Малая субъединица гетеродимерной эндонуклеазы рестрикции нового типа BspD61 тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.03, кандидат биологических наук Юнусова, Альфия Кяшафовна

• Юнусова, Альфия Кяшафовна
• кандидат биологических наук
• 2008

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Юнусова, Альфия Кяшафовна

ВВЕДЕНИЕ.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Общее представление о системах рестрикции-модификации.

1.2. Системы рестрикции-модификации типа I

1.3. Системы рестрикции-модификации типа III.

1.4. Системы модификации-рестрикции типа IV

1.5. Системы рестрикции-модификации типа II.

1.5.1. Общее представление о системах рестрикции-модификации типа II.

1.5.2. Эндонуклеазы рестрикции типа II.

1.5.3. Стратегии взаимодействия эндонуклеаз рестрикции типа II с ДНК.

1.5.4. ДНК-метилтрансферазы систем рестрикциимодификации типа II.

1.5.5. Никующие эндонуклеазы.

1.5.6. Гетеродимерные эндонуклеазы рестрикции тип ИТ).-.

1.5.7. Пространственная структура никующей эндонуклеазы N.BspD6l

II. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

II.1. Материалы.

II. 2. Методы.

Рестрикция.

Лигирование.

Включение метки в 5'-концы ДНК

Электрофорез в агарозном геле

Электрофорез белков в ПААГ

Торможение в геле

ПЦР-амплификация.

Очистка фрагментов ДНК

Получение компетентных клеток E.coli и трансформация клеток.

Выделение плазмидной ДНК для последующего автоматического секвенирования.

Индукция экспрессии генов в клетках Е. coli.

Определение титра фага.

Проверка способности фага АСЕ6 активировать транскрипцию с промотора фага Т7.

Получение штамма-продуцента малой субъединицы

Выделение малой субъединицы

Выделение никующей эндонуклеазы N.BspD6I.

Определение активности никазы

Секвенирование ДНК.

Точки расщепления на ДНК эндонуклеазой рестрикции R.BspD6l.

III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

III. 1. Клонирование открытой рамки считывания, прилегающей к гену никазы.

111.2. Выделение продукта открытой рамки считывания.

111.3. Анализ активности продукта открытой рамки считывания.

III. 4. Характеристика малой субъединицы.

II 1.5. Кристаллизация малой субъединицы.

111.6. Структура малой субъединицы

111.7. Сайт-направленный мутагенез никазы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Малая субъединица гетеродимерной эндонуклеазы рестрикции нового типа BspD61»

Эндонуклеазы рестрикции узнают в ДНК короткую (4-8 н.п.) специфическую последовательность и расщепляют ДНК по двум цепям в фиксированном положении относительно узнаваемой последовательности. Эндонуклеазы рестрикции - одно из наиболее многочисленных семейств, насчитывающее около 3900 биохимически охарактеризованных представителей и приблизительно такое же количество, существование которых предсказано на основе биоинформационного анализа последовательностей ДНК, представленных в GenBank. Это чрезвычайно быстро эволюционирующее семейство, что проявляется в необычном разнообразии стратегий, используемых эндонуклеазами рестрикции для расщепления ДНК по двум цепям. Так, эндонуклеазы рестрикции, узнающие симметричную (палиндромную) последовательность, взаимодействуют с этой последовательностью в виде гомодимера. Эндонуклеазы рестрикции, узнающие несимметричную последовательность, часто взаимодействуют с ней в виде мономера, однако расщепление ДНК происходит только после димеризации мономеров, связанных с двумя разными копиями сайтов.

В последние годы были выявлены два новых типа эндонуклеаз рестрикции - двухсайтовые и гетеродимерные. Двухсайтовые эндонуклеазы рестрикции взаимодействуют с ДНК в виде мономера, который содержит два каталитических центра. Один каталитический центр расщепляет верхнюю цепь ДНК, другой - нижнюю. Гетеродимерные эндонуклеазы рестрикции состоят из двух различных субъединиц, каждая из которых содержит по одному каталитическому центру и каждая из которых расщепляет «свою» цепь ДНК.

Двухсайтовые и гетеродимерные эндонуклеазы рестрикции явились основой для конструирования нового типа ферментов -никующих эндонуклеаз. Эти эндонуклеазы, подобно эндонуклеазам рестрикции, узнают в ДНК короткую специфическую последовательность и, подобно же эндонуклеазам рестрикции, расщепляют ДНК в строго фиксированном положении относительно узнаваемой последовательности. Но в отличие от эндонукулеаз рестрикции никующие эндонуклеазы расщепляют только одну из цепей ДНК. Никующие эндонуклеазы стали важным инструментом молекулярной биологии. На их основе уже создан ряд новых биотехнологических методов. Предполагается, что некоторые проблемы нанотехнологий на основе ДНК могут быть решены с применением этих ферментов.

Никующие эндонуклеазы были открыты вначале как самостоятельные ферменты. Предполагалось, что они являются природно мутировавшими эндонуклеазами рестрикции, которые утратили способность к димеризации и, как следствие, способность расщеплять ДНК по двум цепям. В представленной работе впервые показано, что никующие эндонуклеазы являются одной из субъединиц (большой) гетеродимерных эндонуклеаз рестрикции. Настоящая работа посвящена изучению свойств и определению пространственной структуры малой субъединицы гетеродимерной эндонуклеазы рестрикции BspD6I.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

I.1. Общее представление о системах рестрикциимодификации

Явление рестрикции-модификации ДНК впервые было обнаружено в начале 50-х годов прошлого века при изучении размножения бактериофагов в клетках различных штаммов бактерий [Luria et al., 1952; Bertani et al. , 1953]. При исследовании закономерности размножения фага К в клетках Е.coli было замечено, что выход фагового потомства резко снижается при замене одного штамма E.coli на другой. При повторном размножении, фаговых частиц в новом хозяине выход фага достигает нормального уровня. Длительное время этот факт рассматривался как пример адаптивной изменчивости, и только в 1962 году было доказано, что в бактериях действуют специфические ферменты, способные отличать «свою» (бактериальную) ДНК от «чужой» (фаговой) [Arber et al., 1962]. За ограничение (англ., restriction) размножения фагов в бактериальной клетке отвечает эндонуклеаза рестрикции, узнающая специфическую последовательность в ДНК и гидролизующая ДНК по обеим цепям. Защиту хозяйской ДНК от автогидролиза обеспечивает ДНК-метилтрансфераза, которая узнает ту же последовательность, что эндонуклеаза рестрикции, и метилирует по одному основанию (аденин или цитозин) в каждой цепи узнаваемой последовательности. Эндонуклеаза рестрикции, как правило, расщепляет двунитевую ДНК только в тех случаях, если ни в одной из цепей соответствующие основания узнаваемой последовательности не модифицированы.

Совокупность двух активностей - эндонуклеазной и ДНК-метилтрансферазной - получила название «система рестрикции-модификации». Таким образом, системы рестрикции-модификации являются последним барьером на пути проникновения чужеродной ДНК в клетку и рассматриваются как примитивная иммунная система бактериальной клетки.

Системы рестрикции-модификации очень распространены у бактерий. Среди более 4 00 геномов бактерий и архей, секвенированных на сегодняшний день, 80% содержат системы рестрикции-модификации, а около 75% из них имеют более одной системы. Больше всего систем рестрикции-модификации обнаружено у Helicobacter pylori J99, этот штамм содержит 23 системы [Tomb et al., 1997; Kong et al., 2000].

Впервые ферменты рестрикции-модификации были выделены и охарактеризованы из Haemophilus influenzae и E.coli в 1968 г. [Linn et al., 1968, Meselson et al., 1968]. Эти ферменты расщепляли ДНК без образования гомогенных фрагментов. В 1970 г. Смит с соавторами из Haemophilus influenzae выделили эндонуклеазу рестрикции, которая расщепляла ДНК с образованием гомогенных фрагментов [Smith et al., 1970]. Эндонуклеазы рестрикции с такими свойствами стали основой методов генной инженерии, что привело к революции в молекулярной биологии.

Последовавший после 1970 г. стремительный рост количества различных систем рестрикции-модификации и их разнообразие заставило ввести специальную номенклатуру [Smith et al., 1973].

В название системы входят первая буква рода бактерии, две первых буквы вида, серотипа или экстрахромосомного элемента, кодирующего систему, и номер системы в порядке ее обнаружения в штамме, например EcoRV.

В зависимости от локализации эндонуклеазной и метилазной активностей (на сложном белковом комплексе, на одной полипептидной цепи или на разных белках), от специфичности (узнаваемая последовательность), от характера расщепления ДНК, а также кофакторов, необходимых для проявления активностей, системы рестрикции-модификации разделяют на четыре типа. Особое внимание в обзоре будет уделено системам типа II, а системы рестрикции-модификации типа I, III и IV будут описаны кратко.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Юнусова, Альфия Кяшафовна

ВЫВОДЫ:

1. Показано, что открытая рамка считывания, прилегающая в геномной ДНК Bacillus species D6 к гену никующей эндонуклеазы N.BspD6I, кодирует белок, который вместе с никующей эндонуклеазой образует гетеродимерную эндонуклеазу рестрикции нового типа BspD6l. В отличие от известных гетеродимерных эндонуклеаз рестрикции одна из субъединиц эндонуклеазы рестрикции BspD6I вне комплекса со второй (малой) действует как никующая эндонуклеаза.

2. Сконструирован штамм-суперпродуцент малой субъединицы, который позволил нарабатывать в препаративных количествах малую субъединицу с чистотой более 95%.

3. Малая субъединица вне комплекса с большой субъединицей не связывается с ДНК и не проявляет эндонуклеазной активности.

4. Получены кристаллы малой субъединицы и определена ее пространственная структура с разрешением 1,5 А. Установлена пространственная организация активного центра малой субъединицы.

5. Определена пространственная структура мутантной никующей эндонуклеазы D4 56A и выявлен предположительный участок взаимодействия малой субъединицы с никующей эндонуклеазой.

IV.ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Итак, нами установлено, что белок (21.6 кДа), кодируемый открытой рамкой считывания, прилегающей в геномной ДНК Bacillus species D6 к гену никующей эндонуклеазы, не связывается с ДНК и не проявляет нуклеазной активности. Однако смесь этого белка с никующей эндонуклеазой действует как гетеродимерная эндонуклеаза рестрикции - одна субъединица (большая, 70.8 кДа) расщепляет верхнюю цепь ДНК, другая (малая субъединица, 21.6 кДа) расщепляет нижнюю цепь ДНК. Эта эндонуклеаза рестрикции согласно принятой номенклатуре получила название BspD6I. Она не только пополнила довольно ограниченный список гетеродимерных эндонуклеаз рестрикции, но и расширила спектр свойств гетеродимерных эндонуклеаз. Эндонуклеаза BspD6I оказалась первой гетеродимерной эндонуклеазой, одна из субъединиц которой (большая) в отсутствие второй субъединицы способна узнавать специфическую последовательность в ДНК и вносить разрыв в одну цепь ДНК.

Обнаружение этого нового типа гетеродимерной эндонуклеазы пролило свет и на происхождение никующих эндонуклеаз, которые ранее рассматривались как природно мутировавшие эндонуклеазы рестрикции, утратившие способность к димеризации и, как следствие, способность к расщеплению ДНК по двум цепям. Обнаружение гетеродимерных эндонуклеаз BtsI и BsrDI [Xu et al., 2007] со свойствами, сходными со свойствами BspD6I, свидетельствует о том, что гетеродимерные эндонуклеазы, одна из субъединиц которых в отсутствие второй субъединицы действует как никующая эндонуклеаза, по-видимому, распространены в природе. Однако зарегистрировать наличие гетеродимерных эндонуклеаз в лизатах бактериальных клеток достаточно трудно

Традиционно наличие эндонуклеаз регистрируют по образованию фрагментов ДНК после инкубации субстратных ДНК с лизатом бактериальных клеток. Незначительное количество найденных гетеродимерных эндонуклеаз рестрикции (6), возможно, связано с особенностями их поведения при выделении. Гетеродимерные эндонуклеазы можно зарегистрировать лишь на стадии инкубации субстратной ДНК с лизатом клеток. Однако при последующей очистке они «теряются». Поэтому исследователи дальнейшую работу с таким эндонуклеазами прекращали [Железная и др., 2001; Janulaitis et al., 1998; Heiter et al., 2005]. В настоящее время, когда установлено, что в отсутствие ДНК субъединицы не взаимодействуют друг с другом, стала понятна причина, по которой эти эндонуклеазы «теряются» при выделении. Субъединицы при хроматографии выходят в разных пиках и, соответственно, ни в одном из пиков не удается зарегистрировать эндонуклеазной активности (расщепления субстратной ДНК).

Рассмотрим организацию генов систем рестрикции-модификации, содержащих гетеродимерные эндонуклеазы рестрикции (Рис. 22).

Ври 10!

Зпо М2

92по

Ru +4л.О.

884п.о.

866ло

BbvCI о RV ^7n.O. RB 827ti о * BSOno

BspD6l 13п о

1614(1,0.

560по

BsrDI

Nb(Rt)

1466п о

-1п о r2 -42п о.

U1

-3 чг

653п.о 4

BslI

46л.о

RA -Ш-Oj RB

677л .о.

Э05(1.о

BtSl

353rio. . RB

986fi.o.

Рис . 22. Организация систем рестрикции-модификации, содержащих гены, кодирующие гетеродимерные эндонуклеазы рестрикции. Красные стрелки -гены, кодирующие отдельные субъединицы, зеленые - гены, кодирующие гены ДНК-метилтрансфераз- Цифры над стрелками - со знаком «+» - число н. п между генами субъединиц, с знаком «-» - число н.п., на которое гены субъединицы перекрываются.

В большинстве систем организация сходна. Во-первых, все они, за исключением системы BslI, содержат по два гена ДНК-метилтрансферазы. Наличие двух генов метилаз характерно для систем, которые узнают несимметричную последовательность. Это объясняется тем, что в этом случае последовательности верхней и нижней цепей различаются, поэтому каждую из цепей узнает и метилирует «своя» метилаза. В систему BslI входит одна метилаза, так как система узнает симметричную последовательность. Однако в системах, содержащих две метилазы, гены метилаз по-разному располагаются относительно генов субъединиц, что предполагает разные механизмы регулирования экспрессии генов в разных системах.

Сходство системы обнаруживают и в расположении генов, кодирующих отдельные субъединицы: эти гены ориентированы однонаправлено и почти вплотную прилегают друг к другу. Так, гены субъединиц эндонуклеазы BpulOI отделены друг от друга всего тремя парами нуклеотидов, в системе BspD6l - одним, а в остальных системах они даже перекрываются. В системах BslI и BsrDI последний аденин стоп-кодона ТАА одной из субъединиц входит в инициирующий кодон второй субъединицы. В системе BbvCI все гены, включая метилазные, перекрываются примерно на 6 нуклеотидов. Такая картина расположения генов субъединиц наводит на мысль, что перед нами стадия эволюции, после которой последует полное слияние генов, кодирующих отдельные субъединицы гетеродимерных эндонуклеаз, и возникнут эндонуклеазы рестрикции с двумя каталитическими центрами.

Возможно, однако, что вектор эволюции совсем другой. Так в системе BtsI гены никующей эндонуклеазы и малой субъединицы не просто далеко отстоят друг от друга, но разделены геном метилазы. Тогда картину расположения генов субъединиц во всех остальных системах можно интерпретировать обратным образом, а именно: перед нами картина стадии эволюции, не предшествующая слиянию генов субъединиц, а напротив, стадия, предшествующая полному отделению субъединиц друг от друга.

Последний вариант эволюции систем рестрикции-модификации нам представляется более предпочтительным по следующей причине.

Внесение разрыва в одну цепь ДНК вовлечено в такие важные

95 клеточные процессы, как репликация, рекомбинация и репарация. Поэтому можно предположить, что в бактериальных клетках на основе систем рестрикции-модификации формируются системы, содержащие только никующую эндонуклеазу.

Гетеродимерные эндонуклеазы, как и другие эндонуклеазы рестрикции, используются при конструировании рекомбинантных ДНК. Однако особый интерес они представляют в связи с тем, что на их основе можно создавать (и созданы) никующие эндонуклеазы. Интерес к никующим эндонклеазам связан с их практическим применением. Они позволяют усовершенствовать или упростить некоторые уже существующие методы, такие как сайт-направленный мутагенез [Shortle et al., 1982;, Sayers et al., 1988;, Wang and Hays, 2001], мечение ДНК [Pfannschmidt and Langowski, 1998; Li et al., 2002], изотермическую амплификацию ДНК с замещением цепи [Walker et al., 1992]. На основе никования ДНК уже создан ряд новых биотехнологических методов, таких как изотермическая реакция для амплификации олигонуклеотидов [Van Ness et al., 2003] , амплификация геномной ДНК, построение простейшего линейного мотора [Bath et al., 2005], усиление флуоресцентного сигнала при гибридизации ДНК [Zheleznaya et.al., 2006]. Предполагается, что никующие эндонуклеазы могут быть применены для решения некоторых проблем ДНК-нанотехнологий и ДНК-компьютеров [Zhang et al., 2002., Wang et al., 2001].

Таким образом, никующие эндонуклеазы стали ещё одним инструментом молекулярной биологии. Расширение списка гетеродимерных эндонуклеаз рестрикции с новыми специфичностями, и особенно за счет эндонуклеаз, одна из субъединиц которых является «готовой» никующей эндонуклеазой, будет способствовать прогрессу в этой области науки. В работе выявлена характерная особенность организации систем рестрикции-модификации, содержащих гетеродимерные эндонуклеазы с никующей субъединицей. А именно, наличие двух субъединиц с сильно различающимися молекулярными массами. Это позволит при анализе бактериальных геномов находить гетеродимерные эндонуклеазы, содержащие никующую субъединицу.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Юнусова, Альфия Кяшафовна, 2008 год

1. Ahmad, 1., Krishnamurthy, V. and Rao, D.N. DNA recognition by the EcoPl5l and EcoPI modification methyltransferases. Gene, 1995. 157, 143-147

2. Akhtar M.K., Kaderbhai N., Kaderbhai M.A. Growth of Escherihia coli on medium containing glycine increases transformation efficiency. Annal. Biochem. 2000. 277. 273-276.

3. Altschul, S.F., et al. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucl. Acids Res. 1997. 25(17). 3389-4020.

4. Arber, W. and Dussoix, D. Host Specificity of DNA Producted by Escherichia Coli: I. Host controlled modification of bacteriophage lambda. J. Mol. Biol. 1962. 5. 18.

5. Bachmair A., Finley D., Varshavsky A. In vivo half-life of a protein is a function of its amino-terminal residue. Science. 1986. 234(4773). 179-186.

6. Bath, J., Green, S.J. and Turberfield, A.J. A free-running DNA motor powered by a niching enzyme. Angew. Chem. Int. Ed. 20 05. 44. 4358-4361.

7. Beletskaya, I.V., Zakharova, M.V., Shlyapnikov, M.G., Semenova, L.M., Solonin, A.S. DNA methylation at the CfrBI site is involved in expression control in the CfrBI restriction-modification system. Nucleic Acids Res. 2000. 28. 3817-3822.

8. Bellamy, S.R.W., Milsom, S.E., Scott, D.J., Daniels, L.E., Wilson, G.G., Halford, S.E. Cleavage of individual DNA strands by the different subunits of the heterodimeric restriction endonuclease BbvCI. J. Mol. Biol. 2005. 348. 641-653.

9. Bertani, G. and Weigle, J.J. Host controlled variation in bacterial viruses. J. Bacterid. 1953. 65. 113.

10. Bilcock, D.T., Daniels, L.E., Bath, A.J. and Halford, S.E. Reactions of type II restriction endonucleases with 8-base pair recognition sites. J. Biol. Chem. 1999. 274. 36379-36386

11. Bourniquel, A.A. and Bickle, T. A. Complex restriction enzymes: NTP-driven molecular motors. Biochimie. 2002. 84. 1047-1059.

12. Brown, N.L. and Smith, M. A general method for defining restriction enzyme cleavage and recognition sites. Methods Enzymol. 1980. 65. 391-404.

13. Bujnicki, J.M., Radlinska, M. Molecular evolution of DNA-(cytosine-N4) methyltransferases: evidence for their polyphyletic origin. Nucleic Acids Res. 1999. 27. 4501-4509.

14. Bujnicki, J.M., Radlinska, M. Molecular phylogenetics of DNA 5mC-methyltransferases. Acta Microbiol. Pol. 1999. 48. 19-30.

15. Chandrasegaran, S., Smith, J. Chimeric restriction enzymes: What is next? Biol. Chem. 1999. 380. 841-848.

16. Daniels, L.E., Wood, K.M., Scott D.J. and Halford, S.E. Subunit Assembly for DNA Cleavage by Restriction Endonuclease SgrAI. J. Mol. Biol. 2003. 327. 579-591.

17. Davies, G.P., Martin, I., Sturrock, S.S., Cronshaw, A., Murray, N.E., Dryden, D.T.F. On the structure and operation of type I DNA restriction enzymes J. Mol. Biol. 1999. 290. 565579.

18. Deibert, M., Grazulis, S., Sasnauskas, G., Siksnys, V., Huber, R. Structure of the tetrameric restriction endonuclease NgoMIV in complex with cleaved DNA. Nat. Struct. Biol. 2000. 7. 792-799.

19. Dower, W.J., Miller, J.F. and Ragsdale, C.W. High efficiency transformation of E.coli by high voltage electroporation. Nucl. Acids Res. 1988. 16. 6127-6145.

20. Dreier J., MacWilliams M.P., Bickle T.A. DNA cleavage by the type 1С restriction-modification enzyme EcoR124II. J. Mol. Biol. 1996. 264. 722-733.

21. Dryden D.T., Murray N.E., Rao D.N. Nucleoside triphosphate-dependent restriction enzymes. Nucleic Acids Res. 2001. 29. 3728-3741.

22. Dryden D.T.F., Cooper L.P., Thorpe P.H., Byron 0. The in vitro assembly of the EcoKI typel DNA restriction/modification enzyme and its in vivo implication. Biochemestry. 1997. 36. 1065-1076.

23. Ellis D., Dryden D.T.F., Berge Т., Edwardson J.M. and HendersoT R.M. Direct observation of DNA translocation ana cleavage by atomic force microscopy. Nuture Struct.' Biol. 1-999. 6. 15-17.

24. Friedrich Т., Fatemi M., "Gowhar H., Leismann 0. and Jeltsch A. Specificity of DNA binding and methylation by the M.Fo£"I DNA methyltransferase. Biochim. Biophys. Acta. 2000. 1480. 145-159.

25. Fuller-Pace F.V., Bullas L.R., Delius H., Murray N.E. Genetic recombination can generate altered restriction specificity. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1984. 81. 60956099.

26. Fuller-Pace F.V., Murray N.E. Two DNA recognition domains of the specificity polypeptides of a family of type I restriction enzymes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1986. 83. 9368-9372.

27. Hadi S.M., Bachi В., Shepherd J.C.W., Yuan R. , Ineichen K. and Bickle T.A. DNA Recognition and Cleavage by the EcoP15 restriction endonuclease. J. Mol. Biol. 1979. 134 655-666.

28. Heiter D.F., Lunnen K.D. and Wilson G.G. Site-specific DNA-nicking mutant of the heterodimeric restriction endonucclease R. BbvCI. J. Mol. Biol. 2005. 348. 631-640.

29. Higgins L.S., Besnier C., and Kong H. The nicking endonuclease N.BstNBl is close related to type IIS restriction endonucleases Mlyl and PIel. Nucleic Acids' Res. 2001. 29 24 922501.

30. Hsieh, P.-C., Xiao, J.-P., O'Loane, D. , Xu, S.-Y. Cloning, expression, and purification of a thermostable nonhomodimeric restriction enzyme, BslI. Journal of Bacteriology. 2000. 182(4). 945-955.

31. Huai Q., Colandene J.D., Chen Y., Luo F. , Zhao Y., Topal M.D. and Ke H. Crystal structure of Nael-an evolutionary bridge between DNA endonuclease and topoisomerase. EMBO J. 2000. 19. 3110-3118.

32. Humbelin M., Suri В., Rao D.N., Hornby D.P., Eberle H., Pripfl Т., Kenel S. and Bickle T.A. Type III DNA restriction and modification systems EcoFl and £coP15. Mol. Biol. 1988. 200. 23-29.

33. Inoue H., Nojima H. and Okayama H. High efficiency transformation of Escherichia coli with plasmids. Gene. 1990. 96(1) 23-28.

34. Janulailis A., Petrusyte M., Maneliene Z., Klimasauskas S. and Burkus V. Purification and properties of the Ecobll restriction endonuclease and methylase prototypes of a new class (typelV). Nucl. Acids Res. 1992. 20. 6043-6049.

35. Karreman C. and De W.A. Agmenellum quadruplicatum M.AquI, a novel modification methylase. J. Bacteriol. 1990. 172. 266272.

36. Kong H., Lin L-F. , Porter N., Stikel., Byrd D., Posfai J., Roberts R. Functional analysis of putative restriction-modification system genes in the Helicobacter pylori J99 genome. Nucl. Acids Res. 2000. 17. 3216-3223.

37. Kruger D.H., Kupper D. , Meisel A., Reuter M, and Schroeder C. The signficance of distance and orientation of restriction endonuclease recognition sites in viral DNA genome. FEMS Microbiol. Rev. 1995. 17. 177-184.

38. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970. 227. 680-685.

39. Lauster R. , Trautner T. A. and Noyer-Weidner M. Cytosine-specific type II DNA methyltransferases a conserved enzyme core with variable target recognizing domains. J. Mol. Biol. 1989. 206. 305-312.

40. Lee K-F. , Kam K-M. and Shaw P-C. A bacterial methyltransferase М.ЕсоНКЗИ requires two proteins for in vitro methylation. Nucl. Acids Res. 1995. 223. 103-108.

41. Lepikhov K.A., Zheleznaya L.A., Matvienko N.I., Walter J.and Trautner T.A. Characterization of the type IV restrictionmodification system BspLUllIII from Bacillus sp. LU11. Nucleic

42. Acids Res. 2001. 29. 4691-4698.

43. Li Y., Hatfield S., Li J., McMills M. , Zhao Y. and Chen X. Seryl-histidine as an alternative DNA nicking agent in nick translation yields superior DNA probes and hybridizations. Bioorg. Med. Chem. 2002. 10. 667-673.

44. Linn S. and Arber W. A restriction enzyme from Hemophilus influenzae. I. Purification and general properties. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1968. 59. 1300-1306.

45. Luria S.E. and Human M.L. () A nonhereditary, host-induced variation of bacteria viruses. J. Bacteriol. 1952. 64. 557.

46. Malone Т., Blumenthal R.M. and Cheng X. Structure-guided analysis reveals nine sequence motifs conserved among DNA amino-methyltransferases and suggests a catalytic mechanism for these enzymes. J. Mol. Biol. 1995. 253. 618-632.

47. Meisel A., Bickle T.A., Kruger D.H., Schroeder C. Type III restriction endonucleases translocate DNA in a reaction driven by recognition site-specific ATP hydrolysis. EMBO J. 1995. 14. 2958-2966.

48. Meselson M. and Yuan R. DNA restriction enzyme from E. coli. Nature 1968. 217(134). 1110-1114.

49. Morgan R.D., Calvet С., Demeter M., Agra R. and Kong H. Characterization of the specific DNA nicking activity of restriction endonuclease N.BstNBI. Biol. Chem. 2000. 381 11231125.

50. Murray, N.E. Type I restriction systems: sophisticated molecular machines. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2000. 64, 412434

51. Pfannschmidt C. and Langowski J. Superhelix organization by DNA curvature as measured through site-specificlabeling. J. Mol. Biol. 1998. 275. 601-611.

52. Pingoud A. and Jeltsch A. Structure and function of type II restriction endonucleases. Nucl. Acids Res. 2001. 29(18). 3705-3727.

53. Pingoud, A., Fuxreiter, M., Pingoud, V., Wende, W. Type II restriction endonucleases: structure and mechanism. Cell. Mol. Life Sci. 2005. 62. 685-707.

54. Pingoud, A., Jeltsch, A., Maxwell, A., Sherratt, D. Enzymes that keeps DNA under control. EMBO reports. 2001. 21, 271-276

55. Powell L.M., Murray N.E. S-adenosyl methionine alters the DNA contacts of the EcoKI methyltransferase. Nucl. Acids Res. 1995. 23(6). 967-974.

56. Rao D.N., Saha S., Krishnamurthy V. ATP-dependent restriction enzymes. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 2000. 64. 1-63.

57. Reich, S., Gossl, D., Reuter, M., Rabe, J.P., Kruger, D.H. Scanning force microscopy of DNA translocation by the type III restriction enzyme EcoPl5l. J. Mol. Biol. 2004. 341. 337-343.

58. Reich, S., Mucke, M., Moncke-Buchner, E., Reuter, M., Kruger. DNA cleavage by the restriction endonuclease EcoP15I. Biochem. Soc. Trans. 2000. 28. A331.

59. Roberts R.J., Belfort M., Bestor Т., et al. A nomenclature for restriction enzymes, DNA methyltransferases, hominfg endonucleases and their genes. Nucleic Acids Res. 2003. 31. 1805-1812.

60. Roberts R.J., Vincze Т., Posfai J. and Macelis D. REBASE -restriction enzymes and DNA methyltransferases. Nucl. Acids Res. 2005. 33. 230-232.

61. Roberts R.J., Vincze Т., Posfai J., Macelis D. REBASE -enzymes and genes for DNA restriction and modification. Nucleic Acids Res. 2007. 35. D269-D270.

62. Rosamond J., Edlich B. and Linn S. Elecrton microscopy studies of the mechanism of action of the restriction endonuclease of Escherichia coli B. J. Mol. Biol. 1979. 1239. 619-635.

63. Saha S. and Rao D.N. ATP hydrolysis is required for DNA cleavage by EcoPI restriction enzyme. J. Mol. Biol. 1995. 247. 559-567.

64. Samuelson J.С., Zhu Z. and Xu S. The isolation of strand-specific nicking endonucleases from a randomized Sapl expression library. Nucl. Acids Res. 2004. 32(12). 3661-3671.

65. Sanger, F. , Nicklen, S. and Coulson, A.R. DNA sequencing with chain terminating inhibitors. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. 74.5463-5467.

66. Sasnauskas G., Halford S.E., Siksnys V. How the Bfll restriction e nzyme uses one active site to cut two DNA strands. Proc. Natl. Acad. Soc. USA. 2003. 100. 6410-6415.

67. Sayers J.R., Schmidt W. and Eckstein F. 5'—3' Exonucleases in phosphorothioate-based oligonucleotide-directed mutagenesis. Nucl. Acids Res. 1988. 16(3). 791-802.

68. Shortle D., Grisafi P., Benkovic S.J. and Botstein D. Gap misrepair mutagenesis: efficient site-directed induction of transition, transversion, and frameshift mutations in vitro. Proc. Natl Acad. Sci. U.S.A. 1982. 79. 1588-1592.

69. Sistla, S., Rao, D.N. S-adenosyl-L-methionine-dependent restriction enzyme. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol. 2004. 39. 1-19.

70. Smith H.O. and Wilcox K.W. A restriction enzyme fromг

71. Hemophilus influenzae. I. Purification and general properties. J. Mol. Biol. 1970. 51. 379-391.

72. Smith H.O., Nathans D. A suggested nomenclature for bacterial host modification and restriction systems and their enzymes. J. Mol. Biol. 1973. 81. 419-423.

73. Som S., Friedman S. Regulation of EcoRII methyltransferase: effect of mutations on gene expression and in vivo binding to the promoter region. Nucleic Acids Res. 1994. 22. 5347-5353.

74. Stankevicius K. , Lubis A., Timinskas A., Vaitkevicius D. and Janulaitis A. Cloning and analysis of the four genes coding for Ври 101 restriction-modification enzymes. Nucl. Acids Res. 1998. 26. 1084-1091.

75. Stankevicius, K. , Lubys, A., Timinskas, A. and Janulaitis, A. BpulOl restriction endonuclease is composed of two nonidentical subunits. Biologija. 1996. 2. 51-53.

76. Studier F.W. and Bandyopadhyay P.K. Model for how type I restriction enzymes select cleavage sites in DNA. Proc. Natl. Acad. Sci.US. 1988. 87. 8070-8074.

77. Szczelkun, M.D., Dillingham, M.S., Janscak, P., Firman, K., Halford, S.E. Repercussions of DNA tracking by the type 1С restriction endonuclease EcoR124I on linear, circular and catenated substrates. EMBO J. 1996. 15. 6335-6347.

78. Szczelkun, M.D., Janscak, P., Firman, K., Halford, S.E. Selection of non-specific DNA cleavage sites by the type 1С restriction endonuclease EcoR124I. J. Mol. Biol. 1997. 271. 112-123.

79. Tao Т., Bourne J.C., Blumental R.M. A family of regulatory genes accosiated with Type II restriction-modificationsystems. J. Bacteriol. 1991. 173. 1367-1375.

80. Tomb, J.F., White, Q., Kerlavage, A.R. The complete genome sequence of the gastric payhogene. Helicobacter pylor. Nature,1997. 388, 539-547

81. Topal M.D., Thresher R.J., Conrad M. and Griffith J. JVael endonuclease binding to pBR322 DNA induces looping. Biochemistry. 1991. 30. 2006-2010.

82. Van Ness J., Van Ness L.K., Galas D.J. Isothermal reactions for the amplification of oligonucleotides. PNAS. 2003. 100(8). 4504-4509.

83. Vanamee, E.S., Berriman, J., Aggarwal, A.K. An EM view of the Fokl senaptic compltx by single partical analysis. J. Mol. Biol. 2007. 370. 207-212.

84. Vanamee, E.S., Santagata, S. and Aggarwal, A.K. Fokl requires two specific DNA sites for cleavage. J. Mol. Biol. 2001. 309. 69-78.

85. Vanamee, E.S., Viadiu, H., Kucera, R. , Dorner, L., Picone, S., Schildkraut, I., Aggarwal, A.K. A view of consecutive binding events from structures of tetrameric endonuclease Sfil bound to DNA. Embo J. 2005. 24. 4198-4208.

86. Verdine G.L. The flip side of DNA methylation. Cell. 1994. 76. 197-200

87. Viadiu, H., Aggarwal, A.K. The role of metals in catalysis by the restriction endonuclease BamHI. Nat. Struct. Biol.1998. 5. 910-916.

88. Vijesurier, R.M., Carlock, L., Blumental, R.M., Dunbar, J.C. Role and mechanism of C.PvuII, a regulatory protein conserved among restriction-modification systems. J. Bacteriol. 2000. 182. 477-487

89. Walker, G.T., Little, M.C., Nadeau, J.G. and Shank, D.D. Isothermal in vitro amplification of DNA by a restriction enzyme/DNA polymerase system. Proc. Natl. Acad. Scl. U.S.A. 1992. 89. 392-396.

90. Wang, H. and Hays, J.B. Simple and rapid preparation of gapped plasmid DNA for incorporation of oligomers containing specific DNA lesions. Mol. Biotechnol. 2001. 19. 133-140.

91. Xu, Y., Lunnen, K.D. and Kong, H. Engineering a nicking endonuclease N.AlwI by domain swapping. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2001. 98. 12990-12995.

92. Yuan, R., Hamilton, D.L., and Burckhardt, J. DNA translocation by restriction enzyme from E.coli K. Cell. 1980. 20. 237-244.

93. Zhang, X., Yan, H., Shen, Z. and Seeman, N.C. Paranemic Cohesion of Topologically-Closed DNA Molecules. J. Am. Chem. Soc. 2002. 124. 12940-12941.

94. Zhou, X.E., Wang, Y., Reuter, M. , Mucke, M. , Kruger, D.H., Meehan, E.J., Chen, L. Crystal structure of Type HE restriction endonuclease EcoRII reveals an autoinhibition mechanism by a novel effector-binding fold. J. Mol. Biol. 2004. 335. 307-319.

95. Zhu, Z., Samuelson, J.C., Zhou, J., Dore, A. and Xu, S-Y. Engineering strand-specific DNA nicking enzymes from the type IIS restriction endonucleases Bsal, BsmBI, and BsmAI. J. Mol. Biol. 2004. 237. 573-583.

96. Абдурашитов M.A., Беличенко O.A., Шевченко А.В., Дегтярев C.X. N.BstSE сайт-специфическая нуклеаза из Bacillus stearothermophilus SE-589. Мол. Биол. 1996. 30. 1261-1267.

97. Васильева Л.Ю., Железная Л.А., Матвиенко Н.И. Клонирование и экспрессия новой сайт-специфической метилтрансферазы M.SscLlI из Staphylococcus sp. L1. Биохимия. 2000. 65. 665-671.

98. Гололобова Н.С., Охапкина С.С., Абдурашитов М.А., Дегтярев С. X. Первичная структура оперона NM.BstSEI из Bacillus stearothermophilus SE-589, продуцента сайт-специфической никазы N.BstSEI. Мол. биол. 2005. 39. 960-964.

99. Дедков B.C., Абдурашитов М.А., Янковский Н.К., Килева Е.В., Мякишева Т.В., Попиченко Д.В., Дегтярев С.Х. Новая сайт-специфическая ДНК-никаза N.Bst9I Bacillus stearothermophilus 9. Биотехнология. 2001. 4. 3-8.

100. Железная Л.А., Перевязова Т.А., Альжанова Д.В., Матвиенко Н.И. Сайт-специфическая никаза из штамма Bacillus species D6. Биохимия. 2001. 66. 1215-1220.

101. Железная Л.А., Перевязова Т.А., Железнякова Е.Н., Матвиенко Н.И, Некоторые свойства сайт-специфической никазы BspD6l и возможность ее применения для гибридизационного анализа ДНК. Биохимия. 2002. 67. 1215-1220.

102. Ковалевская Н.П., Железная J1.A., Зелинская Н.В., Матвиенко Н.И. Новый термофильный штамм Bacillus coagulans продуцент сайт-специфической эндонуклеазы BcoKI. Микробиология. 1994. 63. 235-238.

103. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование. М.: Мир, 1984.

104. Перевязова Т.А., Рогулин Е.А., Железная JI.A., Матвиенко Н.И. Клонирование и секвенирование сайт-специфической никазы N.BspD6I. Биохимия. 2003. 68. 1203-1207.

105. Рогулин Е.А. Никующая эндонуклеаза N.BspD6l: определениепространственной структуры и применение для гибридизационногоанализа. Дисс. . к.б.н. Пущино, 2006. С. 130.

106. Рогулин Е.А., Перевязова Т.А., Железная Л.А., Матвиенко Н.И. Плазмида pRARE в качестве вектора для клонирования при получении суперпродуцента сайт-специфической никазы N.BspD6I. Биохимия. 2004. 69. 1381-1387.

107. Свадьбина И.В., Матвиенко Н.Н., Железная JI.A., Матвиенко Н.И. Определение оснований, метилируемых метилазами BcoKIA и BcoKIB в сайте 5/-CTCTTC-3//5/-GAAGAG-3/. Биохимия. 2005. 70. 1363-1366.

108. Юнусова A.JI., Рогулин Е.А., Артюх Р. И., Железная JI.A, Матвиенко Н.И. Белок, кодируемый открытой рамкой считывания, расположенной рядом с геном никазы BspD6I, в комплексе с никазой образует эндонуклеазу рестрикции. Биохимия. 2 006. 71. 1002-1005.9