Механизмы эксайтотоксичности при повторном действии глутамата: роль нарушения Са2+ и Na+ гомеостаза и функционального состояния митохондрий тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 14.03.03, кандидат наук Шарипов Ринат Рашидович

• Шарипов Ринат Рашидович
• кандидат наук
• 2018

Оглавление диссертации кандидат наук Шарипов Ринат Рашидович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

АКТУАЛЬНОСТЬ, ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ДАННЫХ ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Поражения мозга при ишемии

1.1.1. Ишемический инсульт

1.1.2. Моделирование ишемии

1.2. Возбуждающий нейромедиатор глутамат

1.2.1. Глутамат в норме

1.2.2. Рецепторы глутамата

1.2.3. Повышение уровня глутамата при ишемии

1.2.4. Glu-индуцированные повреждения клеток

1.3. Нарушения ионного гомеостаза при воздействии Glu

9+

1.3.1. Изменения [Ca ]i, развитие ОКД

1.3.2. Кальциевый гомеостаз

1.3.3. Изменения внутриклеточной концентрации Na+

1.4. Энергетический обмен в мозге

1.4.1. Энергетический обмен в здоровом мозге

1.4.2. Нарушения энергетического обмена при ишемии

1.4.3. Дыхательная цепь митохондрий и NADH

1.4.4. Изменения внутриклеточной концентрации АТФ

1.4.5. Роль митохондриальной поры в механизмах развития ОКД

1.5. МТТ-тесты и активность дегидрогеназ

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Приготовление первичных культур зернистых нейронов мозга крысы

2.2. Трансфекция нейрональных культур

2.3. Микрофлуориметрические исследования

2.4. Обработка результатов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Сенситизация нейронов к повторному действию Glu

2+

3.1.1. Сравнение изменений [Ca ]i и AYm при двукратном действии Glu

3.1.2. Сенситизация при пониженной концентрации внеклеточного

Ca2+ ([Ca2+]o)

2+

3.1.3. Сравнение динамики [Ca ]i и AYm при повторных воздействиях Glu

3.2. Динамика изменений [Ca ]i и AYm при повторном действии Glu в условиях «стронциевой» блокады PTP

3.3. Роль повышения протонной проводимости внутренней мембраны митохондрий в сенситизации

3.4. Динамика [NADH] во время и после Glu воздействия

3.5. Динамика изменений [АТФ]с и pHc во время и после воздействия Glu в индивидуальных нейронах

3.6. Исследование гомеостаза Na+

3.6.1. Изменения [Na+]i во время глутаматного воздействия и после него

3.6.2. Ответы нейронов на замену Na+ на непроникающий катион N-метил-Э-глюкозамин

3.7. Исследование активности дегидрогеназ нейронов с помощью восстановления МТТ до формазана

3.7.1. Сопоставление сигналов потенциал-зависимого флуоресцентного зонда и светопропускания в первичной культуре нейронов мозжечка

3.7.2. Влияние МТТ на флуоресценцию MTG и NADH-зависимую

автофлуоресценцию нейронов

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

АТФ

АФК

ДВК

МД

ОКД

ПМ

ЦНС

ЦТК

ЭТЦ

A^m

мембране

[АТФ]с

[Ca2+]i

[Ca2+]o

[Na+]i

АМРА

кислота

AMPAR

2-DG

EAAT (1-5)

сродством

FCCP

GABA

Glc-6-P

KAR

МТТ

MTT-тест

аденозинтрифосфат

активные формы кислорода

дней в культуре (day in vitro)

митохондриальная деполяризация

отсроченная кальциевая дизрегуляция

плазматическая мембрана

центральная нервная система

цикл трикарбоновых кислот

электрон-транспортная цепь митохондрий

разность потенциалов на внутренней митохондриальной

концентрация АТФ в цитозоле

2+

внутриклеточная концентрация свободных ионов Са' внеклеточная концентрация свободных ионов Са2+ внутриклеточная концентрация свободных ионов а-амино-3-гидрокси-5-метил-4-изоксазолпропионовая

АМРА рецепторы

2-дезокси-Б-глюкоза

№+-зависимые глутаматные транспортеры с высоким

карбонил-р-(трифлуорометокси)фенилгидразон гамма-аминомасляная кислота глюкоза-6-фосфат каинатные рецепторы

3-(4,5-диМетилТиазол-2-)ил)-2,5-дифенил тетразолий анализ на основе восстановления МТТ до формазана

NAD+ окисленная форма никотинамидадениндинуклеотида

NADH восстановленный никотинамидадениндинуклеотид

[NADH] внутриклеточная концентрация NADH

NBC Na+/HCO3- обменник

+ 2~ь

NCX Na+/Ca обменник плазматической мембраны

NHE Na+/H+ обменник

NKA Na+/K+-АТФаза

NKCC1 Na+/K+/Cl- co-транспортер

NMDA N-метил-Э-аспартат, (2R)-2-(метиламино)бутандиовая кислота

NMDAR NMDA рецепторы

NMG ^метил^-глюкамин

OCR скорость потребления кислорода (oxygen consumption rate)

PTP митохондриальная неспецифическая пора высокой проводимости, чувствительная к циклоспорину (permeability transition pore)

VDCC потенциал-зависимые кальциевые каналы

ВВЕДЕНИЕ

посвящается памяти Ходорова Бориса Израилевича (1922-2014), под руководством которого я начинал данную работу.

Глутамат (Glu) является одним из основных возбуждающих нейротрансмиттеров в центральной нервной системе (ЦНС). Он контролирует различные клеточные и синаптические функции, клеточную гибель и выживание, двигательные функции, обучение и память [Wang, Qin, 2010]. Концентрация Glu в мозге млекопитающих больше, чем концентрации других важных возбуждающих нейромедиаторов, таких как дофамин или серотонин [Löscher et al., 1992; Nakata et al., 1993; Kinawy et al., 2014; Han et al., 2014]. Помимо того, что Glu имеет важные физиологические функции в ЦНС, он принимает участие в патофизиологии многих болезней, таких как эпилепсия и нейродегенеративные расстройства [Kostic et al., 2013; Zhou, Danbolt, 2014; Plitman et al., 2014; Gudino-Cabrera et al., 2014]. При черепно-мозговой травме и инсульте Glu превращается в области, окружающей зону поражения, в сильнейший нейротоксин, вызывающий повреждение и гибель нейронов и глиальных клеток [Verkhratsky, Kirchhoff, 2007; Gerkau et al., 2017]. Несмотря на длительную историю исследований механизма гибели нейронов с использованием клеточных культур [Olney, Gubareff, 1978; Choi, 1988], полного понимания механизма нейротоксического действия Glu пока не достигнуто.

По современным представлениям, ключевую роль в отсроченной гибели нейронов мозга при ишемии/гипоксии играет длительная стимуляция Glu-рецепторов [Goldberg et al., 1987; Choi, 1988; Kostandy, 2012]. Детальное изучение изменений внутриклеточной концентрации свободных ионов ([Ca2+]i) привело к открытию явления, названного отсроченная кальциевая дизрегуляция (ОКД) ("delayed calcium deregulation", DCD) [Tymianski et al., 1993; Nicholls, Ward, 2000]. Было показано, что динамика изменений [Ca ]i имеет сложный трехфазный характер и тесно связана с величиной митохондриального

потенциала AYm. [Khodorov, 2004; Abramov, Duchen, 2010]. В настоящее время общепризнанно, что митохондрии играют ведущую роль в нарушении кальциевого гомеостаза [Nicholls, Budd, 2000; Khodorov, 2004; Abramov, Duchen, 2010; Duchen, 2012]. Это обусловлено в нейронах митохондрии (1) являются основным производителем АТФ и (2) служат самым емким внутриклеточным Са2+-депо. Для существенного продвижения в раскрытии механизма развития ОКД необходимо было измерить [АТФ]с в тех же самых клетках, в которых измеряли [Ca2+]i. однако не существовало метода, позволявшего проводить измерения концентрации АТФ ([АТФ]с) в тех же самых клетках, в которых проводили измерения [Ca2+]i. Недавно появилась возможность измерять изменения [АТФ]с внутри индивидуальных клеток [Imamura et al., 2009; Connolly, Prehn, 2015; la Fuente-Herreruela de et al., 2017], а также вблизи внешней поверхности плазматической мембраны [Conley et al., 2017].

Способность митохондрий поддерживать AYm и выполнять свои основные функции (производство АТФ, захват

Ca2+,

удержание факторов

апоптоза и пр.) обеспечивается работой электрон-транспортной цепи (ЭТЦ). Основным донором электронов для ЭТЦ служит NADH, который получается в результате восстановления NAD+ пируват дегидрогеназой и дегидрогеназами в цикле трикарбоновых кислот (ЦТК) [Kornberg, 2000]. Концентрацию NADH ([NADH]) возможно отслеживать в отдельных клетках по автофлуоресценции этой молекулы.

Одним из способов оценки активности дегидрогеназ митохондрий является МТТ-анализ. Мы выяснили, что с помощью методов световой и флуоресцентной микроскопии, МТТ-анализ можно использовать для оценки активности комплексов ЭТЦ и дегидрогеназ ЦТК в индивидуальных нейронах.

В то же время, с началом Glu воздействия внутриклеточная концентрация ионов натрия ([Na+]i) сильно повышается (до 60-110мМ) за единицы минут и остается на таком уровне на всём протяжении действия глутамата [Kiedrowski et al., 1994; Gerkau et al., 2017]. Необходимо отметить, что динамика изменений

[Na+]i после прекращения Glu воздействия изучена слабо. За восстановление нормального уровня [Na+]i ответственна №+/К+-АТФаза (натриевый насос) плазматической мембраны, которая в мозге потребляет около 40% всей АТФ [Ames, 2000].

Многие исследования, связанные с глутаматной нейротоксичностью, посвящены описанию клеточных механизмов возникновения и развития процессов дизрегуляций под действием Glu. Зачастую мало внимания уделяется возможности восстановления клеток после Glu воздействия. В настоящей работе рассматриваются гомеостаз Na+ и Ca2+, а также связанные с ними энергетические аспекты клеточных механизмов, в различных случаях развития Glu нейротоксичности и на протяжении небольшого промежутка времени (до получаса) после Glu воздействия.

Понимание клеточных механизмов развития Glu нейротоксичности, а также успешного восстановления функциональности клеток после Glu воздействия поспособствует нахождению правильных методик противодействия повреждениям тканей головного мозга при риске инсульта и разработке методов уменьшения области безвозвратно погибающих нейронов после различных травм.

АКТУАЛЬНОСТЬ, ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы эксайтотоксичности при повторном действии глутамата: роль нарушения Са2+ и Na+ гомеостаза и функционального состояния митохондрий»

Актуальность проблемы

Согласно информационному бюллетеню ВОЗ из 56,4 млн. случаев смерти во всем мире в 2015 г. ишемическая болезнь сердца и инсульт уносят больше всего человеческих жизней - в общей сложности 15 миллионов (http: //www.who .int/mediacentre/factsheets/fs310/ruA Последние 15 лет эти заболевания остаются ведущими причинами смерти в мире.

По данным Министерства здравоохранения Российской Федерации за 2015г в России перенесли инсульт 420000 человек. Показатели смертности населения в России в 4 раза выше, чем в США и Канаде: 84-87% больных умирают или остаются инвалидами и только 16-13% пациентов полностью выздоравливают. Среди выживших у 50% наступает повторный инсульт.

Патофизиология инсульта изучается не первый десяток лет, и было выявлено много вариантов развития событий при снижении или полном прекращении кровотока в мозге. Каскады реакций, протекающие на клеточном уровне, отличаются в различных областях мозга, и поэтому процедуры, требуемые для нейропротекции, могут отличаться при поражении разных структур [Catanese et al., 2017].

При возникновении ишемии образуется область сниженного или отсутствующего кровотока. Поражённые безвозвратно ткани образуют, так называемое, ишемическое ядро, вокруг которого развивается зона энергозависимого нарушения метаболизма клеток, в первую очередь, нейронов (так называемая «ишемическая полутень» или «пенумбра» (penumbra)) [Dirnagl et al., 1999; Catanese et al., 2017]. Без терапевтического вмешательства большая часть пенумбры постепенно поглощается некротическим ядром. Этот процесс может длится до нескольких недель.

Наши исследования направлены на выяснение механизмов патологических изменений ЦНС в пенумбре, которые могли бы послужить

основой для более углубленной разработки методов уменьшения зоны поражения. Taкoй подход требует учета многих параметров, влияющих на способность нейронов к выживанию. Первичные культуры нейронов, полученные из различных отделов мозга млекопитающих (в основном крыс и мышей), являются общепризнанной и часто незаменимой моделью исследования процессов, происходящих в мозге в норме и при патологии [Choi, 1987; Choi, 1992; Millet, Gillette, 2012; Gordon et al., 2013].

Нейроны взаимодействуют друг с другом и с окружающими их глиальными клетками посредством специализированных структур, называемых синапсами. В синапсах нейронов, оказавшихся в зоне пенумбры, происходит неконтролируемое высвобождение глутамата (Glu) - основного возбуждающего нейромедиатора ЦНС. Избыточная стимуляция глутаматных рецепторов, прежде всего ионотропных рецепторов NMDA-типа, находящихся на теле нейронов, приводит к перегрузке нейронов ионами Са2+ и Na+, нарушению сигнальных, метаболических и энергетических процессов и, в итоге, к увеличению области поражения мозга в результате отсроченной гибели нейронов [Sattler et al., 1998; Orrenius et al., 2003; Mattson, 2007].

Предшествующие исследования, выполненные, в том числе, с участием нашего коллектива (см. обзор [Khodorov, 2004]), показали, что длительное воздействие высоких доз Glu в нейрональных культурах вызывает двухфазное увеличение [Ca2+]i. Вторая фаза подъема [Ca2+]i, так называемая отсроченная кальциевая дизрегуляция (ОКД), всегда сопровождается значительным падением трансмембранного потенциала внутренней мембраны митохондрий (далее «митохондриального потенциала», AYm) [Keelan et al., 1999; Vergun et al., 1999; Khodorov, 2004; Abramov, Duchen, 2010; Сурин и др., 2014; Safina et al., 2015]. Исследования на сестринских культурах показывают, что доля нейронов, в которых возникает ОКД, почти линейно соотносится с долей нейронов, погибающих через несколько часов после окончания Glu-воздействия [Limbrick et al., 1995; Сурин и др., 2014]. По этой причине, а также потому, что Ca является вторичным мессенджером во всех типах клеток и регулирует мириады

внутриклеточных процессов [Авдонин, Ткачук, 1994; Berridge et al., 2000; Gellerich et al., 2013], неизменно сохраняется интерес к выяснению деталей механизмов возникновения ОКД и тестированию возможных нейротропных свойств различных агентов.

Выполненные за последние годы исследования выявили ряд возможных

2+

причин развития ОКД и сохранения последующего высокого [Ca ]i плато. Эти исследования можно разделить на два направления, в зависимости от того, какой из механизмов развития ОКД считается основным: (1) возникновение неспецифической поры высокой проводимости во внутренней мембране митохондрий (mitochondrial permeability transition pore, РТР) [Schinder et al., 1996; Liu et al., 2015]; (2) развитие энергетического кризиса, приводящего к дисбалансу ионного гомеостаза, кульминацией которого является ОКД [Nicholls, Budd, 2000; Abramov, Duchen, 2010; Rousset et al., 2012]. Центральная роль митохондрий не подвергается сомнению в любой из гипотез развития ОКД и последующей гибели нейронов.

Несмотря на тестирование более 1000 терапевтических стратегий в моделях ишемического инсульта и более 100 терапий при ишемическом инсульте человека, только tPA (tissue plasminogen activator) успешно переведен в клиническую практику при лечении инсульта [Ginsberg, 2008; Jeyaseelan et al., 2008; Jickling, Sharp, 2015]. Поэтому более углублённое исследование молекулярных клеточных механизмов развития патологий ЦНС при ишемии, инсульте, черепно-мозговой травме, безусловно, является актуальной задачей, решение которой позволит улучшить методы терапии поражений, обусловленных глутаматной эксайтотоксичностью.

Цель

Выяснить роль митохондрий в нарушениях гомеостаза ионов Ca2+ и Na+ в первичных культурах из головного мозга крысы при двукратном действии Glu, моделирующем повторный эпизод ишемии/гипоксии мозга и приводящем к гибели нейронов.

Задачи исследования

1. Выяснить отличия параметров ионного гомеостаза при первом и повторном воздействии токсических доз Glu:

A. Роль усиления протонной проводимости митохондриальной мембраны или ингибирования дыхания

Б. ОКД в условиях блокады высокопроницаемой митохондриальной поры (PTP) с помощью замены Ca2+ на его суррогат, Sr2+

B. Вклад изменений [NADH] и [АТФ] в сенситизацию нейронов к повторному действию Glu

Г. Роль №+/Са2+-обмена и №+/К+-АТФазы

2. Оценить активность звеньев дыхательной цепи митохондрий и дегидрогеназ цикла трикарбоновых кислот, используя кинетику восстановления тетразолия до формазана.

Научная новизна

1. Обнаружено ускоренное наступление ОКД при повторном воздействии Glu (сенситизация нейронов).

2. Впервые продемонстрировано, что сенситизация проявляется при увеличении протонной проводимости внутренней мембраны митохондрий или при понижении внеклеточной [Na+].

3. Впервые получена и проанализирована динамика восстановления [АТФ]с и pHc в индивидуальных нейронах после удаления Glu.

4. Впервые показано, что для оценки функциональной активности митохондрий индивидуальных нейронов может быть использована динамика изменений оптических сигналов (флуоресценции и поглощения проходящего света) при восстановлении тетразолия (МТТ) до формазана.

Теоретическое и практическое значение работы.

Результаты работы показывают, что в развитии ОКД как при первом, так и при повторном воздействии Glu принимают участие разнообразные факторы. Доминирующая роль какого-то из них определяется условиями эксперимента и индивидуальными особенностями нейрона. Отслеживания [Ca ]i и AYm не всегда достаточно для адекватной оценки состояния нейронов. Для более полного описания функционального состояния этих клеток следует также учитывать такие параметры, как степень набухания нейронов, количество Ca2+, захваченного митохондриями, pH цитозоля и митохондрий, [Na+]i , [АТФ]с и [NADH].

При тестировании биологически активных веществ потенциально нейропротекторного действия следует учитывать не только их влияние на развитие ОКД, но также на восстановление функционального состояния митохондрий, баланса ионов, соотношения внутри- и внеклеточного пространства после прекращения эксайтотоксического действия Glu. Вещества, способствующие быстрому восстановлению [Na+]i и [АТФ]с после прекращения действия Glu, могут быть перспективными при разработке препаратов нейропротекторного действия. Обнаружено, что изменения концентрации внутриклеточного Na+ способны служить косвенной оценкой изменений уровня АТФ в цитозоле.

Показано, что МТТ-тест, широко используемый для анализа выживаемости клеток, может, при совместном применении оптической трансмиссионной и флуоресцентной микроскопии, дать информацию об активности отдельных комплексов дыхательной цепи митохондрий в индивидуальных клетках.

Положения, выносимые на защиту:

1. Воздействия, способствующие увеличению протонной проводимости внутренней мембраны митохондрий или частичное ингибирование дыхания, ускоряют дизрегуляцию кальциевого гомеостаза.

2. Истощение запасов АТФ и NADH в нейронах не является единственным условием развития отсроченной кальциевой дизрегуляции (ОКД).

3. Для развития ОКД формирование PTP не является обязательным условием.

4. При анализе механизмов глутаматной эксайтотоксичности следует учитывать как внутри-, так и внеклеточную концентрацию Na+.

5. Сочетание методов флуоресцентной и трансмиссионной оптической микроскопии позволяет использовать МТТ-анализ для количественной оценки активности дегидрогеназ ферментов гликолиза, цикла Креббса и комплексов дыхательной цепи митохондрий.

Апробация работы.

Основные результаты работы доложены на межлабораторной конференции ФГБНУ «НИИ общей патологии и патофизиологии» 26 октября 2017г, Москва, Россия; Международной конференции "Рецепторы и внутриклеточная сигнализация", Пущино, 2013г; XI международной научно-технической конференции Актуальные вопросы биологической физики и химии. БФФХ-2016, Севастополь; Международной конференции "Рецепторы и внутриклеточная сигнализация" Пущино, 2017 г; Международной школе ADFLIM, Саратов, 2018; Международной конференции 9th World Congress on Targeting Mitochondria, Berlin, 2018.

Публикации и личный вклад автора.

По теме диссертации опубликовано 9 печатных работ, в том числе 3 статьи в рецензируемых журналах (из перечня ВАК) и 6 тезисов в сборниках материалов научных конференций.

Личный вклад автора состоит в выполнении экспериментов, обработке данных, представлении результатов в докладах, участие в обсуждении и подготовке результатов к публикации. Все основные экспериментальные данные диссертационного исследования получены автором лично.

Структура и объем работы.

Диссертационная работа содержит: список сокращений, введение, обзор литературы, материалы и методы исследования, результаты собственных исследований и их обсуждение, заключение, выводы и библиографический указатель, включающий работы на русском (17) и иностранном (318) языках. Диссертация изложена на 166 страницах машинописного текста и содержит 1 таблицу и 41 рисунок.

Глава 1. ОБЗОР ДАННЫХ ЛИТЕРАТУРЫ 1.1. Поражения мозга при ишемии

1.1.1. Ишемический инсульт

Мозг взрослого человека составляет всего около 2% от массы тела, но при этом даже в неактивном состоянии нервная система человека потребляет около 15 % энергии всего организма. При активности энергопотребление головного мозга возрастает примерно вдвое. Учитывая генерализованное повышение активности всей нервной системы, можно предположить, что около 25-30 % всех расходов организма приходится на её содержание [Савельев, 2005].

Мозг человека состоит примерно из 100 миллиардов нейронов, которые обеспечивают наше взаимодействие с внешним миром и консолидируют работу внутренних органов. По сути, любая смерть - это смерть мозга в результате нарушения кровотока (в результате инфаркта/инсульта/травмы) или невозможности получения питания по каким-либо другим причинам (различные виды отравления, дефицита питательных веществ и пр.) [Walker, 1988].

Наиболее распространённой формой поражения мозга является инсульт [Sommer, 2017]. Инсульт может быть результатом кровоизлияния (геморрагический инсульт) или в результате перекрывания мозговой артерии (ишемический инсульт). Инсульт характеризуется быстрой гибелью клеток в поражённой области.

Наиболее распространённый тип инсульта - ишемический. Он возникает, когда артериальный кровоток внезапно перекрывается в результате тромбоза или эмболии. Если произошло прекращение кровоснабжения значительной части мозга, такое событие классифицируется как глобальная ишемия. Эпидемиология инсультов показывает, что наиболее часто встречается фокальный ишемический инсульт.

Во время инсульта из-за нарушений кровотока возникают такие пагубные явления, как аноксия, кислородная и глюкозная депривация, снижение концентрации АТФ, ацидоз из-за анаэробного синтеза лактата, нарушения ионного гомеостаза, эксайтотоксичность, генерация активных форм кислорода и другие смежные события [Крыжановский, 2011; Somjen, 2004; Hofmeijer, Putten Van, 2012; Catanese et al., 2017; Hu, Song, 2017; Sommer, 2017]. Эти условия вызывают быструю гибель клеток в зоне полного отсутствия кровотока (ишемическое ядро) (Рис. 1). В окружающей эту зону ткани, так называемой «полутени» или «пенумбре», кровоток уменьшен (до 25-50% от нормы), но не перекрыт, и наблюдается только частичная гибель клеток [Hu, Song, 2017].

Рис. 1. Схематическое изображение каскада ишемических повреждений во времени. ГЭБ - гемато-энцефалический барьер (адаптировано из [Catanese et б!., 2017]^.

Чем дольше сохраняется ишемическое состояние, тем больше становится зона поражения [Catanese et al., 2017]. Без должного терапевтического вмешательства и реперфузии, зона пенумбры в течении нескольких дней или недель будет полностью поглощена ишемическим ядром. Поэтому эффективное устранение последствий ишемии заключается в раннем восстановлении кровотока и нейропротективной терапии, направленной на противодействие смерти клеток в зоне пенумбры. Следует учитывать, что в пенумбре уже в течение первых часов происходят изменения состава, которые затрагивают десятки белков, выполняющих самые разные внутриклеточные функции [Uzdensky et al., 2017; Demyanenko, Uzdensky, 2017]. Поэтому процесс реперфузии должен тщательно регулироваться, т.к. может повлечь за собой оксидативный стресс [Manzanero et al., 2013; Granger, Kvietys, 2015].

В настоящее время тромбо-растворяющий агент, тканевый активатор плазминогена (tPA), является единственным одобренным лекарственным средством для клинического применения при тромболитическом лечении острого ишемического инсульта ([Jickling, Sharp, 2015], Press Announcements -FDA, www. fda. gov/newsevents/newsroom/pressannouncements/ucm519042. htm). Однако в клинической практике крайне малая доля пациентов с инсультом (менее 4%) могут получать введение tPA из-за узкого терапевтического окна в 4,5 часа и повышенного риска внутричерепного кровоизлияния [Hacke et al., 2008].

Поэтому многим пациентам с инсультом остаётся рассчитывать на открытие в ближайшем будущем новых нейропротективных препаратов, направленных на предотвращение или устранение последствий повреждений, вызванных ишемией. Несмотря на большое количество публикаций, эта область остаётся недостаточно изученной. Лучшее понимание клеточных механизмов, лежащих в основе повреждений, должно помочь разработке новых лекарств.

1.1.2. Моделирование ишемии

Многие патофизиологические аспекты фокальной ишемии мозга первоначально были обнаружены в экспериментальных моделях, а позже нашли подтверждение в условиях инсульта у человека [Mergenthaler et al., 2004; Titomanlio et al., 2015]. Хотя существует мнение, что между инсультом у человека и в экспериментальных моделях на животных имеется большая разница [Sommer, 2017]. Тем не менее, первоначальное тестирование различных препаратов на животных позволяет отфильтровать неэффективные методики.

В опытах на песчанках (семейство мышиные) было показано, что однократная 5-минутная ишемия вызывает гибель нейронов только в ипсилатеральных участках CA1 и CA4 гиппокампа [Kato et al., 1992]. Вторая 5-минутная ишемия через час вызывает избирательное повреждение нейронов в областях CA1, CA3 и CA4 гиппокампа, стриатума, неокортекса и таламуса. Третий 5-минутный ишемический инсульт приводил к обширному инфаркту мозга. При этом одиночный 15-минутный ишемический инсульт вызывал достоверно меньшие повреждения, чем три 5-минутных с разницей в 1 час [Tomida et al., 1987]. Таким образом, при повторных приступах ишемии повреждения головного мозга носят кумулятивный характер, сильно увеличивая зону поражения с каждой итерацией.

По данным микродиализа, полученным в опытах на мышах, три 2-минутных ишемических инсульта с разницей по 1 часу вызывают примерно одинаковые изменения внеклеточной концентрации аминокислот (глутамат, глицин, таурин и GABA) и уже через 10 минут эти концентрации возвращаются в норму [Nakata et al., 1993]. Концентрации глутамата и таурина при второй и третьей ишемии в этих экспериментах были ниже, чем при первой. «Эксайтотоксический индекс», рассчитанный, как (концентрация Glu)x(концентрация глицина)/(концентрация GABA), был практически одинаковым во всех трёх случаях, но самые высокие значения были при первом

ишемическом эпизоде. По этой причине в наших экспериментах были использованы одинаковые концентрации Glu при его повторных воздействиях. (См. ниже гл. 3.1.1)

Хотя внеклеточная концентрация Glu после значительного подъема может возвращаться к норме в период между увеличениями, ионный состав межклеточной жидкости не успевает вернуться к норме [Ueda et al., 1992]. Другими словами, происходит дизрегуляция ионного гомеостаза, нарастающая при повторных эпизодах.

На крысах линии Wistar (той же линии, которую мы использовали в экспериментах) было показано, что приступы повторной ишемии с разницей в 1 час заметно ухудшают пространственную память [Chung et al., 2002].

Повторные эпизоды ишемии мозга используют как удобную модель для проверки веществ в качестве потенциальных кандидатов на лекарства [Xue et al., 2017; Wu et al., 2017; Xu et al., 2017], поскольку вызывают более сильные повреждения, особенно в таких чувствительных областях, как гиппокамп, стриатум и др., чем однократные эпизоды [Tomida et al., 1987; Kato et al., 1992].

Очевидно, что комплексные условия ишемического инсульта невозможно во всех деталях смоделировать в системе in vitro с одиночными клетками или срезами ткани головного мозга. Тем не менее, даже наиболее жёсткие критики использования моделей ишемии головного мозга [Sommer, 2017] признают, что модели in vitro позволяют исследовать специфические основы биохимических и молекулярных механизмов в условиях, аналогичных ишемии. Другим преимуществом моделей in vitro является уменьшение количества факторов, вовлечённых в молекулярные механизмы, и возможность контролировать условия экспериментов, что становится актуальным при тестировании новых потенциально нейропротекторных лекарственных средств.

1.2. Возбуждающий нейромедиатор глутамат

1.2.1. Глутамат в норме

Глутамат (Glu) является одним из основных возбуждающих нейротрансмиттеров в различных структурах головного мозга человека и животных [Kostandy, 2012]. Glu находится в нервных окончаниях: около 100 мМ в синаптических везикулах и 10 мМ в цитозоле [Nicholls, Attwell, 1990]. Во внеклеточном пространстве концентрация Glu поддерживается примерно постоянной и варьируется от 1 до 10 мкМ, в зависимости от области мозга. Glu в нейронах получается в результате активности глутаминазы из глутамина, предоставляемого окружающими астроцитами. Дополнительный Glu может синтезироваться из а-кетоглутарата с помощью аминотрансферазы. Этот процесс происходит преимущественно в астроцитах, а в нейроны Glu поступает уже в виде глутамина. [Hertz et al., 2007].

Активированные клетки выделяют Glu через коннексоны щелевых контактов. [Takeuchi et al., 2006] Испускание Glu в результате деполяризации мембраны пресинаптического окончания состоит из двух компонентов. Во-первых, Са2+-зависимый компонент, который состоит в экзоцитозе синаптических пузырьков, содержащих Glu. За синаптическое выделение Glu в большей части ЦНС отвечают Ca -каналы N-типа, разновидность потенциал-зависимых Ca -каналов (VDCC) [Reid et al., 2003]. Другой компонент, Са2+-независимый, заключается в реверсии Glu транспортеров [Nicholls et al., 1987; Billups, Attwell, 1996; Grewer et al., 2008]. Выпущенный глутамат эффективно удаляется с помощью пяти различных №+-зависимых транспортеров с высоким сродством к Glu [Shigeri et al., 2004]: EAAT1 (GLAST), EAAT2 (GLT-1), EAAT3 (EAAC1), EAAT4 и EAAT5 (Рис. 2). EAAT2 (локализован на астроцитах) имеет преобладающую роль в удалении глутамата в ЦНС [Danbolt, 2001].

Оказалось, что когда кровоснабжение нейронов падает ниже определенного уровня (пороговый уровень), который составляет 20 мл/100

граммов/мин [Shimada et al., 1989], наблюдается чрезмерное высвобождение глутамата в мозге. Стоит отметить, что некроз нейронов происходит, если в течение 180 мин и более поддерживается ток крови 17 мл/100 граммов/мин и ниже [Jones et al., 1981].

1.2.2. Рецепторы глутамата

Глутаматные рецепторы (Рис. 2) делятся на два больших класса: ионотропные и метаботропные. Все ионотропные Glu рецепторы представляют из себя лиганд-управляемые ионные каналы и разделяются на 3 подтипа:

• NMDA рецепторы (агонист N-метил-О-аспартат, (2Я)-2-(метиламино)бутандиовая кислота)

• AMPA рецепторы (агонист а-амино-3-гидрокси-5-метил-4-изоксазолпропионовая кислота);

• KA рецепторы - каинатные рецепторы. (агонист каиновая кислота, ^^^)-3-(карбоксиметил)-4-проп-1-ен-2-ил-пирролидин-2-карбоновая кислота).

NMDA-каналы играют важную роль в долговременной синаптической пластичности, процессах обучения и памяти. Антагонисты NMDA каналов (АР5, АР7, МК-801) вызывают различные нарушение обучаемости животных [Xiao et al., 1991; Novitskaya et al., 2010]. Именно NMDA-каналы играют особую роль в глутаматной нейротоксичности. Условиями открывания канала является связывание Glu с рецептором и деполяризация мембраны, приводящая к удалению Mg , который является блокатором канала. NMDA-каналы обладают высокой проводимостью для ионов Са2+, но пропускают не только Са2+, но и одновалентные катионы, такие как K+ и Na+.

Рецепторы NMDA (NMDAR) состоят из различных комбинаций семи NMDAR субъединиц, которые идентифицированы следующим образом: одна разновидность NR1, четыре NR2 (A-D), и две NR3 (А и В) [Vyklicky et al., 2014]. Функциональные характеристики определяются специфической комбинацией NR1 и NR2 субъединиц в рецепторе. Большинство NMDAR в

мозге, по-видимому, действуют как гетеротетрамерные сборки, состоящие из двух глицин-связывающих NR1 и двух Glu-связывающих NR2 субъединиц [Köhr, 2006]. КЯ2Л-содержащие рецепторы деактивируются быстрее, по сравнению с МК2В-содержащими, о чем свидетельствует различное количество поступившего в цитозоль

Ca при их активации [Sobczyk, 2005]. Кроме того, в зрелых культивируемых нейронах ^ЫЕ2А-содержащие NMDAR способствуют экспрессии субъединицы GluRl АМРА-рецепторов (AMPAR), в то время как КЯ2Б-содержащие NMDAR снижают способность GluRl встраиваться в

мембрану [Kim et al., 2005]. NR3 субъединица уменьшает амплитуду и

2+

значительно уменьшает Са -проницаемость связанных с NMDAR каналов, и предполагается, что эндогенный NR3A защищает нейроны [Nakanishi et al., 2009].

Субклеточная локализация NMDAR также влияет на характер сигнализации NMDAR. Синаптическая деятельность NMDAR крайне важна для жизнеспособности нейронов в то время как внесинаптические NMDAR связаны с некоторыми путями клеточной смерти [Papadia et al., 2005]. Активность внесинаптических NMDAR, в отличие от синаптических NMDAR, вызывает активацию CREB (cAMP response element-binding protein), приводя к гибели клетки [Pokorska et al., 2003].

Было показано, что NMDAR организуются в несколько белковых комплексов в пределах специализированной структуры, известной как «постсинаптическое уплотнение» (ПСУ, PSD), расположенной под постсинаптической мембраной в соответствии с активными зонами пресинаптических терминалей в ЦНС [Sheng, Hoogenraad, 2007]. ПСУ способствует выполнению нескольких функций, в том числе: адгезия клеток, регулирование кластеризации рецепторов и модуляция функций рецепторов. Из белков, участвующих в ПСУ, PSD-95 играет важную организационную роль, связывая NR2 субъединицы NMDAR с внутриклеточными белками и ферментами сигнализации, такими как нейрональная синтаза оксида азота (nNOS) [Cui et al., 2007; Forder, Tymianski, 2009; Doucet et al., 2012].

Рис. 2. Испускание и обратный захват глутамата в синаптическом контакте. Излишки Glu в норме удаляются из синаптической щели преимущественно окружающей глией (EAAT1-2). В глиалъных клетках Glu преобразуется в глутамин и уже в таком виде возвращается в нейроны через Ыа+-зависимую систему захвата глутамина (EAAT5). В нейронах в результате работы глутаминазы глутамин преобразуется обратно в Glu. Баланс внутри-и внеклеточной концентрации Glu модулируется цистин/глутамат антипортером (Cyss/Glu). Передача сигнала в норме завершается успешным захватом Glu через высокоаффинные Ыа+-зависимые глутаматные транспортеры (EAAT) [Kritis et al., 2015]

АМРА-рецепторы (AMPAR) состоят из четырех видов субъединиц, обозначаемых GluR1-GluR4 или, по другой классификации, субъединиц A-D, кодируемых в соответствии с четырьмя генами [Santos et al., 2009]. Проницаемость для Ca2+ зависит от наличия или отсутствия субъединицы GluR2. Её присутствие делает канал AMPAR непроницаемым для Са . Активация AMPAR после ишемии вызывает приток Na+ в цитозоль нейронов. Именно благодаря поступлению

Na+

через AMPA каналы, клеточный мембранный потенциал может снизиться до такого уровня, что это приведет к

высвобождению иона Mg из NMDA канала (снятие потенциал-зависимого Mg -блока) и поступлению ионов Са в клетку [Hollmann et al., 1989; Vyklicky et al., 2014].

До последнего времени было крайне мало сведений о роли каинатных рецепторов. Однако недавние исследования выявили ключевую роль каинатных рецепторов, наряду с NMDA и AMPA каналами, в процессах синаптической пластичности, в частности, протекающих на соматосенсорной коре головного мозга [Kamiya, 2002; Lerma, 2003; Sihra, Rodríguez-Moreno, 2013].

Молекулярное клонирование каинатных рецепторов (KAR) позволило обнаружить пять типов субъединиц: GluK1-GluK5, которые могут собираться в различных комбинациях, образуя функциональные рецепторы [Jane et al., 2009]. Функциональные исследования показывают, что KAR в основном играют регулирующую роль в синаптической передаче (возбуждения и торможения) по отношению к NMDA и AMPA рецепторам, влияя на высвобождение Glu [Lerma, 2003]. При многократной синаптической активации они могут функционировать как ауторецепторы, усиливающие или ингибирующие сигнал [Sihra, Rodríguez-Moreno, 2013]. Также KAR могут отвечать на изменения уровня Glu вне клеток и обеспечивать улучшение выделения Glu [Rodríguez-Moreno, Sihra, 2011]. KAR модулируют синаптическую передачу в некоторых типах нейрональных культур [Paternain et al., 1995; Palacios-Filardo et al., 2016]. В частности, GABA-ергические нейроны могут подавлять синхронную активность большой популяции нейронов через активацию глутаматом пресинаптических каинатных рецепторов, содержащих субъединицу GluR5/GLUK1 [Кононов и др., 2012].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Шарипов Ринат Рашидович, 2018 год

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Авдонин П.В., Ткачук В.А. Рецепторы и внутриклеточный кальций. : Академиздатцентр "Наука", Москва, 1994. 288 стр.

2. Бибинейшвили Е.З., Савикова И.Г., Юсипович А.И., Горбачева Л.Р., Максимов Г.В. Изменение морфологии и структуры цитоплазмы нейрона в ответ на действие глутамата и изменение липидного бислоя плазматической мембраны // БИОЛОГИЧЕСКИЕ МЕМБРАНЫ ЖУРНАЛ МЕМБРАННОЙ И КЛЕТОЧНОЙ БИОЛОГИИ, 2014, Т. 31, № 2. стр. 83-87.

3. Вабниц А.В., Сенилова Я.Е., Колесникова Т.В., Сурин А.М., Пинелис В.Г., Ходоров Б.И. Отсроченная Са2+ дисрегуляция в молодых нейронах мозжечка при гиперстимуляции глутаматных рецепторов. Роль ММЭА-каналов. // Биологические мембраны, 2006, Т. 23, № 4. стр. 311-319.

4. Гусев Е.И., Скворцова В.И. Глутаматная нейротрансмиссия и

метаболизм кальция при церебральной ишемии и в нормальных условиях. // Усп.Физиол.Наук., 2002, Т. 33, № 4. стр. 80-93.

5. Гусев Е.И., Скворцова В.И., Коваленко А.В., Соколов М.А. Механизмы повреждения ткани мозга на фоне острой фокальной церебральной ишемии. // Журн. Неврол. И Психиатр., 1999, Т. 2. стр. 65-70.

6. Кононов А.В., Баль Н.В., Зинченко В.П. Регуляция спонтанных синхронных осцилляций Ca2+ в нейронах гиппокампа гамкергическими нейронами, содержащими каинатные рецепторы без десенситизации // БИОЛОГИЧЕСКИЕ МЕМБРАНЫ ЖУРНАЛ МЕМБРАННОЙ И КЛЕТОЧНОЙ БИОЛОГИИ, 2012, Т. 29, № 1-2. стр. 133.

7. Крыжановский Г.Н. Основы общей патофизиологии. Москва: "Медицинское информационное агентство," 2011. 256 стр.

8. Платонова А.А., Кольцова С.В., Максимов Г.В., Григорчик Р.., Орлов С.Н. Трехмерная микроскопия как метод измерения объема клеток при апоптозе // БИОФИЗИКА, 2013, Т. 58, № 3. стр. 501-506.

9. Савельев С.В. Происхождение мозга. Москва: ВЕДИ, 2005. стр. 368.

10. Скворцова В.И. Современные подходы к терапии ишемического инсульта. // Материалы VII национального конгресса "ЧЕЛОВЕК И ЛЕКАРСТВО " г.Москва-10-14 апреля, 2000. стр. 33-34.

11. Скулачев В.П., Богачев А.В., Каспаринский Ф.О. Мембранная биоэнергетика. Москва: Издательство Московского Университета., 2010. 367 стр.

12. Сурин А.М., Горбачева Л.Р., Струкова С.М., Пинелис В.Г., Сторожевых Т.П. Флуоресцентно-микроскопические методы оценки функционального состояния и выживаемости нейронов // Руководство к экспериментальным работам по физиологии. : Геотармедиа, Москва, 2009. стр. 141-187.

13. Сурин А.М., Зобова С.Н., Тухбатова Г.Р., Сенилова Я.Е., Пинелис В.Г., Ходоров Б.И. Изменения митохондриального NAD(P)H и нарушения кальциевого гомеостаза в культивируемых нейронах мозжечка крысы при

гиперстимуляции глутаматных рецепторов. // Биологические мембраны, 2010, Т. 27, № 1. стр. 39-45.

14. Сурин А.М., Большаков А.П., Михайлова М.М., Сорокина Е.Г., Сенилова Я.Е., Пинелис В.Г., Ходоров Б.И. Арахидоновая кислота усиливает рост концентрации Ca2+ и митохондриальную деполяризацию, вызванные глутаматом в гранулярных нейронах мозжечка // Биохимия, 2006, Т. 71, № 8. стр. 1066-1073.

15. Сурин А.М., Красильникова И.А., Пинелис В.Г., Ходоров Б.И. Исследование взаимосвязи между индуцированной глутаматом отсроченной Са2+ - дизрегуляцией, митохондриальной деполяризацией и последующей гибелью нейронов // Патогенез, 2014, Т. 12, № 4. стр. 40-46.

16. Ходоров Б.И., Сторожевых Т.П., Сурин А.М., Сорокина Е.Г., Юравичус А.И., Бородин А.В., Винская Н.П., Каспеков Л.Г., Пинелис В.Г. Митохондриальная деполяризация играет доминирующую роль в механизме нарушения нейронального кальциевого гомеостаза вызванного глутаматом // Биологические Мембраны, 2001, Т. 18, № 6. стр. 421-432.

17. Частухин Д.С., Бородин А.В., Ходоров Б.И. Математическое моделирование отсроченной кальциевой дерегуляции в нейронах головного мозга при гиперстимуляции глутаматных рецепторов // БИОФИЗИКА, 2014, Т. 59, № 2. стр. 290-303.

18. Abramov A.Y., Duchen M.R. Impaired mitochondrial bioenergetics determines glutamate-induced delayed calcium deregulation in neurons // Biochim. Biophys. Acta - Gen. Subj, 2010, Vol. 1800, № 3. P. 297-304.

19. Abramov A.Y., Duchen M.R. Mechanisms underlying the loss of mitochondrial membrane potential in glutamate excitotoxicity. // Biochim. Biophys. Acta, 2008, Vol. 1777, № 7-8. P. 953-64.

20. Allaman I., Bélanger M., Magistretti P.J. Astrocyte-neuron metabolic relationships: For better and for worse // Trends Neurosci. 2011. Vol. 34. № 2. P. 7687.

21. Allen N.J., Karadottir R., Attwell D. Reversal or reduction of glutamate

and GABA transport in CNS pathology and therapy // Pflugers Arch. Eur. J. Physiol. 2004. Vol. 449. № 2. P. 132-142.

22. Ames A. CNS energy metabolism as related to function // Brain Res. Rev. 2000. Vol. 34. № 1-2. P. 42-68.

23. Andrabi S.A., Umanah G.K.E., Chang C., Stevens D.A., Karuppagounder S.S., Gagne J.-P., Poirier G.G., Dawson V.L., Dawson T.M. Poly(ADP-ribose) polymerase-dependent energy depletion occurs through inhibition of glycolysis // Proc. Natl. Acad. Sci., 2014, Vol. 111, № 28. P. 10209-10214.

24. Annunziato L., Boscia F., Pignataro G. Ionic transporter activity in astrocytes, microglia, and oligodendrocytes during brain ischemia. // J. Cereb. blood flow Metab, 2013, Vol. 33, № 7. P. 969-82.

25. Attwell D., Laughlin S.B. An Energy Budget for Signaling in the Grey Matter of the Brain // J. Cereb. Blood Flow Metab., 2001, Vol. 21, № 10. P. 11331145.

26. Bak L.K., Schousboe A., Waagepetersen H.S. The glutamate/GABA-glutamine cycle: Aspects of transport, neurotransmitter homeostasis and ammonia transfer // J. Neurochem. 2006. Vol. 98. № 3. P. 641-653.

27. Bano D., Young K.W., Guerin C.J., LeFeuvre R., Rothwell N.J., Naldini L., Rizzuto R., Carafoli E., Nicotera P. Cleavage of the Plasma Membrane Na+/Ca2+ Exchanger in Excitotoxicity // Cell, 2005, Vol. 120, № 2. P. 275-285.

28. Barros L.F. Metabolic signaling by lactate in the brain // Trends Neurosci. 2013. Vol. 36. № 7. P. 396-404.

29. Bartolomé F., Abramov A.Y. Measurement of Mitochondrial NADH and FAD Autofluorescence in Live Cells // Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). , 2015. P. 263-270.

30. Bélanger M., Allaman I., Magistretti P.J. Brain energy metabolism: Focus on Astrocyte-neuron metabolic cooperation // Cell Metab. 2011. Vol. 14. № 6. P. 724-738.

31. Belosludtsev K.N., Belosludtseva N. V., Agafonov A. V., Astashev M.E., Kazakov A.S., Saris N.-E.L., Mironova G.D. Ca2+-dependent permeabilization of

mitochondria and liposomes by palmitic and oleic acids: A comparative study // Biochim. Biophys. Acta - Biomembr., 2014, Vol. 1838, № 10. P. 2600-2606.

32. Bennay M., Langer J., Meier S.D., Kafitz K.W., Rose C.R. Sodium signals in cerebellar Purkinje neurons and Bergmann glial cells evoked by glutamatergic synaptic transmission // Glia, 2008, Vol. 56, № 10. P. 1138-1149.

33. Benveniste H., Drejer J., Schousboe A., Diemer N.H. Elevation of the Extracellular Concentrations of Glutamate and Aspartate in Rat Hippocampus During Transient Cerebral Ischemia Monitored by Intracerebral Microdialysis // J. Neurochem., 1984, Vol. 43, № 5. P. 1369-1374.

34. Bernardi P. Mitochondrial transport of cations: channels, exchangers, and permeability transition. // Physiol. Rev., 1999, Vol. 79, № 4. P. 1127-1155.

35. Bernas T., Dobrucki J. Mitochondrial and nonmitochondrial reduction of MTT: Interaction of MTT with TMRE, JC-1, and NAO mitochondrial fluorescent probes // Cytometry, 2002, Vol. 47, № 4. P. 236-242.

36. Berridge M.V., Tan A.S. Characterization of the Cellular Reduction of 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT): Subcellular Localization, Substrate Dependence, and Involvement of Mitochondrial Electron Transport in MTT Reduction // Arch. Biochem. Biophys., 1993, Vol. 303, № 2. P. 474-482.

37. Berridge M.J., Bootman M.D., Roderick H.L. Calcium signalling: Dynamics, homeostasis and remodelling // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2003. Vol. 4. № 7. P. 517-529.

38. Berridge M.J., Lipp P., Bootman M.D. The versatility and universality of calcium signalling. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2000, Vol. 1, № 1. P. 11-21.

39. Berridge M. V., Herst P.M., Tan A.S. Tetrazolium dyes as tools in cell biology: New insights into their cellular reduction // Biotechnol. Annu. Rev. 2005. Vol. 11. № SUPPL. P. 127-152.

40. Bhattacharyya S. Inside story of Group I Metabotropic Glutamate Receptors (mGluRs) // Int. J. Biochem. Cell Biol., 2016, Vol. 77, № Pt B. P. 205212.

41. Billups B., Attwell D. Modulation of non-vesicular glutamate release by pH. // Nature, 1996, Vol. 379, № 6561. P. 171-4.

42. Blaustein M.P. Livin' with NCX and Lovin' It: A 45 Year Romance // Advances in experimental medicine and biology. , 2013. P. 3-15.

43. Bolshakov A.P., Mikhailova M.M., Szabadkai G., Pinelis V.G., Brustovetsky N., Rizzuto R., Khodorov B.I. Measurements of mitochondrial pH in cultured cortical neurons clarify contribution of mitochondrial pore to the mechanism of glutamate-induced delayed Ca2+ deregulation // Cell Calcium, 2008, Vol. 43, № 6. P. 602-614.

44. Bondarenko A., Chesler M. Calcium dependence of rapid astrocyte death induced by transient hypoxia, acidosis, and extracellular ion shifts // Glia, 2001, Vol. 34, № 2. P. 143-149.

45. Bondarenko A., Svichar N., Chesler M. Role of Na+-H+ and Na+-Ca2+ exchange in hypoxia-related acute astrocyte death // Glia, 2005, Vol. 49, № 1. P. 143-152.

46. Borodin A.V., Khodorov B.I. MATHEMATICAL MODELLING OF DISTURBANCE OF CA2+ HOMEOSTASIS IN BRAIN NEURONS FOLLOWING OVERSTIMULATION OF GLUTAMATE RECEPTION // Biochem. Suppl. Ser. A Membr. CELL Biol., 2002, Vol. 19, № 4. P. 322-335.

47. Brauner-Osborne H., Wellendorph P., Jensen A. Structure, Pharmacology and Therapeutic Prospects of Family C G-Protein Coupled Receptors // Curr. Drug Targets, 2007, Vol. 8, № 1. P. 169-184.

48. Brini M., Carafoli E. The Plasma Membrane Ca2+ ATPase and the Plasma Membrane Sodium Calcium Exchanger Cooperate in the Regulation of Cell Calcium // Cold Spring Harb. Perspect. Biol., 2011, Vol. 3, № 2. P. a004168-a004168.

49. Brittain M.K., Brustovetsky T., Sheets P.L., Brittain J.M., Khanna R., Cummins T.R., Brustovetsky N. Delayed calcium dysregulation in neurons requires both the NMDA receptor and the reverse Na+/Ca2+ exchanger // Neurobiol. Dis., 2012, Vol. 46, № 1. P. 109-117.

50. Brocard J.B., Tassetto M., Reynolds I.J. Quantitative evaluation of

mitochondrial calcium content in rat cortical neurones following a glutamate stimulus. // J. Physiol., 2001, Vol. 531, № Pt 3. P. 793-805.

51. Broer S., Brookes N. Transfer of glutamine between astrocytes and neurons // J. Neurochem. 2001. Vol. 77. № 3. P. 705-719.

52. Brouns R., Deyn P.P. De. The complexity of neurobiological processes in acute ischemic stroke // Clin. Neurol. Neurosurg. 2009. Vol. 111. № 6. P. 483-495.

53. Brown A.M., Ransom B.R. Astrocyte glycogen and brain energy metabolism // Glia. 2007. Vol. 55. № 12. P. 1263-1271.

54. Buckman J.F., Hernandez H., Kress G.J., Votyakova T. V., Pal S., Reynolds I.J. MitoTracker labeling in primary neuronal and astrocytic cultures: Influence of mitochondrial membrane potential and oxidants // J. Neurosci. Methods, 2001, Vol. 104, № 2. P. 165-176.

55. Calabresi P., Marfia G. a., Centonze D., Pisani a., Bernardi G., Koehler R.C. Sodium influx plays a major role in the membrane depolarization induced by oxygen and glucose deprivation in rat striatal spiny neurons // Stroke, 1999, Vol. 30, № 1. P. 171-179.

56. Cano-Abad M.F., Villarroya M., Garcia A.G., Gabilan N.H., Lopez M.G. Calcium Entry through L-type Calcium Channels Causes Mitochondrial Disruption and Chromaffin Cell Death // J. Biol. Chem., 2001, Vol. 276, № 43. P. 39695-39704.

57. Catanese L., Tarsia J., Fisher M. Acute Ischemic Stroke Therapy Overview // Circ. Res., 2017, Vol. 120, № 3. P. 541-558.

58. Chalmers S., Nicholls D.G. The relationship between free and total calcium concentrations in the matrix of liver and brain mitochondria // J. Biol. Chem., 2003, Vol. 278, № 21. P. 19062-19070.

59. Chernyak B. V. Induction of the non-selective mitochondrial pore in lymphoid cells. 2. Intact rat thymocytes. // Biochemistry. (Mosc)., 1999, Vol. 64, № 8. P. 922-8.

60. Chiechio S., Copani A., Melchiorri D., Canudas A.M.T., Storto M., Calvani M., Nicolai R., Nicoletti F. Metabotropic receptors as targets for drugs of potential use in the treatment of neuropathic pain. // J. Endocrinol. Invest., 2004, Vol. 27, № 6

Suppl. P. 171-6.

61. Chiesa A., Rapizzi E., Tosello V., Pinton P., Virgilio M. de, Fogarty K.E., Rizzuto R. Recombinant aequorin and green fluorescent protein as valuable tools in the study of cell signalling // Biochem. J, 2001, Vol. 355, № Pt 1. P. 1-12.

62. Choi D.W. Glutamate neurotoxicity and diseases of the nervous system. // Neuron, 1988, Vol. 1, № 8. P. 623-34.

63. Choi D.W. Ionic dependence of glutamate neurotoxicity. // J. Neurosci., 1987, Vol. 7, № 2. P. 369-379.

64. Choi D.W., Rothman S.M. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic-ischemic neuronal death. // Annu. Rev. Neurosci., 1990, Vol. 13. P. 171-182.

65. Choi D.W. Excitotoxic cell death // J. Neurobiol, 1992, Vol. 23, № 9. P. 1261-1276.

66. Chopp M., Chan P.H., Hsu C.Y., Cheung M.E., Jacobs T.P. DNA damage and repair in central nervous system injury: National Institute of Neurological Disorders and Stroke Workshop Summary. // Stroke. 1996. Vol. 27. P. 363-369.

67. Chung E. hee, Iwasaki K., Mishima K., Egashira N., Fujiwara M. Repeated cerebral ischemia induced hippocampal cell death and impairments of spatial cognition in the rat. // Life Sci., 2002, Vol. 72, № 4-5. P. 609-19.

68. Chuquet J., Quilichini P., Nimchinsky E.A., Buzsaki G. Predominant Enhancement of Glucose Uptake in Astrocytes versus Neurons during Activation of the Somatosensory Cortex // J. Neurosci., 2010, Vol. 30, № 45. P. 15298-15303.

69. Colegrove S.L., Albrecht M.A., Friel D.D. Dissection of mitochondrial Ca2+ uptake and release fluxes in situ after depolarization-evoked [Ca2+](i) elevations in sympathetic neurons. // J. Gen. Physiol., 2000, Vol. 115, № 3. P. 35170.

70. Conley J.M., Radhakrishnan S., Valentino S.A., Tantama M. Imaging extracellular ATP with a genetically-encoded, ratiometric fluorescent sensor. // PLoS One, 2017, Vol. 12, № 11. P. e0187481.

71. Connolly N.M.C., Prehn J.H.M. The metabolic response to excitotoxicity -lessons from single-cell imaging. // J. Bioenerg. Biomembr., 2015, Vol. 47, № 1-2. P.

75-88.

72. Cortassa S., Aon M.A. Computational Modeling of Mitochondrial Function // Methods Mol. Biol., 2012, Vol. 810. P. 311-326.

73. Cortassa S., Aon M.A., Marban E., Winslow R.L., O'Rourke B. An Integrated Model of Cardiac Mitochondrial Energy Metabolism and Calcium Dynamics // Biophys. J.., 2003, Vol. 84, № 4. P. 2734-2755.

74. Cui H., Hayashi A., Sun H.-S., Belmares M.P., Cobey C., Phan T., Schweizer J., Salter M.W., Wang Y.T., Tasker R.A., et al. PDZ Protein Interactions Underlying NMDA Receptor-Mediated Excitotoxicity and Neuroprotection by PSD-95 Inhibitors // J. Neurosci, 2007, Vol. 27, № 37. P. 9901-9915.

75. Cui Y., Zhang L., Utsunomiya K., Yanase H., Mitani A., Kataoka K. Ischemia-induced glutamate release in the dentate gyrus. A microdialysis study in the gerbil. // Neurosci. Lett., 1999, Vol. 271, № 3. P. 191-4.

76. Danbolt N.C. Glutamate uptake // Prog. Neurobiol. 2001. Vol. 65. № 1. P. 1-105.

77. Debernardi R., Pierre K., Lengacher S., Magistretti P.J., Pellerin L. Cell-specific expression pattern of monocarboxylate transporters in astrocytes and neurons observed in different mouse brain cortical cell cultures // J. Neurosci. Res., 2003, Vol. 73, № 2. P. 141-155.

78. Demyanenko S., Uzdensky A. Profiling of Signaling Proteins in Penumbra After Focal Photothrombotic Infarct in the Rat Brain Cortex // Mol. Neurobiol., 2017, Vol. 54, № 9. P. 6839-6856.

79. Denizot F., Lang R. Rapid colorimetric assay for cell growth and survival. Modifications to the tetrazolium dye procedure giving improved sensitivity and reliability // J. Immunol. Methods, 1986, Vol. 89, № 2. P. 271-277.

80. Denton R.M. Regulation of mitochondrial dehydrogenases by calcium ions // Biochim. Biophys. Acta - Bioenerg. 2009. Vol. 1787. № 11. P. 1309-1316.

81. Diarra A., Sheldon C., Church J. In situ calibration and [H+] sensitivity of the fluorescent Na+ indicator SBFI. // Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2001, Vol. 280, № 6. P. C1623-C1633.

82. Dienel G.A., Cruz N.F. Aerobic glycolysis during brain activation: adrenergic regulation and influence of norepinephrine on astrocytic metabolism // J. Neurochem. 2016. P. 14-52.

83. Dienel G.A., McKenna M.C. A dogma-breaking concept: Glutamate oxidation in astrocytes is the source of lactate during aerobic glycolysis in resting subjects // J. Neurochem., 2014, Vol. 131, № 4. P. 395-398.

84. Dirnagl U., Iadecola C., Moskowitz M.A. Pathobiology of ischaemic stroke: An integrated view // Trends Neurosci. 1999. Vol. 22. № 9. P. 391-397.

85. Doucet M. V., Harkin A., Dev K.K. The PSD-95/nNOS complex: New drugs for depression? // Pharmacol. Ther., 2012, Vol. 133, № 2. P. 218-229.

86. Duchen M.R., Surin A.M. On the role of mitochondria and calcium in glutamate_induced neurotoxicity in hippocampal neurons in culture. // Biol. Membr., 2002, Vol. 19. P. 97-109.

87. Duchen M.R. Mitochondria, calcium-dependent neuronal death and neurodegenerative disease // Pflugers Arch. - Eur. J. Physiol., 2012, Vol. 464, № 1. P. 111-121.

88. Duchen M.R., Surin A., Jacobson J. Imaging mitochondrial function in intact cells // Methods Enzymol., 2003, Vol. 361. P. 353-389.

89. Dunn L., Allen G.F., Mamais A., Ling H., Li A., Duberley K.E., Hargreaves I.P., Pope S., Holton J.L., Lees A., et al. Dysregulation of glucose metabolism is an early event in sporadic Parkinson's disease. // Neurobiol. Aging,

2014, Vol. 35, № 5. P. 1111-5.

90. Eleff S.M., Maruki Y., Monsein L.H., Traystman R.J., Bryan R.N., Koehler R.C. Sodium, ATP, and intracellular pH transients during reversible complete ischemia of dog cerebrum. // Stroke, 1991, Vol. 22, № 2. P. 233-41.

91. Emaus R.K., Grunwald R., Lemasters J.J. Rhodamine 123 as a probe of transmembrane potential in isolated rat-liver mitochondria: spectral and metabolic properties. // Biochim. Biophys. Acta, 1986, Vol. 850, № 3. P. 436-48.

92. Engl E., Attwell D. Non-signalling energy use in the brain // J. Physiol.,

2015, Vol. 593, № 16. P. 3417-3429.

93. Erecinska M., Silver I.A. Ions and energy in mammalian brain // Prog. Neurobiol. 1994. Vol. 43. № 1. P. 37-71.

94. Evans R.D., Brown A.M., Ransom B.R. Glycogen function in adult central and peripheral nerves // J. Neurosci. Res. 2013. Vol. 91. № 8. P. 1044-1049.

95. Fall C.P., Keizer J.E. Mitochondrial modulation of intracellular Ca(2+) signaling. // J. Theor. Biol., 2001, Vol. 210, № 2. P. 151-65.

96. Favero T.G., Zable a C., Abramson J.J. Hydrogen peroxide stimulates the Ca2+ release channel from skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. // J. Biol. Chem., 1995, Vol. 270, № 43. P. 25557-25563.

97. Fleidervish I.A., Lasser-Ross N., Gutnick M.J., Ross W.N. Na+ imaging reveals little difference in action potential-evoked Na+ influx between axon and soma // Nat. Neurosci., 2010, Vol. 13, № 7. P. 852-860.

98. Forder J.P., Tymianski M. Postsynaptic mechanisms of excitotoxicity: Involvement of postsynaptic density proteins, radicals, and oxidant molecules // Neuroscience. 2009. Vol. 158. № 1. P. 293-300.

99. Foskett J.K., Philipson B. The mitochondrial Ca2+ uniporter complex // J. Mol. Cell. Cardiol., 2015, Vol. 78. P. 3-8.

100. Friedman J.E., Haddad G.G. Anoxia induces an increase in intracellular sodium in rat central neurons in vitro. // Brain Res., 1994, Vol. 663, № 2. P. 329-34.

101. Furukawa K., Fu W., Li Y., Witke W., Kwiatkowski D.J., Mattson M.P. The actin-severing protein gelsolin modulates calcium channel and NMDA receptor activities and vulnerability to excitotoxicity in hippocampal neurons // J. Neurosci., 1997, Vol. 17, № 21. P. 8178-8186.

102. Gellerich F.N., Gizatullina Z., Gainutdinov T., Muth K., Seppet E., Orynbayeva Z., Vielhaber S. The control of brain mitochondrial energization by cytosolic calcium: The mitochondrial gas pedal // IUBMB Life, 2013, Vol. 65, № 3. P. 180-190.

103. Gerencser A.A., Neilson A., Choi S.W., Edman U., Yadava N., Oh R.J., Ferrick D.A., Nicholls D.G., Brand M.D. Quantitative microplate-based respirometry with correction for oxygen diffusion // Anal. Chem., 2009, Vol. 81, № 16. P. 6868-

6878.

104. Gerencser A.A., Chinopoulos C., Birket M.J., Jastroch M., Vitelli C., Nicholls D.G., Brand M.D. Quantitative measurement of mitochondrial membrane potential in cultured cells: calcium-induced de- and hyperpolarization of neuronal mitochondria. // J. Physiol., 2012, Vol. 590, № 12. P. 2845-71.

105. Gerkau N.J., Rakers C., Petzold G.C., Rose C.R. Differential effects of energy deprivation on intracellular sodium homeostasis in neurons and astrocytes // J. Neurosci. Res., 2017, Vol. 95, № 11. P. 2275-2285.

106. Giaume C., Koulakoff A., Roux L., Holcman D., Rouach N. Astroglial networks: a step further in neuroglial and gliovascular interactions // Nat. Rev. Neurosci., 2010, Vol. 11, № 2. P. 87-99.

107. Gibbs M.E., Anderson D.G., Hertz L. Inhibition of glycogenolysis in astrocytes interrupts memory consolidation in young chickens // Glia, 2006, Vol. 54, № 3. P. 214-222.

108. Gillessen T., Grasshoff C., Szinicz L. Mitochondrial permeability transition can be directly monitored in living neurons. // Biomed. Pharmacother., 2002, Vol. 56, № 4. P. 186-93.

109. Ginsberg M.D. Neuroprotection for ischemic stroke: Past, present and future // Neuropharmacology, 2008, Vol. 55, № 3. P. 363-389.

110. Globus M.Y., Busto R., Dietrich W.D., Martinez E., Valdes I., Ginsberg M.D. Effect of Ischemia on the In Vivo Release of Striatal Dopamine, Glutamate, and g-Aminobutyric Acid Studied by Intracerebral Microdialysis // J. Neurochem., 1988, Vol. 51, № 5. P. 1455-1464.

111. Goldberg M.P., Weiss J.H., Pham P.C., Choi D.W. N-methyl-D-aspartate receptors mediate hypoxic neuronal injury in cortical culture. // J. Pharmacol. Exp. Ther., 1987, Vol. 243, № 2. P. 784-91.

112. Goodwin C.J., Holt S.J., Riley P.A., Downes S., Marshall N.J. Growth hormone-responsive DT-diaphorase-mediated bioreduction of tetrazolium salts. // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1996, Vol. 226, № 3. P. 935-41.

113. Gordon J., Amini S., White M.K. General Overview of Neuronal Cell

Culture // Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). , 2013. P. 1-8.

114. Granger D.N., Kvietys P.R. Reperfusion injury and reactive oxygen species: The evolution of a concept // Redox Biol., 2015, Vol. 6. P. 524-551.

115. Grela E., Adam Z., Grabowiecka A. Interferences in the Optimization of the MTT Assay for Viability Estimation of Proteus mirabilis // Avicenna J. Med. Biotechnol., 2015, Vol. 7, № 4. P. 159-167.

116. Grewer C., Gameiro A., Zhang Z., Tao Z., Braams S., Rauen T. Glutamate forward and reverse transport: From molecular mechanism to transportermediated release after ischemia // IUBMB Life, 2008, Vol. 60, № 9. P. 609-619.

117. Gudino-Cabrera G., Urena-Guerrero M.E., Rivera-Cervantes M.C., Feria-Velasco A.I., Beas-Zarate C. Excitotoxicity Triggered by Neonatal Monosodium Glutamate Treatment and Blood-Brain Barrier Function // Arch. Med. Res., 2014, Vol. 45, № 8. P. 653-659.

118. Gunter K.K., Gunter T.E. Transport of calcium by mitochondria // J. Bioenerg. Biomembr., 1994, Vol. 26, № 5. P. 471-485.

119. Hacke W., Kaste M., Bluhmki E., Brozman M., Davalos A., Guidetti D., Larrue V., Lees K.R., Medeghri Z., Machnig T., et al. Thrombolysis with Alteplase 3 to 4.5 Hours after Acute Ischemic Stroke // N. Engl. J. Med., 2008, Vol. 359, № 13. P. 1317-1329.

120. Halestrap A.P. The SLC16 gene family - Structure, role and regulation in health and disease // Mol. Aspects Med., 2013, Vol. 34, № 2-3. P. 337-349.

121. Hallermann S., Kock C.P.J. de, Stuart G.J., Kole M.H.P. State and location dependence of action potential metabolic cost in cortical pyramidal neurons // Nat. Neurosci., 2012, Vol. 15, № 7. P. 1007-1014.

122. Han J., Wan H.-T., Yang J.-H., Zhang Y.-Y., Ge L.-J., Bie X.-D. Effect of ligustrazine on levels of amino acid neurotransmitters in rat striatum after cerebral ischemia-reperfusion injury. // J. Asian Nat. Prod. Res., 2014, Vol. 16, № 11. P. 1060-7.

123. Hansen A.J. Effect of anoxia on ion distribution in the brain. // Physiol. Rev., 1985, Vol. 65, № 1. P. 101-48.

124. Hansson M.J., Mansson R., Mattiasson G., Ohlsson J., Karlsson J., Keep M.F., Elmer E. Brain-derived respiring mitochondria exhibit homogeneous, complete and cyclosporin-sensitive permeability transition // J. Neurochem., 2004, Vol. 89, № 3. P. 715-729.

125. Harris J.J., Jolivet R., Attwell D. Synaptic Energy Use and Supply // Neuron. 2012. Vol. 75. № 5. P. 762-777.

126. Hefter D., Draguhn A. APP as a Protective Factor in Acute Neuronal Insults. // Front. Mol. Neurosci., 2017, Vol. 10. P. 22.

127. Heo D.S., Park J.G., Hata K., Day R., Herberman R.B., Whiteside T.L. Evaluation of Tetrazolium-based Semiautomatic Colorimetric Assay for Measurement of Human Antitumor Cytotoxicity // Cancer Res., 1990, Vol. 50, № 12. P. 3681-3690.

128. Herrero-Mendez A., Almeida A., Fernández E., Maestre C., Moneada S., Bolaños J.P. The bioenergetic and antioxidant status of neurons is controlled by continuous degradation of a key glycolytic enzyme by APC/C-Cdh1 // Nat. Cell Biol., 2009, Vol. 11, № 6. P. 747-752.

129. Hertz L. Bioenergetics of cerebral ischemia: A cellular perspective // Neuropharmacology, 2008, Vol. 55, № 3. P. 289-309.

130. Hertz L., Peng L., Dienel G.A. Energy metabolism in astrocytes: high rate of oxidative metabolism and spatiotemporal dependence on glycolysis/glycogenolysis. // J. Cereb. Blood Flow Metab., 2007, Vol. 27, № 2. P. 219-249.

131. Hertz L., Xu J., Song D., Du T., Li B., Yan E., Peng L. Astrocytic glycogenolysis: mechanisms and functions // Metab. Brain Dis., 2014, Vol. 30, № 1. P. 317-333.

132. Hofmeijer J., Putten M.J.A.M. Van. Ischemic cerebral damage: An appraisal of synaptic failure // Stroke, 2012, Vol. 43, № 2. P. 607-615.

133. Hollmann M., O'Shea-Greenfield A., Rogers S.W., Heinemann S. Cloning by functional expression of a member of the glutamate receptor family // Nature, 1989, Vol. 342, № 6250. P. 643-648.

134. Hossmann K.A. Periinfarct depolarizations // Cerebrovasc. Brain Metab. Rev., 1996, Vol. 8, № 3. P. 195-208.

135. Howarth C., Gleeson P., Attwell D. Updated Energy Budgets for Neural Computation in the Neocortex and Cerebellum // J. Cereb. Blood Flow Metab., 2012, Vol. 32, № 7. P. 1222-1232.

136. Hu H., Song M. Disrupted Ionic Homeostasis in Ischemic Stroke and New Therapeutic Targets // J. Stroke Cerebrovasc. Dis., 2017, Vol. 26, № 12. P. 27062719.

137. Hugon J., Vallat J.M., Dumas M. Role of glutamate and excitotoxicity in neurologic diseases // Rev Neurol, 1996, Vol. 152, № 4. P. 239-248.

138. Imamura H., Huynh Nhat K.P., Togawa H., Saito K., Iino R., Kato-Yamada Y., Nagai T., Noji H. Visualization of ATP levels inside single living cells with fluorescence resonance energy transfer-based genetically encoded indicators // Proc. Natl. Acad. Sci., 2009, Vol. 106, № 37. P. 15651-15656.

139. Ince C., Coremans J.M., Bruining H.A. In vivo NADH fluorescence. // Adv. Exp. Med. Biol., 1992, Vol. 317. P. 277-96.

140. Jane D.E., Lodge D., Collingridge G.L. Kainate receptors: Pharmacology, function and therapeutic potential // Neuropharmacology. 2009. Vol. 56. № 1. P. 90113.

141. Jeyaseelan K., Lim K.Y., Armugam a. Neuroprotectants in stroke therapy. // Expert Opin. Pharmacother., 2008, Vol. 9, № 6. P. 887-900.

142. Jickling G.C., Sharp F.R. Improving the translation of animal ischemic stroke studies to humans. // Metab. Brain Dis., 2015, Vol. 30, № 2. P. 461-7.

143. Johnson-Cadwell L.I., Jekabsons M.B., Wang A., Polster B.M., Nicholls D.G. "Mild Uncoupling" does not decrease mitochondrial superoxide levels in cultured cerebellar granule neurons but decreases spare respiratory capacity and increases toxicity to glutamate and oxidative stress. // J. Neurochem., 2007, Vol. 101, № 6. P. 1619-31.

144. Jones T.H., Morawetz R.B., Crowell R.M., Marcoux F.W., FitzGibbon S.J., DeGirolami U., Ojemann R.G. Thresholds of focal cerebral ischemia in awake

monkeys. // J. Neurosurg., 1981, Vol. 54. P. 773-782.

145. Junge W., Nelson N. ATP Synthase // Annu. Rev. Biochem., 2015, Vol. 84, № 1. P. 631-657.

146. Kacem K., Lacombe P., Seylaz J., Bonvento G. Structural organization of the perivascular astrocyte endfeet and their relationship with the endothelial glucose transporter: A confocal microscopy study // Glia, 1998, Vol. 23, № 1. P. 1-10.

147. Kalyanapuram R., Seshan V., Bansal N. Three-dimensional triple-quantum-filtered 23Na imaging of the dog head in vivo. // J. Magn. Reson. Imaging, 1998, Vol. 8, № 5. P. 1182-9.

148. Kamiya H. Kainate receptor-dependent presynaptic modulation and plasticity. // Neurosci. Res., 2002, Vol. 42, № 1. P. 1-6.

149. Karus C., Mondragao M.A., Ziemens D., Rose C.R. Astrocytes restrict discharge duration and neuronal sodium loads during recurrent network activity // Glia, 2015a, Vol. 63, № 6. P. 936-957.

150. Karus C., Ziemens D., Rose C.R. Lactate rescues neuronal sodium homeostasis during impaired energy metabolism // Channels, 2015b, Vol. 9, № 4. P. 200-208.

151. Kato H., Araki T., Kogure K. Repeated focal cerebral ischemia in gerbils is associated with development of infarction. // Brain Res., 1992, Vol. 596, № 1-2. P. 315-9.

152. Keelan J., Vergun O., Duchen M.R. Excitotoxic mitochondrial depolarisation requires both calcium and nitric oxide in rat hippocampal neurons // J. Physiol., 1999, Vol. 520, № 3. P. 797-813.

153. Khodorov B.I., Mikhailova M.M., Bolshakov A.P., Surin A.M., Sorokina E.G., Rozhnev S.A., Pinelis V.G. Dramatic effect of glycolysis inhibition on the cerebellar granule cells bioenergetics // Biochem. Suppl. Ser. A Membr. Cell Biol., 2012, Vol. 6, № 2. P. 186-197.

154. Khodorov B.I., Storozhevykh T.P., Surin A.M., Yuryavichyus A.I., Sorokina E.G., Borodin A. V, Vinskaya N.P., Khaspekov L.G., Pinelis V.G. The leading role of mitochondrial depolarization in the mechanism of glutamate-induced

disruptions in Ca2+ homeostasis. // Neurosci. Behav. Physiol., 2002, Vol. 32, № 5. P. 541-7.

155. Khodorov B. Glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis and mitochondrial dysfunction in mammalian central neurones // Prog. Biophys. Mol. Biol., 2004, Vol. 86, № 2. P. 279-351.

156. Kiedrowski L. NCX and NCKX Operation in Ischemic Neurons // Ann. N. Y. Acad. Sci., 2007, Vol. 1099, № 1. P. 383-395.

157. Kiedrowski L. N-methyl-D-aspartate excitotoxicity: relationships among plasma membrane potential, Na(+)/Ca(2+) exchange, mitochondrial Ca(2+) overload, and cytoplasmic concentrations of Ca(2+), H(+), and K(+). // Mol. Pharmacol., 1999, Vol. 56, № 3. P. 619-32.

158. Kiedrowski L., Brooker G., Costa E., Wroblewski J.T. Glutamate impairs neuronal calcium extrusion while reducing sodium gradient. // Neuron, 1994, Vol. 12, № 2. P. 295-300.

159. Kim B., Matsuoka S. Cytoplasmic Na+-dependent modulation of mitochondrial Ca2+ via electrogenic mitochondrial Na+ -Ca2+ exchange // J. Physiol., 2008, Vol. 586, № 6. P. 1683-1697.

160. Kim M.J., Dunah A.W., Wang Y.T., Sheng M. Differential roles of NR2A- and NR2B-containing NMDA receptors in Ras-ERK signaling and AMPA receptor trafficking // Neuron, 2005, Vol. 46, № 5. P. 745-760.

161. Kinawy A.A., Ezzat A.R., Al-Suwaigh B.R. Inhalation of air polluted with gasoline vapours alters the levels of amino acid neurotransmitters in the cerebral cortex, hippocampus, and hypothalamus of the rat. // Exp. Toxicol. Pathol., 2014, Vol. 66, № 5-6. P. 219-24.

162. Kintner D.B., Su G., Lenart B., Ballard A.J., Meyer J.W., Ng L.L., Shull G.E., Sun D. Increased tolerance to oxygen and glucose deprivation in astrocytes from Na(+)/H(+) exchanger isoform 1 null mice. // Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2004, Vol. 287, № 1. P. C12-C21.

163. Kirichok Y., Krapivinsky G., Clapham D.E. The mitochondrial calcium uniporter is a highly selective ion channel. // Nature, 2004, Vol. 427, № 6972. P.

360-4.

164. Kirischuk S., Héja L., Kardos J., Billups B. Astrocyte sodium signaling and the regulation of neurotransmission // Glia. 2016. Vol. 64. № 10. P. 1655-1666.

165. Kirischuk S., Parpura V., Verkhratsky A. Sodium dynamics: another key to astroglial excitability? // Trends Neurosci., 2012, Vol. 35, № 8. P. 497-506.

166. Köhr G. NMDA receptor function: Subunit composition versus spatial distribution // Cell Tissue Res. 2006. Vol. 326. № 2. P. 439-446.

167. Kolber B.J. mGluRs Head to Toe in Pain // Progress in molecular biology and translational science. , 2015. P. 281-324.

168. Kole M.H.P., Ilschner S.U., Kampa B.M., Williams S.R., Ruben P.C., Stuart G.J. Action potential generation requires a high sodium channel density in the axon initial segment // Nat. Neurosci., 2008, Vol. 11, № 2. P. 178-186.

169. Kornberg H. Krebs and his trinity of cycles. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2000, Vol. 1, № 3. P. 225-8.

170. Kostandy B.B. The role of glutamate in neuronal ischemic injury: The role of spark in fire // Neurol. Sci. 2012. Vol. 33. № 2. P. 223-237.

171. Kostic M., Zivkovic N., Stojanovic I. Multiple sclerosis and glutamate excitotoxicity // Rev. Neurosci., 2013, Vol. 24, № 1. P. 71-88.

172. Kovacs-Bogdan E., Sancak Y., Kamer K.J., Plovanich M., Jambhekar A., Huber R.J., Myre M.A., Blower M.D., Mootha V.K. Reconstitution of the mitochondrial calcium uniporter in yeast // Proc. Natl. Acad. Sci., 2014, Vol. 111, № 24. P. 8985-8990.

173. Kritis A.A., Stamoula E.G., Paniskaki K.A., Vavilis T.D. Researching glutamate - induced cytotoxicity in different cell lines: a comparative/collective analysis/study // Front. Cell. Neurosci., 2015, Vol. 9, № 91. P. 1-18.

174. la Fuente-Herreruela D. de, Gónzalez-Charro V., Almendro-Vedia V.G., Morán M., Martín M.Á., Lillo M.P., Natale P., López-Montero I. Rhodamine-based sensor for real-time imaging of mitochondrial ATP in living fibroblasts. // Biochim. Biophys. Acta, 2017, Vol. 1858, № 12. P. 999-1006.

175. Lai J.C., Cooper A.J. Brain alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex:

kinetic properties, regional distribution, and effects of inhibitors. // J. Neurochem., 1986, Vol. 47, № 5. P. 1376-86.

176. Lazarewicz J.W. Calcium transients in brain ischemia: role in neuronal injury. // ActaNeurobiol. Exp. (Wars)., 1996, Vol. 56, № 1. P. 299-311.

177. Lazarewicz J.W., Wroblewski J.T., Costa E. N-methyl-D-aspartate-sensitive glutamate receptors induce calcium-mediated arachidonic acid release in primary cultures of cerebellar granule cells. // J. Neurochem., 1990, Vol. 55, № 6. P. 1875-81.

178. Lee B.K., Lee D.H., Park S., Park S.L., Yoon J.-S., Lee M.G., Lee S., Yi K.Y., Yoo S.E., Lee K.H., et al. Effects of KR-33028, a novel Na+/H+ exchanger-1 inhibitor, on glutamate-induced neuronal cell death and ischemia-induced cerebral infarct. // Brain Res., 2009, Vol. 1248. P. 22-30.

179. Lee J.M., Zipfel G.J., Choi D.W. The changing landscape of ischaemic brain injury mechanisms. // Nature, 1999, Vol. 399, № 6738 Suppl. P. A7-14.

180. Leng T., Shi Y., Xiong Z.-G., Sun D. Proton-sensitive cation channels and ion exchangers in ischemic brain injury: New therapeutic targets for stroke? // Prog. Neurobiol., 2014, Vol. 115. P. 189-209.

181. Lennie P. The cost of cortical computation // Curr. Biol., 2003, Vol. 13, № 6. P. 493-497.

182. Lerma J. Roles and rules of kainate receptors in synaptic transmission. // Nat. Rev. Neurosci., 2003, Vol. 4, № 6. P. 481-495.

183. Li D., Zheng W., Qu J.Y. Time-resolved spectroscopic imaging reveals the fundamentals of cellular NADH fluorescence. // Opt. Lett., 2008, Vol. 33, № 20. P. 2365-7.

184. Liemburg-Apers D.C., Imamura H., Forkink M., Nooteboom M., Swarts H.G., Brock R., Smeitink J.A.M., Willems P.H.G.M., Koopman W.J.H. Quantitative Glucose and ATP Sensing in Mammalian Cells // Pharm. Res., 2011, Vol. 28, № 11. P. 2745-2757.

185. Limbrick D.D., Churn S.B., Sombati S., DeLorenzo R.J. Inability to restore resting intracellular calcium levels as an early indicator of delayed neuronal

cell death. // Brain Res., 1995, Vol. 690, № 2. P. 145-56.

186. Liu D., Gharavi R., Pitta M., Gleichmann M., Mattson M.P. Nicotinamide prevents NAD+ depletion and protects neurons against excitotoxicity and cerebral ischemia: NAD+ consumption by SIRT1 may endanger energetically compromised neurons. // Neuromolecular Med., 2009, Vol. 11, № 1. P. 28-42.

187. Liu X., Xu S., Wang P., Wang W. Transient mitochondrial permeability transition mediates excitotoxicity in glutamate-sensitive NSC34 D motor neuron-like cells // Exp. Neurol., 2015, Vol. 271. P. 122-130.

188. Liu Y., Peterson D.A., Kimura H., Schubert D. Mechanism of cellular 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide (MTT) reduction. // J. Neurochem., 1997, Vol. 69, № 2. P. 581-93.

189. Llopis J., McCaffery J.M., Miyawaki A., Farquhar M.G., Tsien R.Y. Measurement of cytosolic, mitochondrial, and Golgi pH in single living cells with green fluorescent proteins. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 1998, Vol. 95, № 12. P. 6803-8.

190. Longuemare M.C., Rose C.R., Farrell K., Ransom B.R., Waxman S.G., Swanson R.A. K(+)-induced reversal of astrocyte glutamate uptake is limited by compensatory changes in intracellular Na+. // Neuroscience, 1999, Vol. 93, № 1. P. 285-92.

191. Löscher W., Wahnschaffe U., Rundfeldt C., Hönack D., Hoppen H.O. Regional alterations in brain amino acids during the estrous cycle of the rat. // Neurochem. Res., 1992, Vol. 17, № 10. P. 973-7.

192. Love S. Apoptosis and brain ischaemia // Prog. Neuro-Psychopharmacology Biol. Psychiatry. 2003. Vol. 27. № 2. P. 267-282.

193. Lü L., Zhang L., Wai M.S.M., Yew D.T.W., Xu J. Exocytosis of MTT formazan could exacerbate cell injury // Toxicol. Vitr., 2012, Vol. 26, № 4. P. 636644.

194. Lucas D.R., Newhouse J.P. The Toxic Effect of Sodium L-Glutamate on the Inner Layers of the Retina // Arch. Ophthalmol., 1957, Vol. 58, № 2. P. 193-201.

195. Lukyanova L.D. Mitochondrial Signaling in Hypoxia // Open J. Endocr.

Metab. Dis., 2013, Vol. 03, № 02. P. 20-32.

196. Luo J., Chen H., Kintner D.B., Shull G.E., Sun D. Decreased neuronal death in Na+/H+ exchanger isoform 1-null mice after in vitro and in vivo ischemia. // J. Neurosci, 2005, Vol. 25, № 49. P. 11256-68.

197. Machler P., Wyss M.T., Elsayed M., Stobart J., Gutierrez R., Faber-Castell A. Von, Kaelin V., Zuend M., San Martín A., Romero-Gómez I., et al. In Vivo Evidence for a Lactate Gradient from Astrocytes to Neurons // Cell Metab., 2016, Vol. 23, № 1. P. 94-102.

198. Madelin G., Kline R., Walvick R., Regatte R.R. A method for estimating intracellular sodium concentration and extracellular volume fraction in brain in vivo using sodium magnetic resonance imaging // Sci. Rep., 2015, Vol. 4, № 1. P. 4763.

199. Magistretti P.J. Neuron-glia metabolic coupling and plasticity // J. Exp. Biol., 2006, Vol. 209, № 12. P. 2304-2311.

200. Magnus G., Keizer J. Minimal model of beta-cell mitochondrial Ca2+ handling. // Am. J. Physiol., 1997, Vol. 273, № 2 Pt 1. P. C717-33.

201. Malarkey E.B., Parpura V. Mechanisms of glutamate release from astrocytes // Neurochem. Int. 2008. Vol. 52. № 1. P. 142-154.

202. Manzanero S., Santro T., Arumugam T. V. Neuronal oxidative stress in acute ischemic stroke: Sources and contribution to cell injury // Neurochem. Int.,

2013, Vol. 62, № 5. P. 712-718.

203. Mao L., Yang L., Zhang Q., Jiang H., Yang H. Effects of ion interactions with a cholesterol-rich bilayer // Biochem. Biophys. Res. Commun., 2015, Vol. 468, № 1-2. P. 125-129.

204. Marcaggi P., Attwell D. Role of glial amino acid transporters in synaptic transmission and brain energetics // Glia. 2004. Vol. 47. № 3. P. 217-225.

205. Marchi S., Pinton P. The mitochondrial calcium uniporter complex: molecular components, structure and physiopathological implications // J. Physiol.,

2014, Vol. 592, № 5. P. 829-839.

206. Marjanovic M., Willis J.S. ATP dependence of Na(+)-K+ pump of cold-sensitive and cold-tolerant mammalian red blood cells. // J. Physiol., 1992, Vol. 456.

P. 575-90.

207. Markova O., Mukhtarov M., Real E., Jacob Y., Bregestovski P. Genetically encoded chloride indicator with improved sensitivity // J. Neurosci. Methods, 2008, Vol. 170, № 1. P. 67-76.

208. Marshall N.J., Goodwin C.J., Holt S.J. A critical assessment of the use of microculture tetrazolium assays to measure cell growth and function. // Growth Regul., 1995, Vol. 5, № 2. P. 69-84.

209. Martinez-Hernandez A., Bell K.P., Norenberg M.D. Glutamine synthetase: glial localization in brain. // Science, 1977, Vol. 195, № 4284. P. 1356-8.

210. Martinou I., Fernandez P.A., Missotten M., White E., Allet B., Sadoul R., Martinou J.C. Viral proteins E1b19k and p35 protect sympathetic neurons from cell death induced by NGF deprivation // J. Cell Biol., 1995, Vol. 128, № 1-2. P. 201208.

211. Mattson M.R. Calcium and neurodegeneration // Aging Cell. 2007. Vol. 6. № 3. P. 337-350.

212. McIntosh D.B., Woolley D.G., Vilsen B., Andersen J.P. Mutagenesis of segment 487Phe-Ser-Arg-Asp-Arg-Lys492 of sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase produces pumps defective in ATP binding. // J. Biol. Chem., 1996, Vol. 271, № 42. P. 25778-89.

213. McKenna M.C. The glutamate-glutamine cycle is not stoichiometric: Fates of glutamate in brain // Journal of Neuroscience Research. , 2007. P. 33473358.

214. Meldrum B., Evans M., Griffiths T., Simon R. Ischaemic brain damage: the role of excitatory activity and of calcium entry. // Br. J. Anaesth., 1985, Vol. 57, № 1. P. 44-6.

215. Mergenthaler P., Dirnagl U., Meisel A. Pathophysiology of stroke: Lessons from animal models // Metab. Brain Dis., 2004, Vol. 19, № 3-4. P. 151-167.

216. Mergenthaler P., Lindauer U., Dienel G.A., Meisel A. Sugar for the brain: The role of glucose in physiological and pathological brain function // Trends Neurosci. 2013. Vol. 36. № 10. P. 587-597.

217. Millet L.J., Gillette M.U. Over a century of neuron culture: from the hanging drop to microfluidic devices. // Yale J. Biol. Med., 2012, Vol. 85, № 4. P. 501-21.

218. Mironova G.D., Saris N.-E.L., Belosludtseva N. V., Agafonov A. V., Elantsev A.B., Belosludtsev K.N. Involvement of palmitate/Ca2+(Sr2+)-induced pore in the cycling of ions across the mitochondrial membrane // Biochim. Biophys. Acta -Biomembr., 2015, Vol. 1848, № 2. P. 488-495.

219. Mondragao M.A., Schmidt H., Kleinhans C., Langer J., Kafitz K.W., Rose C.R. Extrusion versus diffusion: mechanisms for recovery from sodium loads in mouse CA1 pyramidal neurons // J. Physiol., 2016, Vol. 594, № 19. P. 5507-5527.

220. Montana V., Verkhratsky A., Parpura V. Pathological Role for Exocytotic Glutamate Release from Astrocytes in Hepatic Encephalopathy // Curr. Neuropharmacol., 2014, Vol. 12, № 4. P. 324-333.

221. Moskowitz M.A., Lo E.H., Iadecola C. The science of stroke: Mechanisms in search of treatments // Neuron. 2010. Vol. 67. № 2. P. 181-198.

222. Mosmann T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: Application to proliferation and cytotoxicity assays // J. Immunol. Methods, 1983, Vol. 65, № 1-2. P. 55-63.

223. Murray R.K., Granner D.K., Mayes P.A., Rodwell V.W. Harper ' s Illustrated Biochemistry. , 2003. P. 693.

224. Nakanishi N., Tu S., Shin Y., Cui J., Kurokawa T., Zhang D., Chen H.-S. V., Tong G., Lipton S.A. Neuroprotection by the NR3A Subunit of the NMDA Receptor // J. Neurosci., 2009, Vol. 29, № 16. P. 5260-5265.

225. Nakata N., Kato H., Kogure K. Effects of repeated cerebral ischemia on extracellular amino acid concentrations measured with intracerebral microdialysis in the gerbil hippocampus. // Stroke, 1993, Vol. 24, № 3. P. 458-64.

226. Nartsissov R.P. Analysis of cell image - next step in development of clinical cytochemistry in pediatrics. // Pediatriya, 1998, Vol. 77. P. 101-105.

227. Nedergaard M., Dirnagl U. Role of glial cells in cerebral ischemia // Glia. 2005. Vol. 50. № 4. P. 281-286.

228. Nesci S., Trombetti F., Ventrella V., Pagliarani A. The a subunit asymmetry dictates the two opposite rotation directions in the synthesis and hydrolysis of ATP by the mitochondrial ATP synthase // Med. Hypotheses, 2015, Vol. 84, № 1. P. 53-57.

229. Nicholls D.G., Budd S.L. Mitochondria and neuronal survival. // Physiol. Rev., 2000, Vol. 80, № 1. P. 315-60.

230. Nicholls D.G., Ferguson S.J. Bioenergetics. London: Elsevier, Academic Press, 2013.4 ed. P. 434.

231. Nicholls D.G., Sihra T.S., Sanchez-Prieto J. Calcium-dependent and -independent release of glutamate from synaptosomes monitored by continuous fluorometry. // J. Neurochem., 1987, Vol. 49, № 1. P. 50-7.

232. Nicholls D., Attwell D. The release and uptake of excitatory amino acids // Trends Pharmacol. Sci., 1990, Vol. 11, № 11. P. 462-468.

233. Nicholls D.G. Oxidative Stress and Energy Crises in Neuronal Dysfunction // Ann. N. Y. Acad. Sci., 2008, Vol. 1147, № 1. P. 53-60.

234. Nicholls D.G. Simultaneous monitoring of ionophore- and inhibitormediated plasma and mitochondrial membrane potential changes in cultured neurons // J. Biol. Chem., 2006, Vol. 281, № 21. P. 14864-14874.

235. Nicholls D.G., Ward M.W. Mitochondrial membrane potential and neuronal glutamate excitotoxicity: Mortality and millivolts // Trends Neurosci. 2000. Vol. 23. № 4. P. 166-174.

236. Nicholls D.G., Chalmers S. The integration of mitochondrial calcium transport and storage. // J. Bioenerg. Biomembr., 2004, Vol. 36, № 4. P. 277-81.

237. Nieminen A.L., Petrie T.G., Lemasters J.J., Selman W.R. Cyclosporin A delays mitochondrial depolarization induced by N-methyl-D-aspartate in cortical neurons: Evidence of the mitochondrial permeability transition // Neuroscience, 1996, Vol. 75, № 4. P. 993-997.

238. Novelli A., Reilly J.A., Lysko P.G., Henneberry R.C. Glutamate becomes neurotoxic via the N-methyl-d-aspartate receptor when intracellular energy levels are reduced // Brain Res., 1988, Vol. 451, № 1-2. P. 205-212.

239. Novitskaya Y.A., Dravolina O.A., Zvartau E.E., Danysz W., Bespalov A.Y. Interaction of Blockers of Ionotropic NMDA Receptors and Metabotropic Glutamate Receptors in a Working Memory Test in Rats // Neurosci. Behav. Physiol., 2010, Vol. 40, № 7. P. 807-811.

240. Obrenovitch T.P., Richards D.A. Extracellular neurotransmitter changes in cerebral ischaemia // Cerebrovasc. Brain Metab. Rev., 1995, Vol. 7, № 1. P. 1-54.

241. Olney J.W., Gubareff T. Glutamate neurotoxicity and Huntington's chorea // Nature, 1978, Vol. 271, № 5645. P. 557-559.

242. Orlov S.N., Platonova A.A., Hamet P., Grygorczyk R. Cell volume and monovalent ion transporters: their role in cell death machinery triggering and progression. // Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2013, Vol. 305, № 4. P. C361-72.

243. Orrenius S., Zhivotovsky B., Nicotera P. Regulation of cell death: the calcium-apoptosis link. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2003, Vol. 4, № 7. P. 552-565.

244. Palacios-Filardo J., Aller M.I., Lerma J. Synaptic Targeting of Kainate Receptors // Cereb. Cortex, 2016, Vol. 26, № 4. P. 1464-1472.

245. Papadia S., Stevenson P., Hardingham N.R., Bading H., Hardingham G.E. Nuclear Ca2+ and the cAMP response element-binding protein family mediate a late phase of activity-dependent neuroprotection. // J. Neurosci., 2005, Vol. 25, № 17. P. 4279-87.

246. Paternain A. V, Morales M., Lerma J. Selective antagonism of AMPA receptors unmasks kainate receptor-mediated responses in hippocampal neurons. // Neuron, 1995, Vol. 14, № 1. P. 185-9.

247. Pellerin L., Magistretti P.J. Glutamate uptake into astrocytes stimulates aerobic glycolysis: a mechanism coupling neuronal activity to glucose utilization. // Proc. Natl. Acad. Sci., 1994, Vol. 91, № 22. P. 10625-10629.

248. Pellerin L., Magistretti P.J. Sweet Sixteen for ANLS // J. Cereb. Blood Flow Metab, 2012, Vol. 32, № 7. P. 1152-1166.

249. Petronilli V., Penzo D., Scorrano L., Bernardi P., Lisa F. Di. The Mitochondrial Permeability Transition, Release of Cytochrome c and Cell Death // J. Biol. Chem., 2001, Vol. 276, № 15. P. 12030-12034.

250. Pinelis V.G., Bykova L.P., Bogachev A.P., Isaev N.K., Viktorov I. V, Khodorov B.I. [Toxic effect of glutamate on cultured cerebellar granular cells reduces the intracellular level of ATP. The role of Ca2+ ions]. // Biull. Eksp. Biol. Med, 1997, Vol. 123, № 2. P. 162-4.

251. Pinelis V.G., Segal M., Greenberger V., Khodorov B.I. Changes in cytosolic sodium caused by a toxic glutamate treatment of cultured hippocampal neurons. // Biochem. Mol. Biol. Int., 1994, Vol. 32, № 3. P. 475-82.

252. Pisani A., Calabresi P., Tozzi A., Bernardi G., Knopfel T. Early sodium elevations induced by combined oxygen and glucose deprivation in pyramidal cortical neurons // Eur. J. Neurosci., 1998, Vol. 10, № 11. P. 3572-3574.

253. Plitman E., Nakajima S., la Fuente-Sandoval C. de, Gerretsen P., Chakravarty M.M., Kobylianskii J., Chung J.K., Caravaggio F., Iwata Y., Remington G., et al. Glutamate-mediated excitotoxicity in schizophrenia: A review // Eur. Neuropsychopharmacol., 2014, Vol. 24, № 10. P. 1591-1605.

254. Pokhilko A. V, Ataullakhanov F.I., Holmuhamedov E.L. Mathematical model of mitochondrial ionic homeostasis: three modes of Ca2+ transport. // J. Theor. Biol., 2006, Vol. 243, № 1. P. 152-69.

255. Pokorska A., Vanhoutte P., Arnold F.J.L., Silvagno F., Hardingham G.E., Bading H. Synaptic activity induces signalling to CREB without increasing global levels of cAMP in hippocampal neurons // J. Neurochem., 2003, Vol. 84, № 3. P. 447-452.

256. Popov V., Medvedev N.I., Davies H.A., Stewart M.G. Mitochondria form a filamentous reticular network in hippocampal dendrites but are present as discrete bodies in axons: A three-dimensional ultrastructural study // J. Comp. Neurol., 2005, Vol. 492, № 1. P. 50-65.

257. Reid C.A., Bekkers J.M., Clements J.D. Presynaptic Ca2+ channels: A functional patchwork // Trends Neurosci. 2003. Vol. 26. № 12. P. 683-687.

258. Rodríguez-Moreno A., Sihra T.S. Metabotropic Actions of Kainate Receptors in the Control of Glutamate Release in the Hippocampus // Advances in experimental medicine and biology. , 2011. P. 39-48.

259. Rodriguez-Rodriguez P., Fernandez E., Almeida A., Bolanos J.P. Excitotoxic stimulus stabilizes PFKFB3 causing pentose-phosphate pathway to glycolysis switch and neurodegeneration // Cell Death Differ, 2012, Vol. 19, № 10. P. 1582-1589.

260. Rose C.R., Chatton J.Y. Astrocyte sodium signaling and neuro-metabolic coupling in the brain // Neuroscience, 2016, Vol. 323. P. 121-134.

261. Rose C.R., Konnerth A. NMDA receptor-mediated Na+ signals in spines and dendrites. // JNeurosci, 2001, Vol. 21, № 12. P. 4207-4214.

262. Rose C.R., Waxman S.G., Ransom B.R. Effects of glucose deprivation, chemical hypoxia, and simulated ischemia on Na+ homeostasis in rat spinal cord astrocytes. // J. Neurosci., 1998, Vol. 18, № 10. P. 3554-3562.

263. Rose C.R., Karus C. Two sides of the same coin: Sodium homeostasis and signaling in astrocytes under physiological and pathophysiological conditions // Glia. 2013. Vol. 61. № 8. P. 1191-1205.

264. Rose C.R., Verkhratsky A. Principles of sodium homeostasis and sodium signalling in astroglia // Glia. 2016. Vol. 64. № 10. P. 1611-1627.

265. Rothman S.M., Olney J.W. Excitotoxicity and the NMDA receptor - still lethal after eight years. // Trends Neurosci., 1995, Vol. 18, № 2. P. 57-8.

266. Rouach N., Koulakoff A., Abudara V., Willecke K., Giaume C. Astroglial Metabolic Networks Sustain Hippocampal Synaptic Transmission // Science (80-. )., 2008, Vol. 322, № 5907. P. 1551-1555.

267. Rousset C.I., Baburamani A.A., Thornton C., Hagberg H. Mitochondria and perinatal brain injury // J. Matern. Neonatal Med., 2012, Vol. 25, № sup1. P. 3538.

268. Rueda C.B., Llorente-Folch I., Traba J., Amigo I., Gonzalez-Sanchez P., Contreras L., Juaristi I., Martinez-Valero P., Pardo B., Arco A. Del, et al. Glutamate excitotoxicity and Ca2+-regulation of respiration: Role of the Ca2+ activated mitochondrial transporters (CaMCs). // Biochim. Biophys. Acta, 2016, Vol. 1857, № 8. P. 1158-1166.

269. Ruminot I., Gutierrez R., Pena-Munzenmayer G., Anazco C., Sotelo-

Hitschfeld T., Lerchundi R., Niemeyer M.I., Shull G.E., Barros L.F. NBCel Mediates the Acute Stimulation of Astrocytic Glycolysis by Extracellular K+ // J. Neurosci., 2011, Vol. 31, № 40. P. 14264-14271.

270. Sada N., Lee S., Katsu T., Otsuki T., Inoue T. Targeting LDH enzymes with a stiripentol analog to treat epilepsy // Science (80-.)., 2015, Vol. 347, № 6228. P. 1362-1367.

271. Saez I., Duran J., Sinadinos C., Beltran A., Yanes O., Tevy M.F., Martínez-Pons C., Milán M., Guinovart J.J. Neurons Have an Active Glycogen Metabolism that Contributes to Tolerance to Hypoxia // J. Cereb. Blood Flow Metab, 2014, Vol. 34, № 6. P. 945-955.

272. Safina D.R., Surin A.M., Pinelis V.G., Kostrov S. V. Effect of neurotrophin-3 precursor on glutamate-induced calcium homeostasis deregulation in rat cerebellum granule cells // J. Neurosci. Res., 2015, Vol. 93, № 12. P. 1865-1873.

273. Santos S.D., Carvalho A.L., Caldeira M. V., Duarte C.B. Regulation of AMPA receptors and synaptic plasticity // Neuroscience. 2009. Vol. 158. № 1. P. 105-125.

274. Saris N.-E.L., Carafoli E. A historical review of cellular calcium handling, with emphasis on mitochondria. // Biochemistry. (Mosc)., 2005, Vol. 70, № 2. P. 187-94.

275. Sasaki S., Warita H., Abe K., Iwata M. Impairment of axonal transport in the axon hillock and the initial segment of anterior horn neurons in transgenic mice with a G93A mutant SOD1 gene // Acta Neuropathol., 2005, Vol. 110, № 1. P. 4856.

276. Sattler R., Charlton M.P., Hafner M., Tymianski M. Distinct influx pathways, not calcium load, determine neuronal vulnerability to calcium neurotoxicity. // J. Neurochem., 1998, Vol. 71, № 6. P. 2349-2364.

277. Saver J.L. Time is brain - Quantified // Stroke. 2006. Vol. 37. № 1. P. 263-266.

278. Schinder A.F., Olson E.C., Spitzer N.C., Montal M. Mitochondrial dysfunction is a primary event in glutamate neurotoxicity. // J. Neurosci., 1996, Vol.

16, № 19. P. 6125-33.

279. Schinzel A.C., Takeuchi O., Huang Z., Fisher J.K., Zhou Z., Rubens J., Hetz C., Danial N.N., Moskowitz M.A., Korsmeyer S.J. Cyclophilin D is a component of mitochondrial permeability transition and mediates neuronal cell death after focal cerebral ischemia. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2005, Vol. 102, № 34. P. 12005-10.

280. Schousboe A., Sarup A., Bak L.K., Waagepetersen H.S., Larsson O.M. Role of astrocytic transport processes in glutamatergic and GABAergic neurotransmission // Neurochem. Int. 2004. Vol. 45. № 4. P. 521-527.

281. Schousboe A., Scafidi S., Bak L.K., Waagepetersen H.S., McKenna M.C. Glutamate metabolism in the brain focusing on astrocytes. // Adv. Neurobiol., 2014, Vol. 11. P. 13-30.

282. Severin F.F., Severina I.I., Antonenko Y.N., Rokitskaya T.I., Cherepanov D.A., Mokhova E.N., Vyssokikh M.Y., Pustovidko A. V, Markova O. V, Yaguzhinsky L.S., et al. Penetrating cation/fatty acid anion pair as a mitochondria-targeted protonophore. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2010, Vol. 107, № 2. P. 663-8.

283. Sheldon A.L., Robinson M.B. The role of glutamate transporters in neurodegenerative diseases and potential opportunities for intervention // Neurochem. Int. 2007. Vol. 51. № 6-7. P. 333-355.

284. Sheldon C., Diarra A., Cheng Y.M., Church J. Sodium Influx Pathways during and after Anoxia in Rat Hippocampal Neurons // J. Neurosci. , 2004, Vol. 24, № 49. P. 11057-11069.

285. Sheng M., Hoogenraad C.C. The Postsynaptic Architecture of Excitatory Synapses: A More Quantitative View // Annu. Rev. Biochem., 2007, Vol. 76, № 1. P. 823-847.

286. Shigeri Y., Seal R.P., Shimamoto K. Molecular pharmacology of glutamate transporters, EAATs and VGLUTs. // Brain Res. Brain Res. Rev., 2004, Vol. 45, № 3. P. 250-65.

287. Shimada N., Graf R., Rosner G., Wakayama A., George C.P., Heiss W.D.

Ischemic flow threshold for extracellular glutamate increase in cat cortex // J Cereb Blood Flow Metab, 1989, Vol. 9, № 5. P. 603-606.

288. Siesjo B.K. Calcium-mediated processes in neuronal degeneration. // Ann. N. Y. Acad. Sci., 1994, Vol. 747. P. 140-61.

289. Sihra T.S., Rodríguez-Moreno A. Presynaptic kainate receptor-mediated bidirectional modulatory actions: Mechanisms // Neurochem. Int., 2013, Vol. 62, № 7. P. 982-987.

290. Silver I.A., Deas J., Erecinska M. Ion homeostasis in brain cells: Differences in intracellular ion responses to energy limitation between cultured neurons and glial cells // Neuroscience, 1997, Vol. 78, № 2. P. 589-601.

291. Sobczyk A. NMDA Receptor Subunit-Dependent [Ca2+] Signaling in Individual Hippocampal Dendritic Spines // J. Neurosci., 2005, Vol. 25, № 26. P. 6037-6046.

292. Somjen G.G. Ion Regulation in the Brain: Implications for Pathophysiology // Neurosci., 2002, Vol. 8, № 3. P. 254-267.

293. Somjen G.G. Ions in the brain: normal function, seizures, and stroke. : Oxford University Press, 2004. P. 470.

294. Sommer C.J. Ischemic stroke: experimental models and reality // Acta Neuropathol., 2017, Vol. 133, № 2. P. 245-261.

295. Sonnewald U. Glutamate synthesis has to be matched by its degradation -Where do all the carbons go? // J. Neurochem. 2014. Vol. 131. № 4. P. 399-406.

296. Stiefel M.F., Marmarou A. Cation dysfunction associated with cerebral ischemia followed by reperfusion: a comparison of microdialysis and ion-selective electrode methods // J. Neurosurg., 2002, Vol. 97, № 1. P. 97-103.

297. Stys P.K. White matter injury mechanisms. // Curr. Mol. Med., 2004, Vol. 4, № 2. P. 113-30.

298. Surin A.M., Zobova S.N., Tukhbatova G.R., Senilova Y.E., Pinelis V.G., Khodorov B.I. Changes in mitochondrial NAD(P)H and glutamate-induced delayed calcium deregulation in cultured rat cerebellar granule neurons // Biochem. Suppl. Ser. A Membr. Cell Biol., 2010, Vol. 4, № 1. P. 32-37.

299. Surin A.M.M., Gorbacheva L.R.R., Savinkova I.G.G., Sharipov R.R.R., Khodorov B.I.I., Pinelis V.G.G. Study on ATP concentration changes in cytosol of individual cultured neurons during glutamate-induced deregulation of calcium homeostasis // Biochem, 2014, Vol. 79, № 2. P. 146-157.

300. Surin A.M., Khiroug S., Gorbacheva L.R., Khodorov B.I., Pinelis V.G., Khiroug L. Comparative analysis of cytosolic and mitochondrial ATP synthesis in embryonic and postnatal hippocampal neuronal cultures // Front. Mol. Neurosci., 2013, Vol. 5.

301. Sweadner K.J. Overlapping and diverse distribution of Na-K ATPase isozymes in neurons and glia. // Can. J. Physiol. Pharmacol., 1992, Vol. 70 Suppl. P. S255-9.

302. Syntichaki P., Tavernarakis N. The biochemistry of neuronal necrosis: rogue biology? // Nat. Rev. Neurosci., 2003, Vol. 4, № 8. P. 672-684.

303. Szydlowska K., Tymianski M. Calcium, ischemia and excitotoxicity // Cell Calcium, 2010, Vol. 47, № 2. P. 122-129.

304. Takeuchi H., Jin S., Wang J., Zhang G., Kawanokuchi J., Kuno R., Sonobe Y., Mizuno T., Suzumura A. Tumor necrosis factor-alpha induces neurotoxicity via glutamate release from hemichannels of activated microglia in an autocrine manner // J. Biol. Chem, 2006, Vol. 281, № 30. P. 21362-21368.

305. Talbot J., Barrett J.N., Barrett E.F., David G. Stimulation-induced changes in NADH fluorescence and mitochondrial membrane potential in lizard motor nerve terminals // J. Physiol., 2007, Vol. 579, № 3. P. 783-798.

306. Titomanlio L., Fernandez-Lopez D., Manganozzi L., Moretti R., Vexler Z.S., Gressens P. Pathophysiology and Neuroprotection of Global and Focal Perinatal Brain Injury: Lessons From Animal Models // Pediatr. Neurol., 2015, Vol. 52, № 6. P. 566-584.

307. Tomida S., Nowak T.S., Vass K., Lohr J.M., Klatzo I. Experimental model for repetitive ischemic attacks in the gerbil: the cumulative effect of repeated ischemic insults. // J. Cereb. Blood Flow Metab, 1987, Vol. 7, № 6. P. 773-82.

308. Tymianski M., Charlton M.P., Carlen P.L., Tator C.H. Source specificity

of early calcium neurotoxicity in cultured embryonic spinal neurons. // J. Neurosci., 1993, Vol. 13, № 5. P. 2085-2104.

309. Ueda Y., Obrenovitch T.P., Lok S.Y., Sarna G.S., Symon L. Changes in extracellular glutamate concentration produced in the rat striatum by repeated ischemia. // Stroke, 1992, Vol. 23, № 8. P. 1125-30.

310. Uzdensky A., Demyanenko S., Fedorenko G., Lapteva T., Fedorenko A. Protein Profile and Morphological Alterations in Penumbra after Focal Photothrombotic Infarction in the Rat Cerebral Cortex // Mol. Neurobiol., 2017, Vol. 54, № 6. P. 4172-4188.

311. Vafabakhsh R., Levitz J., Isacoff E.Y. Conformational dynamics of a class C G-protein-coupled receptor // Nature, 2015, Vol. 524, № 7566. P. 497-501.

312. Vannucci S.J., Maher F., Simpson I.A. Glucose transporter proteins in brain: delivery of glucose to neurons and glia // Glia, 1997, Vol. 21, № 1. P. 2-21.

313. Vergun O., Sobolevsky A.I., Yelshansky M. V, Keelan J., Khodorov B.I., Duchen M.R. Exploration of the role of reactive oxygen species in glutamate neurotoxicity in rat hippocampal neurones in culture // J Physiol, 2001, Vol. 531, № Pt 1. P. 147-163.

314. Vergun O., Keelan J., Khodorov B.I., Duchen M.R. Glutamate-induced mitochondrial depolarisation and perturbation of calcium homeostasis in cultured rat hippocampal neurones // J. Physiol., 1999, Vol. 519, № 2. P. 451-466.

315. Verkhratsky A., Kirchhoff F. NMDA Receptors in Glia // Neurosci., 2007, Vol. 13, № 1. P. 28-37.

316. Vyklicky V., Korinek M., Smejkalova T., Balik A., Krausova B., Kaniakova M., Lichnerova K., Cerny J., Krusek J., Dittert I., et al. Structure, function, and pharmacology of NMDA receptor channels. // Physiol. Res., 2014, Vol. 63, № Suppl 1. P. 191-203.

317. Wabnitz A. V., Storozhevykh T.P., Pinelis V.G., Khodorov B.I. The permeability transition pore is not a prerequisite for glutamate-induced calcium deregulation and mitochondrial depolarization in brain neurons. // Biol. Membr, 2005, Vol. 22, № 4. P. 378-382.

318. Walker E.A. Смерть Мозга / edited by А.М. Гурвич. Москва: "Медицина," 1988.3 ed. P. 288.

319. Wang Y., Qin Z. Molecular and cellular mechanisms of excitotoxic neuronal death // Apoptosis, 2010, Vol. 15, № 11. P. 1382-1402.

320. Ward M.W., Rego A.C., Frenguelli B.G., Nicholls D.G. Mitochondrial Membrane Potential and Glutamate Excitotoxicity in Cultured Cerebellar Granule Cells // J. Neurosci, 2000, Vol. 20, № 19. P. 7208-7219.

321. Weinberger J.M. Evolving therapeutic approaches to treating acute ischemic stroke. // J. Neurol. Sci., 2006, Vol. 249, № 2. P. 101-9.

322. Welch K.M.A., Caplan L.R., Reis D.J., Siesjo B.K., Weir B., Leist M., Nicotera P. Primer on Cerebrovascular Diseases. , 1997. P. 101-104.

323. Wu W.-Y., Zhong Y., Lu Y.-T., Sun Y., Li N.-G., Shi Z.-H., Dong Z.-X., Gu T., Xue X., Fang F., et al. Protective effect of 6- O -methyl-scutellarein on repeated cerebral ischemia/reperfusion in rats // J. Asian Nat. Prod. Res., 2017. P. 115.

324. Wyckelsma V.L., McKenna M.J. Effects of Age on Na+,K+-ATPase Expression in Human and Rodent Skeletal Muscle // Front. Physiol., 2016, Vol. 7. P. 316.

325. Wyss M.T., Jolivet R., Buck A., Magistretti P.J., Weber B. In Vivo Evidence for Lactate as a Neuronal Energy Source // J. Neurosci., 2011, Vol. 31, № 20. P. 7477-7485.

326. Xiao P., Staubli U., Kessler M., Lynch G. Selective effects of aniracetam across receptor types and forms of synaptic facilitation in hippocampus // Hippocampus, 1991, Vol. 1, № 4. P. 373-380.

327. Xu-Friedman M.A., Regehr W.G. Presynaptic Strontium Dynamics and Synaptic Transmission // Biophys. J.., 1999, Vol. 76, № 4. P. 2029-2042.

328. Xu J., Huai Y., Meng N., Dong Y., Liu Z., Qi Q., Hu M., Fan M., Jin W., Lv P. l-3-n-Butylphthalide Activates Akt/mTOR Signaling, Inhibits Neuronal Apoptosis and Autophagy and Improves Cognitive Impairment in Mice with Repeated Cerebral Ischemia-Reperfusion Injury // Neurochem. Res., 2017, Vol. 42,

№ 10. P. 2968-2981.

329. Xue Y., Qu Z., Fu J., Zhen J., Wang W., Cai Y., Wang W. The protective effect of astaxanthin on learning and memory deficits and oxidative stress in a mouse model of repeated cerebral ischemia/reperfusion // Brain Res. Bull., 2017, Vol. 131. P. 221-228.

330. Yagami T., Ueda K., Sakaeda T., Itoh N., Sakaguchi G., Okamura N., Hori Y., Fujimoto M. Protective effects of a selective L-type voltage-sensitive calcium channel blocker, S-312-d, on neuronal cell death. // Biochem. Pharmacol., 2004, Vol. 67, № 6. P. 1153-65.

331. Yoshida T., Alfaqaan S., Sasaoka N., Imamura H. Application of FRET-Based Biosensor "ATeam" for Visualization of ATP Levels in the Mitochondrial Matrix of Living Mammalian Cells // Methods Mol. Biol. 2017. Vol. 1567. P. 231243.

332. Yuen G.K., Galice S., Bers D.M. Subcellular localization of Na/K-ATPase isoforms in ventricular myocytes // J. Mol. Cell. Cardiol., 2017, Vol. 108. P. 158-169.

333. Zakirov R.S., Sorokina E.G., Karaseva O. V., Semenova Z.B., Petrichuk S. V., Roshal' L.M., Pinelis V.G. Peripheral blood lymphocytes mitochondrial function in children with traumatic brain injury. // Ann. Russ. Acad. Med. Sci., 2015, Vol. 70. P. 710-717.

334. Zhou Y., Danbolt N.C. Glutamate as a neurotransmitter in the healthy brain // J. Neural Transm, 2014, Vol. 121, № 8. P. 799-817.

335. Zsurka G., Kunz W.S. Mitochondrial dysfunction and seizures: The neuronal energy crisis // Lancet Neurol. 2015. Vol. 14. № 9. P. 956-966.