassylyev, D. G. Elongation by RNA polymerase: a race through roadblocks // Curr Opin Struct

Biol. - 2009. - V. 19. - P. 691-700.

2. Nudler, E. RNA polymerase active center: the molecular engine of transcription // Annu Rev

Biochem. - 2009. - V. 78. - P. 335-361.

3. Roberts, J. W., Shankar, S., Filter, J. J. RNA polymerase elongation factors // Annu Rev Microbiol. - 2008. - V. 62. - P. 211-233.

4. Прошкин, C.A., Миронов, A.C. Регуляция элонгации транскрипции у бактерий // Молекулярная биология. - 2011. - Т. 45. - С. 395-415.

5. Nudler, Е. RNA polymerase backtracking in gene regulation and genome instability // Cell. -

2012.-V. 149.-P. 1438-1445.

6. Adhya, S., Gottesman, M. Control of transcription termination // Annu Rev Biochem. - 1978. -V. 47. - P. 967-996.

7. Richardson, J. P. Preventing the synthesis of unused transcripts by Rho factor // Cell. -1991. - V.

64.-P. 1047-1049.

8. Yanofsky, C. Attenuation in the control of expression of bacterial operons // Nature. - 1981. - V.

289.-P. 751-758.

9. Vogel, U., Jensen, K. F. The RNA chain elongation rate in Escherichia coli depends on the

growth rate // J Bacteriol. - 1994. - V. 176. - P. 2807-2813.

10. Selby, C. P., Sancar, A. Transcription preferentially inhibits nucleotide excision repair of the template DNA strand in vitro IIJ Biol Chem. - 1990. - V. 265. - P. 21330-21336.

11. Tornaletti, S. Transcription arrest at DNA damage sites // Mutat Res. - 2005. - V. 577. - P. 131-

145.

12. Mellon, I., Hanawalt, P. C. Induction of the Escherichia coli lactose operon selectively increases

repair of its transcribed DNA strand //Nature. - 1989. - V. 342. - P. 95-98.

13. Ganesan, A., Spivak, G., Hanawalt, P.C. Transcription-coupled DNA repair in prokaryotes // Prog Mol Biol Transl Sci. - 2012. - V. 110. - P. 25-40.

14. Gaillard, H., Aguilera, A. Transcription coupled repair at the interface, between transcription elongation and mRNP biogenesis // Biochim Biophys Acta. - 2013. - V. 1829. - P. 141-150.

15. Proshkin, S., Rahmouni, A.R., Mironov, A., Nudler, E. Cooperation between translating ribosomes and RNA polymerase in transcription elongation // Science. - 2010. - V. 328. - P. 504-508.

16. Epshtein, V., Kamarthapu, V., McGary, K., Svetlov, V., Ueberheide, B., Proshkin, S., Mironov,

A.,Nudler, E. UvrD facilitates DNA repair by pulling RNA polymerase backwards // Nature. -2014. - V. 505. - P. 372-377.

17. Zaychikov, E., Martin, E., Denissova, L., Kozlov, M., Markovtsov, V., Kashlev, M., Heumann,

H., Nikiforov, V., Goldfarb, A.,Mustaev, A. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center // Science. - 1996. - V. 273. - P. 107-109.

18. Markovtsov, V., Mustaev, A.,Goldfarb, A. Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex II Proc Natl Acad Sci USA.- 1996. - V. 93. - P. 3221-3226.

19. Mustaev, A., Kozlov, M., Markovtsov, V., Zaychikov, E., Denissova, L.,Goldfarb, A. Modular

organization of the catalytic center of RNA polymerase // Proc Natl Acad Sci USA.- 1997. -V. 94.-P. 6641-6645.

20. Nudler, E., Avetissova, E., Markovtsov, V.,Goldfarb, A. Transcription processivity: proteinDNA interactions holding together the elongation complex // Science. - 1996. - V. 273. - P. 211-217.

21. Nudler, E., Mustaev, A., Lukhtanov, E., Goldfarb, A. The RNA-DNA hybrid maintains the register of transcription by preventing backtracking of RNA polymerase // Cell. - 1997. - V. 89. -P. 33-41.

22. Nudler, E., Gusarov, I., Avetissova, E., Kozlov, M.,Goldfarb, A. Spatial organization of transcription elongation complex in Escherichia coli II Science. - 1998. - V. 281. - P. 424-428.

23. Sidorenkov, I., Komissarova, N.,Kashlev, M. Crucial role of the RNA:DNA hybrid in the processivity of transcription // Mol Cell. - 1998. - V. 2. - P. 55-64.

24. Kireeva, M. L., Komissarova, N., Waugh, D. S.,Kashlev, M. The 8-nucleotide-long RNA:DNA

hybrid is a primary stability determinant of the RNA polymerase II elongation complex // J Biol Chem. - 2000. - V. 275. - P. 6530-6536.

25. Nudler, E. Transcription elongation: structural basis and mechanisms // J Mol Biol. - 1999. - V.

288.-P. 1-12.

26. Zhang, G., Campbell, E. A., Minakhin, L., Richter, C., Severinov, K.,Darst, S. A. Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution // Cell. - 1999. - V. 98.-P. 811-824.

27. Korzheva, N., Mustaev, A., Kozlov, M., Malhotra, A., Nikiforov, V., Goldfarb, A., Darst, S. A. A structural model of transcription elongation // Science. - 2000. - V. 289. - P. 619-625.

28. Cramer, P., Bushnell, D. A., Fu, J., Gnatt, A. L., Maier-Davis, B., Thompson, N. E., Burgess, R. R., Edwards, A. M., David, P. R.,Kornberg, R. D. Architecture of RNA polymerase II and implications for the transcription mechanism // Science. - 2000. - V. 288. - P. 640-649.

29. Cramer, P., Bushnell, D. A., Kornberg, R. D. Structural basis of transcription: RNA polymerase II at 2.8 A resolution // Science. - 2001. - V. 292. - P. 1863-1876.

30. Vassylyev, D.G., Vassylyeva, M.N., Perederina, A., Tahirov, T.H., Artsimovitch, I. Structural

basis for transcription elongation by bacterial RNA polymerase // Nature. - 2007. - V. 448. - P. 157-162.

31. Vassylyev, D.G., Vassylyeva, M.N., Zhang, J., Palangat, M., Artsimovitch, I., Landick, R. Structural basis for substrate loading in bacterial RNA polymerase // Nature. - 2007. - V. 448. -P. 163-168.

32. Gnatt, A.L., Cramer, P., Fu, J., Bushnell, D. A., Kornberg, R.D. Structural basis of transcription: an RNA polymerase II elongation complex at 3.3 A resolution // Science. - 2001. - V. 292. - P. 1876-1882.

33. Kettenberger, H., Armache, K. J., Cramer, P. Complete RNA polymerase II elongation complex structure and its interactions with NTP and TFIIS // Mol Cell. - 2004. - V. 16. - P. 955-965.

34. Westover, K. D., Bushnell, D. A., Kornberg, R. D. Structural basis of transcription: nucleotide

selection by rotation in the RNA polymerase II active center // Cell. - 2004. - V. 119. - P. 481489.

35. Kashkina, E., Anikin, M., Brueckner, F., Lehmann, E., Kochetkov, S. N., McAllister, W. T.,

Cramer, P., Temiakov, D. Multisubunit RNA polymerases melt only a single DNA base pair downstream of the active site // J Biol Chem. - 2007. - V. 282. - P. 21578-21582.

36. Toulokhonov, I., Landick, R. The role of the lid element in transcription by E. coli RNA polymerase // J Mol Biol. - 2006. - V. 361. - P. 644-658.

37. Kent, T., Kashkina, E., Anikin, M., Temiakov, D. Maintenance of RNA-DNA hybrid length in

bacterial RNA polymerases // J Biol Chem. - 2009. - V. 284. - P. 13497-13504.

38. Westover, K. D., Bushnell, D. A., Kornberg, R. D. Structural basis of transcription: separation of

RNA from DNA by RNA polymerase II // Science. - 2004. - V. 303. - P. 1014-1016.

39. Naryshkina, T., Kuznedelov, K., Severinov, K. The role of the largest RNA polymerase subunit lid element in preventing the formation of extended RNA-DNA hybrid // J Mol Biol. - 2006. -V.361.-P. 634-643.

40. Kuznedelov, K., Korzheva, N., Mustaev, A., Severinov, K. Structure-based analysis of RNA polymerase function: the largest subunit's rudder contributes critically to elongation complex stability and is not involved in the maintenance of RNA-DNA hybrid length // EMBO J. - 2002. -V.21.-P. 1369-1378.

41. King, R. A., Markov, D., Sen, R., Severinov, K., Weisberg, R.A. A conserved zinc binding domain in the largest subunit of DNA-dependent RNA polymerase modulates intrinsic

transcription termination and antitermination but does not stabilize the elongation complex // J Mol Biol. - 2004. - V. 342. - P. 1143-1154.

42. Epshtein, V., Cardinale, C. J., Ruckenstein, A. E., Borukhov, S., Nudler, E. An allosteric path to transcription termination // Mol Cell. - 2007. - V. 28. - P. 991-1001.

43. Toulokhonov, I., Landick, R. The flap domain is required for pause RNA hairpin inhibition of

catalysis by RNA polymerase and can modulate intrinsic termination // Mol Cell. - 2003. - V. 12.-P. 1125-1136.

44. Darst, S. A., Opalka, N., Chacon, P., Polyakov, A., Richter, C., Zhang, G., Wriggers, W. Conformational flexibility of bacterial RNA polymerase // Proc Natl Acad Sci USA.- 2002. -V. 99.-P.4296-4301.

45. Lane, W. J., Darst, S. A. Molecular evolution of multisubunit RNA polymerases: structural analysis // J Mol Biol. - 2010. - V. 395. - P. 686-704.

46. Opalka, N., Brown, J., Lane, W. J., Twist, K. A., Landick, R., Asturias, F. J., Darst, S. A. Complete structural model of Escherichia coli RNA polymerase from a hybrid approach // PLoS Biol. - 2010. - V. 8. - el000483.

47. Sosunov, V., Sosunova, E., Mustaev, A., Bass, I., Nikiforov, V., Goldfarb, A. Unified two-metal mechanism of RNA synthesis and degradation by RNA polymerase // EMBO J. - 2003. - V. 22. - P. 2234-2244.

48. Komissarova, N., Kashlev, M. RNA polymerase switches between inactivated and activated states by translocating back and forth along the DNA and the RNA // J Biol Chem. - 1997. - V. 272.-P. 15329-15338.

49. Komissarova, N., Kashlev, M. Transcriptional arrest: Escherichia coli RNA polymerase

translocates backward, leaving the 3' end of the RNA intact and extruded // Proc Natl Acad Sci USA.- 1997. - V. 94. - P. 1755-1760.

50. Borukhov, S., Sagitov, V.,Goldfarb, A. Transcript cleavage factors from E. coli II Cell. - 1993. -

V. 72. - P. 459-466.

51. Vassylyev, D.G., Sekine, S., Laptenko, O., Lee, J., Vassylyeva, M.N., Borukhov, S., Yokoyama,

S. Crystal structure of a bacterial RNA polymerase holoenzyme at 2.6 A resolution // Nature. -2002.-V. 417.-P. 712-719.

52. Laptenko, O., Lee, J., Lomakin, I., Borukhov, S. Transcript cleavage factors GreA and GreB act as transient catalytic components of RNA polymerase // EMBO J. - 2003. - V. 22. - P. 63226334.

53. Opalka, N., Chlenov, M., Chacon, P., Rice, W. J., Wriggers, W., Darst, S. A. Structure and function of the transcription elongation factor GreB bound to bacterial RNA polymerase // Cell. -2003. - V. 114.-P. 335-345.

54. Sosunova, E., Sosunov, V., Kozlov, M., Nikiforov, V., Goldfarb, A., Mustaev, A. Donation of catalytic residues to RNA polymerase active center by transcription factor Gre // Proc Natl Acad Sci USA.- 2003. - V. 100. - P. 15469-15474.

55. Toulme, F., Guerin, M., Robichon, N., Leng, M., Rahmouni, A. R. In vivo evidence for back and forth oscillations of the transcription elongation complex // EMBO J. - 1999. - V. 18. - P. 50525060.

56. Wang, D., Bushnell, D. A., Westover, K. D., Kaplan, C. D., Kornberg, R. D. Structural basis of

transcription: role of the trigger loop in substrate specificity and catalysis // Cell. - 2006. - V. 127. - P. 941-954.

57. Kulbachinskiy, A., Bass, I., Bogdanova, E., Goldfarb, A., Nikiforov, V. Cold sensitivity of thermophilic and mesophilic RNA polymerases // J Bacteriol. - 2004. - V. 186. - P. 7818-7820.

58. Miropolskaya, N., Artsimovitch, I., Klimasauskas, S., Nikiforov, V., Kulbachinskiy, A. Allosteric control of catalysis by the F loop of RNA polymerase // Proc Natl Acad Sci U S A. -2009. - V. 106. - P. 18942-18947.

59. Miropolskaya, N., Esyunina, D., Klimasauskas, S., Nikiforov, V., Artsimovitch, I.,Kulbachinskiy, A. Interplay between the trigger loop and the F loop during RNA polymerase catalysis //Nucleic Acids Res. - 2014. - V. 42. - P. 544-552.

60. Epshtein, V., Mustaev, A., Markovtsov, V., Bereshchenko, O., Nikiforov, V.,Goldfarb, A. Swing-gate model of nucleotide entry into the RNA polymerase active center // Mol Cell. -2002. - V. 10. - P. 623-634.

61. Bar-Nahum, G., Epshtein, V., Ruckenstein, A. E., Rafikov, R., Mustaev, A., Nudler, E. A ratchet

mechanism of transcription elongation and its control // Cell. - 2005. - V. 120. - P. 183-193. • 62. Tuske, S., Saraflanos, S. G., Wang, X., Hudson, B., Sineva, E., Mukhopadhyay, J., Birktoft, J. J., Leroy, O., Ismail, S., Clark, A. D., Jr., Dharia, C., Napoli, A., Laptenko, O., Lee, J., Borukhov, S., Ebright, R. H.,Arnold, E. Inhibition of bacterial RNA polymerase by streptolydigin: stabilization of a straight-bridge-helix active-center conformation // Cell. - 2005. - V. 122. - P. 541-552.

63. Toulokhonov, I., Zhang, J., Palangat, M.,Landick, R. A central role of the RNA polymerase trigger loop in active-site rearrangement during transcriptional pausing // Mol Cell. - 2007. - V. 27.-P. 406-419.

64. Brueckner, F.,Cramer, P. Structural basis of transcription inhibition by alpha-amanitin and implications for RNA polymerase II translocation // Nat Struct Mol Biol. - 2008. - V. 15. - P. 811-818.

65. Campbell, E. A., Pavlova, O., Zenkin, N., Leon, F., Irschik, H., Jansen, R., Severinov, K.,Darst, S. A. Structural, functional, and genetic analysis of sorangicin inhibition of bacterial RNA polymerase // EMBO J. - 2005. - V. 24. - P. 674-682.

66. Brueckner, F., Ortiz, J.,Cramer, P. A movie of the RNA polymerase nucleotide addition cycle //

Curr Opin Struct Biol. - 2009. - V. 19. - P. 294-299.

67. Artsimovitch, I.,Landick, R. Pausing by bacterial RNA polymerase is mediated by mechanistically distinct classes of signals // Proc Natl Acad Sci USA.- 2000. - V. 97. - P. 7090-7095.

68. Chan, C. L., Landick, R. Dissection of the his leader pause site by base substitution reveals a

multipartite signal that includes a pause RNA hairpin // J Mol Biol. - 1993. - V. 233. - P. 25-42.

69. Henkin, T. M.,Yanofsky, C. Regulation by transcription attenuation in bacteria: how RNA provides instructions for transcription termination/antitermination decisions // Bioessays. -2002. - V. 24. - P. 700-707.

70. Toulokhonov, I., Artsimovitch, I.,Landick, R. Allosteric control of RNA polymerase by a site

that contacts nascent RNA hairpins // Science. - 2001. - V. 292. - P. 730-733. •71. Weixlbaumer, A., Leon, K., Landick, R.,Darst, S. A. Structural basis of transcriptional pausing in bacteria // Cell. - 2013. - V. 152. - P. 431-441.

72. Gusarov, I.,Nudler, E. The mechanism of intrinsic transcription termination // Mol Cell. - 1999. -

V. 3. - P. 495-504.

73. Depken, M., Galburt, E. A.,Grill, S. W. The origin of short transcriptional pauses // Biophys J. -

2009.-V. 96.-P. 2189-2193.

74. Tadigotla, V. R., D, O. M., Sengupta, A. M., Epshtein, V., Ebright, R. H., Nudler, E.,Ruckenstein, A. E. Thermodynamic and kinetic modeling of transcriptional pausing // Proc Natl Acad Sci USA.- 2006. - V. 103. - P. 4439-4444.

75. Cheung, A. C., Cramer, P. Structural basis of RNA polymerase II backtracking, arrest and reactivation // Nature. - 2011. - V. 471. - P. 249-253.

76. Epshtein, V., Dutta, D., Wade, J., Nudler, E. An allosteric mechanism of Rho-dependent transcription termination // Nature. - 2010. - V. 463. - P. 245-249.

77. Komissarova, N., Becker, J., Solter, S., Kireeva, M.,Kashlev, M. Shortening of RNA:DNA hybrid in the elongation complex of RNA polymerase is a prerequisite for transcription termination // Mol Cell. - 2002. - V. 10. - P. 1151-1162.

78,

79,

80,

81,

82

83,

84,

85

86,

87,

88,

89,

90,

91

Yarnell, W. S.,Roberts, J. W. Mechanism of intrinsic transcription termination and antitermination // Science. - 1999. - V. 284. - P. 611-615.

Santangelo, T. J.,Roberts, J. W. Forward translocation is the natural pathway of RNA release at an intrinsic terminator // Mol Cell. - 2004. - V. 14. - P. 117-126.

Peters, J. M., Vangeloff, A. D.,Landick, R. Bacterial transcription terminators: the RNA 3'-end chronicles // Journal of Molecular Biology. - 2011. - V. 412. - P. 793-813. Roberts, J. W. Termination factor for RNA synthesis //Nature. - 1969. - V. 224. - P. 1168-1174. Skordalakes, E.,Berger, J. M. Structural insights into RNA-dependent ring closure and ATPase activation by the Rho termination factor // Cell. - 2006. - V. 127. - P. 553-564. Richardson, J. P. Rho-dependent termination and ATPases in transcript termination // Biochim Biophys Acta. - 2002. - V. 1577. - P. 251-260.

Schwartz, A., Margeat, E., Rahmouni, A. R.,Boudvillain, M. Transcription termination factor Rho can displace streptavidin from biotinylated RNA // J Biol Chem. - 2007. - V. 282. - P. 31469-31476.

Park, J. S.,Roberts, J. W. Role of DNA bubble rewinding in enzymatic transcription termination // Proc Natl Acad Sci USA.- 2006. - V. 103. - P. 4870-4875.

Cardinale, C. J., Washburn, R. S., Tadigotla, V. R., Brown, L. M., Gottesman, M. E.,Nudler, E. Termination factor Rho and its cofactors NusA and NusG silence foreign DNA in E. coli II Science. - 2008. - V. 320. - P. 935-938.

Posfai, G., Plunkett, G., 3rd, Feher, T., Frisch, D., Keil, G. M., Umenhoffer, K., Kolisnychenko, V., Stahl, B., Sharma, S. S., de Arruda, M., Burland, V., Harcum, S. W.,Blattner, F. R. Emergent properties of reduced-genome Escherichia coli II Science. - 2006. - V. 312. - P. 10441046.

Peters, J. M., Mooney, R. A., Grass, J. A., Jessen, E. D., Tran, F.,Landick, R. Rho and NusG suppress pervasive antisense transcription in Escherichia coli II Genes Dev. - 2012. - V. 26. - P. 2621-2633.

Ingham, C. J., Dennis, J.,Furaeaux, P. A. Autogenous regulation of transcription termination factor Rho and the requirement for Nus factors in Bacillus subtilis II Mol Microbiol. - 1999. -V.31.-P. 651-663.

Merino, E.,Yanofsky, C. Transcription attenuation: a highly conserved regulatory strategy used by bacteria // Trends Genet. - 2005. - V. 21. - P. 260-264.

Landick, R., Turnbough, C. L. J.,Yanofsky, C. Transcription attenuation // in: Neidhardt, F. C. (Ed.) Eschirichia coli and Salmonella: Cellular and Molecular Biology. - Washington: ASM Press, 1996.-pp. 1263-1286.

92. Babitzke, P., Stults, J. Т., Shire, S. J.,Yanofsky, C. TRAP, the trp RNA-binding attenuation protein of Bacillus subtilis, is a multisubunit complex that appears to recognize G/UAG repeats in the trpEDCFBA and trpG transcripts // Journal of Biological Chemistry. - 1994. - V. 269. - P. 16597-16604.

93. Amster-Choder, O., Wright, A. Modulation of the dimerization of a transcriptional antiterminator protein by phosphorylation // Science. - 1992. - V. 257. - P. 1395-1398.

94. Grundy, F. J.,Henkin, Т. M. tRNA as a positive regulator of transcription antitermination in B.

subtilis II Cell. - 1993. - V. 74. - P. 475-482.

95. Grundy, F. J.,Henkin, Т. M. Regulation of gene expression by effectors that bind to RNA // Current Opinion in Microbiology. - 2004. - V. 7. - P. 126-131.

96. Mironov, A. S., Gusarov, I., Rafikov, R., Lopez, L. E., Shatalin, K., Kreneva, R. A., Perumov, D. A.,Nudler, E. Sensing small molecules by nascent RNA: a mechanism to control transcription in bacteria // Cell. - 2002. - V. 111. - P. 747-756.

97. Winkler, W., Nahvi, A.,Breaker, R. R. Thiamine derivatives bind messenger RNAs directly to

regulate bacterial gene expression // Nature. - 2002. - V. 419. - P. 952-956.

98. Nudler, E.,Mironov, A. S. The riboswitch control of bacterial metabolism // Trends Biochem Sci. - 2004. - V. 29.-P. 11-17.

99. Mandal, M., Breaker, R. R. Adenine riboswitches and gene activation by disruption of a transcription terminator // Nature Structural & Molecular Biology. - 2004. - V. 11. - P. 29-35.

100. Лобанов, K.B., Королькова, H.B., Еремина, С.Ю., Эррайс Лопес, Л., Прошкин, С.А., Миронов, А.С. Мутации, приводящие к изменению специфичности сенсорной РНК, кодируемой геномpbuEBacillus subtilis И Генетика. - 2007. - Т. 43. - С. 1-5.

101. Hollands, К., Proshkin, S., Sklyarova, S., Epshtein, V., Mironov, A., Nudler, E.,Groisman, E. A. Riboswitch control of Rho-dependent transcription termination // Proc Natl Acad Sci USA. -2012. - V. 109.-P. 5376-5381.

102. Roth, A.,Breaker, R. R. The structural and functional diversity of metabolite-binding riboswitches // Annual Review of Biochemistry. - 2009. - V. 78. - P. 305-334.

103. Gong, F., Ito, K., Nakamura, Y.,Yanofsky, C. The mechanism of tryptophan induction of tryptophanase operon expression: tryptophan inhibits release factor-mediated cleavage of TnaC-peptidyl-tRNA(Pro) // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2001. - V. 98. - P. 8997-9001.

104. Weisberg, R. A., Gottesman, M. E. Processive antitermination // Journal of Bacteriology. -1999.-V. 181.-P. 359-367.

105. Stebbins, С. E., Borukhov, S., Orlova, M., Polyakov, A., Goldfarb, A., Darst, S. A. Crystal structure of the GreA transcript cleavage factor from Escherichia coli II Nature. - 1995. - V. 373. - P. 636-640.

106. Perederina, A., Svetlov, V., Vassylyeva, M. N., Tahirov, Т. H., Yokoyama, S., Artsimovitch, I.,Vassylyev, D. G. Regulation through the secondary channel—structural framework for ppGpp-DksA synergism during transcription // Cell. - 2004. - V. 118. - P. 297-309.

107. Symersky, J., Perederina, A., Vassylyeva, M. N., Svetlov, V., Artsimovitch, I.,Vassylyev, D. G. Regulation through the RNA polymerase secondary channel. Structural and functional variability of the coiled-coil transcription factors // J Biol Chem. - 2006. - V. 281. - P. 13091312.

108. Степанова, E.B., Шевелев, А.Б., Борухов, С.И., Северинов, К.В. Физико-химические механизмы действия транскрипционных факторов, связывающихся с РНК-полимеразой, но не связывающихся с ДНК // Биофизика. - 2009. - Т. 54. - С. 773-790.

109. Marr, М. Т.,Roberts, J. W. Function of transcription cleavage factors GreA and GreB at a regulatory pause site // Mol Cell. - 2000. - V. 6. - P. 1275-1285.

110. Toulme, F., Mosrin-Huaman, C., Sparkowski, J., Das, A., Leng, M.,Rahmouni, A. R. GreA and GreB proteins revive backtracked RNA polymerase in vivo by promoting transcript trimming // EMBO J. - 2000. - V. 19. - P. 6853-6859.

111. Hsu, L. M., Vo, N. V.,Chamberlin, M. J. Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB stimulate promoter escape and gene expression in vivo and in vitro II Proc Natl Acad Sci USA.- 1995. - V. 92. - P. 11588-11592.

112. Stepanova, E., Lee, J., Ozerova, M., Semenova, E., Datsenko, K., Wanner, B. L., Severinov, K.,Borukhov, S. Analysis of promoter targets for Escherichia coli transcription elongation factor GreA in vivo and in vitro IIJ Bacteriol. - 2007. - V. 189. - P. 8772-8785.

113. Stepanova, E., Wang, M., Severinov, K.,Borukhov, S. Early transcriptional arrest at Escherichia coli rplN and o/wpXpromoters // J Biol Chem. - 2009. - V. 284. - P. 35702-35713.

114. Erie, D. A., Hajiseyedjavadi, O., Young, M. C.,von Hippel, P. H. Multiple RNA polymerase conformations and GreA: control of the fidelity of transcription // Science. - 1993. - V. 262. - P. 867-873.

115. Koulich, D., Orlova, M., Malhotra, A., Sali, A., Darst, S. A.,Borukhov, S. Domain organization of Escherichia coli transcript cleavage factors GreA and GreB I IJ Biol Chem. - 1997. - V. 272. -P. 7201-7210.

116. Kettenberger, H., Armache, K. J.,Cramer, P. Architecture of the RNA polymerase II-TFIIS complex and implications for mRNA cleavage // Cell. - 2003. - V. 114. - P. 347-357.

117. Roghanian, M., Yuzenkova, Y., Zenkin, N. Controlled interplay between trigger loop and Gre factor in the RNA polymerase active centre // Nucleic Acids Res. - 2011. - V. 39. - P. 43524359.

118. Vassylyeva, M. N., Svetlov, V., Dearborn, A. D., Klyuyev, S., Artsimovitch, I.,Vassylyev, D. G. The carboxy-terminal coiled-coil of the RNA polymerase beta'-subunit is the main binding site for Gre factors // EMBO Rep. - 2007. - V. 8. - P. 1038-1043.

119. Hogan, B. P., Hartsch, T., Erie, D. A. Transcript cleavage by Thermus thermophilus RNA polymerase. Effects of GreA and anti-GreA factors // J Biol Chem. - 2002. - V. 277. - P. 967975.

120. Laptenko, O., Borukhov, S. Biochemical assays of Gre factors of Thermus thermophilus II Methods Enzymol. - 2003. - V. 371. - P. 219-232.

121. Lamour, V., Hogan, B. P., Erie, D.A., Darst, S.A. Crystal structure of Thermus aquaticus Gfhl, a Gre-factor paralog that inhibits rather than stimulates transcript cleavage // J Mol Biol. - 2006. -V.356.-P. 179-188.

122. Laptenko, O., Kim, S.S., Lee, J., Starodubtseva, M., Cava, F., Berenguer, J., Kong, X.P., Borukhov, S. pH-dependent conformational switch activates the inhibitor of transcription elongation // EMBO J. - 2006. - V. 25. - P. 2131-2141.

123. Paul, B. J., Barker, M. M., Ross, W., Schneider, D. A., Webb, C., Foster, J. W.,Gourse, R. L. DksA: a critical component of the transcription initiation machinery that potentiates the regulation of rRNA promoters by ppGpp and the initiating NTP // Cell. - 2004. - V. 118. - P. 311-322.

124. Artsimovitch, I., Patlan, V., Sekine, S., Vassylyeva, M. N., Hosaka, T., Ochi, K., Yokoyama, S.,Vassylyev, D. G. Structural basis for transcription regulation by alarmone ppGpp // Cell. -2004.-V. 117.-P.299-310.

125. Vrentas, C. E., Gaal, T., Berkmen, M. B., Rutherford, S. T., Haugen, S. P., Vassylyev, D. G., Ross, W.,Gourse, R. L. Still looking for the magic spot: the crystallographically defined binding site for ppGpp on RNA polymerase is unlikely to be responsible for rRNA transcription regulation// J Mol Biol. - 2008. - V. 377. - P. 551-564.

126. Rutherford, S. T., Villers, C. L., Lee, J. H., Ross, W.,Gourse, R. L. Allosteric control of Escherichia coli rRNA promoter complexes by DksA // Genes Dev. - 2009. - V. 23. - P. 236248.

127. Tehranchi, A.K., Blankschien, M.D., Zhang, Y., Halliday, J.A., Srivatsan, A., Peng, J., Herman, C.,Wang, J.D. The transcription factor DksA prevents conflicts between DNA replication and transcription machinery // Cell. - 2010. - V. 141. - P. 595-605.

128. Lamour, V., Rutherford, S. T., Kuznedelov, K., Ramagopal, U. A., Gourse, R. L., Severinov, K., Darst, S. A. Crystal structure of Escherichia coli Rnk, a new RNA polymerase-interacting protein // J Mol Biol. - 2008. - V. 383. - P. 367-379.

129. Blankschien, M. D., Potrykus, K., Grace, E., Choudhary, A., Vinella, D., Cashel, M.,Herman, C. TraR, a homolog of a RNAP secondary channel interactor, modulates transcription // PLoS Genet. - 2009. - V. 5. - P. el000345.

130. Pinto, U. M.,Winans, S. C. Dimerization of the quorum-sensing transcription factor TraR enhances resistance to cytoplasmic proteolysis // Mol Microbiol. - 2009. - V. 73. - P. 32-42.

131. Gopal, B., Haire, L. F., Gamblin, S. J., Dodson, E. J., Lane, A. N., Papavinasasundaram, K. G., Colston, M. J.,Dodson, G. Crystal structure of the transcription elongation/anti-termination factor NusA from Mycobacterium tuberculosis at 1.7 A resolution // Journal of Molecular Biology. - 2001. - V. 314. - P. 1087-1095.

132. Worbs, M., Bourenkov, G. P., Bartunik, H. D., Huber, R.,Wahl, M. C. An extended RNA binding surface through arrayed SI and KH domains in transcription factor NusA // Molecular Cell. -2001. - V. 7.-P. 1177-1189.

133. Shin, D. H., Nguyen, H. H., Jancarik, J., Yokota, H., Kim, R.,Kim, S. H. Crystal structure of NusA from Thermotoga maritima and functional implication of the N-terminal domain // Biochemistry. - 2003. - V. 42. - P. 13429-13437.

134. Beuth, B., Pennell, S., Arnvig, K. B., Martin, S. R.,Taylor, I. A. Structure of a Mycobacterium tuberculosis NusA-RNA complex // EMBO J. - 2005. - V. 24. - P. 3576-3587.

135. Mah, T. F., Kuznedelov, K., Mushegian, A., Severinov, K.,Greenblatt, J. The alpha subunit of E. coli RNA polymerase activates RNA binding by NusA // Genes Dev. - 2000. - V. 14. - P. 2664-2675.

136. Yang, X., Molimau, S., Doherty, G. P., Johnston, E. B., Maries-Wright, J., Rothnagel, R., Hankamer, B., Lewis, R. J.,Lewis, P. J. The structure of bacterial RNA polymerase in complex with the essential transcription elongation factor NusA // EMBO Reports. - 2009. - V. 10. - P. 997-1002.

137. Ha, K. S., Toulokhonov, I., Vassylyev, D. G., Landick, R. The NusA N-terminal domain is necessary and sufficient for enhancement of transcriptional pausing via interaction with the RNA exit channel of RNA polymerase // J Mol Biol. - 2010. - V. 401. - P. 708-725.

138. Gusarov, I.,Nudler, E. Control of intrinsic transcription termination by N and NusA: the basic mechanisms // Cell. - 2001. - V. 107. - P. 437-449.

139. Shankar, S., Hatoum, A.,Roberts, J. W. A transcription antiterminator constructs a NusA-dependent shield to the emerging transcript // Mol Cell. - 2007. - V. 27. - P. 914-927.

140. Yakhnin, A. V., Yakhnin, H.,Babitzke, p. Function of the Bacillus subtilis transcription elongation factor NusG in hairpin-dependent RNA polymerase pausing in the trp leader // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2008. - V. 105.-P. 16131-16136.

141. Sevostyanova, A.,Artsimovitch, I. Functional analysis of Thermus thermophilus transcription factor NusG // Nucleic Acids Research. - 2010. - V. - P.

142. Artsimovitch, I.,Landick, R. The transcriptional regulator RfaH stimulates RNA chain synthesis after recruitment to elongation complexes by the exposed nontemplate DNA strand // Cell. -2002.-V. 109.-P. 193-203.

143. Mooney, R. A., Schweimer, K., Rosch, P., Gottesman, M., Landick, R. Two structurally independent domains of E. coli NusG create regulatory plasticity via distinct interactions with RNA polymerase and regulators // J Mol Biol. - 2009. - V. 391. - P. 341-358.

144. Belogurov, G. A., Vassylyeva, M. N., Svetlov, V., Klyuyev, S., Grishin, N. V., Vassylyev, D. G., Artsimovitch, I. Structural basis for converting a general transcription factor into an operon-specific virulence regulator // Mol Cell. - 2007. - V. 26. - P. 117-129.

145. Selby, C. P.,Sancar, A. Molecular mechanism of transcription-repair coupling // Science. -1993. - V. 260. - P. 53-58.

146. Selby, C. P.,Sancar, A. Structure and function of transcription-repair coupling factor. I. Structural domains and binding properties // J Biol Chem. - 1995. - V. 270. - P. 4882-4889.

147. Deaconescu, A. M., Chambers, A. L., Smith, A. J., Nickels, B. E., Hochschild, A., Savery, N. J.,Darst, S. A. Structural basis for bacterial transcription-coupled DNA repair // Cell. - 2006. -V. 124. - P. 507-520.

148. Park, J. S., Marr, M. T.,Roberts, J. W. E. coli Transcription repair coupling factor (Mfd protein) rescues arrested complexes by promoting forward translocation // Cell. - 2002. - V. 109. - P. 757-767.

149. Pomerantz, R. T.,0'Donnell, M. Direct restart of a replication fork stalled by a head-on RNA polymerase // Science. - 2010. - V. 327. - P. 590-592.

150. Zalieckas, J. M., Wray, L. V., Jr., Ferson, A. E.,Fisher, S. H. Transcription-repair coupling factor is involved in carbon catabolite repression of the Bacillus subtilis hut and grit operons // Mol Microbiol. - 1998. - V. 27. - P. 1031-1038.

151. Washburn, R. S., Wang, Y.,Gottesman, M. E. Role of E.coli transcription-repair coupling factor Mfd in Nun-mediated transcription termination // J Mol Biol. - 2003. - V. 329. - P. 655-662.

152. Trautinger, B. W., Jaktaji, R. P., Rusakova, E.,Lloyd, R. G. RNA polymerase modulators and DNA repair activities resolve conflicts between DNA replication and transcription // Mol Cell. -2005. - V. 19. - P. 247-258.

153. Sukhodolets, M. V.,Jin, D. J. RapA, a novel RNA polymerase-associated protein, is a bacterial homolog of SWI2/SNF2 // Journal of Biological Chemistry. - 1998. - V. 273. - P. 7018-7023.

154. Muzzin, O., Campbell, E. A., Xia, L., Severinova, E., Darst, S. A.,Severinov, K. Disruption of Escherichia coli hepA, an RNA polymerase-associated protein, causes UV sensitivity // J Biol Chem. - 1998. - V. 273. - P. 15157-15161.

155. Shaw, G., Gan, J., Zhou, Y. N., Zhi, H., Subburaman, P., Zhang, R., Joachimiak, A., Jin, D. J.,Ji, X. Structure of RapA, a Swi2/Snf2 protein that recycles RNA polymerase during transcription // Structure. - 2008. - V. 16. - P. 1417-1427.

156. Sukhodolets, M. V., Cabrera, J. E., Zhi, H.,Jin, D. J. RapA, a bacterial homolog of SWI2/SNF2, stimulates RNA polymerase recycling in transcription // Genes & Development. - 2001. - V. 15. -P. 3330-3341.

157. Yawn, B., Zhang, L., Mura, C.,Sukhodolets, M. V. RapA, the SWI/SNF subunit of Escherichia coli RNA polymerase, promotes the release of nascent RNA from transcription complexes // Biochemistry. - 2009. - V. 48. - P. 7794-7806.

158. Skordalakes, E.,Berger, J. M. Structure of the Rho transcription terminator: mechanism of mRNA recognition and helicase loading // Cell. - 2003. - V. 114. - P. 135-146.

• 159. Pavco, P. A.,Steege, D. A. Elongation by Escherichia coli RNA polymerase is blocked in vitro by a site-specific DNA binding protein // J Biol Chem. - 1990. - V. 265. - P. 9960-9969.

160. Izban, M. G.,Luse, D. S. Transcription on nucleosomal templates by RNA polymerase II in vitro: inhibition of elongation with enhancement of sequence-specific pausing // Genes Dev. -1991.-V. 5.-P. 683-696.

161. Orlova, M., Newlands, J., Das, A., Goldfarb, A., Borukhov, S. Intrinsic transcript cleavage activity of RNA polymerase // Proc Natl Acad Sei USA.- 1995. - V. 92. - P. 4596-4600.

162. Epshtein, V., Nudler, E. Cooperation between RNA polymerase molecules in transcription elongation// Science. - 2003. - V. 300. - P. 801-805.

163. Epshtein, V., Toulme, F., Rahmouni, A. R., Borukhov, S.,Nudler, E. Transcription through the roadblocks: the role of RNA polymerase cooperation // EMBO J. - 2003. - V. 22. - P. 47194727.

164. Jin, J., Bai, L., Johnson, D. S., Fulbright, R. M., Kireeva, M. L., Kashlev, M.,Wang, M. D. Synergistic action of RNA polymerases in overcoming the nucleosomal barrier // Nat Struct Mol Biol. - 2010. - V. 17. - P. 745-752.

165. Kashlev, M., Lee, J., Zalenskaya, K., Nikiforov, V.,Goldfarb, A. Blocking of the initiation-to-elongation transition by a transdominant RNA polymerase mutation // Science. - 1990. - V. 248. -P. 1006-1009.

166. Lutz, R., Bujard, H. Independent and tight regulation of transcriptional units in Escherichia coli via the LacR/O, the TetR/O and AraC/Il-I2 regulatory elements // Nucleic Acids Research. -1997.-V. 25.-P. 1203-1210.

167. Ruusala, Т., Andersson, D., Ehrenberg, M., Kurland, C. G. Hyper-accurate ribosomes inhibit growth // EMBO J. - 1984. - V. 3. - P. 2575-2580.

168. Ortlepp, S. A. An improved boiling method for the preparation of bacterial plasmid and phage DNA // Gene Anal Tech. - 1989. - V. 6. - P. 93-96.

169. Sambrook, J., Fritsch, E. F., Maniatis, T. Molecular cloning: a laboratory manual. // CSH: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.

170. Inoue, H., Nojima, H., Okayama, H. High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids // Gene. - 1990. - V. 96. - P. 23-28.

171. Dower, W. J., Miller, J. F.,Ragsdale, C. W. High efficiency transformation of E. coli by high voltage electroporation //Nucleic Acids Res. - 1988. - V. 16. - P. 6127-6145.

172. Nudler, E., Gusarov, I.,Bar-Nahum, G. Methods of walking with the RNA polymerase // Methods Enzymol. - 2003. - V. 371. - P. 160-169.

173. Shevchenko, A., Wilm, M., Vorm, 0.,Mann, M. Mass spectrometric sequencing of proteins silver-stained polyacrylamide gels // Anal Chem. - 1996. - V. 68. - P. 850-858.

174. Bohman, K., Ruusala, Т., Jelenc, P. C.,Kurland, C. G. Kinetic impairment of restrictive streptomycin-resistant ribosomes // Mol Gen Genet. - 1984. - V. 198. - P. 90-99.

175. Guerin, M., Leng, M., Rahmouni, A. R. High resolution mapping of E.coli transcription elongation complex in situ reveals protein interactions with the non-transcribed strand // EMBO J. - 1996. - V. 15. - P. 5397-5407.

176. Datsenko, K. A.,Wanner, B. L. One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. - 2000. - V. 97. - P. 6640-6645.

177. Каташкина, Ж.И., Скороходова, А.Ю., Зименков, Д.В., Гулевич, А.Ю., Минаева, Н.И., Дорошенко, В.Г., Бирюкова, И. В., Машко, С. В. Направленное изменение уровня экспрессии генов в бактериальной хромосоме // Мол биология1. - 2005. - Т. 39. - С. 823831.

178. Olins, P. O.,Rangwala, S. H. A novel sequence element derived from bacteriophage T7 mRNA acts as an enhancer of translation of the lacZ gene in Escherichia coli II J Biol Chem. - 1989. -V. 264.-P. 16973-16976.

179. Dayn, A., Malkhosyan, S., Mirkin, S. M. Transcriptionally driven cruciform formation in vivo II Nucleic Acids Res. - 1992. - V. 20. - P. 5991-5997.

180. Svetlov, V., Belogurov, G. A., Shabrova, E., Vassylyev, D. G.,Artsimovitch, I. Allosteric control of the RNA polymerase by the elongation factor RfaH // Nucleic Acids Res. - 2007. - V. 35. - P. 5694-5705.

181. Dutta, D., Shatalin, K., Epshtein, V., Gottesman, M. E., Nudler, E. Linking RNA polymerase backtracking to genome instability in E. coli II Cell. - 2011. - V. 146. - P. 533-543.

182. Witkin, E. M. Radiation-induced mutations and their repair // Science. - 1966. - V. 152. - P. 1345-1353.

183. Schalow, B. J., Courcelle, C. T.,Courcelle, J. Mfd is required for rapid recovery of transcription following UV-induced DNA damage but not oxidative DNA damage in Escherichia coli II J Bacteriol. - 2012. - V. 194. - P. 2637-2645.

184. Kunala, S.,Brash, D. E. Intragenic domains of strand-specific repair in Escherichia coli II J Mol Biol. - 1995. - V. 246. - P. 264-272.

185. Cohen, S. E., Lewis, C. A., Mooney, R. A., Kohanski, M. A., Collins, J. J., Landick, R.,Walker, G. C. Roles for the transcription elongation factor NusA in both DNA repair and damage tolerance pathways in Escherichia coli II Proc Natl Acad Sei U S A. - 2010. - V. 107. - P. 15517-15522.

186. Howan, K., Smith, A. J., Westblade, L.F., Joly, N., Grange, W., Zorman, S., Darst, S.A., Savery, N.J., Strick, T.R. Initiation of transcription-coupled repair characterized at single-molecule resolution//Nature. - 2012. - V. 490. - P. 431-434.

187. Kumura, K.,Sekiguchi, M. Identification of the uvrD gene product of Escherichia coli as DNA helicase II and its induction by DNA-damaging agents // J Biol Chem. - 1984. - V. 259. - P. 1560-1565.

188. Matson, S. W.,George, J. W. DNA helicase II of Escherichia coli. Characterization of the single-stranded DNA-dependent NTPase and helicase activities // J Biol Chem. - 1987. - V. 262. - P. 2066-2076.

189. Lee, J. Y.,Yang, W. UvrD helicase unwinds DNA one base pair at a time by a two-part power stroke // Cell. - 2006. - V. 127. - P. 1349-1360.

190. Doudney, C. 0.,Rinaldi, C. N. Chloramphenicol-promoted increase in resistance to UV damage in Escherichia coli B/r WP2 trpE65: development of the capacity for successful repair of otherwise mutagenic or lethal lesions in DNA // Mutat Res. - 1985. - V. 143. - P. 29-34.

191. Hanawalt, P. C. The U.V. sensitivity of bacteria: its relation to the DNA replication cycle // Photochem Photobiol. - 1966. - V. 5. - P. 1-12.

192. Ramakrishnan, V. Ribosome structure and the mechanism of translation // Cell. - 2002. - V. 108. - P. 557-572.

193. Spirin, A. S. The ribosome as a conveying thermal ratchet machine // J Biol Chem. - 2009. - V. 284.-P. 21103-21119.

194. Saeki, H.,Svejstrup, J. Q. Stability, flexibility, and dynamic interactions of colliding RNA polymerase II elongation complexes // Mol Cell. - 2009. - V. 35. - P. 191-205.

195. Hatoum, A.,Roberts, J. Prevalence of RNA polymerase stalling at Escherichia coli promoters after open complex formation // Mol Microbiol. - 2008. - V. 68. - P. 17-28.

196. Peters, J. M., Mooney, R. A., Kuan, P. F., Rowland, J. L., Keles, S.,Landick, R. Rho directs widespread termination of intragenic and stable RNA transcription // Proc Natl Acad Sci USA. - 2009. - V. 106. - P. 15406-15411.

197. Burmann, B. M., Schweimer, K., Luo, X., Wahl, M. C., Stitt, B. L., Gottesman, M. E.,Rosch, P. A NusE:NusG complex links transcription and translation // Science. - 2010. - V. 328. - P. 501504.

198. Belogurov, G. A., Mooney, R. A., Svetlov, V., Landick, R.,Artsimovitch, I. Functional specialization of transcription elongation factors // EMBO J. - 2009. - V. 28. - P. 112-122.

199. Sullivan, S. L.,Gottesman, M. E. Requirement for E. coli NusG protein in factor-dependent transcription termination // Cell. - 1992. - V. 68. - P. 989-994.

200. Burmann, B. M., Knauer, S. H., Sevostyanova, A., Schweimer, K., Mooney, R. A., Landick, R., Artsimovitch, I., Rosch, P. An alpha helix to beta barrel domain switch transforms the transcription factor RfaH into a translation factor // Cell. - 2012. - V. 150. - P. 291-303.

201. Castro-Roa, D., Zenkin, N. In vitro experimental system for analysis of transcription-translation coupling //Nucleic Acids Res. - 2012. - V. 40. - P. e45.

202. Spirin, A.S., Baranov, V.I., Ryabova, L.A., Ovodov, S.Y., Alakhov, Y.B. A continuous cell-free translation system capable of producing polypeptides in high yield // Science. - 1988. - V. 242. -P. 1162-1164.

203. Martin, G.A., Kawaguchi, R., Lam, Y., DeGiovanni, A., Fukushima, M., Mutter, W. High-yield, in vitro protein expression using a continuous-exchange, coupled transcription/ translation system // Biotechniques. - 2001. - V. 31. - P. 948-950,952-943.

204. Shirokov, V.A., Kommer, A., Kolb, V.A., Spirin, A.S. Continuous-exchange protein-synthesizing systems // Methods Mol Biol. - 2007. - V. 375. - P. 19-55.

205. Kornberg, A. DNA replication // Biochim Biophys Acta. - 1988. - V. 951. - P. 235-239.

206. Maluf, N. K., Fischer, C. J., Lohman, T. M. A Dimer of Escherichia coli UvrD is the active form of the helicase in vitro H J Mol Biol. - 2003. - V. 325. - P. 913-935.

207. Yang, W. Lessons learned from UvrD helicase: mechanism for directional movement // Annu Rev Biophys. - 2010. - V. 39. - P. 367-385.

208. Butland, G., Peregrin-Alvarez, J. M., Li, J., Yang, W., Yang, X., Canadien, V., Starostine, A., Richards, D., Beattie, B., Krogan, N., Davey, M., Parkinson, J., Greenblatt, J.,Emili, A. Interaction network containing conserved and essential protein complexes in Escherichia coli II Nature. - 2005. - V. 433. - P. 531-537.

209. Ahn, B. A physical interaction of UvrD with nucleotide excision repair protein UvrB // Mol Cells. - 2000. - V. 10. - P. 592-597.

210. Manelyte, L., Guy, C. P., Smith, R. M., Dillingham, M. S., McGlynn, P.,Savery, N. J. The unstructured C-terminal extension of UvrD interacts with UvrB, but is dispensable for nucleotide excision repair // DNA Repair (Amst). - 2009. - V. 8. - P. 1300-1310.

211. Arthur, H. M.,Eastlake, P. B. Transcriptional control of the uvrD gene of Escherichia coli II Gene. - 1983. - V. 25. - P. 309-316.