Комплексное исследование полисахаридов и фотосинтетических пигментов красной водоросли Ahnfeltiopsis flabelliformis тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат наук Кравченко, Анна Олеговна

• Кравченко, Анна Олеговна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Кравченко, Анна Олеговна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1. Красные водоросли - источник биологически активных соединений

1.2. Фотосинтетические пигменты красных водорослей

1.3. Факторы, влияющие на содержание фотосинтетических пигментов красных водорослей

1.4. Химическая структура полисахаридов красных водорослей

1.5. Особенности структурного анализа полисахаридов красных водорослей

1.5.1. Химические методы

1.5.2. Физико-химические методы

1.5.2.1. ИК-спектроскопия с Фурье-преобразованием

1.5.2.2. Спектроскопия ,3С ЯМР

1.5.2.3. Спектроскопия 'Н ЯМР

1.5.3. Ферментативные методы

1.6. Физико-химические свойства полисахаридов красных водорослей

1.7. Факторы, влияющие на качественные и количественные характеристики полисахаридов

1.8. Области использования полисахаридов красных водорослей

1.9. Биологическая активность полисахаридов

2. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

2.1. Фотосинтетические пигменты красной водоросли А. /1аЬеШ/огт15

2.1.1. Факторы среды обитания водоросли

2.1.2. Пигментный состав водоросли А. /\abelliformis в зависимости от факторов среды ее обитания

2.2. Полисахаридный состав водоросли А. АаЬеШ/оггп1$ (карпоспорофит) в зависимости от факторов среды ее обитания

2.2.1. Содержание сухого вещества и общего растворимого белка в талломах А. /¡аЬеШ/отия

2.2.2. Количественный и качественный состав полисахаридов

2.3. Комплексное выделение фикобилипротеинов и полисахаридов водоросли А. /1аЬеШ/опп1$

2.3.1. Выделение фикобилипротеинов и полисахаридов

2.3.2. Фракционирование фикобилипротеинов

2.3.3. Химический и структурный анализ полисахаридов

2.4. Структура полисахарида, выделенного из стерильной формы А. ДаЬеШ/оптз

2.4.1. Выделение, фракционирование и химический анализ полисахаридов

2.4.2. Структурный анализ желирующего полисахарида

2.4.2.1. ИК-Фурье спектроскопия

2.4.2.2. Спектроскопия *Н и 13С ЯМР

2.4.2.3. МАЛДИ масс-спектрометрия

2.5. Структура и свойства полисахарида, выделенного из репродуктивной (карпосиорофит) формы А./1аЬеШ/огт{5

2.5.1. Выделение и фракционирование полисахаридов ионообменной хроматографией

2.5.2. Очистка полисахарида от белка

2.5.3. Структурный анализ суммарного полисахарида методом ИК-Фурье спектроскопии

2.5.4. Фракционирование и химический анализ полисахаридов из А. АаЬеШ/оптз

2.5.5. Структурный анализ желирующего полисахарида ИК- и ЯМР спектроскопией

2.5.6. Мягкий кислотный гидролиз полисахарида из А. ]1аЪе1Щогт{$

2.5.7. Масс-спектрометрический анализ продуктов ферментативного гидролиза полисахарида из А. /1аЬеШ/огт1$

2.6. Биологическая активность полисахаридов из стерильной и репродуктивной форм А. АаЬеШ/оптз

2.6.1. Антикоагулирующая активность полисахаридов А. АаЬеШ/оптз

2.6.2. Влияние полисахаридов А. /1аЬеШ/огт '1$ на образование АФК

3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

3.1. Водоросли

3.2. Определение сухого вещества водоросли

3.3. Выделение фотосинтетических пигментов

3.3.1. Экстракция ФБП 0,1 М фосфатным буфером (метод 1)

3.3.2. Экстракция ФБП 1,5% водным раствором нитрата натрия (метод 2)

3.3.3. Выделение хлорофилла а и каротиноидов

3.3.4. Идентификация фотосинтетических пигментов

3.4. Выделение и фракционирование полисахаридов

3.5. Основные аналитические методы

3.6. Мягкий кислотный гидролиз

3.7. Ферментативный гидролиз

3.8. Определение молекулярной массы

3.8.1. Вискозиметрический метод

3.8.2. Молекулярные массы низкомолекулярных (НМ) производных полисахаридов

3.9. Очистка полисахарида от белка

3.9.1. Обработка полисахарида протеазой из Streptomyces caespitosus

3.9.2. Очистка полисахарида от белка по методу Севага

3.10. Хроматографические методы

3.10.1. Ионообменная хроматография на ДЕАЕ-целлюлозе

3.10.2. Гельпроникающая хроматография на биогеле Р-10

3.10.3. Адсорбционная хроматография на фосфате кальция

3.10.4. Высокоэффективная жидкостная хроматография (ВЭЖХ)

3.10.5. Хромато-масс-спектрометрия

3.11. Физические методы анализа

3.11.1. ИК-спектроскопия

3.11.2. Спектроскопия ЯМР

3.11.3. Масс-спектрометрия

3.12. Биологическая активность полисахаридов

3.12.1. Антикоагулирующая активность

3.12.2. Влияние полисахаридов на образование активных форм кислорода (АФК)

3.13. Измерение параметров условий обитания водоросли

3.14. Статистический анализ

4. ВЫВОДЫ

5. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИИ

AnGal - 3,6-ангидрогалактоза

APF - 2-[6(4-амино)фенокси-ЗН-ксантен-3-он-9-ил]бензойная кислота

CgiA - i-каррагиназа

CglA - Х-каррагиназа

COSY - корреляционная спектроскопия

D - 1,4-связанная a-D-галактоза

D6S - 1,4-связанная a-D-галактоза 6-сульфат

DA - 1,4-связанная 3,6-ангидро-а-0-галактоза

DA2S - 1,4-связанная 3,6-ангидро-а-0-галактоза 2-сульфат

G - 1,3-связанная (З-О-галактоза

G4S - 1,3-связанная P-D-галактоза 4-сульфат

Gal - галактоза

Glc - глюкоза

HSQC - гетероядерная одноквантовая корреляция LA - 1,4-связанная 3,6-ангидро-а-Ь-галактоза L - 1,4-связанная a-L-галактоза PBS - фосфатно-солевой буфер

ROESY - спектроскопия эффекта Оверхаузера во вращающейся системе координат R-ФЦ — R-фикоцианин R-ФЭ - R-фикоэритрин Ху1 - ксилоза

АФК - активные формы кислорода АФЦ - аллофикоцианин

АЧТВ - активированное частичное тромбопластиновое время

ВЭЖХ - высокоэффективная жидкостная хроматография

ВИЧ - вирус иммунодефицита человека

ВПГ - вирус простого герпеса

ВПЧ - вирус папилломы человека

ГЖХ - газо-жидкостная хроматография

ГЖХ-МС - хромато-масс-спектрометрия

ДЕАЕ-целлюлоза — диэтиламиноэтилцеллюлоза ДМСО - диметилсульфоксид

ДСС - 2,2-диметил-2-силапентан-3,3,4,4,5,5-ё6-5-сульфонат ИК-спектроскогтия - инфракрасная спектроскопия ИЭР - ионизация электрораспылением Кар - каротиноиды МС - моносахарид

МАЛДИ - матрично-активированная лазерная десорбция/ионизация

ОРБ - общий растворимый белок

ПС - полисахарид

ПТВ - протромбиновое время

СВ - сухое вещество

Спектроскопия ЯМР - спектроскопия ядерного магнитного резонанса

ТМС — тетраметилсилан

ТФУ - трифторуксусная кислота

ФАР — фотосинтетически активная радиация

ФБП - фикобилипротеины

ФУБ - фикоуробилин

ФЦБ - фикоцианобилин

ФЭБ - фикоэритробилин

Хл а — хлорофилл а

1

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Комплексное исследование полисахаридов и фотосинтетических пигментов красной водоросли Ahnfeltiopsis flabelliformis»

ВВЕДЕНИЕ

Красные водоросли являются источником уникальных по структуре и физико-химическим свойствам биологически активных веществ. Основными структурными компонентами клеточной стенки красных водорослей являются сульфатированные полисахариды - агар и каррагинан, полимерная цепь которых построена из остатков галактозы, соединенных чередующимися р-(1—>4) и а-(1—>3) гликозидными связями [1, 2]. 4-О-замещенный моносахаридный остаток может быть представлен как галактозой, так и ее 3,6-ангидропроизводным и имеет Ь-конфигурацию в группе агара (Ь) и Б-конфигурацию (Б) в группе каррагинана. Гидроксильные группы могут быть сульфатированы, метилированы или замещены остатками пировиноградной кислоты. Каррагинаны классифицируются согласно местоположению и количеству сульфатных групп в моносахаридных остатках (Б) и присутствию 3,6-ангидрогалактозы (ОА) в 4-О-связанных остатках [3, 4]. Химическая структура этих биополимеров сложна и разнообразна, что обусловлено видовой принадлежностью водорослей, фазой их жизненного цикла и условиями обитания. В случае каррагинанов сложность структуры связана как с возможным присутствием смеси нескольких типов каррагинанов в водоросли, так и комбинацией различных идеальных каррабиозных звеньев, распределенных вдоль полимерной цепи, что приводит к образованию гибридных структур [1, 5]. Термин ОЬ-гибрид предложен для агар-каррагинановых гибридных структур. В большинстве случаев трудно установить, имеет полисахарид гибридную структуру или представляет собой смесь различных компонентов, каждый из которых проявляет регулярность, типичную для классического агара или каррагинана.

Сульфатированные полисахариды красных водорослей обладают гелеобразующими свойствами, внесены в список пищевых добавок и последнее время, благодаря разнообразной биологической активности и физико-химическим свойствам, находят все большее применение в медицинской и фармацевтической промышленности [6, 7, 8, 9, 10]. Физико-химические и биологические свойства этих полисахаридов тесно связаны с их структурой [11, 12].

Наряду с полисахаридами, красные водоросли содержат пигменты светособирающего комплекса - фикобилипротеины (ФБП), количество которых в

клетке достаточно велико [1]. ФБП (фикоэритрин (ФЭ), фикоцианин (ФЦ) и аллофикоциашш (АФЦ)) - высокомолекулярные комплексные соединения, в которых хромофорная группа пигмента ковалентно связана с остатком цистеина водорастворимого белка [13, 14]. Они обладают яркой окраской и очень интенсивной флуоресценцией, поэтому находят применение в иммунофлуоресцентиой диагностике, цитометрии и других биологических исследованиях. ФБП весьма перспективны для использования в косметической и пищевой промышленности, где преимущество натуральных красителей перед синтетическими достаточно очевидно. В последнее время получены данные о разносторонней биологической активности ФБП [13, 15, 16, 17, 18, 19].

Качественный и количественный состав сульфатированных полисахаридов и пигментов красных водорослей зависит от множества факторов: экзогенных, определяемых условиями произрастания водоросли (соленостью и температурой воды, освещенностью, концентрацией биогенных элементов), и эндогенных, связанных с физиологией макрофита, в частности его видовой принадлежностью и стадией развития [20, 21, 22, 23, 24, 25]. Последний фактор особенно важен, поскольку красные водоросли имеют сложный жизненный цикл, характеризующийся чередованием вегетативного, полового и бесполого размножения. Проводимое в последние годы изучение структурных характеристик полисахаридов водорослей с учетом жизненного цикла макрофитов позволило установить новые структуры этих полимеров. Как известно, высокая степень вариабельности структуры сульфатированных полисахаридов из природных источников часто приводит к невоспроизводимости физико-химических и биологических свойств полимеров, выделенных из разных партий водорослей, собранных в различных условиях. Более того, адаптивные перестройки, происходящие в макрофитах в ответ на изменения параметров окружающей среды (освещение, температура воды), как известно, сопровождаются также нарушением количества и соотношения пигментов светособирающего комплекса [24, 26]. Поэтому при комплексном исследовании водорослей особое внимание должно быть направлено на изучение влияния факторов среды их обитания на количественные и структурно-химические характеристики физиологически-активных соединений - полисахаридов и ФБП.

т

Достаточно широко представленные на российском тихоокеанском побережье макрофиты семейства РЬуПорЬогасеае слабо изучены и, согласно немногочисленным литературным данным, являются источником необычных по структуре и физико-химическим характеристикам полисахаридов, которые содержат и агар, и каррагинан [27]. Сведения о полисахаридном и пигментном составе представителя этого семейства - водоросли АИп/еШор.^ /IаЬеШ/оптз, обитающей в Дальневосточных морях России, и его зависимости от условий обитания и стадии жизненного цикла макрофита, отсутствуют. Вместе с тем, эта водоросль может оказаться новым потенциальным источником биологически активных соединений. В связи с этим изучение взаимосвязи полисахаридного и пигментного состава водоросли с условиями среды ее обитания и стадией жизненного цикла позволит определить наиболее благоприятные периоды для заготовки сырья и оценить возможность комплексного использования А. АаЬеШ/оптз.

Цель данной работы - структурное исследование сульфатированных полисахаридов из стерильной и репродуктивной форм красной водоросли А. АаЬеШ/огт1з и выяснение факторов, влияющих на количественные и качественные характеристики полисахаридов и фотосинтетических пигментов (фикобилипротеинов).

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1. исследовать полисахаридный состав и содержание фотосинтетических пигментов А. АаЪеИ'фтт в зависимости от таких параметров среды обитания водорослей, как температура воды и уровень фотосинтетически активной радиации (ФАР);

2. подобрать оптимальные условия для комплексного выделения ФБП и полисахаридов водоросли А. АаЬеШ/оптя;

3. установить структуру полисахаридов из стерильной и репродуктивной (карпоспорофит) форм А. АаЬеШ/оптх.

Настоящая работа выполнена в соответствии с планом научных исследований в лаборатории молекулярных основ антибактериального иммунитета ТИБОХ ДВО РАН. Работа поддержана грантами: ДВО РАН № 13-Ш-В-05-085 (руководитель Кравченко А.О.), РФФИ № 14-04000866А (руководитель д.х.н. Ермак

1

И.М.), «Молекулярная и клеточная биология» (руководитель к.б.н. Рассказов В.А.) и интеграционным грантом ДВО-УрО РАН (руководитель д.х.н. Ермак И.М.).

Научная новизна работы. Впервые изучен качественный и количественный полисахаридный и пигментный состав дальневосточной водоросли А. /1аЬеШ/опт$ в зависимости от сезона ее сбора и показано, что освещенность и температура воды влияют на накопление в ней ФБП и сульфатированных полисахаридов. Разработан оптимальный метод комплексного выделения полисахаридов и ФБП из водоросли А. АаЬеШ/отт. Впервые установлена структура желирующих полисахаридов, выделенных из стерильной и репродуктивной (карпоспорофит) форм А. /1аЬеШ/огпт. Показано, что полисахарид из стерильной формы А. /1аЬеШ/опт.ч представляет собой каррагинан с гибридной к/р структурой с соотношением соответствующих звеньев 3:1, а в состав полимерной цепи полисахарида из карпоспорофита входят преимущественно дисахаридные звенья 1-, к- и Р-каррагинанов, а также минорные количества v-кappaгинaнa. Установлено, что ксилоза, имеющая фуранозную форму, является заместителем одной из гидроксильных групп галактозы и занимает предположительно положение 6 1,3-связанной Р-О-галактозы в полимерной цепи каррагинана.

Практическая значимость работы. Данные о влиянии факторов окружающей среды и стадии жизненного цикла водоросли на содержание ФБП и полисахаридов А./¡аЬеШ/огтгз могут быть использованы при выборе оптимального времени года для заготовки сырья с целью получения максимального выхода целевого продукта. Разработанный метод комплексного выделения основных компонентов клеточной стенки красных водорослей - ФБП и полисахаридов с их максимальным выходом позволит рационально использовать воспроизводимое уникальное сырье Дальневосточного региона и сократить количество отходов производства.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Качественный и количественный пигментный и полисахаридный состав водоросли А. /¡аЬеШ/огпт зависит от факторов среды ее обитания: температуры воды и фотосинтетически активной радиации (ФАР).

2. Последовательное выделение из А. /\abelliformis ФБП и полисахаридов позволяет увеличить выход полисахаридов.

3. Наиболее эффективным методом выделения ФБП является экстракция их водным 1,5% раствором NaNOß.

4. Структура полисахаридов из A. flabelliformis зависит от стадии жизненного цикла макрофита.

5. Желирующий полисахарид из стерильной формы А. ßabelliformis представляет собой гибридный ic/ß-каррагинан с соотношением к- и ß-звеньев 3:1 и содержит в минорных количествах звенья i- и у-каррагинанов (предшественник ß-каррагинана).

6. Желирующий полисахарид из карпоспорофита А. ßabelliformis представляет собой i/к-каррагинан (соотношение i:k 1:0,5), содержит звенья ß-каррагинана и минорные количества v-каррагинана (предшественник i-каррагинана).

7. В результате ферментативного гидролиза t/к-каррагинана из А. ßabelliformis получены высокомолекулярная фракция полисахарида, устойчивая к действию фермента, и олигосахариды: йота-каррабиоза, йота-карратетраоза, а также гибридные тетра- (DA2S-G4S-DA-G4S, DA-G4S-DA2S-G4S) и гексасахариды (DA2S-G4S-DA2S-G4S-DA-G4S, DA-G4S-DA2S-G4S-DA2S-G4S, DA2S-G4S-DA-G4S-DA2S-G4S).

8. Ксилоза, присутствующая в полисахаридах из обеих форм водоросли, является заместителем одной из гидроксильных групп галактозы. Данный моносахаридный остаток, имеющий фуранозную форму, занимает предположительно положение 6 1,3-связанного остатка ß-D-галактозы.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены лично автором в виде устных докладов на Ist Symposium «Marine Enzymes and Polysaccharides», Nha Trang, 2012; II Всероссийской конференции «Фундаментальная гликобиология», Саратов, 2014; XII Всероссийской молодежной школе-конференции но актуальным проблемам химии и биологии, Владивосток, 2009; XIV Всероссийской молодежной школе-конференции по актуальным проблемам химии и биологии, Владивосток, 2012; а также в виде стендовых сообщений на XII Всероссийской молодежной школе-конференции по актуальным проблемам химии и биологии, Владивосток, 2010; 4th Annual Russian-

Korean Conferences «Current Issues of Natural Products Chemistry and Biotechnology», Novosibirsk, 2012; 2nd International Symposium on Life Sciences, Vladivostok, 2013.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 3 статьи в отечественных и зарубежных журналах, рекомендованных ВАК РФ, и 9 тезисов докладов в материалах научных конференций.

Диссертация обсуждена и одобрена на расширенном заседании отдела молекулярной иммунологии ТИБОХ ДВО РАН «7» апреля 2015 г.

Личный вклад соискателя в проведение исследования. Экспериментальные результаты, представленные в диссертации, получены лично автором при содействии сотрудников ЛМОАБИ и других лабораторий ТИБОХ ДВО РАН, а также совместно с сотрудниками ЛФАО ИБМ им A.B. Жирмунского ДВО РАН. На защиту вынесены только те положения и результаты экспериментов, в получении которых роль соискателя была определяющей.

Объем и структура работы. Диссертация построена по традиционной схеме и содержит разделы «Введение», «Литературный обзор», «Результаты и обсуждение», «Экспериментальная часть», «Выводы» и «Список литературы», включающий 283 наименования. Диссертация изложена на 161 странице. Результаты представлены в 23 таблицах и иллюстрированы 32 рисунками.

1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

/./. Красные водоросли — источник биологически активных соединений

В мировом океане насчитывается около 4000 видов красных водоросл?й, которые являются источниками сульфатированных полисахаридов - агаров и каррагинанов. Из них более 250 видов имеют промышленное значение. В зависимости от типа продуцируемого полисахарида красные водоросли подразделяют на каррагинанофиты (синтезируют каррагинан) и агарофиты (синтезируют агар) [1]. К настоящему времени каррагинаны обнаружены в водорослях семейств Gigartinaceac, Solieriaceae, Hypneaceae, Phyllophoraccae, Petrocelidaceae, Caulacanthaceae, Cystocloniacaeae, Rhabdoniaceae,

Rhodophyllidaceae, Furcellariaceae, Tichocarpaceae и Dicranemataceae. Среди водорослей, продуцирующих агар, следует отметить представителей порядков Gelidiales, Cryptonemiales, Ceramiales и Gigartinales [1, 28]. Основными видами водорослей, используемыми для промышленного получения каррагинанов в мире, являются Hypnea musciformis [29], Kappaphycus alvarezii [30], Euchewna isiforme [31], Chondriis crispus, C. ocellatus, Mastocarpus stellatus [32]. Агар получают из водорослей Gracilciria spp. [33], Grcicilariopsis lemcineiformis [34], Gelidium amansii [35] и G. howei [34], Ahnfeltia tobuchiensis [26].

В середине 80-х годов прошлого столетия в Японском море каррагинанофиты были обнаружены среди представителей семейств Gigartinaccae и Solieriaceae (Chondrus pinnulatus, С. armatus, С. yendoi, Gigartina ochotensis, G. unalaskensis, Rhodoglossum hemisphaericum) [36], Tichocarpaceae (Tichocarpus crinitus) [37] и Phyllophoraceae (Ahnfeltiopsis flabelliformis и Mastocarpus pacificvs). Водоросль A. flabelliformis широко распространена в Японском и Охотском морях России, однако чистых зарослей не образует, а перемежается с другими красными водорослями. В заливе Петра Великого неприкрепленная форма обитает в пластах A. tobuchiensis [38].

Помимо сульфатированных галактанов в состав клеточной стенки красных водорослей входят и нейтральные структурные полисахариды - целлюлоза, маннаны, ксиланы, резервный полисахарид - флоридный крахмал, гликопротеины, протеогликаны, липиды, разнообразные клеточные белки и пигменты —

фикобилипротеины (фикоэритрин, фикоцианин и аллофикоцианин), хлорофилл а и каротиноиды а и р [1, 39].

1.2. Фотосинтетические пигменты красных водорослей

Основными фотосинтетическими пигментами красных водорослей являются фикобилипротеины (ФБП), а также хлорофилл а и каротиноиды аир [40].

Фикобилипротеины - водорастворимые пигменты, которые в клетках красных водорослей организованы в высокомолекулярные комплексы, называемые фикобилисомами. Эти комплексы представляют собой гранулы, расположенные на наружной поверхности тилакоидных мембран [13]. Фикобилисомы содержат три основных типа ФБП: фикоэритрин (ФЭ), фикоцианин (ФЦ) и аллофикоцианин (АФЦ) [41]. Они являются дополнительными пигментами фотосинтеза красных водорослей, поскольку передают поглощенную ими энергию света на фотохимически активные молекулы хлорофилла а [42]. Световая энергия, поглощаемая ФЭ, переносится через ФЦ к АФЦ, а затем к хлорофиллу [13, 41].

Фикобилипротеины представляют собой кислые водорастворимые глобулярные белки, состоящие из а- и р-полипептидных цепей, в которых к остаткам цистеина ковалентно присоединены одна или две хромофорные группы (билины), построенные из четырех линейно связанных пиррольных колец с двумя карбоксильными группами (рис. 1). Их спектральные свойства (поглощение и флуоресценция) обусловлены как наличием у них хромофорных групп, так и третичной и четвертичной структурой белковой глобулы [14]. В пигментах красных водорослей а-субъединица, несущая 1-2 хромофоры, и Р-субъединица, несущая 1-4 хромофоры, всегда присутствуют в молярном соотношении 1:1. Несущие хромофоры у-субъединицы имеют, как правило, больший размер и присутствуют в некоторых АФЦ и ФЭ в определенной стехиометрии (ар)пу (п=3-6) [43].

COOI1

соон

coot I

соон

A

Б

соон

со

coon

в

А — фикоэритробилин; Б — фикоцианобилин; В - фикоуробилин Рисунок 1 - Хромофоры ФБП

Я-фикоэритрины (Я-ФЭ) - белки красного цвета с максимумом поглощения от 498 до 568 нм. В красных водорослях существует два спектральных типа Я-ФЭ. Один из них содержит два пика поглощения при 498 и 565 нм и плечо поглощения при 540 нм в видимой области. Другой содержит три пика поглощения при 498, 540 и 565 нм. Первая модель Я-ФЭ была названа 11-ФЭ типа I, а вторая - Я-ФЭ типа II [13]. Я-ФЭ состоит из трех типов субъединиц: а (-20 кДа), р (~20 кДа) и у (~30 кДа) с молекулярной структурой (аР)6у и имеет молекулярную массу 240 кДа [44]. а-субъединица Я-ФЭ содержит только две хромофорных группы фикоэритробилина (ФЭБ), в то время как р- и у-субъединицы помимо ФЭБ содержат фикоуробилин (ФУБ) (рис. 1). При этом Р-субъединица включает два ФЭБ и один ФУБ, тогда как у-субъединица - три ФЭБ и два ФУБ. Сравнительные

исследования Я-ФЭ из 30 видов красных водорослей, принадлежащих семействам Ваг^юрИусеае и НопскорЬусеае, показали, что Я-ФЭ типа I содержится в одноклеточных красных водорослях, тогда как Я-ФЭ типа II характерен для многоклеточных красных водорослей [45].

Фикоцианипы - сине-голубые белки с максимумами поглощения от 585 до 630 нм. Я-фикоцианин (Я-ФЦ) имеет основной максимум поглощения при 615 нм, а также второстепенный максимум поглощения при 555 нм. Второстепенный максимум появляется благодаря наличию ФЭБ хромофоров в Р-субъединице, в дополнение к фнкоцианобилиновым (ФЦБ) хромофорам. Молекулярная структура Я-ФЦ - (ар)з, молекулярная масса составляет 110 кДа. а-субъединица Я-ФЦ содержит одну хромофорную группу ФЦБ, тогда как р-субъединица - по одному ФЦБ и ФЭБ. Благодаря присутствию в молекуле Я-ФЦ ФЭБ, он обладает более пурпурной окраской, чем чисто голубой С-ФЦ, и флуоресцирует красным цветом [46].

Аллофикоцианины - синие белки с максимумами поглощения от 585 до 650 нм. Известно несколько форм АФЦ. Наиболее схожие из них имеют максимум поглощения при 650 нм. АФЦ несет только ФЦБ хромофор по одному на каждой субъединице. Он сохраняет а- и р-субъединицы с очевидной структурой (аР)з и имеет светло-голубую окраску [43, 47].

ФБП обладают яркой окраской и интенсивной флуоресценцией, поэтому находят широкое применение в иммунофлуоресцентной диагностике, проточной цитометрии и других биологических исследованиях. Они весьма перспективны в косметической и пищевой промышленности, где преимущество использования натуральных красителей перед синтетическими достаточно очевидно [13]. Помимо этого, ФБП проявляют разнообразную биологическую активность [48]. Установлено, что ФЦ и АФЦ оказывают разрушительный эффект на свободные радикалы кислорода, а также реагируют с другими видами окислителей [15, 16, 17]. Было показано, что ФЦ, выделенный из спирулины, подавляет процесс перекисного окисления липидов в клетках живых организмов, являющийся одной из причин разрушения мембран, и ингибирует аллергические реакции организмов [19]. Установлено, что ФЦ обладает антикоагулирующей [18] и антивирусной активностями [49] и может применяться в качестве терапевтического средства в

лечении заболеваний, вызванных стрессом. В последние годы рассматривается возможность применения ФБП в качестве противоопухолевых препаратов [13].

Хлорофиллы - магнийзамещенные производные порфирина - природные пигменты, которые придают зеленую окраску наземным растениям и водорослям и являются основными компонентами процесса фотосинтеза. По своему химическому строению хлорофилл близок к пигменту крови человека -гемоглобину (рис. 2) [50]. Функциональное значение основных элементов структуры хлорофилла заключается в следующем: сопряженные двойные связи ответственны за избирательное поглощение световой энергии; центральный атом магния стабилизирует структуру молекулы, участвует в образовании ассоциатов молекулы хлорофилла с другими пигментами, белками, липидами, фосфолипидами и другими компонентами хлоропласта; фитол способствует ориентации молекул хлорофилла определенным образом в мембране. Фитол не участвует в поглощении света, но влияет на этот процесс, меняя ориентацию порфиринового ядра хлорофилла [51].

Хлорофилл а, присутствующий в клетках красных водорослей, имеет максимум поглощения при 664 нм [52] и характеризуется лабильностью к действию различных физических и химических факторов, в том числе повышенной температуры и света [51].

Каротиноиды относятся к числу химических соединений, широко распространенных в растительном и животном мире. По своей химической природе каротиноиды представляют собой изопреноиды - чрезвычайно обширную

сн, не-с=*о

I г I С^Н^ООС—СН2 СООСНз

Рисунок 2 - Структура хлорофилла а

группу веществ, молекулы которых состоят из различного числа звеньев изопрена С5Н8. Каротиноиды содержат 8 звеньев изопрена и являются тетратерпенами. Для соединений этого класса характерна система сопряженных двойных связей, а на каждом конце молекулы наличие замещенного циклогексенового (иононового) кольца (рис. 3). Эти кольца могут быть одинаковыми, как в ликопине, Р-каротине, или разными, как в а-каротине, лютеине и эхиненоне [53].

А

Б

В

А— Р-каротин, Б — а-каротин, В — лютеин Рисунок 3 - Структуры каротиноидов

Каротиноиды участвуют в поглощении света растениями (антенная функция), играют большую защитную роль в процессах фотосинтеза, а также предохраняют реакционный центр от мощных потоков энергии при высоких интенсивностях света и стабилизируют липидную фазу тилакоидных мембран, защищая ее от переокисления (фотопротекторная функция) [50]. Эти пигменты преимущественно поглощают свет в зеленой области спектра, там, где хлорофилл имеет слабое поглощение.

В живых организмах каротиноиды действуют как фотопротекторы [54] и антиоксиданты [55], на молекулярном и клеточном уровне предотвращают

трансформации, индуцированные окислителями, генотоксическими веществами, рентгеновским и ультрафиолетовым (УФ) излучениями [56, 57].

1.3. Факторы, влияющие на содержание фотосинтетических пигментов красных водорослей

Фотосинтезирующие организмы, в частности красные водоросли, являются динамическими системами, способными реагировать на изменения окружающей среды. Эти изменения затрагивают структуру фикобилисом, их светопоглощающую способность и способность к переносу энергии [43]. Адаптивные перестройки, происходящие в водорослях в ответ на изменение параметров среды обитания (освещение, температура, концентрация биогенных элементов в морской воде) для поддержания жизнеспособности растений, сопровождаются изменениями в количестве и соотношении пигментов светособирающего комплекса [24, 26]. В связи с этим, изучение содержания фотосинтетических пигментов в процессе адаптивных перестроек водорослей позволяет оценить возможные механизмы, регулирующие продуктивность водорослей в течение их вегетационного периода, и представляет как фундаментальный, так и прикладной интерес.

Несмотря на то, что накопление пигментов в талломах водоросли определяется целым набором факторов, основными параметрами среды, влияющими на количественный состав пигментов, являются освещение и температура воды. При попадании в условия высокой освещенности растению необходимо акклиматизироваться, избегая при этом ингибирования фотосинтеза и разрушения фотосинтетического аппарата [25], тогда как при низкой освещенности водоросли должны поглотить как можно больше света для сохранения своей жизнеспособности. В регуляции этих процессов участвуют фикобилипротеины и каротиноиды.

На данный момент исследования, посвященные влиянию различных факторов на содержание пигментов красных макроводорослей, весьма немногочисленны. В отдельных экспериментах показано, что при увеличении интенсивности света увеличивается содержание некоторых каротиноидов в клетках и талломах водоросли. Показано, что апикальные части талломов Laurencia

pinnatifida [58] и Gracilaria compressa [59], подверженные действию ФАР высоких интенсивностей, содержат высокие концентрации каротиноидов. Длительное пребывание водных растений при повышенной интенсивности света (неодинаковой для разных видов) приводит к уменьшению содержания фотосинтетических пигментов [60]. На примере красной водоросли L. pinnatifida показано, что высокие интенсивности падающего света понижают содержание ФБП на единицу ее биомассы [58]. Подобные результаты получены на морской красной водоросли Palmaria palmata [61]. Водоросль Gracilaria lemaneiformis, растущая на глубине, содержит в 2-3 раза больше ФЭ и хлорофилла а, чем водоросль, произрастающая в верхних слоях воды [62]. Предполагается, что у водоросли Gracilaria domingensis, произрастающей в Бразилии, увеличение количества ФБП при уменьшении освещенности связано с оптимизацией поставки световой энергии, а, следовательно, и скорости фотосинтеза [25, 63]. В то же время, высокий уровень ФАР способствует увеличению содержания каротиноидов, что может быть связано с непосредственной их функцией как фотопротекторов фотосинтетического аппарата водоросли [63]. Аналогичная обратно пропорциональная зависимость между содержанием ФБП и освещенностью отмечена и для водорослей P. palmata и Devaleraea ramentacea, произрастающих у берегов Норвегии [24].

Известно, что фотоны УФ излучения, особенно УФ-Б часть спектра, действуют на биологические процессы на всех уровнях их организации от молекулярного до экосистемного, в первую очередь, нарушая функцию белок-синтетического аппарата [64]. В последнее время достаточно большое количество работ показывает, что увеличение УФ радиации вызывает многочисленные повреждения ДНК, белков, замедляет рост растений, а также может снижать фотосинтетическую активность, как водорослей, так и фитопланктона, изменять соотношения фотосинтетических пигментов [64]. Так, было показано, что в результате совместного длительного воздействия ФАР и УФ на водоросли Laurencia catarinensis и Palisada flagellifera происходило значительное снижение ФБП и наблюдались изменения в структуре тилакоидных мембран [65]. При исследовании красной водоросли Corallina elongata [66] было установлено, что интенсивность и спектральный состав света оказывают существенное влияние на содержание фотосинтетических пигментов. Под воздействием высоких

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Кравченко, Анна Олеговна, 2015 год

5. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Craigie J.S. Cell wall // In: Cole K.M. and Sheath R.G. (eds.), Biology of the red algae, Cambridge: Cambridge University Press. - 1990. - P. 221-257.

2. Уеов А.И. Проблемы и достижения в структурном анализе сульфатированных полисахаридов красных водорослей // Химия растительного сырья. - 2001. - № 2. - С. 7-20.

3. Knutsen S.H., Myslabodski D.E., Larsen В., Usov A.I. A modified system of nomenclature for red algal galactans // Bot. Mar. - 1994. - Vol. 37, N 2. - P.163-169.

4. Rees D.A. The carrageenans system of polysaccharides. 1. The relation between the к-and X-components//J. Chem. Soc. - 1963. - Vol. l.-P. 1821-1832.

5. Knutsen S.H. Isolation and analysis of red algal galactans : Dr. Sci. Thesis. -University of Trondeim, Norway, 1992. - 96p.

6. Lewis G., Stanley N., Guist G. Commercial production and application of algal hydrocolloids // In: Lembi C. (eds.), Algae and Human affairs; Seattle: Univ. of Washington. - 1988. - P. 206-232.

7. Sandford P. Application of marine polysaccharides in the chemical industries // In: Sandford P. (eds.), Biotechnology of marine polysaccharides; W.: Colwell eds. -1985.-P. 453-519.

8. Ycrmak I.M., Khotimchenko Yu.S. Chemical Properties, biological activities and application of carrageenan from red algae // In: Fingerman M., Nagabhushanam R. (eds.), Recent Advances in Marine Biotechnology; USA-UK: Sci. Publ. Inc. -2003.-P. 207-255.

9. Cardozo K.H.M., Guaratini T., Barros M.P., Falcao V.R., Tonon A.P., Lopes N.P., Campos S., Torres M.A., Souza A.O., Colepicolo P., Pinto E. Metabolites from algae with economical impact // J. Сотр. Biochem. Physiol. - 2007. - Vol. 146. -P. 60-78.

10.Campo V.L., Kawano D.F., Silva D.B., Carvalho I. Carrageenans: Biological properties, chemical modifications and structural analysis — A review // Carbohydr. Polym. - 2009. - Vol. 77. - P. 167-180.

П.Ермак И.М., Хотимченко Ю.С. Физико-химические свойства, применение и биологическая активность каррагинана - полисахарида красных водорослей // Биология моря. - 1997. - Т. 23, № 3. - С. 129-142.

12.Usov A.I. Structural analysis of red seaweed galactans of agar and carrageenan groups // Food Hydrocoll. - 1998. - Vol. 12. - P. 301-308.

13.Sekar S., Chandramohan M. Phycobiliproteins as a commodity: trends in applied research, patents and commercialization // J. Appl. Phycol. - 2008. - Vol. 20. - P. 113-136.

14. Glazer A.N. Directional energy transfer in a photosynthetic antenna // J. Biol. Chem. - 1989. - Vol. 264. - P. 1-4.

15.Bhat V., Madyastha K.M. C-Phycocyanin: a potent peroxyl radial scavenger in vivo and in vitro // Biochem. Res. Commun. - 2000. - N 1. - P. 20-25.

16. Romay C.H., Gonzalez R., Ledon N., Remirez D., Rimbau V. C-Phycocyanin: A biliprotein with antioxidante, anti-inflammatory and neuroprotective effects // Curr. Protein Pept. Sci. - 2003. - Vol. 4. - P. 207-216.

17. Ge В., Qin S., Han L., Lin F., Ren Y. Antioxidant properties of recombinant allophycocyanin expressed in Escherichia coli II J. Photochem. Photobiol. B. -2006. - Vol. 84, N 3. - P. 175-180.

18. Hsiao G., Chou P.H., Shen M.Y., Chou D.S., Lin C.H., Sheu J.R. C-Phycocyanin, a very potent and novel platelet aggregation inhibitor from Spirulina platensis II J. Agric. Food Chem. - 2005. - Vol. 53. - P. 7734-7740.

19. Remirez D., Ledon N. Role of histamine in the inhibitory effects of phycocyanin in experimental models of allergic response // Mediators Inflamm. - 2002. -Nil. -P. 81-85.

20. Chapman V.J., Chapman D.J. Seaweeds and their uses // London, UK: Chapman and Hall. - 1980.-P. 98-148.

21. Hung D., Hori K., Nang H.Q., Kha Т., Hoa L.T. Seasonal changes in growth rate, carrageenan yield and lectin content in the red alga Kappaphycus alvarezii cultivated in Camranh Bay, Vietnam // J. Appl. Phycol. - 2009. - Vol. 21. - P. 265-272.

22. Brown M.T. Interactions between environmental variables on growth rate and carrageenan content of Solieria chordalis (Solieriaceae, Rhodophyceae) in culture // J. Appl. Phycol. - 1995. - Vol. 7. - P. 427-432.

23.Zertuche-Gonzalez J.A., Pacheco-Ruiz I., Soria-Mercado I.E. Carrageenan yield and properties of Eucheuma uncinatum (Seth. & Gard.) Daw. cultured under natural conditions // Hydrobiologia. - 1993. - Vol. 260/261. - P. 601-605.

24. Aguilera J., Bischof K., Karsten U., Hanelt D., Wiencke C. Seasonal variations of ecophysiological patterns in macroalgae from an Arctic ijord. II. Pigment accumulation and biochemical defence systems against high light stress // Mar. Biol. - 2002. - Vol. 140.-P. 1087-1095.

25.Pereira D.C., Trigueiro T.G., Colepicolo P., Marinho-Soriano E. Seasonal changes in the pigment composition of natural population of Gracilaria domingensis (Gracilariales, Rhodophyta) // Braz. J. Pharmacog. - 2012. - Vol. 22, N 4. - P. 874-880.

26. Титлянов Э.А., Новожилов А.В., Чербаджи И.И. Анфельция тобучииская: биология, экология, продуктивность : монография. - М.: Наука, 1993. - 224 с.

27. Estcvez J.M., Ciancia М., Cerezo A.S. DL-Galactan hybrids and agaransfrom gametophytes of the red seaweed Gymnogongrus toridosus II Carbohydr. Res. -2001.-Vol. 331.-P. 27^1.

28. Титлянов Э.А., Титлянова T.B. Морские растения стран Азиатско-Тихоокеанского региона, их использование и культивирование / Ред. А.В. Адрианов. В.: Дальнаука. - 2012. - 377 с.

29. Reis R.P., Yoneshigue-Valentin Y., Cesar P.S. Spatial and temporal variation of Hypnea musciformis carrageenan (Rhodophyta, Gigartinales) from natural beds in Rio de Janeiro State, Brazil // J. Appl. Phycol. - 2008. - Vol. 20. - P. 1-8.

30. Pickering T.D., Skelton P., Sulu J.R. Intentional introductions of commercially harvested alien seaweeds // Bot. Mar. - 2007. - Vol. 50. - P. 338-350.

31. Freile-Pelegrin Y., Robledo D. Carrageenan of Eucheuma isiforme (Solieriaceae, Rhodophyta) from Yucatan, Mexico. II. Seasonal variations in carrageenan and biochemical characteristics // Bot. Mar. - 2006. - Vol. 49. - P. 72-78.

32.Bixler H.J. Recent developments in manufacturing and marketing carrageenan // Hydrobiologia. - 1996. - Vol. 326/327. - P. 35-37.

33.Mehta G.K., Meena R., Prasad K., Ganesan M., Siddhanta A.K. Preparation of galactans from Gracilaria debilis and Gracilaria salicornia (Gracilariales, Rhodophyta) of Indian waters // J. Appl. Phycol. - 2010. - Vol. 22. - P. 623-627.

34. Acleto C.O. The seaweeds resources of Peru // In: Critchley A.T., Ohno M. (eds.), Seaweed resources of the World, Yokosuka: JICA. - 1998. - P. 343-346.

35. Tseng C.K. Algal biotechnology industries and research activities in China // J. Appl. Phycol.-2001.-Vol. 13, N4.-P. 375-380.

36. Усов А.И. Полисахариды красных морских водорослей // Прогресс химии углеводов. - М.: 1985. - С. 77-96.

37. Yermak I.M., Kim Y.H., Titlynov Е.А., Isakov V.V., Solov'eva T.F. Chemical structure and gel properties of carrageenans from algae belonging to the Gigartinaceae and Tichocarpaceae, collected from the Russian Pacific coast // J. Appl. Phycol. - 1999.-Vol. 11.-P. 41-48.

38. Белоус O.C., Титлянова T.B., Титлянов Э.А. Морские растения бухты Троицы и смежных акваторий (залив Петра Великого, Японское море) / Ред. П.Г. Горовой. В.: Дальнаука. - 2013. - 264 с.

39. Usov A.I. Polysaccharides of the red algae // Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. -2011.-Vol. 65.-P. 115-217.

40. Gantt E., Lipschultz C.A., Grabowski J., Zimmerman B.K. Phycobilisomes from blue-green and red algae // Plant Physiol. - 1979. - Vol. 63. - P. 615-620.

41.Glick R.E., Zilinskas B.A. Role of the colorless polypeptides in phycobilisome reconstitution from separated phycobiliproteins // Plant Physiol. - 1982. - Vol. 69. -P. 991-997.

42. Поспелова H.В., Нехорошее M.В. Содержание фикобилипротеинов в некоторых видах красных водорослей Черного моря // Экология моря. -2002. - С. 78-80.

43.Scheer H., Staehelin L.A., Arntzen C.J. Excitation transfer in phycobiliproteins // In: Staehelin L.A. and Arntzen C.J. (eds.), Photosynthetic membranes and light harvesting systems, Germ.: Springer-Verlag Berlin Heidelberg. — 1986. — P. 327342.

44. Kawsar S.M.A., Fujii Y., Matsumoto R., Yasumitsu H., Ozcki Y. Protein R-phyeoerythrin from marine red alga Amphiroa anceps: extraction, purification and characterization // Phytologia Balcanica. - 2011. - Vol. 17, N 3. - P. 347-354.

45. Zhongzheng P., Baicheng Z., Chengkui Z. Comparative studies on spectral properties of R-phycoerythrin from the red seaweeds from Qingdao // Chin. J. Oceanol. Limnol. - 1986. - Vol. 4, N 4. - P. 353-359.

46. Morisset W., Kremer B.P. Phycobiliproteins - characterization of coloured algal proteins by a simple clectrophoretic procedure // Biochcm. Educ. - 1984. - Vol. 12,N4.-P. 178-180.

47. Middepogu A., Murthy S.D.S., Prasanna R.B. Structural organization and functions of phycobiliproteins in Cyanobacteria // Int. J. Plants, Animal and Environm. Sci. - 2012. - Vol. 2, N 2. - P. 9-17.

48. Pangestuti R., Kim S.K. Biological activities and health benefit effects of natural pigments derived from marine algae // J. Func. Foods. - 2011. - Vol. 3, N 4. - P. 255-266.

49. Ayehunie S., Belay A., Baba T.W., Ruprecht R.M. Inhibition of HIV-1 replication by an aqueous extract of Spirulina platensis (Arthrospira platensis) // J. Acquir. Immune Defic. Syndr. Hum. Retroviral. - 1998. - Vol. 18. - P. 7-12.

50. Алехина Н.Д., Балнокин Ю.В., Гавриленко В.Ф., Жигалова Т.В. Мейчик Н.Р., Носов A.M., Полесская О.Г., Харитонашвили Е.В., Чуб В.В. Физиология растений / Ред. И.П. Ермакова. М.: Изд-во «Академия». - 2007. -640 с.

51. Кочубей С.М. Организация фотосинтетического аппарата высших растений / С.М. Кочубей. - Киев: Изд-во «Альтерпрес», 2001. - 205 с.

52. Кузнецов В.В. Физиология растений / В.В. Кузнецов, Г.Д. Дмитриева. - М.: Высш. шк., 2005. - 736 с.

53. Сиренко J1.A., Паршикова Т.В. Каротиноиды гидробионтов // Экология моря. - 2005. - С. 63-67.

54. Sies Н., Stahl W. Nutritional protection against skin damage from sunlight // Annu. Rev. Nutr. - 2004. - Vol. 24. - P. 173-200.

55. Stahl W., Sies H. Antioxidant activity of carotenoids // Mol. Aspects Med. -2003.-Vol. 24.-P. 345-351.

56. Wertz K., Seifert N., Hunziker-Buchwald P., Riss G., Wyss A., Lankin C., Goralczyk R. beta-Carotene inhibits UVA-induced matrix metalloprotease 1 and 10 expression in keratinocytes by a singlet oxygen-dependent mechanism // Free Radic. Biol. Med. - 2004. - Vol. 37. - P. 654-670.

57. Wertz K., Hunziker-Buchwald P., Seifert N., Riss G., Neeb M., Steiner G., Goralczyk R. beta-Carotene interferes with ultraviolet light A-induced gene expression by multiple pathways // J. Invest. Dermatol. - 2005. - Vol. 124. - P. 428-434.

58. Flores-Moya A., Fernandez-Garcia J.A., Niell F.X. Influences of light intensity and temperature on the summer disappearance of Laurencia pinnatifula (Ceramiales, Rhodophyta) // Crypt. Botanica. - 1992. - Vol. 2. - P. 345-350.

59. Calabrese G., Felicini G.P. Research on red algal pigments. The effect of the intensity of white and green light on the rate of photosyntesis and it s relationship to pigment components in Gracilaria compressa (C. Ag.) Grev. (Rhodophyceae, Gigartinales)//Phycologia. - 1973.-Vol. 12.-P. 195-199.

60. Franklin L.A., Forster R.M. The changing irradiance environment: consequences for marine macrophyte physiology, productivity and ecology // Eur. J. Phycol. -1997.-Vol. 32.-P. 207-232.

61. Sagert S., Schubert H. Acclimation of the photosynthetic apparatus of Palmaria palmata (Rhodophyta) to light qualities that preferentially excite photosystem I or photosystem II // J. Phycol. - 1995. - Vol. 31. - P. 547-554.

62. Xu J., Gao K. Growth, pigments, UV-absorbing compounds and agar yield of the economic red seaweed Gracilaria lemaneiformis (Rhodophyta) grown at different depths in the coastal waters of the South China Sea // J. Appl. Phycol. - 2008. -Vol. 20.-P. 681-686.

63. Ramlov F., Souza J.M.C., Faria A.V.F., Maraschin M., Horta P.A., Yokoya N.S. Growth and accumulation of carotenoids and nitrogen compounds in Gracilaria domingensis (Kiitz.) Sonder ex Dickie (Gracilariales, Rhodophyta) cultured under different irradiance and nutrient levels // Braz. J. Pharmacog. - 2011. - Vol. 21, N 2.-P. 255-261.

64. Franklin L.A., Levavasseur G., Osmond C.B., Henley W.J., Ramus J. Two components of onset and recovery during photoinhibition of Viva rotundata II Planta. - 1992. - Vol. 186. - P. 399-408.

65. Pereira D.T., Schmidt E.C., Bouzon Z.L., Ouriques L.C. The effects of ultraviolet radiation-B response on the morphology, ultrastructure, and photosynthetic pigments of Laurencia calarinensis and Palisada jlagellifera (Ceramiales, Rhodophyta): a comparative study // J. Appl. Phycol. - 2014. - Vol. 26. - P. 2443-2452.

66. Algarra P., Vina G., Niell J. Effect of light quality and irradians level interactions on short-term pigment response of the red alga Corallina elongata II Mar. Ecol. Prog. Ser. - 1991. - Vol. 74. - P. 27-32.

67. Алехина Н.Д. Физиология растений: учебник для студ. Вузов / Н.Д. Алехина, Ю.В. Балнокин, В. Ф. Гавриленко. - М.: Академия, 2005. - 640 с.

68. Madsen T.V., Brix Н. Growth, photosynthesis and accimation by two submedial macrophytes in relation to temperature // Oecologia. - 1997. - Vol. 110. - P. 320-327.

69. Duarte P., Ferreira I.G. Seasonal adaptation and short-term metabolic responses of Gelidiwn sesguipedule to variation in light and temperature // MEPS. - 1995. -Vol. 342.-P. 289-300.

70. Bulboa C.R., Macchiavello J.E. The effects of light and temperature on different phases of life cycle in the carageenan productivity of alga Chondracanthus chamissoi (Rhodophyta Gigartinales) // Bot. Mar. - 2001. - Vol. 44. - P. 371-374.

71. Gomez F.L., Figueroa I., Sousa-Pinto В., Vinegla E., Perez-Rodriguez C., Maestre S., Coelho A., Pereira R. Effects of UV radiation and temperature on photosynthesis as measured by РАМ fluorescence in red alga Gelidium pidchellum (Turner) Kutzing // Bot. Mar. - 2001. - Vol. 44. - P. 9-16.

72. Latham H. Temperature stress-induced bleaching of the coralline alga Corallina officinalis: a role for the enzyme bromoperoxidase // Biosci. Horiz. - 2008. - Vol. 1/2.-P. 104-113.

73. Hanisak M.D. Cultivation of Gracilaria and other macroalgae in Florida for energy production // In: Bird K.T., Benson P. (eds.), Seaweed cultivation for renewable resources, Amsterdam: Elsevier. - 1987. - P. 191-218.

74. Dawes C.Y., Koch E.W. Physiological responses of red algae Gracilaria verrucosa and G. tikvahiae before and after nutrient enrichment // Bull. Mar. Sci. - 1990. - Vol. 46. - P. 335-344.

75. Karsten U., Dummermuth A., Hoyer K., Wiencke C. Interactive effects of ultraviolet radiation and salinity on the ecophysiology of two Arctic red algae from shallow waters // Polar Biol. - 2003. - Vol. 26. - P. 249-258.

76. Ding L., Ma Y., Huang В., Chen S. Effects of seawater salinity and temperature on growth and pigment contents in Hypnea cervicornis J. Agardh (Gigartinales, Rhodophyta) // BioMed Res. Int. - 2013. - Vol. 2013. - P. 1-10.

77. Baghel R.S., Kumari P., Reddy C.R.K., Jha B. Growth, pigments, and biochemical composition of marine red alga Gracilaria crassa II J. Appl. Phycol. -2014.-Vol. 26.-P. 2143-2150.

78.Lahaye M. Developments on gelling algal galactans, their structure and physico-chemistry//J. Appl. Phycol. - 2001. - Vol. 13.-P. 173-184.

79. Chiovitti A., Bacic A., Craik D.J., Munro S.L., Kraft G.T., Liao M.L., Falshaw R., Furneaux R.H. A pyruvated carrageenan from Australian specimens of the red alga Sacronema filiforme II Carbohydr. Res. - 1998. - Vol. 314. - P. 229-243.

80. Falshaw R., Furneaux R.H. Carragenan from the tetrasporic stage of Gigartina clavifera and Gigartina alveata (Gigartinaceae, Rhodophyta) // Carbohydr. Res. — 1995. - Vol. 276, N 1. - P. 155-165.

81. Lahaye M., Rochas C. Chemical structure and physico-chemical properties of agar// Hydrobiologia. - 1991,- Vol. 221.-P. 137-148.

82. Usov A.I., Bilan M.I., Shashkov A.S. Structure of sulfated xylogalactans from the calcareous red alga Corallina pilulifera P. et R. (Rhodophyta, Corallinaceae) // Carbohydr. Res. - 1997. - Vol. 303. - P. 93-102.

83. Усов А.И., Билан М.И. Полисахариды водорослей. 52. Строение сульфатированного ксилогалактана из известковой красной водоросли Bossiella cretacea (P. et R.) Johansen (Rhodophyta, Corallinaceae) // Биоорг. Химия. - 1998. - Т. 24, № 2. - С. 139-146.

84. Navarro D.A., Stortz С.A. The system of xylogalactans from the red seaweed Jania rubens (Corallinales, Rhodophyta) // Carbohydr. Res. - 2008. - Vol. 343, N 15.-P. 2613-2622.

85. Chiovitti A., Bacic A., Craik D.J., Munro S.L.A., Kraft C.T., Liao M.L. Cell-wall polysaccharides from Australian red algae of the family Solieriaceae (Gigartinales, Rhodophyta) - novel, highly pyruvated carrageenans from genus Callophycus // Carbohydr. Res. - 1997. - Vol. 299. - P. 229-243.

86. Dolan Т., Rees D.A. The carrageenans. II. The position of the glycosidic linkages and sulfate esters in A.-carrageenans // J. Chem. Soc. — 1965. — Vol. 1. — P. 35343539.

87. Penman A., Rees D.A. Carrageenans. X. Synthesis of 3,6-di-O-methyl-D-galactose - a new sugar from the methylation analysis of polysaccharides related to 0-carrageenan//J. Chem. Soc. - 1973.-N 19. - P. 2188-2191.

88. Anderson N.S., Dolan T.C.S., Lawson C.J., Penman A., Rees D.A. Carrageenans. V. The masked repeating structures of X- and p-carrageenans 11 Carbohydr. Res. -1968.-Vol. 7.-P. 468-473.

89. Усов А.И. Полисахариды морских водорослей: проблемы изучения и использования // Биологически активные вещества морских организмов. М.: ИО АН СССР. - 1990. - С. 97-111.

90. Craigie J.S., Wong K.F. Carrageenan biosynthesis // In: Jensen A. and Stein J.R. (eds.), Proc. Int. Seaweed Symp. - 1979. - Vol. 9. - P. 360-370.

91. Hilliou L., Larotonda F.D.S., Abreu P., Abreu M.H., Sereno A.M., Goncalves M.P. The impact of seaweed life phase and postharvest storage duration on the chemical and reological properties of hybrid carrageenans isolated from Portuguese Mastocarpus stellatus II Carbohydr. Polym. — 2012. - Vol. 87. — P. 2655-2663.

92. Caceres P.J., Carlucci M.J., Damonte E.B., Matsuhiro В., Zuniga E.A. Carrageenans from Chilean samples of Stenogramme interrupta (Phyllophoraceae): structural analysis and biological activity // Phytochemistry. -2000.-Vol. 53, N 1.-P. 81-86.

93. Барабанова A.O., Ермак И.М., Глазунов В.П., Исаков В.В., Титлянов Э.А., Соловьева Т.Ф. Сравнительная характеристика каррагинанов, выделенных из вегетативной и репродуктивной форм водоросли Tichocarpus crinitus (Gmel.) Rupr. (Rhodophyta, Tichocarpaceae) II Биохимия. - 2005. - Т. 70, № 3. - С. 430-437.

94. Sen Sr.A.K., Das A.K., Sarkar K.K., Siddhanta A.K., Takano R., Kamei K., Hara S. An agaroid-earrageenan hybrid type backbone structure for the antithrombotic sulfated polysaccharide from Grateloupia indica Boergensen (Halymeniales, Rhodophyta) // Bot. Mar. - 2002. - Vol. 45. - P. 331-338.

95. Takano R., Shiomoto K., Kamei K., Hara S., Hirase S. Occurrence of carrageenan structure in an agar from the red seaweed Digenea simplex (Wulfen) C. Agardh (Rhodomelaceae, Ceramiales) with a short review of carrageenan-agarocolloid hydrid in the Florideophycidae // Bot. Mar. - 2003. - Vol. 46. - P. 142-150.

96. Takano R., Nose Y., Hayashi K., Hara S., Hirase S. Agarose-carrageenan hybrid polysaccharide from Lomentaria catenata II Phytochemistry. - 1994. - Vol. 37. -P. 1615-1619.

97. Rodriguez M.C., Merino E.R., Pujol C.A., Damonte E.B., Cerezo A.S., Matulewicz M.C. Galactans from cystocarpic plants of the red seaweed Callophyllis variegate (Kallymeniaceae, Gigartinales) // Carbohydr. Res. - 2005. -Vol. 340.-P. 2742-2751.

98. Estevez J.M., Ciancia M., Cerezo A.S. The system of sulfated galactans from the red seaweed Gymnogongrus toridosus (Phyllophoraceae, Rhodophyta): location and structural analysis // Carbohydr. Polym. - 2008. - Vol. 73. - P. 594-605.

99. Pujol C.A., Estevez J.M., Carlucci M.J., Ciancia M., Cerezo A.S., Damonte E.B. Novel DL-galactan hydrids from red seaweed Gymnogongrus torulosus are potent inhibitors of herpes simplex virus and dengue virus // Antivir. Chem. Chemother. -2002,- Vol. 13.-P. 83-89.

100. Meeuse B.J.D., Andries M., Wood J.A. Floriden starch // J. Exp. Bot. -I960,-Vol. 11.-P. 129-140.

101. Painter T.J. Algal polysaccharides // In: Aspinall G.O. (eds.), The Polysaccharides, New York: Academic Press. - 1983. - P. 195-285.

102. Yu S., Blennow A., Bojko M., Madsen F., Olsen C.E., Engelsen S B. Physico-chemical characterization of floridean starch of red algae // Starch/Starke. - 2002. - Vol. 54. - P. 66-74.

103. Viola R., Nivall P., Pedersen M. The unique features of starch metabolism in red algae//Proc. R. Soc. Lond. B. - 2001. - Vol. 268.-P. 1417-1422.

104. Turvey J.R., Williams E.L. The structures of some xylans from red algae // Phytochemistry. - 1970. - Vol. 9. - P. 2383-2388.

105. Stevenson T.T., Furneaux R. Chemical methods for analysis of sulphated galactans from red algae // Carbohydr. Res. - 1991. - Vol. 210, N 8. - P. 277-298.

106. Velde F.V., Knutsen S.H., Usov A.I., Rollema H.S., Cerezo A.S. and 13C high resolution NMR spectroscopy of carrageenans: application in research and industry // Food Sci. Technol. - 2002. - Vol. 13. - P. 73-92.

107. Matsuhiro B. Vibrational spectroscopy of seaweed galactans // Hydrobiologia. - 1996. - Vol. 326/327. - P. 481 -489.

108. Mangin C.M., Goodall D.M., Roberts M.A. Separation of t-, ec- and X-carrageenans by capillary electrophoresis // Electrophoresis. - 2001. - Vol. 22, N 8.-P. 1460-1467.

109. Bongaerts K., Paoletti S., Denef B., Vanneste K., Cuppo F., Reynaers H. Light scattering investigation of iota-carrageenan aqueous solutions. Concentration dependence of association // Macromol. - 2000. - Vol. 33, N 23. - P. 8709-8719.

110. Goncalves A.G., Ducatti D.R.B., Grindley T.B., Duarte M.E.R., Noseda M.D. ESI-MS differential fragmentation of positional isomers of sulfated oligosaccharides derived from carrageenans and agarans // J. Am. Soc. Mass Spectrom.-2010.-Vol. 20.-P. 1-13.

111. Fatema M.K., Nonami H., Ducatti D.R.B., Goncalves A.G., Duarte M.E.R., Noseda M.D., Cerezo A.S., Erra-Balsells R., Matulewicz M.C. Matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight (MALDI-TOF) mass spectrometry analysis of oligosaccharides and oligosaccharide alditols obtained by hydrolysis of agaroses and carrageenans, two important types of red seaweed polysaccharides // Carbohydr. Res. - 2010. - Vol. 345. - P. 275-283.

112. Anastyuk S.D., Barabanova A.O., Correc G., Nazarenko E.L., Davydova V.N., Ilelbert W., Dmitrenoc P.S., Yermak I.M. Analysis of structural heterogeneity of kappa/beta-carrageenan oligosaccharides from Tichocarpus crinitus by negativeion ESI and tandem MALDI mass spectrometry // Carbohydr. Polym. - 2011. -Vol. 86, N 2. - P. 546-554.

113. Brummer Y., Cui S.W. Understanding carbohydrate analysis // In: Brummer Y. and Cui S.W. (eds.), Food carbohydrates: chemistry, physical properties and application, Taylor and Francis group. - 2005. - P. 67-104.

114. Hama Y., Tsuneoka A., Morita R., Nomoto O., Yoshinaga K., Hatate H., Sumi T., Nakagawa H. Selective hydrolysis of the 3,6-anhydrogalacotosidic linkage in red algal galactans: a combination of reductive acid hydrolysis and anhydrous mercaptolysis // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2010. - Vol. 74, N 9. - P. 18951900.

115. Hama Y., Nakagawa H., Kurosawa M., Sumi T., Xia X., Yamaguchi K. A gas chromatographic method for the sugar analysis of 3,6-anhydrogalacose-contaning algal galactans // Anal. Biochem. - 1998. - Vol. 265. - P. 42-48.

116. Errea M., Ciancia M., Matulewicz M., Cerezo A. Separation and quantitation of enantiomeric 3,6-anhydrogalactoses by conversion to the corresponding diastereomeric acetylated sec-butyl 3,6-anhydrogalactonates // Carbohydr. Res. -1998. - Vol. 311. - P. 235-238.

117. Navarro D.A., Stortz C.A. Determination of the configuration of 3,6-anhydrogalactose and cyclizable a-galactose 6-sulfate units in the red seaweed galactans // Carbohydr. Res. - 2003. - Vol. 338. - P. 2111-2118.

118. Falshaw R., Furneaux R.H. The structural analysis of disaccharides from red algal galactans by methylation and reductive partial-hydrolysis // Carbohydr. Res. - 1995.-Vol. 269.-P. 183-189.

119. Stortz C.A., Cerezo A.S. Specific fragmentation of carrageenans // Carbohydr. Res. - 1987.-Vol. 166. - P. 317-323.

120. Ciancia M., Matulewicz M.C., Stortz C.A., Cerezo A.S. Room temperature, low-field 13C-n.m.r. spectra of degraded carrageenans. Part II. On the specificity of the autohydrolysis reaction in kappa/iota and mu/nu structures // Int. J. Biol. Macromol.- 1991.-Vol. 13.-P. 337-340.

121. Noseda M.D., Cerezo A.S. Room temperature, low-field 13C-n.m.r. spectra of degraded carrageenans: Part III. Autohydrolysis of a lambda carrageenan and of its alkali-treated derivative // Int. J. Biol. Macromol. - 1993. - Vol. 15. - P. 177-181.

122. Chen H., Yan X., Zhu P., Lin J. Antioxidant activity and hepatoprotective potential of agarooligosaccharides in vitro and in vivo // Nutri. J. - 2006. - Vol. 5. -P. 31-42.

123. Pereira L., Amado A.M., Critchley A.T., Velde F.V., Ribeiro-Claro P.J.A. Identification of selected seaweed polysaccharides (phycocolloids) by vibrational spectroscopy (FTIR-ATR and RT-Raman) // Food Hydrocoll. - 2009. - Vol. 30. -P. 1-7.

124. Andriamanantoanina H., Chambat G., Rinaudo M. Fractionation of extracted Madagascan Gracilaria corticata polysaccharides: structure and properties // Carbohydr. Polym. - 2007. - Vol. 68. - P. 77-88.

125. Lloyd A.G., Dodgson K.S., Price R.G., Rose F.A. Infrared spectra of sulphate esters. I. Polysaccharide sulphates // Biochim. Biophys. Acta. - 1961. - Vol. 46. -P. 108-115.

126. Prado-Fernandez J., Rodriguez-Vazquez J.A., Tojo E., Andrade J.M. Quantitation of k-, i- and X-carrageenans by mid-infrared spectroscopy and PLS regression // Anal. Chim. Acta. - 2003. - Vol. 480. - P. 23-37.

127. Rochas C., Lahaye M., Yaphe W. Sulfate content of carrageenan and agar determined by infrared spectroscopy // Bot. Mar. - 1986. - Vol. 29. - P. 335-340.

128. Caceres P.J., Faundez C.A., Matsuhiro B., Vasquez J.A. Carrageenophyte identification by second-derivative Fourier transform infrared spectroscopy // J. Appl. Phycol. - 1997. - Vol. 8. - P. 523-527.

129. Bhattacharjec S.S., Yaphe W., Hamer G.K. 13C-NMR spectroscopic analysis of agar, kappa-carrageenan and iota-carrageenan // Carbohydr. Res. - 1978. - Vol. 60. - P. 977-990.

130. Miller I.J., Blunt J.W. Evaluation of the structure of the polysaccharides from Chondria macrocarpa and Ceramium rubrum as determined by 13C NMR spectroscopy // Bot. Mar. - 2002. - Vol. 45. - P. 1-8.

131. Miller I.J., Blunt J.W. New 13C NMR methods for determining the structure of algal polysaccharides, Part 1. The effect of substitution on the chemical shifts of simple diad galactans // Bot. Mar. - 2000. - Vol. 43. - P. 239-250.

132. Velde F.V., Pereira L., Rollema H.S. The revised NMR chemical shift data of carrageenans // Carbohydr. Res. - 2004. - Vol. 339. - 2309-2313.

133. Gordon-Mills E., Tate M., Hounslow A. Use of solid and gel state I3C NMR spectroscopy for differentiation between agarophytes and carrageenophytes // Hydrobiologia. - 1990. - Vol. 204/205. - P. 629-636.

134. Miller I.J., Blunt J.W. Desulfation of algal galactans // Carbohydr. Res. - 1998. -Vol. 309.-P. 39-43.

135. Araki T., Higashimoto Y., Morshita T. Purification and characterization of kappa-carrageenase from marine bacterium Vibrio sp. CA-1004 // Fisheries Sci. -1999. - Vol. 65, N 6. - P. 937-942.

136. Fu X.T., Kim S.M. Agarase: Review of major sources, categories, purification method, enzyme characteristics and applications // Mar. Drugs. - 2010. - Vol. 8. -P. 200-218.

137. Michel G., Nyval-Collen P., Barbeyron T., Czjzek M., Helbert W. Bioconversion of red seaweed galactans: a focus on bacterial agarases and carrageenases // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2006. - Vol. 71. - P. 23-33.

138. Ekborg N.A., Taylor L.E., Longmire A.G., Henrissat B., Weiner R.M., Hutcheson S.W. Genomic and proteomic analyses of the agarolytic system expressed by Saccharophagus degradans 2-40 // Appl. Environ. Microbiol. -2006. - Vol. 72. - P. 3396-3405.

139. McLean M.W., Williamson F.B. Kappa-carrageenase from Pseudomonas carrageenovora II Eur. J. Biochem. - 1979b. - Vol. 93. - P. 553-558.

140. Potin P., Richard. C., Barbeyron T., Henrissat B., Gey C., Petillot Y., Forest E., Dideberg O., Rochas C., Kloareg, B. Processing and hydrolytic mechanism of the cgkA-encoded kappa-carrageenase of Alteromonas carrageenovora II Eur. J. Biochem. - 1995. - Vol. 228, N 3. - P. 971-975.

141. McLean M.W., Williamson F.B. Neocarratetraose 4-O-monosulphate beta-hydrolase from Pseudomonas carrageenovora II Eur. J. Biochem. - 1981. - Vol. 113.-P. 447-456.

142. Guibet M., Colin S., Barbeyron T., Genicot S., Kloareg B., Michel G., Helbert W. Degradation of X-carrageenan by Pseudoalteromonas carrageenovora X,-carrageenase: a new family of glycoside hydrolases unrelated to k- and i-carrageenases // Biochem. J. - 2007. - Vol. 404. - P. 105-114.

143. Denis C., Le Jeune H., Gaudin P., Fleurence J. An evalution of method for quantifying the enzymatic degradation of the red seaweed Grateloupia turuturu II J. Appl. Phycol. - 2009. - Vol. 21. - P. 153-159.

144. Sugano Y., Terada I., Arita M., Noma M. Purification and characterization of a new agarose from a marine bacterium Vibrio sp. strain JT0107 // Appl. Environ. Microbiol. - 1993.-Vol. 59.-P. 1549-1554.

145. Leon O., Quintana L., Peruzzo G., Slebe J.C. Purification and properties of an extracellular agarose from Alteromonas sp. strain C-l // Appl. Environ. Microbiol. - 1992. - Vol. 58. - P. 4060-4063.

146. Guibet M., Boulenguer P., Mazoyer J., Kervarec N., Antonopoulos A., Lafosse M., Helbert W. Composition and distribution of carrabiose moieties in hybrid k/i-carrageenans using carrageenases // Biomacromolecules. - 2008. - Vol. 9, N 1. -P. 408-415.

147. Jouanneau D., Boulenguer P., Mazoyer J., Helbert W. Enzymatic degradation of hybrid i/v-carrageenan by Alteromonas fortis t-carrageenase // Carbohydr. Res. -2010. - Vol. 345. - P. 934-940.

148. Piculell L. Gelling carrageenans // In: Stephen A.M. (eds.), Food Polysaccharides and their Applications; New York: Marcel Dekker Inc. - 1995. — P. 205-244.

149. Brunt D., Buliga G. Chemical structure and macromolecular conformation of polysaccharides in the aqueous environment // In: Brunt D. and Buliga G. (eds.), Biotechnology of Marine Polesaccharides, W.: Colwell eds. - 1985. - P. 29-73.

150. Janaswamy S., Chandrasekaran R. Effect of calcium ions on the organization of iota-carrageenan helices: An X-ray investigation // Carbohydr. Res. - 2002. - Vol. 337.-P. 523-535.

151. Stanley N.F. Carrageenan // In: Harris P. (eds.), Food Gels; Liverpool: Elsever Appl. Science. - 1990. - P. 79-119.

152. Hung L.D., Nang H.Q., Buu N.Q. Chemical composition of sulphated galactans in agar from some Gracilaria species growing along the coast of Southern Vietnam // J. Chem. - 2000. - Vol. 38, N 4. - P. 80-83.

153. Lahaye M. Chemistry and physico-chemistry of phycocolloids // Cah. Biol. Mar. -2001.-Vol. 42.-P. 137-157.

154. Mohamed Z.H., Hember M.W.N., Richardson R.K., Morris E.R. Kinetic and equilibrium process in the formation and melting of agarose gels // Carbohydr. Polym. - 1998. - Vol. 36. - P. 15-26.

155. McCandless E.L., West J.A., Giiiry M.D. Carrageenan patterns in the Phyllophoraceae II Biochem. System. Ecol. - 1982. - Vol. 10. - P. 275-284.

156. Pereira L., Velde F., Mesquita J.F. Cytochemical studies on underutilized carrageenophytes (Gigartinales, Rhodophyta) // J. Biol. Biomed. Eng. - 2007. -Vol. l.-P. 1-5.

157. Pereira L., Mesquita J.F. Carrageenophytes of occidental Portuguese coast: 1-spectroscopic analysis in eight carrageenophytes from Buarcos bay // Biomol. Eng. - 2003. - Vol. 20. - P. 217-222.

158. Amimi A., Mouradi A., Givernaud T., Chiadmi N., Lahaye M. Structural analysis of Gigartina pistillate carrageenans (Gigartinaceae, Rhodophyta) // Carbohydr. Res. - 2001. - Vol. 333, N 4. - P. 271-279.

159. Piriz M.L., Cerezo A.S. Seasonal variations of carrageenans in tetrasporic, cystocarpic and 'sterile' stages of Gigartina skottsbergii S. et G. (Rhodophyta, Gigartinales) // Ilydrobiologia. - 1991. - Vol. 226. - P. 65-69.

160. Byankina (Barabanova) A.O., Sokolova E.V., Anastyuk S.D., Isakov V.V., Glazunov V.P., Volodko A.V., Yakovleva I.M., Solov'eva T.F., Yermak I.M. Polysaccharide structure of tetrasporic red seaweed Tichocarpus crinitns II Carhydr. Polym. - 2013.-Vol. 98.-P. 26-35.

161. Yermak I.M., Barabanova A.O., Glazunov V.P., Isacov V.V., Solov'eva T.F., Kim Y.II., Kwang S.S., Titlyanova T.V. Carrageenans from cystocarpic and sterile plants of Chondrus pinnulatus (Gigartinaceae, Rhodophyta) collected from the Russian Pacific coast // J. Appl. Phycol. - 2006. - Vol. 18. - P. 361-368.

162. Roleda M.Y., Ganzon-Fortes E.T., Montano N.E. Agar from vegetative and tetrasporic Gelidiella acerosa (Gelidiales, Rhodophyta) 11 Bot. Mar. - 1997. - Vol. 40.-P. 501-506.

163. Givernaud T., Gourji A.E., Mouradi-Givernaud A., Lemoine Y., Chiadmi N. Seasonal variations of growth and agar composition of Gracilaria multipartita harvested along the Atlantic coast of Morocco I I Hydrobiologia. - 1999. - Vol. 398/399.-P. 167-172.

164. Yakovleva I.M., Yermak I.M., Titlynov E.A., Barabanova A.O., Glazunov V.P., Skriptsova A.V. Changes in growth rates, anatomy and polysaccharide content of a sterile form of Tichocarpus crtinitus (Gmel.) Rupr. (Rhodophyta, Tichocarpaceae) under differing photon irradiances in the Sea of Japan (Russia) // Bot. Mar. - 2001. - Vol. 44. - P. 493-500.

165. Buriyo A.S., Kivaisi A.K. Standing stock, agar yield and properties of Gracilaria salicornia harvested along the Tanzanian coast 11 West Indian Ocean J. Mar. Sci.-2003.-Vol. 2.-P. 171-178.

166. Torres M., Niell F.X., Algara P. Photosynthesis of Gelidium sesquipedale: effect of temperature and light on pigment concentration, C/N ratio and cell wall polysaccharides // Hydrobiologia. - 1991. - Vol. 221. - P. 77-82.

167. Torres M., Niell F.X., Figueroa F.L. Photosynthetic metabolism and cell-wall polysaccharide accumulation in Gelidium sesquipedale (Clem.) Born. Et Thur. under different light qualities // J. Appl. Phycol. - 1995. - Vol. 7. -P. 167-174.

168. Reani A., Cosson J., Parker A., Zaoui D. Influence of culture conditions on growth and rheological properties of carrageenans in Cystoclonium purpureum II Bot. Mar. - 1998. - Vol. 41. - P. 299-304.

169. Neish A.C., Shacklock P.F. Greenhouse experiments on the propagation of strain T4 of Irish Moss // Natn. Res. Coun. Can., Atl. Reg. Lab. Tech. Rep. - 1971. - N 14.-25 p.

170. Hurtado M.A., Manzano-Sarabia M., Ilernandez-Garibay E., Pacheco-Ruiz I., Zertuche-Gonzalez J. A. Latitudinal variations of the yield and quality of agar from Gelidium robustum (Gelidiales, Rhodophyta) from the main commercial harvest beds along thee western coast of the Baja California Peninsula, Mexico // J. Appl. Phycol. - 2011. - Vol. 23. - P. 727-734.

171. Fogg G.E. Environmental conditions and the pattern of metabolism in algae // In: Jackson D. (eds.), Algae and Man; New York: Plenum Press. - 1964. - P. 77-85.

172. Dawes C.J., Lawrence J.M., Cheney D.P., Mathiesow A.C. Ecological studies of Floridian Eucheuma (Rhodophyta, Gigartinales). III. Seasonal variations of carrageenan, total carbohydrate, protein, and lipid // Bull. Mar. Sci. - 1974. - Vol. 24, N 2. - P. 286-299.

173. Thomas P.C., Subbaramaiah K. Seasonal variations in growth and phycocolloid content in Hypnea pannosa J. Agardh (Gigartinales, Rhodophyta) from Mandapam region // Proc. Indian Natn. Acad. - 1994. - Vol. B60, N 1. - P. 93-98.

174. Goes H.G., Reis R.P. Temporal variation of the growth, carrageenan yield and quality of Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta, Gigartinales) cultivated at Sepetiba bay, southeastern Brazilian coast // J. Appl. Phycol. - 2012. - Vol. 24. -P. 173-180.

175. Tasende M.G., Cid M., Fraga M.I. Qualitative and quantitative analysis of carrageenan content in gametophytes of Mastocarpus stellatus (Stackhouse) Guiry along Galician coast (NW Spain) // J. Appl. Phycol. - 2013. - Vol. 25. - P. 587596.

176. Breden P.C., Bird K.T. Effects of environmental factors on carrageenan from Gymnogongrus griffithsiae (Gigartinales, Rhodophyta) // J. Appl. Phycol. — 1994. -Vol. 6.-P. 371-380.

177. Tasende M.G., Cid M., Fraga M.I. Spatial and temporal variations of Chondrus crispus (Gigartinaceae, Rhodophyta) carrageenan content in natural populations from Galicia (NW Spain)//J. Appl. Phycol. - 2012.-Vol. 24, N4.-P. 941-951.

178. Boulus A., Spaneir E., Friedlander M. Effect of outdoor conditions on growth rate and chemical composition of Gelidium crinale in culture // J. Appl. Phycol. — 2007.-Vol. 19.-P. 471-478.

179. Zinoun M., Cosson J. Seasonal variation in growth and carrageenan content of Calliblepharis jubata (Rhodophyceae, Gigartinales) from the Normandy coast, France // J. Appl. Phycol. - 1996. - Vol. 8. - P. 29-34.

180. Barabanova A.O., Yermak I.M., Glazunov V.P., Yakovleva I.M., Kim Y.H., Solov'eva T.F. Influence of life-history stage and photon irradiance on yield and quality of carrageenan in Tichocarpus crinitus (Rhodophyta, Tichocarpaceae) // Jpn. J. Phycol. - 2004. - Vol. 52. - P. 61-65.

181. Rivero-Carro H., Craigie J.S., Shacklock P.F. Influence of tissue sourse and growth rates on dry weight and carrageenan composition of Chondrus crispus (Gigartinales, Rhodophyta) // Hydrobiologia. - 1990. - Vol. 204/205. - P. 533538.

182. Patil R.T., Speaker T.J. Water-based microsphere delivery system for proteins // J. Pharm. Sci. - 2000. - Vol. 89. - P. 9-15.

183. Garcia A.M., Chaly E.S. Preliminary spherical agglomerates of water-solubie drug using natural polymer and cross-linking technique // J. Control. Release. -

1996.-Vol. 40.-P. 179-186.

184. Винникова JI.Г. Физико-химические аспекты взаимодействия белков с нерастворимыми полисахаридами // Хранение и переработка сельхозсырья. -

1997.-С. 13

185. Lahaye M., Kaeffer В. Seaweed dietary fibres: structure, physico-chemical and biological properties relevent to intestinal physiology // Sci. Aliment. - 1997. -Vol. 17.-P. 563-584.

186. Costa L.S., Fidelis G.P., Cordeiro S.L., Oliveira R.M., Sabry D.A., Ciara R.B.G., Nobre L.T.D.B., Costa M.S.S.P., Almeida-Lima J., Farias E.H.C., Leite E.L., Rocha H.A.O. Biological activities of sulfated polysaccharides from tropical seaweeds // Biomed. Pharmacother. - 2010. - Vol. 64. - P. 21-28.

187. Carlucci M.J., Pujol C.A., Ciancia M., Noseda M.D., Matulewicz M.C., Damonte E.B., Cerezo A.S. Antiherpetic and anticoagulant properties of carrageenans from the red seaweed Gigartina skottsbergii and their cyclized derivatives: Correlation between structure and biological activity // Int. J. Biol. Macromol. - 1997. - Vol. 20. - P. 97-105.

188. Wijesekara I., Pangestuti R., Kim S.-K. Biological activities and potential health benefits of sulfated polysaccharides derived from marine algae // Carbohydr. Polym.-201I.-VoI. 84.-P. 14-21.

189. Franz G., Alban S. Structure-activity relationship of antithrombotic polysaccharide derivatives International // Int. J. Biol. Macromol. - 1995. - Vol. 17.-P. 311-314.

190. Suwan J., Zhang Z., Li В., Vongchan P., Meepowpan P., Zhang F., Mousa S.A., Mousa S., Premanode В., Kongtawelert P., Linhardt R.J. Sulfonation of papain-treated chitosan and its mechanism for anticoagulant activity // Carbohydr. Res. -2009. - Vol. 344. - P. 1190-1196.

191. Sebaaly C., Kassem S., Grishina E., Kanaan H., Sweidan A., Chmit M.S., Kanaan H.M. Anticoagulant and antibacterial activities of polysaccharides of red

algae Corallina collected from Lebanese coast // J. Appl. Pharm. Sci. - 2014. — Vol. 4,N4.-P. 30-37.

192. Silva F.R.F., Dorc C.M.P.G., Marques C.T., Nascimento M.S., Benevides N.M.B., Rocha H.A.O., Chavante S.F., Leite E.L. Anticoagulant activity, paw edema and pleurisy induced carrageenan: Action of major types of commercial carrageenans // Carbohydr. Polym. - 2010. - Vol. 79. - P. 26-33.

193. Farias W.R.L., Valente A.-P., Pereira M.S., Mourao P.A.S. Structure and anticoagulant activity of sulfated galactans // J. Biol. Chem. - 2000. - Vol. 275, N 38.-P. 29299-29307.

194. Pereira M.G., Benevides N.M.B., Melo M.R.S., Valente A.-P., Melo F.R., Mourao P.A.S. Structure and anticoagulant activity of a sulfated galactan from the red alga, Gelidium crinale. Is there a specific structural requirement for the anticoagulant action? // Carbohydr. Res. - 2005. - Vol. 340. - P. 20145-2023.

195. Rocha de Souza M.C., Marques C.T., Dore C.M.G., Ferreira da Silva F.R., Rocha H.A.O., Leite E.L. Antioxidant activities of sulphated polysaccharides from brown and red seaweeds // J. Appl. Phycol. - 2007. - Vol. 19. - P. 153-160.

196. Wang J., Zhang Q., Zhang Z., Li Z. Antioxidant activity of sulphated polysaccharide fractions extracted from Laminaria japonica 11 Int. J. Biol. Macromol. - 2008. - Vol. 42. - P. 127-132.

197. Zhang Q., Li N., Zhou G., Lu X., Xu Z., Li Z. In vivo antioxidant activity of polysaccharide fraction from Porphyra haitanensis (Rhodophyta) in aging mice 11 Pharmacol. Res.-2003.-Vol. 48.-P. 151-155.

198. Sokolova E.V., Barabanova A.O., Homenko V.A., Solov'eva T.F., Bogdanovich R.N., Yermak I.M. In vitro and ex vivo studies of antioxidant activity of carrageenans, sulfated polysaccharides from red algae // Bull. Exp. Biol. Med. -2011. - Vol. 150, N 4. - P. 426-428.

199. Sun L., Wang C., Shi Q., Ma C. Preparation of different molecular weight polysaccharides from Porphyridium cruentum and their antioxidant activities // Int. J. Biol. Macromol. - 2009. - Vol. 45. - P. 42-41.

200. Yuan H., Zhang W., Li X., Lii X., Li N., Gao X., Song J. Preparation and in vitro antioxidant activity of K-carrageenan oligosaccharides and their oversulfated,

acetylated, and phosphorylated derivatives II Carbohydr. Res. - 2005. - Vol. 340. - P. 685-692.

201. Haijin M., Xiadu J., Huashi G. A k-carrageenan derived oligosaccharide prepared by enzymatic degradation containing anti-tumor activity // J. Appl. Phycol. - 2003. - Vol. 124. - P. 297-303.

202. Yuan H., Song J., Li X., Li N., Liu S. Enhanced immunostimulatory and antitumor activity of different derivatives of k-carrageenan oligosaccharides from Kappaphycus striatum II J. Appl. Phycol. - 2011. - Vol. 23. - P. 59-65.

203. Zhou G., Xin H., Sheng W., Sun Y., Li Z., Xu Z. In vivo growth-inhibition of SI80 tumor by mixture of 5-Fu and low molecular lambda-carrageenan from Chondrus ocellatus I I Pharmacol. - 2005. - Vol. 462. - P. 145-168.

204. Wang W., Wang S.-X., Guan H.-S. The antiviral activities and mechanism of marine polysaccharides: an overview // Mar. Drugs. - 2012. - Vol. 10, N 12. - P. 2795-2816.

205. Carlucci M.J., Ciancia M., Matulewicz M.C., Cerezo A.S., Damonte E.B. Antiherpetic activity and mode of action of natural carrageenans of diverse structural types // Antiviral Res. - 1999. - Vol. 43. - P. 93-102.

206. Chattopadhyay K., Mateu C.G., Mandal P., Pujol C.A., Damonte E.B., Ray B. Galactan sulfate of Grateloupia indica: Isolation, structural features and antiviral activity 11 Phytochem. - 2007. - Vol. 68. - P. 1428-1435.

207. Chattopadhyay K., Ghosh T., Pujol C.A., Carlucii M.J., Damonte E.B., Ray B. Polysaccharides from Gracilaria corticata: sulfation, chemical characterization and anti-IISV activities // Int. J. Biol. Macromol. - 2008. - Vol. 43. - P. 346-351.

208. Talarico L.B., Zibetti R.G.M., Faria P.C.S., Scolaro L.A., Duarte M.E.R., Noseda M.D., Pujol C.A., Damonte E.B. Anti-herpes simplex virus activity of sulfated galactans from thered seaweeds Gymnogongrus griffithsiae and Cryptonemia crenulata 11 Int. J. Biol. Macromol. - 2004. - Vol. 34. - P. 63-71.

209. Ilaslin C., Lahaye M., Pellegrini M., Chermann J.-C. In vitro Anti-HIV activity of sulfated cell-wall polysaccharides from gametic, carposporic and tetrasporic stages of the Mediterranean red alga Asparagopsis armata 11 Planta Med. - 2001. -Vol. 67.-P. 301-305.

210. Witvrouw M., De Clereq E. Sulfated polysaccharides extracted from sea algae as potential antiviral drugs // Gen. Pharmacol. - 1997. - Vol. 4. - P. 497-511.

211. Buck C.B., Thompson C.D., Roberts J.N., Müller M., Lowy D.R., Schiller J.T. Carrageenan is a potent inhibitor of papilloma virus infection // Plos Pathog. -2006. - Vol. 2. - P. 0671-0680.

212. Ji J., Wang L.C., Wu H., Luan ILM. Bio-function summary of marine oligosaccharides // Int. J. Biol. Sei. - 2011. - Vol. 3. - P. 74-86.

213. Ли Б.Д., Титляиов Э.А. Адаптация бентических растений к свету. III. Содержание фотосинтетических пигментов в морских макрофитах из различных по освещенности мест обитания // Биология моря. — 1978. — №2. — С. 47-55.

214. Муравьева И.П. Сравнение химического состава красных водорослей Callithamnion corymbosum (J.E. Smith) Lyngb. и Ceramium rubrum (Huds.) Ag. из севастопольских бухт (Черное море) // Экология моря. - 2006. - Т. 71. - С. 93-99.

215. Цымбал И.М., Заиченко Н.Ю. Изменение содержания фотосинтетических пигментов у церамиума как ответная реакция на загрязнение среды // Еколопчна безпека. -2010. -Т. 1. - С. 111-117.

216. Титляиов Э.А. Адаптация водорослей и кораллов к свету : автореф. дис... д-ра биол. наук. - Владивосток, 1983. - 54 с.

217. Collen J., Davison I.R. Seasonality and thermal acclimation of reactive oxygen metabolism in Fucus vesiculosus (Phaeophyceae) // J. Phycol. - 2001. - Vol. 37. -P. 474-481.

218. Logan B.A., Grace S.C., Adams III W.W., Demmig-Adams B. Seasonal differences in xanthophylls cycle characteristics and antioxidants in Mahonia repens growing in different light environments 11 Oecologia. - 1998. - Vol. 116.— P. 9-17.

219. Ли Б.Д. Сезонная динамика пигментов фотосинтеза у морских зеленых водорослей // Ред. Титлянов Э.А., Звалинский В.И., Экологические аспекты фотосинтеза морских макроводорослей, Владивосток: ДВНЦ АН СССР. -1978. - С. 158-166.

220. Bischof K.D., Peralta G., Krabs G., Poll W.H., Perez-Llorens J.L., Breeman A.M. Effect of solar UV-B radiation on canopy structure of Viva communities from southern Spain // J. Exp. Bot. - 2002. - Vol. 53. - P. 2411-2421.

221. Talarico L., Kosovel V. Phycobilisomes and phycobiliproteins variations during the annual cycle of in Halopithys incurvus (Huds.) Batt. (Rhodornelaceae, Rhodophyta) // Boll. Soc. Adr. Sci. - 1983. - Vol. 67. - P. 69-79.

222. Sampath-Wiley P., Neefus C.D., Jahnke L.S. Seasjnal effect of sun exposure and emersion on intertidal seaweed physiology: fluctuations in antioxidant contents, photosynthetic pigments and photosynthetic efficiency in the red alga Porphyra umbilicalis Kutzing (Rhodophyta, Bangiales) // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. -2008.-Vol. 361.-P. 83-91.

223. Falkowski P.G. Aquatic photosynthesis / P.G. Falkowski, J.A. Raven. - Oxford: Black-well Science, 1997. - 375 p.

224. Яковлева И.М. Устойчивость и адаптация морских красных макроводорослей к высоким интенсивностям видимой и ультрафиолетовой радиации : автореф. дис... канд. биол. наук. - Владивосток, 1999. -23 с.

225. Hednry G.A.F., Price А.Н. Stress indicators: Chlorophylls and carotenoids // \n: Hednry G.A.F., Price A.H. (eds.), Methods in comparative plant ecology; L.: Chapman and Hall. - 1993. - P. 148-152.

226. Talarico L. Phycobiliproteins and phycobilisomes in red algae: adaptive responses to light // Sci. Mar. - 1996. - Vol. 60. - P. 205-222.

227. Luder U.H., Wiencke C., Knoetzel J. Acclimation of photosynthesis and pigments during and after six months of darkness in Palmaria decipiens (Rhodophyta): a study to simulate Antarctic winter sea ice cover // J. Phycol. -2002. Vol. 38.-P. 904-913.

228. Wyman M., Gregory R.P.F., Carr N.G. Novel role for phycoerythrin in a marine cyanobacterium Synechoccus DC2 // Science. - 1985. - Vol. 230. - P. 818-820.

229. Gomez I., Wiencke C., Thomas D.N. Variations in photosynthetic characteristics of the Antarctic marine brown alga Ascoseira mirabilis in relation to thallus age and size // Eur. J. Phycol. - 1996. Vol. 31. - P. 167-172.

230. Евстигнеева И.К., Нехорошее М.В. Морфо-функциональные особенности видов рода Phyllophora Grev. В условиях поля Зернова (Черное море) // Тр. ЮгНИРО. - 2008. - Т. 46. - С. 55-63.

231. Bird К.Т. Agar production and quality from Gracilaria sp. Strain G-16: effects of environmental factors // Bot. Mar. - 1988. - Vol. 31. - P. 33-39.

232. Mtolera M.S.P., Buriyo A.S. Studies on Tanzanian Hypneaceae: Seasonal variation in content and quality of kappa-carrageenan from Iiypnea muscifonnis (Gigartinales, Rhodophyta) // West Indian Ocean J. Mar. Sci. - 2004. - Vol. 3, N l.-P. 43-49.

233. Durako M.J., Dawes C.J. A comparative seasonal study of two populations of Iiypnea musciformis from the East and West Coasts of Florida, USA I. Growth and chemistry//Mar. Biol. - 1980.-Vol. 59, N3.-P. 151-156.

234. Кравченко А.О., Белоциценко E.C., Яковлева И.М., Барабанова А.О., Ермак И.М. Сезонные изменения содержания фотосинтетических пигментов у красной водороли Ahnfeltiopsis flabelliformis Японского моря // Изв. ТИНРО. -2011.-Т. 166.-С. 123-133.

235. Aziza М., Givernaud Т., Chikhaouikhay М., Bennasser L. Seasonal variation of the growth, chemical composition and carrageenan extracted from Hypnea musciformis (Wulfen) Lamouroux harvested along the Atlantic coast of Morocco // Sci. Res. Essay. - 2008. - Vol. 2, N 10. - P. 509-514.

236. Fournet I., Zinoun M., Deslandes E., Diouris M., Floc'k J.Y. Floridean starch and carrageenan contents as responses of the red alga Solieria chordalis to culture conditions // Eur. J. Phycol. - 1999. - Vol. 34. - P. 125-130.

237. Xue C.H., Hang Y., Lin H., Chen L., Li Z.J., Deng D., Lu C.X. Chemical characters and antioxidant properties of sulfated polysaccharides from Laminaria japonica II J. Appl. Phycol. - 2000. - Vol. 13. - P. 1-5.

238. Tannin-Spitz Т., Bergman M., van-Moppes D., Grossman S. Antioxidant activity of the polysaccharide of the red microalga Porphyridium sp. // J. Appl. Phycol.-2005.-Vol. 17.-P. 215-222.

239. Mohamed Z.A. Polysaccharides as a protective response against microcystininduced oxidative stress in Chlorella vulgaris and Scenedesmus

quadricauda and their possible significance in the aquatic ecosystem // Ecotoxicology. - 2008. -Vol. 17.-P. 504-516.

240. Pomin V.H. Structural and functional insights into sulfated galactans: A systematic review//Glycoconjug. J.-2010.-Vol. 27, N l.-P. 1-12.

241. Rosenberg G. Ecological growth strategies in the seaweeds Gracilaria foliifera (Rhodopyceae) and Ulva sp. (Chlorophyceae) : PHd Thesis. - New Haven, Connecticut, 1981.- 151 pp.

242. McCandless E.L., Craigie J.S., Walter J.A. Carrageenans in the gametophytic and sporophytiuc stages of Chondrus crispus II Planta. - 1973. - Vol. 112. — P. 201-212.

243. Rees D.W., Santos G.A., Dumont L.E., Parent C.A., Stanley N.F., Stancioff D.J., Guiseley K.B. P-Carrageenan: Isolation and characterization // Carbohydr. Polym. - 1993. - Vol. 22. - P. 247-252/

244. Stancioff D.J., Stanley N.F. Infrared and chemical studies on algal polysaccharides // Proc. Int. Seaweed Symposium. - 1969. - Vol. 6. - P. 595-609.

245. Liao M.L., Kraft G.T., Munro S.L., Craik D.J., Bacic A. Beta/kappa-carrageenans as evidence for continued separation of the families Dicranemataceae and Sarcodiaceae (Gigartinales, Rhodophyta) // J. Phycol. -1993. - Vol. 29. - P. 833-844.

246. Kolender A.A., Matulewicz M.C. Desulfation of sulfated galactans with chlorotrimethylsilane. Characterization of p-carrageenan by 'H NMR spectroscopy // Carbohydr. Res. - 2004. - Vol. 339. - P. 1619-1629.

247. Yu G., Zhao X., Yang B., Ren S., Guan H., Zhang Y., Lawson A.M., Chai W. Sequence determination of sulfated carrageenan-derived oligosaccharides by high-sensitivity negative-ion electrospray tandem mass spectrometry // Anal. Chem. — 2006. - Vol. 78, N 24. - P. 8499-8505.

248. Keler T., Novonty A. Metachromatic assay for the quantitative determination of bacterial endotoxins // Anal. Biochem. - 1986. - Vol. 156. - P. 189-193.

249. Dubois M., Gilles K.A., Hamilton J.K., Rebers P.A., Smith F. Colorimeiric method for determination of sugar and related substances // Anal. Chem. - 1956. — Vol. 28, N3,-P. 350-356.

250. Heaney-Kieras J., Roden L., Chapman D.J. The covalent linkage of protein to carbohydrate in the extra-cellular protein-polysaccharide from the red alga Porphyridium cruentum // Biochem. J. - 1977. - Vol.165. — P. 1-9.

251. Красильникова С.В., Медведева Е.И. О некоторых особенностях щелочерастворнмого белка красной водоросли Furceliaria fastigiata И Химия природных соединений. - 1975. - № 3. - С. 400-404.

252. Medvedeva E.I., Lukina G.D., Selich E.F., Bozhko I.G. Structure and some characteristics of glycoproteins of the alga Phyllophora 11 Biokhimiya. - 1973. -Vol. 38.-P. 1181-1185.

253. Usov A.I., Shashkov A.S. Polysaccharides of algae XXXIV: Detection of iota-carrageenan in Phyllophora brodittei (Turn.) J Ag. (Rhodophyta) using 13C-NMR spectroscopy // Bot. Mar. - 1985. - Vol. 28. - P. 367-373.

254. Yang В., Yu G., Zhao X., Jiao G., Ren S., Chai W. Mechanism of mild acid hydrolysis of galactan polysaccharides with highly ordered disaccharide repeats leading to a complete sries of exclusively odd-numbered oligosaccharides // FEBS J.-2009.-Vol. 276.-P. 2125-2137.

255. Kalitnik A.A., Byankina Barabanova A.O., Nagorskaya V.P., Reunov A.V., Glazunov V.P., Solov'eva T.F., Yermak I.M. Low molecular weight derivatives of different carrageenan types and their antiviral activity // J. Appl. Phycol. - 2013. — Vol. 25. - P. 65-72.

256. Park J.T., Johnson M.J. A submicrodetermination of glucose // J. Biol. Chem. -1949.-Vol. 181.-P. 149-151.

257. Kolender A.A., Matulewicz M.C. Sulfated polysaccharides from the red seaweed Georgiella confluent // Carbohydr. Res. - 2002. - Vol. 337. - P. 57-68.

258. Chattopadhyay K., Adhikari U., Lerouge P., Ray B. Polysaccharide from Caulerpa racemosa: Purification and structural features // Carbohydr. Polym. -2007.-Vol. 68.-P. 407-415.

259. Kalitnik A.A., Marcov P.A., Anastyuk S.D., Barabanova A.O., Glazunov V.P., Popov S.V., Ovodov Y.S., Yermak I.M. Gelling polysaccharide from Chondrus armatus and its oligosaccharides: the structural peculiarities and antiinflammatory activity // Carbohydr. Polym. - 2015. - Vol. 115. - P. 768-775.

260. Hatada Y., Mizuno M., Li Z., Ohta Y. Hyper-production and characterization of the i-carrageenase useful for i-carrageenan oligosaccharide production from a deep-sea bacterium, Microbulbifer thermotolerans JAMB-A94T, and insight into the unusual catalytic mechanism // Mar. Biotechnol. - 2011. - Vol. 13, N 3. - P. 411-422.

261. Pomin V.H. Review: An overview about the structure-function relationship of marine sulfated homopolysaccharides with regular chemical structures // Biopolym. - 2009. - Vol. 91, N 8. - P. 601-609.

262. Pereira M.S., Melo F.L., Mourao P.A.S. Is there a correlation between structure and anticoagulant action of sulfated galactans and sulfated fucans? // Glycobiology. - 2002. - Vol. 12. - P. 573-580.

263. Pomin V.II., de Souza Mourao P.A. Structure versus anticoagulant and antithrombotic actions of marine sulfated polysaccharides // Brazilian J. Pharmacog. - 2012. - Vol. 22, N 4. - P. 921-928.

264. Yermak I.M., Barabanova A.O., Aminin D.L., Davydova V.N., Sokolova E.V., Solov'eva T.F., Kim Y.H., Shin K.S. Effects of structural peculiarities of carrageenans on their immunomodulatory and anticoagulant activities // Carbohydr. Polym. - 2012. - Vol. 87, N 1. - P. 713-720.

265. Bhattacharyya S., Liu H., Zhang Z., Jam M., Dudeja P.K., Michel G., Linhardt R.J., Tobacman J.K. Carrageenan-induced innate immune response is modified by enzymes that hydrolaze distinct galactosidic bonds // J. Nutr. Biochem. - 2010. -Vol. 10.-P. 906-910.

266. Zhou G., Sun Y., Xin H., Zhang Y., Li Z., Xu Z. In vivo antitumor and immunomodulation activities of different molecular weight lambda-carrageenans from Chondrus ocellatus И Pharmacol. Res. - 2004. - Vol. 50. - P. 47-50.

267. Stephanie В., Eric D., Sophie F., Christian В., Yu G. Carrageenan from Solieria chordalis (Gigartinales): Structural analysis and immunological activities of the low molecular weight fractions // Carbohydr. Polym. - 2010. - Vol. 8. - P. 448450.

268. Перестенко Л.П. Красные водоросли дальневосточных морей России / Л.П. Перестенко. - СПб.: Ольга, 1994. - 322 с.

269. Kaixian Q., Franklin M., Borowitzka M.A. The study for isolation and purification of R-phycoerythrin from a red alga // Appl. Biochem. Biotechnol. -1993. - Vol. 43, N 2. - P. 133-139.

270. Сапожников Д.И. Пигменты пластид зеленых водорослей, растений и методика их использования / Д.И. Сапожников. - М.: Наука, 1964. - 120 с.

271. Jeffrey S.W., Humphrey G.F. New spectrophotometry equations for determining chlorophyll a, b, с and c^ in higher plants, algae and natural phytoplankton//Biochem. Physiol. - 1975. - Vol. 167. - P. 191-194.

272. Seely G.R., Duncan M.J., Vidaver W.E. Preparation and analytical extraction of pigments from brown algae with dimenthyl sulfoxide // Mar. Biol. - 1972. - Vol. 12. - P. 184-188.

273. Lowry O.H., Rosebrough N.L., Farr A.L., Randall R.J. Protein measurement with the Folin phenol reagent // J. Biol. Chem. - 1951. - Vol. 193, N 7. - P. 265275.

274. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding //Anal. Biochem. - 1976. - Vol. 72. - P. 248-254.

275. Dodgson K.S., Price R.G. A note on the determination of the ester sulfate content of sulfated polysaccharides // Biochem. J. - 1962. - Vol. 84. - P. 106-110.

276. Englist H.N., Cummings J.H. Simplified method for the measurement of total non-starch polysaccharides by liquid chromatograph of constituent sugars as alditol acetates // Analyst. - 1984. - Vol. 109, N 6. - P. 937-942.

277. Усов А.И., Элашвили М.Я. Количественное определение производных 3,6-ангидрогалактозы и специфическое расщепление галактанов красных водорослей в условиях восстановительного гидролиза // Биоорг. Химия. — 1991.-Т. 17, №6.-С. 839-848.

278. Yu G., Guan Н., Ioanoviciu A.S., Sikkander S.A., Thanawiroon С., Tobacman J.K., Toida Т., Linhardt R.J. Structural studies on k-carrageenan derived oligosaccharides // Carbohydr. Res. - 2002. - Vol. 337. - P. 433-440.

279. Жэнь-Юань Ц. Определение молекулярных весов биополимеров / Ред. С.Р. Рафиков. М.: Изд-во ИЛ. - 1962. - 234 с.

280. Maghami G.G., Roberts G.A.F. Evaluation of the viscometric constants for chitosan // Macromol. Chem. - 1988. - Vol. 189. - P. 195-200.

281. Rochas C., Rinaudo M., Landry S. Role of the molecular weight on the mechanical properties of kappa-carrageenan gels // Carbohydr. Polym. - 1990. -Vol. 12.-P. 255-266.

282. Lehmann A.K., Sornes S., Halstensen A. Phagocytosis: measurement by flow cytometry // J. Immunol. Methods. - 2000. - Vol. 243, N 1. - P. 229-242.

283. Setsukinai K.I., Urano Y., Kakinuma K., Majima H.J., Nagano T. Development of novel fluorescence probes that can reliably detect reactive oxygen species and distinguish specific species // J. Biol. Chem. - 2003. - Vol. 278, N 5. - P. 31703175.

Автор выражает искреннюю благодарность своему руководителю д.х.н. И.М. Ермак за неоценимую помощь в выполнении диссертационной работы, к.х.н. А.О. Барабановой за помощь в постановке первых экспериментов, к.б.н. Е.В. Соколовой за проведение экспериментов по биологической активности полисахаридов, к.х.н. В.И. Горбач за полезные советы, д.х.н. Т.Ф. Соловьевой и всем сотрудникам ЛМОАБИ за внимание к работе, к.х.н. С.Д. Анастюку, к.ф.-м.н. В.П. Глазунову и к.х.н. В.В. Исакову за получение и помощь в интерпретации масс-спектров, ИК- и ЯМР спектров, к.б.н. Белоус О.С. за сбор и идентификацию водоросли, а такг:е сотруднице ЛФАО Института Биологии моря им. A.B. Жирмунского ДВО Р\Н к.б.н. И.М. Яковлевой за помощь в проведении эксперимента и интерпретации результатов по сезонной динамике пигментов. Автор также благодарит Dr. W. Heibert (Франция, CERMAV-CNRS) за любезное предоставление фермента йота-каррагиназы.