Механизмы формирования теломерного хроматина в герминальных тканях самок Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Радион, Елизавета Ивановна

• Радион, Елизавета Ивановна
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Радион, Елизавета Ивановна

Оглавление

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ 6

ВВЕДЕНИЕ 9

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности 9

Цели и задачи исследования 11

Научная новизна и практическая значимость исследования 12

Методология и методы исследования 12

Положения, выносимые на защиту 13

Личное участие автора в проведении исследований 15

Структура и объем работы 15

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. 17

1.1. Теломеры Drosophila 17

1.1.1. Особенности структуры теломер D. melanogaster. Теломерные элементы 17

1.1.2. Механизм удлинения теломер у Drosophila 20

1.1.3. Теломерный защитный комплекс 24

1.1.4. Транскрипция теломер 26

1.1.5. Субтеломерная область хромосом D. melanogaster 28

1.1.6. Позиционирование и кластеризация теломер в ядрах интерфазных клеток различных организмов 30

1.1.7. Особенности эволюции теломер Drosophila 35

1.1.8. Теломерный и субтеломерный хроматин в соматических тканях D. melanogaster 37

1.2. Контроль экспрессии транспозонов в терминальных тканях D. melanogaster. Система р1РНК сайленсинга 40

1.2.1. р1РНК кластеры и ядерный этап биогенеза р1РНК 40

1.2.2. Цитоплазматический этап биогенеза р1РНК 44

1.2.3. Транскрипционный сайленсинг генов 48

1.3. Теломерный и субтеломерный хроматин в терминальных тканях В.

melanogaster 50

1.4. Трансгенная модель р1РНК кластера 52

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 54

2.1. Трансгенные линии В. melanogaster и условия их культивирования54

2.2. Получение библиотек коротких РНК 56

2.2.1. Синтез маркеров молекулярных весов 56

2.2.2. Получение радиоактивно меченных трейсеров 57

2.2.3. Преаденилирование адаптера для З'-лигирования 57

2.2.4. Экстракция фракции коротких РНК 57

2.2.5. Лигирование З'-адаптера 58

2.2.6. Лигирование 5'-адаптера 58

2.2.7. Реакция обратной транскрипции и ПЦР-амплификация 59

2.3. Анализ данных секвенирования библиотек коротких РНК 60

2.4. Нозерн-блот гибридизация коротких РНК 60

2.4.1. Получение препарата коротких РНК 61

2.4.2. Разделение коротких РНК в полиакриламидном геле и перенос на нейлоновую мембрану 61

2.4.3. Химическая пришивка препарата РНК к мембране 61

2.4.4. Предгибридизация 62

2.4.5. Синтез зонда для гибридизации и гибридизация РНК-пробы с мембраной 62

2.5. Иммунопреципитация хроматина 63

2.5.1. Приготовления препарата хроматина 63

2.5.2. Иммунопреципитация 64

2.6. ПЦР в реальном времени (Количественная ПЦР в реальном времени) 66

2.7. Обратная транскрипция, совмещенная с ПЦР в реальном времени 70

2.7.1. Получение препарата тотальной РНК из яичников В. melanogaster

70

2.7.2. Реакция обратной транскрипции 71

2.8. Флуоресцентная гибридизация in situ с ДНК-зондом (ДНК-FISH), совмещенная с иммуноокрашиванием 72

2.9. Подсчет расстояний между гибридизационными сигналами ДНК-FISH HeT-A и ядерной оболочкой 75

2.10. Инвертированная ПЦР 76

3. РЕЗУЛЬТАТЫ 78

3.1. piPHK-продукция, структура хроматина и транскрипция трансгена, содержащего одиночный промотор HeT-A в яичниках D. melanogaster 78

3.1.1. Одиночный промотор HeT-A, находясь в эухроматине, способен индуцировать формирование однонитевого piPHK кластера 78

3.1.2. Одиночный промотор HeT-A, находясь в эухроматине, репрессирован посредством piPHK-зависимого транскрипционного сайленсинга 85

3.2. Особенности piPHK продукции трансгенами, встроенными в субтеломерную область и теломерные элементы TAHRE и TART 89

3.3. Особенности структуры хроматина трансгенов, встроенных в теломерные элементы TAHRE и TART, а также в субтеломерную область, в яичниках D. melanogaster 95

3.4. Роль piPHK в установлении и поддержании структуры хроматина трансгенов, встроенных в теломерные элементы TAHRE и TART 98

3.5. Pоль piPHK в поддержании внутриядерного позиционирования теломер, а также в формировании теломерного защитного комплекса в ядрах питающих клеток яичников D. melanogaster 102

3.5.1. piPHK необходимы для поддержания позиционирования теломер на периферии ядра в питающих клетках яичников D. melanogaster 103

3.5.2. piPHK-продукция не требуется для формирования теломерного защитного комплекса в герминальных клетках яичников D. melanogaster 106

3.6. Характеристика структуры хроматина и паттерна внутриядерной локализации эндогенных теломерных элементов HeT-A, TAHRE и TART в ядрах питающих клеток яичников D. melanogaster 108

3.7. Структура субтеломерного хроматина в терминальных тканях D. melanogaster 111

4. ОБСУЖДЕНИЕ 116

4.1. Одиночный промотор HeT-A, расположенный в эухроматиновом контексте, индуцирует формирование однонитевого дивергентного piPHK кластера в герминальных тканях яичников D. melanogaster 116

4.2. piPHK-продукция и связывание Rhino варьируют между разными областями теломер в яичниках D. melanogaster 119

4.3. Теломерная область в яичниках D. melanogaster представляет собой особый тип само-таргетирующегося двунитевого piPHK кластера. 120

4.4. Ключевая роль piPHK в поддержании позиционирования теломерных кластеров на периферии ядра в герминальных тканях яичников D. melanogaster. 123

4.5. Герминально-специфичная структура субтеломерной области D. melanogaster 125

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ 127

6. ВЫВОДЫ 130

7. Список литературы 131

БЛАГОДАРНОСТИ

151

Список сокращений

ДНК-FISH - флyоресцентная гибридизация in situ с ДНК-зондом

кДНК - комплементарная ДНК

мМ - миллимоль

мРНК - матричная РНК

млн. - миллион

МЭ - мобильный элемент

нг - нанограмм

нт. - нуклеотид

НТО - нетранслирyемая область ОРС - открытая рамка считывания ОТ - обратная транскрипция

ОТ-ПЦР - полимеразная цепная реакция, совмещенная с обратной транскрипцией

п.н.- пара нуклеотидов

п.о. - пара оснований

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНП - рибонуклеопротеин

Aub - Aubergine

BSA - Bovine Serum Albumin (Бычий сывороточный альбумин)

ChIP - Chromatin immunoprecipitation (Иммунопреципитация хроматина)

CPSF - Cleavage and Polyadenylation Specificity Factor (Фактор разрезания и полиаденилирования)

DTT - Dithiothreitol (Дитиотреитол)

EJC - Exon-Junction Complex (Комплекс сращивания экзонов) flam - flamenco

GLKD - Germline Knockdown (герминальный нокдаун) HeT-A - Heterochromatic repeats A

H3K9me3 -Histone Lysine 9 methyl 3 (модифицированная форма гистона H3, триметилированная по девятому лизину)

inv4 - invader4

Lsd1 - Lysine-specific demethylase 1 (Лизин-специфичная деметилаза 1) LTR - Long-Terminal Repeats (Длинные концевые повторы) Mael - Maelstrom

non-LTR -non-long terminal repeats (группа ретротранспозонов, не имеющих длинных концевых повторов)

PRE - Polycomb Response Elements (Элементы ответа Polycomb)

piPHK - Piwi-interacting РНК (короткие РНК, взаимодействующие с белком Piwi)

RDC-Rhino-Deadlock-Cutoff

RPM - Reads Per Million (количество прочтений на миллион) siPHK - small interfering РНК (Малые интерферирующие РНК) shPHK - short hairpin РНК (Малые РНК, образующие шпильки) TAHRE - Telomere Associated and HeT-A Related TART - Telomere Associated Retrotransposon

TAS - Telomeric Associated Sequence (теломер-ассоциированная последовательность, субтеломерная область)

TERRA - Telomeric Repeat-containing RNA (РНК, содержащая теломерные повторы)

TGS - Transcriptional Gene Silencing (транскрипционный сайт генов) TREX - TRanscription-Export TRF2 - TBP-related factor 2

TSS - Transcriptional Start Site (Сайт начала транскрипции)

TSSas - старт-сайт антисмысловой транскрипции TSSs - cтарт-сайт смысловой транскрипции UAS - Upstream Activating Sequence

Введеиие

Актуальность темы исследования и степень ее разработанности

Теломера представляет собой консервативную структуру на конце линейной хромосомы, основной функцией которой является обеспечение стабильности генома. Теломерный хроматин формирует защитный комплекс, предотвращающий слияние хромосом и деградацию теломерной ДНК. У большинства организмов теломеры образованы короткими повторами ДНК, вносимыми ферментом теломеразой, обладающей ревертазной активностью. Однако существует и альтернативный способ поддержания длины теломер -с помощью транспозиций на конец хромосом специализированной группы мобильных элементов. Именно такой способ поддержания длины теломер реализован у Drosophila melanogaster, теломеры которой образованы ретротранспозонами HeT-A, TART и TAHRE (Biessmann et al. 1992; Levis et al. 1993; Abad et al. 2004b; Villasante et al. 2007; Pardue and DeBaryshe 2008; Shpiz et al. 2011; Kordyukova et al. 2018b). Оба способа поддержания теломер являются функциональными аналогами и имеют много общих принципов работы.

В дифференцированных клетках эукариот теломеры представляют собой репрессированный хроматиновый домен, и процесс удлинения теломер не происходит, за исключением раковых соматических клеток (Ozturk et al. 2014). Однако в стволовых клетках, а также в терминальной линии клеток функционируют системы регуляции длины теломер. Такие системы обеспечивают удлинение теломер, поддерживая их оптимальную длину (Thilagavathi et al. 2013; Ozturk et al. 2014). Особенно важна работа таких регуляторных систем в герминальных клетках, так как именно данный тип клеток дает начало следующему поколению. Однако механизм запуска процесса удлинения теломер в различных типах клеток организма до сих пор до конца неясен. Более того, исследования теломер у человека в основном проводятся на клеточных культурах, поэтому изучение закономерностей

функционирования теломерного комплекса на организменном уровне с использованием модельных объектов особенно актуально.

Изучение тканеспецифичных особенностей теломерного комплекса у Drosophila началось благодаря открытию роли системы РНК-интерференции в регуляции длины теломер в герминальных тканях самок D. melanogaster (Savitsky et al. 2006). Было показано, что частота транспозиций теломерных ретротранспозонов на концы хромосом регулируется системой piPHK (Piwi-interacting RNA) сайленсинга, которая необходима для защиты генома от перемещения мобильных элементов в терминальных тканях животных (Brennecke et al. 2007). Основными эффекторами в системе piPHK сайленсинга являются piPHK, образующиеся из особых участков в геноме -piPHK кластеров. Многие piPHK кластеры представляют собой гетерохроматиновые локусы, обогащенные дефектными копиями мобильных элементов. Образующиеся piPHK регулируют активность эухроматиновых полноразмерных копий мобильных элементов на транскрипционном и посттранскрипционном уровнях. В герминальных тканях функционируют так называемые двунитевые piPHK кластеры, характеризующиеся транскрипцией обеих цепей генома. Помимо такой неканонической транскрипции, двунитевые кластеры имеют особенности структуры хроматина и обогащены белковыми комплексами, присутствующими только в хроматине piPHK кластеров данного типа.

В герминальных тканях теломерные элементы служат одновременно и источником, и мишенью теломерных piPHK, и, следовательно, являются особым типом piPHK кластера. Однако в большинстве работ теломерные элементы рассматриваются наряду с другими транспозонами как мишени системы piPHK сайленсинга, но не как piPHK кластеры. Соответственно, имеется множество нерешенных вопросов как относительно особенностей природы теломерных piPHK кластеров, так и в понимании тканеспецифичной роли теломерных коротких PHK в биологии теломер в герминальных клетках. Hастоящая работа посвящена изучению особенностей теломерных

piPHK кластеров, а также роли piPHK в стабильности теломерного хроматина в терминальных тканях самок D. melanogaster.

Цели и задачи исследования

Целью настоящей работы являлось изучение особенностей структуры хроматина и piPHK-продукции различных участков теломер в терминальных тканях самок D. melanogaster. Для этого были поставлены следующие задачи:

1. Изучить степень обогащения белками Rhino и HP1, а также гистоновой модификацией H3K9me3 хроматина трансгена, содержащего одиночный промотор теломерного элемента HeT-A и встроенного в эухроматиновый участок генома. Изучить продукцию коротких РНК данным трансгеном.

2. Изучить степень обогащения белками Rhino и HP1, а также гистоновой модификацией H3K9me3 хроматина уникальных трансгенов, встроенных в теломерные ретроэлементы и субтеломерную область. Исследовать piPHK-продуцирующую способность данных трансгенов.

3. Охарактеризовать роль piPHK в поддержании связывания Rhino, HP1 и H3K9me3 c хроматином эндогенных теломерных элементов HeT-A, TART и TAHRE в герминальных тканях яичников D. melanogaster.

4. Охарактеризовать роль piPHK в формировании теломерного защитного комплекса и в периферийной локализации теломер в ядрах герминальных клеток D.melanogaster.

5. Изучить степень обогащения хроматина субтеломерной области белком Rhino, а также гистоновой модификацией H3K27me3 в питающих клетках яичников D. melanogaster. Изучить влияние системы piPHK-сайленсинга на обогащение хроматина данными факторами.

Научная новизна и практическая значимость исследования

В настоящей работе впервые показана роль системы РНК-интерференции с участием piPНК в формировании теломерного хроматина и в локализации теломер на периферии ядра в герминальных тканях самок D. melanogaster. В работе впервые показана гетерогенная структура хроматина теломерных ретроэлементов в терминальных тканях D. melanogaster. Продемонстрировано, что структура хроматина теломерного элемента TART-B поддерживается независимо от системы piPНК сайленсинга. Показано, что различные теломерные районы являются источником коротких РНК ^РНК) в яичниках D. melanogaster, при этом piPНК-продукция зависит от типа теломерного ретроэлемента. Наконец, в работе впервые показано, что система piPНК сайленсинга и система Polycomb-зависимой репрессии генов не функционируют одновременно в контексте хроматина субтеломерной области в герминальных тканях D. melanogaster.

В целом, полученные в настоящей работе данные расширяют современные научные представления о работе системы piPНК сайленсинга и о биологии теломер в герминальных тканях D. melanogaster. Результаты работы могут быть использованы для изучения тканеспецифических особенностей структуры теломерного хроматина у разных организмов и роли piPНК в формировании хроматина различных районов хромосом в процессе оогенеза.

Методология и методы исследования

Работа выполнена с использованием современного оборудования и широкого спектра методов молекулярной биологии и генетики. В работе были применены такие методы как: полимеразная цепная реакция (ПЦР); полимеразная цепная реакция в реальном времени (Real-time ПЦР); полимеразная цепная реакция, совмещенная с обратной транскрипцией (ОТ-

ПЦР); приготовление библиотек коротких РНК из яичников с последующим секвенированием и биоинформатической обработкой; нозерн-блот-гибридизация коротких РНК с РНК-зондом; иммунопреципитация хроматина; флуоресцентная гибридизация in situ (ДНК-FISH), совмещенная с иммуноокрашиванием, а также широкий набор генетических подходов.

Положения, выносимые на защиту

1. Одиночный промотор теломерного ретротранспозона HeT-A, находясь в эухроматиновом контексте, не способен индуцировать формирование Rhino-зависимого двунитевого piPHK кластера, однако обеспечивает дивергентную транскрипцию репортерных генов и сборку гетерохроматина, обогащенного HP1 и H3K9me3.

2. Теломерные ретротранспозоны HeT-A, TART и TAHRE, в совокупности с субтеломерной областью, представляют собой протяженный двунитевой piPHK кластер в герминальных тканях яичников D. melanogaster. Теломерный piPHK кластер гетерогенен по своей piPHK-продуцирующей способности и обогащению хроматина белком Rhino.

3. Теломерные piPHK необходимы для поддержания структуры хроматина теломерных ретроэлементов HeT-A, TAHRE и TART-A в герминальных тканях самок D. melanogaster. Нарушение системы piPHK сайленсинга приводит к потере связывания белков Rhino, HP1 , а также гистоновой модификации H3K9me3 с хроматином HeT-A, TAHRE и TART-A. При этом формирование хроматина в промоторной области теломерного элемента TART-B не зависит от системы piPHK сайленсинга.

4. piPHK необходимы для положения теломер на периферии ядер питающих клеток яичников D. melanogaster, но не требуются для формирования защитного теломерного комплекса на концах хромосом.

5. Установлено, что в питающих клетках яичников D. melanogaster хроматин субтеломерной области обогащен белками Rhino и HP1 , а также

гистоновой модификацией H3K9me3. Показано, что нарушения работы системы piPНК сайленсинга приводят к уменьшению связывания Rhino с хроматином субтеломерной области, но не вызывают появления H3K27me3, ассоциированной с Polycomb-зависимой репрессией субтеломерной области в соматических тканях. Это свидетельствует о тканеспецифичности структуры хроматина субтеломерной области у D. melanogaster.

Степень достоверности и апробация результатов

По результатам диссертационной работы было опубликовано 2 статьи в рецензируемых научных журналах. Основные результаты были представлены также на 4 научных конференциях.

Публикации в журналах:

1. Radion, E., Ryazansky, S., Akulenko, N., Rozovsky, Y., Kwon, D., Morgunova, V., Olovnikov, I. and Kalmykova, A. Telomeric Retrotransposon HeT-A Contains a Bidirectional Promoter that Initiates Divergent Transcription of piRNA Precursors in Drosophila Germline. // J Mol Biol. - 2017. - Vol. №429. -3280-3289 p.

2. Radion E, Morgunova V, Ryazansky S, Akulenko N, Lavrov S, Abramov Y, Komarov PA, Glukhov SI, Olovnikov I, Kalmykova A. Key role of piRNAs in telomeric chromatin maintenance and telomere nuclear positioning in Drosophila germline. // Epigenetics Chromatin. - 2018. - Vol. 11. №1. - 40 p.

Тезисы конференций:

1. Radion Elizaveta, Akulenko Natalia, Abramov Yuri, Kalmykova Alla. Chromatin structure of telomeric piRNA clusters in Drosophila germline. // International conference Chromosome 2015. Novosibirsk, Russia. 2015. - 45 p.

2. Radion Elizaveta, Ryazansky Sergey, Akulenko Natalia, Abramov Yuri and Kalmykova Alla. Drosophila telomeric retroelements in germline: differences in chromatin structure and piRNA production ability. // International Congress on Transposable Elements, Saint Malo, France. 2016. - 69 p.

3. E. Radion, N. Akulenko, S. Ryazansky, V. Morgunova, A. Kalmykova. Heterogeneity of telomeric piRNA clusters in Drosophila melanogaster germline. // The FEBS Young Scientists' Forum (YSF) and 42nd FEBS Congress, Jerusalem, Israel, 2017. The FEBS Journal. - №284 (Suppl. 1). - 220 p.

4. Radion E.I., Shmitko A.O., Ryazansky S.S., Olenkina O.M., Komarov P.A., Kalmykova A.I. The role of piRNA system in maintaining of chromatin structure of telomeric retrotransposon TART in Drosophila. // International conference Chromosome 2018. Novosibirsk, Russia. 2018.

Личное участие автора в проведении исследований

Представленные в работе результаты получены либо автором работы лично, либо при непосредственном участи автора. Лично автором проведены все эксперименты по иммунопреципитации хроматина, ПЦР, ОТ-ПЦР, ПЦР в реальном времени. При участии автора проведены такие эксперименты как получение библиотек коротких РНК, нозерн-блот анализ коротких РНК, ДНК-FISH гибридизация, совмещенная с иммуноокрашиванием. Имена соавторов, участвовавших в проведении экспериментов, указаны в соответствующих опубликованных работах

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы формирования теломерного хроматина в герминальных тканях самок Drosophila melanogaster»

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из введения, пяти глав («Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты», «Обсуждение»,

«Заключение») и выводов. Работа изложена на 151 странице, содержит 24 рисунка, а также 6 таблиц. Список литературы включает 176 источников.

1. Обзор литературы. 1.1. Теломеры Drosophila

1.1.1. Особенности структуры теломер D. melanogaster. Теломерные элементы

Теломера является консервативной структурой, расположенной на концах хромосом всех эукариот. Теломерная ДНК предохраняет генетический материал от деградации, вызванной концевой недорепликацией, а теломерный белковый комплекс препятствует узнаванию теломер системой репарации двунитевых разрывов ДНК, защищая концы хромосом от слияния. Таким образом, теломера играет важнейшую роль в обеспечении целостности генома. Несмотря на различия в структуре теломер разных организмов, функция теломер остается неизменной.

У большинства организмов теломеры образованы короткими повторами, которые вносятся ферментом теломеразой, обладающей ревертазной активностью. Однако в настоящее время известно множество примеров участия ретротранспозонов в образовании теломер. Ретротранспозоны обнаружены в теломерах у представителей нескольких царств эукариот, таких как Protozoa, Chromista, Plantae, Fungi и Animalia (Kordyukova et al. 2018b). Наиболее изученным примером альтернативной структуры теломер среди представителей царства Animalia являются теломеры D. melanogaster, состоящие исключительно из ретротранспозонов HeT-A, TAHRE и TART, а ген теломеразы, по-видимому, был утерян у данного вида (Рис. 1) (Biessmann et al. 1992; Levis et al. 1993; Abad et al. 2004b; Villasante et al. 2007; Pardue and DeBaryshe 2008; Shpiz et al. 2011). Все теломерные ретротранспозоны являются non-LTR ретротранспозонами, относящимися к группе jokey (Pardue and DeBaryshe 2011). Теломерные ретротранспозоны D. melanogaster способны перемещаться исключительно на конец хромосом, и располагаются в теломере только в одной ориентации -«голова к хвосту» относительно друг друга (Abad et al. 2004b). Однако стоит

отметить, что фрагменты элементов TART и HeT-A также обнаруживаются в районах перицентромерного и субтеломерного гетерохроматина, но отсутствуют в эухроматине. Считается, что гетерохроматиновая локализация фрагментов теломерных элементов является результатом рекомбинации, а не активных транспозиций (Traverse and Pardue 1988; Danilevskaya et al. 1993; Levis et al. 1993; Losada et al. 1997; Agudo et al. 1999; Losada et al. 1999; Abad et al. 2004a; George et al. 2006). Транспозиции теломерных элементов на конец хромосомы происходят с очень низкой частотой (2*10-3 - 2*10-5 на поколение (Kahn et al. 2000), а вероятность присоединения к теломере каждого из трех теломерных элементов не зависит от предсуществующей теломерной последовательности (Sheen and Levis 1994; Kahn et al. 2000). Это приводит к тому, что последовательности теломер разных плечей хромосом, равно как и теломер негомологичных хромосом, сильно отличаются друг от друга представленностью и количеством копий теломерных элементов (Levis et al. 1993; George et al. 2006). Более того, так как в каждом цикле деления клетки теломеры укорачиваются, теломеры содержат большое количество усеченных копий теломерных элементов (Abad et al. 2004b).

Теломерные элементы различаются по своим размерам и структуре. Например, наиболее представленный в теломерах ретротранспозон HeT-A имеет только одну открытую рамку считывания (ОРС) - GAG ОРС, и не кодирует собственную обратную транскриптазу, то есть является неавтономным теломерным элементом (George et al. 2006). Предполагается, что для транспозиции HeT-A использует обратную транскриптазу других теломерных элементов - TART и/или TAHRE (Levis et al. 1993; Rashkova 2002; Abad et al. 2004b). Оба этих элемента имеют две ОРС и, соответственно, кодируют собственную обратную транскриптазу. Помимо ОРС, все теломерные элементы содержат продолжительные 5'- и З'-нетранслируемые области (НТО).

А.

Рисунок 1. A. Схема расположения теломерных ретроэлементов в теломере D. melanogaster. Теломерные элементы располагаются в ориентации «голова к хвосту» относительно друг друга (по (Kordyukova et al. 2018b), с изменениями). Б. Структура теломерных ретротранспозонов D. melanogaster. Ретротранспозоны: HeT-A (Heterochromatic repeats A), TAHRE (Telomere Associated and HeT-A Related) и TART (Telomere Associated Retrotransposon). Серым пунктиром обозначены гомологичные последовательности ретротранспозонов HeT-A и TAHRE. Светло-серым обозначены 5'- и 3'-НТО; белым - GAG ОРС; темно-серым - ОРС Pol, кодирующая эндонуклеазу (EN) и обратную транскриптазу (RT). Белыми стрелками обозначены прямые неконцевые повторы элемента TART. (A)n - поли (А)-хвост. Черными стрелками обозначены примерные позиции смысловых и антисмысловых промоторов (по (Casacuberta 2017), с изменениями).

Интересно отметить, что наличие протяженной НТО является нетипичной характеристикой для ретротранспозонов группы jokey (Pardue and DeBaryshe 2008). НТО теломерных элементов сильно варьируют по последовательности и длине между семействами и подсемействами теломерных элементов. Например, в подсемействах TART - TART-A, TART-B и TART-C - последовательности ОРС идентичны на 90%, в то время как последовательность и длина их 3'-НТО является отличительной особенностью каждого TART подсемейства (Sheen and Levis 1994; Maxwell et al. 2006). Также стоит отметить еще одну особенность элементов подсемейства TART: наличие в их 5'- и 3'-НТО так называемых прямых неконцевых повторов, идентичных между 5'- и 3'-НТО (Maxwell et al. 2006; Silva-Sousa et al. 2012)

Элемент TAHRE, охарактеризованный последним из всех теломерных элементов, имеет значительную гомологию с элементом HeT-A. Данная гомология заключается в том, что 5'-НТО, ОРС-1 и 3'-НТО TAHRE в высокой степени сходны с таковыми элемента HeT-A, однако ОРС-2 TAHRE кодирует обратную транскриптазу, имеющую некоторое сходство с обратной транскриптазой TART (Abad et al. 2004c; Silva-Sousa et al. 2012). Возможно, что подобная структура элемента TAHRE объясняется рекомбинацией между элементами HeT-A и TART, либо, как альтернативная гипотеза, TAHRE может являться предковым элементом для HeT-A (Abad et al. 2004c).

1.1.2. Механизм удлинения теломер у Drosophila

Механизм удлинения теломер у видов, обладающих теломеразой, довольно консервативен. У Drosophila нет теломеразы, однако механизм удлинения теломер, основанный на транспозициях мобильных элементов, имеет функциональное сходство с теломеразной системой (Kordyukova et al. 2018b), а присоединение теломерных элементов напоминает механизм

работы теломеразы (Pardue and DeBaryshe 2008). Данное сходство заключается в том, что в обоих случаях для удлинения теломер необходим белок, обладающий активностью обратной транскриптазы, который в комплексе с РНК взаимодействует с выступающим концом хромосомы. РНК здесь служит матрицей для процесса обратной транскрипции. У млекопитающих и дрожжей функционально активный теломеразный комплекс образован теломерной РНК (TER1 у S.pombe и TR/TERC у млекопитающих) и каталитической белковой субъединицей - обратной транскриптазой (Trtl у S.pombe и TERT у млекопитающих) (Armstrong and Tomita 2017). У D. melanogaster вместо теломеразы в качестве каталитической белковой субъединицы выступает ревертаза элементов TART и/или TAHRE, а в качестве РНК-компонента - транскрипты теломерных элементов, главным образом HeT-A. Таким образом, взаимодействие теломерных элементов обеспечивает функциональное замещение теломеразы.

В настоящее время механизм транспозиции non-LTR ретроэлементов хорошо изучен. Предполагается, что механизм, использующийся теломерными ретротранспозонами схож с таковым других non-LTR ретроэлементов, однако имеет при этом несколько особенностей. В общем случае транспозиция non-LTR ретротранспозонов происходит следующим образом (Casacuberta 2017): полноразмерные транскрипты non-LTR ретротранспозона полиаденилируются и затем экспортируются из ядра в цитоплазму, где происходит трансляция их ОРС. В силу так называемого цис-предпочтения, новосинтезированные белки связывают транскрипт, служивший матрицей для их синтеза (Wei et al. 2001). Образованные таким образом рибонуклеопротеиновые частицы (РНП) транспортируются в ядро. Далее, мРНК non-LTR ретротранспозонов, транспортированная в ядро в составе РНП, подвергается обратной транскрипции. Непосредственно в процессе обратной транскрипции мРНК-интермедиат МЭ встраивается в цепь ДНК-мишени, при этом однонитевой разрыв в ДНК-мишень вносит

кодируемая ретротранспозоном эндонуклеаза. Кроме того, ретротранспозоны способны использовать разрывы ДНК или концы хромосом для ретротранспозиций. Именно таким образом, как считается, возникли первичные теломеры - в результате присоединения ретротранспозонов к концам первичных линейных хромосом (Garavis et al. 2013). При этом ревертаза МЭ использует 3'-конец разрыва ДНК-мишени в качестве затравки для обратной транскрипции первой цепи ретротранспозона; матрицей для первой цепи его ДНК служит транскрипт МЭ. Наконец, после синтеза второй цепи, происходит окончательная встройка новой копии ретротранспозона в ДНК-мишень (Luan et al. 1993).

Предполагаемый механизм транспозиции теломерных элементов имеет ряд отличий от канонического механизма для non-LTR ретротранспозонов. Во-первых, элемент HeT-A не имеет ОРС pol и не кодирует собственную обратную транскриптазу. Следовательно, для своей транспозиции HeT-A использует ревертазу других теломерных элементов. Во-вторых, так как транспозиции теломерных элементов происходят на конец хромосомы, они, по-видимому, не нуждаются во внесении дополнительного однонитевого разрыва в ДНК-мишень. Однако интересно отметить, что ответственные за эндонуклеазную активность аминокислотные остатки в ОРС-2 TART являются консервативными, что указывает на необходимость эндонуклеазной активности для транспозиции теломерных элементов (Casacuberta and Pardue 2005). Возможно, что и в данном случае происходит никирование ДНК-мишени, однако оно осуществляется в непосредственной близости от конца теломерной ДНК (Casacuberta 2017). В конечном счете, транспозиция теломерных элементов на конец хромосомы приводит к тому, что 3'-конец каждого теломерного элемента направлен в сторону центромеры (Mason et al. 2008; Pardue and DeBaryshe 2008) (Рис. 2).

Интересным является вопрос о таргетировании теломерных ретротранспозонов на конец хромосомы. Предполагается, что специфичный

паттерн их транспозиции обеспечивается локализацией ОАО-белков теломерных элементов исключительно на конце хромосом.

Рисунок 2. Механизм транспозиции теломерных элементов на конец хромосомы. Для упрощения на схеме представлен только элемент HeT-A. Использованы следующие условные обозначения: черная тонкая округлая линия изображает ядерные мембраны; толстые черные стрелки - последовательные шаги цикла репликации теломерного элемента HeT-A; выноска в черном прямоугольнике соответствует схеме таргетирования HeT-A РНП на конец хромосомы; короткие голубые стрелки соответствуют теломерному элементу HeT-A в составе теломерных повторов; волнистые голубые линии соответствуют полиаденилированным транскриптам HeT-A; ААА - поли А-хвост; голубые овалы соответствуют GAG HeT-A; красные круги - субъединицы рибосомы, красный многоугольник - ДНК-полимераза, необходимая для синтеза второй цепи теломерной ДНК; Moi, Tea, Ver - белки терминина (по (Casacuberta 2017), с изменениями)

Действительно, было показано, что GAG HeT-A локализуется на теломерах не только у D. melanogaster, но и на теломерах вида D. virilis, отделившегося от D. melanogaster 60 млн. лет назад (Casacuberta et al. 2007). Более того, теломерная локализация GAG HeT-A необходима для теломерной локализации GAG TART (Rashkova 2002). Привлечение к теломере GAG TART с помощью GAG HeT-A, возможно, способствует участию ревертазы TART в транспозиции HeT-A (Pardue and DeBaryshe 2011). GAG элемента TAHRE локализуется в основном в цитоплазме близко к ядерной мембране, при этом для транспортировки GAG TAHRE к теломере также необходим GAG HeT-A (Fuller et al. 2010).

Таким образом, в результате взаимодействия продуктов ОРС теломерных элементов может достигаться специфичный паттерн их транспозиции на конец хромосомы. Однако результаты, описанные в упомянутых работах, были получены с использованием гиперэкспрессированных в клеточных линиях GAG-белков теломерных элементов, слитых с флуоресцентными белками. Полученные в таких системах результаты нуждаются в подтверждении на уровне тканей и организма.

1.1.3. Теломерный защитный комплекс

Так как теломеры представляют собой, по сути, двунитевые разрывы в ДНК, необходимо наличие системы, защищающей концы хромосом от слияния друг с другом. Данную функцию выполняет теломерный белковый комплекс. У млекопитающих теломерный защитный комплекс носит название шелтерин (Рис. 3, А, В), и состоит из следующих белков: TRF1 и TRF2 (Telomeric Repeat binding Factor 1 и 2), POT1 (Protection Of Telomeres 1), TIN2 (TRF2- and TRF1-Interacting Nuclear protein 2), Rap1 (Repressor/Activator Protein 1) и TPP1 (Palm and de Lange 2008). Связываясь с концом хромосомы, белки шелтерина формируют так называемую

«телосому» (Хт et а1. 2008), функцией которой является защита теломерной ДНК от узнавания системой репарации двунитевых разрывов.

A. Б.

Шелтерин Т|М2 ТРР1 РОТ1 ТНР2 £

ь .лШ* л

B.

Опосредованный теломеразой механизм поддержания теломер Шелтерин TRFI, TRF2, RAPI. TIN2

вносимые теломеразой короткие повторы

Механизм поддержания теломер у Drosophila Термнннн НОАР, Hip-Hop

f—

1 Moi, Ver, Tea

Рисунок 3. Теломерные белковые комплексы: шелтерин и терминин. А. Структура шелтерина - теломерного защитного комплекса млекопитающих: белки TRF1 и TRF2 связываются с двунитевыми участками теломерной ДНК, POT1 связывается с однонитевым участком теломерной ДНК. Белки TPP1 и TIN2 соединяют POT1 c TRF1 и TRF2 (по (de Lange 2009), с изменениями). Б. Структура терминина - теломерного защитного комплекса D. melanogaster: белки HOAP и Hip-Hop взаимодействуют с двунитевым участком теломерной ДНК; белки Moi, Ver и Tea узнают однонитевую часть теломерной ДНК и формируют MTV-комплекс (По (Raffa et al. 2013; Zhang et al. 2016), с изменениями). B. Функциональное сходство шелтерина и терминина. Показано, что в обеих системах присутствуют как связывающие двунитевую теломерную ДНК белки (TRF1, TRF2, а также связывающиеся с ними RAP1 и TIN2 у млекопитающих; HOAP, HipHop у D. melanogaster), так и связывающие однонитевые участки теломерной ДНК белки (POT1 у млекопитающих и Moi, Ver, Tea у D. melanogaster) (по (Cheng et al. 2017), с изменениями).

( I теломерные ретротранспозоны

Более того, показано, что шелтерин также участвует в инициации полуконсервативной репликации теломерной ДНК, а также регулирует опосредованное теломеразой удлинение теломеры (Schmutz and de Lange 2016). Концы теломерной ДНК D. melanogaster также защищены белковым комплексом, который носит название «терминин» (Рис. 3, Б, В). В состав данного комплекса входят следующие белки: HOAP (HP1/ORC-associated protein), HipHop, Moi (Modigliani), Ver (Verrocchio) и Tea (Raffa et al. 2011; Zhang et al. 2016). Взаимодействуя с теломерой, белки терминина предохраняют концы хромосом от слияния друг с другом. Интересно отметить, что некоторые белки терминина не являются эволюционно консервативными и присутствуют только у Diptera (Raffa et al. 2011; Raffa et al. 2013; Zhang et al. 2016), но в то же время белок Ver обладает структурной гомологией с белком Stn1, компонентом теломерного комплекса у дрожжей. Таким образом, в процессе эволюции произошло независимое образование структур, выполняющих одну и ту же жизненно важную функцию.

1.1.4. Транскрипция теломер

Помимо механизмов элонгации и защиты теломер, не меньший интерес представляет процесс транскрипции теломер. Интересно отметить, что изначально теломеры считались транскрипционно неактивным гетерохроматиновым компартментом. Однако впоследствии было обнаружено, что теломерная область хромосом млекопитающих транскрибируется с образованием некодирующих транскриптов - TERRA (Telomeric Repeat-containing RNA) (Azzalin et al. 2007). Транскрипция TERRA в клетках человека начинается в субтеломерной и достигает теломерной области. Часть образованных транскриптов остается ассоциированной с теломерным хроматином. Еще одним примером транскрипции теломер является обнаруженные у S.pombe антисмысловые транскрипты С-богатой

теломерной области, получившие название ARIA (Bah et al. 2012). Теломерные транскрипты обнаруживаются у многих организмов - у млекопитающих, птиц, дрожжей и растений (Solovei et al. 1994; Azzalin et al. 2007; Vrbsky et al. 2010; Bah et al. 2012). В настоящее время процесс образования теломерных транскриптов хорошо изучен. Показано, что у млекопитающих и дрожжей теломерная транскрипция осуществляется РНК-полимеразой II (Schoeftner and Blasco 2008). Также продемонстрировано, что у S. pombe и у человека теломерные транскрипты кэпированы и полиаденилированы (Porro et al. 2010). Более того, в настоящее время охарактеризованы промоторные области для TERRA-транскриптов в субтеломерных областях некоторых хромосом (Bah et al. 2012). Показано, что промоторные области TERRA содержат кластеры из метилированных СpG-богатых последовательностей, которые связываются РНК-полимеразой II (Nergadze et al. 2009). Роль TERRA до конца неясна и активно исследуется. Согласно одному из предположений, TERRA является частью ДНК-репарационного комплекса, активирующегося при дисфункции теломер. При дисфункции теломерного защитного белкового комплекса (шелтерина) стимулируется взаимодействие транскрипционного фактора MLL с белком p53. Далее образовавшийся комплекс связывается с промотором TERRA и активирует ее транскрипцию. Активная транскрипция TERRA, в свою очередь, способствует привлечению к теломере факторов, участвующих в репарации ДНК (Caslini et al. 2009). Также известно, что TERRA играет структурную роль в поддержании теломерного хроматина, связывая теломерные белки, а также факторы ремоделирования хроматина (Deng et al. 2009; Porro et al. 2010).

Теломеры D. melanogaster также транскрибируются. Известно, что теломерные элементы HeT-A, TART и TAHRE содержат промоторы, расположенные в смысловой и антисмысловой ориентациях (Danilevskaya et al. 1997; Maxwell et al. 2006). Тандемное расположение теломерных элементов в теломере обеспечивает наличие множества точек инициации

транскрипции, что приводит в конечном итоге к транскрипции обеих цепей теломерной последовательности. Таким образом, в настоящее время теломеру можно определить как нуклеопротеиновый комплекс, состоящий не только из ДНК и белков, но также и из РНК.

1.1.5. Субтеломерная область хромосом D. melanogaster

Субтеломерная область (telomere-associated sequence, TAS), располагающаяся между генами и теломерными повторами, присутствует у множества видов и служит «транзитной зоной» между теломерой и богатой генами областью. У Drosophila она представлена сателлит-подобными повторами и обрывками МЭ, и различается по длине и составу между хромосомами одного вида (Рис. 4) (Asif-Laidin et al. 2017). Секвенирование точной последовательности субтеломерной области D. melanogaster не представляется возможным в силу ее обогащенности повторами. В результате исследования отдельных геномных клонов, картирующихся на субтеломерные районы, было охарактеризовано несколько типов TAS повторов, характерных для разных хромосом D. melanogaster. Так, показано, что TAS на плечах хромосом X, 2R и 3R содержат схожие последовательности, объединенные в семейство TAS-R. Их общей чертой является наличие укороченных длинных концевых повторов (Long-Terminal Repeats, LTR) ретротранспозона invader4 (inv4) (Karpen and Spradling 1992).

Рисунок 4. Структура субтеломерной области хромосом D. melanogaster. Схема структуры повторов семейства TAS-R: X-TAS (A), 2R-TAS (Б), 3R-TAS (В), расположенных на хромосомах X, 2 и 3, соответственно. Серым цветом обозначены области, содержащие фрагменты LTR ретротранспозона invader4. Голубым, розовым, зеленым и желтым цветами обозначены области повторов T1, Т2, Т3 и Т4, соответственно. Данные типы повторов представляют собой сателлитные повторы, не имеющие гомологии с мобильными элементами. Семейство повторов TAS-L (Г) расположено на хромосомах 2L и 3L (по (Asif-Laidin et al. 2017), с изменениями).

Другое семейство TAS-областей, расположенных на плечах хромосом 2L и 3L (семейство TAS-L), лишено inv4 LTR. Эта группа представлена некодирующими повторами, не имеющими гомологии с мобильными элементами (Walter et al. 1995) (Рис. 4). Субтеломерные последовательности не являются консервативными областями генома. Это чрезвычайно динамичная и вариабельная область хромосом. Предполагается, что вариабельность субтеломерных областей необходима для обеспечения быстрой адаптивной эволюции (Mefford and Trask 2002).

1.1.6. Позиционирование и кластеризация теломер в ядрах интерфазных клеток различных организмов

Теломера - универсальная структура, присутствующая на концах хромосом всех эукариот. Роль теломеры не ограничивается защитой концов хромосом от слияния друг с другом и защите генома от недорепликации. В настоящее время имеются данные, указывающие на участие теломер в процессах сближения и конъюгации гомологичных хромосом в мейозе, в сегрегации хромосом в митозе и мейозе, а также в организации расположения генетического материала в интерфазном ядре (Pandita et al. 2007). Варианты позиционирования теломер в ядре, их взаимодействия с ядерной оболочкой и различными ядерными компартментами чрезвычайно различаются как между организмами, так и между различными клетками одного организма (Novo and Londono-Vallejo 2013).

Ранние исследования локализации теломер в интерфазном ядре млекопитающих, проводимые на лимфоцитах мышей, показали распределение теломер во всем объеме ядра, без наличия какой-либо полярности (Vourc'h et al. 1993). Подобный паттерн ядерной локализации теломер был подтвержден в более поздних исследованиях, проведенных на различных типах клеток человека, таких как первичные миобласты, мышечные клетки и фибробласты. Было показано, что 83% теломерных сигналов находятся во внутреннем пространстве ядра, без какой-либо периферической локализации (Tam et al. 2004). Таким образом, можно утверждать, что большая часть теломерных последовательностей в интерфазном ядре клеток млекопитающих не имеет периферической локализации, что также совпадает с результатами, полученными на клетках человека линии HeLA (Nagele et al. 2001). Однако имеются некоторые исключения из основного правила. Так, например, известно, что теломеры 4q и, в меньшей степени, 10q, имеют периферическую локализацию в

интерфазном ядре клеток человека (Tam et al. 2004; Ottaviani et al. 2009). Возможно, этот феномен объясняется наличием в их субтеломерных областях В474-повторов, ассоциированных с периферической локализацией хромосом в интерфазном ядре (Ottaviani et al. 2009). Еще одним интересным наблюдением относительно расположения теломер в интерфазном ядре человека является обнаружение корреляции между ядерной локализацией теломер и временем их репликации - более поздне-реплицируемые теломеры - 2p, 3p, 4q, 6q и 12q имеют тенденцию к более периферической локализации, напротив, теломеры 1p, 5p, 12p и 17q, реплицирующиеся в первой половине S-фазы, располагаются во внутреннем объеме ядра (Arnoult et al. 2010). Таким образом, общее правило расположения теломер в пространстве ядра человеческих клеток совпадает с тем фактом, что репликация теломер человека не является поздней (Wright et al. 1999)

В отличие от млекопитающих, где периферическая локализация теломер не является правилом, у дрожжей S. cerevisiae в интерфазном ядре теломеры формируют прикрепленные к ядерной мембране кластеры (Gotta et al. 1996; Gotta and Cockell 1997; Laroche et al. 1998; Tham et al. 2001; Hediger et al. 2002). При этом количество кластеров намного меньше, чем количество теломер: 32 теломеры в гаплоидном наборе формируют обычно 3-6 кластеров (Palladino et al. 1993; Gotta et al. 1996). Интересно отметить, что позиции теломерных фокусов в пространстве ядра нестабильны - так же как и теломеры млекопитающих, теломерные кластеры у дрожжей динамичны и перемещаются внутри ядра (Therizols et al. 2010). Также подобная кластеризация теломер показана у дрожжей S. pombe (Chikashige et al. 2009; Fujita et al. 2012). Ассоциация теломер у S. cerevisiae с периферией ядра зависит, как минимум, от двух белков - Esc1 и Mps3 (Kupiec 2014). Белок Esc1 взаимодействует с С-концом белка Sir4, представленного в большом количестве в теломерных кластерах. Белки SIR (Sir2, Sir3 и Sir4) образуют SIR комплекс, взаимодействующий с гистонами и осуществляющий сайленсинг генов у дрожжей S. cerevisiae. В свою очередь, SIR комплекс

привлекается на теломеры с помощью белка Rapl, связывающегося с двунитевым участком теломерной ДНК. Белок Mps3, расположенный на периферии ядра, имеет протяженный N-концевой домен, протянутый во внутреннюю область ядра и способный взаимодействовать с белками Sir4 и Ku (Yku80 и Yku70), связанными с теломерной ДНК. Показано, что делеция N-концевого домена белка Mps3 приводит к нарушению периферической локализации теломер (Bupp et al. 2007; Kupiec 2014). Также интересно отметить, что сумоилирование белков Sir4 и Yku80 может играть роль в поддержании расположения теломер на периферии ядра у дрожжей -показано, что отсутствие сумоилирования приводит к нарушениям в расположении теломерных кластеров (Ferreira et al. 2011; Hang et al. 2011; Kupiec 2014).

Рассматривая феномен специфического расположения теломер на периферии ядра интерфазных клеток, немаловажно задаться вопросом о его биологической значимости. Предполагается, что периферическое расположение теломер в ядре может быть связано с пониженной способностью к рекомбинации теломерных последовательностей. Действительно, показано, что мутация в гене, кодирующем белок Yku80, участвующий в заякоривании дрожжевых теломер на мембране, приводит к усилению рекомбинации между нетеломерными и теломерными последовательностями (Marvin et al. 2009a; Marvin et al. 2009b; Kupiec 2014). Помимо этого, существуют данные о том, что периферическое расположение теломер усиливает сайленсинг расположенных рядом последовательностей.

Наконец, не менее интересную проблему представляет локализация теломер в интерфазном ядре D. melanogaster, однако в настоящий момент малое количество исследований посвящено этому вопросу. В работе Wesolowska et al. 2013, (Wesolowska et al. 2013) авторы исследовали локализацию теломер в ядрах эмбрионов D. melanogaster, находящихся на стадии синцитиальной бластодермы. В процессе развития эмбриона D. melanogaster данная стадия характеризуется формированием монослоя ядер

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Радион, Елизавета Ивановна, 2018 год

7. Список литературы

1. Abad JP, de Pablos B, Agudo M, Molina I, Giovinazzo G, Martin-Gallardo A, Villasante A. Genomic and cytological analysis of the Y chromosome of Drosophila melanogaster: telomere-derived sequences at internal regions. //Chromosoma. - 2004a. - Vol. № 113. - P. 295-304.

2. Abad JP, De Pablos B, Osoegawa K, De Jong PJ, Martin-Gallardo A, Villasante A. Genomic analysis of Drosophila melanogaster telomeres: full-length copies of HeT-A and TART elements at telomeres. //Mol Biol Evol. -2004b. - Vol. № 21. - P. 1613-1619.

3. Abad JP, De Pablos B, Osoegawa K, De Jong PJ, Martin-Gallardo A, Villasante A. TAHRE, a novel telomeric retrotransposon from Drosophila melanogaster, reveals the origin of Drosophila telomeres. //Mol Biol Evol. -2004c. - Vol. № 21. - P.1620-1624.

4. Agudo M, Losada A, Abad JP, Pimpinelli S, Ripoll P, Villasante A. Centromeres from telomeres? The centromeric region of the Y chromosome of Drosophila melanogaster contains a tandem array of telomeric HeT-A- and TART-related sequences. //Nucleic Acids Res. - 1999. - Vol. № 27. - P. 33183324.

5. Akkouche A, Mugat B, Barckmann B, Varela-Chavez C, Li B, Raffel R, Pelisson A, Chambeyron S. Piwi Is Required during Drosophila Embryogenesis to License Dual-Strand piRNA Clusters for Transposon Repression in Adult Ovaries. //Mol Cell. - 2017.

6. Akulenko N, Ryazansky S, Morgunova V, Komarov PA, Olovnikov I, Vaury C,

Jensen S, Kalmykova A. Transcriptional and chromatin changes accompanying de novo formation of transgenic piRNA clusters. //RNA. -2018. - Vol. № 24. - P. 574-584.

7. Andersen PR, Tirian L, Vunjak M, Brennecke J. A heterochromatin-dependent

transcription machinery drives piRNA expression. //Nature. - 2017. - Vol. № 549. - P. 54-59.

8. Andreyeva EN, Belyaeva ES, Semeshin VF, Pokholkova GV, Zhimulev IF.

Three distinct chromatin domains in telomere ends of polytene chromosomes in Drosophila melanogaster Tel mutants. //J Cell Sci. - 2005. - Vol. № 118. -P.5465-5477.

9. Aravin AA, Hannon GJ, Brennecke J. The Piwi-piRNA pathway provides an

adaptive defense in the transposon arms race. //Science. - 2007a. - Vol. № 318. - P. 761-764.

10. Aravin AA, Sachidanandam R, Girard A, Fejes-Toth K, Hannon GJ. Developmentally regulated piRNA clusters implicate MILI in transposon control. //Science. - 2007b. - Vol. № 316. - P. 744-747.

11. Armstrong CA, Tomita K. Fundamental mechanisms of telomerase action in

yeasts and mammals: understanding telomeres and telomerase in cancer cells. //Open Biol. - 2017. - Vol.№ 7.

12. Arnoult N, Schluth-Bolard C, Letessier A, Drascovic I, Bouarich-Bourimi R,

Campisi J, Kim SH, Boussouar A, Ottaviani A, Magdinier F et al. Replication timing of human telomeres is chromosome arm-specific, influenced by subtelomeric structures and connected to nuclear localization. //PLoS Genet. -2010. - Vol. № 6. - e1000920.

13. Aschacher T, Wolf B, Enzmann F, Kienzl P, Messner B, Sampl S, Svoboda M, Mechtcheriakova D, Holzmann K, Bergmann M. LINE-1 induces hTERT and ensures telomere maintenance in tumour cell lines. //Oncogene. -2016. -Vol. № 35. - P. 94-104.

14. Asif-Laidin A, Delmarre V, Laurentie J, Miller WJ, Ronsseray S, Teysset L.

Short and long-term evolutionary dynamics of subtelomeric piRNA clusters in Drosophila. //DNA Res. - 2017. - Vol. №. 24. - P. 459-472.

15. Azzalin CM, Reichenbach P, Khoriauli L, Giulotto E, Lingner J. Telomeric

repeat containing RNA and RNA surveillance factors at mammalian chromosome ends. //Science. - 2007. - Vol.№ 318. - P. 798-801.

16. Bah A, Wischnewski H, Shchepachev V, Azzalin CM. The telomeric transcriptome of Schizosaccharomyces pombe. //Nucleic Acids Res. - 2012. -Vol.№40. - P. 2995-3005.

17. Bellen HJ, Levis RW, Liao G, He Y, Carlson JW, Tsang G, Evans-Holm M,

Hiesinger PR, Schulze KL, Rubin GM et al. The BDGP gene disruption project: single transposon insertions associated with 40% of Drosophila genes. //Genetics. -2004. - Vol.№167. - P. 761-781.

18. Biessmann H, Champion LE, O'Hair M, Ikenaga K, Kasravi B, Mason JM.

Frequent transpositions of Drosophila melanogaster HeT-A transposable elements to receding chromosome ends. //Embo J. - 1992. - Vol.№11. - P. 4459-4469.

19. Biessmann H, Prasad S, Semeshin VF, Andreyeva EN, Nguyen Q, Walter MF,

Mason JM. Two distinct domains in Drosophila melanogaster telomeres. //Genetics. -2005. - Vol. № 171. - P. 1767-1777.

20. Boivin A, Gally C, Netter S, Anxolabehere D, Ronsseray S. Telomeric associated sequences of Drosophila recruit polycomb-group proteins in vivo and can induce pairing-sensitive repression. //Genetics. -2003. - Vol.№ 164. -P. 195-208.

21. Brennecke J, Aravin AA, Stark A, Dus M, Kellis M, Sachidanandam R, Hannon GJ. Discrete small RNA-generating loci as master regulators of transposon activity in Drosophila. //Cell.- 2007. - Vol. № 128. - P. 1089-1103.

22. Brennecke J, Malone CD, Aravin AA, Sachidanandam R, Stark A, Hannon GJ.

An epigenetic role for maternally inherited piRNAs in transposon silencing. //Science. -2008. - Vol. № 322. - P.1387-1392.

23. Bupp JM, Martin AE, Stensrud ES, Jaspersen SL. Telomere anchoring at the

nuclear periphery requires the budding yeast Sad1-UNC-84 domain protein Mps3. //J Cell Biol. - 2007. - Vol.№ 179. - P. 845-854.

24. Casacuberta E. Drosophila: Retrotransposons Making up Telomeres. //Viruses.

-2017. - Vol. № 9.

25. Casacuberta E, Marin FA, Pardue ML. Intracellular targeting of telomeric retrotransposon Gag proteins of distantly related Drosophila species. //Proc Natl Acad Sci U S A. -2007. - Vol.№ 104. - P. 8391-8396.

26. Casacuberta E, Pardue ML. Coevolution of the telomeric retrotransposons across Drosophila species. //Genetics. -2002. - Vol. №.161. - P. 1113-1124.

27. Casacuberta E, Pardue ML. Transposon telomeres are widely distributed in the

Drosophila genus: TART elements in the virilis group. //Proc Natl Acad Sci U S A. - 2003. -Vol. № 100. - P. 3363-3368.

28. Casacuberta E, Pardue ML HeT-A and TART, two Drosophila retrotransposons with a bona fide role in chromosome structure for more than 60 million years. //Cytogenet Genome Res. -2005. - Vol.№ 110. - P. 152-159.

29. Caslini C, Connelly JA, Serna A, Broccoli D, Hess JL. MLL associates with

telomeres and regulates telomeric repeat-containing RNA transcription. //Mol Cell Biol. - 2009. - Vol. № 29. - P. 4519-4526.

30. Chen YC, Stuwe E, Luo Y, Ninova M, Le Thomas A, Rozhavskaya E, Li S,

Vempati S, Laver JD, Patel DJ et al. Cutoff Suppresses RNA Polymerase II Termination to Ensure Expression of piRNA Precursors. //Mol Cell. - 2016. -Vol. № 63. - P. 97-109.

31. Cheng L, Cui M, Rong YS. MTV sings jubilation for telomere biology in Drosophila. //Fly (Austin). - 2017. - P. 1-5.

32. Chikashige Y, Yamane M, Okamasa K, Tsutsumi C, Kojidani T, Sato M, Haraguchi T, Hiraoka Y. Membrane proteins Bqt3 and -4 anchor telomeres to the nuclear envelope to ensure chromosomal bouquet formation. //J Cell Biol. - 2009. - Vol. №.187. - P. 413-427.

33. Czech B, Hannon GJ. One Loop to Rule Them All: The Ping-Pong Cycle and

piRNA-Guided Silencing. Trends Biochem //Sci. - 2016. - Vol. № 41. - P. 324-337.

34. Danilevskaya O, Lofsky A, Kurenova EV, Pardue ML. The Y chromosome of

Drosophila melanogaster contains a distinctive subclass of Het-A-related repeats. //Genetics. - 1993. -Vol. № 134. -P. 531-543.

35. Danilevskaya ON, Arkhipova IR, Traverse KL, Pardue ML. Promoting in tandem: the promoter for telomere transposon HeT-A and implications for the evolution of retroviral LTRs. //Cell. - 1997. - Vol.№ 88. - P. 647-655.

36. Danilevskaya ON, Tan C, Wong J, Alibhai M, Pardue ML. Unusual features of

the Drosophila melanogaster telomere transposable element HeT-A are conserved in Drosophila yakuba telomere elements. //Proc Natl Acad Sci U S A. -1998. - Vol.№ 95. - P. 3770-3775.

37. Danilevskaya ON, Traverse KL, Hogan NC, DeBaryshe PG, Pardue ML. The

two Drosophila telomeric transposable elements have very different patterns of transcription. //Mol Cell Biol. - 1999. - Vol. № 19. - P. 873-881.

38. de Lange T. How telomeres solve the end-protection problem. //Science. -2009. - Vol. № 326. - P. 948-952.

39. de Vanssay A, Bouge AL, Boivin A, Hermant C, Teysset L, Delmarre V, Antoniewski C, Ronsseray S. Paramutation in Drosophila linked to emergence of a piRNA-producing locus. //Nature. - 2012. - Vol. № 490. -P. 112-115.

40. Deng Z, Norseen J, Wiedmer A, Riethman H, Lieberman PM. TERRA RNA

binding to TRF2 facilitates heterochromatin formation and ORC recruitment at telomeres. //Mol Cell. - 2009. - Vol. № 35. - P. 403-413.

41. Dennis C, Brasset E, Sarkar A, Vaury C. Export of piRNA precursors by EJC

triggers assembly of cytoplasmic Yb-body in Drosophila. //Nat Commun. -2016. - Vol. № 7. - P. 13739.

42. Donertas D, Sienski G, Brennecke J. Drosophila Gtsf1 is an essential component of the Piwi-mediated transcriptional silencing complex. //Genes Dev. -2013. - Vol. № 27. -P. 1693-1705.

43. Ferreira HC, Luke B, Schober H, Kalck V, Lingner J, Gasser SM. The PIAS

homologue Siz2 regulates perinuclear telomere position and telomerase activity in budding yeast. //Nat Cell Biol. - 2011. - Vol. № 13. - P. 867-874.

44. Fujita I, Nishihara Y, Tanaka M, Tsujii H, Chikashige Y, Watanabe Y, Saito M, Ishikawa F, Hiraoka Y, Kanoh J. Telomere-nuclear envelope dissociation

promoted by Rap1 phosphorylation ensures faithful chromosome segregation. //Curr Biol. - 2012. - Vol. 22. -P. 1932-1937.

45. Fujiwara H, Osanai M, Matsumoto T, Kojima KK. Telomere-specific non-LTR

retrotransposons and telomere maintenance in the silkworm, Bombyx mori. //Chromosome Res. - 2005. - Vol. № 13. -P. 455-467.

46. Fuller AM, Cook EG, Kelley KJ, Pardue ML. Gag proteins of Drosophila telomeric retrotransposons: collaborative targeting to chromosome ends. //Genetics. - 2010. - Vol. № 184. -P. 629-636.

47. Gao G, Cheng Y, Wesolowska N, Rong YS. Paternal imprint essential for the

inheritance of telomere identity in Drosophila. //Proc Natl Acad Sci USA. -2011. - Vol. №108. -P. 4932-4937.

48. Garavis M, Gonzalez C, Villasante A. On the origin of the eukaryotic chromosome: the role of noncanonical DNA structures in telomere evolution. //Genome Biol Evol. - 2013. - Vol. №5. - P. 1142-1150.

49. George JA, DeBaryshe PG, Traverse KL, Celniker SE, Pardue ML. Genomic

organization of the Drosophila telomere retrotransposable elements. //Genome Res. - 2006. - Vol. №16. - P. 1231-1240.

50. Goriaux C, Desset S, Renaud Y, Vaury C, Brasset E. Transcriptional properties

and splicing of the flamenco piRNA cluster. //EMBO Rep. - 2014. -Vol. №15. - P. 411-418.

51. Gotta M, Cockell M. Telomeres, not the end of the story. //Bioessays. - 1997. -

Vol .№ 19. -P. 367-370.

52. Gotta M, Laroche T, Formenton A, Maillet L, Scherthan H, Gasser SM. The

clustering of telomeres and colocalization with Rap1, Sir3, and Sir4 proteins in wild-type Saccharomyces cerevisiae. //J Cell Biol. - 1996. -Vol. №134. -P. 1349-1363.

53. Gunawardane LS, Saito K, Nishida KM, Miyoshi K, Kawamura Y, Nagami T,

Siomi H, Siomi MC. A slicer-mediated mechanism for repeat-associated siRNA 5' end formation in Drosophila. //Science. - 2007. -Vol. № 315. -P. 1587-1590.

54. Han BW, Wang W, Li C, Weng Z, Zamore PD. Noncoding RNA. piRNA-

guided transposon cleavage initiates Zucchini-dependent, phased piRNA production. //Science. - 2015. -Vol. №348. -P. 817-821.

55. Hang LE, Liu X, Cheung I, Yang Y, Zhao X. SUMOylation regulates telomere

length homeostasis by targeting Cdc13. //Nat Struct Mol Biol. - 2011. -Vol. № 18. -P. 920-926.

56. Hayashi R, Schnabl J, Handler D, Mohn F, Ameres SL, Brennecke J. Genetic

and mechanistic diversity of piRNA 3'-end formation. //Nature. - 2016. -Vol. №. 539. -P. 588-592.

57. Hediger F, Neumann FR, Van Houwe G, Dubrana K, Gasser SM. Live imaging

of telomeres: yKu and Sir proteins define redundant telomere-anchoring pathways in yeast. //Curr Biol. - 2002. - Vol. №12. -P. 2076-2089.

58. Hirakata S, Siomi MC. piRNA biogenesis in the germline: From transcription

of piRNA genomic sources to piRNA maturation. //Biochim Biophys Acta. -2016. -Vol. №1859. -P. 82-92.

59. Hiraoka Y, Agard DA, Sedat JW. Temporal and spatial coordination of chromosome movement, spindle formation, and nuclear envelope breakdown during prometaphase in Drosophila melanogaster embryos. //J Cell Biol. -1990. - Vol. № 111. -P. 2815-2828.

60. Horwich MD, Li C, Matranga C, Vagin V, Farley G, Wang P, Zamore PD. The

Drosophila RNA methyltransferase, DmHen1, modifies germline piRNAs and single-stranded siRNAs in RISC. //Curr Biol. - 2007. - Vol. № 17. -P. 12651272.

61. Houwing S, Kamminga LM, Berezikov E, Cronembold D, Girard A, van den

Elst H, Filippov DV, Blaser H, Raz E, Moens CB et al. A role for Piwi and piRNAs in germ cell maintenance and transposon silencing in Zebrafish. //Cell. - 2007. - Vol. № 129. -P. 69-82.

62. Huang X, Fejes Toth K, Aravin AA. piRNA Biogenesis in Drosophila melanogaster. //Trends Genet. - 2017. - Vol. № 33. - P. 882-894.

63. Hur JK, Luo Y, Moon S, Ninova M, Marinov GK, Chung YD, Aravin AA.

Splicing-independent loading of TREX on nascent RNA is required for efficient expression of dual-strand piRNA clusters in Drosophila. //Genes Dev. - 2016. -Vol. № 30. -P. 840-855.

64. Ipsaro JJ, Haase AD, Knott SR, Joshua-Tor L, Hannon GJ. The structural biochemistry of Zucchini implicates it as a nuclease in piRNA biogenesis. //Nature. - 2012. - Vol. № 491. -P. 279-283.

65. Josse T, Teysset L, Todeschini AL, Sidor CM, Anxolabehere D, Ronsseray S..

Telomeric trans-silencing: an epigenetic repression combining RNA silencing and heterochromatin formation. //PLoS Genet. Vol. - 2007. - Vol. № 3. - P. 1633-1643.

66. Kaaij LJ, Hoogstrate SW, Berezikov E, Ketting RF. piRNA dynamics in divergent zebrafish strains reveal long-lasting maternal influence on zygotic piRNA profiles. //RNA. - 2013. - Vol. № 19. -P. 345-356.

67. Kahn T, Savitsky M, Georgiev P. Attachment of HeT-A sequences to chromosomal termini in Drosophila melanogaster may occur by different mechanisms. //Mol Cell Biol. -2000. - Vol. № 20. -P. 7634-7642.

68. Karpen GH, Spradling AC. Analysis of subtelomeric heterochromatin in the

Drosophila minichromosome Dp1187 by single P element insertional mutagenesis. //Genetics. - 1992. Vol. № 132. - P. 737-753.

69. Kawaoka S, Mitsutake H, Kiuchi T, Kobayashi M, Yoshikawa M, Suzuki Y,

Sugano S, Shimada T, Kobayashi J, Tomari Y et al. A role for transcription from a piRNA cluster in de novo piRNA production. //RNA. - 2012. - Vol. № 18. -P. 265-273.

70. Khurana JS, Wang J, Xu J, Koppetsch BS, Thomson TC, Nowosielska A, Li C,

Zamore PD, Weng Z, Theurkauf WE. Adaptation to P element transposon invasion in Drosophila melanogaster. //Cell. - 2011. -Vol. №147. -P. 15511563.

71. Khurana JS, Xu J, Weng Z, Theurkauf WE. Distinct functions for the Drosophila piRNA pathway in genome maintenance and telomere protection. //PLoS Genet. - 2010. -Vol. №6. e1001246.

72. Kirino Y, Mourelatos Z. The mouse homolog of HEN1 is a potential methylase

for Piwi-interacting RNAs. //RNA. - 2007a. -Vol. №13. -P. 1397-1401.

73. Kirino Y, Mourelatos Z.. Mouse Piwi-interacting RNAs are 2'-O-methylated at

their 3' termini. //Nat Struct Mol Biol. - 2007b. -Vol. №14. -P. 347-348.

74. Klattenhoff C, Xi H, Li C, Lee S, Xu J, Khurana JS, Zhang F, Schultz N,

Koppetsch BS, Nowosielska A et al. The Drosophila HP1 homolog Rhino is required for transposon silencing and piRNA production by dual-strand clusters. //Cell. - 2009. -Vol. №138. -P. 1137-1149.

75. Klenov MS, Lavrov SA, Stolyarenko AD, Ryazansky SS, Aravin AA, Tuschl

T, Gvozdev VA. Repeat-associated siRNAs cause chromatin silencing of retrotransposons in the Drosophila melanogaster germline. //Nucleic Acids Res. - 2007. -Vol. №35. -P. 5430-5438.

76. Klenov MS, Sokolova OA, Yakushev EY, Stolyarenko AD, Mikhaleva EA,

Lavrov SA, Gvozdev VA. Separation of stem cell maintenance and transposon silencing functions of Piwi protein. //Proc Natl Acad Sci U S A. -2011. - Vol. №108. -P. 18760-18765.

77. Kordyukova M, Morgunova V, Olovnikov I, Komarov PA, Mironova A, Olenkina OM, Kalmykova A. Subcellular localization and Egl-mediated transport of telomeric retrotransposon HeT-A ribonucleoprotein particles in the Drosophila germline and early embryogenesis. //PLoS One. - 2018a. -Vol. №13. e0201787..

78. Kordyukova MY, Olovnikov I, Kalmykova A. Transposon control mechanisms

in telomere biology. //Curr Opin Genet Dev. - 2018b. -Vol. №49. -P. 56-62.

79. Kupiec M. Biology of telomeres: lessons from budding yeast. //FEMS Microbiol Rev. - 2014. - Vol. №38. -P. 144-171.

80. Laroche T, Martin SG, Gotta M, Gorham HC, Pryde FE, Louis EJ, Gasser SM.

Mutation of yeast Ku genes disrupts the subnuclear organization of telomeres. //Curr Biol. - 1998. -Vol. №8. -P. 653-656.

81. Le Thomas A, Rogers AK, Webster A, Marinov GK, Liao SE, Perkins EM,

Hur JK, Aravin AA, Toth KF. Piwi induces piRNA-guided transcriptional silencing and establishment of a repressive chromatin state. //Genes Dev. -2013. -Vol. №27. -P. 390-399.

82. Le Thomas A, Stuwe E, Li S, Du J, Marinov G, Rozhkov N, Chen YC, Luo Y,

Sachidanandam R, Toth KF et al. Transgenerationally inherited piRNAs trigger piRNA biogenesis by changing the chromatin of piRNA clusters and inducing precursor processing. //Genes Dev. - 2014. -Vol. №28. - P. 16671680.

83. Levis RW, Ganesan R, Houtchens K, Tolar LA, Sheen FM. Transposons in

place of telomeric repeats at a Drosophila telomere. //Cell. - 1993. -Vol. №75. -P. 1083-1093.

84. Lewis SH, Quarles KA, Yang Y, Tanguy M, Frezal L, Smith SA, Sharma PP,

Cordaux R, Gilbert C, Giraud I et al. Pan-arthropod analysis reveals somatic piRNAs as an ancestral defence against transposable elements. //Nat Ecol Evol. - 2018. -Vol. №2. -P. 174-181.

85. Lim AK, Tao L, Kai T. piRNAs mediate posttranscriptional retroelement silencing and localization to pi-bodies in the Drosophila germline. //J Cell Biol. - 2009. -Vol. №186. -P. 333-342.

86. Losada A, Abad JP, Villasante A. Organization of DNA sequences near the

centromere of the Drosophila melanogaster Y chromosome. //Chromosoma. -1997. -Vol. №106. -P. 503-512.

87. Losada A, Agudo M, Abad JP, Villasante A. HeT-A telomere-specific retrotransposons in the centric heterochromatin of Drosophila melanogaster chromosome 3. //Mol Gen Genet. - 1999. -Vol. №262. -P. 618-622.

88. Luan DD, Korman MH, Jakubczak JL, Eickbush TH. Reverse transcription of

R2Bm RNA is primed by a nick at the chromosomal target site: a mechanism for non-LTR retrotransposition. //Cell. - 1993. - Vol. №72. - P. 595-605.

89. Malone CD, Brennecke J, Dus M, Stark A, McCombie WR, Sachidanandam R,

Hannon GJ. Specialized piRNA pathways act in germline and somatic tissues of the Drosophila ovary. //Cell. - 2009. -Vol. №137. - P. 522-535.

90. Marie PP, Ronsseray S, Boivin A. From Embryo to Adult: piRNA-Mediated

Silencing throughout Germline Development in Drosophila. //G3 (Bethesda). - 2017. - Vol. №7. -P. 505-516.

91. Marshall WF, Dernburg AF, Harmon B, Agard DA, Sedat JW. Specific interactions of chromatin with the nuclear envelope: positional determination within the nucleus in Drosophila melanogaster. //Mol Biol Cell. - 1996. -Vol. №7. -P. 825-842.

92. Marvin ME, Becker MM, Noel P, Hardy S, Bertuch AA, Louis EJ. The association of yKu with subtelomeric core X sequences prevents recombination involving telomeric sequences. //Genetics. - 2009a. - Vol. №183. -P. 453-467, 451SI-413SI.

93. Marvin ME, Griffin CD, Eyre DE, Barton DB, Louis EJ. In Saccharomyces

cerevisiae, yKu and subtelomeric core X sequences repress homologous recombination near telomeres as part of the same pathway. //Genetics. -2009b. - Vol. №183. -P. 441-451, 441SI-412SI.

94. Mason JM, Frydrychova RC, Biessmann H. Drosophila telomeres: an exception providing new insights. //Bioessays. - 2008. -Vol. №30. -P. 25-37.

95. Maxwell PH, Belote JM, Levis RW. Identification of multiple transcription

initiation, polyadenylation, and splice sites in the Drosophila melanogaster TART family of telomeric retrotransposons. //Nucleic Acids Res. - 2006. -Vol. №34. -P. 5498-5507.

96. Mefford HC, Trask BJ. The complex structure and dynamic evolution of human subtelomeres. //Nat Rev Genet. - 2002. -Vol. №3. -P. 91-102.

97. Mevel-Ninio M, Pelisson A, Kinder J, Campos AR, Bucheton A. The flamenco

locus controls the gypsy and ZAM retroviruses and is required for Drosophila oogenesis. //Genetics. - 2007. - Vol. №175. -P. 1615-1624.

98. Mohn F, Handler D, Brennecke J. Noncoding RNA. piRNA-guided slicing

specifies transcripts for Zucchini-dependent, phased piRNA biogenesis. //Science. - 2015. -Vol. №348. -P. 812-817.

99. Mohn F, Sienski G, Handler D, Brennecke J. The rhino-deadlock-cutoff complex licenses noncanonical transcription of dual-strand piRNA clusters in Drosophila. //Cell. - 2014. -Vol. №157. -P. 1364-1379.

100. Morgunova V, Akulenko N, Radion E, Olovnikov I, Abramov Y, Olenina LV, Shpiz S, Kopytova DV, Georgieva SG, Kalmykova A. Telomeric repeat silencing in germ cells is essential for early development in Drosophila. //Nucleic Acids Res. - 2015. -Vol. №43. -P. 8762-8773.

101. Morrish TA, Garcia-Perez JL, Stamato TD, Taccioli GE, Sekiguchi J, Moran JV. Endonuclease-independent LINE-1 retrotransposition at mammalian telomeres. //Nature. - 2007. -Vol. №446. -P. 208-212.

102. Muerdter F, Olovnikov I, Molaro A, Rozhkov NV, Czech B, Gordon A, Hannon GJ, Aravin AA. Production of artificial piRNAs in flies and mice. //RNA. - 2012. -Vol. №18. -P. 42-52.

103. Nagele RG, Velasco AQ, Anderson WJ, McMahon DJ, Thomson Z, Fazekas J, Wind K, Lee H. Telomere associations in interphase nuclei: possible role in maintenance of interphase chromosome topology. //J Cell Sci. - 2001. -Vol. №114. -P. 377-388.

104. Nergadze SG, Farnung BO, Wischnewski H, Khoriauli L, Vitelli V, Chawla R, Giulotto E, Azzalin CM. CpG-island promoters drive transcription of human telomeres. //RNA. - 2009. -Vol. №15. -P. 2186-2194.

105. Nishimasu H, Ishizu H, Saito K, Fukuhara S, Kamatani MK, Bonnefond L, Matsumoto N, Nishizawa T, Nakanaga K, Aoki J et al. Structure and function of Zucchini endoribonuclease in piRNA biogenesis. //Nature. - 2012. -Vol. №491. -P. 284-287.

106. Novo CL, Londono-Vallejo JA. Telomeres and the nucleus. //Semin Cancer Biol. - 2013. - Vol. №23. -P. 116-124.

107. Ohtani H, Iwasaki YW, Shibuya A, Siomi H, Siomi MC, Saito K. DmGTSF1 is necessary for Piwi-piRISC-mediated transcriptional transposon silencing in the Drosophila ovary. //Genes Dev. - 2013. -Vol. №27. -P. 1656-1661.

108. Olovnikov I, Aravin AA, Fejes Toth K. Small RNA in the nucleus: the RNA-chromatin ping-pong. //Curr Opin Genet Dev. - 2012. - Vol. №22. -P. 164171.

109. Olovnikov I, Ryazansky S, Shpiz S, Lavrov S, Abramov Y, Vaury C, Jensen S, Kalmykova A. De novo piRNA cluster formation in the Drosophila germ line triggered by transgenes containing a transcribed transposon fragment. //Nucleic Acids Res. - 2013. - Vol. №41. -P. 5757-5768.

110. Osanai M, Kojima KK, Futahashi R, Yaguchi S, Fujiwara H. Identification and characterization of the telomerase reverse transcriptase of Bombyx mori (silkworm) and Tribolium castaneum (flour beetle). //Gene. - 2006. -Vol. №376. - P. 281-289.

111. Ott KM, Nguyen T, Navarro C. The DExH box helicase domain of spindle-E is necessary for retrotransposon silencing and axial patterning during Drosophila oogenesis. //G3 (Bethesda). - 2014. -Vol. №4. -P. 2247-2257.

112. Ottaviani A, Schluth-Bolard C, Rival-Gervier S, Boussouar A, Rondier D, Foerster AM, Morere J, Bauwens S, Gazzo S, Callet-Bauchu E et al. Identification of a perinuclear positioning element in human subtelomeres that requires A-type lamins and CTCF. //EMBO J. - 2009. - Vol. №28. - P. 24282436.

113. Ozturk S, Sozen B, Demir N. Telomere length and telomerase activity during oocyte maturation and early embryo development in mammalian species. //Mol Hum Reprod. - 2014. - Vol. №20. - P. 15-30.

114. Palladino F, Laroche T, Gilson E, Axelrod A, Pillus L, Gasser SM. SIR3 and SIR4 proteins are required for the positioning and integrity of yeast telomeres. //Cell. - 1993. - Vol. №75. -P. 543-555.

115. Palm W, de Lange T. How shelterin protects mammalian telomeres. //Annu Rev Genet. - 2008. - Vol. №42. -P. 301-334.

116. Pandita TK, Hunt CR, Sharma GG, Yang Q. Regulation of telomere movement by telomere chromatin structure. //Cell Mol Life Sci. - 2007. - Vol. №64. -P. 131-138.

117. Pane A, Jiang P, Zhao DY, Singh M, Schupbach T. The Cutoff protein regulates piRNA cluster expression and piRNA production in the Drosophila germline. //Embo J. - 2011. - Vol. №30. -P. 4601-4615.

118. Pane A, Wehr K, Schupbach T. zucchini and squash encode two putative nucleases required for rasiRNA production in the Drosophila germline. //Dev Cell. - 2007. - Vol. №12. -P. 851-862.

119. Pardue ML, DeBaryshe PG. Drosophila telomeres: A variation on the telomerase theme. //Fly (Austin). - 2008. - Vol. №2. -P. 101-110.

120. Pardue ML, DeBaryshe PG. Retrotransposons that maintain chromosome ends. //Proc Natl Acad Sci U S A. - 2011. - Vol. №108. -P. 20317-20324.

121. Perrini B, Piacentini L, Fanti L, Altieri F, Chichiarelli S, Berloco M, Turano C, Ferraro A, Pimpinelli S. HP1 controls telomere capping, telomere elongation, and telomere silencing by two different mechanisms in Drosophila. //Mol Cell. - 2004. - Vol. №15. -P. 467-476.

122. Pezic D, Manakov SA, Sachidanandam R, Aravin AA. piRNA pathway targets active LINE1 elements to establish the repressive H3K9me3 mark in germ cells. //Genes Dev. - 2014. - Vol. №28. -P. 1410-1428.

123. Pirrotta V. Vectors for P-mediated transformation in Drosophila. //Biotechnology. - 1988. - Vol. №10. -P. 437-456.

124. Porro A, Feuerhahn S, Reichenbach P, Lingner J. Molecular dissection of telomeric repeat-containing RNA biogenesis unveils the presence of distinct and multiple regulatory pathways. //Mol Cell Biol. - 2010. - Vol. №30. -P. 4808-4817.

125. Post C, Clark JP, Sytnikova YA, Chirn GW, Lau NC. The capacity of target silencing by Drosophila PIWI and piRNAs. //RNA. - 2014. - Vol. №20. -P. 1977-1986.

126. Raffa GD, Cenci G, Ciapponi L, Gatti M. Organization and Evolution of Drosophila Terminin: Similarities and Differences between Drosophila and Human Telomeres. //Front Oncol. - 2013. - Vol. №3. -P. 112.

127. Raffa GD, Ciapponi L, Cenci G, Gatti M. Terminin: a protein complex that mediates epigenetic maintenance of Drosophila telomeres. //Nucleus. - 2011. - Vol. №2. - P. 383-391.

128. Rangan P, Malone CD, Navarro C, Newbold SP, Hayes PS, Sachidanandam R, Hannon GJ, Lehmann R. piRNA Production Requires Heterochromatin Formation in Drosophila. //Curr Biol. - 2011. - Vol. №21. -P. 1373-1379.

130. Rashkova S. Gag proteins of the two Drosophila telomeric retrotransposons are targeted to chromosome ends. //The Journal of cell biology. - 2002. -Vol. №159. -P. 397-402.

131. Rozhkov NV, Hammell M, Hannon GJ. Multiple roles for Piwi in silencing Drosophila transposons. //Genes Dev. - 2013. - Vol. №27. -P. 400-412.

132. Saito K, Sakaguchi Y, Suzuki T, Suzuki T, Siomi H, Siomi MC. Pimet, the Drosophila homolog of HEN1, mediates 2'-O-methylation of Piwi- interacting RNAs at their 3' ends. //Genes Dev. - 2007. - Vol. №21. -P. 1603-1608.

133. Sapetschnig A, Miska EA. Getting a grip on piRNA cluster transcription. //Cell. - 2014. - Vol. №157. -P. 1253-1254.

134. Savitsky M, Kravchuk O, Melnikova L, Georgiev P. Heterochromatin Protein 1 Is Involved in Control of Telomere Elongation in Drosophila melanogaster Heterochromatin Protein 1 Is Involved in Control of Telomere Elongation in Drosophila melanogaster. //Molecular and cellular biology. - 2002. - Vol. №22. -P. 3204-3218.

135. Savitsky M, Kwon D, Georgiev P, Kalmykova A, Gvozdev V. Telomere elongation is under the control of the RNAi-based mechanism in the Drosophila germline. //Genes Dev. - 2006. - Vol. №20. -P. 345-354.

136. Schmutz I, de Lange T. Shelterin. //Curr Biol. - 2016. -Vol. №26. - P. 397-

399.

137. Schoeftner S, Blasco MA. Developmentally regulated transcription of mammalian telomeres by DNA-dependent RNA polymerase II. //Nat Cell Biol. - 2008. - Vol. №10. -P. 228-236.

138. Scholes DT, Kenny AE, Gamache ER, Mou Z, Curcio MJ. Activation of a LTR-retrotransposon by telomere erosion. //Proc Natl Acad Sci US A. -2003. - Vol. №100. -P. 15736-15741.

139. Senti KA, Jurczak D, Sachidanandam R, Brennecke J. piRNA-guided slicing of transposon transcripts enforces their transcriptional silencing via specifying the nuclear piRNA repertoire. //Genes Dev. - 2015. - Vol. №29. -P. 17471762.

140. Sheen FM, Levis RW. Transposition of the LINE-like retrotransposon TART to Drosophila chromosome termini. //Proc Natl Acad Sci U S A. - 1994. -Vol. №91. -P. 12510-12514.

141. Shevelyov YY, Nurminsky DI. The nuclear lamina as a gene-silencing hub. //Curr Issues Mol Biol. - 2012. - Vol. №14. - P. 27-38.

142. Shimada Y, Mohn F, Buhler M. The RNA-induced transcriptional silencing complex targets chromatin exclusively via interacting with nascent transcripts. //Genes Dev. -2016. - Vol. №30. - P. 2571-2580.

143. Shpiz S, Kwon D, Rozovsky Y, Kalmykova A. rasiRNA pathway controls antisense expression of Drosophila telomeric retrotransposons in the nucleus. //Nucleic Acids Res. - 2009. -Vol. №37. -P. 268-278.

144. Shpiz S, Kwon D, Uneva A, Kim M, Klenov M, Rozovsky Y, Georgiev P, Savitsky M, Kalmykova A. Characterization of Drosophila telomeric retroelement TAHRE: transcription, transpositions, and RNAi-based regulation of expression. //Mol Biol Evol. - 2007. - Vol. №24. -P. 2535-2545.

145. Shpiz S, Olovnikov I, Sergeeva A, Lavrov S, Abramov Y, Savitsky M, Kalmykova A. Mechanism of the piRNA-mediated silencing of Drosophila

telomeric retrotransposons. //Nucleic Acids Res. - 2011. - Vol. №39. - P. 8703-8711.

146. Shpiz S, Ryazansky S, Olovnikov I, Abramov Y, Kalmykova A. Euchromatic transposon insertions trigger production of novel Pi- and endo-siRNAs at the target sites in the drosophila germline. //PLoS Genet. - 2014. - Vol. №10. - P. e1004138.

147. Sienski G, Batki J, Senti KA, Donertas D, Tirian L, Meixner K, Brennecke J.. Silencio/CG9754 connects the Piwi-piRNA complex to the cellular heterochromatin machinery. //Genes Dev. - 2015. - Vol. №29. -P. 22582271.

148. Sienski G, Donertas D, Brennecke J. Transcriptional silencing of transposons by piwi and maelstrom and its impact on chromatin state and gene expression. //Cell. - 2012. - Vol. №151. - P. 964-980.

149. Silva-Sousa R, Lopez-Panads E, Casacuberta E. Drosophila telomeres: an example of co-evolution with transposable elements. //Genome Dyn. - 2012. -Vol. №7.- P. 46-67.

150. Solovei I, Gaginskaya ER, Macgregor HC. The arrangement and transcription of telomere DNA sequences at the ends of lampbrush chromosomes of birds. //Chromosome. - 1994. - Vol. №2. -P. 460-470.

151. Song J, Liu J, Schnakenberg SL, Ha H, Xing J, Chen KC. Variation in piRNA and transposable element content in strains of Drosophila melanogaster. //Genome Biol Evol. - 2014. - Vol. №6. - P. 2786-2798.

152. Tam R, Smith KP, Lawrence JB. The 4q subtelomere harboring the FSHD locus is specifically anchored with peripheral heterochromatin unlike most human telomeres. //J Cell Biol. - 2004. - Vol. №167. -P. 269-279.

153. Tham WH, Wyithe JS, Ko Ferrigno P, Silver PA, Zakian VA. Localization of yeast telomeres to the nuclear periphery is separable from transcriptional repression and telomere stability functions. //Mol Cell. - 2001. - Vol. №8. - P. 189-199.

154. Therizols P, Duong T, Dujon B, Zimmer C, Fabre E. Chromosome arm length and nuclear constraints determine the dynamic relationship of yeast subtelomeres. //Proc Natl Acad Sci U S A. - 2010. - Vol. №107. - P. 20252030.

155. Thilagavathi J, Venkatesh S, Dada R. Telomere length in reproduction. //Andrologia. - 2013. - Vol. №45. - P. 289-304.

156. Thummel CS, Boulet AM, Lipshitz HD. Vectors for Drosophila P-element-mediated transformation and tissue culture transfection. //Gene. - 1988. - Vol. №74. -P. 445-456.

157. Traverse KL, Pardue ML. A spontaneously opened ring chromosome of Drosophila melanogaster has acquired He-T DNA sequences at both new telomeres. //Proc Natl Acad Sci U S A. - 1988. - Vol. №85. -P. 8116-8120.

158. Vagin VV, Sigova A, Li C, Seitz H, Gvozdev V, Zamore PD. A distinct small RNA pathway silences selfish genetic elements in the germline. //Science. -2006. - Vol. №313. - P. 320-324.

159. Villasante A, Abad JP, Planello R, Mendez-Lago M, Celniker SE, de Pablos B. Drosophila telomeric retrotransposons derived from an ancestral element that was recruited to replace telomerase. //Genome Res - 2007. - Vol. №17: -P. 1909-1918.

160. Vourc'h C, Taruscio D, Boyle AL, Ward DC. Cell cycle-dependent distribution of telomeres, centromeres, and chromosome-specific subsatellite domains in the interphase nucleus of mouse lymphocytes. //Exp Cell Res. -1993. - Vol. №205. - P. 142-151.

161. Vrbsky J, Akimcheva S, Watson JM, Turner TL, Daxinger L, Vyskot B, Aufsatz W, Riha K. siRNA-mediated methylation of Arabidopsis telomeres. //PLoS Genet. - 2010. -Vol. №6. e1000986.

162. Walter MF, Jang C, Kasravi B, Donath J, Mechler BM, Mason JM, Biessmann H. DNA organization and polymorphism of a wild-type Drosophila telomere region. //Chromosoma. - 1995. -Vol. №104. - P. 229241.

163. Wang SH, Elgin SC. Drosophila Piwi functions downstream of piRNA production mediating a chromatin-based transposon silencing mechanism in female germ line. //Proc Natl Acad Sci U S A. - 2011. -Vol. №108. - P. 21164-21169.

164. Wei W, Gilbert N, Ooi SL, Lawler JF, Ostertag EM, Kazazian HH, Boeke JD, Moran JV. Human L1 retrotransposition: cis preference versus trans complementation. //Mol Cell Biol. - 2001. - Vol. №21. - P. 1429-1439.

165. Wesolowska N, Amariei FL, Rong YS. Clustering and protein dynamics of Drosophila melanogaster telomeres. //Genetics. - 2013. - Vol. №195. - P. 381-391.

166. Wilczynska A, Minshall N, Armisen J, Miska EA, Standart N. Two Piwi proteins, Xiwi and Xili, are expressed in the Xenopus female germline. //RNA. - 2009. -Vol. №15. -P. 337-345.

167. Williams Z, Morozov P, Mihailovic A, Lin C, Puvvula PK, Juranek S, Rosenwaks Z, Tuschl T. Discovery and Characterization of piRNAs in the Human Fetal Ovary. //Cell Rep. - 2015. - Vol. №13. - P. 854-863.

168. Wright WE, Tesmer VM, Liao ML, Shay JW. Normal human telomeres are not late replicating. //Exp Cell Res. - 1999. -Vol. №251. - P. 492-499.

169. Xin H, Liu D, Songyang Z. The telosome/shelterin complex and its functions. //Genome Biol. - 2008. - Vol. №9. -P. 232.

170. Yu B, Cassani M, Wang M, Liu M, Ma J, Li G, Zhang Z, Huang Y. Structural insights into Rhino-mediated germline piRNA cluster formation. //Cell Res. -2015a. - Vol. №25. -P. 525-528.

171. Yu Y, Gu J, Jin Y, Luo Y, Preall JB, Ma J, Czech B, Hannon GJ. Panoramix enforces piRNA-dependent cotranscriptional silencing. //Science. - 2015b. -Vol. №350. - P. 339-342.

172. Zanni V, Eymery A, Coiffet M, Zytnicki M, Luyten I, Quesneville H, Vaury C, Jensen S. Distribution, evolution, and diversity of retrotransposons at the flamenco locus reflect the regulatory properties of piRNA clusters. //Proc Natl Acad Sci U S A. -2013. - Vol. №110. - P. - 19842-19847.

173. Zhang F, Wang J, Xu J, Zhang Z, Koppetsch BS, Schultz N, Vreven T, Meignin C, Davis I, Zamore PD et al. UAP56 couples piRNA clusters to the perinuclear transposon silencing machinery. //Cell. - 2012. - Vol. №151. - P. 871-884.

174. Zhang Y, Zhang L, Tang X, Bhardwaj SR, Ji J, Rong YS. MTV, an ssDNA Protecting Complex Essential for Transposon-Based Telomere Maintenance in Drosophila. //PLoS Genet. - 2016. - Vol. №12. e1006435.

175. Zhang Z, Wang J, Schultz N, Zhang F, Parhad SS, Tu S, Vreven T, Zamore PD, Weng Z, Theurkauf WE. The HP1 homolog rhino anchors a nuclear complex that suppresses piRNA precursor splicing. //Cell. -2014. - Vol. №157. - Р. 1353-1363.

176. Оловников ИА, Калмыкова АИ. piPHK кластеры как основной источник коротких РНК в терминальных тканях животных. //Биохимия. - 2013. - Т. №78. - С. 747-762.

Благодарности

Автор выражает глубокую признательность своему научному руководителю Калмыковой Алле Ивановне за предоставленную возможность работать в лаборатории, компетентное и чуткое руководство, ценные советы и понимание.

Автор выражает благодарность Акуленко Наталье Викторовне за продуктивное обсуждение результатов работы и помощь в постановке экспериментов на начальных этапах работы. Также автор выражает благодарность Оловникову Ивану Алексеевичу за помощь в приготовлении библиотек коротких РНК; Оленкиной Оксане Михайловне за консультации и помощь в проведении скрещиваний трансгенных линий мух; Рязанскому Сергею Сергеевичу за проведение биоинформатического анализа библиотек коротких РНК; Лаврову Сергею Александровичу за проведение подсчета расстояний от HeT-A-фокусов до ядерной оболочки; Моргуновой Валерии Витальевне за помощь в проведении ДНК-Е18И гибридизации; Кленову Михаилу Сергеевичу и Кордюковой Марии Юрьевне за критическое прочтение текста диссертации и ценные замечания.

Автор выражает глубокую признательность всем сотрудникам лаборатории исследования геномных повторов эукариот, а также сотрудникам отдела молекулярной генетики клетки Института молекулярной генетики Российской академии наук за теплую атмосферу в коллективе и поддержку в трудные моменты.

Кроме того, автор благодарит свою семью за моральную поддержку в трудные периоды работы.