Малатдегидрогеназная ферментная система бактерий Rhodobacter sphaeroides: очистка, физико-химические свойства, метаболитная и экспрессионная регуляция тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.04, кандидат биологических наук Шихалиева, Ксения Джамильевна

• Шихалиева, Ксения Джамильевна
• кандидат биологических наук
• 2011

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Шихалиева, Ксения Джамильевна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Общая характеристика фототрофных пурпурных бактерий

1.1.1 Разнообразие типов метаболизма у пурпурных несерных бактерий

1.1.2 Морфологические и физиологические особенности бактерий 12 Кко(1оЪас1ег зркаего1с1е$

1.1.3. Распространение и практическая значимость исследуемых 16 бактерий

1.1.4. Метаболизм ацетата у данных фототрофных микроорганизмов

1.1.5. Адаптивные изменения ферментных систем

1.2. Особенности функционирования фермента малатдегидрогеназы у 29 организмов различных таксономических групп.

1.2.1. Методы выделения препаратов МДГ

1.2.2. Общая характеристика каталитического действия

1.2.3. Кинетические параметры

1.2.4. Влияние концентрации ионов водорода

1.2.5. Температурный оптимум

1.2.6. Изоформы и изоферменты МДГ

1.3. Структура гена МДГ у различных организмов.

1.4. Молекулярная структура малтдегидрогеназы

1.4.1. Различные уровни организации молекулы МДГ

1.4.2. Строение и механизм действия активного центра МДГ

1.4.3. Факторы, обеспечивающие стабильность и олигомерное 56 состояние молекулы МДГ

ГЛАВА 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2.1. Цель и задачи исследования

2.2. Объекты и методы исследования 66 2.2.1. Объекты исследования

2.2.2. Методы исследования

2.2.2.1. Состав питательных сред для культивирования 66 микроорганизмов

2.2.2.2. Определение активности ферментов

2.2.2.3. Определение количества белка

2.2.2.4. Выделение и очистка МДГ

2.2.2.5. Электрофоретические исследования

2.2.2.5.1. Аналитический электрофорез

2.2.2.5.2. Определение гомогенности ферментных препаратов

2.2.2.5.3. Специфическое проявление малатдегидрогеназы

2.2.2.5.4. Определение молекулярной массы субъединиц МДГ

2.2.2.6. Определение молекулярной массы нативного фермента

2.2.2.7. Исследование кинетических характеристик и регуляции 73 активности ферментов

2.2.2.8. Ингибиторный анализ

2.2.2.9. Определение генетической детерминации множественных 74 молекулярных форм малатдегидрогеназы

2.2.2.9.1. Выделение геномной ДНК

2.2.2.9.2. Аналитический электрофорез нуклеиновых кислот в 74 агарозном геле

2.2.2.9.3. Процесс обратной транскрипции мРНК

2.2.2.9.4. Подбор праймеров

2.2.2.9.5. Проведение полимеразной цепной реакции

2.2.2.9.6. Проведение ПНР в реальном времени

2.2.2.9.7. Определение уровня экспрессии исследованных генов

2.2.2.10. «Сшивание» белковых молекул бифункциональным реагентом

2.2.3. Статистическая обработка экспериментальных данных 77 2.3. Полученные результаты и их обсуждение 79 2.3.1. Влияние различных условий культивирования на активность МДГ 79 и некоторых ферментов ЦТК и цитрамалатного цикла у исследуемых микроорганизмов.

2.3.2. Активность и изоферментный состав малатдегидрогеназы из 82 исследуемых бактерий

2.3.3. Получение гомогенных препаратов МДГ из бактерий 84 ЯкойоЬа^ег sphaeroid.es

2.3.3.1. Очистка малатдегидрогеназы

2.3.3.2. Определение гомогенности ферментных препаратов

2.3.4. Физико-химические свойства МДГ

2.3.4.1. Определение молекулярной массы нативной МДГ из 91 ЮюйоЪаМег зркаего'кЛеБ

2.3.4.2. Определение субъединичного строения МДГ

2.3.5. Кинетические и регуляторные характеристики МДГ

2.3.5.1. Определение константы Михаэлиса

2.3.5.2. Влияние концентрации ионов водорода

2.3.5.3. Температурный оптимум 99 2.3 ;6. Функциональная роль изоформ МДГ у зркаегогйез 104 2.3 .6.1. Зависимость четвертичной структуры МДГ от условий 104 культивирования исследуемых бактерий

2.3.6.2. Влияние итаконата и фторацетата на соотношение димерной и 105 тетрамерной форм МДГ из бактерий К ярИаего1с1е

2.3.7. Определение генетической детерминации множественных 108 молекулярных форм МДГ

2.3.7.1. Идентификация гена тс1Ь.

2.3.8. Изучение уровня экспрессии гена тсОч у бактерий в различных 113 условиях культивирования

2.3.9. Физико-химические факторы, вызывающие процесс 115 ассоциации-диссоциации фермента малатдегидрогеназы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Малатдегидрогеназная ферментная система бактерий Rhodobacter sphaeroides: очистка, физико-химические свойства, метаболитная и экспрессионная регуляция»

Актуальность проблемы. Важная роль в осуществлении адаптивных реакций организма принадлежит малатдегидрогеназной системе. Малатдегидрогеназа (К.Ф. 1.1.1.37), являясь полифункциональным ферментным комплексом, обеспечивает протекание как конструктивного, так и энергетического обменов. Малатдегидрогеназный ферментный комплекс обеспечивает нормальное функционирование клеточного дыхания, перенос восстановительных эквивалентов, отток С4-углеродных скелетов на биосинтетические процессы и т.д. В последнее время малатдегидрогеназа (МДГ) является объектом значительного количества исследований, но несмотря на это важные вопросы, связанные с образованием множественных молекулярных форм молекулы МДГ и факторами, влияющими на формирование четвертичной структуры, остаются слабо изученными.

Наличие в клетке различных процессов, связанных с функционированием одного фермента, требует сложной регуляции его активности. К механизмам* такой регуляции может относиться наличие в клетке нескольких изоферментов, обладающих отличными свойствами и кодирующихся разными генами. Эукариоты содержат множественные формы МДГ, вовлеченные в многочисленные метаболические пути и расположенные в различных клеточных компартментах [14]. Для бактерий же не характерен изоферментный полиморфизм, однако МДГ может существовать в виде полимерных изоформ с различным количеством субъединиц [25, 36]. Особенностью метаболизма бактерий является то, что ЦТК независимо от условий роста выполняет конструктивную функцию, которая совмещена с энергетической при использовании органических субстратов в качестве единственного источника углерода [54]. Цитрамалатный шунт, функционирующий у бактерий КИос1оЬас1ег яркаего1с1е$ вместо глиоксилатного, строго необходим при росте микроорганизмов на ацетате для восполнения субстратов ЦТК, расходуемых на биосинтетические цели. Наличие взаимосвязи между присутствием или отсутствием цитрамалатного цикла и функционированием той или иной формы МДГ остается слабо изученным. Для исследования проблемы о том, в каких условиях индуцируется цитрамалатный шунт, и связано ли это с образованием конкретной изоформы малатдегидрогеназы, использовали в качестве модели бактерии Rhodobacter sphaeroides. Ранее было показано, что у фототрофных анаэробов, таких как Rhodospirillum rubrum, Rhodomicrobium vannielii, функционирует тетрамерная форма МДГ в конструктивном обмене [190]. Бактерии вида Rhodobacter sphaeroides характеризуются наличием недавно обнаруженного и мало изученного цитрамалатного цикла, который подобно глиоксилатному является анаплеротической последовательностью ЦТК [23]. При переходе от одного типа питания к другому в метаболизме бактериальных клеток происходит изменение соотношения роли ЦТК и цитрамалатного цикла. Определенный интерес представляет исследование структурной организации малатдегидрогеназной ферментной системы из Rhodobacter sphaeroides в различных условиях культивирования. В связи с этим, выяснение структурной организации и функциональной роли малатдегидрогеназы из Rhodobacter sphaeroides в условиях фото- и хемотрофного роста позволит внести существенный вклад в исследование механизма регуляции бактериального метаболизма в меняющихся условиях внешней среды.

Цель и задачи исследования. Целью нашей работы являлось очистка, исследование физико-химических, регуляторных, кинетических характеристик изоформ малатдегидрогеназы, установление их генетической детерминации и функциональной значимости, а также выявление факторов, влияющих на образование той, или иной формы фермента.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать активность ферментов ЦТК и цитрамалатного цикла в разных условиях роста бактерий К sphaeroid.es,а также определить изоферментный состав МДГ из исследуемых бактерий.

2. Получить в гомогенном состоянии препараты изоформ малатдегидрогеназы из бактерий, выращенных на ацетате, либо сукцинате, как единственном источнике углерода

3. Исследовать физико-химические свойства полученных в электрофоретически гомогенном состоянии препаратов изоформ МДГ.

4. Сравнить кинетические и регуляторные характеристики разных изоформ исследуемого фермента.

5. Выявить зависимость четвертичной структуры МДГ от условий культивирования Якос1оЬа&ег sphaeroid.es.

6. Разработать высокоспецифичные праймеры для идентификации генов МДГ на основе сравнения нуклеотидных последовательностей малатдегидрогеназы из различных организмов;

7. Осуществить ПЦР анализ ДНК из исследуемых бактерий, выращенных на различных источниках углерода для идентификации генов, кодирующих изоформы малатдегидрогеназы;

8. Провести количественный анализ уровня экспрессии гена малатдегидрогеназы из Rhodobacter sphaeroides, культивируемых в разных условиях, методом ПЦР в реальном времени.

9. Исследовать роль различных физико-химических факторов, вызывающих процесс ассоциации-диссоциации фермента малатдегидрогеназы.

Научная новизна. Впервые получены гомогенные препараты изоформ малатдегидрогеназы из фототрофных микроорганизмов Rhodobacter sphaeroides, отличающиеся по физико-химическим, кинетическим и регуляторным свойствам, а также особенностям структурной организации.

Показано, что у бактерий Ккос1оЬаМег яркаего^Лея, метаболизирующих ацетат через недавно открытый цитрамалатный цикл, малатдегидрогеназная система принимает участие в регуляции метаболизма за счет структурно-функциональных изменений белковой молекулы. Выявлено, что у этих микроорганизмов димер МДГ обеспечивает работу ЦТК, а тетрамер участвует в регуляции анаболических реакций. Также установлено, что обе формы изучаемого фермента являются ничем иным как изоформами, т.к. кодируются одним геном. Впервые изучено влияние различных факторов на процесс ассоциации-диссоциации фермента МДГ и показано, что изменение рН с 7.0 до 8.5 вызывало ассоциацию димеров с образованием тетрамеров, тогда как снижение величины рН до значения 6.0, напротив, сопровождалось диссоциацией димерной формы фермента с появлением мономеров МДГ.

Практическая значимость. Практическая значимость настоящей работы состоит в расширении и углублении знаний о роли структурно-функциональных изменений МДГ в механизмах адаптации бактерий к изменяющимся* факторам внешней среды, а также в выявлении четкой корреляции между индукцией цитрамалатного цикла и синтезом тетрамерной формы МДГ. МДГ находит широкое применение в исследовательской практике, являясь удобным объектом для изучения структуры активных центров оксидоредуктаз, регуляции ферментативной активности, четвертичной структуры фермента, термодинамических параметров реакций. Высокоочищенные изоформы МДГ могут быть использованы для количественного определения малата в клеточном соке. Получение препаратов множественных молекулярных форм исследуемого фермента открывает перспективы его применения в научно-исследовательских изысканиях, связанных с исследованием ферментативной кинетики и моделированием сопряженных ферментных систем при патологиях, а также для биохимических анализов в лабораторной практике. Прикладные аспекты изучения пурпурных несерных бактерий определяются их использованием для удаления различных токсичных соединений. При развитии пурпурных несерных бактерий может происходить разложение в водоемах органических веществ, т.е. процесс минерализации. В некоторых условиях пурпурные бактерии, видимо, осуществляют азотфиксацию, что ведет к обогащению окружающей среды соединениями азота. В последние годы получили развитие разные направления исследований пурпурных бактерий в связи с их использованием в биотехнологических процессах. К числу таковых относится применение пурпурных бактерий для очистки сточных вод с использованием полученной биомассы в животноводстве и в других целях.

Материалы диссертационной работы используются в учебном процессе на биолого-почвенном факультете Воронежского государственного университета при чтении лекций по биохимии, микробиологии, в спецкурсах по энзимологии, биохимическим механизмам адаптации прокариот, а также при проведении практикумов и выполнении курсовых и дипломных работ.

Апробация работы. Материалы диссертации докладывались и обсуждались на международных, региональных и университетских конференциях. Они были представлены на 11-ой, 12-ой и 14-ой международных Пущинских конференциях молодых учёных «Биология -наука 21-ого века» (Пущино, 2007, 2008 и 2010), международной конференции «Проблемы биоэкологи и пути их решения (Вторые Ржавитинские чтения)» (Саранск, 2008), третьей региональной конференции молодых ученых «Стратегия взаимодействия микроорганизмов с окружающей средой» (Саратов, 2006), международной научной конференции «Современные проблемы адаптации и биоразнообразия» (Дагестан, 2006); межрегиональных конференциях, посвященных памяти A.A. Землянухина "Организация и регуляция физиолого-биохимических процессов" (Воронеж, 2005, 2007, 2008, 2010), ежегодных научных сессиях отчетной конференции преподавателей и сотрудников Воронежского государственного университета (2007, 2010).

Публикации. Основные результаты настоящей диссертационной работы изложены в 11 публикациях — 6 статьях и 5 тезисах.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 146 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, экспериментальной части и обсуждения результатов, заключения, выводов, списка литературы (211 источников). Иллюстрационный материал включает 30 рисунков и 9 таблиц.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Шихалиева, Ксения Джамильевна

ВЫВОДЫ

1. Динамика удельной активности ферментов цикла трикарбоновых кислот и цитрамалатного пути из фототрофных микроорганизмов Якос1оЪаМег яркаего1с1ез в разных условиях роста показала, что ферменты цикла Кребса в клетках бактерий являются конститутивными, проявляя активность во всех условиях культивирования, тогда как в присутствии ацетата у исследуемых бактерий наблюдалась индукция недавно обнаруженного цитрамалатного цикла, о чем свидетельствовало появление активности малатсинтазы (одного из ферментов цитрамалатного цикла, не участвующего в протекании ЦТК).

2. С применением модифицированной многостадийной очистки получены в электрофоретически гомогенном состоянии препараты МДГ из микроорганизмов, культивируемых на разных углеродных соединениях. Были получены ферментные препараты двух изоформ МДГ с удельной активностью 14,70±0,44 Е/мг белка (степень очистки 40,1) и 11,00±0,33 Е/мг белка (степень очистки 30,6) при культивировании Я. БрНаегогсХеБ штамм 2Ы хемоорганогетеротрофно с ацетатом. Тогда как в условиях роста бактерий на сукцинате функционировала единственная димерная форма МДГ с удельной активностью 15,42±0,46 Е/мг белка (степень очистки 62,68).

3. Малатдегидрогеназа из исследуемых бактерий является олигомером. В клетках Я. ъркае^йез МДГ представлена двумя изоформами -изологическим димером (молекулярная масса 75 кДа) и тетрамером (молекулярная масса 148 кДа), при этом величина молекулярной массы одной субъединицы составила 37 кДа.

4. Полученные значения Км для МДГ из исследуемых бактерий по оксалоацетату и малату свидетельствуют о незначительных отличиях тетрамерной формы МДГ из пурпурной бактерии по сравнению с димерной. Установлено, что оптимальные значения рН находились в щелочной области причем для реакции окисления малата этот показатель сдвинут в более щелочную область (9,5 для димера и 9,2 для тетрамера).

5. Определены значения температурного оптимума полученных препаратов фермента. Величина этого показателя для МДГ из Я. sphaeroides составила при восстановлении оксалоацетата для димера - 65°С, для тетрамера -64°С. При окислении малата значения составили 50°С для димера и 56°С для тетрамера.

6. Применение ингибиторного анализа, обеспечивающего избирательное «выключение» отдельных метаболических путей, позволило установить функциональную роль димерной и тетрамерной изоформ МДГ. У несерной пурпурной бактерии Я. sphaeroides димерная форма фермента обеспечивает работу ЦТК, а тетрамерная - цитрамалатного цикла.

7. Выявлена важная роль структурных изменений малатдегидрогеназы в адаптации фототрофных пурпурных несерных бактерий Я. sphaeroides к условиям среды обитания. Установлена зависимость субъединичного строения МДГ от природы источника углерода.

8. Проведенный ПЦР-анализ с выделенной ДНК и специфическими праймерами к гену МДГ позволил установить наличие одного гена, кодирующего данную белковую молекулу, о чем свидетельствует обнаружение одного продукта амплификации с длиной около 158 п.н. При помощи метода полимеразной цепной реакции во времени определен уровень транскрипции гена mdh при культивировании бактерий хемоорганогетеротрофно на ацетате и сукцинате. Полученные данные свидетельствуют о превышении значения данного показателя при росте Я. sphaeroides на ацетате примерно на 30% по сравнению с ростом бактерий на сукцинате.

9. Эксперименты по ассоциации-диссоциации гомогенного димерного препарата с последующим «сшиванием» бифункциональным реагентом для выяснения факторов, влияющих на олигомерное состояние МДГ, позволили выявить рН зависимость процесса. Так при повышении рН с 7.0 до 8.5 происходит димеризация димеров, тогда как снижение .величины рН до значения 6.0 сопровождалось диссоциацией димерной формы фермента с образованием мономеров МДГ.

10. Разработана гипотетическая модель участия малатдегидрогеназной системы в трансформации метаболизма у К яркаег^Лея. Обнаружена четкая взаимосвязь между индукцией цитрамалатного цикла и формированием тетрамерной формы МДГ, обеспечивающей наряду с другими ключевыми ферментами метаболическую адаптацию к разным источникам углерода.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Результаты проведенной работы показали, что у бактерий Якос1оЬас1ег 8ркаего1йе8 функционирование той или иной формы малатдегидрогеназы зависит от источника углерода. При переходе бактерий к ацетатному типу питания происходит индукция дополнительной тетрамерной изоформы фермента.

Анализ изменения удельной активности ферментов ЦТК и цитрамалатного цикла показал, что у Я. spkaeroid.es функционируют все ферменты ЦТК при росте фото- и хемоорганотрофно независимо от источника углерода. Тогда как активность малатсинтазы - одного из ферментов цитрамалатного цикла наблюдается только при росте с ацетатом, при этом активность изоцитратлиазы - ключевого фермента глиоксилатного- цикла - не выявлена: Известно; что ацетат, являясь неглюкогенным интермедиатом, для метаболизации в углеводную природу индуцирует функционирование глиоксилатного цикла, а сукцинат превращается через ЦТК [130]. У бактерий Я. spkaeroides согласно литературным данным [23], а также полученным нами*-результатам вместо глиоксилатного функционирует цитрамалатный цикл (аналогичный по природе), что подтверждается отсутствием у этих бактерий изоцитратлиазной активности. Последовательность реакций цитрамалатного цикла обеспечивает трансформацию экзогенного ацетата в малат, который затем включается в ЦТК, восполняя таким образом, убыль промежуточных субстратов цикла, расходуемых на биосинтетические нужды. Регенерация пирувата, акцептора ацетил-КоА в цитрамалатсинтазной реакции, происходит через карбоксилирование пропионил-КоА с образованием метилмалонил-КоА, который трансформируется в сукцинат. Последний через реакции ЦТК превращается в оксалоацетат, который декарбоксилируется до фосфоенлпирувата (ФЕП). Превращение ФЕП в пируват приводит к замыканию цитрамалатного цикла.

В ходе многостадийной очистки получены электрофоретически гомогенные препараты двух изоформ малатдегидрогеназы, благодаря чему были исследованы кинетические, регуляторные и физико-химические-свойства изучаемого фермента, а также выявлены структурно-функциональные перестройки молекулы МДГ и факторы, влияющие на них.

Применение разнообразных методов (ионообменная хроматография, гель-хроматография, аналитический элетрофорез) позволило установить, что при росте Rhodobacter sphaeroides на сукцинате в клетках функционирует лишь димер МДГ, в то время как при переходе бактерий на ацетат, как единственный •источник углерода, индуцируется дополнительная тетрамерная форма фермента.

Для определения функциональной роли димерной и тетрамерной малатдегидрогеназ из пурпурных бактерий Rhodobacter sphaeroides был проведен ингибиторный анализ белкового препарата. В качестве ингибиторов использовались фторацетат (ингибитор аконитатгидратазы — одного из ферментов1 цикла трикарбоновых кислот) и итаконат (ингибитор • пропионил-СоА-карбоксилазы— ключевого фермента цитрамалатного цикла). В результате, показано, что при добавлении в среду культивирования итаконата,.в клетках,,растущих хемогетеротрофно с ацетатом, обнаруживали только димер МДГ с молекулярной- массой 74 кДа.- Тогда как при- росте бактерий с фторацетатом выявлялась только тетрамерная МДГ с молекулярной массой 148 кДа. Полученные результаты демонстрируют, что в ЦТК функционирует димер МДГ, а в цитрамалатном цикле — тетрамер. Похожие результаты были получены ранее для бактерий Beggiatoa leptomitiformis, Leucothrix mucor, Sphaerotilus natans, Rhodopseudomonas palustris [43, 36], что дает возможность говорить об универсальной роли малатдегидрогеназы в адаптации разных групп бактерий к быстро меняющимся условиям среды.

Кинетические и регуляторные характеристики димерной и тетрамерной форм МДГ не имеют значительных отличий, однако небольшая разница в значениях Км в определенной степени может подтверждать участие изоформ в разных метаболических процессах. Км по оксалоацетату для димерной формы МДГ имеет меньшее значение, чем у тетрамерной структуры фермента. Похожая картина изменения сродства МДГ выявлена при использовании малата в качестве субстрата. Сравнение величин Км по коферментам показало, что сродство МДГ из исследуемых бактерий к НАДН выше, чем к НАД*. Известно, что реакции окисления малата и восстановления оксалоацетата МДГ протекают согласно упорядоченному механизму, когда сначала с ферментом связывается кофермент и лишь потом субстрат. Полученные экспериментальные данные, вероятно, также свидетельствуют об аналогичной последовательности присоединения кофермента и субстрата к ферменту [37].

Обычно МДГ представлена в клетках различных организмов в виде множественных молекулярных форм, число которых изменяется в зависимости от их образа жизни и сложности метаболизма [139, 189, 224]. Для установления природы множественности малатдегидрогеназы из R. sphaeroides был проведен ПЦР-анализ и выявлено, что оба полипептида (димер и тетрамер) кодируются одним единственным геном. Полученные результаты позволяют предположить, что обе формы маладегидрогеназы из R. sphaeroides являются изоформами и образуются в результате посттрансляционной модификации. При культивировании бактерий на ацетате наблюдается увеличение экспрессии гена mdh на 30%, что позволяет говорить об увеличении «расхода» субъединиц на формирование тетрамера.

Из литературных источников известно, что тетрамеры МДГ являются димерами димеров, в которых структура каждой субъединицы сходна с субъединицами димерных малатдегидрогеназ [143]. Нами было выяснено, что на процесс димеризации димеров может оказывать влияние рН среды, а также присутствие ионов Mg . Так при повышении рН с 7.0 до 8.5 происходит ассоциация димеров с образованием тетрамеров, тогда как снижение величины рН до значения 6.0 сопровождалось диссоциацией димерной формы фермента с образованием мономеров МДГ. Добавление к гомогенному ферменту ионов магния вызывало агрегацию белка с образованием тетрамерной формы МДГ.

На основании полученных данных предлагается гипотетическая модель регуляции углеродного метаболизма фототрофных пурпурных бактерий Я $ркаего{<Зез на уровне малатдегидрогеназной ферментной системы (рис. 30).

-► Активация процессов Ингибирование процессов т(11г - ген малатдегидрогеназы ЦТК - цикл трикарбоновых кислот ЦМЦ — цитрамалатный цикл

Рис. 30. Гипотетическая схема участия изоформ малатдегидрогеназы в трансформации метаболических потоков у несерной пурпурной бактерии Шюс1оЬас1ег 8ркагго1йе8.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Шихалиева, Ксения Джамильевна, 2011 год

1. Александров В.Я. Реактивность клеток и белки / В.Я. Александров. М. : Наука, 1985.-318 с.

2. Березов Т.Т. Биологическая химия : учеб. пособие / Т.Т. Березов, Б.Ф. Коровкин. М. : Медицина, 1998. - 704 с.

3. Биохимия человека : в 2-х т. / Р. Мари и др. ; перевод с англ. В.В. Борисова, Е.В. Дайниченко ; под ред. Л.М. Гинодмана. М. : Мир, 1993. - Т. 1.-384 с.

4. Блюменфельд Л.А. Единичные циклы прямой ферментативной реакции на примере МДГ/ Л.А. Блюменфельд, П.Г. Плешанов // Биофизика. 1986. -Т.ЗО, вып.5. - С. 760-763.

5. Волвенкин C.B. Субклеточная локализация и свойства ферментов глиоксилатного цикла в печени крыс с аллоксановым диабетом / C.B. Волвенкин, В.Н. Попов, А.Т. Епринцев // Биохимия. 1999. - Т. 64, вып. 9. -С.1185-1191.

6. Гааль Э. Электрофорез в разделении биологических макромолекул / Э. Гааль, Г. Медьеши, Л. Верецкеи. М. : Мир, 1982. - 446 с.

7. Гильманов М.К. Методы очистки и изучения ферментов растений / М.К. Гильманов, О.В. Фурсов, А.П. Францев. Алма-Ата : Наука, 1981. - 92 с.

8. Готтшалк Г. Метаболизм бактерий / Г. Готтшалк. М. : Мир, 1982. - 310 с.

9. Гусев М.В. Микробиология / М.В. Гусев, Л.А. Минеева. М. : Изд. центр "Академия", 2003. - 464 с.

10. Детерман, Г. Гель-хроматография / Г. Детерман. М. : Мир, 1970. - 173 с.

11. Диксон М. Ферменты : в 3-х т. / М. Диксон, Э. Уэбб ; перевод с англ. Л.М. Гинодмана, М.И. Левянт ; под ред. В.К. Антонова, А.Е. Браунштейна. -М. : Мир, 1982. Т. 3. - 216 с.

12. Дэвени Т. Аминокислоты, пептиды и белки / Т. Дэвени, Я. Гергей. — М. : Мир, 1976.-364 с.

13. Дюга Г. Биоорганическая химия / Г. Дюга, К. Пенни. М. : Мир, 1983. -512с.

14. Епринцев А.Т. Малатдегидрогеназная и аконитазная системы высших растений: физиолого-биохимическая характеристика, регуляция и роль в адаптации к факторам внешней среды . Дис. д-ра биол. наук / А.Т. Епринцев. Воронеж, 1995. - 457 с.

15. Епринцев А.Т. Малатдегидрогеназа термофильных бактерий Vulcanithermus medioatlanticus / А.Т. Епринцев, М.И. Фалалеева, Н.В. Парфенова // Биохимия. 2005. - Т. 70, № 9. - С. 1245-1250.

16. Епринцев А.Т. Ферментативная регуляция метаболизма ди- и трикарбоновых кислот в растениях / А.Т. Епринцев, В.Н. Попов. Воронеж : Изд-во Воронеж, гос. ун-та. - 1999. - 192 с.

17. Жеребцов H.A. Биохимия : учеб. пособие / H.A. Жеребцов, Т.Н. Попова, В.Г. Артюхов. — Воронеж : Изд-во Воронеж, ун-та, 2002. — 696 с.

18. Землянухин A.A. Большой практикум по физиологии и биохимии растений: учеб. пособие / A.A. Землянухин, JI.A. Землянухин. Воронеж : Изд-во Воронеж, ун-та, 1996. - 188 с.

19. Землянухин A.A. Выделение и характеристика изоцитратлиазы из щитка кукурузы / A.A. Землянухин, А.У. Игамбердиев, E.H. Преснякова // Биохимия. 1986. - Т. 51, № 3. - С. 442-446.

20. Иванищев В.В. Ферменты метаболизма малата: характеристика, регуляция активности и биологическая роль / В.В. Иванищев, Б.И. Курганов // Биохимия. 1992. - Т. 57, вып. 5. - С. 653-661.

21. Ивановский Р.Н. Механизм ассимиляции ацетата у пурпурной несерной бактерии Rhodospirillun rubrum, не имеющей изоцитратлиазы / Р.Н. Ивановский, E.H. Красильникова, И.А. Берг // Микробиология. 1997. - Т. 66, № 6. - С. 744-749.

22. Индукция пероксисомальной изоформы малатдегидрогеназы в печени крыс при пищевой депривации / В.Н. Попов и др. // Биохимия. 2001. - Т. 66, вып. 5.-С. 617-623.

23. Исследование механизма ассимиляции ацетата у пурпурных несерных бактерий, не имеющих глиоксилатного шунта. Ассимиляция ацетата клетками Rhodobacter sphaeroides / Jl.B. Филатова и др. // Микробиология.i12005.-Т. 74, №3.-С. 313-318.

24. Исследование механизма ассимиляции ацетата у пурпурных несерных бактерий, не имеющих глиоксилатного шунта. Ферменты цитрамалатного цикла у Rhodobacter sphaeroides / Л.В. Филатова и др. // Микробиология. — 2005. Т. 74, №3,-С. 319-328.

25. Климова М.А. Участие малатдегидрогеназы в метаболической адаптации к типу питания у бактерий разных систематических групп: автореф. дис. . канд-та биол. наук / М.А. Климова . Воронеж, 2006. — 24 с.

26. Клячко О.С. Температура вызывает структурные и функциональные изменения лактатдегидрогеназы из скелетных мышц рыб / О.С. Клячко, Е.С. Полосухина, Н.Д. Озернюк // Биофизика. 1993. - Т. 38, вып. 4. - С. 596-601.

27. Кондратьева E.H. Автотрофные прокариоты / E.H. Кондратьева. М. : Изд-во Московского ун-та, 1996. - 312 с.

28. Кондратьева E.H. Фототрофные микроорганизмы / E.H. Кондратьева, И.В. Максимов, В.Д. Самуилов. -М. : Изд-во Московского ун-та, 1989. 376 с.

29. Коэн Ф. Регуляция ферментативной активности / Ф. Коэн. М. : Мир, 1986.- 144 с.

30. Лакин Г.Ф. Биометрия /Г.Ф. Лакин. -М. : Высшая школа, 1990. 352 с.

31. Ллойд Э. Справочник по прикладной статистике / Э. Ллойд, У. Ледерман. í -М. : Финансы и статистика, 1989. 508 с.

32. Мауэр Г. Диск-электрофорез / Г. Мауэр. М. : Мир, 1971. - 222 с.

33. Молекулярная биология клетки : в 3-х т. / Б. Альберте и др. ; пер. с англ.

34. Т.Н. Власика ; под ред. Г.П. Георгиева. М. : Мир, 1994. Т. 1. - 517 с.i i

35. Наградова H.K. Белок-белковые взаимодействия в функционировании НАД-зависимых дегидрогеназ / Н.К. Наградова. М. : Наука, 1990. - 56 с.

36. Остерман JT.A. Хроматография белков и нуклеиновых кислот./Остерман Л.А. Наука, Москва, 1985. 109 339.

37. Парфенова Н.В. Роль структурно-функциональных изменений малатдегидрогеназы в адаптации микроорганизмов к факторам внешней среды : автореф. дис. . канд-та биол. наук / Н.В. Парфенова. Воронеж, 2004. - 24 с.

38. Пинейру де Корвалью М.А.А. Малатдегидрогеназа высших растений / М.А.А. Пинейру де Корвалью, A.A. Землянухин, А.Т. Епринцев. Воронеж: Изд-во Воронеж, ун-та, 1991.-216 с.

39. Попов Е.М. Структурно-функциональная организация белков / Е.М. Попов. М. : Наука, 1992. - 358 с.

40. Попов В.Н. Влияние пищевой депривации на углеродный метаболизм* в■ органах и тканях крыс/ В.Н. Попов, C.B. Волвенкин, Т.А. Косматых, Алеид Суад, А.Т. Епринцев // Биохимия. 2001. Т. 66. № 5. С. 617.

41. Проблема белка : в 5-ти т. / Е. М. Попов и др. ; под ред. Т.И. Соркиной. М. : Наука, 1996. - Т. 2 : Пространственное строение белка. - 480 с.

42. Райдер К. Изоферменты / К. Райдер, К. Тейлор. М. : Мир, 1983. - 106 с.

43. Резников A.A. Методы анализа природных вод. / A.A. Резников, Е.П. Муликовская, В.Ю. Соколов. -М. : Госгеолтехиздат, 1970. 488 с.

44. Роль изоформ малатдегидрогеназы в регуляции анаболических и катаболических процессов у бесцветных серобактерий Beggiatoa leptomitiformis Д-402 / Епринцев А.Т. и др. // Микробиология. 2004. - Т. 73, №4.-С. 437-442.

45. Романова А.К. Биохимические методы автотрофии у микроорганизмов / А.К. Романова. М. : Наука, 1980. - 160 с.

46. Участие различных форм малатдегидрогеназы в перестройке типа метаболизма у пресноводных нитчатых бесцветных серобактерий рода

47. Beggiatoa / И.Ю. Степанова и др. // Микробиология. 2002. - Т. 71, № 4. -С. 445-451.

48. Соркина Д.А. Структурно-функциональные свойства белков : учеб пособие для вузов / Д.А. Соркина, И.Н. Залевская. Киев : Выща школа, 1990. - 216 с.

49. Справочник биохимика / Р. Досон и др.. М. : Мир, 1991. - 544 с.

50. Степанов В.М. Молекулярная биология : структура и функции белков / В.М. Степанов ; под ред. A.C. Спирина. М. : Высш. шк., 1996. - 335 с.

51. Степанова И.Ю. Некоторые кинетические характеристики малатдегидрогеназы из Beggiatoa alba / И.Ю. Степанова // Труды молодых ученых. Воронеж, 2000. - Вып. 2. - С. 130-140.

52. Фридрих П. Ферменты: четвертичная структура и надмолекулярные комплексы / П. Фридрих. М. : Мир, 1986. - 374 с.

53. Чернышев Г.А. Вероятность и статистика в биологии и химии / Г.А. Чернышев, В.Н. Стариков. Воронеж : Изд-во Воронеж, ун-та, 1998. - 270 с.

54. Чернядьев И.И. Ассимиляция ацетата Rhodopseudomonas palustris / И.И. Чернядьев, E.H. Кондратьева, Н.Г. Доман // Микробиология. 1970. - Т. 39, вып. 1.-С. 24-29.

55. Шлегель Г. Общая микробиология / Г. Шлегель. М. : Мир, 1987. - 566 с. V- Шульц Г. Принципы структурной организации белков / Г. Шульц, Р. Ширмер. - М. : Мир, 1982. - 354 с.

56. Adjustment of conformational flexibility is a key event in the thermal adaptation of proteins / P. Zavodszky et. al.. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. -1998. V. 95, № 13. - P. 7406-7411.

57. Alber B. E. Study of an alternate glyoxylate cycle for acetate assimilation by Rhodobacter sphaeroides /B. E. Alber, R. Spanheimer, C. Ebenau-Jehle, G. Fuchs // Molecular Microbiology. 2006. - Vol. 61, № 2. - P. 297-309.

58. Albers H. Acetate metabolism in Rhodopseudomonas gelatinosa and several other Rhodospirillaceae / H. Albers, G. Gottschalk // Arch. Microbiol. 1976. - V. 111, № 1-2. - P. 45-49.

59. An a-proteobacterial type malate dehydrogenase may complement LDH function in Plasmodium falciparum: cloning and biochemical characterization of the enzyme / K. Abhai et. al. // Eur. J. Biochem. 2004. - V. 271. - P. 34883502.

60. Aquino-Silva M.R. Isoform expression in the multiple soluble malate dehydrogenase of Hoplias malabaricus (Erythrinidae, Characiformes) / M.R. Aquino-Silva, M.L.B. Schwantes, A.R. Schwantes // Braz. J. Biol. 2003. - V. 63, №1.-P. 7-15.

61. A single amino acid mutation enhances, the thermal stability of Escherichia coli malate dehydrogenase / C.R. Goward et. al.. // Eur. J. Biochem. 1994. - V. 224, № l.-P. 249-255.

62. A structural view of evolutionary divergence / B. Spiller et. al. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1999. - V. 96. - P. 12305-12310.

63. Beatty J.T. Biosynthetic and bioenergetic functions of citric acid cycle reactions in Rhodopseudomonas capsulata / J.T. Beatty, H. Gest // J. Bacteriol. -1981. V. 148, № 2. - P. 584-593.

64. Beatty J.T. Generation of succinyl-coenzyme A in photosynthetic bacteria / J.T. Beatty, H. Gest//Arch. Microbiol. 1981. V. 129, №5. - P. 335-340.

65. Birktoft J.J. Refined crystal structure of cytoplasmic malate dehydrogenase at 2.5-A resolutin / J.J. Birktoft, G. Rhodes, L.J. Banaszak // Biochemistry. 1989. -V. 28. - P. 6065-6089.

66. Birktoft J.J. Structure-function relationships among nicotinamide-adenine dinucleotide dependent oxidoreductases / J.J. Birktoft, L.J. Banaszak // Peptide Protein Rev.- 1984.-V. 4.-P. 1-46.

67. Breiter D.R. Engineering the quaternary structure of an enzyme: construction and analysis of a monomeric form of malate dehydrogenase from Escherichia coli / D.R. Breiter, E. Resnik, L.J. Banaszak // Protein Sei. 1994. - V. 3, № 11. - P. 2023-2032.

68. Characterization of alanine and malate dehydrogenases from a marine psychrophile strain PA-43 / J.A. Irwin et. al. // Extremophiles. 2001 - V. 5, №3. - P. 199-211.

69. Characterization of an essential histidine residue in thermophilic malate dehydrogenase' / S. Iijima et. al. // J. Biochem. (Tokyo). 1986. - V. 99, № 6. -P. 1667-1672.

70. Clarke A.R. The role of an aspartate-histidine pair in active site of lactate dehydrogenase / A.R. Clarke, H.M. Wilks, J.J. Holbrook // Protein Eng. -1987. -V. 1, № 3. P. 137-142.

71. Complete genome sequence of the metabolically versatile photosynthetic bacterium Rhodopseudomonas palustris / F.W. Larimer et. al. // Nat. Biotechnol.- 2004. Vol. 22. - P. 55-61.

72. Complete genome sequence of Rhodobacter sphaeroides KD131 / S.-K. Lim et. al.// Journal of Bacteriology. 2009.-Vol. 191, No. 3.- P. 1118-1119.

73. Complete nucleotide sequence of the Escherichia coli gene enconding malate dehydrogenase / L. McAlister-Henn et. al. // Nucleic Acids Research. 1987. -V. 15, № 12.-P. 4993.

74. Complete sequence of Rhodopseudomonas palustris HaA2 / A. Copeland et. al.. — (http://vvvvvv.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/).

75. Construction of a stable dimer of Bacillus stearothermophilus lactate dehydrogenase / R.M. Jackson et. al. // Biochemistry. 1992. - V. 31, № 35. - P. 8307-8314.

76. Cytoplasmic malate dehydrogenase from Phycomyces blakesleeanus: kinetics and mechanim / F. Teixido et. al. // Can. J. Biochem. Cell. Biol. 1985. - V. 63, № 10.-P. 1097-1105.

77. Davis B.J. A new high resolution electrophoresis method / B.J. Davis, L. Ornstein // Society for the study at the New York Academy of medicine. 1959. -P. 112-118.

78. Determinants of protein thermostability observed in the 1.9-A crystal structure of malate dehydrogenase from the thermophilic bacterium Thermus flavus / C.A. Kelly et. al.. // Biochemistry. 1993. - V. 32, № 15. - P. 3913-3922.

79. Ding Y. Characterization of a cytosolic malate dehydrogenase cDNA which encodes an isozyme toward oxaloacetate reduction in wheat./ Y. Ding, Q.H. Ma // Biochimie. -2004. V. 86, № 8. - P. 509-518.

80. Directed evolution of a thermostable esterase / L. Giver et. al. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1998. - V. 95. - P. 12809-12813.

81. Directed evolution of thermostable kanamycin-resistance gene: a convenient selection marker for Thermus thermophilus / J. Hoseki et al. // J. Biochem. -1999. -V. 126. P. 951-956.

82. Directed evolution study of temperature adaptation in a psychrophilic enzyme / K. Miyazaki et. al. //J. Mol. Biol. -2000. -V. 297. P. 1015-1026.

83. Drmota T. Isolation and characterisation of cytosolic malate dehydrogenase from Trichomonas vaginalis I T. Drmota, J. Tachezy, J. Kulda // Folia Parasitol. (Praha). 1997. - V. 44, № 2. - P. 103-108.

84. Electrostatic interactions across the dimer-dimer interface contribute to the pH-dependent stability of a tetrameric malate dehydrogenase / A. Bjork et. al. // FEBS Lett. 2003. -V. 553, № 3. - P. 423-426.

85. Enhancement of the turnover number of thermostable malate dehydrogenase by deleting hydrogen bonds around the catalytic site / M. Nishiyama et. al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1996. - V. 225, № 3. - P. 844-848.

86. Enzymatic and physico-chemical characteristics of recombinant cMDH and mMDPI of Clonorchis sinensis / N. Zheng et. al. // Parasitol. Res. 2006. - V. 99, №2.-P. 174-180.

87. Escherichia coli pyruvate dehydrogenase complex: particle masses of the complex and component enzymes measured by scanning transmission electron microscopy / C.A. CaJacob et. al. // Biochemistry. 1985. - 24. - P. 2425 - 2431.

88. Factors affecting L-malate activation of mitochondrial malate dehydrogenase from chicken liver / A. Dordal et. al. // Biochem. Int. 1990. - V. 20, № 1. - P. 177-182.

89. Fieldes M.A. An explanation of the achromatic bands produced by peroxidase isozymes in Polyacrylamide electrophoresis gels stained for malate dehydrogenase I U.A. Fieldes//Electrophoresis.-1992.-V. 13, № 1-2.-P. 82-86.

90. Functional characterization and subcellular localization of the three malate dehydrogenase isozymes in Leishmania spp. I A. Leroux et. al. // Mol. Biochem. Parasitol. -2006. -V. 149, № 1. P. 74-85.

91. Gibson N. Physical and genetic interactions of cytosolic malate dehydrogenase with other gluconeogenic enzymes / N. Gibson, L. McAlister-Henn // J. Biol. Chem. 2003. - V. 278, № 28. - P. 25628-25636.

92. Gietl C. Malate dehydrogenase isoenzymes: cellular locations and role in the flow of metabolites between the cytoplasm and cell organelles / C. Gietl // Biochim. Biophys. Acta. 1992. - V. 1100, № 3. - P. 217-234.

93. Goodman M.M. Malate dehydrogenase: viability of cytosolic nulls and lethality of mitochondrial nulls in maize (enzyme/multilocus) / M.M. Goodman,f

94. K.J. Newton, C.W. Stuber // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1981. - V. 78, № 3. -P. 1783-1785.

95. Goward C.R. Malate dehydrogenase: a model for structure, evolution, and catalysis / C.R. Goward, D.J. Nicholls // Protein Sci. 1994. - V. 3. - P. 18831888.

96. Gross G.G. Cell wall-bound malate dehydrogenase from horseradish / G.G. Gross //Phytochemistry. 1977.- V. 16, № 3. -P. 319-321.

97. Hagele E. The malate dehydrogenase isoenzymes of Saccharomyces cerevisiae. Purification, characterisation and studies on their regulation / E. Hagele, J. Neeff, D. Mecke // European Journal of Biochemistry. 1978. - V. 83. -P. 67-76.

98. Hall M.D. Crystal structure of a ternary complex of Escherichia coli malate dehydrogenase citrate and NAD at 1.9 A resolution / M.D. Hall, L.J. Banaszak // J. Mol. Biol. 1993. - V. 232, № 1. - P. 213-222.

99. Hall M.D. Crystal structure of Escherichia coli malate dehydrogenase. A complex of the apoenzyme and citrate at 1.87 A resolution / M.D. Hall, D.G. Levitt, L.J. Banaszak// J. Mol. Biol. 1992. - V. 226, № 3. - P. 867-882.

100. Halobacillus locisalis sp. nov., a halophilic bacterium isolated from a marine solar saltern of the Yellow Sea in Korea / J.H. Yoon et. al.. // Extremophiles. -2004. V.8,№ l.-P. 23-28.

101. Hones J. Chemical modification of the essential arginine in malate dehydrogenase / J. Hones, P. Pfleiderer // Biolog. Chem. Hoppe-Seyler. -1985. -V. 366.-P.-1109-1112.

102. How enzymes adapt: lessons from directed evolution / F.H. Arnold et. al. // Trends Biochem. Sci. 2001. - V. 26.-P. 100-106.

103. Hrdy I. Purification and partial characterization of cytosolic malate dehydrogenase from Tritrichomonas foetus / I. Hrdy // Folia Parasitol. (Praha). -1993.-V. 40, №3.-P. 181-185.

104. Iglesias A.A. NADP-dependent malate dehydrogenase (decarboxylating) from sugar cane leaves / A.A. Iglesias, C.S. Andreo // Eur. J. Biochem. 1990. - 192. - P. 729-733.

105. Iglesias A.A. Effect of pH on structural and kinetic properties of NADP-malic enzyme / A.A. Iglesias, C.S. Andreo // (Abstract) Plant Physiol. 1989. - 89. - P. 200

106. Iglesias A.A. NADP+-malic enzyme from sugarcane leaves. Structural properties studied through thermal inactivation / A.A. Iglesias, C.P. Spampinato, C.S. Andreo // Arch. Biochem. Biophys. 1991. - 290. - P. 272 - 276.

107. Ileana C.C. Purification and physical and kinetic characterization of an NAD-dependent malate dehydrogenase from leaves of pineapple (Ananas comosus) / C.C. Ileana, F.E. Podesta // Physiologia plantarum. 2000. - V. 108. - P. 240-248.

108. Jaenicke, R. What ultrastable globular proteins teach us about protein stabilization / R. Jaenicke // Biochemistry. 1998. - V. 63, № 3. - P. 312-321.

109. Janiczek O. Purification and properties of malate dehydrogenase from Paracoccus denitrificans / O. Janiczek, J. Kovar, Z. Glatz // Prep. Biochem. -1993.-V.23,№3.-P. 285-301.

110. Jurgensen S.R. Active subunits in hybrid-modified malate dehydrogenase / S.R. Jurgensen, J.H. Harrison // J. Biol Chem. 1982. - V. 257, № 1. - P. 569574.

111. Kinetic stabilization of Bacillus licheniformis-amylase through introduction of hydrophobic residues at the surface / M. Machius et al. // J. Biol. Chem. 2003. -V. 278. - P. 11546-11553.

112. Kirby R.R. Cloning and primary structure of putative cytosolic and mitochondrial malate dehydrogenase from the mollusc Nucella lapillus (L.) / R.R. Kirby // Gene. 2000. - 245. - P. 81-88.

113. Kitto G.B. Malate dehydrogenase l.A survey of molecular size measured by gel filtration /G.B. Kitto, J. Everse, W.H. Murphey, N. Kaplan // Biochemistry. -1967.-V. 6№2-P.15-19.

114. Kornberg H. L. The formatioin of isocitratase by the Athiorhodaceae / H. L. Kornberg, J. Lascelles // J. Gen. . Microbiol. 1960. - V. 23, P*. 511-517.

115. Kristjansson H. Purification and properties of malate dehydrogenase from the extreme thermophile Bacillus caldolyticus / H. Kristjansson, C. Ponnamperuma // Orig. Life.- 1980.-V. 10, №2.-P. 185-192.

116. Kuijk B.L. Purification and characterization of malate dehydrogenase from the syntrophic propionate-oxidizing bacterium strain MPOB / B.L. Kuijk, A.J. Stams //FEMS Microbiol. Lett. 1996. -V. 144, № 2-3. - P. 141-144.

117. Kutzenko A.S. Conserved supersecondary structural motif in DNA-dependent dehydrogenases / A.S. Kutzenko, V.S. Lamzin, V.O. Popov // FEBS Lett. 1998. -V. 423.-P. 105-109

118. Kwak K.H. Localization and characteristics of lactate and malate dehydrogenase in the sparganum and adult worm of Spirometra erinacei. / K.H.

119. Kwak, E.W. Cheon, C.H. Kim // Korean J. Parasitol. 1996. - V. 34, № 1. - P. 59-68.

120. Labrou N.E. Dye-affinity labeling of bovine heart mitochondrial malate dehydrogenase and study of the NADH-binding site / N.E. Labrou, E. Eliopoulos, Y.D. Clonis // Biochem. J. 1996. - V. 315, № 2. - P. 687-693.

121. Labrou N.E. L-Malate dehydrogenase from Pseudomonas stutzeri: purification and characterization / N.E. Labrou, Y.D. Clonis // Arch. Biochem. Biophys.- 1997.-V. 337, № l.-P. 103-114.

122. Laemmly U.K. Cleavage of structural proteins during assembly of the head of bacteriophage T4 / U.K. Laemmly // Nature. 1970. - V. 77, № 4. - P.680-683.

123. Lang-Unnasch N. Purification and properties of Plasmodium falciparum malate dehydrogenase / N. Lang-Unnasch // Mol. Biochem. Parasitol. 1992. - V. 50, № l.-P. 17-25.

124. Large improvement in the thermal stability of a tetrameric malate dehydrogenase by single point mutations at the dimer-dimer interface / A. Bjork et. al.. //Mol. Biol. 2004. - V.341. - P. 1215-1226.

125. Lehnindger A.L. Principles of biochemistry / A.L. Lehnindger, D.L. Nelson, M.M. Cox. WH Freeman&Co, 4th Ed., 2004. - 1119 p.

126. Ma H. Malate dehydrogenase isoenzymes in Aspergillus niger / H. Ma, C.P. Kubicek, M. Rohr // FEMS Microbiol. Lett. 1982. - V. 12, №2.-P. 147-151.

127. Machado M.F. Malate dehydrogenase (MDH; EC 1.1.1.37) isozymes in tissues and callus cultures of Cereus peruvianus (Cactaceae) / M.F. Machado, A.J. Prioli, C.A. Mangolin // Biochem. Genet. 1993. - V. 31, № 3-4. - P. 167-172.

128. Mader M. Isolation of malate dehydrogenase from cell walls of Nicotina tabacum / M. Mader, P. Schloss // Plant Science Letters. 1979. - V. 17, № 1. - P. 75-80.

129. Madern D. Molecular adaptation: the malate dehydrogenase from the extreme halophilic bacterium Salinibacter rubber behaves like a non-halophilic protein / D. Madern, G. Zaccai // Biochimie. 2004. - V. 86, № 4-5. - P. 295-303.

130. Mahmoud Y.A. Purification and characterization of malate dehydrogenase from Cryptococcus neoformans / Y.A. Mahmoud, S.M. Souod, W.G. Niehaus // Arch. Biochem. Biophys. 1995. - V. 322, № 1. - P. 69-75.

131. Malate dehydrogenase: distribution, function and properties / R.A. Musrati et. al.. // Gen. Physiol. Biophys. 1998. - V. 17, № 3. - P. 193-210.

132. Malate dehydrogenases structure and function / P. Minarik et. al. // Gen. Physiol. Biophys. - 2002. - V. 21, № 3. - P. 257-265.

133. MaloneyA. P. Mitochondrial malate dehydrogenase from the thermophilic, filamentous fungus Talaromyces emersonii / A. P. Maloney, S. M. Callan, P. G. Murray, M. G. Tuohy //Eur. J. Biochem. 2004. - 271. - P. 3115-3126.

134. Mansini E. Purification and properties of mitochondrial malate dehydrogenase of Toxocara canis muscle / E. Mansini, E.G. Oestreicher, L.P. Ribeiro // Comp. Biochem. Physiol. B. 1986. -V. 85, № 1. - P. 223-228.

135. Martin A. In vitro selection of highly stabilized protein variants with optimized surface / A. Martin, V. Sieber, F.X. Schmid // J. Mol. Biol. 2001. - V. 309.-P. 717-726.

136. Mass spectrometric sequncing of proteins from silver-stained Polyacrylamide gels / A. Shevchenko et. al. // Anal. Chem. 1996. - V. 68. - P. 850-858. '

137. McAlister-Henn L. Isolation and expression of the gene encoding yeast mitochondrial malate dehydrogenase / L. McAlister-Henn, L. M. Thompson // Journal of Bacteriology. 2002. - Vol. 184, № 11. - P. 5157-5166.

138. Mitochondrial malate dehydrogenase from the thermophilic, filamentous fungus Talaromyces emersonii / A.P. Maloney et. al. // Eur. J. Biochem. -2004. -V. 271, № 15. ~P. 3115-3126.

139. Mottram J.C. Purification of particulate malate dehydrogenase and phosphoenolpyruvate carboxykinase from Leishmania mexicana / J.C. Mottram, G.H. Coombs //Biochem. Biophys. Acta. 1985. - V. 827, № 2. - P. 310-319.

140. Mullis K.B. Specific synthesis of DNA in vitro via a polymerase-catalyzed chain reaction / K.B. Mullis, F.A. Faloona // Methods Enzymol. 1987. - 155. - P. 335-350.

141. Nesterenko M.V. A simple modification of Blum's silver stain method allows for 30 minute detection of proteins in polyacrylamide gels / M.V. Nesterenko, M. Tilley, S.J. Upton // J. Biochem. Biol. 1994. - V. 28. - P. 239-242.

142. Nicholson H. Enhanced protein thermostability from designed mutations that interact with aipha-helix dipoles / H. Nicholson, W.J. Becktel, B.W. Matthews // Nature. 1988. - V. 336, № 6200. - P. 651-656.

143. Nucleotide sequence of a cDNA encoding mitochondrial malate dehydrogenase from Eucalyptus / O. Poeydomenge et. al. // Plant Physiol. -1995.-V. 107. P. 1455-1456.

144. Ocheretina O. Cloning and sequence analysis of cDNAs encoding plant cytosolic malate dehydrogenase / O. Ocheretina, R. Scheibe // Gene. 1997. - V. 199, № 1-2.-P. 145-148.

145. Oh M.K. Gene expression profiling by dna microarrays and metabolic fluxes in Escherichia coli / M.K. Oh , J.C. Liao // Biotechnol. Prog. 2000. - 16. - P. 278-286.

146. Okabayashi K. Purification and properties of mitochondrial malate dehydrogenase from unfertilized eggs of the sea urchin, Anthocidaris crassispina / K. Okabayashi, E. Nakano // J. Biochem. (Tokyo). 1984. - V. 95. - P. 16251632.

147. Okayama H. High-efficiency cloning of full-length cDNA; construction and screening of cDNA expression libraries for mammalian cells / H. Okayama // Methods Enzymol. 1987. - Vol. 154. - P. 3-28.

148. Organelle and translocatable forms of glyoxysomal malate dehydrogenase. The effect of the N-terminal presequence / B.R. Cox et. al. // Febs J. 2005. - V. 272.-P. 643-654.

149. Pfenning N.D. Uber das vitamin Bj2 — bedurfuis phototropher Schwefelbakterien / N.D. Pfenning, K.D. Lippert / Arch. Microbiol. 1966. - V. 55.-P. 245-259.

150. Powers E.T. A perspective on mechanisms of protein tetramer formation / E.T. Powers, D.L. Powers // Biophys J. 2003. - V. 85, № 6. - P. 3587-3599.

151. Probing the role of oligomerization in the high thermal stability of Pyrococcus furiosus ornithine carbamoytransferase by site specific mutants / B. Clantin et. al. // Eur. J. Biochem. 2001. - V. 268. - P. 3037-3942.

152. Probing the specificity of a trypanosomal aromatic a-hydroxy acid dehydrogenase by site-directed mutagenesis / J. Vernal et. al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. - V. 293. - P. 633-639.

153. Protein measurment with the folin pihend reagent / O.H. Lowry et. al. // J. Biologi. 1951. -V. 193. - P. 265-275.

154. Protein thermostability in extremophiles / R. Scandurra et. al. // Biochimie. 1998. - V. 80, № 11. - P. 933-941.

155. Purification and characterization of malate dehydrogenase from Streptomyces aureofaciens / D. Mikulasova et. al. // FEMS Microbiol. Lett. 1998. - V. 159, №2.-P. 299-305.

156. Purification and properties of malate dehydrogenase from the thermoacidophilic archaebacterium Thermoplasma acidophilum / W. Grossebuter et. al. // Biol. Chem. Hoppe Seyler. 1986. - V. 367, № 6. - P. 457-463.

157. Purification and properties of two malate dehydrogenases from Candida sp. N-16 grown on methanol / J. Yoshikawa et. al. II Biosci. Biotechnol. Biochem. -2001. -V. 65, № 7. P. 1659-1662.

158. Purification, characterization and overexpression of psychrophilic and thermolabile malate dehydrogenase of a novel antarctic psychrotolerant

159. Flavobacterium frigidimaris KUC-1 / T. Oikawa et al. // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2005. - V. 69, № 11. - P. 2146-2154.

160. Purification of bacterial malate dehydrogenases by selective elution from a triazinyl dye affinity column / K. Smith et. al. // Biochim. Biophys. Acta. 1982. -V. 708.-P. 17-25.

161. Rat liver mitochondrial malate dehydrogenase: purification, kinetic properties, and role in ethanol metabolism / M.S. Wiseman et. al. // Arch. Biochem. Biophys. 1991.-V. 290, №3.-P. 191-196.

162. Rice S.C. The aconitase of yeast. II crystallisation and general properties of yeast aconitase / S.C. Rice, N.G. Pon // J. Biochem. 1975. - V. 77, № 2. - P. 367-372.

163. Roderick S.L. The three dimensional structure of porcine heart mitochondrial malate dehydrogenases at 3.0-A resolution / S.L. Roderick, L.J. Banaszak // J. Biol. Chem. 1986. - V. 261. - P. 9461-9464.

164. Rogers S.O. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues / S.O. Rogers, A.J. Bendich // Plant Molecular Biology. 1985. - 5. - P. 69-67.

165. Rozen S. Primer3 on the WWW for general users and for biologist programmers / S. Rozen, H. Skaletsky // Methods Mol. Biol. 2000. - 132. - P. 365-386.

166. Roth S. Cat8 and Sip4 mediate regulated transcriptional activation of the yeast malate dehydrogenase gene MDH2 by three carbon source-responsive promoter elements/S. Roth, H.J. Schuller//Yeast.-2001.-V. 182, №2.-P. 151-162.

167. Sanyal S. C. The folding of dimeric cytiplasmic malate dehydrogenase / S. C. Sanyal, D. Bhattacharyya, C. Das Gupta // Eur. J. Biochem. 2002. - 269. - P. 3856-3866.

168. Schuelter A.R. Inheritance of malate dehydrogenase in wild pepper / A.R. Schuelter, V.W. Casali, F.L. Finger // Bragantia. 1999. - V. 58, № 1. - P. 1-6.

169. Shah H.N. Malate dehydrogenase and glucose-6-phosphate dehydrogenase, key markers for studing the genetic diversity of Actinobacillus actinomycetemcomitans / H.N. Shah, D.M. Andrews // FEMS Microbiol. Lett. -1994.-V. 122, № 1-2.-P. 69-73.

170. Site-directed mutagenesis reveals role of mobile arginine residue in lactate dehydrogenase catalysis / A.R. Clarke et. al. // Nature. 1986. - V. 324. - P. 699-702.

171. Smith K. Malate dehydrogenases from actinomycetes: structural comparison of Thermoactinomyces enzyme with other actinomycete and Bacillus enzymes / K. Smith, T.K. Sundaram, M. Kernick // J. Bacteriol. 1984. - V. 157, № 2. - P. 684687.

172. Steffan J.S. Isolation and characterization of the yeast gene encoding the MDH-3 isoenzyme of malate dehydrogenase / J.S. Steffan, L. McAlister-Henn // J. Biol. Chem. 1992. -V. 267, № 34. - P. 24708-24715.

173. Steffan, J.S. Structural and functional effects of mutations altering the subunit interface of mitochondrial malate dehydrogenase / J.S. Steffan, L. McAlister-Henn // Arch. Biochem. Biophys. 1991. - V. 287, № 2. - P. 276-282.

174. Storer A.C. Kinetic and physical properties of the L-malate-NAD+ oxidoreductase from Metanospirillum hungatii and comparison with the enzyme from other sources / A.C. Storer, G.D. Sprott, W.G. Martin // Biochem. J. 1999: -344.-P. 235-244.

175. Structural analyses of a malate dehydrogenase with a variable active site / J.K. Bell et. al. // J. Biol. Chem. 2001. - V. 276, № 33. - P: 31156-31162.

176. Structural basis for cold adaptation. Sequence, biochemical properties, and crystal structure of malate dehydrogenase from a psychrophile Aquaspirillum arcticum / S.Y. Kim et. al.. // J. Biol. Chem. 1999. - V. 274, № 17. - P. 1176111767.

177. Structural basis of substrate specificity in malate dehydrogenase: crystal structure of a ternary complex of procine cytoplasmic malate dehydrogenase, a-ketomalonate and tetrahydoDNA / A.D. Chapman et. al. // J. Mol. Biol. 1999. -V. 285.-P. 703-712.

178. Structural organization of the mouse cytosolic malate dehydrogenase gene: comparison with that of the mouse mitochondrial malate dehydrogenase gene / C. Setoyama et. al. // J. Mol. Biol. 1988. - V. 202, № 3. - P. 355-364.

179. Structure of a ternary complex of an allosteric lactate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus at 2.5 A resolution / P.G. Wigley et. al. // J. Mol. Biol. 1992. - V. 223. - P. 317-335;

180. Sutherland P. Isolation and expression of the Escherichia coli gene encoding malate dehydrogenase / P. Sutherland, L. Mc Alister-Henn // J. Bacteriol. 1985. -V. 163, №3.-P. 1074-1079.

181. Tayeh M.A. Malate dehydrogenases in< phototrophic purple bacteria: purification, molecular- weight, and quaternary structure / M.A. Tayeh, M.T. Madigan //J. Bacteriol. 1987. -V. 169, № 9.-P. 4196-4202.

182. Tayeh M.A. Malate dehydrogenases in phototrophic purple bacteria. Thermal stability, amino acid composition and immunological properties / M.A. Tayeh, M.T. Madigan // Biochem. J. 1988. - V. 252, № 2. - P. 595-600.

183. Tetrameric and dimeric malate dehydrogenase isoenzymes in Trypanosoma cruzi epimastigotes / G.R. Hunter et. al. // Mol. Biochem. Parasitol. 2000. - V. 105, №2.- P. 203-214.

184. The malate dehydrogenase isoforms from Trypanosoma brucev. subcellular 1 localization and differential expression in bloodstream and procyclic forms / A.

185. Aranda et. al. // Int. J. Parasitol. 2006. - V. 36, № 3. - P. 295-307.

186. Tiny TIM: a small tetrameric, hyperthermostable triosephosphate isomerase /

187. H. Walden et. al. // J. Mol. Biol. 2001. - V. 306. - P. 745-757.

188. Toshihiro T. Molecular cloning and mapping of a human cDNA for cytosolic malate dehydrogenase (MDH1) / T. Toshihiro, I. Johji, N. Yusuke // Genomics. -1996.-V. 32, № l.-P. 128-130.

189. Tyagi A.K. Studies on the purification and characterization of malate dehydrogenase from, Mycobacterium phlei / A.K. Tyagi, F.A. Siddiqui, T.A. Venkitasubramanian // Biochim. Biophys. Acta. 1977. - V. 485. - P. 255-267.

190. Tzachi B. Kinetic Outlier Detection (KOD) in real-time PCR / / B. Tzachi // Nucleic Acids Research. 2003. - Vol. 31. - P. 105-109.

191. Uttaro A.D. Characterisation of the two malate dehydrogenase from Phytomonas sp. Purification of the glicosomal isoenzyme / A.D. Uttaro, F.R.

192. Opperdoes // Mol. Biochem. Parasitol. 1997. - V. 89, № 1. - P. 51-59.i

193. Veeger C.B. Succinate dehydrogenase / C.B. Veeger, B.W. Devatanin // Meth. enzyme citric acid cycle. 1969. - V. 23. - P. 81-90.

194. Vessal M. Partial purification and comparison of the kinetic properties of ovine liver Echinococcus granulosus hydatid cyst fluid malate dehydrogenase and the cytoplasmic enzyme from the host liver / M. Vessal, N. Bambaea-Row //t

195. Comp. Biochem. Physiol. B. Biochem. Mol. Biol. 1994. - V. 107, № 3. - P. 447- 1 451.

196. Vieille C. Thermozymes / C. Vieille, D.S. Burdette, J.G. Zeikus // Biotechnol. Annu. Rev. 1996. - V. 2. - P. 1-83.

197. Waters J.K. Malate dehydrogenase from Rhizobium japonicum 31 lb-143. Bacteroids and glicin max root nodule mitochondria / J.K. Waters, D.B. Karr, D.W. Emerich // Biochemistry. 1985. - V. 24, № 23. - P. 6479-6486.

198. Yano J.K. New understandings of thermostable and peizostable enzymes / J.K. Yano, T.L. Poulos // Current Opinion in Biotechnology. 2003. - V. 14. - P. 360-365.

199. You K. Purification and properties of malate dehydrogenase from Pseudomonas testosteroni / K. You, N. Kaplan // J. Bacteriol. 1975. - V. 123, № 2.-P. 704-716.

200. Yueh A.Y. Purification and molecular properties of malate dehydrogenase from the marine diatom Nitzchia alba / A.Y. Yueh, C.S. Chung, Y.K. Lai // Biochem. J. 1989. - V. 258, № 1. - P. 221-228.

201. Zenka J. Purification and properties of cytoplasmic malate dehydrogenase from Taenia crassiceps (Zeder, 1800) cysticerci / J. Zenka, J. Prokopic // Folia Parasitol. (Praha). 1989. -V. 36, № 1. - P. 59-65.

202. Zhao H. Directed evolution converts subtilisin E into a functional equivalent of thermitase / H. Zhao, F.H. Arnold // Protein Eng. 1999. - V. 12. - P. 47-53.