Механизм обратного транспорта протона в ксенородопсинах тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Цыбров Федор Михайлович

• Цыбров Федор Михайлович
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Цыбров Федор Михайлович

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования механизмов транспорта

Степень разработанности

Цели и задачи исследования

Научная новизна

Теоретическая и практическая значимость

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов работы

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Микробные родопсины

1.1.1. Общая информация о микробных родопсинах

1.1.2. Принципы классификации

1.1.3. Информация о представителях

1.2. Механизм транспорта

1.2.1. Общие принципы направленного транспорта микробных родопсинов

1.2.2. Молекулярный механизм транспорта HsBR

1.3. Ксенородопсины

1.3.1. Открытие и филогенетика

1.3.2. Функция ксенородопсинов

1.3.3. Спектроскопия и фотоцикл

1.3.4. Структура

1.3.5. Механизмы транспорта

1.3.6. Оптогенетика и применение

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Материалы

2.2. Методы

2.2.1. Экспрессия в E. coli

2.2.2. Функциональные тесты в суспензии клеток E. coli

2.2.3. Очистка белка из E. coli

2.2.4. Спектроскопия в UV-Vis диапазоне и зависимость от pH

2.2.5. Дифференциальная спектроскопия после лазерного импульса

2.2.6. Подготовка липосом со встроенным ксенородопсином

2.2.7. Исследование время-разрешенной генерация мембранного потенциала

2.2.8. Кристаллизация

2.2.9. Накопление промежуточного состояния в кристаллах

2.2.10. Сбор и обработка данных кристаллической дифракции

2.2.11. Определение и уточнение структуры основного состояния 5cXeR

2.2.12. Определение и уточнение структуры L и M состояний 5cXeR

2.2.13. Сбор и обработка данных серийной кристаллографии

2.2.14. Определение и уточнение структур для серийной кристаллографии

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Филогенетический анализ

3.2. Экспрессия в E. coli

3.3. Функциональные тесты BcXeR и других родопсинов

3.4. Очистка белка из E. coli

3.5. Спектроскопия в УФ и видимом диапазоне и зависимость от pH

3.6. Время-разрешенная спектроскопия (флэш-фотолиз) в растворе

3.7. Фотоцикл и спектральная кинетика BcXeR в детергенте

3.8. Фотоцикл и спектральная кинетика BcXeR в кристаллах

3.9. Структура основного состояния ксенородопсина BcXeR

3.10. Структурные особенности различных областей BcXeR

3.11. Получение структур промежуточных состояний L и M

3.12. Структура промежуточных состояний L и M

3.13. Этапы переноса протона в BcXeR

3.14. Сравнение различных конформаций группы переноса протона

3.15. Специфическая организация ретинального кармана

3

3.16. Время-разрешенной генерация мембранного потенциала

3.17. Анализ мутаций и консервативности в ксенородопсине БеХеК

3.18. Сравнение архейных и бактериальных ксенородопсинов

3.19. Механизм обратного транспорта протона в ксенородопсинах

ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ РАБОТЫ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ОПУБЛИКОВАННЫЕ РАБОТЫ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Приложение 1. Свойства микробных родопсинов, использованных для филогенетического анализа

Приложение 2. Информация о полученных структурах и условиях, в которых они были получены

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Механизм обратного транспорта протона в ксенородопсинах»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность исследования механизмов транспорта Светочувствительные ретинальные семиспиральные мембранные белки (микробные родопсины) функционально подразделяются на помпы, каналы и сенсорные родопсины. Среди помп деление можно провести по иону, прокачиваемому белком. Наиболее изученными являются протонные помпы, среди которых существуют прямые (прокачивают протон наружу клетки) и обратные (прокачивают протон внутрь).

Биологическая функция, структура и механизм транспорта прямых протонных помп хорошо изучен, тогда как данные вопросы для обратных протонных помп остаются открытыми. Данное исследование отвечает на вопрос о функциональных и структурных свойствах нового представителя обратных протонных помп бактериального происхождения ксенородопсина BcXeR и приоткрывает завесу тайны о механизме протонного транспорта белков данного класса.

Исследование обратных протонных помп интересно не только с фундаментальной стороны, но и с практической. Свойство светозависимого транспорта протонов через мембрану позволяет использовать белки данной функции в качестве оптогенетического инструмента для активации возбудимых клеток.

Степень разработанности Исследование микробных родопсинов началось в 1971 году с обнаружения бактериородопсина (ИsBR) в пурпурных мембранах археи Иа1оЪас1епит 8а1татит [1]. Было показано, что бактериородопсин является светочувствительной протонной помпой [2]. При помощи электронной микроскопии была получена первая структурная модель бактериородопсина [3]. Из этой модели видно, что у HsBR присутствуют 7 трансмембранных альфа-спиралей.

Помимо бактерородопсина, в Н. salinarum были обнаружены ещё три микробных родопсина. Один из них функционально является хлорной помпой, и был назван галородопсин [4]. Ещё два, не обладающих транспортной функцией, были названы сенсорными родопсинами [5]. К концу XX века микробные родопсины были обнаружены в других археях, но не находились в бактериях и эукариотах.

В 2000 году была опубликована работа о первом протеородопсине [6]. Это первый микробный родопсин, обнаруженный в бактериях. Важно, что этот белок был обнаружен не путём анализа белков или генов конкретного, заранее выбранного организма, а путём анализа генетического материала всех организмов из некоторого окружения. Данный подход называется метагеномным. Это стало важной вехой в исследовании микробных родописнов. Метагеномный поиск привел к экспоненциальному росту обнаруженных генов микробных родопсинов из разных организмов и разных по своей функции.

Гены микробных родопсинов были обнаружены не только в прокариотах, но и в эукариотах. Таковыми стали широко используемые в оптогенетике канальные родопсины [7]. Микробные родопсины обнаружены и в геномах вирусов [8].

Ксенородопсины были выделены в отдельный класс микробных родопсинов в 2011 году [9]. Важно отметить, что гены данных родопсинов встречаются как в археях, так и в бактериях. Позже было показано, что ксенородопсины являются обратными протонными помпами [10]. Была получена структура с разрешением 2.5 А и, что не менее важно, показана способность активировать нейроны при экспрессии ксенородопсина ЖХеЯ в плазматической мембране [11].

Цели и задачи исследования

Цель работы - определение механизма обратного транспорта протонов в мембранных белках ксенородопсинах. Для выполнения указанной цели были поставлены следующие задачи.

1. Определение функции выбранного ксенородопсина, экспрессированного в клеточной мембране;

2. Изучение кинетики ксенородопсина и спектров его промежуточных состояний при помощи время-разрешенной спектроскопии;

3. Определение структуры белка методом рентгеноструктурного анализа кристаллов белка;

4. Определение структуры функциональных промежуточных состояний белка методами криотрэппинга и время-разрешенной кристаллографии;

5. Исследование функции мутантов ксенородопсина для исследования механизма обратного транспорта белка;

6. Построение модели механизма обратного транспорта протона.

Научная новизна

В результате данной работы проведено всестороннее исследование микробного родопсина BcXeR из Bacillus coahuilensis. Данный микробный родопсин является бактериальным ксенородопсином. Впервые была проведена функциональная характеризация, показана его помповая активность по переносу протона внутрь клетки. Получен фотоцикл белка и температурные зависимости его спектральной кинетики. Впервые получена структура высокого разрешения основного и промежуточных состояний для обратных протонных помп. Кроме того, данная структура является первой структурой именно бактериального ксенородопсина.

Теоретическая и практическая значимость

Представленная работа имеет и фундаментальное, и прикладное значение.

С фундаментальной точки зрения чрезвычайно важным является описание механизма транспорта протона в обратной протонной помпе и сравнение его с таким механизмом для прямых протонных помп.

Для прикладной науки данное исследование ксенородопсинов важно, так как они являются альтернативой канальными родопсинам для активации возбудимых

клеток, например, нейронов [12]. Канальные родопсины пассивно пропускают ионы по градиенту через мембрану, тем самым деполяризуя её, и запуская механизм потенциала действия. Ксенородопсины, как протонные помпы, деполяризуют мембрану активно прокачивая положительный заряд внутрь клетки. Для ксенородопсина #sXeR было показано, что он способен возбуждать нейроны с частотой до 50 Гц [11].

Положения, выносимые на защиту

1. Микробный родопсин из Bacillus coahuilensis (BcXeR) относится к группе ксенородопсинов.

2. Ксенородопсин BcXeR по своей функции является помпой, прокачивающей протоны внутрь клетки.

3. Исследована спектральная кинетика ксенородопсина BcXeR в ультрафиолетовом и видимом диапазоне. В ходе фотоцикла BcXeR образует M состояние, соответствующее депротонированию основания Шиффа.

4. Пространственные структуры BcXeR, полученные методом рентгеноструктурного анализа: структура основного состояния с разрешением до 1.7 Ä; промежуточного L состояния до 1.6 Ä; промежуточного M состояния до 1.7 Ä.

5. Механизм транспорта протона обратными протонным помпами основывается на специфической структуре белка, содержащей два гидрофобных гейта. Согласованное открытие этих гейтов и прохождение протона по протонным проволокам обеспечивают направленный транспорт протона.

Степень достоверности и апробация результатов работы По теме диссертации опубликовано 3 работы в рецензируемых научных журналах. Результаты по теме исследований были представлены на следующих четырёх конференциях: Международная конференция Биомембраны-2018

(International Conference "BIOMEMBRANES 2018") в 2018 году (г. Долгопрудный), II Всероссийская научная конференция с международным участием «Оптогенетика+ 2020» (Санкт-Петербург, Россия, 2020), XIII молодежная школа-конференция с международным участием. (Москва, 2022), VII съезда биофизиков России, (Краснодар, 2023).

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

В данной главе дан обзор литературы с целью показать место объекта исследования в текущей научной картине мира. В первой части приведена общая информация о классе белков под названием «микробные родопсины» и принципы их классификации. Во второй части рассмотрен механизм транспорта наиболее изученного микробного родопсина: НВК В третьей части содержится подробная информация о конкретных представителях семейства ксенородопсинов, рассматривающая их с разных аспектов.

1.1. Микробные родопсины Родопсины берут своё название от древнегреческого ро5оу (родон) -«розовый» (в честь розоватого цвета) и бук; (опсин) «зрение». Слово родопсин является неоднозначным. Им обозначают светочувствительный белок-зрительный пигмент млекопитающих, отвечающий за преобразование светового сигнала путем взаимодействия с белками-трансдюсерами в итоге в нервный импульс [13]. Кроме того, слово «родопсин» используется в названии обширного класса белков микробных родопсинов, гены которых обнаруженных во всех доменах жизни и даже в вирусах [14]. В данном обзоре далее речь пойдёт именно о микробных родопсинах, так как объект исследования БеХеК является представителем данного класса белков.

1.1.1. Общая информация о микробных родопсинах Класс микробных родопсинов представлен большим набором фотоактивных мембранных белков разнообразных организмов (бактерий, архей, эукариот) и вирусов. Гены белков этого семейства распространены повсеместно, они обнаружены в пробах со всех континентов и океанов планеты Земля [15].

Типичный микробный родопсин состоит из семи трансмембранных альфа-спиралей, соединённых тремя внутриклеточными и тремя внеклеточными петлями. Альфа-спирали обозначаются по порядку буквами латинского алфавита от А до О,

начиная с Оконца. Внутри белка находится кофактор ретиналь, который ковалентно связан с лизином спирали О через основание Шиффа (ОШ).

Белки класса микробных родопсинов обладают поразительно разнообразным функционалом. Среди них имеются как переносчики заряженных частиц через мембрану, так и белки, выполняющие сенсорную функцию, и более того, некоторые обладают энзимной активностью [16].

Спектр поглощения родопсинов, помимо максимума поглощения 280 нм (поглощение ароматических аминокислот), содержит характерный широкий пик, природа которого - поглощение света ретиналем. Следует заметить, что из-за взаимодействия с аминокислотным окружением спектры чистого ретиналя и ретиналя в окружении аминокислот родопсина отличаются. Спектр в белке сдвинут в более красную область: спектр поглощения чистого ОШ имеет максимум около 440 нм, тогда как в родопсинах максимум поглощения имеет длину волны более 470 нм (Рис. 1).

А ® Ф © Я (1) (|)

450 500 550 600 650

Рис. 1. Некоторые микробные родопсины и спектры их поглощения: (1) синий протеородопсин LC1-200; мутант Q105L синего протеородопсина LC1-200; (3) зелёный протеородопсин EBAC31A08; (4) мутант A178R зелёного протеородопсина EBAC31A08; (5) бактериородопсин НБЯ; (6) сенсорный родопсин ЯЗИ. Адаптировано из [17].

В 1971 было показано, что пурпурные мембраны археи На1оЬае1вгшт 8а1тагит (в тот момент называвшейся бактерией HaloЬaеterium halobium) имеют такой цвет из-за белка, похожего на опсин, который связывает ретиналь. Как было показано в дальнейшем, бактериородопсин прокачивает протон наружу мембраны, что приводит к увеличению градиента протонов, и, в последствии, к синтезу АТФ [18]. Таким образом, бактериородопсин играет энергетическую роль. Помимо протонной помпы, в этом же организме были обнаружены гомологичные белки, один из которых, галородопсин, прокачивает ион хлора внутрь [4], и ещё два сенсорных родопсина, которые отвечают за фототаксис [19,20]. Указанные выше белки, и гомологичные им, обнаруженные в археях, интенсивно исследовались различными методами. Новый этап начался в 2000 году с обнаружением первого бактриального родопсина, названного протеородопсин [6]. Спустя небольшое время (в 2002-2003 году) были открыты и характеризованы катионные канальные родопсины из одноклеточной зелёной водоросли Chlamydomonas геМаМШ [7,21]. Последнее привело к развитию оптогенетики, о чём будет сказано ниже. Дальнейшие открытия показали, что класс родопсинов разнообразен как по функциям белков, так и по происхождению. Были обнаружены: натриевая помпа [22], энзимородопсин гистидин киназа [23, р. 1], анионный канальный родопсин [24], обратная протонная помпа [10,11]. В 2018 году было обнаружено семейство белков, необычное по своей структуре: гелиородопсины инвертированы в клеточной мембране по отношению к обычным микробным родопсинам [25]. Гены родопсинов находятся не только среди живых организмов, но и в геномах вирусов [26]. Поиск и характеризация новых семейств родопсинов продолжаются и по сей день [27], и, можно ожидать, что будут найдены родопсины с раннее не обнаруженными свойствами и в новых местах.

Свойства микробных родопсинов нашли своё применение в оптогенетике методе, который позволяет управлять возбуждаемыми клетками с миллисекундной точностью и клеточным пространственным разрешением [12]. Первое применение началось с экспрессии канального родопсина 2 в нейронах [28]. В настоящий

12

момент основным инструментом для возбуждения служат канальные родопсины [12], однако, в качестве альтернативы могут быть использованы обратные протонные помпы [11]. В качестве инструментов для ингибирования возбуждения клеток используются хлорные помпы галородопсины и анионные канальные родопсины. Оптогенетика на основе микробных родопсинов была использована для восстановления памяти, слуха и зрения [12].

1.1.2. Принципы классификации

Классификация и описание такого обширного и функционально разнообразного класса белков, как микробные родопсины, является отдельной задачей, которая может иметь несколько подходов к её решению. Можно выделить два принципа, которые можно положить в основу классификации: филогенетический анализ и разделение белков по из функции.

Филогенетический анализ разделяет и группирует различные гены на основании сходства аминокислотных последовательностей белков, используя математические методы анализа последовательностей. Результатом филогенетического анализа является построенное филогенетическое дерево, в котором ветвящаяся структура показывает разделение на классы.

Пример такого филогенетического дерева показан на Рис. 2. Можно сказать, что глобально класс делится на большие две части. В первую из входят давно известные бактериородопсины, протеородопсины, канальные родопсины, натриевые помпы типа КЯ2, ксенородопсины. В другую часть входят недавно обнаруженные гелиородопсины, шизородопсины, вирусные родопсины.

Рис. 2. Филогенетическое дерево микробных родопсинов. Адаптировано из [29]

Если положить в основу классификации функцию микробных родопсинов, то на самом высоком уровне можно выделить три принципиально различных функции: транспортная, сенсорная, каталитическая. Одни из них обладают транспортной функцией, другие - сенсорной, то есть воздействуют на другие белки-трансдьюсеры путём изменения конформации при поглощении фотона, третьи - энзимной активностью. Транспортная функция представлена как пассивным (каналы, по градиенту электрохимического потенциала), так и активным (помпы, независимо от градиента) транспортом. Транспортные микробные родопсины различаются по селективности транспортируемых ионов: существуют как проводники катионов, так и анионов. Активные транспортные микробные родопсины могут обладать одинаковой селективностью, однако, иметь

разное направление транспорта. Данное явление обнаружено для протонных помп. Существуют прямые протонные помпы (прокачивают протон наружу клетки) и обратные протонные помпы (прокачивают протон внутрь клетки).

Следует отметить, что два этих подхода приводят к разным результатам. Функционально одинаковые белки могут находиться в различных ветвях филогенетического дерева. Например, такой эффект наблюдается для шизородопсинов и ксенородопсинов, оба этих класса являются обратными протонными помпами. Наоборот, белки близкие филогенетически, могут обладать разной функцией. Это можно показать на примере ветви сенсорных родопсинов и ксенородопсинов. В данном литературном обзоре используется классификация на основе функции микробных родопсинов.

1.1.3. Информация о представителях 1.1.3.1. Прямые протонные помпы (архейные) Прямые протонные помпы из архей являются наиболее изученной группой микробных родопсинов.

Первый открытый и тщательно изученный микробный родопсин Я-БЯ из археи Н. -аПпатыш является представителем именно этой функциональной группы. Несмотря на название "Bacterюrhodopsm", данный белок происходит из археи, которая ранее считалась бактерией [30]. Протонная помпа бактериородопсин Н-БЯ была впервые обнаружен в пурпурных мембранах Н. -аПпатыш в 1971 [1]. Структурно Н-БЯ является семиспиральным трансмембранным белком [31]. Эти семь альфа-спиралей принято обозначать буквами от А до О. С лизином К216 седьмой спирали через ОШ ковалентно связан кофактор ретиналь. Помимо этого, характерными аминокислотами являются акцептор протона аспартат Э85, и доноры протона треонин Т89 и аспартат Э96. Все они располагаются на С спирали бактериородопсина [32].

При отсутствии освещения ОШ протонировано, ретиналь находится в а11-конформации. Поглощение фотона ретиналем приводит к его изомеризации,

которая запускает серию конформационных переходов структуры белка [33]. Конформационные изменения обычно приводят к изменениям в спектре поглощения белка. Данные спектральные промежуточные состояния так же называются интермедиатами. Интермедиаты получили свои названия в алфавитном поряке: I, I, К, L, M, N O, в порядке появления в фотоцикле (Рис. 3). Каждый интермедиат характеризуется своим спектром поглощения. Кинетика переходов является температурозависимой, поэтому, имеет смысл говорить о временах перехода для какой-то конкретной температуры. Бактериородопсин в исходном состоянии имеет в видимом диапазоне один пик поглощения на длине волны 570 нм. Такая структура спектра (один характерный пик, помимо стандартного 280 нм для белков) является общей для ретинальных белков и для интермедиатов бактериородопсина. После поглощения фотона за пикосекундные времена белок переходит в К (600 нм) состояние. При этом ретиналь находится в 13-с/^ конформации. К состояние за время порядка микросекунд распадается в L состояние. Смещённое в синюю область L (550 нм) распадается за десятки микросекунд. Следующее за ним M состояние обладает самым большим сдвигом в синюю область, максимум поглощения находится на 410 нм. Такой сдвиг связан с депротонированием ОШ. С временем полураспада порядка милисекунд M состояние распадается в N 560 нм, данный переход сопровождается репротонированием ОШ. Оно, в свою очередь, переходит в красное O состояние (630 нм), тоже за милисекунды. Последнее, O состояние за милисекунды распадается в исходное.

В нативном организме Н. 8аИпатит бактериородопсин выполняет энергетическую функцию. Созданный под действием света градиент протонов по разные стороны мембраны приводит в действие АТФ-синтазу [34]. Попытки использования НБЯ в оптогенетике не увенчались успехом. Бактериородопсин обладает низким уровнем экспрессии в плазматической мембране нейронов. Обсуждались попытки применения бактериородопсина в биомолекулярной электронике [35].

Рис. 3. Фотоцикл НуЬЯ. Адаптировано из [36]. Спектры интермедиатов НуЬЯ. Адаптировано из [35]

Известны и исследованы другие архейные прямые протонные помпы. Археородопсин 3 ^геЮ) используется для гиперполяризации мембраны, и тем самым ингибирования потенциала действия [37,38]. Было показано, что путём мутагенеза протонная помпа может быть конвертирована в протонный канал [39]. Археородопсин 3 может также служить в качестве флуоресцентного индикатора напряжения на мембране [40]. При помощи таргетных последовательностей Arch3 может быть экспрессирован в различных органеллах для управления рН с помощью света. Такие эксперименты были проведены для лизосом и синаптических везикул [41]. Кроме того, Arch3 был использован как инструмент для защелачивания цитозоля в исследовании апоптоза [42].

1.1.3.2. Прямые протонные помпы (бактериальные и другие)

Новый этап в исследовании ретинальных белков начался с началом третьего тысячелетия. При помощи анализа геномов была обнаружена первая бактериальная протонная помпа [6]. Этот белок получил название протеородопсин (РЯ). В дальнейшем были обнаружены и другие гены протеородопсинов, которые распространены повсеместно [43] и в других организмах, вплоть до вирусов [14]. Протеородопсины можно разделить на две группы, в зависимости от их спектра поглощения: поглощающие зелёный протеородопсины (ОРЯ, Атах = 525 нм) и поглощающие синий протеородопсины (ВРЯ, Атах = 490 нм).

Функционально протеородопсин прокачивает протоны наружу клетки, как и бактериородопсин. Однако, в отличии от последнего, протеородопсин прокачивает протоны только при щелочных значениях pH [44].

Одним из хорошо изученных протеородопсинов является родопсин из Exiguobacterium sibiricum. В частности, для него была получена структура (Рис. 4) при помощи рентгеновской кристаллографии [45]. Как у других протеородопсинов, у ESR в области возле ретиналя присутствует гистидин, связанный с акцептором протона. В связи с этим, pKa акцептора протона выше, что и приводит к узкому диапазону по pH прокачки протона.

При щелочных pH в фотоцикле протеородопсинов присутствуют 5 промежуточных состояний: ^ M1, M2, N O, с полной продолжительностью около 150 мс [46]. При нейтральных и кислых pH фотоцикл продолжительностью около 25 мс содержит ^ L, N состояния, M состояние (депротонированное ОШ) остутсвует [47].

Несмотря на широкое распространение в природе, протеородопсины не нашли массового применения в нейронауках, в частости, из-за зависимости их функции от pH [16].

Е5К ХК ВР1

Рис. 4. Структуры окружения ретиналя для ESR, XR, BR (слева направо). Адаптировано из [45].

1.1.3.3. Обратные протонные помпы

Первые обратные протонные помпы были найдены среди ксенородопсинов [10,11]. Ксенородопсины изначально были описаны как родопсины, гомологичные сенсорному родопсину ASR [9]. Так как ксенородопсины являются объектом исследования данной диссертации, то они подробно описаны в отдельном разделе данной главы. Далее будут описаны обратные протонные помпы других классов.

Ещё одно семейство родопсинов имеет функцию обратных протонных помп. Это семейство шизородопсинов. Белки данного семейства были обнаружены как родопсины асгардоархеот [48]. Для нескольких белков данного семейства была показана обратная прокачка протона в E. coli и в клетках млекопитающих ND7/23 [27]. Шизородопсины филогенетически занимают промежуточное положение между микробными родопсинами типа 1 и гелиородопсинами. Шизородопсины ориентированы в плазматической мембране N концом наружу, C концом внутрь, как и микробные родопсины типа 1. Кроме того, структурные данные показывают, что структура шизородопсина ближе к бактериородопсину, чем к гелиородопсину [49]. Шизородопсины образуют тримеры, также как и ксенородопсины и бактериородопсины. В ходе прокачки протона внутрь шизородопсины проходят через K, L, M состояния, и имеют общую продолжительность фотоцикла порядка сотен микросекунд, что меньше, чем у ксенородопсинов [27].

На основе структурных [49] данных для SzR4 сделано предположение, что выпуск протона в цитоплазму происходит без долговременного связывания протона с акцептором (глутамат-81, расположен в цитоплазматической части белка). С ОШ протон посредством воды и глутамата-81 попадает напрямую в цитозоль. Шизородопсины и ксенородопсины имеют различные аминокислоты на пути транспорта протона, возможно они имеют различные механизмы транспорта.

Шизородопсин из метагеномного анализа антарктических пресных озёр также обладает обратным транспортом протона. Отмечается, что его активность повышается в щелочной среде, что может быть намёком на его биологическую

функцию: данная протонная помпа поддерживает нейтральный рН внутриклеточной среды при щелочном окружении [50].

Интересная особенность, позволяющая спектрально отличить прямые и обратные помпы была подмечена на примере исследования шизородопсина из археи Lokiarchaeota LaSzR2 [51]. Утверждается, что для прямых протонных помп при закислении среды спектр поглощения сдвигается в длинноволновую область. В то время как для обратных - в коротковолновую.

1.1.3.4. Анионные помпы

Первая светочувствительная хлорная помпа (ННЯ) была обнаружена в Н. 8аИпагиш, в той же архее, что и бактериородопсин [4,18]. Хлорные помпы получили название галородопсины (Halorhodopsm). Хлорные помпы обнаружены так же и в бактериях, например, из флавобактерии Nonlabens marinus [52];

МгНЯ из цианобактерии Mastigocladopsis repens [53]. Следует понимать, что анионные помпы разных происхождений отличаются друг от друга и образуют отдельные ветви на филогенетическом дереве. Галородопсины в основном прокачивают ион хлора внутрь, однако, при некоторых условиях, они могут прокачивать анионы бромида, йодида, нитратра, но не сульфата [32].

С одной стороны, структурно можно сравнить галородопсины между собой (^НЯ и ННЯ), с другой - сравнить галородопсины с бактериородопсинами. Общая организация главной аминокислотной цепи у всех трёх совпадает. Также совпадает положение ретиналя и положения основных карбоксильных групп. Важным отличием является другой аминокислотный мотив: те аминокислоты, которые, как считается, выполняют важную функцию в транспорте. Для архейных галородопинов характерен TSA мотив, для части бактериальных - К^. Однако, у бактериального МгНЯ мотив TSD, что делает его ближе к архейным. Галородопсины из цианобактерий филогенетически ближе к архейным [54].

Рис. 5. Структурное сравнение между ЯИЯ (зеленый, РББ Ш12), ЯрИЯ (синий, РББ 3A7K) и ЯБЯ (оранжевый, РББ 3NS0).

В отличие от центральной части, внеклеточная и цитоплазматическая поверхности белка заметно отличаются по размеру (Рис. 5). У ЯрИЯ внеклеточная часть прикрыта большой BC петлёй и альфа-петлёй с Оконца. Таким образом, у ЯрИЯ присутсвует гидрофобная крышка, которая отсутствует у ЯЙЯ. В структуре галородопсинов пристутсвует ион хлора.

Рис. 6. Модельный фотоцикл NpHR. Адаптировано из [55]

Кинетика, в том числе спектральная, подробно была изучена для ЯрИЯ и Я^ИЯ и их мутантов. Если говорить про фотоциклы, то общая продолжительность составляет порядка десятков мс, что совпадает с ЯВЯ. Отличительной

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Цыбров Федор Михайлович, 2023 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Oesterhelt D., Stoeckenius W. Rhodopsin-like Protein from the Purple Membrane of Halobacterium halobium: 39 // Nature. New Biol. Nature Publishing Group, 1971. Vol. 233, № 39. P. 149-152.

2. Oesterhelt D., Stoeckenius W. Functions of a New Photoreceptor Membrane // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1973. Vol. 70, № 10. P. 2853-2857.

3. Henderson R., Unwin P.N.T. Three-dimensional model of purple membrane obtained by electron microscopy: 5521 // Nature. Nature Publishing Group, 1975. Vol. 257, № 5521. P. 28-32.

4. Schobert B., Lanyi J.K. Halorhodopsin is a light-driven chloride pump. // J. Biol. Chem. Elsevier, 1982. Vol. 257, № 17. P. 10306-10313.

5. Grote M., O'Malley M.A. Enlightening the life sciences: the history of halobacterial and microbial rhodopsin research // FEMS Microbiol. Rev. 2011. Vol. 35, № 6. P. 1082-1099.

6. Béjá O. et al. Bacterial Rhodopsin: Evidence for a New Type of Phototrophy in the Sea // Science. American Association for the Advancement of Science, 2000. Vol. 289, № 5486. P. 1902-1906.

7. Nagel G. et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2003. Vol. 100, № 24. P. 13940-13945.

8. López J.L. et al. Microbial and viral-like rhodopsins present in coastal marine sediments from four polar and subpolar regions // FEMS Microbiol. Ecol. 2017. Vol. 93, № 1. P. fiw216.

9. Ugalde J.A. et al. Xenorhodopsins, an enigmatic new class of microbial rhodopsins horizontally transferred between archaea and bacteria // Biol. Direct. 2011. Vol. 6, № 1. P. 52.

10. Inoue K. et al. A natural light-driven inward proton pump // Nat. Commun. 2016. Vol. 7, № 1. P. 13415.

11. Shevchenko V. et al. Inward H + pump xenorhodopsin: Mechanism and alternative optogenetic approach // Sci. Adv. 2017. Vol. 3, № 9. P. e1603187.

12. Alekseev A., Gordeliy V., Bamberg E. Rhodopsin-Based Optogenetics: Basics and Applications // Rhodopsin: Methods and Protocols / ed. Gordeliy V. New York, NY: Springer US, 2022. P. 71-100.

13. Palczewski K. G Protein-Coupled Receptor Rhodopsin // Annu. Rev. Biochem. 2006. Vol. 75. P. 743-767.

14. Yutin N., Koonin E.V. Proteorhodopsin genes in giant viruses // Biol. Direct. 2012. Vol. 7, № 1. P. 34.

15. Boeuf D. et al. MicRhoDE: a curated database for the analysis of microbial rhodopsin diversity and evolution // Database J. Biol. Databases Curation. 2015. Vol. 2015. P. bav080.

16. Gordeliy V. et al. Microbial Rhodopsins // Rhodopsin: Methods and Protocols / ed. Gordeliy V. New York, NY: Springer US, 2022. P. 1-52.

17. Ernst O.P. et al. Microbial and Animal Rhodopsins: Structures, Functions, and Molecular Mechanisms // Chem. Rev. American Chemical Society, 2014. Vol. 114, № 1. P. 126-163.

18. Matsuno-Yagi A., Mukohata Y. Two possible roles of bacteriorhodopsin; a comparative study of strains of Halobacterium halobium differing in pigmentation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1977. Vol. 78, № 1. P. 237-243.

19. Hildebrand E., Dencher N. Two photosystems controlling behavioural responses of Halobacterium halobium: 5521 // Nature. Nature Publishing Group, 1975. Vol. 257, № 5521. P. 46-48.

20. Takahashi T. et al. A photosystem other than PS370 also mediates the negative phototaxis of Halobacterium halobium // FEMS Microbiol. Lett. 1985. Vol. 28, № 2. P. 161-164.

21. Nagel G. et al. Channelrhodopsin-1: A Light-Gated Proton Channel in Green Algae // Science. American Association for the Advancement of Science, 2002. Vol. 296, № 5577. P. 2395-2398.

22. Inoue K. et al. A light-driven sodium ion pump in marine bacteria: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2013. Vol. 4, № 1. P. 1678.

23. Luck M. et al. A Photochromic Histidine Kinase Rhodopsin (HKR1) That Is Bimodally Switched by Ultraviolet and Blue Light * // J. Biol. Chem. Elsevier, 2012. Vol. 287, № 47. P. 40083-40090.

24. Govorunova E.G. et al. Natural light-gated anion channels: A family of microbial rhodopsins for advanced optogenetics // Science. American Association for the Advancement of Science, 2015. Vol. 349, № 6248. P. 647-650.

25. Pushkarev A. et al. A distinct abundant group of microbial rhodopsins discovered using functional metagenomics: 7711 // Nature. Nature Publishing Group, 2018. Vol. 558, № 7711. P. 595-599.

26. Bratanov D. et al. Unique structure and function of viral rhodopsins: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2019. Vol. 10, № 1. P. 4939.

27. Inoue K. et al. Schizorhodopsins: A family of rhodopsins from Asgard archaea that function as light-driven inward H+ pumps // Sci. Adv. American Association for the Advancement of Science, 2020. Vol. 6, № 15. P. eaaz2441.

28. Boyden E.S. et al. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity: 9 // Nat. Neurosci. Nature Publishing Group, 2005. Vol. 8, № 9. P. 1263-1268.

29. Alekseev A. Rational design of optogenetic tools : from bioinformatic genomic data analysis to electrophysiological validation. 2020. P. 105.

30. Kamekura M. Diversity of extremely halophilic bacteria // Extremophiles. 1998. Vol. 2, № 3. P. 289-295.

31. Pebay-Peyroula E. et al. X-ray Structure of Bacteriorhodopsin at 2.5 Angstroms from Microcrystals Grown in Lipidic Cubic Phases // Science. American

Association for the Advancement of Science, 1997. Vol. 277, № 5332. P. 16761681.

32. Gushchin I., Gordeliy V. Microbial Rhodopsins // Membrane Protein Complexes: Structure and Function / ed. Harris J.R., Boekema E.J. Singapore: Springer, 2018. P. 19-56.

33. Borshchevskiy V. et al. True-atomic-resolution insights into the structure and functional role of linear chains and low-barrier hydrogen bonds in proteins // Nat. Struct. Mol. Biol. Nature Publishing Group, 2022. P. 1-11.

34. Racker E., Stoeckenius W. Reconstitution of Purple Membrane Vesicles Catalyzing Light-driven Proton Uptake and Adenosine Triphosphate Formation // J. Biol. Chem. Elsevier, 1974. Vol. 249, № 2. P. 662-663.

35. Birge R.R. et al. Biomolecular Electronics: Protein-Based Associative Processors and Volumetric Memories // J. Phys. Chem. B. American Chemical Society, 1999. Vol. 103, № 49. P. 10746-10766.

36. Wickstrand C. et al. Bacteriorhodopsin: Structural Insights Revealed Using X-Ray Lasers and Synchrotron Radiation // Annu. Rev. Biochem. 2019. Vol. 88, № 1. P. 59-83.

37. Chow B.Y. et al. High-performance genetically targetable optical neural silencing by light-driven proton pumps: 7277 // Nature. Nature Publishing Group, 2010. Vol. 463, № 7277. P. 98-102.

38. Han X. et al. A High-Light Sensitivity Optical Neural Silencer: Development and Application to Optogenetic Control of Non-Human Primate Cortex // Front. Syst. Neurosci. 2011. Vol. 5.

39. Inoue K. et al. Converting a Light-Driven Proton Pump into a Light-Gated Proton Channel // J. Am. Chem. Soc. American Chemical Society, 2015. Vol. 137, № 9. P. 3291-3299.

40. Gong Y., Li J.Z., Schnitzer M.J. Enhanced Archaerhodopsin Fluorescent Protein Voltage Indicators // PLOS ONE. Public Library of Science, 2013. Vol. 8, № 6. P. e66959.

41. Rost B.R. et al. Optogenetic acidification of synaptic vesicles and lysosomes: 12 // Nat. Neurosci. Nature Publishing Group, 2015. Vol. 18, № 12. P. 1845-1852.

42. Nakao S., Kojima K., Sudo Y. Phototriggered Apoptotic Cell Death (PTA) Using the Light-Driven Outward Proton Pump Rhodopsin Archaerhodopsin-3 // J. Am. Chem. Soc. American Chemical Society, 2022. Vol. 144, № 9. P. 3771-3775.

43. Béjà O. et al. Proteorhodopsin phototrophy in the ocean: 6839 // Nature. Nature Publishing Group, 2001. Vol. 411, № 6839. P. 786-789.

44. Dioumaev A.K. et al. Proton Transfers in the Photochemical Reaction Cycle of Proteorhodopsin // Biochemistry. American Chemical Society, 2002. Vol. 41, № 17. P. 5348-5358.

45. Gushchin I. et al. Structural insights into the proton pumping by unusual proteorhodopsin from nonmarine bacteria // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2013. Vol. 110, № 31. P. 12631-12636.

46. Varo G. et al. Characterization of the Photochemical Reaction Cycle of Proteorhodopsin // Biophys. J. 2003. Vol. 84, № 2. P. 1202-1207.

47. Lakatos M. et al. The Photochemical Reaction Cycle of Proteorhodopsin at Low pH // Biophys. J. 2003. Vol. 84, № 5. P. 3252-3256.

48. Bulzu P.-A. et al. Casting light on Asgardarchaeota metabolism in a sunlit microoxic niche: 7 // Nat. Microbiol. Nature Publishing Group, 2019. Vol. 4, № 7. P. 1129-1137.

49. Higuchi A. et al. Crystal structure of schizorhodopsin reveals mechanism of inward proton pumping // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2021. Vol. 118, № 14. P. e2016328118.

50. Harris A. et al. Mechanism of Inward Proton Transport in an Antarctic Microbial Rhodopsin // J. Phys. Chem. B. American Chemical Society, 2020. Vol. 124, № 24. P. 4851-4872.

51. Kojima K. et al. Lokiarchaeota archaeon schizorhodopsin-2 (LaSzR2) is an inward proton pump displaying a characteristic feature of acid-induced spectral blue-shift: 1 // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2020. Vol. 10, № 1. P. 20857.

52. Yoshizawa S. et al. Functional characterization of flavobacteria rhodopsins reveals a unique class of light-driven chloride pump in bacteria // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2014. Vol. 111, № 18. P. 67326737.

53. Hasemi T. et al. Characterization of a Cyanobacterial Chloride-pumping Rhodopsin and Its Conversion into a Proton Pump * // J. Biol. Chem. Elsevier, 2016. Vol. 291, № 1. P. 355-362.

54. Harris A. et al. Molecular details of the unique mechanism of chloride transport by a cyanobacterial rhodopsin // Phys. Chem. Chem. Phys. The Royal Society of Chemistry, 2018. Vol. 20, № 5. P. 3184-3199.

55. Engelhard C. et al. Microbial Halorhodopsins: Light-Driven Chloride Pumps // Chem. Rev. American Chemical Society, 2018. Vol. 118, № 21. P. 10629-10645.

56. Hegemann P., Oesterhelt D., Steiner M. The photocycle of the chloride pump halorhodopsin. I: Azidecatalyzed deprotonation of the chromophore is a side reaction of photocycle intermediates inactivating the pump // EMBO J. John Wiley & Sons, Ltd, 1985. Vol. 4, № 9. P. 2347-2350.

57. Chizhov I., Engelhard M. Temperature and Halide Dependence of the Photocycle of Halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis // Biophys. J. 2001. Vol. 81, № 3. P. 1600-1612.

58. Han X., Boyden E.S. Multiple-Color Optical Activation, Silencing, and Desynchronization of Neural Activity, with Single-Spike Temporal Resolution // PLOS ONE. Public Library of Science, 2007. Vol. 2, № 3. P. e299.

59. Gradinaru V., Thompson K.R., Deisseroth K. eNpHR: a Natronomonas halorhodopsin enhanced for optogenetic applications // Brain Cell Biol. 2008. Vol. 36, № 1. P. 129-139.

60. Niho A. et al. Demonstration of a Light-Driven SO42- Transporter and Its Spectroscopic Characteristics // J. Am. Chem. Soc. American Chemical Society, 2017. Vol. 139, № 12. P. 4376-4389.

61. Kovalev K. Structural investigations of the light-driven sodium-pumping rhodopsin KR2 // Dissertation. RWTH Aachen University, 2020. Vol. Rheinisch-Westfälische Technische Hochschule Aachen. P. pages 1 Online-Ressource : Illustrationen, Diagramme.

62. Balashov S.P. et al. Light-Driven Na+ Pump from Gillisia limnaea: A High-Affinity Na+ Binding Site Is Formed Transiently in the Photocycle // Biochemistry. American Chemical Society, 2014. Vol. 53, № 48. P. 7549-7561.

63. Tsunoda S.P. et al. Functional characterization of sodium-pumping rhodopsins with different pumping properties // PLOS ONE. Public Library of Science, 2017. Vol. 12, № 7. P. e0179232.

64. Shibata M. et al. Oligomeric states of microbial rhodopsins determined by highspeed atomic force microscopy and circular dichroic spectroscopy: 1 // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2018. Vol. 8, № 1. P. 8262.

65. Kovalev K. et al. Molecular mechanism of light-driven sodium pumping: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2020. Vol. 11, № 1. P. 2137.

66. Mulkidjanian A.Y. et al. Evolutionary primacy of sodium bioenergetics // Biol. Direct. 2008. Vol. 3, № 1. P. 13.

67. Kato H.E. et al. Structural basis for Na+ transport mechanism by a light-driven Na+ pump: 7550 // Nature. Nature Publishing Group, 2015. Vol. 521, № 7550. P. 4853.

68. Grimm C. et al. Electrical properties, substrate specificity and optogenetic potential of the engineered light-driven sodium pump eKR2: 1 // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2018. Vol. 8, № 1. P. 9316.

69. Li X. et al. Fast noninvasive activation and inhibition of neural and network activity by vertebrate rhodopsin and green algae channelrhodopsin // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2005. Vol. 102, № 49. P. 17816-17821.

70. Nagel G. et al. Light Activation of Channelrhodopsin-2 in Excitable Cells of Caenorhabditis elegans Triggers Rapid Behavioral Responses // Curr. Biol. 2005. Vol. 15, № 24. P. 2279-2284.

71. Deisseroth K. Optogenetics: 1 // Nat. Methods. Nature Publishing Group, 2011. Vol. 8, № 1. P. 26-29.

72. Kleinlogel S. et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh: 4 // Nat. Neurosci. Nature Publishing Group, 2011. Vol. 14, № 4. P. 513-518.

73. Wietek J. et al. Conversion of Channelrhodopsin into a Light-Gated Chloride Channel // Science. American Association for the Advancement of Science, 2014. Vol. 344, № 6182. P. 409-412.

74. Lin J.Y. et al. ReaChR: a red-shifted variant of channelrhodopsin enables deep transcranial optogenetic excitation: 10 // Nat. Neurosci. Nature Publishing Group, 2013. Vol. 16, № 10. P. 1499-1508.

75. Gunaydin L.A. et al. Ultrafast optogenetic control: 3 // Nat. Neurosci. Nature Publishing Group, 2010. Vol. 13, № 3. P. 387-392.

76. Zhang F. et al. Red-shifted optogenetic excitation: a tool for fast neural control derived from Volvox carteri: 6 // Nat. Neurosci. Nature Publishing Group, 2008. Vol. 11, № 6. P. 631-633.

77. Klapoetke N.C. et al. Independent optical excitation of distinct neural populations: 3 // Nat. Methods. Nature Publishing Group, 2014. Vol. 11, № 3. P. 338-346.

78. Govorunova E.G., Sineshchekov O.A., Spudich J.L. Structurally Distinct Cation Channelrhodopsins from Cryptophyte Algae // Biophys. J. 2016. Vol. 110, № 11. P. 2302-2304.

79. Marshel J.H. et al. Cortical layer-specific critical dynamics triggering perception // Science. American Association for the Advancement of Science, 2019. Vol. 365, № 6453. P. eaaw5202.

80. Zabelskii D. et al. Viral rhodopsins 1 are an unique family of light-gated cation channels: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2020. Vol. 11, № 1. P. 5707.

81. Oppermann J. et al. MerMAIDs: a family of metagenomically discovered marine anion-conducting and intensely desensitizing channelrhodopsins: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2019. Vol. 10, № 1. P. 3315.

82. Rozenberg A. et al. Lateral Gene Transfer of Anion-Conducting Channelrhodopsins between Green Algae and Giant Viruses // Curr. Biol. 2020. Vol. 30, № 24. P. 4910-4920.e5.

83. Govorunova E.G. et al. RubyACRs, nonalgal anion channelrhodopsins with highly red-shifted absorption // Proc. Natl. Acad. Sci. National Academy of Sciences, 2020. Vol. 117, № 37. P. 22833-22840.

84. Bogomolni R.A., Spudich J.L. Identification of a third rhodopsin-like pigment in phototactic Halobacterium halobium. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1982. Vol. 79, № 20. P. 6250-6254.

85. Tomioka H. et al. Flash spectrophotometric identification of a fourth rhodopsin-like pigment in Halobacterium halobium // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1986. Vol. 139, № 2. P. 389-395.

86. Wolff E.K. et al. Color discrimination in halobacteria: spectroscopic characterization of a second sensory receptor covering the blue-green region of the spectrum. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1986. Vol. 83, № 19. P. 7272-7276.

87. Marwan W., Oesterhelt D. Signal formation in the halobacterial photophobic response mediated by a fourth retinal protein (P480) // J. Mol. Biol. 1987. Vol. 195, № 2. P. 333-342.

88. Sasaki J., Spudich J.L. Signal Transfer in Haloarchaeal Sensory Rhodopsin-Transducer Complexesf // Photochem. Photobiol. 2008. Vol. 84, № 4. P. 863-868.

89. Klare J.P. et al. The archaeal sensory rhodopsin II/transducer complex: a model for transmembrane signal transfer // FEBS Lett. 2004. Vol. 564, № 3. P. 219-224.

90. Klare J.P. et al. Transmembrane signal transduction in archaeal phototaxis: The sensory rhodopsin II-transducer complex studied by electron paramagnetic resonance spectroscopy // Eur. J. Cell Biol. 2011. Vol. 90, № 9. P. 731-739.

91. Gordeliy V.I. et al. Molecular basis of transmembrane signalling by sensory rhodopsin II-transducer complex: 6906 // Nature. Nature Publishing Group, 2002. Vol. 419, № 6906. P. 484-487.

92. Bogomolni R.A. et al. Removal of transducer HtrI allows electrogenic proton translocation by sensory rhodopsin I. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1994. Vol. 91, № 21. P. 10188-10192.

93. Sasaki J., Spudich J.L. Proton Circulation During the Photocycle of Sensory Rhodopsin II // Biophys. J. 1999. Vol. 77, № 4. P. 2145-2152.

94. Schmies G. et al. Sensory Rhodopsin II from the Haloalkaliphilic Natronobacterium pharaonis: Light-Activated Proton Transfer Reactions // Biophys. J. 2000. Vol. 78, № 2. P. 967-976.

95. Sudo Y. et al. Photo-Induced Proton Transport of Pharaonis Phoborhodopsin (Sensory Rhodopsin II) Is Ceased by Association with the Transducer // Biophys. J. 2001. Vol. 80, № 2. P. 916-922.

96. Schmies G. et al. Electrophysiological characterization of specific interactions between bacterial sensory rhodopsins and their transducers // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2001. Vol. 98, № 4. P. 15551559.

97. Chizhov I. et al. The Photophobic Receptor from Natronobacterium pharaonis: Temperature and pH Dependencies of the Photocycle of Sensory Rhodopsin II // Biophys. J. 1998. Vol. 75, № 2. P. 999-1009.

98. Mukherjee S., Hegemann P., Broser M. Enzymerhodopsins: novel photoregulated catalysts for optogenetics // Curr. Opin. Struct. Biol. 2019. Vol. 57. P. 118-126.

99. Kateriya S. et al. "Vision" in Single-Celled Algae // Physiology. American Physiological Society, 2004. Vol. 19, № 3. P. 133-137.

100.Penzkofer A. et al. Bistable Retinal Schiff Base Photodynamics of Histidine Kinase Rhodopsin HKR1 from Chlamydomonas reinhardtii // Photochem. Photobiol. 2014. Vol. 90, № 4. P. 773-785.

101.Luck M. et al. Photochemical chromophore isomerization in histidine kinase rhodopsin HKR1 // FEBS Lett. 2015. Vol. 589, № 10. P. 1067-1071.

102.Tian Y. et al. Two-component cyclase opsins of green algae are ATP-dependent and light-inhibited guanylyl cyclases // BMC Biol. 2018. Vol. 16, № 1. P. 144.

103.Yoshida K. et al. A unique choanoflagellate enzyme rhodopsin exhibits light-dependent cyclic nucleotide phosphodiesterase activity // J. Biol. Chem. Elsevier, 2017. Vol. 292, № 18. P. 7531-7541.

104.Tian Y. et al. A novel rhodopsin phosphodiesterase from Salpingoeca rosetta shows light-enhanced substrate affinity // Biochem. J. 2018. Vol. 475, № 6. P. 1121-1128.

105.Avelar G.M. et al. A Rhodopsin-Guanylyl Cyclase Gene Fusion Functions in Visual Perception in a Fungus // Curr. Biol. 2014. Vol. 24, № 11. P. 1234-1240.

106.Gao S. et al. Optogenetic manipulation of cGMP in cells and animals by the tightly light-regulated guanylyl-cyclase opsin CyclOp: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2015. Vol. 6, № 1. P. 8046.

107. Scheib U. et al. Rhodopsin-cyclases for photocontrol of cGMP/cAMP and 2.3 Ä structure of the adenylyl cyclase domain: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2018. Vol. 9, № 1. P. 2046.

108.Kovalev K. et al. High-resolution structural insights into the heliorhodopsin family // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2020. Vol. 117, № 8. P. 4131-4141.

109.Lu Y. et al. Crystal structure of heliorhodopsin 48C12: 1 // Cell Res. Nature Publishing Group, 2020. Vol. 30, № 1. P. 88-90.

110. Singh M. et al. Anion binding to mutants of the Schiff base counterion in heliorhodopsin 48C12 // Phys. Chem. Chem. Phys. The Royal Society of Chemistry, 2019. Vol. 21, № 42. P. 23663-23671.

111. Shihoya W. et al. Crystal structure of heliorhodopsin: 7776 // Nature. Nature Publishing Group, 2019. Vol. 574, № 7776. P. 132-136.

112. Hashimoto M. et al. Zinc Binding to Heliorhodopsin // J. Phys. Chem. Lett. American Chemical Society, 2020. Vol. 11, № 20. P. 8604-8609.

113. Shibukawa A. et al. Photochemical Characterization of a New Heliorhodopsin from the Gram-Negative Eubacterium Bellilinea caldifistulae (BcHeR) and Comparison with Heliorhodopsin-48C12 // Biochemistry. American Chemical Society, 2019. Vol. 58, № 26. P. 2934-2943.

114. Hososhima S. et al. Proton-transporting heliorhodopsins from marine giant viruses [Electronic resource] // eLife. eLife Sciences Publications Limited, 2022. URL: https://elifesciences.org/articles/78416/figures (accessed: 05.06.2023).

115. Vlasov A.V. et al. ATP synthase FOF1 structure, function, and structure-based drug design // Cell. Mol. Life Sci. 2022. Vol. 79, № 3. P. 179.

116. Yoshikawa S., Muramoto K., Shinzawa-Itoh K. Proton-Pumping Mechanism of Cytochrome c Oxidase // Annu. Rev. Biophys. 2011. Vol. 40. P. 205-223.

117. McEvoy J.P., Brudvig G.W. Water-Splitting Chemistry of Photosystem II // Chem. Rev. American Chemical Society, 2006. Vol. 106, № 11. P. 4455-4483.

118.Lanyi J.K. Bacteriorhodopsin // Annu. Rev. Physiol. 2004. Vol. 66. P. 665-688.

119.Gerwert K., Freier E., Wolf S. The role of protein-bound water molecules in microbial rhodopsins // Biochim. Biophys. Acta BBA - Bioenerg. 2014. Vol. 1837, № 5. P. 606-613.

120.Schenkl S. et al. Probing the Ultrafast Charge Translocation of Photoexcited Retinal in Bacteriorhodopsin // Science. American Association for the Advancement of Science, 2005. Vol. 309, № 5736. P. 917-920.

121.Kobayashi T., Saito T., Ohtani H. Real-time spectroscopy of transition states in bacteriorhodopsin during retinal isomerization: 6863 // Nature. Nature Publishing Group, 2001. Vol. 414, № 6863. P. 531-534.

122. Herbst J., Heyne K., Diller R. Femtosecond Infrared Spectroscopy of Bacteriorhodopsin Chromophore Isomerization // Science. American Association for the Advancement of Science, 2002. Vol. 297, № 5582. P. 822-825.

123. Atkinson G.H. et al. Picosecond time-resolved resonance Raman spectroscopy of the initial trans to cis isomerization in the bacteriorhodopsin photocycle // Chem. Phys. 1989. Vol. 131, № 1. P. 1-15.

124.Nogly P. et al. Retinal isomerization in bacteriorhodopsin captured by a femtosecond x-ray laser // Science. American Association for the Advancement of Science, 2018. Vol. 361, № 6398. P. eaat0094.

125.Nass Kovacs G. et al. Three-dimensional view of ultrafast dynamics in photoexcited bacteriorhodopsin: 1 // Nat. Commun. Nature Publishing Group, 2019. Vol. 10, № 1. P. 3177.

126.Nango E. et al. A three-dimensional movie of structural changes in bacteriorhodopsin // Science. 2016. Vol. 354, № 6319. P. 1552-1557.

127. Henderson R. et al. Model for the structure of bacteriorhodopsin based on highresolution electron cryo-microscopy // J. Mol. Biol. 1990. Vol. 213, № 4. P. 899929.

128. Braiman M.S. et al. Vibrational spectroscopy of bacteriorhodopsin mutants: light-driven proton transport involves protonation changes of aspartic acid residues 85, 96, and 212 [Electronic resource]: research-article // ACS Publications. American Chemical Society, 2002. URL: https://pubs.acs.org/doi/pdf/10.1021/bi00423a002 (accessed: 04.07.2022).

129. Marinetti T. et al. Replacement of aspartic residues 85, 96, 115, or 212 affects the quantum yield and kinetics of proton release and uptake by bacteriorhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1989. Vol. 86, № 2. P. 529-533.

130.Gerwert K. et al. Role of aspartate-96 in proton translocation by bacteriorhodopsin. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1989. Vol. 86, № 13. P. 4943-4947.

131. Gerwert K., Souvignier G., Hess B. Simultaneous monitoring of light-induced changes in protein side-group protonation, chromophore isomerization, and backbone motion of bacteriorhodopsin by time-resolved Fourier-transform infrared spectroscopy. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1990. Vol. 87, № 24. P. 9774-9778.

132. Butt H.J. et al. Aspartic acids 96 and 85 play a central role in the function of bacteriorhodopsin as a proton pump // EMBO J. 1989. Vol. 8, № 6. P. 1657-1663.

133. Grzesiek S., Dencher N.A. Time-course and stoichiometry of light-induced proton release and uptake during the photocycle of bacteriorhodopsin // FEBS Lett. 1986. Vol. 208, № 2. P. 337-342.

134. Heberle J., Oesterhelt D., Dencher N.A. Decoupling of photo- and proton cycle in the Asp85-->Glu mutant of bacteriorhodopsin // EMBO J. 1993. Vol. 12, № 10. P. 3721-3727.

135. Rammelsberg R. et al. Bacteriorhodopsin's Intramolecular Proton-Release Pathway Consists of a Hydrogen-Bonded Network // Biochemistry. American Chemical Society, 1998. Vol. 37, № 14. P. 5001-5009.

136. Kandori H. et al. Water-Mediated Proton Transfer in Proteins: An FTIR Study of Bacteriorhodopsin // J. Am. Chem. Soc. 1995. Vol. 117, № 7. P. 2118-2119.

137. Kandori H. Role of internal water molecules in bacteriorhodopsin // Biochim. Biophys. Acta BBA - Bioenerg. 2000. Vol. 1460, № 1. P. 177-191.

138. Belrhali H. et al. Protein, lipid and water organization in bacteriorhodopsin crystals: a molecular view of the purple membrane at 1.9 Â resolution // Structure. 1999. Vol. 7, № 8. P. 909-917.

139.Luecke H. et al. Structure of bacteriorhodopsin at 1.55 Â resolution // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 291, № 4. P. 899-911.

140.Shibata M., Tanimoto T., Kandori H. Water Molecules in the Schiff Base Region of Bacteriorhodopsin // J. Am. Chem. Soc. American Chemical Society, 2003. Vol. 125, № 44. P. 13312-13313.

141.Furutani Y., Shibata M., Kandori H. Strongly hydrogen-bonded water molecules in the Schiff base region of rhodopsins // Photochem. Photobiol. Sci. Royal Society of Chemistry, 2005. Vol. 4, № 9. P. 661-666.

142.Hayashi S. et al. Role of Hydrogen-Bond Network in Energy Storage of Bacteriorhodopsin's Light-Driven Proton Pump Revealed by ab Initio NormalMode Analysis // J. Am. Chem. Soc. American Chemical Society, 2004. Vol. 126, № 34. P. 10516-10517.

143. Wolf S. et al. Directional Proton Transfer in Membrane Proteins Achieved through Protonated Protein-Bound Water Molecules: A Proton Diode // Angew. Chem. Int. Ed. 2010. Vol. 49, № 38. P. 6889-6893.

144.Bashford D., Gerwert K. Electrostatic calculations of the pKa values of ionizable groups in bacteriorhodopsin // J. Mol. Biol. 1992. Vol. 224, № 2. P. 473-486.

145.Garczarek F. et al. Proton binding within a membrane protein by a protonated water cluster // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2005. Vol. 102, № 10. P. 3633-3638.

146. Wolf S., Freier E., Gerwert K. How Does a Membrane Protein Achieve a Vectorial Proton Transfer Via Water Molecules? // ChemPhysChem. 2008. Vol. 9, № 18. P. 2772-2778.

147.Grotthuss T. Sur la décomposition de l'eau et des corps qu'elle tient en dissolution à l'aide de l'électricité galvanique // Sur Décomposition Eau Corps Quelle Tient En Dissolution À Aide Lélectricité Galvanique. 1806. Vol. 58. P. 54-73.

148.Agmon N. The Grotthuss mechanism // Chem. Phys. Lett. 1995. Vol. 244, № 5. P. 456-462.

149.Garczarek F., Gerwert K. Functional waters in intraprotein proton transfer monitored by FTIR difference spectroscopy: 7072 // Nature. Nature Publishing Group, 2006. Vol. 439, № 7072. P. 109-112.

150.Luecke H. et al. Structural Changes in Bacteriorhodopsin During Ion Transport at 2 Angstrom Resolution // Science. American Association for the Advancement of Science, 1999. Vol. 286, № 5438. P. 255-260.

151. Luecke H. et al. Coupling photoisomerization of retinal to directional transport in bacteriorhodopsin11Edited by D. C. Rees // J. Mol. Biol. 2000. Vol. 300, № 5. P. 1237-1255.

152. Schobert B., Brown L.S., Lanyi J.K. Crystallographic Structures of the M and N Intermediates of Bacteriorhodopsin: Assembly of a Hydrogen-bonded Chain of Water Molecules Between Asp-96 and the Retinal Schiff Base // J. Mol. Biol. 2003. Vol. 330, № 3. P. 553-570.

153. Freier E., Wolf S., Gerwert K. Proton transfer via a transient linear water-molecule chain in a membrane protein // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2011. Vol. 108, № 28. P. 11435-11439.

154. Kandt C., Schlitter J., Gerwert K. Dynamics of Water Molecules in the Bacteriorhodopsin Trimer in Explicit Lipid/Water Environment // Biophys. J. 2004. Vol. 86, № 2. P. 705-717.

155. Schâtzler B. et al. Subsecond Proton-Hole Propagation in Bacteriorhodopsin // Biophys. J. 2003. Vol. 84, № 1. P. 671-686.

156. Brown L.S., Needleman R., Lanyi J.K. Functional Roles of Aspartic Acid Residues at the Cytoplasmic Surface of Bacteriorhodopsin // Biochemistry. American Chemical Society, 1999. Vol. 38, № 21. P. 6855-6861.

157. Nachliel E. et al. Proton Transfer Dynamics on the Surface of the Late M State of Bacteriorhodopsin // Biophys. J. 2002. Vol. 83, № 1. P. 416-426.

158. Riesle J. et al. D38 Is an Essential Part of the Proton Translocation Pathway in Bacteriorhodopsin // Biochemistry. American Chemical Society, 1996. Vol. 35, № 21. P. 6635-6643.

159. Phatak P. et al. Long-Distance Proton Transfer with a Break in the Bacteriorhodopsin Active Site // J. Am. Chem. Soc. American Chemical Society, 2009. Vol. 131, № 20. P. 7064-7078.

160.Zscherp C., Heberle J. Infrared Difference Spectra of the Intermediates L, M, N, and O of the Bacteriorhodopsin Photoreaction Obtained by Time-Resolved Attenuated Total Reflection Spectroscopy // J. Phys. Chem. B. American Chemical Society, 1997. Vol. 101, № 49. P. 10542-10547.

161. Dioumaev A.K. et al. Fourier Transform Infrared Spectra of a Late Intermediate of the Bacteriorhodopsin Photocycle Suggest Transient Protonation of Asp-212 // Biochemistry. American Chemical Society, 1999. Vol. 38, № 31. P. 10070-10078.

162. Jung K.-H., Trivedi V.D., Spudich J.L. Demonstration of a sensory rhodopsin in eubacteria // Mol. Microbiol. 2003. Vol. 47, № 6. P. 1513-1522.

163. Alcaraz L.D. et al. The genome of Bacillus coahuilensis reveals adaptations essential for survival in the relic of an ancient marine environment // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2008. Vol. 105, № 15. P. 5803-5808.

164. Jung K.-H. The Distinct Signaling Mechanisms of Microbial Sensory Rhodopsins in Archaea, Eubacteria and Eukaryaf // Photochem. Photobiol. 2007. Vol. 83, № 1. P. 63-69.

165.Tang K. et al. Draft genome sequence of Parvularcula oceani JLT2013T, a rhodopsin-containing bacterium isolated from deep-sea water of the Southeastern Pacific // Mar. Genomics. 2015. Vol. 24. P. 211-213.

166.Kawanabe A. et al. Engineering an Inward Proton Transport from a Bacterial Sensor Rhodopsin // J. Am. Chem. Soc. American Chemical Society, 2009. Vol. 131, № 45. P. 16439-16444.

167.Narasingarao P. et al. De novo metagenomic assembly reveals abundant novel major lineage of Archaea in hypersaline microbial communities: 1 // ISME J. Nature Publishing Group, 2012. Vol. 6, № 1. P. 81-93.

168. Vavourakis C.D. et al. Metagenomic Insights into the Uncultured Diversity and Physiology of Microbes in Four Hypersaline Soda Lake Brines // Front. Microbiol. 2016. Vol. 7.

169. Ghai R. et al. New Abundant Microbial Groups in Aquatic Hypersaline Environments: 1 // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2011. Vol. 1, № 1. P. 135.

170.Inoue S. et al. Spectroscopic characteristics of Rubricoccus marinus xenorhodopsin (RmXeR) and a putative model for its inward H+ transport mechanism // Phys. Chem. Chem. Phys. The Royal Society of Chemistry, 2018. Vol. 20, № 5. P. 31723183.

171.Park S. et al. Rubricoccus marinus gen. nov., sp. nov., of the family 'Rhodothermaceae', isolated from seawater // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. Microbiology Society, 2011. Vol. 61, № 9. P. 2069-2072.

172. Gradinaru V. et al. Molecular and Cellular Approaches for Diversifying and Extending Optogenetics // Cell. 2010. Vol. 141, № 1. P. 154-165.

173. Kuzmich A.I. et al. Quantitative comparison of gene co-expression in a bicistronic vector harboring IRES or coding sequence of porcine teschovirus 2A peptide // Russ. J. Bioorganic Chem. 2013. Vol. 39, № 4. P. 406-416.

174. Shcherbo D. et al. Bright far-red fluorescent protein for whole-body imaging: 9 // Nat. Methods. Nature Publishing Group, 2007. Vol. 4, № 9. P. 741-746.

175. Weissbecker J. et al. The Voltage Dependent Sidedness of the Reprotonation of the Retinal Schiff Base Determines the Unique Inward Pumping of Xenorhodopsin // Angew. Chem. Int. Ed. 2021. Vol. 60, № 42. P. 23010-23017.

176. Lorenz-Fonfria V.A., Heberle J. Channelrhodopsin unchained: structure and mechanism of a light-gated cation channel // Biochim. Biophys. Acta. 2014. Vol. 1837, № 5. P. 626-642.

177. Gordeliy V.I. et al. Crystallization in Lipidic Cubic Phases // Membrane Protein Protocols: Expression, Purification, and Characterization / ed. Selinsky B.S. Totowa, NJ: Humana Press, 2003. P. 305-316.

178.Kawanabe A. et al. FTIR Study of the L Intermediate of Anabaena Sensory Rhodopsin: Structural Changes in the Cytoplasmic Region // Biochemistry. American Chemical Society, 2008. Vol. 47, № 38. P. 10033-10040.

179. Taylor A.C. RESPONSES OF CELLS TO pH CHANGES IN THE MEDIUM // J. Cell Biol. 1962. Vol. 15, № 2. P. 201-209.

180.Fellenz M.P., Gerweck L.E. Influence of Extracellular pH on Intracellular pH and Cell Energy Status: Relationship to Hyperthermic Sensitivity // Radiat. Res. 1988. Vol. 116, № 2. P. 305-312.

181. Parks S.K., Chiche J., Pouyssegur J. pH control mechanisms of tumor survival and growth // J. Cell. Physiol. 2011. Vol. 226, № 2. P. 299-308.

182. Tafani M. et al. Regulation of Intracellular pH Mediates Bax Activation in HeLa Cells Treated with Staurosporine or Tumor Necrosis Factor-a * // J. Biol. Chem. Elsevier, 2002. Vol. 277, № 51. P. 49569-49576.

183. Soloviov D., Borshchevskiy V., Chizhov I. Time-Resolved UV-VIS Spectroscopy of Microbial Rhodopsins // Rhodopsin: Methods and Protocols / ed. Gordeliy V. New York, NY: Springer US, 2022. P. 169-179.

184.Nikolaev A. et al. Fine spectral tuning of a flavin-binding fluorescent protein for multicolor imaging // J. Biol. Chem. Elsevier, 2023. Vol. 299, № 3.

185.Landau E.M., Rosenbusch J.P. Lipidic cubic phases: A novel concept for the crystallization of membrane proteins // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1996. Vol. 93, № 25. P. 14532-14535.

186. von Stetten D. et al. In crystallo optical spectroscopy (icOS) as a complementary tool on the macromolecular crystallography beamlines of the ESRF: 1 // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. International Union of Crystallography, 2015. Vol. 71, № 1. P. 15-26.

187.Kabsch W. XDS // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. International Union of Crystallography, 2010. Vol. 66, № 2. P. 125-132.

188. Vagin A., Teplyakov A. MOLREP: an Automated Program for Molecular Replacement: 6 // J. Appl. Crystallogr. International Union of Crystallography, 1997. Vol. 30, № 6. P. 1022-1025.

189. Winn M.D. et al. Overview of the CCP4 suite and current developments // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2011. Vol. 67, № Pt 4. P. 235-242.

190.Vogeley L. et al. Anabaena Sensory Rhodopsin: A Photochromic Color Sensor at 2.0 Â // Science. American Association for the Advancement of Science, 2004. Vol. 306, № 5700. P. 1390-1393.

191.Murshudov G.N. et al. REFMAC5 for the refinement of macromolecular crystal structures: 4 // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. International Union of Crystallography, 2011. Vol. 67, № 4. P. 355-367.

192.Emsley P. et al. Features and development of Coot: 4 // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. International Union of Crystallography, 2010. Vol. 66, № 4. P. 486501.

193. White T.A. et al. CrystFEL: a software suite for snapshot serial crystallography: 2 // J. Appl. Crystallogr. International Union of Crystallography, 2012. Vol. 45, № 2. P. 335-341.

194.Gevorkov Y. et al. XGANDALF - extended gradient descent algorithm for lattice finding: 5 // Acta Crystallogr. Sect. Found. Adv. International Union of Crystallography, 2019. Vol. 75, № 5. P. 694-704.

195. Adams P.D. et al. PHENIX: a comprehensive Python-based system for macromolecular structure solution // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2010. Vol. 66, № Pt 2. P. 213-221.

196. Chizhov I. et al. Spectrally silent transitions in the bacteriorhodopsin photocycle // Biophys. J. 1996. Vol. 71, № 5. P. 2329-2345.

197. Ho B.K., Gruswitz F. HOLLOW: Generating Accurate Representations of Channel and Interior Surfaces in Molecular Structures // BMC Struct. Biol. 2008. Vol. 8, № 1. P. 49.

198. Kuppuraj G., Dudev M., Lim C. Factors Governing Metal-Ligand Distances and Coordination Geometries of Metal Complexes // J. Phys. Chem. B. American Chemical Society, 2009. Vol. 113, № 9. P. 2952-2960.

199. Szalewicz K. Hydrogen Bond // Encyclopedia of Physical Science and Technology (Third Edition) / ed. Meyers R.A. New York: Academic Press, 2003. P. 505-538.

200.Drachev L.A. et al. Fast Stages of Photoelectric Processes in Biological Membranes // Eur. J. Biochem. 1981. Vol. 117, № 3. P. 461-470.

201.Siletsky S.A. et al. Electrogenic steps of light-driven proton transport in ESR, a retinal protein from Exiguobacterium sibiricum // Biochim. Biophys. Acta BBA -Bioenerg. 2016. Vol. 1857, № 11. P. 1741-1750.

202.Volkov O. et al. Structural insights into ion conduction by channelrhodopsin 2 // Science. American Association for the Advancement of Science, 2017. Vol. 358, № 6366. P. eaan8862.

203.0gren J.I. et al. Proton Transfers in a Channelrhodopsin-1 Studied by Fourier Transform Infrared (FTIR) Difference Spectroscopy and Site-directed Mutagenesis* // J. Biol. Chem. 2015. Vol. 290, № 20. P. 12719-12730.

204.Needham D.M. et al. A distinct lineage of giant viruses brings a rhodopsin photosystem to unicellular marine predators // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2019. Vol. 116, № 41. P. 20574-20583.

205.Choi A.R. et al. Cyanobacterial Light-Driven Proton Pump, Gloeobacter Rhodopsin: Complementarity between Rhodopsin-Based Energy Production and Photosynthesis // PLoS ONE / ed. Hess W.R. 2014. Vol. 9, № 10. P. e110643.

206.Balashov S.P. et al. Xanthorhodopsin: A Proton Pump with a Light-Harvesting Carotenoid Antenna // Science. American Association for the Advancement of Science, 2005. Vol. 309, № 5743. P. 2061-2064.

207.Tsukamoto T. et al. X-ray Crystallographic Structure of Thermophilic Rhodopsin: IMPLICATIONS FOR HIGH THERMAL STABILITY AND OPTOGENETIC FUNCTION* // J. Biol. Chem. 2016. Vol. 291, № 23. P. 12223-12232.

208.Kandori H. Ion-pumping microbial rhodopsins // Front. Mol. Biosci. 2015. Vol. 2.

209.Blanck A. et al. Primary structure of sensory rhodopsin I, a prokaryotic photoreceptor. // EMBO J. John Wiley & Sons, Ltd, 1989. Vol. 8, № 13. P. 39633971.

210.Zhang W. et al. The primary structures of the Archaeon Halobacterium salinarium blue light receptor sensory rhodopsin II and its transducer, a methyl-accepting protein. // Proc. Natl. Acad. Sci. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1996. Vol. 93, № 16. P. 8230-8235.

211. Scharf B. et al. Biochemical and photochemical properties of the photophobic receptors from Halobacterium halobium and Natronobacterium pharaonis // Eur. J. Biochem. 1992. Vol. 206, № 2. P. 359-366.

212. Lanyi J.K. et al. The primary structure of a halorhodopsin from Natronobacterium pharaonis. Structural, functional and evolutionary implications for bacterial rhodopsins and halorhodopsins. // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, № 3. P. 12531260.

213. Blanck A., Oesterhelt D. The halo-opsin gene. II. Sequence, primary structure of halorhodopsin and comparison with bacteriorhodopsin // EMBO J. John Wiley & Sons, Ltd, 1987. Vol. 6, № 1. P. 265-273.

214. Harris A. et al. A new group of eubacterial light-driven retinal-binding proton pumps with an unusual cytoplasmic proton donor // Biochim. Biophys. Acta BBA -Bioenerg. 2015. Vol. 1847, № 12. P. 1518-1529.

215. Maliar N. et al. Novel pH-Sensitive Microbial Rhodopsin from Sphingomonas paucimobilis // Dokl. Biochem. Biophys. 2020. Vol. 495, № 1. P. 342-346.

216. Mukohata Y. et al. An Australian halobacterium contains a novel proton pump retinal protein: Archaerhodopsin // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1988. Vol. 151, № 3. P. 1339-1345.

217.Uegaki K., Sugiyama Y., Mukohata Y. Archaerhodopsin-2, from Halobacterium sp. aus-2 further reveals essential amino acid residues for light-driven proton pumps // Arch. Biochem. Biophys. 1991. Vol. 286, № 1. P. 107-110.

218.Ihara K. et al. Evolution of the archaeal rhodopsins: evolution rate changes by gene duplication and functional differentiation! 1Edited by G. Von Heijnel // J. Mol. Biol. 1999. Vol. 285, № 1. P. 163-174.

Приложение 1. Свойства микробных родопсинов, использованных для

филогенетического анализа

Название Группа Функция Организм ИтРгО ГО (вепВапк ГО)

SzR1 [27] Шизородопсины Протонная помпа внутрь Candidatus Lokiarchaeota ат^аеоп т^1838и

SzR2 [27] Шизородопсины Протонная помпа внутрь Неизвестно, Метагеномные данные SAMEA 2622822_31257 7

SzR4 [27] Шизородопсины Протонная помпа внутрь Candidatus Lokiarchaeota аг^аеоп TFG21677.1

GtACR 1 [24] Анионные канальные родопсины Анионный канал GшUardia theta L1J207

GtACR 2 [24] Анионные канальные родопсины Анионный канал GшUardia theta L1IFZ3

СаСШ 1 [203] Катионные канальные родопсины Катионный канал Chloromonas augustae G8HKA1

CrChR1 [21] Катионные канальные родопсины Катионный канал Chlamydomonas А0А2К3СХС9

CrChR2 Катионные Катионный Chlamydomonas Q8RUT8

[7] канальные родопсины канал reinhardtii

V2HeR Гелиородопсин Катионный Emiliania huxleyi G8DF77

3 [114] канал virus 202

TaHeR Гелиородопсин Неизвестно Thermoplasmatal A0A151EDA9

[111] es archaeo

48C12 Гелиородопсин Неизвестно Actinomycetes A0A2R4S913

[108] bacterium

HKR1 Энзимородопсин Гистидинкиназ Chlamydomonas A0A2K3E024

[23] а reinhardtii

Rh-PDE Энзимородопсин Фосфодиэстера Salpingoeca F2TZN0

[104] за rosetta

RhGC Энзимородопсин Гуанилилцикла Blastocladiella AVZ03094.1

[107] за emersonii

VirRoTs Вирусный Катионный Phaeocystis G8DI69

[204] родопсин канал globosa virus

VirChR Вирусный Катионный Неизвестно, TARA-146-

1 [80] родопсин канал Метагеномные данные SRF-0.22-3-C376786_1

OLPVR Вирусный Неизвестно Organic Lake ADX06642.1

1 [80] родопсин phycodnavirus

OLPVR Вирусный Неизвестно Organic Lake ADX06595.1

2 [26] родопсин phycodnavirus

ESR [45] Протеородопсин Протонная помпа наружу Exiguobacterium 81Ътеит В^У8

КЯ1 [22] Протеородопсин Протонная помпа наружу Dokdonia sp. F4AZU8

ОРЯ [6] Протеородопсин Протонная помпа наружу Gamma- рШеоЬа^епит ЕВАС31А08 Q9F7P4

БРЯ [43] Протеородопсин Протонная помпа наружу Gamma-рШеоЬа^епит Hot 75т4 Q9AFF7

ОЯ [205] Ксантородопсин ы Протонная помпа наружу Gloeobacter violaceus Q7NP59

ХЯ [206] Ксантородопсин ы Протонная помпа наружу Salinibacter гиЪег Q2S2F8

ТЯ [207] Ксантородопсин ы Протонная помпа наружу Пе^ш ^етторЫ1ш H9ZSC3

ЫтОЯ [52] Хлорные помпы NTQ Хлорная помпа внутрь Ыоп1аЬет marinus WP_052476770 .1

FR [208] Хлорные помпы NTQ Хлорная помпа внутрь Fulvimarina pelagi Q0FYH0

КЯ2 [22] Натриевая помпа Натриевая помпа наружу Dokdonia eikasta N0DKS8

ТЯЯ1 [10] Натриевая помпа Натриевая помпа наружу Ттерет radiovictrix D7CW88

ЯЖ1 [209] Сенсорный родопсин Сенсорный родопсин Halobacterium уаИпатыш B0R633

[210] Сенсорный родопсин Сенсорный родопсин Halobacterium уаИпатыш Р71411

NpSR2 [211] Сенсорный родопсин Сенсорный родопсин Natronomonas pharaonis Р42196

Л^ХеЯ [11] Ксенородопсин Протонная помпа внутрь Nanosalina sp. G0QG75

ВсХеЯ Ксенородопсин Протонная помпа внутрь BacШus coahuilensis WP_059282687 .1

ASR [190] Ксенородопсин Сенсорный родопсин Nostoc sp. Q8YSC4

РоХеЯ [10] Ксенородопсин Протонная помпа внутрь Parvularcula осват WP_051881467 .1

ЯшХеЯ [170] Ксенородопсин Протонная помпа внутрь Rubricoccus шаттт А0А259ШН3

^ИЯ [212] Галородопсин Хлорная помпа внутрь Natronomonas pharaonis Р15647

ЯУИЯ [213] Галородопсин Хлорная помпа внутрь Halobacterium уаИпатыш В0Я2Ш

PspR [214] DTG/DTS родопсины Протонная помпа наружу Pseudomonas WP_023534529 .1

SpaR [215] DTG/DTS родопсины Протонная помпа наружу Sphingomonas sp. MBQ1479137.1

PaR [214] DTG/DTS родопсины Протонная помпа наружу Ра^оеа ananatis D4GEF9

ЯУБЯ [2] Архейные бактериородопси ны Протонная помпа наружу На1оЬа^епит salinarum Р02945

ArchR1 [216] Архейные бактериородопси ны Протонная помпа наружу На1оЬа^епит sp. Р69052

ArchR2 [217] Архейные бактериородопси ны Протонная помпа наружу На1оЬа^епит sp. Р29563

ArchR3 [218] Архейные бактериородопси ны Протонная помпа наружу На1отЬтт sodomense Р96787

Приложение 2. Информация о полученных структурах и условиях, в которых они

были получены.

PDB ГО Состояние Разрешение, А рН Наличие иона натрия в кристаллизацион ных условиях (да/нет) Температура, К

7ZMY Основное 1.7 8.2 да 100

7ZN3 L состояние 1.6 8.2 да 100

7ZN0 М состояние 1.7 8.2 да 100

7ZN8 Основное состояние 2.2 7.0 да 100

7ZN9 М состояние 2.3 7.0 да 100

7ZNA Основное состояние 1.8 5.2 да 100

7ZNB М состояние 1.9 5.2 да 100

7ZNC Основное состояние 1.7 7.6 нет 100

7ZND М состояние 1.99 7.6 нет 100

7ZNE Основное состояние 2.1 8.2 да 295

7ZNH кадр 250-750 мкс (Ь состояние) 2.3 8.2 да 295

7ZNI кадр 7.5-15 мс (М состояние) 2.2 8.2 да 295