Липиды термофильных бактерий Новой Зеландии тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Лагутин, Кирилл Александрович

• Лагутин, Кирилл Александрович
• кандидат химических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат химических наук Лагутин, Кирилл Александрович

ОГЛАВЛЕНИЕ

Введение

1. Литературный обзор

1.1. Термофильные бактерии

1.1.1. Открытие термофильных бактерий

1.1.2. Термофильные бактерии Новой Зеландии

1.2. Липиды бактерий

1.2.1. Жирные кислоты бактерий

1.2.2. Полярные липиды бактерий

1.3. Липиды термофильных бактерий

1.3.1. Липиды бактерий родов Thermus и Meiothermus

1.3.2. Липиды бактерий класса Bacilli

1.3.3. Липиды бактерий класса Clostridia

1.3.4. Липиды бактерий типа Cyanobacteria

1.3.5. Уникальные фосфогликолипиды, построенные на основе фосфатидилглицероилалкиламина

2. Обсуждение результатов

2.1. Липиды бактерии вида Chthonomonas calidirosea

2.1.1. Содержание общих липидов

2.1.2. Состав жирных кислот

2.1.2. Состав простых липидов

2.1.2.1. Состав нейтральных липидов

2.1.2.2. Состав бактериогопанполиолов

2.1.3. Состав фосфолипидов

2.1.3.1. Липиды Е и el

2.1.3.2. Липиды L и 11

2.1.3.3. Липиды М и N

2.1.3.4. Липиды Q и S

2.1.3.5. ЛипидыОиР

2.1.3.6. Определение структур гликозилированных фосфатидилглицероилалкиламинов методами ЯМР

2.1.3.7. Сравнение фосфолипидов бактерии вида С. calidirosea с

фосфолипидами бактерий видов ThermuslMeiothermus spp. и Deinococcus spp

2.2. Липиды бактерий видов Meiothermus ruber и Thermus spp

2.2.1. Содержание общих липидов

2.2.2. Состав жирных кислот

2.2.3. Состав фосфолипидов

2.2.4. Обнаружение биологического загрязнения методом 31Р-ЯМР

2.3. Липиды бактерии вида Thermogemmatispora sp. (штамм Т81)

2.3.1. Содержание общих липидов

2.3.2. Состав жирных кислот

2.3.3. Состав нейтральных липидов

2.3.4. Состав фосфолипидов

3. Экспериментальная часть

3.1. Биологические объекты

3.2. Реактивы и материалы

3.3. Приборы и оборудование

3.4. Экстракция общих липидов

3.5. Приготовление производных липидов

3.5.1. Метиловые эфиры ЖК (МЭЖК)

3.5.2. Пиррол ид иды ЖК

3.5.3. Гидрирование ЖК (липидов)

3.5.4. Раскрытие циклопропанового кольца

3.5.5. Диметилдисульфидные аддукты моноеновых МЭЖК

3.5.6. Диметилдисульфидные аддукты алкенов

3.5.7. Триметилсилильные прозводные гидрокси жирных кислот

3.5.8. Перацетилирование полярных липидов

3.5.9. Де-О-ацилирование полярных липидов

3.6. Анализ гликозильных групп гликолипидов

3.7. Колоночная хроматография

3.7.1. Разделение МЭЖК по степение ненасыщенности

3.7.2. Фракционирование липидов С. calidirosea

3.8. Препаративная ВЭЖХ

3.8.1. Выделение свободных жирных кислот

3.8.2. Выделение индивидуальных МЭЖК

3.8.2. Выделение индивидуальных фосфолипидов

3.9. Тонкослойная хроматография (ТСХ)

3.9.1. Системы растворителей для ТСХ

3.9.2. Обнаружение веществ на ТСХ-пластинках

3.10. Количественное определение содержания фосфолипидов с использованием ядерного магнитного резонанса на ядрах 31Р (3,Р-ЯМР)

3.11. Газожидкостная хроматография

3.12. Газожидкостная хроматография — масс-спектрометрия

3.13. Анализ аминокислот

4. Выводы

5. Список цитируемой литературы

6. Приложения

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Липиды термофильных бактерий Новой Зеландии»

Введение

Актуальность проблемы. Важность исследования липидов термофильных бактерий определяется как интересами фундаментальной науки, так и прикладными задачами. На сегодняшний день информация о составе жирных кислот и полярных липидов широко используется для таксономических целей на всех уровнях, от вида до типа. Некоторые липиды, обнаруженные у термофильных бактерий, обладают биологической активностью. Новые, необычные полярные липиды указывают на наличие еще неизвестных биосинтетических путей. Присутствие известных ранее липидов свидетельствует о наличии ферментов, функционирующих при высоких температурах, аналогичных найденным ранее у мезофильных организмов.

К сожалению, о составе липидов большей части описанных термофильных бактерий либо ничего неизвестно, либо эти сведения носят фрагментарный характер. Большая часть известной информации опубликована микробиологами в связи с требованиями к описанию новых видов. Благодаря этому информация о жирных кислотах недавно описанных бактерий доступна, хотя и не всегда достоверна, поскольку обычно используемые в таких случаях автоматизированные системы позволяют обнаружить лишь уже известные соединения, но не могут помочь в случае обнаружения новых, ранее неизвестных соединений.

Таким образом, получение новых фундаментальных знаний о составе липидов термофильных бактерий, включая установление строения новых липидов, является актуальной темой современной биохимии липидов.

Новая Зеландия, наряду с Йеллоустонским национальным парком (США), Камчаткой (Россия) и Исландией является районом мира, богатым геотермальными зонами - местообитанием термофилов, что открывает широкие возможности для исследований в области биохимии липидов термофильных бактерий.

Цели и задачи исследования. Целью настоящей работы являлся анализ и установление строения неизвестных ранее липидов, обнаруженных нами в некоторых недавно культивированных термофильных бактериях, выделенных из геотермальных зон Новой Зеландии. Для достижения вышеописанной цели были поставлены следующие задачи:

1. Определить состав жирных кислот и фосфолипидов впервые культивированных термофильных бактерий видов СЫЪопотопа$ саИЖго&еа и Thermogemmaíispora эр. (штамм Т81)

2. Установить структуры неизвестных ранее жирных кислот и фосфолипидов бактерий видов С. calidirosea и Thermogemmatispora sp. (штамм Т81).

3. Определить структуру главного фосфолипида (PL2) бактерий видов Meiothermus ruber и Thermus spp. и уточнить строение фосфогликолипидов этих бактерий.

4. Оценить возможность использования обнаруженных жирных кислот и фосфолипидов для хемосистематики.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Ненасыщенные ЖК бактерии вида С. calidirosea представлены только Д5-моноенами. Бактерия также содержит новую циклопропановую кислоту - 5,6-метилен гексадекановую кислоту.

2. Бактерия вида Thermogemmatispora sp. (штамм Т81) содержит ряд ранее не описанных диметилразветвленных кислот, включая 12,17-диметилоктадекановую кислоту. Данная кислота является хемотаксономическим маркером для бактерий рода Thermogemmatispora.

3. Бактерия вида С. calidirosea содержит уникальные фосфогликолипиды, построенные на основе фосфатидил-Ы-глицероилалкиламина, сходные по строению с фосфогликолипидами бактерии вида Deinococcus radiodurans.

4. Впервые установлены структуры фосфолипидов бактерий видов М. ruber и Т. filiformis. Структура главного фосфолипида (PL2) установлена как N-ацетилглюкозаменил фосфатидилглицероилалкиламин и его аналог, построенный на 1,2-диоле.

5. На примере бактерий видов Geobacillus stearothermophilus, М. ruber и Thermus spp. было показано, что фосфолипиды бактерий могут являтся более эффективными маркерами таксономического положения, чем жирные кислоты.

Научная новизна и практическая значимость работы. Впервые был определен состав жирных кислот бактерий видов С. calidirosea и Thermogemmatispora sp. (штамм Т81). Методами масс-спектрометрии и ЯМР были установлены структуры девяти неизвестных ранее жирных кислот. Был определен состав простых липидов бактерий видов С. calidirosea и Thermogemmatispora sp. (штамм Т81). Было показано, что простые липиды бактерии вида С. calidirosea содержат набор терпеноидов - производных сквалена. включая частично и полностью циклизованные производные. Впервые был

определен состав фосфолипидов бактерий видов С. calidirosea, Thermogemmatispora sp. (штамм Т81), и установлено строение главного фосфолипида бактерий видов М. ruber и Thermus spp. Фосфолипиды бактерии вида С. calidirosea были идентифицированы с использованием методов химической модификации, масс-спектрометрии и ЯМР-спектроскопии как фосфатидил-К-глицероилал кил амины с различным гликозилированием. Это первое обнаружение подобных липидов за пределами типа Deinococcus-Thermus. Для каждого фосфолипида был впервые обнаружен аналог, содержащий гидроксилированный алкиламин. Из 10 описанных липидов лишь 2 были описаны ранее у бактерии вида D. radiodurans. /^-конфигурация глицериновой кислоты была установлена с использованием 31Р-ЯМР и синтетических аналогов. Установлена структура главного фосфолипида бактерий видов М. ruber и T. filiformis, последние 30 лет традиционно обозначавшегося как PL2 - 2'-0-(1,2-диацил-лт7-глицеро-3-фосфо)-3'-С-(а-Л/-ацетил-глюкозаминил)-/У-глицероил алкиламин. Впервые

фосфатидилглицероилалкиламин и глюкозаминил фосфатидилглицероилалкиламин были обнаружены в бактериях родов Thermus и Meiothermus.

Полученные данные по составу жирных кислот могут быть использованы для хемосистематики бактерий на уровне рода. На примере бактерий родов Meiothermus и Thermus было показано, что в некоторых случаях фосфолипиды могут быть более предпочтительными маркерами таксономического положения, чем жирные кислоты. Также нами показана возможность использования 31Р-ЯМР для установления стереохимических особенностей строения фосфолипидов, что может быть использовано при исследовании строения неизвестных фосфолипидов.

Апробация работы. Основные результаты были представлены на 102-й ежегодной конференции the American Oil Chemists' Society (Цинциннати, США, 2011), 8-м ежегодном конгрессе the European Federation for the Science and Technology of Lipids (Мюнхен, Германия, 2010), 9-м ежегодном конгрессе the European Federation for the Science and Technology of Lipids (Роттердам, Нидерланды, 2011).

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из Введения, Литературного обзора, Обсуждения результатов, Экспериментальной части, Выводов, Списка цитируемой литературы и Приложений. Работа изложена на 147 страницах, содержит 9 таблиц и 53 рисунка. Список литературы включает 249 цитируемые работы.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 3 статьи в зарубежных рецензируемых журналах, рекомендованных ВАК РФ, и 8 тезисов докладов в материалах научных конференций.

Благодарности. Автор выражает искреннюю благодарность своим руководителям чл.-корр. РАН В.Е. Васьковскому и к.х.н. М.В. Высоцкому за поддержку на всех этапах выполнения диссертационной работы; Dr. A. MacKenzie за помощь в интерпретации ЯМР спектров; Dr. J. Ryan за выращивание микробиальной биомассы для исследований; Dr. G. Painter, Dr. В. Dyer и Dr. В. Compton за предоставление синтетических образцов; Dr. Y. Lu за получение масс-спектров (ESI-MS); Dr. Н. Wong за запись ЯМР спектров; Dr. I. Sims за помощь в ГЖХ-МС анализе моносахаридов; Dr. К. Johnson за аминокислотный анализ; Dr. М. Stott, Dr. X. Morgan и Karen Houghton за предоставление образцов термофильных бактерий.

Список сокращений:

COSY -корреляционная спектроскопия

ESI-MS -электроспрей-ионизационная масс-спектрометрия

НМВС -гетероядерная многополосная корреляция

HSQC - гетероядерная одноквантовая корреляция

TOCSY -тотальная корреляционная спектроскопия

БГП — бактериогопанпентол

БГТ — бактериогопантетрол

ВЭЖХ — высокоэффективная жидкостная хроматография

ГЖХ — газожидкостная хроматография

ГЖХ-МС — газовая хроматография-масс-спектрометрия

ДГК — докозагексаеновая кислота

ДФГ — дифосфатидилглицерин

ДМДС — диметилдисульфидные аддукты

МЭЖК — метиловые эфиры жирных кислот

ТСХ — тонкослойная хроматография

ФГ — фосфатидилглицерин

ФГАА — фосфатидилглицероилалкиламин

ФИ — фосфатидилинозитол

ФИМ — фосфатидилинозитол маннозид

ФС — фосфатидилсерин ФХ — фосфатидилхолин ФЭ — фосфатидилэтаноламин ЭДЦ — эквивалентная длина цепи ЭПК — эйкозапентаеновая кислота ЯМР — ядерный магнитный резонананс

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Лагутин, Кирилл Александрович

4. Выводы

1. Определен состав жирных кислот термофильных бактерий видов Chthonomonas calidirosea и Thermogemmatispora sp. (штамм Т81). Установлены структуры девяти неизвестных ранее жирных кислот. Показано, что 12,17-диметилоктадекановая кислота является хемотаксономическим маркером для бактерий рода Thermogemmatispora. Определен состав простых липидов термофильных бактерий видов С. calidirosea и Thermogemmatispora sp. (Т81). Показано, что простые липиды бактерии вида С. calidirosea содержат производные сквалена, включая частично и полностью циклизованные производные. Также показано, что простые липиды бактерии вида Thermogemmatispora sp. (Т81) содержат насыщенные и мононенасыщенные углеводороды.

2. Впервые определен состав фосфолипидов термофильных бактерий видов С. calidirosea и Thermogemmatispora sp. (Т81). Показано, что бактерия вида С. calidirosea содержит уникальные фосфогликолипиды, построенные на основе фосфатидил-/?-глицероилалкиламина и фосфатидил-7?-глицероил-3-гидроксиалкиламина. ФГАА в бактерии вида С. calidirosea были обнаружены в свободном виде, а также модифицированными следующими гликозильными остатками - ксилоза, глюкоза, N-ацетилглюкозамин и TV-аланилглюкозамин. Из 10 обнаруженных в бактерии вида С. calidirosea липидов лишь 2 были описаны ранее.

3. Установлена структура главного фосфолипида (PL2) бактерий видов Meiothermus ruber и Т. filiformis как 2'-<9-(1,2-диацил-£я-глицеро-3-фосфо)-3'-0-(ок/У-ацетил-глюкозаминил)-]У-глицероил алкиламин и его аналог построенный на базе 1,2-алкилдиола - 2'-<9-(2-ацилалкилдиол-1 -фосфо)-3 '-0-(а-Л^-ацетил-глюкозаминил)-А^-глицероил алкиламин.

4. На примере бактерий видов Geobacillus stearothermophilus, M. ruber и Thermus spp. показано, что фосфолипиды бактерий могут являтся более эффективными маркерами таксономического положения, чем жирные кислоты.

5. Показана возможность использования 3,Р-ЯМР для установления особенностей строения фосфолипидов, что может быть использовано при. исследовании строения неизвестных фосфолипидов.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Лагутин, Кирилл Александрович, 2013 год

5. Список цитируемой литературы

1. Ray Р.Н., White D.C., Brock T.D. Effect of temperature on the fatty acid composition of Thermus aquaticus. II J. Bacteriol. 1971. Vol. 106, № 1. P. 25-30.

2. Kaneda T. Iso- and anteiso-fatty acids in bacteria: biosynthesis, function, and taxonomic significance. // Microbiol.Rev. 1991. Vol. 55, № 2. P. 288-302.

3. Russel N. Mechanisms of thermal adaptation in bacteria: blueprints for survival // Trends Biochem. Sci. 1984. Vol. 9, № 3. P. 108-112.

4. Russell N.J., Fukunaga N. A comparison of thermal adaptation of membrane lipids in psychrophilic and thermophilic bacteria // FEMS Microbiol. Lett. 1990. Vol. 75, № 2-3. P.171-182.

5. Suutari M., Laakso S. Microbial fatty acids and thermal adaptation. // Crit. Rev. Microbiol. 1994. Vol. 20, № 4. P. 285-328.

6. Luzzati V. et al. Polar lipids of thermophilic prokaryotic organisms: chemical and physical structure. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 1987. Vol. 16. P. 25-47.

7. Langworthy T. Lipids of bacteria living in extreme enviroments // In Bronner F., Kleinzeller A. (Eds) Current Topics in membranes and transport. Academic Press. New York. 1982. P. 45-78.

8. Wilson Z.E., Brimble M.A. Molecules derived from the extremes of life // Nat. Prod. Rep. 2009. Vol. 26, № l.P. 44-71.

9. Yang F.-L., Yang Y.-L., Wu S.-H. Structure and function of glycolipids in thermophilic bacteria. // In Wu A.M. (Ed) Advances in experimental medicine and biology: The Molecular Immunology of Complex Carbohydrates-3. Springer. London. 2011. Vol. 705. P.367-380.

10. Pikuta E.V, Hoover R.B., Tang J. Microbial extremophiles at the limits of life. // Crit. Rev. Microbiol. 2007. Vol. 33, № 3. P. 183-209.

11. Hou S., Makarova K.S., Saw J.H., Senin P., Ly B.V., Zhou Z., Ren Y., Wang J., Galperin M.Y., Omelchenko M.V., Wolf Y.I., Yutin N., Koonin E.V., Stott M.B., Mountain B.W., Crowe M.A., Smirnova A.V., Dunfield P.F., Feng L., Wang L., Alam M. Complete genome sequence of the extremely acidophilic methanotroph isolate V4, Methylacidiphilum infer nor um, a representative of the bacterial phylum Verrucomicrobia II Biol. Direct. 2008. Vol. 3, № 26.

12. Martin W., Baross J., Kelley D., Russell M.J. Hydrothermal vents and the origin of life // Nat. Rev. Micro. 2008. Vol. 6, № 11. P.805-814.

13. Blochl E., Rachel R., Burggraf S. Pyrolobus fumarii, gen. and sp. nov., represents a novel group of archaea, extending the upper temperature limit for life to 113°C // Extremophiles. 1997. Vol. 1,№ 1. P. 14-21.

14. Kashefi K., Lovley D.R. Extending the upper temperature limit for life. // Science. 2003. Vol. 301, № 5635. P. 934.

15. Rothschild L.J., Mancinelli R.L. Life in extreme environments. // Nature. 2001. Vol. 409, №6823. P. 1092-1101.

16. McNaught A.D. and Wilkinson A. (Eds). IUPAC Compendium of Chemical Terminology // Blackwell Scientific Publications. Oxford. 1997.

17. Moro I., Rascio N., La Rocca N., Sciuto K., Albertano P., Bruno L., Andreoli C. Polyphasic characterization of a thermo-tolerant filamentous cyanobacterium isolated

^from the Euganean thermal muds (Padua, Italy) // Eur. J. Phycol.. 2010. Vol. 45, № 2. P. 143-154.

18. Brock T.D. Life at high temperatures // Science. 1967. Vol. 158, № 3804. P. 1012.

19. Miquel P. Monographie d'un bacille vivant au-dela de 70 uC. // Ann. Micrographic. 1888. Vol. l.P. 3-10.

20. Gaughran E.R. The thermophilic microorganisms. // Bacteriol. Rev.. 1947. Vol. 11, № 3. P. 189-225.

21. Donk P.J. A Highly Resistant Thermophilic Organism. // Journal of bacteriology. 1920. Vol. 5, №4. P. 373-374.

22. Setchell W.A. The upper temperature limits of life. // Science. 1903. Vol. 17, № 441. P. 934-937.

23. Brock T.D. The road to Yellowstone-and beyond. // Armu. Rev. Microbiol. 1995. Vol. 49. P. 1-28.

24. Brock T.D. Knots in Leucothrix mucor II Science. 1964. Vol. 144, № 3620. P. 870-872.

25. Brock T.D., Freeze H. Thermus aquaticus gen. n. and sp. n., a nonsporulating extreme thermophile. // J. Bacteriol. 1969. Vol. 98, № 1. P. 289-297.

26. Saiki R.K., Gelfand D.H., Stoffel S., Scharf S.J., Higuchi R., Horn G.T., Mullis K.B., Erlich H.A. Primer-directed enzymatic amplification of DNA with a thermostable DNA polymerase // Science. 1988. Vol. 239, № 4839. P. 487-491.

27. Brock T.D., Brock K.M., Belly R.T., Weiss R.L. Sulfolobus: a new genus of sulfur-oxidizing bacteria living at low pH and high temperature. // Arch. Mikrobiol. 1972. Vol. 84, № l.P. 54-68.

28. Brock T.D., Brock M.L. Temperature Optima for Algal Development in Yellowstone and Iceland Hot Springs //Nature. 1966. Vol. 209, № 5024. P. 733-734.

29. Brock T.D., Brock M.L. Microbiological studies of thermal habitats of the central volcanic region, North Island, New Zealand // N. Z. J. Mar. Freshwater Res. 1971. Vol. 5, № 2. P. 233-258.

30. Niehaus F., Bertoldo C., Káhler M., Antranikian G.l. Extremophiles as a source of novel enzymes for industrial application. // Appl. Microbiol. Biotechnol.. 1999. Vol. 51, № 6. P. 711-729.

31. Haki G.D., Rakshit S.K. Developments in industrially important thermostable enzymes: a review. // Bioresour. Technol. 2003. Vol. 89, № 1. P. 17-34.

32. Demirjian D.C., Morís-Varas F., Cassidy C.S. Enzymes from extremophiles // Curr. Opin. Chem. Biol. 2001. Vol. 5, № 2. P. 144-151.

33. Rappé M.S., Giovannoni S.J. The uncultured microbial majority. // Annu. Rev. Microbiol. 2003. Vol. 57. P. 369-394.

34. Woese C.R., Fox G.E. Phylogenetic structure of the prokaryotic domain: the primary kingdoms. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1977. Vol. 74, № 11. P. 5088-5090.

35. Hugenholtz P., Pitulle C., Hershberger K.L., Pace N.R. Novel division level bacterial diversity in a Yellowstone hot spring // J. Bacteriol. 1998. Vol. 180, № 2. P. 366-376.

36. Anitori R.P.. Trott C., Saul D.J., Bergquist P.L., Walter M.R. A culture-independent survey of the bacterial community in a radon hot spring // Astrobiology. 2002. Vol. 2, № 3. P. 255-270.

37. Miller S.L., Lazcano A. The origin of life-did it occur at high temperatures? // J. Mol. Evol. 1995. Vol. 41. P. 689-692.

38. Cavicchioli R. Extremophiles and the search for extraterrestrial life // Astrobiology. 2002. Vol. 2, № 3. P. 281-292.

39. Chapman V.J., Thompson R., Segar E. Checklist of the freshwater algae of New Zealand // Trans. R. Soc. N. Z. 1957. Vol. 84. P. 695-747.

40. Kaplan I. Evidence of microbiological activity in some of the geothermal regions of New Zealand //N. Z. J. Sci. Technol. 1956. Vol. 37, № 6. P. 639-662.

41. Winterbourn M. The distribution of algae and insects in hot spring thermal gradients at Waimangu, New Zealand // N. Z. J. Mar. Freshwater Res. 1969. Vol. 3, № 3. P. 459-^65.

42. Heinen W., Lauwers A.M., Mulders J.W.M. Bacillus flavothermus, a newly isolated facultative thermophile // Antonie Van Leeuwenhoek. 1982. Vol. 48, № 3. P. 265-272.

43. Pikuta E., Lysenko A., Chuvilskaya N., Mendrock U., Hippe H., Suzina N., Nikitin D., Osipov G., Laurinavichius K. Anoxybacillus pushchinensis gen. nov., sp. nov., a novel anaerobic, alkaliphilic, moderately thermophilic bacterium from manure, and description of Anoxybacillus flavitherms comb. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. Vol. 50, № 6. P. 2109-2117.

44. Hickey C.W., Daniel R.M. The Electron Transport System of an Extremely Thermophilic Bacterium // J. Gen. Microbiol. 1979. Vol. 114, № 1. P. 195-200.

45. Guy G.R., Daniel R.M. The purification and some properties of a stereospecific D-asparaginase from an extremely thermophilic bacterium, Thermus aquaticus II Biochem. J. 1982. Vol. 203, № 3. P. 787-790.

46. Jansen G.J., Daniel R.M., Nicholson B.K., Morgan H.W. Membrane phase transitions and succinate oxidase activity in an extremely thermophilic bacterium // Biochim. Biophys. Acta, Biomembr. 1982. Vol. 685, № 2. P. 191-195.

47. Cowan D.A., Daniel R.M. A modification for increasing the sensitivity of the casein-agar plate assay: a simple semiquantitative assay for thermophilic and mesophilic proteases // J. Biochem. Biophys. Methods. 1982. Vol. 6, № 1. P. 31-37.

48. Cowan D.A., Daniel R.M. Purification and some properties of an extracellular protease (caldolysin) from an extreme thermophile // Biochim. Biophys. Acta, Protein Struct. Mol. Enzymol. 1982. Vol. 705, № 3. P. 293-305.

49. Hudson J.A., Morgan H.W., Daniel R.M. Isolation and characterisation of a new caldoactive filamentous bacterium // FEMS Microbiol. Lett. 1984. Vol. 22, № 2. P. 149153.

50. Cowan D.A., Daniel R.M., Martin A.M., Morgan H.W. Some properties of a beta-galactosidase from an extremely thermophilic bacterium. // Biotechnol. Bioeng. 1984. Vol. 26, № 10. P. 1141-1145.

51. Castenholz R.W. The effect of sulfide on the blue-green algae of hot springs. I. New Zealand and Iceland // J. Phycol. 1976. Vol. 12. P. 54-68.

52. Castenholz R.W., Utkilen H.C. Physiology of sulfide tolerance in a thermophilic Oscillatoria II Arch. Microbiol. 1984. Vol. 138, № 4. P. 299-305.

53. Castenholz R.W. The green sulfur and nonsulfur bacteria of hot springs // In Olson J.M., Ormerod J.G., Amesz J., Stackebrandt E., Triiper H.G. (Eds) Green Photosynthetic Bacteria. Plenum Press. New York. 1988. P. 243-255.

54. Castenholz R.W., Bauld J., Jorgenson B.B. Anoxygenic microbial mats of hot springs: Thermophilic Chlorobium sp. // FEMS Microbiol. Ecol. 1990. Vol. 74, № 4. P. 325-336.

55. Garcia-Pichel F., Castenholz R.W. Comparative anoxygenic photosynthetic capacity in 7 strains of a thermophilic cyanobacterium // Arch. Microbiol. 1990. Vol. 153, № 4. P. 344351.

56. Wahlund T.M., Woese C.R., Castenholz R.W., Madigan M.T. A thermophilic green sulfur bacterium from New Zealand hot springs, Chlorobium tepidum sp. nov. // Arch. Microbiol. 1991. Vol. 156, № 2. P. 81-90.

57. Miroshnichenko M.L., Gongadze G.A., Lysenko A.M., Bonch-Osmolovskaya E.A. Desulfurella multipotens sp. nov., a new sulfur-respiring thermophilic eubacterium from Raoul Island (Kermadec archipelago, New Zealand) // Arch. Microbiol. 1994. Vol. 161, № 1. P. 88-93.

58. Miroshnichenko M.L., Rainey F.A., Rhode M., Bonch-Osmolovskaya E.A. Hippea marilimci gen. nov., sp. nov., a new genus of thermophilic, sulfur-reducing bacterium from submarine hot vents // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. Vol. 49, № 3. P. 1033-1038.

59. Miroshnichenko M.L., Kostrikina N.A., Hippe H., Slobodkin A.I., Bonch-Osmolovskaya E.A. Biodiversity of thermophilic sulfur-reducing bacteria: New substrates and new habitats // Microbiology. 1998. Vol. 67, № 5. P. 563-568.

60. Dunfield P.F., Yuryev A., Senin P., Smirnova A.V., Stott M.B., Hou S., Ly B., Saw J.H., Zhou Z., Ren Y., Wang J., Mountain B.W., Crowe M.A., Weatherby T.M., Bodelier P.L., Liesack W., Feng L., Wang L., Alam M. Methane oxidation by an extremely acidophilic bacterium of the phylum Verrucomicrobia //Nature. 2007. Vol. 450, № 7171. P. 879-882.

61. Stott M.B., Crowe M.A., Mountain B.W., Smirnova A.V., Hou S., Alam M., Dunfield P.F. Isolation of novel bacteria, including a candidate division, from geothermal soils in New Zealand // Appl. Environ. Microbiol. 2008. Vol. 10, № 8. P. 2030-2041.

62. Razin S., Rottem S. (Ads). Membrane lipids of prokaryotes // Academic Press. 1982. P. 383.

63. Cronan J. Phospholipid modifications in bacteria // Curr. Opin. Microbiol. 2002. Vol. 5, №2. P. 202-205.

64. Keweloh H., Heipieper H.J. Trans unsaturated fatty acids in bacteria // Lipids. 1996. Vol. 31, №2. P. 129-137.

65. Borowitzka M.A. Microalgae as sources of essential fatty acids. // Aust. J. Biotechnol. 1988. Vol. l.P. 58-62.

66. Russell N., Nichols D. Polyunsaturated fatty acids in marine bacteria-a dogma rewritten // Microbiology. 1999. Vol. 145, № 4. P. 767-779.

67. Valentine R.C., Valentine D.L. Omega-3 fatty acids in cellular membranes: a unified concept // Prog. Lipid Res. 2004. Vol. 43, № 5. P. 383^102.

68. Gunstone, F.D., Harwood, J.L., Dijkstra, A.J. The lipid handbook. CRC Press. Boca Raton. 2007. P. 1273.

69. Grogan D.W., Cronan J.E. Cyclopropane ring formation in membrane lipids of bacteria // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1997. Vol. 61, № 4. P. 429-441.

70. Poralla K., Konig W.A. The occurrence of omega-cycloheptane fatty acids in a thermo-acidophilic bacillus // FEMS Microbiol. Lett. 1983. Vol. 16, № 2. P. 303-306.

71. Goto K., Matsubara H. Alicyclobacillus herbarius sp. nov., a novel bacterium containing omega-cycloheptane fatty acids, isolated from herbal tea // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. Vol. 52, № 1. P. 109-113.

72. Wisotzkey J.D., Jurtshuk P. Jr, Fox G.E., Deinhard G., Poralla K. Comparative sequence analyses on the 16S rRNA (rDNA) of Bacillus acidocaldarius, Bacillus acidoterrestris, and Bacillus cycloheptanicus and proposal for creation of a new genus, Alicyclobacillus gen. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1992. Vol. 42, № 2. P. 263-269.

73. Parker J.H., Smith G.A., Fredrickson H.L., Vestal J.R., White D.C. Sensitive assay, based on hydroxy fatty acids from lipopolysaccharide lipid A, for Gram-negative bacteria in sediments // Appl Environ Microbiol, 1982. Vol. 44, № 5. P. 1170.

74. Maitra S.K., Nachum R., Pearson F. Establishment of beta-hydroxy fatty acids as chemical marker molecules for bacterial endotoxin by gas chromatography-mass spectrometry//Appl. Environ. Microbiol. 1986. Vol. 52, № 3. P. 510-514.

75. Zelles L. Fatty acid patterns of phospholipids and lipopolysaccharides in the characterisation of microbial communities in soil: a review // Biol. Fertil. Soils. 1999. Vol. 29, №2. P. 111-129.

76. Busse H.J., Denner E.B., Lubitz W. Classification and identification of bacteria: current approaches to an old problem. Overview of methods used in bacterial systematics // J. Bio techno1. 1996. Vol. 47, № 1. P. 3-38.

77. Corbel M.J., Brinley Morgan W.J. Proposal for Minimal Standards for Descriptions of New Species and Biotypes of the Genus Brucella II Int. J. Syst. Bacteriol. 1975. Vol. 25, № 1. P. 83-89.

78. Freney J., Kloos W.E., Hajek V., Webster J.A., Bes M., Brun Y., Vernozy-Rozand C. Recommended minimal standards for description of new staphylococcal species // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. Vol. 49, № 2. P. 489-502.

79. Logan N.A., Berge O., Bishop A.H., Busse H.J., De Vos P., Fritze D., Heyndrickx M., Kämpfer P., Rabinovitch L., Salkinoja-Salonen M.S., Seidin L., Ventosa A. Proposed minimal standards for describing new taxa of aerobic, endospore-forming bacteria // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. Vol. 59, № 8. P. 2114-2121.

80. Schumann P., Kämpfer P., Busse H.J., Evtushenko L.I. Proposed minimal standards for describing new genera and species of the suborder Micrococcineae II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009. Vol. 59, № Pt 7. P. 1823-1849.

81. Bernardet J.F., Nakagawa Y., Holmes B. Proposed minimal standards for describing new taxa of the family Flavobacteriaceae and emended description of the family // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. Vol. 52, № 3. P. 1049-1070.

82. Sasser M. Identification of bacteria by gas chromatography of cellular fatty acids. 1990. MIDI. Technical Note #101.

83. Osterhout G.J., Shull V.H., Dick J.D. Identification of clinical isolates of gram-negative nonfermentative bacteria by an automated cellular fatty acid identification system // J. Clin. Microbiol. 1991. Vol. 29, № 9. P. 1822-1830.

84. Cronan J.E. Bacterial membrane lipids: where do we stand? // Annu. Rev. Microbiol. 2003. Vol. 57. P. 203-224.

85. Wada H., Murata N. The essential role of phosphatidylglycerol in photosynthesis. // Photosynth. Res. 2007. VoL92, № 2. P. 205-215.

86. Hoch F.L. Cardiolipins and biomembrane function // Biochim. Biophys. Acta, Biomembr. 1992. Vol. 1113, № l.P. 71-133.

87. Sohlenkamp C., López-Lara I.M., Geiger O. Biosynthesis of phosphatidylcholine in bacteria // Prog. Lipid Res. 2003. Vol. 42, № 2. P. 115-162.

88. Geiger O., González-Silva N., López-Lara I.M., Sohlenkamp C. Amino acid-containing membrane lipids in bacteria // Prog. Lipid Res. 2010. Vol. 49, № 1. P. 46-60.

89. Morita Y.S., Patterson J.H., Billman-Jacobe H., McConville M.J. Biosynthesis of mycobacterial phosphatidylinositol mannosides // Biochem. J. 2004. Vol. 378, № 2. P. 589.

90. Morita Y.S., Fukuda T., Sena C.B., Yamaryo-Botte Y., McConville M.J., Kinoshita T. Inositol lipid metabolism in mycobacteria: biosynthesis and regulatory mechanisms // Biochim. Biophys. Acta. 2011. Vol. 1810, № 6. P. 630-641.

91. Goldfíne H. Structure, biosynthesis, physical properties, and functions of the polar lipids of Clostridium // In Gross R.W. (Ed) Advances in Lipobiology, Volume 2. JAI Press Inc. London. 1997. P. 109-142.

92. Goldfíne H. The appearance, disappearance and reappearance of plasmalogens in evolution // Prog. Lipid Res. 2010. Vol. 49, № 4. P. 493-498.

93. Olsen I., Jantzen E. Sphingolipids in Bacteria and Fungi // Anaerobe. 2001. Vol. 7, № 2. P. 103-112.

94. Kates M. Glycolipids, phosphoglycolipids, and sulfoglycolipids // In Hanahan D.J. (Ed) Handbook of Lipid Research. Prenum Press. New York. 1990. P. 123-235.

95. Kopitz J. Glycolipids: structure and function // In Gabius H.-J., Gabius S. Weinheim G.S. (Eds) Glycosciences Wiley-VCH Verlag GmbH. Germany. 1996. P. 163-189.

96. Kaur D., Guerin M.E., Skovierová H., Brennan P.J., Jackson M. Biogenesis of the cell wall and other glycoconjugates of Mycobacterium tuberculosis // Adv. Appl. Microbiol. 2009. Vol. 69. P. 23-78.

97. Rezanka T., Siristova L., Melzoch K., Sigler K. N-acylated bacteriohopanehexol-mannosamides from the thermophilic bacterium Alicyclobacillus acidoterrestris II Lipids. 2011. Vol. 46, № 3. P. 249-261.

98. Rütters H., Sassb H., Cypionkab H., Rullköttera J. Phospholipid analysis as a tool to study complex microbial communities in marine sediments // J. Microbiol. Methods. 2002. Vol. 48, №2-3. P. 149-160.

99. Zinka K-G., Wilkes H., Diskoa U., Elvertc M., Horsfield B. Intact phospholipids-microbial "life markers" in marine deep subsurface sediments // Org. Geochem. 2003. Vol. 34, № 6. P. 755-769.

100. Tamaki H., Tanaka Y. Armatimonas rosea gen. nov., sp. nov., of a novel bacterial phylum, Armatimonadetes phyl. nov., formally called the candidate phylum OPIO // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. Vol. 61, № 6. P. 1442-1447.

101. Nobre M.F., Truper H.G., Da Costa M.S. Transfer of Thermus ruber (Loginova et al. 1984), Thermus silvanus (Tenreiro et al. 1995), and Thermus chliarophilus (Tenreiro et al. 1995) to Meiothermus gen. nov. as Meiothermus ruber comb, nov., Meiothermus silvanus comb, nov., and Meiothermus chliarop II Int. J. Syst. Bacteriol. 1996. Vol. 46, № 2. P. 604-606.

102. Nordström K.M., Laakso S. V. Effect of growth temperature on fatty acid composition of ten thermus strains // Appl. Environ. Microbiol. 1992. Vol. 58, № 5. P. 1656-1660.

103. Ferraz A.S., Carreto L., Tenreiro S., Nobre M.F., da Costa M.S. Polar lipids and fatty acid composition of Thermus strains from New Zealand // Antonie Van Leeuwenhoek. 1994. Vol. 66, №4. P. 357-363.

Nobre M., Carreto L., Wait R. Fatty acid composition of the species of the genera Thermus and Meiothermus II Syst. Appl. Microbiol. 1996. Vol. 19, № 3. P. 303-311.

105. Fujino Y., Kawatsu R., Inagaki F., Umeda A., Yokoyama T., Okaue Y., Iwai S., Ogata S., Ohshima T., Doi K. Thermus thermophilics TMY isolated from silica scale taken from a geothermal power plant // J. Appl. Microbiol. 2008. Vol. 104, № 1. P. 70-78.

106. Donato M.M., Seleiro E.A., Da Costa M.S. Polar lipid and fatty acid composition of strains of the genus Thermus II Syst. Appl. Microbiol. 1990. Vol. 13, № 3. P. 234-239.

107. Prado A., Da Costa M.S., Madeira V.M.C. Effect of Growth Temperature on the Lipid Composition of two Strains of Thermus sp. // Microbiology. 1988. Vol. 134, № 6. P. 1653-1660.

108. Pires A.L., Albuquerque L., Tiago I., Nobre M.F., Empadinhas N., Verissimo A., da Costa M.S. Meiothermus timidus sp. nov., a new slightly thermophilic yellow-pigmented species // FEMS Microbiol. Lett. 2005. Vol. 245, № 1. P. 39^15.

109. Chung A.P., Rainey F.A., Valente M., Nobre M.F., da Costa M.S. Thermus igniterrae sp. nov. and Thermus antranikianii sp. nov., two new species from Iceland // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. Vol. 50, № 1. P. 209-217.

110. Ray P.H., White D.C., Brock T.D. Effect of growth temperature on the lipid composition of Thermus aquaticus II J. Bacteriol. 1971. Vol. 108, № 1. P. 227-235.

111. Ferreira A.M., Wait R., Nobre M.F., da Costa M.S. Characterization of glycolipids from Meiothermus spp. // Microbiology. 1999. Vol. 145, № 5. P. 1191-1199.

112. Wait R., Carreto L., Nobre M.F., Ferreira A.M., da Costa M.S. Characterization of novel long-chain 1,2-diols in Thermus species and demonstration that Thermus strains contain both glycerol-linked and diol-linked glycolipids // J. Bacteriol. 1997. Vol. 179, № 19. P. 6154-6162.

113. Leone S., Molinaro A., Lindner B., Romano I., Nicolaus B., Parrilli M., Lanzetta R.. Hoist O. The structures of glycolipids isolated from the highly thermophilic bacterium Thermus thermophilus Samu-SAl // Glycobiology. 2006. Vol. 16, № 8. P. 766-775.

114. Yang F.L., Lu C.P., Chen C.S., Chen M.Y., Hsiao H.L., Su Y., Tsay S.S., Zou W., Wu S.H. Structural determination of the polar glycoglycerolipids from thermophilic bacteria Meiothermus taiwanensis II European journal of biochemistry / FEBS. 2004. Vol. 271, № 22. P. 4545-4551.

115. Yang Y.L., Yang F.L., Huang Z.Y., Tsai Y.H., Zou W., Wu S.H. Structural variation of glycolipids from Meiothermus taiwanensis ATCC BAA-400 under different growth temperatures // Org. Biomol. Chem. 2010. Vol. 8, № 19. P. 4252-4254.

116. Carreto L., Wait R., Nobre M.F., da Costa M.S. Determination of the structure of a novel glycolipid from Thermus aquaticus 15004 and demonstration that hydroxy fatty acids are amide linked to glycolipids in Thermus spp. // J. Bacteriol. 1996. Vol. 178, № 22. P. 6479-6486.

117. Lu T.L., Chen C.S., Yang F.L., Fung J.M., Chen M.Y., Tsay S.S., Li J., Zou W., Wu S.H. Structure of a major glycolipid from Thermus oshimai NTU-063 // Carbohydrate research. 2004. Vol. 339, № 15. P. 2593-2598.

118. Pask-Hughes R.A., Shaw N. Glycolipids from some extreme thermophilic bacteria belonging to the genus Thermus II J. Bacteriol. 1982. Vol. 149, № 1. P. 54-58.

119. Oshima M., Ariga T. Analysis of the anomeric configuration of a galactofuranose containing glycolipid from an extreme thermophile // FEBS Lett. 1976. Vol. 64, № 2. P. 440-^42.

120. Oshima M., Yamakawa T. Chemical structure of a novel glycolipid from an extreme thermophile, Flavobacterium thermophilum II Biochemistry. 1974. Vol. 13, № 6. P. 1140— 1146.

121. Kaneda T. Fatty acids of the genus Bacillus: an example of branched-chain preference // Bacteriol. Rev. 1977. Vol. 41, № 2. P. 391-418.

122. Shen P.Y., Coles E., Foote J.L., Stenesh J. Fatty acid distribution in mesophilic and thermophilic strains of the genus Bacillus II J Bacteriol. 1970. Vol. 103, № 2. P. 479-481.

123. Oshima M., Miyagawa A. Comparative studies on the fatty acid composition of moderately and extremely thermophilic bacteria // Lipids. 1974. Vol. 9, № 7. P. 476-480.

124. Aerts J.M., Lauwers A.M., Heinen W. Temperature-dependent lipid content and fatty acid composition of three thermophilic bacteria // Antonie van Leeuwenhoek. 1985. Vol. 51, №2. P. 155-165.

125. Chan M., Virmani Y.P., Himes R.H. and Akagi J.M. Spin-labeling studies on the membrane of a facultative thermophilic bacillus // J. Bacteriol. 1973. Vol. 113, № 1. P. 322-328.

126. Radledge C., Wilkinson S.G. (Eds) Microbial Lipids, 2 Volume Set edition // Academic Press. New York. 1988. P. 963.

127. Moore B.S., Floss H.G., Poralla K. Three new omega-cycloheptyl fatty acids from Alicyclobacillus cycloheptanicus and their biosynthetic interrelationships // J. Nat. Prod. 1995. Vol. 58, № 4. P. 590-593.

128. De Rosa M., Gambacorta A., Bu'lock J.D. Effects of pH and temperature on the fatty acid composition of bacillus acidocaldarius II J. Bacteriol. 1974. Vol. 117, № 1. P. 212-214.

129. Nicolaus B., Manca M.C., Lama L., Esposito E., Gambacorta A. Lipid modulation by environmental stresses in two models of extremophiles isolated from Antarctica // Polar Biology. 2001. Vol. 24, № 1. P. 1-8.

130. Caccamo D., Gugliandolo C., Stackebrandt E., Maugeri T.L. Bacillus vulcani sp. nov., a novel thermophilic species isolated from a shallow marine hydrothermal vent // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2000. Vol. 50, № 6. P. 2009-2012.

131. Clejan S., Krulwich T.A., Mondrus K.R., Seto-Young D. Membrane lipid composition of obligately and facultatively alkalophilic strains of Bacillus spp. // J. Bacteriol. 1986. Vol. 168, № l.P. 334-340.

132. MacDougall J.C., Phizackerley P.J. Isomers of glucosaminylphospatiylglycerol in Bacillus megaterium II Biochem. J. 1969. Vol. 114, № 2. P. 361-367.

133. Schaffer C., Beckedorf A.I., Scheberl A., Zayni S., Peter-Katalinic J., Messner P. Isolation of glucocardiolipins from Geobacillus stearothermophilus NRS 2004/3a // J. Bacteriol. 2002. Vol. 184, № 23. P. 6709-6713.

134. Beckedorf A.I., Schaffer C., Messner P., Peter-Katalinic J. Mapping and sequencing of cardiolipins from Geobacillus stearothermophilus NRS 2004/3a by positive and negative ion nanoESI-QTOF-MS and MS/MS // J. Mass Spectrom. 2002. Vol. 37, № 10. P. 10861094.

135. Hasegawa Y., Kawada N., Nosoh Y. Change in chemical composition of membrane of Bacillus caldolenax after shifting the growth temperature // Arch. Microbiol. 1980. Vol. 126, №2. P. 103-108.

136. Rilfors L., Wieslander A., Stahl S. Lipid and protein composition of membranes of Bacillus megaterium variants in the temperature range 5 to 70 degrees C // J. Bacteriol. 1978. Vol. 135, № 3. P. 1043-1052.

137. Lee Y.H., Oo K.C. Metabolism of phospholipids in Bacillus stearothermophilus II J. Bacteriol. 1973. Vol. 74, № 3. P. 615-621.

138. Rezanka T., Kambourova M., Derekova A., Kolouchova I., Sigler K. LC-ESI-MS/MS Identification of Polar Lipids of Two Thermophilic Anoxybacillus Bacteria Containing a Unique Lipid Pattern // Lipids. 2012. Vol. 47, № 7. P. 729-739.

139. Iwasaki H., Shimada A., Yokoyama K., Ito E.. Structure and glycosylation of lipoteichoic acids in Bacillus strains // J. Bacteriol. 1989. Vol. 171, № 1. P. 424^129.

140. Rezanka T., Siristova L., Melzoch K., Sigler K. Direct ESI-MS analysis of O-acyl glycosylated cardiolipins from the thermophilic bacterium Alicyclobacillus acidoterrestris //Chem. Phys. Lipids. 2009. Vol. 161, № 2. P. 115-121.

141. Langworthy T.A., Mayberry W.R., Smith P.F. A sulfonolipid and novel glucosamidyl glycolipids from the extreme thermoacidophile Bacillus acidocaldarius II Biochim. Biophys. Acta. 1976. Vol. 431, № 3. P. 550-569.

142. Langworthy T.A., Mayberry W.R. A 1,2,3,4-tetrahydroxy pentane-substituted pentacyclic triterpene from Bacillus acidocaldarius II Biochim. Biophys. Acta. 1976. Vol. 431, № 3. P. 570-577.

143. Poralla K., Kannenberg E., Blume A. A glycolipid containing hopane isolated from the acidophilic, thermophilic Bacillus acidocaldarius, has a cholesterol-like function in membranes // FEBS Lett.. 1980. Vol. 113, № 1. P. 107-110.

144. Chan M., Himes R.H., Akagi J.M. Fatty acid composition of thermophilic, mesophilic, and psychrophilic Clostridia// Journal of bacteriology. 1971. Vol. 106, № 3. P. 876-881.

145. Shiratori H., Sasaya K., Ohiwa H., Ikeno H., Ayame S., Kataoka N., Miya A., Beppu T., Ueda K.. Clostridium clariflavum sp. nov. and Clostridium caenicola sp. nov., moderately thermophilic, cellulose-/cellobiose-digesting bacteria isolated from methanogenic sludge // Int. J. Syst. Evol. Microbiol 2009. Vol. 59, № 7. P. 1764-1770.

146. Jung S., Zeikus J.G., Hollingsworth R.I. A new family of very long chain alpha,omega-dicarboxylic acids is a major structural fatty acyl component of the membrane lipids of Thermoanaerobacter ethanolicus 39E // J. Lipid Res. 1994. Vol. 35, № 6. P. 1057-1065.

147. Jung S., Lowe S.E., Hollingsworth R.I., Zeikus J.G. Sarcina ventriculi synthesizes very long chain dicarboxylic acids in response to different forms of environmental stress // J. Biol. Chem. 1993. Vol. 268, № 4. P. 2828-2835.

148. Jung S., Hollingsworth R.I. Structures and stereochemistry of the very long alpha, omega-bifunctional alkyl species in the membrane of Sarcina ventriculi indicate that they are formed by tail-to-tail coupling of normal fatty acids // J. Lipid Res. 1994. Vol. 35, № 11. P. 1932-1945.

149. Klein R.A., Hazlewood G.P., Kemp P., Dawson R.M. A new series of long-chain dicarboxylic acids with vicinal dimethyl branching found as major components of the lipids of Butyrivibrio spp. // Biochem J. 1979. Vol. 183, № 3. P. 691-700.

150. Lee S., Kang S., Kim J.N., Jung S. Structural Analyses of the Novel Phosphoglycolipids Containing the Unusual very Long Bifunctional Acyl Chain, a,co-13,16-Dimethyloctacosanedioate in Thermoanaerobacter ethanolicus II Bull. Korean Chem. Soc. 2002. Vol. 23, № 12. P. 1778-1784.

151. Castenholz R.W. Thermophilic blue-green algae and the thermal environment // Bacteriol. Rev. 1969. Vol. 33, № 4. P. 476-504.

152. Kiseleva L.L., Horvath I., Vigh 1., Los D.A. Temperature-induced specific lipid desaturation in the thermophilic cyanobacterium Synechococcus vulcanus II FEMS Microbiol. Lett. 1999. Vol. 175, № 2. P. 179-183.

153. Maslova I.P., Mouradyan E.A., Lapina S.S., Klyachko-Gurvich G.L., Los D.A. Lipid Fatty Acid Composition and Thermophilicity of Cyanobacteria // Russ. J. Plant Physiol. 2004. Vol. 51, № 3. P. 353-360.

154. Jing H., Liu H., Pointing S.B. Identification and characterization of thermophilic Synechococcus spp. isolates from Asian geothermal springs // Can. J. Microbiol. 2007. Vol. 53, №4. P. 480-487.

155. Mizoguchi T., Harada J., Yoshitomi T., Tamiaki H. A variety of glycolipids in green photosynthetic bacteria // Photosynth Res. 2013. Vol. 114, № 3. P. 179-188.

156. Rezanka T., Lukavsky J., Siristova L., Sigler K. Regioisomer separation and identification of triacylglycerols containing vaccenic and oleic acids, and a- and y-linolenic acids, in thermophilic cyanobacteria Mastigocladus laminosus and Tolypothrix sp. // Phytochemistry. 2012. Vol. 78. P. 147-155.

157. Marcolongo G., de Appolonia F., Venzo A., Berrie C.P., Carofiglio T., Ceschi Berrini C. Diacylglycerolipids isolated from a thermophile cyanobacterium from the Euganean hot springs // Nat. Prod. Res. 2006. Vol. 20, № 8. P. 766-774.

158. Bauersachs T., Millerb S.R., van der Meera M.T.J., Hopmansa E.C., Schoutena S., Sinninghe Damstea J.S. Distribution of long chain heterocyst glycolipids in cultures of the thermophilic cyanobacterium Mastigocladus laminosus and a hot spring microbial mat // Org. Geochem. 2013. Vol. 56, P. 19-24.

159. Omelchenko M.V., Wolf Y.I., Gaidamakova E.K., Matrosova V.Y., Vasilenko A., Zhai M., Daly M.J., Koonin E.V., Makarova K.S. Comparative genomics of Thermus thermophilics and Deinococcus radiodurans: divergent routes of adaptation to thermophily and radiation resistance // BMC Evol. Biol.. 2005. Vol. 5. P. 57.

160. Thompson B.G., Anderson R., Murray R.G. Unusual polar lipids of Micrococcus radiodurans strain Sark// Can. J. Microbiol. 1980. Vol. 26, № 12. P. 1408-1411.

161. Anderson R., Hansen K. Structure of a novel phosphoglycolipid from Deinococcus radiodurans II J. Biol. Chem. 1985. Vol. 260, № 22. P. 12219-12223.

162. Huang Y., Anderson R. Structure of a novel glucosamine-containing phosphoglycolipid from Deinococcus radiodurans II J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, № 31. P. 18667-18672.

163. Huang Y., Anderson R. Phosphatidylglyceroylalkylamine, a novel phosphoglycolipid precursor in Deinococcus radiodurans II J. Bacteriol.. 1991. Vol. 173, № 2. P. 457-^162.

164. Anderson R. Alkylamines: Novel lipid constituents in Deinococcus radiodurans II Biochim. Biophys. Acta, Lipids Lipid Metab. 1983. Vol. 753, № 2. P. 266-268.

165. Im W.T., Jung H.M., Ten L.N., Kim M.K., Bora N., Goodfellow M., Lim S., Jung J., Lee S.T. Deinococcus aquaticus sp. nov., isolated from fresh water, and Deinococcus caeni sp. nov., isolated from activated sludge // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. Vol. 58, № 10. P. 2348-2353.

166. Kämpfer P., Lodders N., Huber B., Falsen E., Busse H.J. Deinococcus aquatilis sp. nov., isolated from water // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. Vol. 58, № 12. P. 2803-2806.

167. Yang Y.L., Yang F.L., Jao S.C., Chen M.Y., Tsay S.S., Zou W., Wu S.H. Structural elucidation of phosphoglycolipids from strains of the bacterial thermophiles Thermus and Meiothermus II J. Lipid Res. 2006. Vol. 47, № 8. P. 1823-1832.

168. Tindall B.J., Sikorski J., Lucas S., Goltsman E., Copeland A., Glavina Del Rio T., Nolan M., Tice H., Cheng J.F., Han C., Pitluck S., Liolios K., Ivanova N., Mavromatis K., Ovchinnikova G., Pati A., Fähnrich R., Goodwin L., Chen A., Palaniappan K., Land M., Hauser L., Chang Y.J., Jeffries C.D., Rohde M., Göker M., Woyke T., Bristow J., Eisen J.A., Markowitz V., Hugenholtz P., Kyrpides N.C., Klenk H.P., Lapidus A. Complete genome sequence of Meiothermus ruber type strain (21) // Stand. Genomic. Sei. 2010. Vol. 3,№ l.P. 26-36.

169. Sikorski J., Tindall B.J., Lowry S., Lucas S., Nolan M., Copeland A., Glavina Del Rio T., Tice H., Cheng J.F., Han C., Pitluck S., Liolios K., Ivanova N., Mavromatis K., Mikhailova N., Pati A., Goodwin L., Chen A., Palaniappan K., Land M., Hauser L., Chang Y.J., Jeffries C.D., Rohde M., Göker M., Woyke T., Bristow J., Eisen J.A., Markowitz V., Hugenholtz P., Kyrpides N.C., Klenk H.P., Lapidus A. Complete genome sequence of Meiothermus silvanus type strain (VI-R2) // Stand. Genomic. Sei. 2010. Vol. 3, № 1. P. 37^16.

170. Huang Y., Anderson R. Enhanced immune protection by a liposome-encapsulated recombinant respiratory syncytial virus (RSV) vaccine using immunogenic lipids from Deinococcus radiodurans II Vaccine. 2002. Vol. 20, № 11-12. P. 1586-1592.

171. Andersson B.A., Holman R.T. Pyrrolidides for mass spectrometric determination of the position of the double bond in monounsaturated fatty acids // Lipids. 1974. Vol. 9,*-№ 3. P. 185-190.

172. Christie W.W., Holman R.T. Mass spectrometry of lipids. I. Cyclopropane fatty acid esters // Lipids. 1966. Vol. 1, № 3. P. 176-182.

173. Hartig C. Rapid identification of fatty acid methyl esters using a multidimensional gas chromatography-mass spectrometry database // J. Chromatogr., A. 2008. Vol. 1177, № 1. P.159-169.

174. Knothe G. NMR characterization of dihydrosterculic acid and its methyl ester // Lipids. 2006. Vol. 41, № 4. P. 393-396.

175. McCloskey J.A., Law J.H. Ring location in cyclopropane fatty acid esters by a mass spectrometric method. // Lipids. 1967. Vol. 2, № 3. P. 225-230.

176. Kaneda T. Major occurrence of cis-delta 5 fatty acids in three psychrophilic species of Bacillus // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1971. Vol. 43, № 2. P. 298-302.

177. Macmillan J.B., Molinski T.F. Majusculoic acid, a brominated cyclopropyl fatty acid from a marine cyanobacterial mat assemblage // J. Nat. Prod. 2005. Vol. 68, № 4. P. 604-606.

178. Christie W.W., Gunstone F.D., Ismail I.A., Wade L. Fatty acids, part 17. The synthesis and chromatographic and spectroscopic properties of the cyclopropane esters derived from all the methyl octadecenoates (A2-A17) // Chem. Phys. Lipids 1968. Vol. 2, № 2. P. 196202.

179. Jiao Y., Yoshihara T., Ishikuri S., Uchino H., Ichihara A. Structural identification of cepaciamide A, a novel fungitoxic compound from Pseudomonas cepacia D-202 // Tetrahedron Lett. 1996. Vol. 37, № 7. P. 1039-1042.

180. Im W.T., Hu Z.Y., Kim K.H., Rhee S.K., Meng H., Lee S.T., Quan Z.X. Description of Fimbriimonas ginsengisoli gen. nov., sp. nov. within the Fimbriimonadia class nov., of the phylum Armatimonadetes II Antonie van Leeuwenhoek. 2012.

181. Rohmer M., Bouvier-Nave P., Ourisson G. Distribution of Hopanoid Triterpenes in Prokaryotes // Microbiology. 1984. Vol. 130, № 5. P. 1137-1150.

182. Tornabene T.G., Kates M., Gelpi E., Oro J. Occurrence of squalene, di- and tetrahydrosqualenes, and vitamin MK8 in an extremely halophilic bacterium, Halobacterium cutirubrun II J. Lipid Res. 1969. Vol. 10, № 3. P. 294-303.

183. Kramer J.K., Kushwaha S.C., Kates M. Structure ditermination of the squalene, dihydrosqualene and tetrahydrosqualene in Halobacterium cutirubrum II Biochim. Biophys. Acta. 1972. Vol. 270, № 1. P. 103-110.

184. Shiojima K., Arai Y. Masuda K., Kamada T., Ageta H. Fern constituents: Polypodatetraenes, novel bicyclic triterpenoids, isolated from polypodiaceous and aspidiaceous plants // Tetrahedron Lett. 1983. Vol. 24, № 51. P. 5733-5736.

185. Douka E., Koukkou A., Drainas C., Grosdemange-Billiard C., Rohmer M. Structural diversity of the triterpenic hydrocarbons from the bacterium Zymomonas mobilis: the signature of defective squalene cyclization by the squalene/hopene cyclase // FEMS Microbiol. Lett. 2001. Vol. 199, № 2. P. 247-251.

186. Domingo V., Arteaga J.F., del Moral J.F.Q., Barrero A.F. Unusually cyclized triterpenes: occurrence, biosynthesis and chemical synthesis // Nat. Prod. Rep. 2009. Vol. 26, № l.P. 115.

187. Huanga X., Wanga C., Xuea J., Meyersc P.A., Zhanga Z., Tand K., Zhangd Z., Xie S. Occurrence of diploptene in moss species from the Dajiuhu Peatland in southern China // Org. Geochem. 2010. Vol. 41, № 3. p. 321-324.

188. Venkatesan M.I. Tetrahymanol: Its widespread occurrence and geochemical significance // Geochim. Cosmochim. Acta. 1989. Vol. 53, № 11. P. 3095-3101.

189. Taylor RF. Bacterial triterpenoids // Microbiol..Rev. 1984. Vol. 48, № 3. p. 181-198.

190. Kannenberg E.L., Poralla K. Hopanoid Biosynthesis and Function in Bacteria // Naturwissenschaften. 1999. Vol. 86, № 4. P. 168-176.

191. Kanistanon D., Hajjar A.M. Pelletier M.R., Gallagher L.A., Kalhorn T., Shaffer S., Goodlett D.R., Rohmer L., Brittnacher M.J., Skerrett S.J., Ernst R.K. A Francisella mutant in lipid A carbohydrate modification elicits protective immunity // PLoS Pathog. 2008. Vol. 4, № 2. P. e24.

192. Sahm H., Rohmer M., Bringer-Meyer S., Sprenger G.A., Welle R. Biochemistry and physiology of hopanoids in bacteria // Adv. Microb. Physiol. 1993. Vol. 35. P. 247-273.

193. Talbot H.M., Rohmer M., Farrimond P. Rapid structural elucidation of composite bacterial hopanoids by atmospheric pressure chemical ionisation liquid chromatography/ion trap mass spectrometry // Rapid Commun. Mass Spectrom. 2007. Vol. 21, №6. P. 880-892.

194. Talbot H.M., Squier A.H., Keely B.J., Farrimond P. Atmospheric pressure chemical ionisation reversed-phase liquid chromatography/ion trap mass spectrometry of intact bacteriohopanepolyols // Rapid Commun. Mass Spectrom. 2003. Vol. 17, № 7. P. 728737.

195. Renoux J.-M., .Rohmer M. Prokaryotic triterpenoids. New bacteriohopanetetrol cyclitol ethers from the methylotrophic bacterium Methylobacterium organophilum II Eur. J. Biochem. 1985. Vol. 151, № 2. P. 405-410.

196. Talbot H.M., Watson D.F., Murrell J.C., Carter J.F., Farrimond P. Analysis of intact bacteriohopanepolyols from methanotrophic bacteria by reversed-phase high-performance liquid chromatography—atmospheric pressure chemical ionisation mass spectrometry // J. Chromatogr A. 2001. Vol. 921, № 2. P. 175-185.

197. MacKenzie A., Vyssotski M., Nekrasov E. Quantitative Analysis of Dairy Phospholipids by 31P NMR // J. Am. Oil Chem. Soc. 2009. Vol. 86, № 8. P. 757-763.

198. Lombard J., Lopez-Garcia P., Moreira D. The early evolution of lipid membranes and the three domains of life //Nat. Rev. Microbiol. 2012. Vol. 10, № 7. P. 507-515.

199. Koga Y. Early Evolution of Membrane Lipids: How did the Lipid Divide Occur? // J. Mol. Evol. 2011. Vol. 72, № 3. P. 274-282.

200. Tulloch A.P. Solvent effects on the nuclear magnetic resonance spectra of methyl hydroxystearates // J. Am. Oil Chem. Soc. 1966. Vol. 43, № 12. P. 670-674.

201. Jakob B., Voss G., Gerlach H. Synthesis of (S)- and (R)-3-hydroxyhexadecanoic acid // Tetrahedron: Asymmetry. 1996. Vol. 7, № 11. P. 3255-3262.

202. Tulloch A.P., Mazurek M. 13C nuclear magnetic resonance spectroscopy of saturated, unsaturated, and oxygenated fatty acid methyl esters // Lipids. 1976. Vol. 11, № 3. P. 228-234.

203. Vyssotski M., MacKenzie A. Resolution of diastereomers of phosphatidylglycerol-based lipids by 31P-NMR // World congress on Oils and Fats & 28th ISF Congress. Sydney. -2009.

204. Anderson R., Huang Y. Fatty acids are precursors of alkylamines in Deinococcus radiodurans II J. Bacteriol. 1992. Vol. 174, № 22. P. 7168-7173.

205. Maclean L., Perry M.B., Nossova L., Kaplan H., Vinogradov E.. The structure of the carbohydrate backbone of the LPS from Myxococcus xanthus strain DK1622 // Carbohydr. Res. 2007. Vol. 342, № 16. P. 2474-2480.

206. Kannenberg E.L., Carlson R.W. Lipid A and O-chain modifications cause Rhizobium lipopolysaccharides to become hydrophobic during bacteroid development // Mol. Microbiol. 2001. Vol. 39, № 2. P. 379-392.

207. Kondakova ,A.N.; Toukach F.V., Senchenkova S.N., Arbatsky N.P., Shashkov A.S„, Rnirel Y.A., Zych K., Torzewska A., Kolodziejska K., Rozalski A., Sidorczyk Z. New structures of the O-specific polysaccharides of Proteus. 2. Polysaccharides containing O-acetyl groups // Biochemistry (Mosc). 2002. Vol. 67, № 2. P. 201-211.

208. Card G.L. Metabolism of phosphatidylglycerol, phosphatidylethanolamine, and cardiolipin of Bacillus stearothermophilus II J. Bacteriol. 1973. Vol. 114, № 3. P. 1125— 1137.

209. Gunstone F.D., Pollard M.R., Scrimgeour C.M., Gilman N.W., Holland B.C. Fatty acids. Part 48. 13C nuclear magnetic resonance studies of acetylenic fatty acids // Chem Phys Lipids. 1976. Vol. 17, № 1. P. 1-13.

210. Gunstone F.D. High resolution 13C NMR study of synthetic branched-chain acids and of wool wax acids and isostearic acid // Chem Phys Lipids. 1993. Vol. 65, № 2. P. 155-163.

211. Hedrick D.B., Peacock A.D., Long P., White D.C. Multiply methyl-branched fatty acids and diacids in the polar lipids of a microaerophilic subsurface microbial community // Lipids. 2008. Vol. 43, № 9. P. 843-851.

212. Soltani M., Metzger P., Largeau C. Fatty acid and hydroxy acid adaptation in three gramnegative hydrocarbon-degrading bacteria in relation to carbon source // Lipids. 2005. Vol. 40, № 12. P. 1263-1272.

213. Smith A., Duncan W.R. Characterization of branched-chain fatty acids from fallow deer perinephric triacylglycerols by gas chromatography-mass spectrometry // Lipids. 1979. Vol. 14, № 4. P. 350-355.

214. Yabe S., Aiba Y., Sakai Y., Hazaka M., Yokota A. Thermogemmatispora onikobensis gen. nov., sp. nov. and Thermogemmatispora foliorum sp. nov., isolated from fallen leaves on geothermal soils, and description of Thermogemmatisporaceae fam. nov. and Thermogemmatisporales ord. nov. within the class Ktedonobacteria //Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. Vol. 61, № 4. P. 903.

215. Yabe S., Aiba Y., Sakai Y., Hazaka M., Yokota A. Thermosporothrix hazakensis gen. nov., sp. nov., isolated from compost, description of Thermosporotrichaceae fam. nov. within the class Ktedonobacteria Cavaletti et al. 2007 and emended description of the class Ktedonobacteria II Int J Syst Evol Microbiol. 2010. Vol. 60, № 8. P. 1794.

216. Hsu F.F., Turk J., Owens R.M., Rhoades E.R., Russell D.G. Structural characterization of phosphatidyl-myo-inositol mannosides from Mycobacterium bovis Bacillus Calmette Guerin by multiple-stage quadrupole ion-trap mass spectrometry with electrospray ionization. I. PIMs and lyso-PIMs // J. Am. Soc. Mass Spectrom. 2007. Vol. 18, № 3. P. 466-478.

217. Cavaletti L., Monciardini P., Bamonte R., Schumann P., Rohde M., Sosio M., Donadio S. New lineage of filamentous, spore-forming, gram-positive bacteria from soil // Appl. Environ. Microbiol. 2006. Vol. 72, № 6. P. 4360^1369.

218. Lee K.C., Dunfield P.F., Morgan X.C., Crowe M.A., Houghton K.M., Vyssotski M., Ryan J.L., Lagutin K., McDonald I.R., Stott M.B.. Chlhonomonas calidirosea gen. nov., sp. nov., an aerobic, pigmented, thermophilic micro-organism of a novel bacterial class, Chthonomonadetes classis nov., of the newly described phylum Armatimonadetes originally designated candidate division OPIO // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. Vol. 61, № 10. P. 2482-2490.

219. Lewis T., Nickols P.D., McMeekin T.A. Evaluation of extraction methods for recovery of fatty acids from lipid-producing microheterotrophs // J. Microbiol. Methods. 2000. Vol. 43, №2. P. 107-116.

220. Appelqvist L.-A. A simple and convenient procedure for the hydrogenation of lipids on the micro- and nanomole scale // J. Lipid Res. 1972. Vol. 13. P. 146-148.

221. Saito T., Ochiai H. Fatty acid composition of the cellular slime mold Polysphondylium pallidum II Lipids. 1998. Vol. 33, № 3. P. 327-332.

222. Yamamoto K., Shibahara A., Nakayama T., Kajimoto G. Double-bond localization in heneicosapentaenoic acid by a gas chromatography/mass spectrometry (GC/MS) method // Lipids. 1991. Vol. 26, № 11. P. 948-950.

223. Christie W.W. Structural analysis of fatty acids // In Chrisie W.W. (Ed) Advances in Lipid Methodology, Four. Oily Press. Dunde. 1997. P. 308.

224. Vaskovsky V.E., Kostetsky E.Y., Vasendin I.M. A universal reagent for phospholipid analysis 11 J. Chromatogr., A. 1975. Vol. 114, № 1. P. 129-141.

225. Van Gent C.M., Roseleur O.J., Van Der Bijl P. The detection of cerebrosides on thin-layer chromatograms with an anthrone spray reagent // J. Chromatogr., A. 1973. Vol. 85, № 1. P. 174-176.

226. Stränsky K., Jursik T., Vitek A. Standard equivalent chain length values of monoenic and polyenic (methylene interrupted) fatty acids // J. High Resolut. Chromatogr. 1997. Vol. 20, №3. P. 143-158.

227. Donachie S.P., Christenson B.W., Kunkel D.D., Malahoff A., Alam M. Microbial community in acidic hydrothermal waters of volcanically active White Island, New Zealand // Extremophiles. 2002. Vol. 6, № 5. P. 419-425.

228. Hetzer A., McDonald I.R., Morgan H.W. Venenivibrio stagnispumantis gen. nov., sp. nov., a thermophilic hydrogen-oxidizing bacterium isolated from Champagne Pool, Waiotapu, New Zealand // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. Vol. 58, № 2. P. 398-403.

229. Schofield K.M., Hudson J.A., Morgan H.W., Daniel R.M. A thermophilic gliding bacterium from New Zealand hot springs // FEMS Microbiol. Lett. 1987. Vol. 40, № 2-3. P. 169-172.

230. Hudson J.A., Schofield K.M., Morgan H.W., Daniel R.M. Thermonema lapsum gen. nov., sp. nov., a thermophilic gliding bacterium // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1989. Vol. 39, № 4. P. 485-487.

231. Papke R.T., Ramsing N.B., Bateson M.M., Ward D.M. Geographical isolation in hot spring cyanobacteria // Environ. Microbiol. 2003. Vol. 5, № 8. P. 650-659.

232. Hudson J.A., Morgan H.W., Daniel R.M. Thermus filiformis sp. nov., a filamentous caldoactive bacterium // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1987. Vol. 37, № 4. P. 431-436.

233. Saul D.J., Rodrigo A.G., Reeves R.A., Williams L.C., Borges K.M., Morgan H.W., Bergquist P.L.. Phylogeny of twenty Thermus isolates constructed from 16S rRNA gene sequence data // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1993. Vol. 43, № 4. P. 754-760.

234. Patel B.K.C., Morgan H.W., Wiegel J., Daniel R.M. Isolation of an extremely thermophilic chemoorganotrophic anaerobe similar to Dictyoglomus thermophilum from New Zealand hot springs // Arch. Microbiol. 1987. Vol. 147, № 1. P. 21-24.

235. Ellis D.G., Weiss Bizzoco R.L., Maezato Y., Baggett J.N., Kelley S.T., Microscopic examination of acidic hot springs of Waiotapu, North Island, New Zealand // N. Z. J. Mar. Freshwater Res. 2005. Vol. 39, № 5. P. 1001-1011.

236. Patel B.K.C. Extremely thermophilic bacteria in New Zealand hot springs // PhD thesis. Waikato, 1984.

237. Patel B.K.C., Morgan H.W., Daniel R.M. Thermophilic anaerobic spirochetes in New Zealand hot springs // FEMS Microbiol. Lett. 1985. Vol. 26, № 1. P. 101-106.

238. Lee Y.J., Dashti M., Prange A., Rainey F.A., Rohde M., Whitman W.B., Wiegel J. Thermoanaerobacter sulfurigignens sp. nov., an anaerobic thermophilic bacterium that reduces 1 M thiosulfate to elemental sulfur and tolerates 90 mM sulfite // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. Vol. 57, № 7. P. 1429-1434.

239. Cook G.M., Rainey F.A., Patel B.K., Morgan H.W. Characterization of a new obligately anaerobic thermophile, Thermoanaerobacter wiegelii sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1996. Vol. 46, № 1. P. 123-127.

240. Rainey F.A., Donnison A.M., Janssen P.H., Saul D., Rodrigo A., Bergquist P.L., Daniel R.M., Stackebrandt.E., Morgan H.W. Description of Caldicellulosiruptor saccharolyticus gen. nov., sp. nov: An obligately anaerobic, extremely thermophilic, cellulolytic bacterium // FEMS Microbiol. Lett. 1994. Vol. 120, № 3. P. 263-266.

241. Liu S.-Y., Rainey F.A., Morgan H.W., Mayer F., Wiegel J. Thermoanaerobacterium aotearoense sp. nov., a slightly acidophilic, anaerobic thermophile isolated from various

hot springs in New Zealand, and emendation of the genus Thermoanaerobacterium II Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 1996. Vol. 46, № 2. P. 388-396.

242. Phoenix V.R., Renaut R.W., Jones B., Ferris F.G.. Bacterial S-layer preservation and rare arsenic-antimony-sulphide bioimmobilization in siliceous sediments from Champagne Pool hot spring, Waiotapu, New Zealand // J J. Geol. Soc. 2005. Vol. 162, № 2. P. 323331.

243. Hetzer A., Morgan H.W., McDonald I.R., Daughney C.J. Microbial life in Champagne Pool, a geothermal spring in Waiotapu, New Zealand // Extremophiles. 2007. Vol. 11, № 4. P. 605-614.

244. Stott M.B., Saito J.A., Crowe M.A., Dunfield P.F., Hou S., Nakasone E., Daughney C.J., Smirnoval A.V, Mountain B.W., Takai K., Alam M. Culture-independent characterization of a novel microbial community at a hydrothermal vent at Brothers volcano, Kermadec arc, N.ew Zealand // J. Geophys. Res., B. 2008. Vol. 113, № 8.

245. Smith B.Y., Turner S.J., Rodgers K.A. Opal-A and associated microbes from Wairakei, New Zealand: The first 300 days // Mineral. Mag. 2003. Vol. 67, № 3. p. 563-579.

246. Rainey F.A., Janssen P.H., Wild D.J.C., Morgan H.W. Isolation and characterization of an obligately anaerobic, polysaccharolytic, extremely thermophilic member of the genus Spirochaeta II Arch. Microbiol. 1991. Vol. 155, № 4. P. 396^101.

247. Aksenova H.Y., Rainey F.A., Janssen P.H., Zavarzin G.A., Morgan H.W.. Spirochaeta thermophila sp. nov., an obligately anaerobic, polysaccharolytic, extremely thermophilic bacterium // International Journal of Systematic Bacteriology. Department of Microbiology, The University of Queensland, QLD 4072, Australia, 1992. Vol. 42, № 1. Br. 175-177.

248. Patel B.K.C., Morgan H.W., Daniel R.M. Fervidobacterium nodosum gen. nov. and spec, nov., a new chemoorganotrophic, caldoactive, anaerobic bacterium // Arch. Microbiol. 1985. Vol. 141, № 1. P. 63-69.

249. Op den Camp H.J.M, Islam T., Stott M.B., Harhangi H.R., Hynes A.H., Schouten S., Jetten M.S.M., Birkeland N.-K., Aijan Pol A., Peter F. Dunfield P.F. Environmental, genomic and taxonomic perspectives on methanotrophic Verrucomicrobia II Environ. Microbiol. Rep. 2009. Vol. 1, № 5. P. 293-306.