Механизмы действия оксида азота на мембраны нервных клеток тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.02, кандидат биологических наук Браже, Надежда Александровна

• Браже, Надежда Александровна
• кандидат биологических наук
• 2006

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Браже, Надежда Александровна

ВВЕДЕНИЕ

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Свойства оксида азота и его источники в организме.

1.1.1 Синтез N0 в организме.

1.1.2 Физико-химические свойства оксида азота.

1.2 Функции оксида азота в нервной системе.

1.2.1 Роль N0 в регуляции электрофизиологической активности нейронов и синаптической передаче.

1.2.2 Роль N0 в регуляции внутриклеточных процессов.

1.2.3 Роль N0 в регуляции межклеточных взаимодействий.

1.2.4 Нейрозащитные и нейродеструктивные свойства N0.

1.2.5 Роль N0 в нервной системе беспозвоночных животных

1.3 Роль N0 в регуляции переноса кислорода эритроцитами.

1.3.1 Действие N0 на сосуды.

1.3.2 Взаимодействие N0 с гемоглобином эритроцитов.

2 ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

3 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1 Приготовление препаратов. Растворы и реактивы.

3.1.1 Приготовление препаратов нервной системы пиявки.

3.1.2 Приготовление препаратов нервной системы прудовика.

3.1.3 Приготовление препаратов миелиновых нервных волокон.

3.1.4 Доноры оксида азота.

3.1.5 Создание церебральной ишемии и постишемической реперфузии у крыс

3.2 Регистрация активности одиночных ионных каналов.

3.3 Регистрация электрофизиологических характеристик нервных волокон

3.4 Микрофлуориметрические исследования свойств нейронов

3.4.1 Регистрация изменений количества Са2+, связанного на плазматической мембране и во внутриклеточных компартментах.

3.4.2 Регистрация изменений потенциала внутренней мембраны митохондрий нейронов.

3.4.3 Регистрация изменений содержания окисленных флавопротеинов в нейронах

3.4.4 Математическая обработка результатов флуоресцентных исследований

3.5 Метод конфокальной лазерной сканирующей микроскопии

3.6 Регистрация спектров поглощения нейронов.

3.7 Метод спектроскопии комбинационного рассеяния.

3.7.1 Применение спектроскопии РКР для исследования микровязкости клеточных мембран.

3.7.2 Применение спектроскопии КР для исследования конформации гемо-порфирина гемоглобина и СЬ-связывающих свойств гемоглобина

3.8 Метод лазерной интерференционной микроскопии и вейвлет-анализ.

3.8.1 Применение лазерной интерференционной микроскопии для исследования интегральных свойств плазматической мембраны и цитоплазмы нейронов.

3.8.2 Анализ динамики локальных значений показателя преломления нейронов

3.9 Метод электронного парамагнитного резонанса.

4 РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ

4.1 Влияние оксида азота на свойства плазматической мембраны нейронов и нервных волокон

4.1.1 Действие N0 на активность потенциалзависимых К+-каналов нейронов

4.1.2 Действие N0 на электрофизиологические характеристики нервных волокон

4.1.3 Перераспределение Са2+, связанного на плазматической мембране нейронов и нервных волокон при действии N0.

4.1.4 Действие N0 на микровязкость плазматической мембраны нервных волокон

4.2 Действие оксида азота на функциональное состояние внутриклеточных органоидов нейронов.

4.2.1 Влияние N0 на потенциал внутренней мембраны митохондрий нейронов и содержание окисленных/восстановленных флавопротеинов.

4.2.2 Локальные изменения потенциала внутренней мембраны митохондрий нейронов при действии N0.

4.2.3 Изменение содержания Са2+, связанного во внутриклеточных компартментах, и вязкости мембраны цитосом нейронов при действии N

4.3 Действие оксида азота на оптические свойства нейронов.

4.3.1 Влияние N0 на изменения показателя преломления нейронов в примем-бранной области.

4.3.2 Влияние N0 на локальные изменения показателя преломления нейронов в области цитоплазмы.

4.3 3 Анализ характерных частот динамики показателя преломления нейронов

4.4 Действие оксида азота на свойства эритроцитов.

4.4.1 Влияние доноров N0 на кислород-связывающие свойства гемоглобина и микровязкость плазматической мембраны эритроцитов.

4.4.2 Изменение кислород-связывающих свойств гемоглобина и вязкости плазматической мембраны эритроцитов при церебральной ишемии и по-стишемической реперфузии у крыс.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизмы действия оксида азота на мембраны нервных клеток»

Оксид азота (II) (N0) является важной регуляторной внутри-и межклеточной сигнальной молекулой в нервной системе. Характерной особенностью N0 является взаимодействие с различными молекулами и влияние на многочисленные процессы, протекающие на плазматической мембране и в цитоплазме клеток. Действие N0 осуществляется по двум механизмам: опосредованно через активацию растворимой гуанилатциклазы и синтез ц-ГМФ, а также при непосредственном взаимодействии N0 с тиолами, отрицательно заряженными группами белков и липидов, гемопорфиринами, аминами, ароматическими соединениями и железо-серными (FeaSa) кластерами [1-3]. В зависимости от условий (концентрации и длительности действия N0, отдела нервной системы, типа клеток и содержания глутатиона) N0 обладает как регуляторным, так и токсическим действиями [4-7]. Влияние N0 на клетки связывают, в первую очередь, с изменениями электрофизиологической активности и энергообеспечения нейронов за счет взаимодействия N0 с белками плазматической и митохондриальной мембран [8-10].

Показано, что изменение электрической активности нейронов под влиянием N0 связано с его действием на ионные каналы и рецепторы плазматической мембраны. Известно, что N0 активирует Ка+-каналы постоянного тока, вызывая деполяризацию нейронов, а с другой стороны, инактивирует NMDA-рецепторы глутамата, уменьшая вход Са2+ в нейроны и ингибируя синаптическую передачу [11, 12]. При этом, недостаточно исследовано влияние N0 на потенциалзависимые К+-каналы нейронов, играющие основную роль в формировании мембранного потенциала и участвующие в проведении нервного импульса, а также действие N0 на интегральные свойства клеточных мембран (микровязкость и поверхностный заряд), связанные с активностью мембранных белков. В митохондриях N0 реагирует с тиоловыми группами и железо-серными кластерами в комплексах I-IV дыхательной цепи и аконитазе цикла Кребса, что приводит к ингибированию этих ферментных комплексов [13, 14]. Однако, влияние N0 на энергетическое состояние митохондрий в изолированных нейронах и препаратах с сохраненными межклеточными связями практически не исследовано.

N0, образующийся при повышенной нейрональной активности и гипоксии, выходит в кровеносное русло, связывается с гемоглобином и переносится в другие ткани [15, 16]. Предполагается, что N0 усиливает кислородоснабжение тканей без увеличения просвета сосудов [17], при этом механизм действия N0 на кислород-связывающие свойства гемоглобина и эффективность выделения Ог в тканях остается мало изученным.

Большинство исследований механизмов действия N0 проводится на выделенных мембранных фрагментах и изолированных нейронах и сосредоточено на одном или нескольких процессах. Однако, поскольку N0 влияет на совокупность взаимосвязанных процессов, протекающих на плазматической мембране и в цитоплазме нейронов, необходим комплексный подход, заключающийся в изучении влияния N0 на разные клеточные компартменты и структуры в нативной системе.

В связи с этим, в представленной работе было изучено действие N0 на интегральные свойства плазматической мембраны (активность потенциалзависимых каналов, количество мембраносвязанных ионов и вязкость мембраны), влияющие на электрическую активность нейронов, функционирование митохондрий, определяющее энергообеспечение клеток, и свойства внутриклеточных мембран. Исследования были выполнены на препаратах с сохраненными межклеточными связями, а также на изолированных нейронах и нервных волокнах.

Заключение диссертации по теме «Биофизика», Браже, Надежда Александровна

6. ВЫВОДЫ

1. NO приводит к активации потенциалзависимых К+-каналов нейронов и снижению возбудимости нервных волокон;

2. N0 вызывает уменьшение содержания мембраносвязанного Са2+ нейронов и нервных волокон, а также обратимое увеличение вязкости плазматической мембраны аксонов;

3. N0 приводит к деполяризации внутренней мембраны митохондрий, связанной с образованием неселективной поры, и обратимому уменьшению соотношения количеств окисленных/восстановленных флавопротеинов, вызванному изменением функционального состояния сукцинат-дегидрогеназы. Уменьшение потенциала внутренней митохондриальной мембраны различно по клетке, что связано с расположением митохондрий;

4. N0 приводит к уменьшению вязкости мембраны цитосом, связанному с перераспределением цитоплазматического Са2+;

5. Действие N0 на нейроны сопровождается изменениями флуктуаций показателя преломления в примембранной и цитоплазматической областях с частотами 1 и 15-26 Гц, связанными с изменениями мембранного потенциала, распределения и транспорта органоидов;

6. Доноры N0, а также условия, приводящие к повышенному синтезу N0 в нейронах и глиальных клетках, приводят к увеличению содержания в крови комплексов гемоглобин-NO и уменьшению сродства гемоглобина к 02;

7. Влияние N0 на нервные клетки заключается в действии на возбудимость нейронов, свойства плазматической мембраны, функциональное состояние митохондрий, а также в модуляции локальной концентрации 02 в нервной ткани при NO-опосредованном изменении сродства гемоглобина к кислороду.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В ходе проведенного исследования было показано, что оксид азота влияет на различные компартменты нейрона и вызывает совокупность процессов, изменяющих электрофизиологическую активность, свойства плазматической и внутриклеточных мембран, функциональное состояние митохондрий и оптические свойства нейрона (рис. 5.1). Было показано, что в нейронах N0 активирует потенциалзависимые К+-каналы и вызывает уменьшение содержания мембраносвязанного Са2+ с кинетикой, зависящей от активности ионных каналов. В свою очередь, изменение количества связанного Са2+ плазматической мембраны может изменять трансмембранный потенциал и таким образом влиять на активность ионных каналов. Изменение свойств плазматической мембраны нейронов сопровождается N0-индуцированной деполяризацией митохондрий, образованием неселективной митохондриаль-ной поры и уменьшением соотношения концентраций окисленных/восстановленных флаво-протеинов митохондрий. Уменьшение соотношения ФАД+/ФАДНг отражает ингибирование сукцинат-дегидрогеназы, вызванное нарушением переноса электронов в дыхательной цепи митохондрий хотя бы на одной из стадий: комплекс II —> убихипоп —> комплекс III —> комплекс IV. Падение ДФт может вызвать выход Са2+ из митохондрий, перераспределение цитоплазматического Са2+ и Са2+-индуцированный выход Са2+ из эндоплазматического ретикулума. Сорбция избыточного Са2+ на поверхность цитосом приводит к увеличению вязкости их мембран. Кроме того, NO-индуцированное уменьшение потенциала внутренней ми-тохондриальной мембраны вызывает перераспределение митохондрий в нейронах. Действие N0 на кооперативные процессы, протекающие на плазматической мембране и в цитоплазме нейронов, приводит к изменению локальных флуктуаций показателя преломления на частотах 1 Гц и 15-26 Гц, что связано с изменениями мембранного потенциала и внутриклеточного транспорта органоидов. В зависимости от концентрации и длительности действия N0, ингибирование комплексов дыхательной цепи митохондрий может обладать регуляторным или патологическим значением, регулируя активность электронного транспорта в ЭТЦ митохондрий в норме и ингибируя образование АТФ и вызывая выход митохондриального Са2+ при патологиях.

Действуя на нервные волокна, N0 уменьшает их возбудимость и скорость проведения ПД, а также приводит к увеличению вязкости плазматической мембраны аксонов, что связано с нитрозилированием тиоловых групп белков мембраны аксона и миелина с последующим образованием дисульфидных связей. Появление дополнительных S-S связей между белками

NO

2/ 41

Kv-канал

Изменение локальных 8 флуктуаций ПП

Рис. 5.1. Схема действия оксида азота на нервные клетки. N0 поступает в нейроны от соседних нейронов, астроцитоа (А) или гемоглобина эритроцитов (Э). В нейронах N0 активирует Кv-каналы (1) и вызывает уменьшение количества Ca2f, связанного на плазматической мембране (2), а также приводит к увеличению вязкости плазматической мембраны за счет- образования S-S связен между белками (3). N0 ингибирует дыхательную цепь митохондрий (I—IV — комплексы дыхательной цепи) (4), что вызывает выход митохондриального Са2+ (5) и сорбцию Са2* на поверхность цитосом (6). Повышение концентрации Са2+ в цитоплазме также может вызывать выход Са2~ из эндоплазма-тического ретикулума (7). NO-индуцированные процессы сопровождаются изменением флуктуаций показателя преломления (8). N0 влияет на сродство Гб к СХ> (9) и увеличивает поступление 02 в нервные клетки (10). аксона и миелина увеличивает вязкость белковой и липидной частей мембраны. Уменьшение амплитуды ПД может быть вызвано NO-индуцированной активацией К+-каналов и гиперполяризацией мембраны аксона, а падение скорости проведения ПД —с уменьшением количества связанного Са2+ в миелине и нарушением его структуры. Мы предполагаем, что N0 может участвовать в регуляции взаимодействий аксона, Шванновской клетке и миелина (рис. 5.2). N0 активирует Ку-каналы аксона, приводя к гиперполяризации его плазматической мембраны и уменьшению амплитуды ПД. Кроме этого, N0 может активировать Ку-каналы Шванновской клетки и, таким образом, ускорять поглощение К+ из пространства между аксоном и миелином. С другой стороны, NO-индуцированная активация растворимой гуанилат-циклазы Шванновской клетки и последующее увеличение концентрации ц-ГМФ увеличивает выход Са2+ из Шванновской клетки и уменьшает проводимость ее мембраны по К+ [102]. N0 влияет на структуру миелина, вызывая его разрыхление за счет ингибирования фосфорилирования основного белка миелина [107], а также из-за уменьшения содержания связанного в миелине Са2+. N0 приводит к увеличению вязкости плазматической мембраны аксонов, что, по всей видимости, связано с нитрозилированием тиоловых групп белков мембраны аксона и миелина с последующим образованием дисульфидных связей между белками плазматической мембраны аксона и миелина. Кроме того, уменьшение числа свободных тиоловых групп может быть дополнительной причиной падения возбудимости нервных волокон.

N0 может регулировать активность нервных клеток не только за счет изменения их электрофизиологической активности, внутриклеточных процессов и функционального состояния митохондрий, но и за счет локального изменения рОг в результате регуляции сродства Гб к Ог. При повышенной электрической активности нейронов, а также в условиях гипоксии происходит локальное понижение содержания О2 в нервной ткани, что сопровождается активацией синтеза N0 в нейронах и клетках глии. N0 диффундирует в нейроны без NO-синтазной активности, а также в кровеносное русло. N0 проникает в эритроциты и взаимодействует, в первую очередь, с мембраносвязанным и примембранным Гб. Образующиеся комплексы Гб-NO с пентакоординированным Fe2+ переходят в Т-конформацию, что вызывает уменьшение сродства Гб к Ог и облегчает выделение Ог в кровь.

Связывание N0 с образованием комплексов Гб-NO с гексакоординированным Fe2+ (комплексов I) не изменяет конформацию Гб, однако позднее может осуществиться переход комплекс I —> комплекс И, в результате чего произойдет облегченное выделение О2. Уменьшение сродства Гб к О2 приводит к улучшению выделения Ог из эритроцитов и локальному увеличению содержания Ог в нервной ткани. Поступление Ог в нейроны и астроциты изменяет функциональное состояние митохондрий и уменьшает активность NO-синтаз, в результате чего снижается концентрация N0 в тканях и крови.

Регуляция аксогаиальлых отношений

Рис. 5.2. Схема действия N'0 на миелиновое нервное волокно. N0 влияет на активность К v-канал о в аксонов н Шванновской клетки, приводит к перераспределенюо мембракос вязанного Са2' и уменьшает число свободных SII-групп с образованием SNO-групп и S-S связей, что приводит к увеличению вязкости плазматической мембраны аксона и изменению электрофнзио логических характеристик.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Браже, Надежда Александровна, 2006 год

1. Garthwaite J., Charles S.L., Chess-Williams R. Endothelium-derived relaxing factor release on activation of NMDA receptors suggests role as intercellular messenger in the brain // Nature. - 1988. - Vol. 336. - Pp. 385-388.

2. Stamler J.S., Smgel D.J., Loscalzo J. Biochemistry of nitric oxide and its redox-activated forms // Science. 1992.- Vol. 258.- Pp. 1898-1902.

3. Wykes V., Bellamy T.C., Garthwaite J. Kinetics of nitric oxide-cyclic GMP signalling in CNS cells and its possible regulation by cyclic GMP // J. Neurochem.— 2002.— Vol. 83.— Pp. 37-47.

4. Гурин А.В. Функциональная роль оксида азота в нервной системе // Усп. Физиол. Наук. 1997.- Т. 28.- С. 53-60.

5. Каменский А.А., Савельева К.В. Оксид азота и поведение. — М.- Изд. НЦССХ им. А Н. Бакулева РАМН, 2002.

6. Induction of mitochondrial oxidative stress in astrocytes by nitric oxide precedes disruption of energy metabolism / J. Jacobson, M.R. Duchen, J. Hothersall, J.B. Clark, S.J. Heales // J. Neurochem. 2005. - Vol. 95. - Pp. 388-395.

7. Analysis of the neuroprotective effects of various nitric oxide donor compounds in murine mixed cortical cell culture / A.S. Vidwans, S. Kim, D.O. Coffin, D.A. Wink, S.J. Hewett // J. Neurochem. 1999. - Vol. 72. - Pp. 1843-1852.

8. Moncada S., Bolanos J.P. Nitric oxide, cell bioenergetics and neurodegeneration //J. Neurochem.- 2006.- Vol. 97.- Pp. 1676-1689.

9. Accelerated reaction of nitric oxide with 02 within the hydrophobic interior of biological membranes / X. Liu, M.J. Miller, M.S. Joshi, D.D. Thomas, J.R. Lancaster, Jr // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1998. Vol. 95. - Pp. 2175-2179.

10. Effect of nitric oxide production on the redox modulatory site of the NMDA receptor-channel complex / S.Z. Lei, Z.H. Pan, S.K. Aggarwal, H.S. Chen, J. Hartman, N.J. Sucher, S.A. Lip-ton // Neuron. — 1992. — no. 8. — Pp. 1087-1099.

11. Induction of persistent sodium current by exogenous and endogenous nitric oxide / G.P. Ah-ern, S.-F. Hsu, V.A. Klyachko, M.B. Jackson // J. Biol. Chem.— 2000.- Vol. 275.-Pp. 28810-28815.

12. Erecmska M., Nelson D., Vanderkooi J.M. Effects of NO-generating compounds on synaptosomal energy metabolism // J. Neurochem.— 1995.— Vol. 65.— Pp. 2699-2705.

13. Nitric oxide-mediated mitochondrial damage in the brain: mechanisms and implications for neurodegenerative diseases / J.P. Bolanos, A. Almeida, V. Stewart, S. Peuchen, J.M. Land, J.B. Clark, S.J. Heales // J. Neurochem.- 1997.- Vol. 68.- Pp. 2227-2240.

14. Nitrosyl hemoglobin production during reperfusion after focal cerebral ischemia in rats / E. Kumura, T. Yoshimine, S. Tanaka, T. Hayakawa, T. Shiga, H. Kosaka // Neurosci. Lett. — 1994.-Vol. 177.-Pp. 165-167.

15. Лапша В.И., Бочарова В.Н., Гурии В.Н. Изменение активности NO-синтазы, ферментов энергетического метаболизма и ультраструктуры нейронов коры головного мозга в моделе кратковременной ишемии // Морфология. — 2003. — Т. 123.— С. 32-36.

16. Kosaka Н., Seiyama A. Physiological role of nitric oxide as an enhancer of oxygen transfer from erythrocytes to tissues // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 1996.— Vol. 218.— Pp. 749-752.

17. Palmer R.M., Ferrige A.G., Moncada S. Nitric oxide release accounts for the biological activity of endothelium-derived relaxing factor // Nature. — 1987. — Vol. 327. — Pp. 524526.

18. Purchgott R.F. Introduction to EDRF research // J. Cardiovasc. Pharmacol— 1993. — Vol. 22.-Pp. Sl-2.

19. Moncada S., Higgs E.A. The L-Arginine — nitric oxide pathway // N. Engl. J. Med.— 1993.- Vol. 329.- Pp. 2002-2012.

20. Murad F. Regulation of cytosolic guanylyl cyclase by nitric oxide: the NO-cyclic GMP signal transduction system // Adv. Pharmacol. — 1994. — Vol. 26. — Pp. 19-33.

21. Alderton W.K., Cooper C.E., Knowles R.G. Nitric oxide synthases: structure, function and inhibition // Biochem. J. — 2001. Vol. 357. - Pp. 593-615.

22. Ca2+/calmodulin-regulated nitric oxide synthases / H.H. Schmidt, J.S. Pollock, M. Nakane, U. Forstermann, F. Murad // Cell Calcium. — 1992. — Vol. 13. — Pp. 6-7.

23. Knowles R.G., Moncada S. Nitric oxide synthases in mammals // Biochem. J.— 1994.— Vol. 298. Pp. 249-258.

24. Endothelial nitric oxide synthase localized to hippocampal pyramidal cells: implications for synaptic plasticity / J.L. Dinerman, T.M. Dawson, M.J. Schell, A. Snowman, S.H. Snyder // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1994. Vol. 91. - Pp. 4214-4218.

25. Wiencken A.E., Casagrande V.A. Endothelial nitric oxide synthase (eNOS) in astrocytes: another source of nitric oxide in neocortex // Glia. — 1999. — Vol. 26. — Pp. 280-290.

26. Chronic myocardial hypoxia increases nitric oxide synthase and decreases caveolin-3 / Y. Shi, Jr.K.A. Pritchard, P. Holman, P. Rafiee, O.W. Griffith, B. Kalyanaraman, J.E Baker // Free Radic. Biol. Med. 2000. - Vol. 29. - Pp. 695-703.

27. Nitric oxide-mediated inhibition of the mitochondrial respiratory chain in cultured astrocytes / J.P. Bolanos, S. Peuchen, S.J.R. Heales, J.M. Land, J.B. Clark // J. Neurochem-istry. — 1994.- Vol. 63.- Pp. 910-916.

28. Chenais В., Morjani H., Drapier J.C. Impact of endogenous nitric oxide on microglial cell energy metabolism and labile iron pool //J. Neurochem. — 2002. — Vol. 81. — Pp. 615-623.

29. N-w-hydroxy-L-argimne is an intermidiate in the biosynthesis of nitric oxide from L-arginine / D.J. Stuehr, N.S. Kwon, J.F. Nathan, O.W. Griffith, P.L. Feldman, J. Wiseman //J. Biol. Chem. 1991. - Vol. 266. - Pp. 6259-6263.

30. No NO from NO synthase / H. Schmidt, H. Hofmann, U. Schindler, D.D. Shutenko, Z.S. Cunningham, M. Feelisch // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. - Vol. 93. - Pp. 14492-12297.

31. Peroxynitite, a cloaked oxidant formed by nitric oxide and superoxide / W.H. Koppenol, J.J. Moreno, W.A. Pryor, H. Ischiropoulos, J.S. Beckman // Chem. Res. Toxicol. — 1992.— no. 5. Pp. 834-842.

32. Xia Y., Zweler J.L. Direct measurement of nitric oxide generation from nitric oxide synthase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. - Vol. 94.- Pp. 12705-12710.

33. Dawson V.L., Dawson T.M., London E.D. Nitric oxide mediates glutamate neurotoxicity in primary cortical culture // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. — Vol. 88. - Pp. 6368-6371.

34. Giulwi C. Functional implications of nitric oxide produced by mitochondria in mitochondrial metabolism // Biochem. J. — 1998.- Vol. 332.- Pp. 673-679.

35. Elfermg S.L., Sarkela T.M., Giulivi C. Biochemistry of mitochondrial nitric-oxide synthase // J. Biol. Chem. 2002. - Vol. 277.- Pp. 38079-38086.

36. Циклические превращения оксида азота в организме млекопитающих / В.П. Реутов, Е.Г. Сорокина, В.Е. Охотин, Н.С. Косицын. — М.: Наука, 1997.

37. Mirvish S.S. Role of N-nitroso compounds (NOC) and N-nitrosation in etiology of gastric, esophageal, nasopharyngeal and bladder cancer and contribution to cancer of known exposures to NOC. // Cancer Lett. 1995. - Vol. 93. - Pp. 17-48.

38. Nitric oxide directly activates calcium-dependent potassium channels in vascular smooth muscle / V.M. Bolotina, S. Najibi, J.J. Palacino, P.G. Pagano, R.A. Cohen // Nature.— 1994. Vol. 368. - Pp. 850-853.

39. Pawloski J.R. Export by red blood cells of nitric oxide bioactivity // Nature. — 2001. — Vol. 409. Pp. 622-626.

40. Cooper C.E. Nitric oxide and iron proteins // Biochim. Biophys. Acta. — 1999. — Vol. 1411. — Pp. 290-309.

41. Sharpe M.A., Robb S.J., Clark J.B. Nitric oxide and Fenton/Haber-Weiss chemistry: nitric oxide is a potent antioxidant at physiological concentrations //J. Neurochem.— 2003.— Vol. 87. Pp. 386-94.

42. Nitric oxide produced by activated astrocytes rapidly and reversibly inhibits cellular respiration / G.C. Brown, J.P. Bolanos, S.J. Heales, J.B. Clark // Neurosci. Lett. — 1995. — Vol. 193.- Pp. 201-204.

43. Goretski J., Hollocher Т. C. Catalysis of nitrosyl transfer by denitrifying bacteria is facilitated by nitric oxide. // Biochem. Biophys. Res. Commun. — 1991.— Vol. 175, no. 3.— Pp. 901905.

44. Nitric-oxide induced blockade of nmda receptors / O. Manzoni, L. Prezeau, P. Marin, S. De-shager, J. Bockaert, L. Fagni // Neuron 1992. — no. 8. — Pp. 653-662.

45. Северина И.С., Бусыгина О.Г., Пятакова Н.В. ОБЗОР: Карнозин как регулятор растворимой гуанилатциклазы // Биохимия. — 2000.— Т. 65.— С. 921-928.

46. Activation of the cardiac calcium release channel (Ryanodine Receptor) by poly-S-nitrosylation / Le Xu, J.P. Eu, G. Meissner, J.S. Stamler // Science. — 1998. — Vol. 279.— Pp. 234-237.

47. Nikitovic D., Holmgren A. S-nitrosoglutathione is cleaved by the thioredoxin system with liberation of glutathione and redox regulating nitric oxide // J. Biol.Chem.— 1996.— Vol. 271.-Pp. 19180-19185.

48. Dimmeler S., Lottspeich F., Brune B. Nitric oxide causes adp-ribosylation and inhibition of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase // J. Biol.Chem. — 1992.— Vol. 267.— Pp. 16771-16774.

49. Спектроскопия порфиринов: Колебательные состояния / К.Н. Соловьев, JI.JI. Гладков, А.С. Старухин, С.Ф. Шкирман. — Минск: Наука и техника, 1985.

50. Кэри П. Применение спектроскопии КР и РКР в биохимии. — М.: Мир, 1985.

51. First obsevation of photoinduced nitrosyl linkage isomers of iron nitrosyl porphyrins / L. Cheng, I. Novozhilova, C. Kim, A. Kovalevsky, K.A. Bagley, Ph. Coppens, G.B. Richter-Addo // J. Am. Chem. Soc. 2000. - Vol. 122.- Pp. 7142-7143.

52. Guanylate cyclase from bovine lung. Evidence that enzyme activation by phenylhydrazine is mediated by iron-phenyl hemoprotein complexe / L.J. Ignarro, K.S. Wood, B. Ballot, M.S. Wolin // J. Biol. Chem.- 1984.- Vol. 259.- Pp. 5923-5931.

53. Doyle M.P., Hoekstra J. W. Oxidation of nitrogen oxides by bound dioxygen in hemopro-teins // J. Inorg. Biochem.— 1981. — Vol. 14.- Pp. 351-358.

54. Mechanism of NO-induced oxidation of myoglobin and hemoglobin / R.F. Eich, T. Li, D.D. Lemon, D.H. Doherty, S.R. Curry, J.F. Aitken, A.J. Mathews, K.A. Johnson, R.D. Smith, G.N. Phillips, Jr, J.S. Olson // Biochemistry. — 1996.- Vol. 35.- Pp. 69766983.

55. Maxwell J. C., Caughey W.S. An infrared study of NO bonding to heme В and hemoglobin A. Evidence for inositol hexaphosphate induced cleavage of proximal histidine to iron bonds // Biochemistry. 1976. — Vol. 15, no. 2. — Pp. 388-96.

56. Biochemical characterization of human S-nitrosohemoglobin. effects on oxygen binding and transnitrosation / R.P. Patel, N. Hogg, N.Y. Spencer, B. Kalyanaraman, S. Matalon, V.M. Darley-Usmar // J. Biol. Chem.- 1999.- Vol. 27415487-92.- Pp. 15487-15492.

57. NO-hemoglobin may be a light-sensitive source of nitric oxide both in solution and in red blood cells / Y. Vladimirov, G. Borisenko, N. Boriskina, K. Kazarinov, A. Osipov // Pho-tochem. and Photobiol. — 2000. Vol. 59.- Pp. 115-122.

58. Ванин А.Ф. и Налбандян P.M. Свободные радикалы нового типа в дрожжевых клетках // Биофизика. — 1966. — Т. 10.- С. 167-168.

59. The mechanisms of S-nitrosothiol decomposition catalyzed by iron / A.F. Vanin, A.A. Papina, V.A. Serezhenkov, W.H. Koppenol // Nitric oxide. — 2004. T. 10. - C. 60-73.

60. Ванин А.Ф. Динитрозильные комплексы железа эндогенные сигнальные агенты в клетках и тканях животных и человека (Гипотеза) // Биофизика.— 2004.— Т. 49.— С. 581-586.

61. Храпова Н.В., Маленкова И.В., Ванин А.Ф. S-нитрозотиолы и динитрозотиольные комплексы железа как источники оксида азота в организмах животных // Биофизика. — 1995.-Т. 40.-С. 117-121.

62. Huie R.E., Padmaja S. The reaction of NO with superoxide // Free. Radic. Res. Commun. — 1993. Vol. 18. - Pp. 195-199.

63. Nitric oxide as a potential pathological mechanism in demyelination: its differential effects on primary glial cells in vitro / B. Mitrovic, L.J. Ignarro, S. Montestruque, A. Smoll, J.E. Merrill // Neuroscience. — 1994.- Vol. 61, no. 3. — Pp. 575-585.

64. Nitric oxide, mitochondria and neurological disease / S.J. Heales, J.P. Bolanos, V.C. Stewart, P.S. Brookes, J.M. Land, J.B. Clark // Biochim. Biophys. Acta. — 1999. — Vol. 1410. -Pp. 215-228.

65. Nitric oxide regulation of superoxide and peroxynitrite-dependent lipid peroxidation / H. Rubbo, R. Radi, M. Trujillo, R. Telleri, B. Kalyanaraman, S. Barnes, M. Kirk, B.A. Freeman // J. Biol. Chem. 1994. - Vol. 269. - Pp. 26066-26075.

66. Nitric oxide acts directly in the presynaptic neuron to produce long-term potentiation in cultured hippocampal neurons / O. Arancio, M. Kiebler, V. Lee, C.J. Lev-Ram, R.Y. Trien, E.R. Kandel, R.D. Hawkins // Cell- 1996.- Vol. 87.- Pp. 1025-1035.

67. Proteins and lipids define the diffusional field of nitric oxide. / D.M. Porterfield, J.D. Laskin, S.K. Jung, R.P. Malchow, B. Billack, P.J. Smith, D.E. Heck // Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. — 2001. — Vol. 281, no. 4.- Pp. L904-L912.

68. Haemoglobin: NO transporter, NO inactivator or NOne of the above? / A.J. Hobbs, M.T. Gladwin, R.P Patel, D.L.H. Williams, A.R. Butler // TRENDS in Pharmacological Science. 2002. - Vol. 23. - Pp. 406-411.

69. Mahnski Т., Taha Z. Nitric oxide release measured in situ by a porphyrinic-based microsen-sor // Nature. 1992. - Vol. 358. - Pp. 676-678.

70. Chang X. Real time and in vivo monitoring of nitric oxide by electrocehmical sensors — from dream to reality // Frontiers in Bioscience. — 2004.— Vol. 9.— Pp. 3434-3446.

71. Park J.H., Straub V.A., O'Shea M. Anterograde signaling by nitric oxide: characterization and in vitro reconstitution of an identified nitrergic synapse //J. Neurosci. — 1998. — Vol. 18. Pp. 5463-5476.

72. Electron paramagnetic resonance (EPR) detection of nitric oxide produced during forebrain ischemia of the rat / T. Tominaga, S. Sato, T. Ohnishi, S.T. Ohnishi //J. Cereb. Blood Flow Metab. 1994. - Vol. 14. - Pp. 715-22.

73. Mitchell K.M., Michaelis E.K. Multimembrane carbon fiber electrodes for physiological measurements of nitric oxide // Electroanalysis. — 1998.— Vol. 10.— Pp. 81-88.

74. Cherian L., Goodman J. C., Robertson C.S. Brain nitric oxide changes after controlled cortical injury in rat // J. Neurophysol 2000. - Vol. 83. — Pp. 2171-2178.

75. Reactivity studies of the Fe(III) and Fe(II)NO forms of human neuroglobin reveal a potential role against oxidative stress / S. Herold, A. Fago, R.E. Weber, S. Dewilde, L. Moens // J. Biol. Chem. — 2004. — Vol. 279.- Pp. 22841-22847.

76. Nitric oxide modulation of the spontaneous firing of rat medial vestibular nuclear neurons / H.W. Kim, J.S. Park, H.S. Jeong, M.J. Jang, B.C. Kim, M.K. Kim, K.H. Cho, T.S. Kim, S.W. Park // J. Pharmacol. Sci. 2004. - Vol. 96. - Pp. 224-8.

77. Bolotina V. Nitric oxide and ion channels // Contemporary cardiology, vol.4: nitric oxide and the cardiovascular system / Ed. by J. Loscalzo, J.A. Vita. — Totowa, NJ: Humana Press Inc., 2000. Pp. 85-103.

78. Klyachko V.A., Ahem G.P., Jackson M.B. cGMP-mediated facilitation in nerve terminals by enhancement of the spike afterhyperpolarization // Neuron. — 2001. — Vol. 31. — Pp. 1015— 1025.

79. Izumi Y., Zorumski C.F. Nitric oxide and long-term synaptic depression in rat hippocampus // NeuroReport. 1993.- Vol. 4.- Pp. 1131-1134.

80. Nitric oxide modulates synaptic vesicle docking/fusion reactions / M.K. MefFert, N.C. Cala-cos, R. Scheller, H. Schulman // Neuron. 1996. - Vol. 16. — Pp. 1229-1236.

81. Pan Z.-H., Segal M.M., Lipton S. Nitric oxide-related species inhibit evoked neurotransmission but enchance spontaneous miniature synaptic currents in central neuronal cultures // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. - no. 93.- Pp. 15423-15428.

82. West A. R., Galloway M.P. Inhibition of glutamate reuptake potentiates endogenous nitric oxide-facilitated dopamine efflux in the rat striatum: an in vivo microdialysis study // Neurosci. Lett. — 1997.- Vol. 230.- Pp. 21-24.

83. Lmdgren C.A., Laird M. V. Nitroprusside inhibits neurotransmitter realise at the frog neuromuscular junction // NeuroReport. — 1994. — Vol. 5.— Pp. 2205-2208.

84. Brorson J.R., Schumaker P.Т., Zhung H. Nitric oxide acutly inhibits neuronal energy production // J. Neurosci. — 1999.- no. 19.- Pp. 147-158.

85. Chance B. The energy-linked reaction of calcium with mitochondria // J. Biol. Chem.— 1965. Vol. 240. - Pp. 2729-2748.

86. Anatomic and disease specificity of NADH CoQl reductase (complex I) deficiency in Parkinson's disease / A.H. Schapira, V.M. Mann, J.M. Cooper, D. Dexter, S.E. Daniel, P. Jenner, J.B. Clark, C.D. Marsden // J. Neurochem.- 1990.- Vol. 55.- Pp. 2142-2145.

87. Brorson J.R., Sulit R.A., Zhang H. Nitric oxide disrupts Ca2+ homeostasis in hippocampal neurons // J. Neurochem. — 1997. — Vol. 68. — Pp. 95-105.

88. Nitric oxide promotes intracellular calcium release from mitochondria in striatal neurons / T.F.W. Horn, G Wolf, S. Duffy, S. Weiss, G. Keilhoff, B.A. MacVicar // FASEB J. 2002. -Vol. 16.-Pp. 1611-1622.

89. Ройтбак А.И. Глия и ее роль в нервной деятельности. — С.-Пб.: Наука, 1993.

90. Carmignoto G. Reciprocal communication system between astrocytes and neurons // Prog. Neurobiol. 2000. - Vol. 62. - Pp. 561-581.

91. Glaum S.R., Holzwarth J. A., Miller R.J. Glutamate receptors activate Ca2+ mobilization and Ca2+ influx into astrocytes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1990. — Vol. 97. Pp. 34543458.

92. S. Duffy, MacVicar B.A. In vitro ishemia promotes calcium influx and inracellular calcium release in hippocampal astrocytes / / J. Neurosci. — 1996.— no. 1,— Pp. 71-81.

93. Jensen A.M., Chiu S.Y. Differential intracellular responses to glutamate in type 1 and 2 cultured brain astrocytes //J. Neurosci. — 1991.— no. 11.— Pp. 1674-1684.

94. Regulation of myelin basic protein phosphorylation by mitogen-activated protein kinase during increased action potential firing in the hippocampus / C.M. Atkins, M. Yon, N.P. Groome, J.D. Sweatt // J. Neurochem.- 1999.- Vol. 73.- Pp. 1090-1097.

95. Harukuni I., Traystman R.J., Kirsch J.R. Effect of AR-R 17477, a potent neuronal nitric oxide synthase inhibitor, on infarction volume resulting from permanent focal ishemia in rats // Cnc. Care. Med.- 1999.- Vol. 27.- Pp. 2508-2511.

96. Effects of L-NAME and 7-NI on NOS activity and behavioral outcome after traumatic brain injury in the rat / K. Wada, K. Chatzipanteli, R. Busto, W.D. Dietrich j j J. Neurotrauma. — 1999.- Vol. 16.- Pp. 203-212.

97. An unique model for the analysis of neuronal nitric oxide signaling: the leech CNS / L.D. Leake, M.P. Davis, D. Chen, L.L. Moroz // Acta Biol. Hung.— 1995.— Vol. 46.— Pp. 135-143.

98. Moroz L.L., Park J.H., Winlow W. Nitric oxide activates buccal motor patterns in Lymnaea stagnahs // Neuroreport. — 1993. — Vol. 4. — Pp. 643-646.

99. Дьяконова T.JI. NO-зависимая глутаматная регуляция активности серотонинергической системы виноградной улитки Helix lucorum // Ж. Эвол. Биохим. Физиол.— 2002.— Т. 38.-С. 156-162.

100. Molecular characterization of NOS in a mollusc: expression in a giant modulatory neuron. / S.A. Korneev, M.R. Piper, J. Picot, R. Phillips, E.I. Korneeva, M. O'Shea // J Neurobiol.— 1998.- Vol. 35, no. 1. Pp. 65-76.

101. Blood flow regulation by S-nitrosohemoglobin in the physiological oxygen gradient / J.S. Stamler, L. Jia, P.J. Eu, T.J. McMahon, I.T. Demchenko, J. Bonaventura, K. Gen-ert, C.A. Piantodosi // Science. 1997. - Vol. 276.- Pp. 2034-2037.

102. Electron paramagnetic resonance and oxygen binding studies of alpha-Nitrosyl hemoglobin. A novel oxygen carrier having no-assisted allosteric functions / T. Yonetani, A. Tsuneshige, Y. Zhou, X. Chen // J. Biol. Chem. 1998. - Vol. 273.- P. 2032320333.

103. Ishikawa Т., Hume J.R., Keef K.D. Regulation of Ca2+-channels by cAMP and cGMP in vascular smooth muscle cells // Circ. Res. — 1993. — Vol. 73. — Pp. 1128-1137.

104. Modulation of cerebral vascular tone by activated glia: involvement of nitric oxide / M. Chis-ari, S. Salomone, F. Laureanti, A. Copani, M.A. Sortino // J. Neurochem.— 2005.— Vol. 91.- Pp. 1171-1179.

105. Nitric oxide in the human respiratory cycle / T.J. McMahon, R.E. Moon, B.P. Luschinger, M.S. Carraway, A.E. Stone, B.W. Stolp, A.J. Gow, J.R. Pawloski, P. Watke, D.J. Singel, C.A. Piantadosi, J.S. Stamler // Nat. Med. 2002. - Vol. 8.- Pp. 711-717.

106. Modulation of nitric oxide bioavailability by erythrocytes / K.T. Huang, Т.Н. Han, D.R. Hy-duke, M.W. Vaughn, H. Van Herle, T.W. Hein, C. Zhang, L. Kuo, J.C. Liao // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. — 2001.— Vol. 98.- Pp. 11771-11776.

107. Gow A. J., Stamler J.S. Reactions between nitric oxide and haemoglobin under physiological conditions // Nature. 1998.- Vol. 391.- Pp. 169-173.

108. Regulation of nitric oxide consumption by hypoxic red blood cells / Т.Н. Han, E. Qamirani, A.G. Nelson, D.R. Hyduke, G. Chaudhuri, L. Kuo, J.C. Liao // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2003. - Vol. 98. - Pp. 12504-12509.

109. Gow A.J. Nitric oxide, hemoglobin and hypoxic vasodilation // American Journal of Respiratory cell and molecular biology. — 2005. — Vol. 32. — Pp. 479-482.

110. L.L. Moroz., Radbourne S., Winlow W. The use of NO-sensitive microelectrodes for direct detection of nitric oxide (NO) production in molluscs // Acta Biol Hung. — 1995. — Vol. 46. — Pp. 155-167.

111. Анатомия беспозвоночных. Лабораторные животные / А.Д. Ноздрачев, E.JI. Поляков, В.П. Лапицкий, B.C. Осипов, Н.И. Фомичев. — Спб: Лань, 1999.

112. New nitric oxide-releasing zwitterions derived from polyamines / J.A. Hrabie, J.R. Klose, D.A. Wink, L.K. Keefer // J. Org. Chem. 1993. - Vol. 58.- Pp. 1472-1476.

113. Nitric oxide-donor compounds inhibit lipoxygenase activity / M. Macarrone, M.T. Corasan-iti, P. Guerrieri, G. Nistico, A.F. Agro // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 1996. — Vol. 219.-Pp. 128-133.

114. Boullerne A.L., Nedelkoska L., Benjamins J.A. Sinergism of nitric oxide and iron in killing the transformed murine oligodendrocyte cell line N 20.1 // J. Neurochem. — 1999. — no. 72. — Pp. 1050-1060.

115. Уменьшение деформируемости эритроцитов у крыс при церебральной ишемии / А.В. Приезжев, Тюрина А.Ю., О.Е. Фадюкова, В.Б. Кошелев // Вюлл. эксп. биол. и мед. 2004. - Т. 137. - С. 352-355.

116. Казаченко В.Н., Гелетюк В. И. Одиночные ионные каналы в нейронах моллюска Lymnaea stagnalis. — М.: Тез. докл. I Всесоюзн. биофиз. съезда, 1982.— С. 51-52.

117. Казаченко В.Н., Гелетюк В.И. Одиночный потенциалзависимый калиевый канал в нейронах моллюска Limnaea stagnalis // Биофизика. — 1983. — № 28. — С. 270-273.

118. Pronase. acutely modifies high voltage-activated calcium currents and cell properties of Lymnaea neurons / P.M. Hermann, K. Lukowiak, W.C. Wildering, A.G. Bulloch // Eur J Neurosci. 1997. - Vol. 9, no. 12. — Pp. 2624-2633.

119. Тасаки И. Проведение нервного импульса. — М.: ИЛ, 1957.

120. Caswell А.Н., Hutchinson J.D. Vizualization of membrane bound cations by a fluorescent tehnique // Biochem. Biophys. Res. Comm. — 1971.— Vol. 42.— Pp. 43-49.

121. Smolen J.E., Weissman G. The effects of various stimuli and calcium antagonists on the fluorescence response of chlorotetracycline-loaded human neutrophils // Biochem. Biophys. Acta.- 1982.- Vol. 720.- Pp. 172-180.

122. Владимиров Ю.А., Добрецов Г.Е. Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. — М.: Наука, 1980.

123. Toescu Е.С., Verkhratsky A. Assessment of mitochondrial polarization status in living cells based on analysis of the spatial heterogeneity of rhodamine 123 fluorescence staining // Pflugers Arch. — 2000. — Vol. 440. — Pp. 941-947.

124. R.S. Balaban, L.J. Mandel. Optical methods for the study of metabolism in intact cells // Noninvasive Techniques in Cell Biology / Ed. by J.K. Foskett, S. Grinstein.— New York: Wiley-Liss, 1990. Pp. 213-236.

125. Duchen M.R., Biscoe T.J. Mitochondrial function in tyre i cells isolated from rabbit arterial chemoreceptors // J. Physiol — 1992. — Vol. 450. — Pp. 13-31.

126. Kunz W.S. Spectral properties of fluorescent flavoproteins of isolated rat liver mitochondria // FEBS Lett. 1986. - Vol. 195. - Pp. 92-96.

127. Hall C., Kamm H. The purification and some properties of electron transfer flavoprotein and general fatty acyl coenzyme a dehydrogenase from pig liver mitochondria // J. Biol. Chem. 1975. - Vol. 250. - Pp. 3476-3486.

128. In vivo microscopy using the tandem scanning microscope / M. Petran, M. Hadravsky, Benes J., A. Boyde // Ann. N.Y. Acad. Set. — 1986.- Vol. 483. — Pp. 440-447.

129. Synaptic dynamism measured over minutes to months: age-dependent decline in an autonomic ganglion / W.B. Gan, E. Kwon, G. Feng, J.R. Sanes, J.W. Lichtman // Nat. Neurosci.— 2003. Vol. 6. - Pp. 956-960.

130. Nitric oxide inhibits mitochondrial movement in forebrain neurons associated with disruption of mitochondrial membrane potential. / G.L. Rintoul, V.J. Bennett, N.A. Papaconstandinou, I.J. Reynolds // J Neurochem.— 2006. — Vol. 97, no. 3.- Pp. 800-806.

131. Карнаухов B.H., Розанов С.И., В.А. Своренъ. Спектрофотометрические исследования живых нервных клеток надглоточного узла большого прудовика // Биофизика. — 1966.- Т. 11.- С. 1085-1088.

132. Карнаухов В.Н., Розанов С.И., В.А. Своренъ. Живая клетка как объект биофизических исследований // Биофизика живой клетки. 1.— Пущино, 1971.— С. 113-118.

133. Петруняка В.В. Выделение каротиноидсодержащих субклеточных структур из нервной ткани моллюска // Цитология. — 1976.— Т. 18.— С. 1185-1187.

134. Szalontai В., Вадугпка С., Horvath L.I. Changes in the Raman spectrum of frog sciatic nerve during action potential propagation // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 1977.— Vol. 76. Pp. 660-665.

135. Исследование нервов при проведении и блоке возбуждения с помощью спектроскопии комбинационного рассеяния / Г.В. Максимов, Б.О. Тилов, Ю.В. Лихачев, А.А. Чурин, Рубин А.Б. // ДАН СССР. 1982. - Т. 262. - С. 1272-1274.

136. Максимов Г.В. Механизмы перераспределения и транспорта Са2+ при ритмическом возбуждении миелинового нерва. — М.: Докт. дисс., 1997.

137. Исследование вязкости возбудимых мембран с помощью спектроскопии комбинационного рассеяния / Г.В. Максимов, Ч.Н. Раденович, Ю.Е. Борисова, М.К. Еремич // Биофизика. — 1996. Т. 41. — С. 400-406.

138. Raman spectroscopy of the «potential sensor» of potential-dependent channels / G.V. Maksi-mov, A.A. Churin, V.Z. Paschenko, A.B. Rubin // Gen. Physiol. Biophys. — 1990. — no. 9. — Pp. 353-360.

139. Исследование изменений конформации порфирина гемоглобина при первичной гипер-тензии / Г.В. Максимов, Н.В Максимова, А.А. Чурин, С.Н. Орлов, А.Б. Рубин // Биохимия. 2000. - Т. 66. - С. 365-370.

140. Ленинджер А. Основы биохимии. — М.: Мир, 1985.

141. Hill D.K., Keynes R.D. Opacity changes in stimulated nerve // J. Physiol. (London).— 1949.- Vol. 108.- Pp. 278-281.

142. Cohen L. В., Keynes R. D., Hille B. Light scattering and birefringence changes during nerve activity // Nature. 1968.- Vol. 218.- Pp. 438-441.

143. Noninvasive detection of changes in membrane potential in cultured neurons by light scattering / R.A. Stepnoski, A. LaPorta, F. Raccuia-Behling, J.E. Blonder, R.E. Slusher, D. Kle-infeld // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991.- Vol. 88.- Pp. 9382-9386.

144. Haller M., Mironov S.L., Richter D.W. Intrinsic optic sygnals in respiratory brain stem regions of mice: neurotransmitters, neuromodulators, and metabolic stress // J. Neurophys-ioL— 2001.— Vol. 86.- Pp. 412-421.

145. Functional optical coherence tomography for detecting neural activity through scattering changes / M. Lazebnik, D.L. Marks, K.L. Potgieter, R. Gillete, S.A. Boppart // Optics Lett. 2003. - Vol. 28. - Pp. 1218-1220.

146. Andreev V.A., Indukaev K.V. The problem of subrayleigh resolution in interference microscopy // Journal of Russian Laser Research. — 2003. — Vol. 24. — Pp. 220-236.

147. Brandon D., Kaplan W.D. Microstructural Characterization of Materials. — Chichester, West Sussex, UK: JohnWiley&Sons Ltd., 1999.

148. Grossmann A., Morlet J. Decomposition of hardy functions into square integrable wavelets of constant shape 11 S.I.A.M. J. Math. Anal. 1984. — Vol. 15. — Pp. 723-736.

149. A double-wavelet approach to study frequency and amplitude modulation in renal autoregu-lation / O.V. Sosnovtseva, A.N. Pavlov, E. Mosekilde, N.-H. Holstein-Rathlou, D.J. Marsh // Phys. Rev. E. 2004. - Vol. 70. - Pp. 031915-1-8.

150. Schreier-Muccillo S., Marsh О. Monitoring the permeability profile of lipid membranes with spin probes // Arch. Biochem. and Biophys.— 1976. — Vol. 172. — Pp. 1-11.

151. Nitric oxide activates multiple potassium channels in canine colonic smooth muscle / S.D. Koh, J.D. Campbell, A. Carl, K.M. Sanders // J. Physiol- 1995.- Vol. 489.-Pp. 735-743.

152. Гелетюк В.И., Казаченко В.Н. Кластерная организация ионных каналов. — М.: Наука, 1990.

153. Hille В. Ionnic channels of exitable membranes. — Washington: University of Washington,1992.

154. Angstadt J.D. Persistent inward currents in cultured retzius cells of the medicinal leech // J. Сотр. Physiol. A.— 1999.- Vol. 184.- Pp. 49-61.

155. Роль SH-групп мембранных белков в регуляции связывания оуабаина и бунгаротокси-на в нерве краба / Г.В. Максимов, Г.Т. Мусуралиева, Е.А. Свердлова, О.Р. Колье // Биофизика. — 1989. Т. 34. - С. 693-695.

156. Waxman S.G., Ritchie J.M. Molecular dissection of the myelinated axon // Ann. Neuro.l. —1993.- Vol. 33.- Pp. 121-136.

157. Максимов Г.В., Орлов C.H. Транспорт ионов кальция при функционировании нервного волокна: механизмы и регуляция. — М.: Изд-во Московского университета, 1994.

158. Влияние белок-липидных взаимодействий в возбудимых мембранах на конформацию С^-каротиноидов / Г.В. Максимов, Г.Т. Мусуралиева, А.А. Чурин, В.З. Пащенко // Биофизика. 1989. - Т. 34. - С. 420-424.

159. Glutamate decreases mitochondrial size and movement in primary forebrain neurons / G.L. Rintoul, A.J. Filiano, J.B. Brocard, G.J. Kress, I.J. Reynolds // J. Neurosci. — 2003. — Vol. 23.- Pp. 7881-7888.

160. Ligon L.A., Steward O. Movement of mitochondria in the axons and dendrites of cultured hippocampal neurons // J. Сотр. Neurol.— 2000. — Vol. 427.— Pp. 340-350.

161. Peixoto N., Ramirez F.J. HeWx aspersa identified neurons on multielectrode-array: electrical stimulation and recording // Eur. J. Neurosci. — 2000.— Vol. 12.— P. 155.

162. Szucs A., Molnar G., S-Rozsa K. Periodic and oscillatory firing patterns in identified nerve cells of /ymnaea stagnalis L. // Acta Biol. Hung. — 1999. — Vol. 50. — Pp. 269-278.

163. Landowne D., Cohen L.B. Changes in light scattering during synaptic activity in the electric organ of the skate, raia erinacea // Biol. Bull. — 1969. — Vol. 137.— Pp. 407-408.

164. Mitochondrial organization and motility probed by two-photon microscopy in cultured mouse brainstem neurons / M. Muller, S.L. Mironov, M.V. Ivannikov, J. Schmidt, D.W. Richter // Experimental Cell Research.— 2005. — Vol. 303. — Pp. 114-127.

165. Landowne D., Larsen J.В., Taylor К. T. Colchicine alters the nerve birefringence response // Science. 1983. - Vol. 220. - Pp. 953-954.

166. Froehner S.C. Regulation of ion channel distribution at synapses // Annu. Rev. Neurosci. — 1993.- Vol. 16.- Pp. 347-368.

167. Gibson C.L., Coughlan T.C., Murphy S.P. Glial nitric oxide and ischemia // Gha. — 2005. — Vol. 50.-Pp. 417-426.

168. Mitochondrial respiratory chain and free radical generation in stroke / M.A. Moro, A. Almeida, J.P. Bolanos, I. Lizasoain // Free Radic. Biol. Med. — 2005. Vol. 39. — Pp. 1291-1304.

169. Direct proof of nitric oxide formation from a nitrovasodilator metabolised by erythrocytes / H. Kosaka, S. Tanaka, T. Yoshii, E. Kumura, A. Seiyama, T. Shiga // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 1994.- Vol. 204.- Pp. 1055-1060.

170. Выражаю сердечную благодарность научному руководителю Максимову Георгию Владимировичу, благодаря чьим мудрым советам, знаниям, помощи, поддержке и вниманию эта работа оказалась возможной.

171. Выражаю признательность заведующему кафедры биофизики биологического факультета МГУ Рубину Андрею Борисовичу за оказанную поддержку и внимание к моей работе.