Клубеньковые бактерии дикорастущих бобовых растений Южного Урала и молекулярное конструирование их искусственных ассоциаций с небобовыми растениями тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, доктор биологических наук Баймиев, Андрей Ханифович

• Баймиев, Андрей Ханифович
• доктор биологических наук
• 2012

Оглавление диссертации доктор биологических наук Баймиев, Андрей Ханифович

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ЧАСТЬ 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Систематика клубеньковых бактерий

1.1. Становление систематики клубеньковых бактерий

1.2. Современное состояние систематики клубеньковых бактерий

1.3.Биовары

1.4. Новые ризобии

Глава 2. Геномы клубеньковых бактерий

2.1. Организация генома клубеньковых бактерий

2.2. Горизонтальный перенос генов

2.3. Передача сигналов в симбиозах

2.4. Конкурентоспособность

Глава 3. Роль лектинов в азотфиксирующем симбиозе

3.1. Общая характеристика лектинов растений

3.2. Лектины бобовых растений

3.3. Функции лектинов в азотфиксирующем симбиозе

Глава 4. Создание искусственных ассоциаций

4.1. «Бородатые корни» как модель корневой системы в 76 симбиотических взаимодействиях

4.2. Биоинженерия симбиотических систем

4.3. Ассоциации ризобий с небобовыми растениями

4.4. Благоприятное воздействие ризобий на небобовые растения

4.4.1. Механизмы прямого воздействия

4.4.2. Механизмы опосредованного воздействия

Глава 5. Прижизненное маркирование клеток клубеньковых бактерий

5.1. Флуоресцентные белки

ЧАСТЬ 2. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

Глава 6. Объекты исследований

6.1. Краткая характеристика объектов исследований

Глава 7. Методы исследований

7.1. Схема анализа клубеньковых бактерий

7.1.1. Сбор клубеньков бобовых растений.

7.1.2. Выделение чистых культур клубеньковых бактерий.

7.1.3. Схема генетического анализа клубеньковых бактерий.

7.1.4. Хранение штаммов ризобий

7.2. Выделение и очистка ДНК ризобий

7.3. Полимеразная цепная реакция

7.4. Кластерный анализ RAPD профилей

7.5. Выделение и электрофоретическое разделение мегаплазмидной 106 ДНК ризобий

7.6. Секвенирование ДНК на автоматическом секвенаторе

7.7. Компьютерный анализ нуклеотидных последовательностей

7.8. Выделение и очистка ДНК растений

7.9. Выделение и очистка РНК растений

7.10. Синтез кДНК

7.11. Выделение и очистка плазмидной ДНК E.coli

7.12. Расщепление ДНК рестрикционными эндонуклеазами

7.13. Аналитический гель-электрофорез ДНК в не денатурирующих 115 условиях

7.14. Препаративный гель-электрофорез ДНК

7.15. Элюция ДНК из агарозных и полиакриламидных гелей

7.16. Обработка ДНК щелочной фосфатазой и полинуклеотидкиназой фага Т4.

7.17. Сайт направленный мутагенез

7.18. Подготовка химически компетентных клеток Е. coli

7.19. Трансформация компетентных клеток E.coli плазмидной ДНК

7.20. Подготовка электрокомпетентных клеток E.coli.

7.21. Подготовка электрокомпетентных клеток клубеньковых 124 бактерий и лабораторных штаммов Agrobacterium tumefaciens

7.22. Электропорация компетентных клеток ризобий

7.23. Стерилизация и проращивание семян рапса

7.24. Получение «бородатых корней» и композитных растений рапса.

7.25. Агробактериальная трансформация листовых пластинок табака

7.26. Анализ ß-глюкуронидазной (gus) активности

7.27. Обработка бородатых корней микросимбионтом R. leguminosarum и подсчет количества адсорбированных на поверхности корней ризобий

7.28. Создание полностью трансгенных по гену лектина PSL 130 растений табака

7.29. Выделение семенного лектина козлятника восточного

7.30. Определение кислотности почвы

7.31. Подсчет количества флуоресцентно меченых клеток

7.32. Микроскопирование.

Глава 8. Реактивы и материалы

8.1. Бактериальные штаммы для молекулярно-биологических манипуляций, плазмидные и фагмидные векторы

8.2. Олигонуклеотидные праймеры, использованные при проведении

ПЦР и сайт-направленного мутагенеза

8.3. Реактивы и материалы

8.4. Составы использованных стандартных растворов 138 ЧАСТЬ 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 9. Генетическое разнообразие и филогения клубеньковых бактерий, вступающих в симбиоз с дикорастущими растениями умеренного климата

9.1. Генетическое разнообразие и филогения клубеньковых бактерий 140 бобовых трибы Vicieae

9.2. Исследование закономерности распределения генотипов 146 филогенетически однородных бактерий Rhizobium leguminosarum в клубеньках отдельной популяции растений Lathyrus vernus.

9.3. Исследование влияния горизонтального переноса генов на 151 видовой состав клубеньковых бактерий растений рода Lathyrus

9.4. Исследование структуры генов лектинов растений L. vernus, L. 156 palustris и L. gmelinii.

9.5. Исследование эффективности штаммов R. tropici, Agrobacterium 165 sp. и Phyllobacterium sp., обнаруженных в клубеньках растений рода Lathyrus

9.6. Генетическое разнообразие и филогения клубеньковых бактерий 168 трибы Galegeae

9.7. Влияние интродукции Galega orientalis на состав ее симбионтов

9.8. Генетическое разнообразие и филогения клубеньковых бактерий 177 трибы Loteae, Genisteae и Hedysareae.

9.9. Обобщение по главе

Глава 10. Получение флуоресцентно меченых штаммов клубеньковых бактерий дикорастущих бобовых для их детекции in vivo и in vitro

Глава 11. Создание искусственных ассоциаций клубеньковых бактерий с небобовыми растениями.

11.1. Создание новых ассоциативных симбиозов с помощью 201 лектинов на примере трансгенных бородатых корней табака и рапса

11.2. Клонирование гена лектина в бинарном векторе pCambia 204 1305.

11.3. Получение «бородатых корней» на рапсе и листовых пластинках табака

11.4. Исследование адгезии клеток ризобий Rhizobium leguminosarum 209 bv. viciae на трансгенных по гену лектина PSL бородатых корнях растений рапса и табака.

11.5. Анализ специфичности взаимодействия лектинов бобовых 211 растений с клубеньковыми бактериями.

11.6. Создание искусственных ассоциативных симбиозов с помощью 215 лектинов на примере трансгенных растений табака и бородатых корней томата и рапса.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Клубеньковые бактерии дикорастущих бобовых растений Южного Урала и молекулярное конструирование их искусственных ассоциаций с небобовыми растениями»

Актуальность темы. Клубеньковые бактерии (ризобии) - обширная, генетически разнородная группа почвенных грамотрицательных микроорганизмов, способных вступать во внутриклеточный симбиоз с бобовыми растениями и обеспечивать фиксацию атмосферного азота.

Интерес к этим бактериям со стороны исследователей связан, с одной стороны, сельскохозяйственной значимостью симбиотической азотфиксации и необходимостью разработки генетических методов селекции и конструирования хозяйственно-ценных штаммов ризобий, инокуляция которыми позволит получить высокие урожаи бобовых культур без использования дорогостоящих и экологически небезопасных азотных удобрений (Симаров, 1990; Борисов и др., 2007), а с другой - использованием клубеньковых бактерий как модельного объекта для изучения биологии взаимодействия микроорганизмов с высшими растениями, генетического контроля и эволюции симбиотических систем (Онищук, 1995; Проворов, 2000; Рапшке, 2008).

Одной из актуальных задач современной биотехнологии является исследование генетических ресурсов клубеньковых бактерий, особенно естественных природных популяций, где наиболее эффективным подходом для этих исследований является анализ их генетического разнообразия, результатом которого может быть понимание процессов возникновения новых генотипов за счет мутаций, рекомбинаций, горизонтального переноса генов. В настоящее время для характеристики ризобий широко используются различные молекулярно-генетические методы. Преимущество этих методов состоит в том, что они позволяют получать стабильные характеристики, независящие от физиологического статуса микроорганизма.

Значение таких исследований велико, поскольку они могут позволить выявить наиболее удачные комбинации геномов ризобий, которые могут быть использованы в качестве основы для направленного генетического конструирования штаммов, перспективных для практики.

Рациональное использование свойств аборигенных популяций ризобий, в перспективе, несомненно, является важным элементом биологизации земледелия и создания адаптивно-интенсивной стратегии растениеводства не только бобовых культур, но за счет использования ассоциативного симбиоза и других сельскохозяйственно-значимых растений.

Создание искусственных азотфиксирующих ассоциаций культурных растений с эндофитными микроорганизмами, которые выделены из природных симбиозов, является относительно новым направлением в биоинженерии симбиотических систем. Клубеньковые бактерии рода Rhizobium, фиксирующие азот в симбиозе с бобовыми растениями, могут также выступать и в качестве ассоциативных микросимбионтов для многих экономически ценных небобовых культур, таких как рис, кукуруза, пшеница, рапс, подсолнечник и т. д. Эти бактерии способны колонизировать корневую систему и повышать урожайность растений, выделяя ростостимулирующие вещества и защищая от фитопатогенов. Как показали исследования последних лет, ризобии принимают активное участие в усвоении растениями труднорастворимых соединений фосфора и даже, проникая в надземную часть растения, могут усиливать процесс фотосинтеза. (Chi et al., 2005; Черемных и др., 2007; Perrine-Walker et al., 2007). Поэтому получение искусственных симбиотических ассоциаций этих бактерий является одним из наиболее перспективных направлений на пути создания экологически ориентированного сельского хозяйства. На сегодняшний день уже выделены штаммы Rhizobium, которые успешно колонизируют в природе корни небобовых растений. Например, показано, что наиболее перспективными штаммами для создания азотфиксирующих ассоциаций риса являются ризобии клевера R. leguminosarum bv. trifolii R4 (Perrine-Walker, 2007), так как эти бактерии способны колонизировать корни и заселять межклетники, способствуя увеличению урожая. В случае кукурузы и латука в качестве подобного штамма можно использовать ризобии фасоли R. leguminosarum bv. phaseoli Р31 и R1, которые успешно колонизируют корни этих растений в почве (Chabot, 1996)

Вместе с тем, следует отметить, что эти процессы неконтролируемы, и в естественных условиях, к сожалению, ризосферные бактерии с полезными признаками не выдерживают конкуренции и вытесняются более агрессивными бактериями, зачастую обладающими фитопатогенными свойствами. Задача исследователей состоит в том, чтобы придать растениям способность контролировать микрофлору своей ризосферы.

Лектины бобовых растений - секретируемые белки, способные узнавать и избирательно связывать разнообразные углеводы. Благодаря субъединичной структуре лектины являются би-(тетра-)валентными и тем самым способны избирательно связывать «свои» бактерии между собой и адгезировать их на поверхность корней бобовых растений, способствуя тем самым прикреплению клубеньковых бактерий к своему макросимбионту. Отсюда, трансгенные растения, синтезирующие лектины определенных бобовых растений, станут способны связывать их микросимбионтов к своим корням.

Применение подобной стратегии дает ключ к конструированию «искусственной ризосферы», специфически колонизируемой только теми микробами, которые выполняют полезные для растений трофические, ростостимулирующие и/или защитные функции, а использование лектинов бобовых растений в качестве трансгенов может стать важным шагом к получению стабильных ассоциаций экономически ценных несимбиотрофных видов растений с ризобиями.

Цель работы заключалась в исследовании генетического разнообразия и филогении клубеньковых бактерий дикорастущих видов бобовых растений Южного Урала и разработке подходов для использования биологического потенциала данных бактерий при культивировании небобовых хозяйственно-ценных растений.

Задачи исследования:

1. Собрать коллекцию штаммов клубеньковых бактерий дикорастущих видов бобовых растений Южного Урала, проанализировать их генетическое разнообразие и определить филогенетическое положение.

2. С целью выявления возможности влияния горизонтального переноса генов на видовое разнообразие микросимбионтов исследованных растений провести филогенетический анализ симбиотических и 16S рибосомных генов.

3. Создать плазмидные конструкции для мечения клубеньковых бактерий флуоресцентными белками и получить маркированные штаммы для их детекции in vivo и in vitro.

4. Провести анализ полиморфизма генов лектинов представителей рода Lathyrus, вступающих в симбиоз с клубеньковыми бактериями Rhizobium leguminosarum bv. viciae.

5. Оценить специфичность взаимодействия лектинов из семян гороха посевного и козлятника восточного с клубеньковыми бактериями Rhizobium leguminosarum bv. viciae и Rhizobium galegae.

6. Исследовать возможность адгезии клеток ризобий Rhizobium leguminosarum bv. viciae на контрольных и трансгенных по гену лектина psl бородатых корнях растений рапса и табака.

7. На модельных растениях трансгенного табака и композитных растений томата и рапса изучить возможность специфичной колонизации их ризосферы целевым видом клубеньковых бактерий в условиях конкуренции с почвенной микрофлорой.

Научная новизна. Изолировано более 1200 штаммов ризобий из клубеньков 36-ти видов дикорастущих бобовых растений, относящихся к 12-ти родам. Исследовано их генетическое разнообразие и на основе сравнительного анализа последовательностей генов 16S рРНК определено их филогенетическое положение.

Выявлено, что для штаммов ризобий, выделенных из клубеньков дикорастущих видов растений трибы Vicieae, которые по последовательности генов 16S рРНК за небольшим исключением относятся к виду Rhizobium leguminosarum, характерна высокая степень генетической гетерогенности, обусловленная различиями в их плазмидном составе, вызванная, предположительно, высокой трансмиссивностью мобильной части их генома. С помощью кластерного анализа RAPD-фингерпринтов данных штаммов обнаружено, что внутри популяции клубеньковых бактерий существует разделение на субпопуляции, рекомбинационные процессы между которыми имеют определенные ограничения.

Несмотря на то, что почти все исследованные штаммы, вступающие в симбиоз с растениями трибы Vicieae, относились к Rhizobium leguminosarum, у некоторых видов растений рода Lathyrus в клубеньках были обнаружены бактерии, не являющиеся типичными симбионтами для этих растений. Так, в клубеньках у L. vernus и L. sylvestris идентифицированы ризобии, близкие к R. tropici, у L. palustris - бактерии, близкие к Agrobacterium sp., а у L. gmelinii - к Phyllobacterium sp. Выявлено, что симбиотические гены данных артефактных бактерий имеют филогенетическое родство с аналогичными генами, ранее описанными у бактерий Rhizobium leguminosarum bv. viciae, что, скорее всего, и является причиной изменения их специфичности.

Показано, что основными симбионтами дикорастущих видов бобовых растений подтрибы Astragalinae трибы Galegeae в условиях Южного Урала являются бактерии рода Mesorhizobium, хотя некоторые виды растений данной подтрибы в зависимости от почвенно-климатических условий способны вступать в симбиоз и с представителями других родов ризобий, таких как Rhizobium, Bradyrhizobium, Ensifer. Для растений трибы Genisteae характерно преобладание в клубеньках бактерий рода Bradyrhizobium, для растений трибы Hedysareae - Mesorhizobium. Все полученные из клубеньков растений Coronilla varia (триба Loteae) штаммы бактерий по последовательности генов 16S рРНК оказались близки к бактериям Rhizobium leguminosarum.

У штамма ризобии, изолированного из клубенька H. razoumowianum, близкого по последовательности гена 16S рРНК к Bradyrhizobium, обнаружен ген niflí, имеющий заметно большую гомологию с аналогичными генами, описанными у Mesorhizobium, что может служить аргументом в пользу горизонтального переноса симбиотических генов.

Создана серия векторов экспрессии, содержащих гены флуоресцентных белков TurboGFP и TurboRFP под контролем конститутивного промотора фага Т5, предназначенных для прижизненного окрашивания клубеньковых бактерий. Векторы на основе репликона широкого круга хозяев pBBRJ предназначены для мечения штаммов с экспрессией маркерного гена с трансформируемой плазмиды, а векторы на основе плазмиды pRL765gfp созданы для маркирования штаммов путем введения генов флуоресцентных белков в состав хромосомы бактерий.

Показано, что для переноса конструкций в клетки клубеньковых бактерий наиболее предпочтителен метод трансформации, поскольку при наличии mob-участка в векторах, необходимых для конъюгативного переноса, возможна случайная мобилизация плазмиды и ее переход из клеток маркированных штаммов в другие почвенные бактерии.

У растений L. vernus, L. palustris и L. gmelinii обнаружено несколько изоформ лектинов, что может быть причиной выявленной в работе пластичности при выборе микросимбионтов данными видами растений.

Показана специфичность агглютинации лектинами из семян гороха посевного (Pisum sativum) (PSL) ризобий R. leguminosarum bv. viciae, и лектинами из семян козлятника восточного (Galega orientalis) (GOL) -R. galegae.

Продемонстрировано, что используя гены лектинов бобовых растений в качестве трансгенов, можно создавать искусственные ассоциации клубеньковых бактерий с несимбиотрофными растениями. На трансгенных по гену лектина PSL гороха растениях табака показана избирательность колонизации их ризосферы бактериями R. leguminosarum bv. viciae в условиях конкуренции с естественной микрофлорой почвы.

Практическая значимость работы. Собрана и генетически охарактеризована коллекция штаммов клубеньковых бактерий, вступающих в симбиоз с дикорастущими бобовыми растениями Южного Урала. Сведения о генетическом разнообразии и филогении клубеньковых бактерий, полученные в ходе исследований, могут быть использованы как для селекции высокоэффективных и приспособленных к почвенно-климатическим условиям Южного Урала штаммов клубеньковых бактерий, так и для создания штаммов ризобий с полезными для сельского хозяйства признаками. В связи с тесным взаимодействием бобовых растений со своими микросимбионтами, зачастую определяющих их экологическую нишу и нередко ареал распространения, новые знания о молекулярно-генетических особенностях и биоразнообразии клубеньковых бактерий таких краснокнижных видов бобовых как L. litvinovii, A. cornu tus, A. helmii, H. grandiflorum, H. razoumowianum, O. hippolyti сделают возможным успешное интродуцирование этих растений из неблагоприятных мест в другие районы, и тем самым обеспечат их сохранение.

Серия векторов экспрессии, содержащих гены флуоресцентных белков TurboGFP и TurboRFP под контролем конститутивного промотора фага Т5, созданных для прижизненного окрашивания клубеньковых бактерий, может быть использована для научных экспериментов в области изучения бобово-ризобиальных симбиозов.

Разработанный экспериментальный подход к конструированию «искусственной ризосферы» несимбиотрофных растений, избирательно колонизируемой клубеньковыми бактериями (выполняющими полезные для растений трофические, ростостимулирующие и/или защитные функции), путем введения в их геном в качестве трансгена гена лектина бобового растения, с которым данные ризобии вступают в симбиоз, может быть использован для создания стабильных и эффективных ассоциаций хозяйственно-полезных растений с ростостимулирующими азотфиксирующими микроорганизмами, которые могут найти самое широкое коммерческое применение в сельскохозяйственном производстве.

Основные положения, выносимые на защиту

1. Клубеньковые бактерии дикорастущих видов бобовых растений Южного Урала представлены всеми основными родами ризобий: ЯЫ2оЬшт, МезогШгоЬшт, Еж1/ег (БтогЫгоЬшт), Вгас^угЫгоЫит.

2. Основными симбионтами дикорастущих видов бобовых растений подтрибы Аз1;га§а1шае трибы ва^еае и трибы НеёуБагеае в почвенно-климатических условиях Южного Урала являются бактерии рода МеБогШгоЫит.

3. Для растений трибы Оегш1еае характерно преобладание в клубеньках бактерий рода ВгснЗугШгоЫит.

4. Для клубеньковых бактерий дикорастущих видов растений трибы Ую1еае, относящихся к виду КЫгоЫит /е^иттоБагит, характерна высокая степень гетерогенности, обусловленная различиями в их плазмидном составе.

5. Используя гены лектинов бобовых растений в качестве трансгенов, можно создавать искусственные ассоциации клубеньковых бактерий с несимбиотрофными растениями.

Конкурсная поддержка работы. Исследования были поддержаны грантами РФФИ-Поволжье (№ 10-04-97018а) и грантами Президента Российской Федерации для государственной поддержки ведущих научных школ России (НШ-1003.2006.4 и НШ-649.2008.4), ГК N02.740.11.0290 ФЦП

Научные и научно-педагогические кадры инновационной России на 20092013гг.»

Апробация работы. Материалы диссертации были доложены на Международной школе-конференции молодых ученых «Биотехнология будущего» (Санкт-Петербург, 2006); Международной конференции «Генетика в России и мире», посвященной 40-летию Института общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН (Москва, 2006); III Межрегиональной конференции молодых ученых «Стратегия взаимодействия микроорганизмов и растений с окружающей средой» (Саратов, 2006); Международной школе-конференции «Генетика микроорганизмов и биотехнология» (Москва, 2006); Всероссийской конференции с международным участием «Фундаментальные и прикладные аспекты исследования симбиотических систем» (Саратов, 2007); V Всероссийской конференции молодых учёных «Стратегия взаимодействия микроорганизмов и растений с окружающей средой» (Саратов, 2010); 14-й международной Пущинской школе-конференции молодых учёных «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2010); Всероссийском симпозиуме «Растение и стресс (Plants under Environmental Stress)» (Москва, 2010); VI Съезде Общества физиологов растений России «Физиология растений - фундаментальная основа экологии и инновационных биотехнологий» (Нижний Новгород, 2011); Международной конференции «Микробиология в решении современных проблем сельскохозяйственной микробиологии» (Санкт-Петербург, 2011).

Публикации. Основные материалы диссертации изложены в 35 печатных работах, в том числе, 17 статей опубликованы в журналах из Перечня ВАК, из них 14 из международной базы цитирования, в 1-й монографии, а также депонированы в международных банках данных DDBJ/EMBL/GenBank.

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 302 страницах, содержит 36 рисунков и 6 таблиц и состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследований, результатов исследований и их обсуждения, заключения, выводов и списка цитированной литературы, включающего 667 работ.

Заключение диссертации по теме «Молекулярная биология», Баймиев, Андрей Ханифович

ОСНОВНЫЕ ВЫВОДЫ

1. Собрана и генетически охарактеризована коллекция клубеньковых бактерий 36 видов дикорастущих бобовых растений Южного Урала, относящихся к 12 родам, состоящая из 1217 штаммов.

2. Обнаружена высокая полиморфность ДНК бактерий, вступающих в симбиоз с бобовыми растениями трибы Vicieae. Коэффициент гетерогенности Шеннона у исследованных штаммов составил от 0,32 для ризобий чины Литвинова до 0,82 для ризобий чины клубненосной. Показано, что их гетерогенность вызвана различиями в плазмидном составе, что говорит о высокой рекомбинационной активности данных бактерий.

3. У четырех видов рода Lathyrus в клубеньках обнаружены микросимбионты, которые считались для них несвойственными (L. vemus и L. sylvestris - R. tropici, L. palustris - Agrobacterium sp., L. gmelinii -Phyllobacterium sp.).

4. Выявлено, что симбиотические гены (<nifii, ntfD и nodA) штаммов R. tropici и Agrobacterium sp., образующих клубеньки на корнях видов Lathyrus, имеют высокую степень гомологии с аналогичными симбиотическими генами R. leguminosarum bv. viciae, что свидетельствуют в пользу того, что данные штаммы получили sym гены от R. leguminosarum bv. viciae путем горизонтального переноса генов.

5. Идентичность состава микросимбионтов у караганы древовидной, произрастающей как на Южном Урале, так и в Китае, указывает на высокую специфичность взаимодействия этого вида растения со своими ризобиями.

6. Показано, что на территории Южного Урала основными симбионтами растений трибы Genisteae являются бактерии рода Bradyrhizobium, растений подтрибы Astragalinae трибы Galegeae и растений трибы Hedysareae - бактерии рода Mesorhizobium.

7. Созданы плазмидные конструкции для флуоресцентного мечения клубеньковых бактерий и получены их маркированные штаммы с генами

TurboGFP и TurboRFP как с экспрессией маркерного гена с трансформированной плазмиды, так и с переводом его в состав хромосомы бактерий. Показана необходимость отсутствия тоЬ участка в составе маркирующих плазмид во избежание спонтанной их передачи другим почвенным бактериям с помощью конъюгации.

8. Выявлено, что пластичность при выборе L. vernus, L. palustris и L. gmelinii «своих» микросимбионтов может быть обусловлена наличием у этих растений нескольких изоформ лектина.

9. Увеличение адсорбции ризобий на поверхности трансгенных по гену лектина гороха psl бородатых корней рапса и табака подтверждает участие данного-белка -в-прикреплении-бак-терий к-клеткам эпителия трансгенного" корня.

10.Экспрессия гена лектина гороха psl способствует избирательной колонизации ризосферы табака, рапса и томата ризобиями R. leguminosarum bv. viciae в условиях конкуренции с посторонней микрофлорой. Это может быть использовано для получения стабильных ассоциаций экономически ценных несимбиотрофных видов растений с азотфиксирующими бактериями.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Биологическая фиксация азота является одной из ключевых процессов, от которых зависит жизнь на Земле. Азот в организме один из основных биогенных элементов, входящих в состав важнейших веществ живых клеток - белков и нуклеиновых кислот. Хотя Земная атмосфера на 78 об. % состоит из азота, атмосферный молекулярный азот могут усваивать лишь некоторые микроорганизмы и сине-зеленые водоросли. Поэтому усвоение атмосферного азота ризобиями в симбиозе с бобовыми растениями является объектом пристального внимания ученых всего мира.

Клубеньковые бактерии таксономически относящиеся к а- и |3-протеобактериям включают в себя обширную группу микроорганизмов. С появлением новых молекулярно-биологических методов, значительно облегчающих работы по систематике данных бактерий, границы данной группы постоянно расширяются. Так, например, имеются уже работы, в которых показано, что клубеньки на корнях бобовых могут также быть образованы и представителями у-протеобактерий (МигеБи й а1. 2008; 1Ьапег й а1. 2009), но эти данные являются первичными, и должны подвергнуться доскональному анализу. Тем не менее, становится ясно, что группа клубеньковых бактерий на самом деле намного шире, чем мы имеем представление на сегодняшний день. В разнообразии данных микроорганизмов огромную роль играет их высокая рекомбинационная активность, в том числе трансмиссивность симбиотических генов от одних микроорганизмов к другим посредством горизонтального переноса, порой приводящий к образованию штаммов, способных к азотфиксирующему симбиозу или изменению их хозяйской специфичности.

С фундаментальной точки зрения, для понимания механизмов становления азотфиксирующего симбиоза необходимы знания о всех возможных комбинациях микро- и макросимбионтов, способных к образованию азотфиксирующих клубеньков. На сегодняшний день более полно изучены микросимбионты только хозяйственно значимых бобовых культур, а микросимбионты дикорастущих бобовых растений, ввиду их малой значимости для сельского хозяйства, оставались малоизученными, хотя известно, что именно у дикорастущих бобовых наблюдается наибольшее генетическое и видовое разнообразие клубеньковых бактерий.

Нами была создана коллекция штаммов клубеньковых бактерий, изолированных из клубеньков 36-ти видов дикорастущих бобовых растений Южного Урала, относящихся к 12-ти родам. Исследовано их генетическое разнообразие и на основе сравнительного анализа последовательностей генов 16S рРНК определено их филогенетическое положение.

Было выявлено, что для штаммов ризобий, изолированных из клубеньков дикорастущих видов растений трибы Vicieae, которые по последовательности генов 16S рРНК за небольшим исключением относятся к виду Rhizobium leguminosarum, характерна высокая степень генетической гетерогенности, обусловленной различиями в их плазмидном составе, что, скорее всего, является характерным для большинства бактерий рода Rhizobium. Данное предположение подтверждает и работа Mazur А. и др. (2011), где на штаммах симбионта клевера R. leguminosarum bv. trifolii также было показано, что генетическая гетерогенность исследованных ими штаммов вызывалась различиями в их плазмидном составе. Подобная разница в составе плазмид штаммов бактерий рода Rhizobium, предположительно, может быть вызвана высокой трансмиссивностью мобильной части их генома.

Тем не менее, с помощью кластерного анализа RAPD-фингерпринтов штаммов, изолированных из клубеньков L. vernus и L. sylvestris было обнаружено, что внутри популяции клубеньковых бактерий R. leguminosarum существует разделение на субпопуляции, рекомбинационные процессы между которыми имеют определенные ограничения. Это говорит о том, что обмен плазмидами происходит преимущественно только внутри определенной группы бактерий, чем, скорее всего, достигается предотвращение потери данной группой микроорганизмов определенных имеющих важное значение для их выживания плазмид или генов за счет «растворения» их в общей массе бактерий. Это в свою очередь еще раз подтверждает панмиктичную структуру ризобиальных сообществ.

Но, несмотря на это, у некоторых видов растений рода Lathyrus в клубеньках были обнаружены бактерии, не являющиеся типичными симбионтами для этих растений (у L. vernus и L. sylvestris - R. tropici, у L. palustris - Agrobacterium sp., y L. gmelinii - к Phyllobacterium sp.) и их способность образовывать клубеньки на корнях данных растений вероятно образовалась за счет приобретения ими симбиотических генов от типичных симбионтов растений рода Lathyrus - Rhizobium leguminosariim bv. viciae.

Надо отметить, что процесс горизонтального переноса симбиотических генов между разными видами клубеньковых бактерий дикорастущих видов бобовых умеренного климата, зачастую приводящий к изменению их специфичности к своим макросимбионтам, вероятно является событием не столь уж и исключительным, но более редкий случай - это образование при этом эффективных и конкурентоспособных штаммов, поскольку для успешной азотфиксации симбиотических генов, локализованных на sim-плазмиде или внутри симбиотических островков может быть не достаточно.

Показано, что основными симбионтами дикорастущих видов бобовых растений подтрибы Astragalinae трибы Galegeae в условиях Южного Урала являются бактерии рода Mesorhizobium, хотя некоторые виды растений данной подтрибы в зависимости от почвенно-климатических условий способны вступать в симбиоз и с представителями других родов ризобий, таких как Rhizobium, Bradyrhizobium, Ensifer. Для растений трибы Genisteae характерно преобладание в клубеньках бактерий рода Bradyrhizobium, для растений трибы Hedysareae - Mesorhizobium. Все полученные из клубеньков растений Coronilla varia (триба Loteae) штаммы бактерий по последовательности генов 16S рРНК оказались близки к бактериям Rhizobium leguminosarum.

Визуализация процессов взаимодействия микроорганизмов с растениями является удобным инструментом в исследовании симбиотических взаимоотношений. Одним из эффективных методов в этом плане является маркирование бактерий флуоресцентными белками. С этой целью нами была создана серия векторов экспрессии, содержащих гены флуоресцентных белков ТигЬоОРР и ТигЬоКТТ под контролем конститутивного промотора фага Т5, предназначенных для прижизненного окрашивания клубеньковых бактерий. Были созданы конструкции как для мечения штаммов с экспрессией маркерного гена с трансформируемой плазмиды на основе репликона широкого круга хозяев рВВШ, таки серия лекторов на основе. плазмиды pRL765gfp, предназначенных для маркирования штаммов путем введения генов флуоресцентных белков в состав хромосомы бактерий с помощью имеющегося в данной конструкции транспозона Тп5. Показано, что для переноса конструкций в клетки клубеньковых бактерий наиболее предпочтителен метод трансформации, поскольку при наличии тоЪ-участка в векторах, необходимых для конъюгативного переноса, возможна случайная мобилизация плазмиды и ее переход из клеток маркированных штаммов в другие почвенные бактерии.

То, что урожайность бобовых культур зависит в значительной степени от эффективности азотфиксирующего симбиоза с ризобиями известно уже давно. На сегодняшний день уже создано большое количество различных видов микробиологических препаратов, предназначенных для искусственной инокуляции сельскохозяйственных бобовых растений. Но полезный потенциал клубеньковых бактерий этим не ограничен. Данные бактерии также обладают ростостимулирующим эффектом при ассоциативном взаимодействии и с небобовыми растениями. Но, к сожалению, данные ассоциации не специфичны и зачастую малоустойчивы, что является препятствием для широкого применения ризобиальных бактерий при выращивании небобовых культур.

Нами был предложен способ специфического прикрепления полезной ризобиальной микрофлоры к корням целевых несимбиотрофных растений, который был позаимствован из механизмов специфического узнавания симбионтов при формировании бобово-ризобиального симбиоза, а именно специфического прикрепления ризобий к корням растений за счет белков лектинов.

Продемонстрировано, что используя гены лектинов бобовых растений в качестве трансгенов, можно создавать искусственные ассоциации клубеньковых бактерий с несимбиотрофными растениями. На трансгенных по гену лектина РБЬ гороха растениях табака показана избирательность колонизации их ризосферы бактериями 7?. ^иттоБагит Ьу. ую1ае в условиях конкуренции с естественной микрофлорой почвы.

Применение стратегии конструирования «искусственной ризосферы», специфически колонизируемой только теми микробами, которые выполняют полезные для растений трофические, ростостимулирующие и/или защитные функции, с использованием лектинов бобовых растений в качестве трансгенов, может стать важным шагом к получению стабильных ассоциаций экономически ценных несимбиотрофных видов растений с ризобиями.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Баймиев, Андрей Ханифович, 2012 год

1. Баймиев Ал.Х., Губайдуллин И.И., Баймиев Ан.Х., Чемерис A.B. Сайт-направленный мутагенез углеводсвязывающих участков лектинов бобовых растений с использованием инвертированной ПЦР // Мол. биология. 2007. -Т. 41,-С. 940-942.

2. Баулина О.И., Агафодорова М.Н., Корженевская Т.Г., Гусев М.В., Бутенко Р.Г. Цианобактерии в искусственно созданной ассоциации с каллусной тканью табака // Микробиология. 1984. - Т. 53, - № 6. - С. 9971002.

3. Белимов A.A., Сафронова В.И. АЦК деаминаза и растительно-микробные взаимодействия // Сельхоз. биология. 2011. - №3. - С. 23-28.

4. Вишнякова М.А., Бурляева М.О., Алпатьева Н.В., Чесноков Ю.В. RAPD анализ видового полиморфизма рода чина Lathyrus L. семейства Fabaceae Lindl. // Вестник ВОГиС. 2008. - Т. 12, - № 4. - С. 595-607.

5. Глаголева О.Б., Ковальская Н.Ю., Киреев И.И., Лобакова Е.С., Умаров М.М. Паранодуляция рапса при инокуляции азотфиксирующими ризосферными бактериями // Микробиология. 1997. - № 66. - С. 545-552.

6. Горелова O.A., Лобакова Е.С., Корженевская Т.Г. Инфекционная активность изолированных из природных симбиозов цианобактерий вотношении нееимбиотрофных растений // Вестн. Московского ун-та. Сер. 16, Биология. 2004. - № 3. - С. 39-44.

7. Долгих Е. А., Леппянен И. В., Жуков В. А., Цыганов В. Е., Тихонович И. А. Экспрессия рекомбинантных белков-рецепторов SymlO и Sym37 Pisum sativum, вовлеченных в связывание липохитоолигосахаридов nod-факторов // Экол. генет. .-2010.-Т. 8, № i.c. 3-11.

8. Дрейпер Д., Скотт Р., Армитидж Ф., Уолден Р. / Генная инженерия растений (лабораторное руководство). М.: Мир, 1991. 173 с.

9. Жуков В.А., Рычагова Т.С., Штарк О.Ю., Борисов А.Ю., Тихонович И.А. Генетический контроль специфичности взаимодействия бобовых растений с клубеньковыми бактериями // Экол. генет. 2008. - Т. 7, - № 4. - С. 12-19

10. Карпунина Л.В. Значение углевод-белкового узнавания и роль лектинов при формировании различного рода азотфиксирующих систем // Успехи соврем, биологии. 2002. - Т. 122, - № 6. - С. 548-556.

11. Кауричева С.И. Практикум по почвоведению / М.: «Колос», 1973. 279 с.

12. Кацы Е.И. Молекулярная генетика ассоциативного взаимодействия бактерий и растений / М.: Наука, 2007.- 86 с.

13. Ковальская Н.Ю., Лобакова Е.С., Умаров М.М. Формирование искусственного азотфиксирующего симбиоза у растений рапса {Brassicanapus var. napus) в нестерильной почве // Микробиология. 2001. - Т. 50, - № 5.-С. 701-708.

14. Кретович В.А. Биохимия усвоения азота воздуха растениями / М.: Наука, 1994.- 168 с.

15. Лахтин В.М. Молекулярная организация лектинов // Мол. биология. -1994. Т. 28, - № 2. - С. 245-273.

16. Максимов И. В., Абизгильдина Р. Р., Пусенкова Л. И. Стимулирующие рост растений микроорганизмы как альтернатива химическим средствам защиты от патогенов (обзор) // Прикл биохим микробиол. 2011, - Т. 47, - № 4,-С. 373-385

17. Мишустин E.H., Шильникова В.К. Клубеньковые бактерии и инокуляционный процесс / М.: Наука, 1973.- 288 с.

18. Новикова Н.И., Сафронова В.И., Павлова Е.А. // Сельскохозяйств. биология. 1992. - Т.5. - С. 105-109.

19. Овцына А.О., Тихонович И.А. Структура, функции и возможность практического применения сигнальных молекул, инициирующих развитие бобово-ризобиального симбиоза // Экол. генет. 2004. - Т. 2, - № 3. - С. 1424.

20. Онищук О.П., Симаров Б.В. Генетическая изменчивость нодуляционной конкурентоспособности у клубеньковых бактерий и ее использование в селекции. // Генетика. 1995. - Т. 31, - № 3, - С. 293 - 303

21. Парийская А.Н., Клевенская И.Л. Распространение в природе и возможные пути эволюции азотфиксирующего симбиоза // Успехи микробиол. 1979. - Т. 14. - С. 124-147.

22. Пирузян Э.С., Андрианов В.М. Плазмиды агробактерий и генетическая инженерия растений / М.: Наука, 1985. 289 с.

23. Проворов H.A. Взаимосвязь между таксономией бобовых и специфичностью их взаимодействия с клубеньковыми бактериями // Ботан. журн. 1992. - Т. 77, - № 8. - С. 21-32.

24. Проворов H.A., Воробьев H.H. Эволюционная генетика клубеньковых бактерий: молекулярные и популяционные аспекты // Генетика. 2000. - Т. 36, -№ 12.-С. 1573-1587

25. Проворов H.A. Генетико-эволюционные основы учения о симбиозе // Журн. Общей биологии. 2001. - Т. 62,-№ 6.- С. 472-495.

26. Проворов H.A., Тихонович И.А. Экологогенетические принципы селекции растений на повышение эффективности взаимодействия с микроорганизмами // С.-х. биология. 2003. - № 3. - С. 11-25.

27. Проворов Н. А. Растительно-микробные симбиозы как эволюционный континуум // Журн. Общей биологии. 2009. - Т. 70, - № 1, - С. 10-34

28. Проворов H.A., Воробьев Н.И. Роль горизонтального переноса генов в эволюции клубеньковых бактерий, направляемой растением-хозяином // Успехи современной биологии. 2010. - Т. 130, - № 4. - С. 336-345

29. Радчук В.В., Блюм Я.Б. Успехи и проблемы генетической трансформации растений семейства крестоцветных // Цитология и генетика. -2005. -№ 3. С. 13-29.

30. Садовникова Ю.Н., Беспалова JI.A., Антонюк Л.П. Агглютинин зародышей пшеницы является фактором роста для бактерии Azospirillum brasilense II Докл. Акад. наук. 2003. - Т. 389, № 4. - С. 544-546.

31. Серебряков И.Г. Экологическая морфология растений. 1962. Жизненные формы покрытосеменных и хвойных. М.: Высш. шк., 387 с.

32. Сидорова К.К., Шумный В.К., Власова Е.Ю., Гляненко М.Н., Мищенко Т.М., Майстренко Г.Г. Симбиогенетика и селекция макросимбионта на повышение азотфиксации на примере гороха (Pisum sativum L.) // Вестник ВОГиС. 2010, - Т. 14, - № 2. - С. 357-374

33. Симаров Б.В., Аронштам A.A., Новикова Н.И. и др. Генетические основы селекции клубеньковых бактерий / Л.: Агропромиздат, 1990. 192 с.

34. Тильба В.А., Бегун С.А., Якименко М.В. Использование штаммов ризобий сои для стимулирования роста и оздоровления сельскохозяйственных культур (опыты с зернобобовыми культурами и томатами) // Вестн. РАСХН. 2004. - № 5. - С. 28-30.

35. Тихонович И.А., Проворов H.A. Пути использования адаптивного потенциала систем "растение-микроорганизм" для конструирования высокопродуктивных агрофитоценозов // С.-х. биология. 1993. - № 5. - С. 36-46.

36. Тихонович И.А., Проворов H.A. Генетика симбиотической азотфиксации с основами селекции / СПб.: Наука, 1998. 194 с.

37. Тихонович И.А., Проворов H.A. Принципы селекции растений на взаимодействие с симбиотическими микроорганизмами // Вестник ВОГиС. -2005. Т. 9, - № 3. - С. 295-305.

38. Тихонович И.А, Проворов H.A., 2009. Симбиозы растений и микроорганизмов / С.-Пб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 210с.

39. Умаров М.М., Бурлуцкая Т.Р., Давидович О.Г., Матвеева Н.Г. Влияние инокуляции бактериями рода Pseudomonas на процессы азотного цикла в ризосфере небобовых растений // Микробиология. 1994. - Т. 63, - № 2. - С. 326-333.

40. Умаров М.М. Современное состояние и перспективы исследований микробной азотфиксации / Перспективы развития почвенной биологии. М.: МАКС Пресс, 2001. С. 47-56.

41. Шакирова Ф.М., Безрукова М.В. Современные представления о предпологаемых функциях лектинов растений // Журн. общ. биологии. -2007. Т. 68, - № 2. - С. 109-125.

42. Шестаков С.В. Как происходит и чем регулируется горизонтальный перенос у бактерий // Экологич. генетика. 2007. - Т. 5, - № 2. - С. 12-24.

43. Abd-Alla М.Н. Use of organic phosphorous by Rhizobium leguminosarum bv. viciae phosphatases. // Biol. Fertil. Soils. 1994. - V. 8. - P. 216-218.

44. Achouak W., Christen R., Barakat M., Martel M.H., Heulin T. Burkholderia caribensis sp. nov., an exopolysaccharide-producing bacterium isolated from vertisol microaggregates in Martinique // Int. J. Syst. Bacteriol. 1999. - V. 49. -P. 787-94.

45. Aguilar O.M., Grasso D.H., Riccillo P.M., Lopez M.V., Szafer E. Rapid identification of bean Rhizobium isolates by a niffl gene-pcr assay // Soil Biol Biochem. 1998.-V. 30. -P.1655-1661

46. Aguilar O.M., Riva O., Peltzer E. Analysis of Rhizobium etli and of its symbiosis with wild Phaseolus vulgaris supports coevolution in centers of host diversification // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. - V.101. - P. 13548-13553

47. Akasaka Y., Mii M., Daimon H. Morphological alterations and root nodule formation in Agrobacterium rhizogenes-mediated transgenic hairy roots of peanut (Arachis hypogaea L.) // Ann. Bot. 1998. - V. 81. - P. 355-362.

48. Alexandre A., Laranjo M., Young J.P., Oliveira S. Dnaj is a useful phylogenetic marker for alphaproteobacteria // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. -V. 58.-P. 2839-2849

49. Alikhani H.A., Saleh-Rastin N., Antoun H. Phosphate solubilization activity of rhizobia native to Iranian soils. // Plant Soil. 2006. - V. 287. - P. 35-41.

50. Algawadi A.R., Gaur A.C. Inoculation of Azospirillum brasilense and phosphate-solubilizing bacteria on yield of sorghum (Sorghum bicolor L. Moench) in dry land. // Trop. Agric. 1992. - V. 69. - P. 347-350.

51. Amara M.A.T., Dahdoh M.S.A. Effect of inoculation with plantgrowth promoting rhizobacteria (PGPR) on yield and uptake of nutrients by wheat grown on sandy soil. // Egyptian J. Soil Sci. 1997. - V. 37. - P. 467^84.

52. Amarger N., Macheret V., Laguerre G. Rhizobium gallicum sp. nov. and Rhizobium giardinii sp. nov., from Phaseolus vulgaris nodules // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. - V. 47. - P. 996-1006.

53. Aminov R. I. Horizontal gene exchange in environmental microbiota // Front Microbiol. 2011. - V. 2. - doi: 10.3389.

54. Andam C.P., Parker M.A. Novel alphaproteobacterial root nodule symbiont associated with Lupinus texensis // Appl. Environ. Microbiol. 2007a. - V. 73, -N. 17.-P. 5687-5691

55. Andam C. P., Mondo S. J., Parker M. A. Monophyly of nodA and nifH Genes across Texan and Costa Rican Populations of Cupriavidus Nodule Symbionts // Appl. Environ. Microbiol. 2007b. - V. 73, - N.14. - P. 4686-4690.

56. Andrade D.S., Murphy P.J., Giller K.J. The diversity of Phaseolus-nodulating rhizobial populations is altered by liming of acid soils planted with Phaseolus vulgaris L. in Brazil. // Appl. Environ. Microbiol. 2002. - V. 68. - P. 4025^034

57. Antoine R., Locht C. Isolation and molecular characterization of a novel broad-host-range plasmid from Bordetella bronchiseptica with sequence similarities to plasmids from gram-positive organisms // Mol. Microbiol. 1992. -V. 6.-P. 1785-1799.

58. Antoun H., Beauchamp C.J., Goussard N., Chabot R., Lalande R. Potential of Rhizobium and Bradyrhizobium species as plant growth promoting rhizobacteria on non-legumes: Effect on radishes (Raphanus sativus L.). // Plant Soil. : 1998. -V. 204. P. 57-68.

59. Arora N.K., Kang S.C., Maheshwari D.K. Isolation of siderophoreproducing strains of Rhizobium meliloti and their biocontrol potential against Macrophomina phaseolina that causes charcoal rot of groundnut. // Curr. Sci. 2001. - V. 81. - P. 673-677.

60. Arshad M., Shaharoona B., Mahmood T. Inoculation with Pseudomonas spp. containing ACC deaminase partially eliminates the effects of drought stress on growth, yield, and ripening of pea (Pisum sativum L.). // Pedosphere. 2008. - V. 18.-P. 611-620.

61. Atzorn R., Crozier A., Wheeler C.T., Sandberg G. Production of gibberellins and indol-3-acetic acid by Rhizobium phaseoli in relation to nodulation of Phaseolus vulgaris roots. // Planta. 1988. - V. 175. - P. 532-538.

62. Ausubel F.M., Brent R., Kingston R.E., Moore D.D., Seidman J.G., Smith J.A., Struhl K. / Current protocols in molecular biology. 1987. John Wiley&Sons, NY

63. Baldani J.I., Weaver R.W., Hynes M.F., Eardly B.D. Utilization of carbon substrates, electrophoretic enzyme patterns, and symbiotic performance of plasmid-cured clover rhizobia // Appl. Environ. Microbiol. 1992. - V. 58. - N. 7. -P. 2308-2314

64. Baier R., Schiene K., Kohring B., Flaschen E., Niehaus K. Alfalfa and tobacco cells react differentially to chitin oligosaccharides and Sinorhizobium meliloti nodulation factors. // Planta. 1999. - V. 210. - P. 157-164.

65. Bailly X., Olivieri I., Brunei B., Cleyet-Marel J.C., Bena G. Horizontal gene transfer and homologous recombination drive the evolution of the nitrogen-fixing symbionts of Medicago species. // J. Bacteriol. 2007. - V. 189. - P. 5223^5236

66. Banerjee M., Yesmin L. Sulfur-oxidizing plant growth promoting rhizobacteria for enhanced canola performance / US Patent. 2002. N. 07491535.

67. Bardin S., Dan S., Osteras M., Finan T.M. A phosphate transport system is required for symbiotic nitrogen fixation by Rhizobium meliloti // J Bacteriol. -1996.-V. 178. -N. 15. P. 4540-4547.

68. Barnett M.J., Fisher R.F., Jones T., Komp C., Abola A.P. et al. Nucleotide sequence and predicted functions of the entire Sinorhizobium meliloti pSymA megaplasmid. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. - V. 98. - P. 9883-9888

69. Barnett M.J., Fisher R.F. Global gene expression in the rhizobial-legume symbiosis. // Symbiosis. 2006. - V. 42. - P. 1-24

70. Barrett C.F., Parker M.A. Prevalence of Burkholderia sp. nodule symbionts on four mimosoid legumes from Barro Colorado Island, Panama. // Syst Appl Microbiol. 2005. - V. 28. - P. 57-65

71. Bashan Y. Inoculants of plant growth-promoting bacteria for use in agriculture // Biotech. Adv. 1998. - V. 16, N 4. - P. 729-770.

72. Batut J., Andersson S.G., O'Callaghan D. The evolution of chronic infection strategies in the alpha-proteobacteria. // Nat Rev Microbiol. 2004. - V. 2. - P. 933-945

73. Becker A., Fraysse N., Sharypova L. Recent advances in studies on structure and symbiosisrelated function of rhizobial K-antigens and lipopolysaccharides. // Mol Plant Microbe Interact. 2005. - V. 18. - P. 899-905

74. Benata H., Mohammed O., Noureddine B., Abdelbasset B., Abdelmoumen H., Muresu R., Squartini A., El Idrissi M.M. Diversity of bacteria that nodulate Prosopis juliflora in the eastern area of Morocco. // Syst Appl Microbiol. 2008. -V. 31.-P. 378-386

75. Benhizia Y., Benhizia H., Benguedouar A., Muresu R., Giacomini A., Squartini A. Gamma proteobacteria can nodulate legumes of the genus Hedysarum. // Syst Appl Microbiol. 2004. - V. 27. - P. 462^68

76. Bentley S.D., Parkhill J. Comparative genomic structure of prokaryotes. // Annu Rev Genet. 2004. - V. 38. - P. 771-792

77. Belimov A.A., Kojemiakov P.A., Chuvarliyeva C.V. Interaction between barley andmixed cultures of nitrogen fixing and phosphate-solubilizing bacteria. // Plant Soil. // 1995. - V. 173. - P. 29-37.

78. Berg R.H., Liu L., Dawson J.O., Savka A.M., Farrand S.K. Induction of pseudoactinorhizae by the plant pathogen Agrobacterium rhizogenes // Plant Physiol. 1992. - V.98. - P. 777-779.

79. Birnboim H.C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA // Nucl. Acids Res. 1979. - V. 7. - PJ513-1523^

80. Biswas J.C., Ladha J.K., Dazzo F.B., Yanni Y.G., Rolfe B.G. Rhizobial inoculation influences seedling vigor and yield of rice //Agron. J. 2000. - V. 92. - P. 880-886.

81. Bhatia R., Dogra R.C., Sharma P.K. Construction of green fluorescent protein (GFP)-marked strains of Bradyrhizobium for ecological studies. // J. Appl. Microbiol. 2002. - V. 93. - P. 835-839.

82. Bohlool B.B., Schmidt E.L. Lectins: a possible basis for specificity in the Rhizobium-legume symbiosis // Science. 1974. - V. 185. - P. 269-275.

83. Boisson-Dernier A., Chabaud M., Garcia F., Becard G., Rosenberg C. and Barker D.G. Hairy roots of Medicago truncatula as tools for studying nitrogen-fixing and endomycorrhizal symbioses // Mol. Plant-Microbe Interact. 2001. - V. 14.-P. 693-700.

84. Bokman S. H., Ward W. W. Renaturation of Aequorea Green-Fluorescent Protein // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1981. - V. 101. - P. 1372—1380.

85. Boussau B., Karlberg E.O., Frank A.C., Legault B.A., Andersson S.G. Computational inference of scenarios for alpha-proteobacterial genome evolution // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 2004. - V. 101. - P. 9722-9727.

86. Breil B.T., Ludden P.W., Triplett E. W. DNA sequence and mutational analysis of genes involved in the production and resistance of the antibiotic peptide trifolitoxin. // J. Bacteriol. 1993. - V. 175. - P. 3693-3702.

87. Brelles-Marino G., Costa G.A., Boiardi J.L. Enhancement of infection thread formation by Rhizobium etli incubated with bean seed lectin // Microbiol. Res. -1996.-V. 151.-P. 243-246.

88. Brewin N.J., Dejong T.M., Phillips D.A., B. Johnston A.W. Co-transfer of determinants for hydrogenase activity and nodulation ability in Rhizobium leguminosarum // Nature. 1980. - V. 288. - P. 77-79.

89. Brewin N.J. Tissue and cell invasion by Rhizobium'. the structure and development of infection threads and symbiosomes / The Rhizobiaceae. (Spaink H.P., Kondorosi A., Hooykaas P.J.J., Eds.). Kluwer Acad. Publ., Dordrecht, -1998. P. 417 -429.

90. Brewin N.J. Plant cell wall remodeling in the Rhizobium-legume symbiosis // Crit Rev Plant Sci. 2004. - V. 23. - P. 293-316.

91. Brockwell J., Bottomley P.J., Thies J.E. Manipulation of rhizobia microflora for improving legume productivity and soil fertility: a critical assessment // Plant Soil. 1995. - V. 174. - P. 143-180.

92. Broekaert W.F., van Parijs J., Leyns F., Joos H., Peumans W.J. A chitin-binding lectin from stinging nettle rhizomes with anti-fungal properties // Science. 1989. - V. 245. - P. 1100-1102.

93. Brom S., de los Santos A.G., de Lourdes Girard M., Davilla G., Palacios R., Romero D. Highfrequency rearrangements in Rhizobium leguminosarum bv. phaseoli plasmids // J. Bacteriol. 1991. - V. 173. - P. 1344-1346.

94. Bromfield E.S.P., Lewis D.M., Barran L.R. Cryptic plasmid and rifampin resistance in Rhizobium meliloti influencing nodulation competitiveness // J. Bacteriol. 1985.-V. 164.-P. 410-413

95. Broothaerts W., Mitchell H.J., Weir B., Kaines S., Smith L.M., Yang W., Mayer J.E., Roa-Rodnguez C., Jefferson R.A. Gene transfer to plants by diverse species of bacteria // Nature. 2005. - V. 433. - P. 629-633

96. Broughton W.J., Perret X. Genealogy of legume-Rhizobium symbioses // Curr Opin Plant Biol. 1999. - V. 2. - P. 305-311

97. Broughton W.J., Jabbouri S., Perret X. Keys to symbiotic harmony // J Bacteriol. 2000. - V. 182.-P. 5641-5652

98. Brown J. R. Ancient horizontal gene transfer // Nature Rev. Genet. 2003. — V. 4.-P. 121-132.

99. Buchanan R.E. What names should be used for the organisms producing nodules on the roots of leguminous plants? // Proc Iowa Acad Sci. 1926. - V. 33. -P. 81-90

100. Burd G.I., Dixon D.G., Glick B.R. Plant growth-promoting bacteria that decrease heavy metal toxicity in plants. // Can. J. Microbiol. 2000. - V. 46. - P. 237-245.

101. Campbell G.R.O., Reuhs B.L., Walker G.C. Chronic intracellular infection of alfalfa nodules by Sinorhizobium meliloti requires correct lipopolysaccharide core // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. - V. 99. - P. 3938-3943

102. Capoen W., Goormachtig S., de Rycke R., Schroeyers K., Holsters M. SrSymRK, a plant receptor essential for symbiosome formation // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2005. - V. 102. - P.10369-10374.

103. Casida L.E. Ensifer adhaerens gen. nov., sp. nov.: a bacterial predator of bacteria in soil // Int. J. Syst. Bacteriol. 1982. - V. 32. - P. 339-345

104. Chabot R., Antoun H., Cescas M. P. Stimulation de la croissance du mais et de la laitue romaine par des microorganismes dissolvant le phosphore inorganique. // Can. J. Microbiol. 1993. - V. 39. - P. 941-947.

105. Chabot R. H., Antoun H., Kloepper J., Beauchamp C. Root colonization of maize and lettuce by bioluminescent Rhizobium leguminosarum biovar phaseolus II Appl. Environ. Microbiol. 1996. - V. 62. - P. 2767-2772.

106. Chahboune R., Carro L., Peix A., Barrijal S., Velazquez E., Bedmar E.J. Bradyrhizobium cytisi sp. nov., isolated from effective nodules of Cytisus villosus // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. - V. 61, - N. 12. - P. 2922-2927

107. Chang Y.L., Wang J.Y., Wang E.T., Liu H.C., Sui X.H., Chen W.X. Bradyrhizobium lablabi sp. nov., isolated from effective nodules of Lablab purpureus and Arachis hypogaea // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011. - V. 61, -N. 10. -P. 2496-502.

108. Chalfie M., Tu Y., Euskirchen G., Ward W. W., Prasher D. C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression // Science. 1994. - V. 263. -V. 802—805.

109. Chao W.L. Antagonistic activity of Rhizobium spp. against beneficial and plant pathogenic fungi // Lett. Appl. Microbiol. 1990. - V. 10, - N. 5. - P. 213215.

110. Chen W.X., Yan G.H., Li J.L. Numerical taxonomy study of fast-growing soybean rhizobia and a proposal that Rhizobium fredii be assigned to Sinorhizobium gen. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1988. - V. 38. - P. 392-397

111. Chen W.X., Li G.S., Qi Y.L., Wang EI, Yuan H.L., Li J.L. Mizobium huakuii sp. nov., isolated from the root nodules of Astragalus sinicus // Int. J. Syst. Bacteriol. 1991. - V. 41. - P. 275-280

112. Chen W., Xie Y., Chen T. Studies on para-nodulation of wheat and nitrogen fixation //10 Int. Congr. on Nitrogen fixation: Abst. St.-Petersburg, 1995. P. 358.

113. Chen W.X., Tan Z.Y., Gao J.L., Li Y., Wang E.T. Rhizobium hainanense sp. nov., isolated from tropical legumes // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. - V. 47. - N. 3. P. 870-873.

114. Chen W.M., James E.K., Prescott A.R., Kierans M., Sprent J.I. Nodulation of Mimosa spp. by the beta-proteobacterium Ralstonia taiwanensis. // Mol. Plant Microbe Interact. 2003a. - V. 16. - P. 1051-1061

115. Chen W.M., Moulin L., Bontemps C., Vandamme P., Bena G., Boivin-Masson C. Legume symbiotic nitrogen fixation by beta-proteobacteria is widespread in nature // J Bacteriol. 2003b. - V. 185. - P. 7266-7272

116. Chen W.M., James E.K., Chou J.H., Sheu S.Y., Yang S.Z., Sprent J.I. Beta-rhizobia from Mimosa pigra, a newly discovered invasive plant in Taiwan // New Phytol. 2005. - V. 168. - P. 661-675

117. Chen W.M., Zhu W.F., Bontemps C., Young J.P.W., Wei G.H. Mesorhizobium alhagi sp. nov., isolated from wild Alhagi sparsifolia in northwestern China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2010. - V. 60. - P. 958-962

118. Chen W.M., Zhu W.F., Bontemps C., Young J.P., Wei G.H. Mesorhizobium camelthorni sp. nov., isolated from Alhagi sparsifolia // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. -2011. -V. 61. P. 574-9.

119. Chrispeels M.J., Raikhel N.V. Lectins, lectin genes and their role in plant defense. // Plant Cell. 1991. - V. 3. - P. 1-9

120. Christey M. C. Transgenic crop plants using Agrobacterium rhizogenes-mediated transformation // Hairy roots: culture and applications / Harwood Acad. Pub., Amsterdam, 1997. P. 99-110.

121. Clewell D.B., Helinski D.R. Supercoiled circular DNA-protein complex in Escherichia coli: purification and induced conversion to an open circular DNA form // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1969. - V. 62, N4,- P.1159-1166.

122. Cocking E.C., Davey M.R Nitrogen from the air for non-legume crops // Chem. Industry. 1991. - P. 831-835.

123. Cohen S., Chang A., Hsu L. Nonchromosomal Antibiotic Resistance in Bacteria Genetic Transformation of E. coli by R-factor DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1972. - V. 69. - P. 2110-2114.

124. Collier R., Fuchs B., Walter N., Lutke W.K., Taylor C.G. Ex vitro composite plants: an inexpensive, rapid method for root biology // Plant J. 2005. - V. 43. -P. 449-457.

125. Conn H.J. Taxonomic relationships of certain non-sporeforming rods in soil // J. Bacteriol. 1938. - V. 36. - P. 320-321

126. Cren M., Kondorosi A., Kondorosi E. NolR controls expression of the Rhizobium meliloti nodulation genes involved in the core Nod factor synthesis // Mol. Microbiol. 1995. - V. 15. - P. 733-747

127. Cubitt A. B., Heim R., Adams S. R., Boyd A. E., Gross L. A., Tsien R. Y. Understanding, improving and using green fluorescent proteins // Trends Biochem. Sci. 1995. - V.20. - P. 448—455.

128. Dakora F.D. Defining new roles for plant and rhizobial molecules in sole and mixed plant cultures involving symbiotic legumes. // New Phytol. 2003. - V. 58. - P. 39-49.

129. Dalton D.A., Boniface C., Turner Z., Lindahl A., Kim H.J., Jelinek L., Govindarajulu M., Finger R.E., Taylor C.G. Physiological Roles of Glutathione S-Transferases in Soybean Root Nodules // Plant Physiology. 2009. - V. 150. - P. 521-530

130. Day B.R., McAlvin C.B., Loh J.T., Denny R.L., Wood T.C., Young N.D., Stacey G. Differential expression of two soybean apyrases, one of which is an early nodulin. Mol. Plant-Microbe Interact. 2000. - V. 13. - P. 1053-1070.

131. Dazzo F.B., Hubbell D.H. Cross-reactive antigens and lectins as determinants of symbiotic specificity in the Rhizobium-clover association // Appl. Environ. Microbiol. 1975. - V. 48. - P. 1140-1150.

132. Dazzo F.B., Truchet G.L, Sherwood J.E. Alteration of the trifolin A-binding capsule of Rhizobium trifolii -0403 by enzymes released from clover roots // Appl. Environ. Microbiol. 1982. - V. 44. - P. 478-490.

133. D'Haeze W., Holsters M. Nod factor structures, responses and perception during initiation of nodule development // Glycobiol. -2002. -V. 12. -P. 79-105 De Bary A. Die Erschaenung der symbiose / Strassburg: Verlag Von Karl J. Trubner. 1879. 30p.

134. Debelle F., Rosenberg C., Vasse J., Maillet F., Martinez E., Denarie J., Truchet G. Assignment of symbiotic developmental phenotypes to common and specific nodulation (nod) genetic loci of Rhizobium meliloti // J Bacteriol. 1986. -V. 168.-P. 1075-1086

135. De Hoff P. L., Brill L. M., Hirsch A. M. Plant lectins: the ties that bind in root symbiosis and plant defense // Mol Genet Genomics. 2009. - V. 282^- P.1-15

136. Denarie J., Cullimore J. Lipo-oligosaccharide nodulation factors: New class of signaling molecules mediating recognition and morphogenesis // Cell. 1993. - V. 74.-P. 951-954

137. Denarie J., Debbelle F., Prome J.C. Rhizobium lipo-chitin-oligosaccharide nodulation factors: signaling molecules mediating recognition and morphogenesis // Ann. Rev. Biochem. 1996. - V. 65. - P. 503-535.

138. Depret G., Laguerre G. Plant phenology and genetic variability in root and nodule development strongly influence genetic structuring of Rhizobium leguminosarum biovar viciae populations nodulating pea // New Phytol. 2008. -V. 179.-P. 224-235

139. Deshwal V.K., Dubey R.C., Maheshwari D. K. Isolation of plant growth promoting strains of Bradyrhizobium (Arachis) sp. with biocontrol potential against Macrophomina phaseolina causing charcol rot of peanut. // Curr. Sci. -2003.-V. 84.-P. 443—444.

140. Devine T.E., Kuykendall L.D. Host genetic control of symbiosis in soybean 0Glycine max L.) // Plant and Soil. 1996. - V. 186. - P. 173-187.

141. Diaz C.L., Melchers L.S., Hooykaas P.J.J., Lugtenberg B.J.J., Kijne J.W. Root lectin as a determinant of host-plant specificity in the Rhizobium-legume symbiosis //Nature. 1989. - V. 338.-P. 579-581.

142. Diaz C.L., Spaink H.P., Kijne J.W. Heterologous rhizobal lipochitin oligosaccharides and chitin oligomers induce cortical cell divisions in red clover root, transformed with the pea lectin gene // Mol. Plant Microbe Interact. 2000. -V. 13.-P. 268-276.

143. Dietrich C., Maiss E. Fluorescent labelling reveals spatial separation of potyvirus populations in mixed infected Nicotiana benthamiana plants // J. Gen. Virol. 2003. - V. 84. - P. 2871—2876.

144. Diouf D., Gherbi H., Prin Y., Franche C., Duhoux E., Bogusz D. Hairy root nodulation of Casuarina glauca: a system for the study of symbiotic gene expression in an actinorhizal tree // Mol. Plant Microbe Interact. 1995. - V. 8. -P. 532-537.

145. Diouf D., Diop T.A., Ndoye I. Actinorhizal, mycorhizal and rhizobial symbioses: how much do we know? // Afr. J. Biotechnol. 2003. - V. 2, N 1. - P. 1-7.

146. Dombrecht B., Tesfay M.Z., Verreth C., Heusdens C., Napoles M.C., Vanderleyden J., Michiels J. The Rhizobium etli gene iscN is highly expressed in bacteroids and required for nitrogen fixation. // Mol Gen Genomics. 2002. - V. 267.-P. 820-828

147. Doolittle W. F. Lateral genomics //Trends Cell Biol. 1999. - N 9. - P. M51. M9.

148. Downie J.A. Signalling strategies for nodulation of legumes by rhizobia // Trends Microbiol. 1994. - V. 2. - P. 318-324

149. Doyle J.J. Phylogenetic perspectives of nodulation: evolving views of plants and symbiotic bacteria // Trends Plant Sci. 1998. - V. 3. - P. 473-478

150. Duckworth D.H. Who discovered bacteriophage? // Bacteriol. Rev. 1976. -V. 40. - P. 793-802.

151. Duodu S., Brophy C., Connolly J., Svenning M.M. Competitiveness of native Rhizobium leguminosarum bv. trifolii strain for nodule occupancy is manifested during infection // Plant Soil. 2009. - V. 318. - P. 117-126.

152. Dyachok J.V., Tobin A.E., Price N.P.J., von Arnold S. Rhizobial Nod factors stimulate somatic embryo development in Picea abies // Plant Cell Rep. 2000. -V. 19.-P. 290-297

153. Eckhardt M.M., Baldwin I.R., Fred E.B. Studies on the root-nodule bacteria of Lupinus//J. Bacteriol. 1931. - V. 21. - P. 273-285.

154. Eckhardt T. A rapid method for the identification of plasmiddesoxyribonucleic acid in bacteria // Plasmid. 1978. - V.l. - P.584-588.

155. Edelman G.M., Cunningham B.A., Reede G.N., Becher J.W., Waxdal M.J., Wang J.L. The covalent and three-dimensional structure of concanavalin A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1972. - V. 69. - P. 2580-2584

156. Egan E.S., Fogel M.A., Waldor M.K. Divided genomes: negotiating the cell cycle in prokaryotes with multiple chromosomes // Mol Microbiol. 2005. - V. 56. -P. 1129-1138.

157. Elliott G.N., Chen W.M., Bontemps C., Chou J.H., Young J.P., Sprent J.L, James E.K. Nodulation of Cyclopia spp. (Leguminosae, Papilionoideae) by Burkholderia tuberum // Ann. Bot. (Lond). 2007a. - V. 100. - P. .1403-1411,

158. Elliott G.N., Chen W.M., Chou J.H. et al. Burkholderia phymatum is a highly effective nitrogen-fixing symbiont of Mimosa spp. and fixes nitrogen ex planta // New Phytol. 2007b. - V. 173.-P. 168-180.

159. Elmerich C., Dezamaroczy M., Arsene F. et al. Regulation of nif geneexpression and nitrogen-metabolism in Azospirillum II Soil Biol. Biochem. 1997. -V. 29, N5-6.-P. 847-852.

160. Elzer P.H., Kovach M.E., Phillips R.W., Robertson G.T., Peterson K.M., Roop R.M. In vivo and in vitro stability of the broad-host-range cloning vector pBBRlMCS in six Brucella species // Plasmid. 1995. - V. 33. - P. 51-57.

161. Esashi Y. Ethylene and seed germination / In: The Plant Hormone Ethylene. (Matoo A.K., Suttle J.C., Eds.). CRC Press, Boca Raton, FL. USA. 1991. -P. 133-157.

162. Estrella M. J., Munoz S., Soto M. J. Ruiz O., Sanjuan J. Genetic diversity and host range of rhizobia nodulating Lotus tenuis in typical soils of the Salado River Basin (Argentina) // Appl. environ, microbial. 2009. - V.75, - N.4. - P. 1088-1098

163. Etzler M.E., Kalsi G., Ewing N.N., Roberts N.J., Day R.B., Murphy J.B. A nod factor binding lectin with apyrase activity from legume roots // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1999. - V.96.-P. 5856-5861.

164. Fedorova M , van de Mortel J., Matsumoto P.A., Cho J., Town C.D., VandenBosch K.A., Gantt J.S., Vance C.P. Genome-wide identification of nodule-specific transcripts in the model legume Medicago truncatula // Plant Physiol. -2002.-V. 130.-P. 519-537.

165. Feng J., Li Q., Hu H.L., Chen X.C., Hong G.F. Inactivation of the nod box distal half-site allows tetrameric NodD to activate nodA transcription in an inducer-independent manner // Nucleic Acids Res. 2003. - V. 31. - P. 31433156.

166. Fernandez L.A., Zalba P., Gomez M.A., Sagardoy M.A. Phosphate-solubilization activity of bacterial strains in soil and their effect on soybean growth under greenhouse conditions. // Biol. Fertil. Soils. 2007. - V. 43. - P. 805-809.

167. Finan T.M. Evolving insights: symbiosis islands and horizontal gene transfer // J. Bacteriol. V. 184. - P. 2855-2856.

168. Finan T.M., Kunkel B., De Vos G.F., Signer E.R. Second symbiotic megaplasmid in Rhizobium meliloti carrying exopolysaccharide and thiamine synthesis genes//J. Bacteriol. 1986.-V. 167.-N.l.-P. 66-72.

169. Finan T.M., Oresnik I., Bottacin A. Mutants of Rhizobium meliloti defective in succinate metabolism // J. Bacteriol. 1988. - V.170. - P. 3396-3403.

170. Fisher R.F, LongS.R. Rhizobium plant signal exchange // Nature. - 1992. -V. 357.-P. 655-660.

171. Fischer H.M. Genetic regulation of nitrogen fixation in rhizobia // Microbiol. Mol. Biol. Rev. -1994. -V. 58. -P. 352-386.

172. Flandung M., Gieffers W. Resistance reactions of leaves and tubers of rolC transgenic tetraploid potato to bacterial and fungal pathogens. Correlation with sugar, starch and clorophyll content // Physiol. Mol. PI. Pathol. 1993. - V. 42. -P. 123-132.

173. Fradkov A. F., Chen Y., Ding L., Barsova E. V., Matz M. V., Lukyanov S. A. Novel fluorescent protein from Discosoma coral and its mutants possesses a unique far-red fluorescence // FEBS Lett. 2000. - V. 479. - P. 127-130.

174. Frank B. Ueber die Pilzsymbiose der Leguminosen // Bet. Dtsch Bot. Ges. -1889.-V. 7.-P. 332-346.

175. Fraysse N., Couderc F., Poinsot V. Surface polysaccharide involvement in establishing the rhizobium-legume symbiosis // Eur. J. Biochem. 2003. - V. 270. -P. 1365-1380

176. Freiberg C., Fellay R., Bairoch A., Broughton W.J., Rosenthal A., Perret X. Molecular basis of symbiosis between Rhizobium and legumes // Nature. 1997. -V.387. - P. 394-401

177. Frost L.S., Leplae R., Summers A.O., Toussaint A. Mobile genetic elements: the agents of open source evolution // Nature Rev. Microbiol. 2005. - V. 3. - P. 722-732.

178. Frugier F., Kosuta S., Murray J.D., Crespi M., Szczyglowski K. Cytokinin: secret agent of symbiosis // Trends Plant Sci. 2008. - V. 13. - P. 115-120

179. Fujishige N.A., Lum M.R., de Hoff P.L., Whitelegge J.P., Faull K.F., Hirsch A.M. Rhizobium common nod genes are required for biofilm formation // Mol. Microbiol. 2008. - V. 67. - P. 504-515

180. Gage D.J. Infection and invasion of roots by symbiotic nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes // Microbiol. Mol. Biol. Rev. -2004.-V. 68.-P. 280-300

181. Galal Y.G.M. Assessment of nitrogen availability to wheat (Triticum aestivum L.) from inorganic and organicNsources as affected by Azospirillum brasilense and Rhizobium leguminosarum inoculation. // Egyptian J.Microbiol. -2003.-V. 38.-P. 57-73.

182. Galibert F., Finan T.M., Long S.R., Puhler A., Abola P. et al. The composite genome of the legume symbiont Sinorhizobium meliloti // Science. 2001. - V. 293.-P. 668-672

183. Gamborg O.L., Miller R.A., Ojima K. Nutrient requirements of suspension cultures of soybean root cells // Exp. Cell Res. 1968. V.50. - P. 151-158.

184. Garcia-Fraile P., Rivas R., Willems A., Peix A., Martens M., Martinez-Molina E., Mateos P.F., Velazquez E. Rhizobium cellulosilyticum sp. nov., isolated from sawdust of Populus alba // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. - V. 57. - P. 844848

185. Garrity G.M., Bell J.A., Liburn T. Class I. Alphaproteobacteria class, nov. / In: Bergey's manual of systematic bacteriology, part C. 2nd edn. (Brenner D.J., Krieg N.R., Staley J.T., Garrity G.M., Eds.). Springer, New York. 2005. - V. 2.

186. Gaunt M.W., Turner S.L., Rigottier-Gois L., Lloyd-Macgilp S.A., Young J.P.W. Phylogenies of atpD and recA support the small subunit rRNA-basedclassification of rhizobia // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. - V. 51. - P. 2037-2048

187. Geurts R., Fedorova E., Bisseling T. Nod factor signaling genes and their function in the early stages of Rhizobium infection. // Curr Opin Plant Biol. 2005. -V. 8.-P. 346-352

188. Gevers D., Cohan F. M., Lawrence J. G. et al. Re-evaluating prokaryotic species // Nature Rev. Microbiol. 2005. - V. 3. - P. 733-739.

189. Gibson A.H., Child J.J., Pagan J.D., Scowcroft W.R. The induction of nitrogenase activity in Rhizobium by non-legume plant cells // Planta. 1976. - V. 128,-N.3.-P. 233-242.

190. Gibson D.M., Stack S., Krell K., House J. A comparison of soybean agglutinin in cultivars resistant and susceptible to Phytophthora megasperma var. sojae (race 1) // Plant Physiol. 1982. - V. 70. - P. 560-566

191. Gibson K.E., Kobayashi H., Walker G.C. Molecular determinants of a symbiotic chronic infection // Annu Rev Genet. 2008. - V. 42. - P. 413^141

192. Giraud E., Moulin L., Vallenet D., Barbe V., Cytryn E. et al. Legumes symbioses: absence of nod genes in photosynthetic bradyrhizobia // Science. -2007.-V. 316.-P. 1307-1312

193. Giri A., Narasu M.L. Transgenic hairy roots. Recent trends and applications // Biotechnol. Adv. 2000. - V. 18. - P. 1-22.

194. Glagoleva O.B., Kovalskaya N.U., Umarov M.M. Endosymbiosis formation between nitrogen-fixing bacteria Pseudomonas caryophylli and rape root cells // Endosymbiosis Cell Res. 1996. - V. 11.-P. 147-158.

195. Glick B.R. The enhancement of plant growth by free-living bacteria // Can J Microbiol. 1995,-V. 41.-P. 109-117

196. Glick B.R., Penrose D.M., Li J. A model for the lowering of plant ethylene concentrations by plant growth promoting bacteria. // J. Theor. Biol. 1998. - V. 190.-P. 63-68.

197. Glick B.R., Patten C.L., Holguin G., Penrose D.M. Biochemical and Genetic Mechanisms Used by Plant Growth Promoting Bacteria / Imperial College Press, London. 1999. - 267p.

198. Gogarten J.P., Doolittle W.F., Lawrence J.G. Prokaryotic evolution in light of gene transfer. // Mol Biol Evol. 2002. - V. 19, - N. 12. - P. 2226-2238.

199. Gonzalez V., Bustos P., Ramírez-Romero M. A. et al. The mosaic structure of the symbiotic plasmid of Rhizobium etli CFN42 and its relation to other symbiotic genome compartments // Genome Biology. 2003. - V. 4, - N. 6. -R36

200. Gottfert M., Grob P., Hennecke H. Proposed regulatory pathway encoded by the nodV and nodW genes, determinants of host specificity in Bradyrhizobium japonicum. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. - V. 87. - P. 2680-2684

201. Graham D.E. The Isolation of high molecular weight DNA from whole organisms or large tissue masses // Anal. Biochem. 1978. - V. 85, N 2. - P. 609613.

202. Graham P.H., Vance C.P. Legumes: importance and constraints to greater utilization. // Plant Physiol. 2003. - V. 131. - P. 872-877

203. Grichko V.P., Glick B.R. Amelioration of flooding stress by ACC deaminase containing plant growth promoting bacteria. // Plant Physiol. Biochem. 2001. -V. 39.-P. 11-17.

204. Gu C.T., Wang E.T., Tian C.F., Han T.X., Chen W.F., Sui X.H., Chen W.X. Rhizobium miluonense sp. nov., a symbiotic bacterium isolated from Lespedeza root nodules.// Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. - V. 58. - P. 1364-1368

205. Guan S.H., Chen W.F., Wang E.T., Lu Y.L., Yan X.R., Zhang X.X., Chen W.X. Mesorhizobium caraganae sp. nov., a novel rhizobial species nodulated with Caragana spp. in China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. - V. 58. - P. 26462653.

206. Gusev M.V., Korzhenevskaya T.G., Pyvovarova L.V., Baulina O.I., Butenko R.G. Introduction of a nitrogen-fixing cyanobacterium into tobacco shoot regenerates // Plant. 1986. - V. 167, N. 1. - P. 1-8.

207. Guo X., Flores M., Mavingui P., Fuentes S.I., Hernandez G., Davila G., Palacios R. Natural genomics design in Sinorhizobium meliloti: novel genomic architectures. // Genome Res. 2003. -V. 8. - P. 1810-1817

208. Gyaneshwar P., Hirsch A. M., Moulin L. et al. Legume-Nodulating Betaproteobacteria: Diversity, Host Range and Future Prospects // MPMI. 2011. - V. 24, -N. 11.-P. 1276-1288.

209. Hafeez F.Y., Safdar M.E., Chaudhry A.U., Malik K. A. Rhizobial inoculation improves seedling emergence, nutrient uptake and growth of cotton. // Aust. J. Exp. Agric. 2004. - V. 44. - P. 617-622.

210. Hakkila K., Matsimov M., Karp M., Virta M. Reporter genes lucFF, luxCDABE, gfp, and dsred have different characteristics in whole-cell bacterial sensors. // Anal. Biochem. 2002. - V. 301. - P. 235—242.

211. Hamblin J., Kent S.P. Possible role of phytohemagglutinin in Phaseolus vulgaris L. // Nature New Biol. 1973. - V. 245. - P. 28-29.

212. Hamelryck T.W., Loris R., Bouckaert J., Wyns L. Structural features of the legume lectins // Trends Glycosc. Glycotechnol. 1998. - V. 10. - P. 349-360.

213. Hamill J. D., Lidgett A. J. Hairy root cultures opportunities and key protocols for studies in metabolic engineering / Hairy roots: Culture and Applications. (Doran P., Ed.) Harwood Academic Publishers. Amsterdam, - 1997. -P. 1-30.

214. Han H.S. Lee K.D. Plant growth promoting rhizobacteria effect on antioxidant status, photosynthesis, mineral uptake and growth of lettuce under soil salinity. // Res. J. Agric. Biol. Sci. 2005. - V. 1. - P. 210-215.

215. Han T.X., Wang E.T., Wu L.J., Chen W.F., Gu J.G., Gu C.T., Tian C.F., Chen W.X. Rhizobium multihospitium sp. nov., isolated from multiple legume species native of Xinjiang, China. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. - V. 58. - P. 1693-1699

216. Handelsman J., Stabb E.V. Biocontrol of soilborne plant pathogens. // Plant Cell. 1996.-V. 8.-P. 1855-1869.

217. Hansen J., Jorgensen J.E., Stougaard J., Marcker A.K. Hairy roots a short cut to transgenic root nodules // Plant Cell Rep. - 1989. - V. 8. - P. 12-15.

218. Hara F., de Oliveira L.A. Physiological and ecological characteristics of rhizobio isolated deriving of acid and alic soils of Presidente Figueiredo. // Acta Amazonica. 2004. - V. 34. - P. 343-357.

219. Hara-Nishimura I., Inoue K., Nishimura M. A unique vauolar processing enzyme responsible for conversion several proprotein precursors into the mature forms // FEBS Letters. 1991. - V. 294. - P. 89-93.

220. Hardarson G. Methods for enhancing symbiotic nitrogen fixation // Plant and Soil. 1993,-V. 152.-P. 1-17.

221. Harrison M.J., Dewbre G.R. and Liu J. A Phosphate transporter from Medicago truncatula involved in the acquisition of phosphate released by arbuscular mycorrhizal fungi // Plant Cell. 2002. - V. 14. - P. 2413-2429.

222. Hawes M.C., Brigham L.A., Wen F., Woo H.H., Zhu Y. Function of root border cells in plant health: pioneers in the rhizosphere // Annu Rev Phytopathol. -V. 36.-P. 311-327.

223. Hawley T. S., Telford W. G., Hawley R. G. «Rainbow» reporters for multispectral marking and lineage analysis of hematopoietic stem cells. // Stem Cells. -2001a.-V.19.-P. 118—124.

224. Hawley T. S., Telford W. G., Ramezani A., Hawley R. G. Four-color flow cytometric detection of retrovirally expressed red, yellow, green, and cyan fluorescent proteins. // Biotechniques. 2001b. - V. 30. - P. 1028—1034.

225. Heidstra R., Bisseling T. Nod factor-induced hostresponsesi and mechanisms of Nod factor perception. // New Phytol. 1996. - V. 133. - P. 25^13

226. Heim R., Prasher D. C., Tsien R. Y. Wavelength mutations and posttranslational autoxidation of green fluorescent protein. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1994,-V. 91.-P. 12501—12504.

227. Henzi M.X., Christey M.C., McNeil D.L. Factors that influence Agrobacterium r/zzzogewes-mediated transformation of broccoli (Brassica oleracea L. var. italica) // Plant Cell Rep. 2000. - V. 19. - P. 994-999.

228. Herridge D.F., Peoples M.B., Boddey R.M. Global inputs of biological nitrogen fixation in agricultural systems. // Plant Soil. 2008. - V. 311. - P. 1-18

229. Hirsch P.R, Van Montagu M., Johnston A.W.B., Brewin N.J., Schell, J. Physical identification of bacteriocinogenic, nodulation and other plasmids in strains of Rhizobium leguminosarum // Journal of General Microbiology. 1980. -V. 120.-P. 403-412

230. Hirsch A.M., Brill L.M., Lim P.O., Scambray J., Van Rhijn P. Steps toward defining the role of lectins in nodule development in legumes // Symbiosis. 1995. -V. 19.-P. 155-173.

231. Hirsch P.R. Population dynamics of indigenous and genetically modified rhizobia in the field // New Phytologist. 1996. - V. 133, - N. 1. - P. 159-171.

232. Hirsch A.M., Fang Y., Asad S., Kapulnik Y. The role of phytohormones in plant-microbe symbioses. // Plant Soil. 1997. - V. 194. - P. 171-184.

233. Hirsch A.M. Role of lectins (and rhizobial exopolysaccharides) in legume nodulation // Curr Opin Plant Biol. 1999. - V. 2. - P. 320-326

234. Hoang H.H., Gurich N., Gonzalez J.E. Regulation of motility by the ExpR/Sin quorumsensing system in Sinorhizobium meliloti. // J Bacteriol. 2008. - V. 190. -P. 861-871

235. Hoflich G.,Wiehe W., Kohn G. Plant growth stimulation by inoculation with symbiotic and associative rhizosphere microorganisms. // Experienca. 1994. - V. 50.-P. 897-905.

236. Hong G.F., Burn J.E., Johnston A.W.B. Evidence that DNA involved in the expression of nodulation (nod) genes in Rhizobium binds to the product ofthe regulatory gene nodD. // Nucleic Acids Res. 1987. - V. 15. - P. 9677-9690

237. Horsh R.B., Fry J.E., Hoffmann N.L., Eichholtz D., Rogers S.C., Fraley R.T. A simple and general method for transferring genes into plants // Science. 1985. -V. 227.-P. 1229-1231.

238. Hotter G.S., Scott D.B. Exopolysaccharide mutants of Rhizobium loti are fully effective on a determinate nodulating host but are ineffective on an indeterminate nodulating host. // J Bacteriol. 1991. - V. 173. - P. 851-859

239. Hou B. C., Wang E. T., Li Y., et al. Rhizobial Resource Associated with Epidemic Legumes in Tibet // Microb Ecol. 2009a. - V. 57. - P.69-81

240. Hungria M., Stacey G. Molecular signals exchanged between host plants and rhizobia: basic aspects and potential application in agriculture. // Soil Biol Biochem. 1997. - V. 29. - P. 819-830

241. Hynes M.F., McGregor N.F. Two plasmids other than the nodulation plasmid are necessary for formation of nitrogen-fixing nodules by Rhizobium leguminosarum // Mol. Microbiol. 1990a. - V. 4, - N. 4. - P. 567-74.

242. Jackson M. B. Ethylene in root growth and development / In: The Plant Hormone Ethylene. (Matoo A.K., Suttle J. C., Eds.). CRC Press, Boca Raton, FL. USA. 1991.-P. 159-181.,

243. Jefferson R.A. Assaying Chimeric Genes in Plants: The GUS Gene Fusion System // Plant Mol. Biol. Rep. 1987. - V. 5. - P. 387^05.

244. Jensen J.S., Marcker K.A., Otten L., Schell J. Nodule-specific expression of chimaeric soybean leghaemoglobin gene in transgenicLotus corniculatus // Nature- 1986. V. 321.-P. 669-674.

245. Jones K.M., Kobayashi H., Davies B.W., Taga M.E., Walker G.C. How symbionts invade plants: the Sinorhizobium-Medicago model. // Nat Rev Microbiol. 2007. - V. 5. - P. 619-633

246. Jong J.P., Johnston A.W.B. The evolution of specificity in the legume-rhizobium symbiosis // Tree. 1989. - V. 4, - N. 11. - P. 341-349.

247. Jensen E.S., Sorensen L.H. Survival of Rhizobium leguminosarum is soil after addition as inoculant. // FEMS Microbiol Ecol. 1987. - V. 45. - P. 221-226

248. Jordan D.C., Allen O.N. Family I, Rhizobiaceae Conn, 1938 / In: Bergey's manual of determinative bacteriology, 8th edn. (Buchanan R.E., Gibbons N.E., Eds.). The Williams & Wilkins Co, Baltimore. 1974. - P. 261-264

249. Jordan D.C. Transfer of Rhizobium japonicum Buchanan 1980 to Bradyrhizobium gen. nov., a genus of slow-growing, root nodule bacteria from leguminous plants. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1982. - V. 32. - P. 136-139

250. Jordan D.C. Family III Rhizobiaceae / In: Bergeys manual of systematic bacteriology. (Krieg N.R., Holt J.G., Eds.). Williams and Wilkins Co., Baltimore.- 1984.-V. 1. P. 234-242

251. Jorgensen J.-E., Stougaard J., Marcker A., Marcker K.A. Root nodule specific gene regulation: Analysis of the soybean nodulin N23 gene promoter in heterologous symbiotic systems // Nucl. Acids Res. 1988. - V. 16. - P. 3940.

252. Juhas M., van der Meer J. R., Gaillard M., Harding R. M., Hood D. W., Crook D. W. Genomic islands: tools of bacterial horizontal gene transfer and evolution // FEMS Microbiol. Rev. 2009. - V. 33. - P. 376-393.

253. Jumas-Bilak E., Michaux-Charachon S., Bourg G., Ramuz M., Allardet-Servent A. Unconventional genomic organization in the alpha subgroup of the Proteobacteria. // J Bacteriol. 1998. - V. 180. - P. 2749-2755

254. Karsi A., Menanteau-Ledouble S., Lawrence M.L. Development of bioluminescent Edwardsiella ictaluri for noninvasive disease monitoring // FEMS Microbiol. Lett. 2006. - V. 260. - P. 216-223.

255. Kennedy I.R., Pereggerk L.L., Wood C. et al. Biological nitrogen fixation in non-leguminous field crops facilitating the evolution of an effective association between Azospirillum and wheat // Plant Soil. 1997. - Vol. 194, N. 1-2. - P. 6579.

256. Kannenberg E.L., Perzl M., Hartner T. The occurrence of hopanoid lipids in Bradyrhizobium bacteria. // FEMS Microbiol Lett. 1995. - V. 127. - P. 255-262

257. Kereszt A., Li D., Indrasumunar A., Nguyen C.D., Nontachaiyapoom S., Kinkema M., Gresshoff P.M. Agrobacterium rhizogenes-mediated transformation of soybean to study root biology // Nat. Protoc. 2007. - V. 2. - P. 948-952.

258. Kijne J.W., Diaz C.L., Pater S. Lectins in the symbiosis between Rhizobia and leguminous plants / In: Adv. Lectin Res. (Franz H., van Driessche E., Kasai K.J., Eds). Berlin: Ullstein Mosby. 1992. - P. 15-50.

259. Kijne J.W., Bauchrowitz M.A., Diaz C.L. Root lectin and Rhizobia II Plant Physiol. 1997. - V. 115. - P. 869-973.

260. Klee H.J., Hayford M.B., Kretzmer K.A., Barry G.F., Kishore G.M. Control of ethylene synthesis by expression of a bacterial enzyme in transgenic tomato plants.//Plant Cell. 1991,-V. 3.-P. 1187-1193.

261. Knosel D.H. Prufung von Bakterien auf Fähigkeit zur Sternbildung // Zentralbl Bakteriol Parasitenkd Infektionskr Hyg. 1962 - V.116. - P.79-100 (in German).

262. Knosel D.H. Genus IV. Phyllobacterium nom. Rev / In: Bergey's manual of systematic bacteriology, vol 1 (Krieg N.R., Holt J.G., Eds). The Williams & Wilkins Co., Baltimore. 1984. - P. 254-256

263. Kobayashi H., Naciri-Graven Y., Broughton W.J., Perret X. Flavonoids induce temporal shifts in gene-expression of nod-box controlled loci in Rhizobium sp. NGR234. // Mol Microbiol. 2004. - V. 51. - P. 335-347

264. Konami Y., Yamamoto K., Osawa T., Irimura T. The primary structure of the Cytisus scoparus seed lectin and carbohydrareD binding peptide //J. Biochem. -1992. V. 112, - № 3. - P. 366-375.

265. Kondorosi E., Gyuris J., Schmidt J., John E., Hofmann D.B., Schell J., Kondorosi A. Positive and negative control of nod gene expression in Rhizobium meliloti is reqiured for optimal nodulation. // EMBO J. 1989. - V. 8. - P. 13311340

266. Kondorosi E., Pierre M., Cren M., Haumann U., Buire M., Hoffmann B., Schell J., Kondorosi A. Identification of NolR, a negative transacting factor controlling the nod regulon in Rhizobium meliloti. // J Mol Biol. 1991. - V. 222. -P. 885-896

267. Koonin E. V.,Makarova K. S., Arvind L. Horizontal gene transfer in prokaryotes.Quantification and classification // Annu. Rev. Microbiol. 2001. - V. 55. - P. 709-742.

268. Kosugi S., Ohashf Y., Nakajima K., Arai Y. An Improved Assay for (3-Glucuronidase in Transformed Cells: Methanol Almost Completely Suppresses a Putative Endogenous -Glucuronidase Activity // Plant Sci. 1990. - V. 70. - P. 133-140.

269. Kovach M.E., Elzer P.H., Hill D.S., Robertson G.T., Farris M.A., Roop 2nd R.M., Peterson K.M. Four new derivatives of the broad-host-range cloning vector pBBRlMCS, carrying diVerent antibiotic-resistance cassettes // Gene. 1995. - V. 166.-P. 175-176

270. Krol M.J., Kobus J., Fuk B. Wiazanie azotu w parabrodawkach korzeni zboz przez Azospirillum lip. i Acin. like // Zezz. Nauk. Pol. AR Szczecinie. - 1997. -N. 68.-P. 153-161.

271. Krol J., Mazur A., Marczak M., Skorupska A. Syntenic arrangements of the surface polysaccharide biosynthesis genes in Rhizobium leguminosarum. // Genomics. 2007. - V. 89. - P. 237-247

272. Kundig C., Hennecke H., and Gottfert M. Correlated physical and genetic map of the Bradyrhizobium japonicum 110 genome // J. Bacteriol. 1993. - V. 75, -N. 3. - P. 613-622.

273. Kuykendall L.D., Saxena B., Devine T.E., Udell S.E. Genetic diversity in Bradyrhizobium japonicum Jordan 1982 and a proposal for Bradyrhizobium elkanii sp. nov. // Can J Microbiol. 1992. - V. 38. - P. 501-505

274. Y.L., Chen W.F., Han L.L., Wang E.T., Chen W.X. Rhizobium alkalisoli sp. nov., isolated from the legume Caragana intermedia growing in saline-alkaline soils. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2009a. - V. 59. - P. 3006-3011

275. Y.L., Chen W.F., Han L.L., Wang E.T., Zhang X.X., Chen W.X., Han S.Z. Mesorhizobium shangrilense sp. nov., isolated from root nodules of Caragana spp. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. -2009b. V. 59. - P. 3012-3018.

276. Maiden M.C. Multilocus sequence typing of bacteria. // Annu Rev Microbiol. 2006. - V. 60.-P. 561-88

277. Mandaci S., Dobres M. Sequence of a vegetative homolog of the pea seed lectin gene // Plant. Physiol. 1993. - V. 103, - N. 2. - P. 663-664.

278. Marchetti M., Capela D., Glew M. et al. Experimental evolution of a plant pathogen into a legume symbiont // PLoS Biology. 2010. - Vol.8, -N.l. -el000280.

279. Martens M., Delaere M., Coopman R., De Vos P., Gillis M., Willems A. Multilocus sequence analysis of Ensifer and related taxa. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. - V. 57. - P. 489-503

280. Martinez E., Pardo M.A., Palacios R., Cevallos M.A. Reiteration of nitrogen fixation gene sequences and specificity of Rhizobium in nodulation and nitrogen fixation in Phaseolus vulgaris. // J. Gen. Microbiol. 1985. - V. 131. - P. 1779— 1786

281. Martinez-Abarca F., Herrera-Cervera J.A., Bueno P., Sanjuan J., Bisseling T., Olivares J. Involvement of salicylic acid in the establishment of the Rhizobium meliloti-alfalfa symbiosis. // Mol. Plant Microbe Interact. 1998. - V. 11. - P. 153-155

282. Martinez-Romero E., Segovia L., Mercante F.M., Franco A.A., Graham P., Pardo M.A. Rhizobium tropici: a novel species nodulating Phaseolus vulgaris L. beans and Leucaena sp. trees. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1991. - V. 41. - P. 417— 426

283. Martinez-Romero E. Coevolution in Rhizobium-legume symbiosis? // DNA Cell Biol. -2009. V. 28. - P. 361-370

284. Martyniuk S., Oron J., Martyniuk M. Diversity and numbers of root-nodule bacteria (rhizobia) in Polish soils. // Acta Soc Bot Polon. 2005. - V. 74. - P. 8386

285. Matz M. V., Fradkov A. F., Labas Y. A., Savitsky A. P., Zaraisky A. G., Markelov M. L., Lukyanov S. A. Fluorescent proteins from nonbioluminescent Anthozoa species. // Nat. Biotechnol. 1999. - V. 17. - P. 969—973.

286. Mavingui P., Flores M., Guo X., Davila G., Perret X., Broughton W.J., Palacios R. Dynamics of genome architecture in Rhizobium sp. strain NGR234. // J Bacteriol.-2002.-V. 184.-P. 171-176

287. McCormick D.B. Two interconnected B vitamins: Rhiboflavin and pyridoxine. // Physiol. Rev. 1989. - V. 69. - P. 1170-1198.

288. Mehboob I., Naveed M., Rhizobial Z.A.Z. Association with Non-Legumes: Mechanisms and Applications // Critical Reviews in Plant Science. 2009. - V. 28.-P. 432^56,

289. Menze A., Mollers C. Transformation of different Brassica napus cultivars with three different strains of Agrobacterium rhizogenes II Proc. 10th Int. Rapeseed Congress.- 1999. -P. 15-20.

290. Mercier A., Kay E., Simonet P. Horizontal Gene Transfer by Natural Transformation in Soil Environment // Soil Biology. 2006. - V. 8. - P. 355-373

291. Merzlyak E.M., Goedhart J., Shcherbo D. et al. Bright monomeric red fluorescent protein with an extended fluorescence lifetime // Nat Methods. 2007. -V. 4.-P. 555-557.

292. Michiels J., Dombrecht B., Vermeiren N., Xi C., Luyten E., Vanderleyden J. Phaseolus vulgaris is a non-selective host for nodulation. // FEMS Microbiol Ecol. 1998.-V. 26.-P. 193-205

293. Miller J.H Experiments in Molecular Genetics / Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Lab. 1972. - 432 p.

294. Mimmack M.L., Hong G.F., Johnston A.W.B. Sequence and regulation of psrA, a gene on the Sym plasmid of Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli which inhibits transcription of the psi genes. // Microbiology. 1994. - V. 140. -P. 455-461.

295. Minamisawa K., Ogawa K.I., Fukuhara H., Koga J. Indolepyruvate pathway for indol-3-acetic acid biosynthesis in Bradyrhizobium elkanii. // Plant Cell Physiol. 1996. - V. 37. - P. 449^53.

296. Mirelman D.E., Galun E., Sharon N., Lotan R. Inhibition of fungal growth by wheat germ agglutinin // Nature. 1975. - V. 256. - P. 414-416

297. Mishra R.P.N., Singh R.K., Jaiswal H.K., Kumar V., Maurya S. Rhizobium-mediated induction of phenolics and plant growth promotion in rice (Oryza sativa L.) // Curr. Microbiol. 2006. - V. 52. - P. 383-389.

298. Mitra R.M., Long S.R. Plant and bacterial symbiotic mutants define three transcriptionally distinct stages in the development of the Medicago truncatula/Sinorhizobium meliloti symbiosis. // Plant Physiol. 2004. - V.134. - P. 595-604

299. Moenne-Loccoz Y., Weaver R.W. Involvement of plasmids in saprophytic performance and sodium chloride tolerance of clover rhizobia W14-2 in vitro // Appl. Soil Ecol. 1996. - V. 3, - N. 2. - P. 137-148

300. Moulin L., Munive A., Dreyfus B., Boivin-Masson C. Nodulation of legumes by members of the beta-subclass of proteobacteria. // Nature. 2001. - V. 411. - P. 948-950

301. Moulin L., Bena G., Boivin-Masson C., Stepkowski T. Phylogenetic analyses of symbiotic nodulation genes support vertical and lateral gene co-transfer within the Bradyrhizobium genus. // Mol Phylogenet Evol. 2004. - V. 30. - P. 720-732

302. Muglia C. I., Grasso D. H., Mario Aguilar O. Rhizobium tropici response to acidity involvesactivation of glutathione synthesis // Microbiology. 2007. -V.153, - N4. - P.1286-1296

303. Munoz J.A., Coronado C., Perez-Hormaeche J., Kondorosi A., Ratet P., Palomares A.J. MsPG3, a Medicago sativa polygalacturonase gene expressed during the alfalfa-Rhizobium meliloti interaction // Proc. Natl. Acad. Sci. 1998. -V. 95.-P. 9687-9692.

304. Murashige T., Skoog F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bioassays with Tobacco Tissue Cultures // Physiol. Plant. 1962. - V. 15. - P. 473^97.

305. Mutch L.A., Young J.P.W. Diversity and specifity of Rhizobium leguminosarum biovar viciae on wild and cultivated legumes. // Mol Ecol. 2004. - V. 13.-P. 2435-2444

306. Nautiyal S.S. Amethod for selection and characterization of rhizospherecompetent bacteria of chickpea. // Curr. Microbiol. 1997. - V. 34. - P. 12-17.

307. Nickoloff J.A. Methods in molecular biology / Humana Press. Totowa, NY. -1995.-V. 47.

308. Nie Y.E., Vesk M., Kennedy I.R., Srickandarajah S., Lane E., Tchan Y.T. Structure of 2,4-D induced 125 paranodules with Rhizobium on wheat // Phytochem. (Life Sci. Adv.). 1992. -N. 11. - P. 67-73.

309. Nie Y.F. Nitrogen fixation in 2,4-D forced associative wheat-diazotroph system // Intern. Workshop Assoc. Interactions Nitrogen-Fix. Bact. Plants (Saratov, June 5-8, 1995): Abstr. Saratov, 1995. P. 32-34.

310. Nilsson O., Olsson O. Getting to the root: The role of the Agrobacterium rhizogenes rol genes in the formation of hairy roots // Physiol. Plant. 1997. - V. 100.-P. 463-^73.

311. Normander B., Christensen B.B., Molin S., Kroer N. Effect of bacterial distribution and activity on conjugal gene transfer on the phylloplane of the bush bean (Phaseolus vulgaris) // Ibid. 1998. - V. 64, - N. 5. - P. 1902-1909.

312. Oldroyd G.E.D., Downie J.A. Calcium, kinases and nodulation signalling in legumes. // Nat Rev Mol Cell Biol. 2004. - V. 5. - P. 566-576

313. Oldroyd G.E.D., Downie J.A. Coordinating nodule morphogenesis with rhizobial infection in legumes // Annu Rev Plant Biol. 2008. - V. 59. - P. 519546

314. Oresnik I.J., Twelker S., Hynes M.F. Cloning and characterization of a Rhizobium leguminosarum gene encoding a bacteriocin with similarities to RTX toxins. // Appl. Environ. Microbiol. 1999. - V. 65. - P. 2833-2840

315. Otten L., Heifer A. Biological activity of the rolB-like 5' end of the A4-orfS gene from the Agrobacterium rhizogenes TL-DNA // Mol. Plant-Microbe Interact. -2001.-V. 14.-P. 405-411.

316. Ozkoc I., Deliveli M.H. In vitro inhibition of the mycelial growth of some root rot fungi by Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli isolates. // Turkish J. Biol. 2001. - V. 25. - P. 435-445.

317. Palmer K.M., Young J.P.W. Higher diversity of Rhizobium leguminosarum biovar viciae populations in arable soils than in grass soils. // Appl. Environ. Microbiol. 2000. - V. 66. - P. 2445-2450

318. Parniske M. Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses //Nat. Rev. Microbiol. -2008. V. 6, -N. 10. - P. 763-775.

319. Peck M.C., Fisher R.F., Long S.R. Diverse flavonoids stimulate NodDl binding to nod gene promoters in Sinorhizobium meliloti. // J Bacteriol. 2006. -V. 188.-P. 5417-5427

320. Peloquin J. J., Lauzon C. R., Potter S., Miller T. A. Transformed bacterial symbionts reintroduced to and detected in host gut. // Curr. Microbiol. 2002. -V.45.-P. 41—45.

321. Pena H.B., Reyes I. Nitrogen fixing bacteria and phosphate solubilizers isolated in lettuce (Lactuca sativa L.) and evaluated as plant growth promoters. // Intersciencia. 2007. - V. 32. - P. 560-565.

322. Peng G., Yuan Q., Li H., Zhang W., Tan Z. Rhizobium oryzae sp. nov., isolated from the wild rice Oryza alta. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2008. - V. 58.-P. 2158-2163

323. Perret X., Staehelin C., Broughton W.J. Molecular basis of symbiotic promiscuity. // Microbiol Mol Biol Rev. 2000. - V. 64. - P. 80-201

324. Perrine F.M., Prayito J., Frank J.J., Dazzo B., Rolfe B.G. Rhizobium plasmids are involved in the inhibition or stimulation of rice growth and development. // Aust. J. Plant Physiol. 2001. - V. 28. - P. 923-937.

325. Perrine-Walker F.M., Prayitno J., Rolfe B.G., Weinman J.J., Hocart C.H. Infection process and the interaction of rice roots with rhizobia // J. Exp. Bot. -2007. V. 58. - P. 3343-3350.

326. Petit A., Kühle A., Marcker K.A., Tempe J. Transformation and regeneration of the legume Lotus corniculatus: a system for molecular studies of symbiotic nitrogen fixation // Mol. Gen Genet. 1987. - V. 207. - P. 245-250.

327. Peumans W.J., van Damme E.J.M. Lectins as plant defense proteins // Plant Physiol. 1995. - V. 109. - P. 347-353

328. Peumans W.J., Barre A., Hao Q., Rouge P., van Damme, Els J.M. Higher plants developed structurally different motifs to recognize foreign glycans // Trends Glycosci. Glycotechnol. 2000. - V. 12, N 64. - P. 83-101.

329. Pheler M., Petit M., Martin L., Duhoux E., Tempe J. Transformation and regeneration of a nitrogen-fixing tree, Allocasuarina verticillata II Lam. Biotechnol. 1991. - V. 9.-P. 461-466.

330. Phillips D.A., Joseph C.M., Yang G.-P., Martinez-Romero E., Sanborn J.R., Volpin H. Identification of lumichrome as a Sinorhizobium enhancer of alfalfa root respiration and shoot growth. // Proc. Nat. Acad. Sei. USA. 1999. - V. 96. - P. 12275-12280.

331. Porter J. R. Host range and implications of plant infection by Agrobacterium rhizogenes II Crit. Rev. Plant. Sei. 1991. - V. 10. - P. 387-421.

332. Prasher D. C., Eckenrode V. K., Ward W. W., Prendergast F. G., Cormier M. J. Primary structure of the Aequorea victoria green-fluorescent protein. // Gene. -1992.-V. 111.-P. 229—233.

333. Prell J., Poole P. Metabolic changes of rhizobia in legume nodules. // Trends Microbiol. 2006. - V. 14. - P. 161-168

334. Pueppke S.G., Broughton W.J. Rhizobium sp. strain NGR234 and R. fredii USDA257 share exceptionally broad, nested host ranges. // Mol Plant-Microbe Interact. 1999. - V. 12. - P. 293-318

335. Quan Z.X., Bae H.S., Baek J.H., Chen W.F., Im W.T., Lee S.T. Rhizobium daejeonense sp. nov. isolated from a cyanide treatment bioreactor. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2005. - V. 55. - P. 2543-2549

336. Quandt H.J., Puehler A., Broer I. Transgenic root nodules of Vicia hirsuta: A fast and efficient system for the study of gene expression in indeterminate-type nodules // Mol. Plant Microbe Interact. 1993. - V. 6, N 6. - P. 699-706.

337. Radeva G., Jurgens G., Niemi M., Nick G., Suominen L., Lindstrom K. Description of two biovars in the Rhizobium galegae species: biovar orientalis and biovar officinalis. // Syst Appl Microbiol. 2001. - V. 24. - P. 192-205

338. Radutoiu S., Madsen L. H., Madsen E. B. et al. Plant recognition of symbiotic bacteria requires two LysM receptor-like kinases // Nature. 2003. - V. 425, - N 6958. - P. 585-592.

339. Redecker D. Molecular identification and phylogeny of arbuscular mycorrhizal fungi // Plant and Soil. 2002. - V. 244. - P. 67-73.

340. Reid M. Ethylene in plant growth, development and senescence / In: Plant Hormones and Their Role in Plant Growth and Development. (Davies P.J., Ed.). Martinus Nijhoff, Den Hague. 1987. - P. 257-279.,

341. Relic B., Talmont F., Korsinska J., Golinowski W., Prome J.-C., Broughton W. J. Biological activity of Rhizobium sp. NGR234 Nod factors on macroptilium atropurpureum. // Mol. Plant-Microbe Interact. 1993. - V. 6. - P. 764-774.

342. Ren D.W., Chen W.F., Sui X.H., Wang E.T., Chen W.X. Rhizobium vignae sp. nov., a symbiotic bacterium isolated from multiple legume species // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011b. - V. 61. - P. 580-586.

343. Ribeiro R.A., Barcellos F.G., Thompson F.L., Hungria M. Multilocus sequence analysis of Brazilian Rhizobium microsymbionts of common bean (Phaseolus vulgaris L.) reveals unexpected taxonomic diversity. // Res Microbiol. -2009.-V. 160.-P. 297-306

344. Rivas R., Martens M., de Lajudie P., Willems A. Multilocus sequence analysis of the genus Bradyrhizobium. // Syst Appl Microbiol. 2009. - V. 32. - P. 101-110

345. Robertson B.K., Dreyfus B., Alexander M. Ecology of stem-nodulating Rhizobium and Azorhizobium in four vegetation zones of Senegal. // Microb Ecol. 1995.-V. 29.-P. 71-81

346. Robleto E.A., Kmiecik K., Oplinger E.S., Nienhuis J., Triplett E.W. Trifolitoxin production increases nodulation competitiveness of Rhizobium etli

347. CE3 under agricultural conditions. // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64. -P. 2630-2633

348. Roche P., Maillet F., Plazanet C., Debelle F., Ferro M., Truchet G., Prome J.C., Denarie J. The common nodabc genes of Rhizobium meliloti are host-range determinants. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. - V. 93. - P. 15305-15310

349. Rodrigues F., van Hemert M., Steensma H. Y., Corte-Real M., Leao C. Red fluorescent protein (DsRed) as a reporter in Saccharomyces cerevisiae // J. Bacteriol. 2001. - V. 183.-P. 3791—3794.

350. Rodriguez H., Fraga R., Gonzalez T., Bashan Y. Genetics of phosphate solubilization and its potential applications for improving plant growthpromoting bacteria. // Plant Soil. 2006. - V. 287. - P. 15-21.

351. Rogel M.A., Hernandez-Lucas I., Kuykendall L.D., Balkwill D.L., Martinez-Romero E. Nitrogen-fixing nodules with Ensifer adhaerens harboring Rhizobium tropici symbiotic plasmids. // Appl. Environ. Microbiol. 2001. - V. 67. - P. 3264-3268.

352. Rossbach S., Kulpa D.A., Rossbach U., de Bruijn F.J. Molecular and genetic characterization of the rhizopine catabolism (mocABRC) genes of Rhizobium meliloti L5-30. // Mol Gen Genet. 1994. - V. 245. - P. 11-24

353. Rouge P., Pere D., Bourne Y. In vitro cleavage of the Lathyrus nissolia isolectin//Plant Sci. 1989.-V. 62.-P. 181-189.

354. Rouge P., Risler J. Evidence for the internal sequence homologies in leguminosae lectins: phylogenetical implications // Biochem. Systematics and Ecol. 1990.-V. 18.-P. 29-37.

355. Rudiger H. Purification and properties of blood group specific lectins from Vicia cracca // Eur. J. Biochem. 1977. - V. 72, - N. 2. - P. 317-322.

356. Rudiger H. Plant lectins more than just tools for glycoscientists: occurrence, structure, and possible functions of plant lectins // Acta Anat (Basel). - 1998. - V. 161.-P. 130-52.

357. Safronova V., Chizhevskaya E., Bullitta S., Andronov E., Belimov A., Charles T.C., Lindstrom K. Presence of a novel 16S-23S rRNA gene intergenicspacer insert in Bradyrhizobium canariense strains. // FEMS Microbiol Lett. -2007.-V. 269.-P. 207-212

358. Saha U., Sen M. Nitrogenase activity of diazotrophic strains of Candida tropicalis II Proc. Indian. Acad. Sci. (Plant Sci.). 1990. - V. 100, N 5. - P. 353359

359. Sambrook J., Fritsch E., Maniatis T. Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd edn. / Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York, Cold Spring Lab., 1989.- 1626 p.

360. Sanjuan J., Grob P., Gottfert M., Hennecke H., Stacey G. NodW is essential for full expression of the common nodulation genes in Bradyrhizobium japonicum. // Mol Plant-Microbe Interact. 1994. - V. 7. - P. 364-369

361. Sawada H., Kuykendall L. D., Young J. M. Changing concepts in the systematics of bacterial nitrogen-fixing legume symbionts //J. Gen. Appl. Microbiol. 2003. - V. 49. - P. 155-179.

362. Savka M.A., Liu L., Farrand S.K., Berg R.H., Dawson J.O. Induction of hairy roots or pseudoactinorhizae on Alnus glutinosa, A. acuminata and Elaeagnus angustifolia by Agrobacterium rhizogenes II Acta Ecol. 1992. - V. 13. - P. 423431.

363. Schlaman H.R.M., Horvath B., Vijgenboom E., Okker R.J.H., Lugtenberg B.J.J. Suppression of nodulation gene expression in bacteroids of Rhizobium leguminosarum biovar viciae.// J Bacteriol. 1991. - V. 173. - P. 4277^1-287

364. Schmidt J., Rohrig H., John M., Wieneke U., Stacey G., Koncz C., Schell J. Alteration of plant growth and development by Rhizobium nodA and nodB genes involved in the synthesis of oligosaccharide signal molecules. // Plant J. 1993. -V. 4.-P. 651-658

365. Scholia M.H., Elkan G.H. Rhizobium fredii sp. nov., a fast-growing species that effectively nodulates soybeans. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1984. - V. 34. - P. 484-486

366. Schwedock J., Long S.R. Nucleotide sequence and protein products of two new nodulation genes of Rhizobium meliloti, nodP and nodQ. // Mol. Plant-Microbe Interact. 1989. - V. 2. - P. 181-194

367. Scott M.P., Jung R., Muntz K., Nielsen N.C. A protease responsible for post-translational cleavage of a conserved Asn-Gly linkage in glycinin, the major seed storage protein of soybean // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. - V. 89. - P. 685-662.

368. Sealey P.G., Southern E.M. Gel electrophoresis of DNA / In: Gel electrophoresis of nucleic acids. A practical approach. IRL Press, Oxford. 1982. -P. 3976.

369. Segovia L, Young JP, Martinez-Romero E. Reclassification of American Rhizobium leguminosarum biovar phaseoli type I strains as Rhizobium etli sp. nov. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1993. - V. 43, - N. 2. - P. 374-377.

370. Sekar C., Prasad N.N., Sundaran M.D. Enhancement of polygalacturonase activity during auxing induced paranodulation and endorhizospphere colonization of Azospirillum in rice roots // Indian J. Exp. Biol. 2000. - V. 38, N 1. - P. 8083.

371. Sessitsch A., Hardarson G., de Vos W.M., Wilson K.J. Use of marker genes in competition studies of Rhizobium. // Plant and Soil. 1998. - V. 204. - P. 35-45.

372. Sharma V., Surolia A. Analyses of carbohydrate recognition by legume lectins: size of the combining site loops and their primary specificity // J. Mol. Biol. 1997. - V. 267. -N. 2. - P. 433^145.

373. Sharon N., Lis H. Lectins as cell recognition molecules. // Science. 1989. -V. 246. - P. 227-234

374. Sharon N., Lis H. Legume lectins a large family of homologous proteins // FASEB J. - 1990. - V. 4, - N. 14. - P. 3198-208.

375. Sheikh L.I., Dawar S., Zaki M.J., Ghaffar A. Efficacy of Bacillus thuringensis and Rhizobium meliloti wth nursery fertilizers in the control of root infecting fungi on mung bean and okra plants. // Pak. J. Bot. 2006. - V. 38. - P. 465^73.

376. Shimomura O., Johnson F. H., Saiga Y. Extraction, purification and properties of aequorin, a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea. II J. Cell. Comp. Physiol. 1962. - V. 59. - P. 223—239.

377. Shoemaker N. B., Wang G. R., Salyers A. A. Multiple gene products and sequences required for excision of the mobilizable integrated Bacteroides element NBU1 // J. Bacteriol. 2000. - V. 182. - P. 928-936

378. Silva C., Kan F.L., Martinez-Romero E. Population genetic structure of Sinorhizobium meliloti and S. medicae isolated from nodules Medicago spp. in Mexico. // FEMS Microbiol Ecol. 2007. - V. 60. - P. 477^189

379. Singh C.D., Dadarwal K.R., Subba Rao N.S. Effectiveness of rhizobia from wild species of Arachis on the cultivated species A. hypogaea and their physiological characteristics // Zblt. Bakt. II. 1976. - V. 131, - N 1. - P. 72-78.

380. Skerman V.B.D., McGowan V., Sneath P.H.A. Approved lists of bacterial names. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1980. - V. 30. - P. 225-420

381. Skorupska A., Janczarek M., Marczak M., Mazur A., Krol J. Rhizobial exopolysaccharides: genetic control and symbiotic functions. // Microb Cell Fact. -2006.-N. 5,-V. 7.-P. 1-19

382. Smith D.L., Prithiviraj B., Zhang F. Rhizobial signals and control of plant growth / In: Nitrogen Fixation: Global Perspectives. (Finan T.M., Brian M.R., Layzell D.B., Vessey K., Newton W.E., Eds.). CABI Publishing, Wallingford, UK. -2002.-P. 327-330.

383. Spaink H.P. Root nodulation and infection factors produced by rhizobial bacteria. // Annu Rev Microbiol. 2000. - V. 54. - P. 257-288

384. Spaink H.P. Regulation of plant morphogenesid by lipo-chitin oligosaccharides. // Crit. Rev. Plant Sci. 1996. - V. 15. - P. 559-582.

385. Stiller J., Martirani L., Tuppale S., Chian R.-J., Chiurazzi M., Gresshoff P.M. High frequency transformation and regeneration of transgenic plants in the model legume Lotus japonicus II J. Exp. Bot. 1997. - V. 48. - P. 1357-1365.

386. Streit W., Kosh K. Werner D. Nodulation competitiveness of Rhizobium leguminosarum bv phaseoli and Rhizobium tropici strains measured by glucuronidase (gus) gene fusion. // Biol. Fertil. Soil. 1992. - V. 14. - P. 140-144.

387. Stougaard J., Sandal N., Gren A., Kühle A., Marcker K.A. 5' Analysis of the soybean leghemoglobin lbc3 gene: Regulatory elements required for promoter activity and organ specificity // EMBO J. 1987. - V. 6. - P. 3565-3369.

388. Stubbs M.E., Carver J.P., Dunn R.J. Production of pea lectin in Escherichia coli // J. Biol. Chem. 1986. - V. 261, - N. 14. - P. 6141-6142.

389. Sui X.H., Han L.L., Wang E.T. et al. Novel associations between rhizobial populations and legume species within the genera Lathyrus and Oxytropis grown in the temperate region of China. // Sei China Ser C-Life Sei. 2009. - V. 52, - N.2. -P. 182-192

390. Sullivan J.T, Patrick H.N, Lowther W.L, Scott D.B, Ronson C.W. Nodulating strains of Rhizobium loti arise through chromosomal symbiotic gene transfer in the environment. // Proc Natl Acad Sei U S A. 1995. - V. 92. - P. 8985-8989.

391. Sullivan J., Ronson C. Evolution of rhizobia by acquisition of a 500-kb symbiosis island that integrates into a phe-tRNA gene. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1998.-V. 95.-P. 5145-5149

392. Sujatha M.S., Balaji Petety V. Identification of common structural features of binding sites in galactose specific proteins // Proteins. - 2004. - V. 55, - N. 1. - P. 44-65.

393. Svenning M.M., Gudmundsson J., Fagerli I.L., Leinonen P. Competition for nodule occupancy between introduced strains of Rhizobium leguminosarum bv.trifolii and its influence on plant production. // Ann Bot. 2001. - V. 88. - P. 781— 787

394. Tan Z.Y., Kan F.L., Peng G.X., Wang E.T., Reinhold-Hurek B., Chen W.X. Rhizobium yanglingense sp. nov., isolated from arid and semi-arid regions in China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001b. - V. 51. - P. 909-14.

395. Terskikh A., Fradkov A., Ermakova G., Zaraisky A., Tan P., Kajava A. V., Zhao X., Lukyanov S., Matz M., Kim S., Weissman I., Siebert P. «Fluorescent timer»: protein that changes color with time. // Science. 2000. - V. 290. - P. 1585—1588.

396. Timmers A.C., Soupene E., Auriac M.C., de Billy F., Vasse J., Boistard P., Truchet G. Saprophytic intracellular rhizobia in alfalfa nodules. // Mol Plant-Microbe Interact. 2000. - V. 13. - P. 1204-121

397. Thomas C.M., Nielsen K.M. Mechanisms of, and Barriers to, Horizontal Gene Transfer between Bacteria //Nature Rev. Microbiol. 2005. - V. 3. - P. 711-721.

398. Terskikh A., Fradkov A., Ermakova G., Zaraisky A., Tan P., Kajava A.V., Zhao X., Lukyanov S., Matz M., Kim S., Weissman I., Siebert P. «Fluorescent timer»: protein that changes color with time. // Science. 2000. - V. 290. - P. 1585—1588.

399. Teyssier C., Marchandin H., Jumas-Bilak E. The genome of alphaproteobacteria: complexity, reduction, diversity and fluidity. // Can. J. Microbiol. 2004. - V. 50. - P. 383-396

400. Treangen T. J., Rocha E. P. C. Horizontal Transjer, Not Duplication, Drives the Expansion of Protein Families in Prokaryotes // PLoS Genetics. 2011. -journal.pgen. 1001284.

401. Trujillo M.E., Willems A., Abril A., Planchuelo A.M., Rivas R., Ludena D., Mateos P.F., Martinez-Molina E., Velazquez E. Nodulation of Lupinus albus by strains of Ochrobactrum lupine sp. nov. //Appl. Environ. Microbiol. 2005. - V. 71.-P. 1318-1327

402. Tsien R. Y. The green fluorescent protein. // Annu. Rev. Biochem. 1998. -V. 67. - P. 509—544.

403. Toledo I., Lloret L., Martinez-Romero E. Sinorhizobium americanus sp. nov., a new Sinorhizobium species nodulating native Acacia spp. in Mexico // Syst. Appl. Microbiol. 2003. - V. 26. - P. 54-64.

404. Tombolini R., Unge A., Davey M.E., de Bruijn F.J., Jansson J.K. Flow cytometric and microscopic analysis of GFP-tagged Pseudomonas fluorescens bacteria // FEMS Microbiol. Ecol. 1997. - V. 22. - P. 17-28.

405. Validation List no. 107. List of new names and new combinations previously effectively, but not validly, published // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2006. -V.56. -P. 1-6.

406. Van Damme E.J.M., Barre A., Rouge P., Peumans W.J. Cytoplasmic/nuclear plant lectins: a new story. // Trends Plant Sei. 2004. - V. 9. - P. 484^89

407. Van Damme E.J.M., Nausicaa L., Peumans W.J. Plant Lectins. / Eds Kader J.C., Delseny M. Advances in botanical research, 2008. - V. 48. Elsevier Ltd, San Diego, - P. 107-209

408. Vandamme P., Goris J., Chen W.M., de Vos P., Willems A. Burkholderia tuberum sp. nov. and Burkholderia phymatum sp. nov., nodulate the roots of tropical legumes. // Syst Appl Microbiol. 2002. - V. 25. - P. 507-512

409. Vandamme P., Coenye T. Taxonomy of the genus Cupriavidus: a tale of lost and found. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. - V. 54. - P. 2285-2289

410. Velazquez E., Cruz-Sanchez J.M., Mateos P.F., Martinez-Molina E. Analysis of stable lowmolecular weight RNA profiles of members of the family Rhizobiaceae. // Appl. Environ. Microbiol. 1998. - V. 64. - P. 1555-1559

411. Verkhusha V. V., Akovbian N. A., Efremenko E. N., Varfolomeyev S. D., Vrzhershch P. V. Kinetic analysis of maturation and denaturation of DsRed, a coral-derived red fluorescent protein. // Biochemistry. 2001a. - V. 66. - P. 1342—1351.

412. Verkhusha V. V., Otsuna H., Awasaki T., Oda H., Tsukita S., Ito K. An enhanced mutant of red fluorescent protein DsRed fore double labeling and developmental timer of neural fiber bundle formation // J. Biol. Chem. 2001b. -V. 276.-P. 29621-29624.

413. Vilaine F., Casse-Delbart F. Independent induction of transformed roots by the TL and TR regions of the Ri plasmid of agropine type Agrobacterium rhizogenes II Mol. Gen. Genet. 1987. - V. 206. - P. 17-23.

414. Vincent, J. M. A Manual for the Practical Study of Root Nodule Bacteria / Oxford: Blackwell Scientific. 1970. 164 p.

415. Viprey V., Rosenthal A., Broughton W.K., Perret X. Genetic snapshots of the Rhizobium species NGR234 genome // Genome Biol. 2000. - V. 1. - P. 1-17

416. Vlassak K.M., Vanderleyden J. Factors influencing nodule occupancy by inoculant rhizobia. // Crit Rev Plant Sci. 1997. - V. 16. - P. 163-229

417. Vulic M.,Dionisio F., Tazddei F., Radman M. Molecular keys to speciation: DNA polymorphismand control of exchange to enterobacteria // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. - V. 94. - P. 9763-9769.

418. Wang E.T., Rogel M.A., Garcia-de los Santos A., Martinez-Romero J., Cevallos M.A., Martinez-Romero E. Rhizobium etli bv. mimosae, a novel biovar isolated from Mimosa affmis.-// Int.-J. Syst, Bacteriol. 1-999^—V.-49,—P. -147-9- -1491

419. Wang F.Q., Wang E.T., Liu J., Chen Q., Sui X.H., Chen W.F., Chen W.X. Mesorhizobium albiziae sp. nov., a novel bacterium that nodulates Albizia kalkora in a subtropical region of China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. - V. 57. - P. 1192-1199.

420. Ward W.W., Prentice H.J., Poth A.F., Cody C.W., Reeves S.C. Spectral perturbations of the Aequorea green-fluorescent protein // Photochem. Photobiol. -1982a. V.35. - P.803—808.

421. Ward W.W., Bokman S.H. Reversible denaturation of Aequorea Green-fluorescent protein: physical separation and characterization of the renatured protein // Biochemistry. 1982b. - V.21. - P. 4535—4540.

422. White J., Prell J., James E.K., Poole P. Nutrient sharing between symbionts. // Plant Physiol. 2007. - V. 144. - P. 604-614

423. Webster G., Jain V., Davey M.R., Gouch C., Vasse J., Denarie J., Cocking E.C. The flavonoid naringenin stimulates the intracellular colonization of wheat roots by Azorhizobium caulinodans II Plant Cell Environ. 1998. - V. 21. - P. 373-383.

424. Wei G. H., Zhang Z. X., Chen C., et al. Phenotypic and genetic diversity of rhizobia isolated from nodules of the legume genera Astragalus, Lespedeza and Hedysarum in northwestern China // Microbiological research. 2008. - V.163, -N. 6,-P. 651-662.

425. Werdien D., Peiler G., Ryffel G. U. FLP and Cre recombinase function in Xenopus embryos. // Nucl. Acids Res. 2001. - V. 29. -E53.

426. Wielbo J., Mazur A., Krol J., Marczak M., Kutkowska J., Skorupska A. Complexity of phenotypes and symbiotic behaviour of Rhizobium leguminosarum biovar trifolii exopolysaccharide mutants. // Arch Microbiol. 2004a. - V. 182. -P. 331-336

427. Wielbo J., Mazur A., Krol J., Marczak M., Skorupska A. Environmental modulation of the pssTNOP gene expression in Rhizobium leguminosarum bv. trifolii. // Can J Microbiol. 2004b. - V. 50. - P. 201-211

428. Wielbo J., Marek-Kozaczuk M., Kubik-Komar A., Skorupska A. Increased metabolic potential of Rhizobium spp. is associated with bacterial competitiveness. // Can J Microbiol. 2007. - V. 53. - P. 957-967

429. Wielbo J., Golus J., Marek-Kozaczuk M., Skorupska A. Symbiosis stage-associated alterations in quorum sensing autoinducer molecules biosynthesis in Sinorhizobium meliloti. // Plant Soil. 2009. - V. 1-2. - P. 399-410

430. Wielbo-J., Marek-Kozaczuk M., Mazur A.T Kubik-Komar A.T Skorupska-A. Genetic and metabolic divergence within a Rhizobium leguminosarum bv. trifolii population recovered from clover nodules. // Appl. Environ. Microbiol. 2010. -V. 76,-N. 14.-P. 4593-4600

431. Willems A., Collins M.D. Phylogenetic analysis of rhizobia and agrobacteria based on 16S rRNA gene sequences. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1993. - V. 43. - P. 305-313

432. Willems A., Coopman R., Gillis M. Comparison of sequence analysis of 16S-23 S rDNA spacer regions, AFLP analysis and DNA-DNA hibridization in Bradyrhizobium. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. -2001. V. 51. - P. 623- 632

433. Willems A. The taxonomy of rhizobia: an overview // Plant Soil. 2006. - V. 287.-P. 3-14.

434. Wijffelman C.A., Pees E., Brussel A.A.N. Hooykaas P.J.J. Repression of Small bacteriocin excretion in Rhizobium leguminosarum and Rhizobium trifolii by transmissible plasmids//Мої. Gen. Genet. 1983. -V. 192.-P. 171-176

435. Woese C.R., Stackebrandt E., Weisburg W.G., Paster B.J., Madigan M.T., Fowler V.J., Hahn C.M., Blanz P., Gupta R., Nealson K.H., Fox G.E. The phylogeny of purple bacteria: the alpha subdivision. // Syst Appl Microbiol. -1984.-V. 5.-P. 315-326

436. Wong P. Interactions between Rhizobia and Lentil, Pea, Broad, Bean, and Jackbean. // Plant Physiol. 1980. - V. 65. - P. 1049-1052.

437. WozniakR.A.,-Waldor-M.K. Integrative-and-conjugative elements: mosaic mobile genetic elements enabling dynamic lateral gene flow // Nat Rev Microbiol. 2010. - V. 8. - N. 8. - P. 552-63

438. Xia B., Kawar Z.S., Ju T., Alvarez R.A., Sachdev G.P., Cummings R.D. Versatile Xuorescent derivatization of glycans for glycomic analysis. // Nat Methods. 2005. - V. 2. - P. 845-850

439. Xu L.M., Ge C., Cui Z., Li J., Fan H. Bradyrhizobium liaoningense sp nov, isolated from the root nodules of soybeans // Int. J. Syst. Bact. 1995. - V. 45. - P. 706-707.

440. Xu L., Shi J.F., Zhao P., Chen W.M., Qin W., Tang M., Wei G. H. Rhizobium sphaerophysae sp. nov., a novel species isolated from root nodules of Sphaerophysa salsula in China // Antonie van Leeuwenhoek. 2011. - V. 99. - P. 845-854

441. Yagi K. Chemical determination of flavins // In: Methods of Biochemical Analysis. (Glick, D., Ed.) Interscience Publishers, London, UK.- 1962. -V. 10. -P. 319-356.

442. Yamamoto K., Konami Y., Kusui K. Purification and characterization of a carbohydrate-binding peptide from Bauhinia purpurea lectin // FEBS Letters. -1991.-V. 281.-P. 258-262.

443. Yamamoto K., Konami Y., Osawa T. Alteration of the carbohydrate-binding specificity of the Bauhinia purpurea lectin trough the preparation of a chimeric lectin // J. Biochem. 1992a. - V. 111. - P. 87-90.

444. Yamamoto K., Konami Y., Osawa T. Carbohydrate-binding peptides from several anti-H(O) lectins // J. Biochem. 1992b. - V. 111. - P. 436^139.

445. Yamamoto M., Yoshizaki K., Kishimoto T., Ito H. IL-6 is required for the development of-Th-1 cell-mediated murine colitis // J. Immunol. -=-2000. =■ V—164. -P. 4878^1882.

446. Yan X.R., Chen W.F., Fu J.F., Lu Y.L., Xue C.Y., Sui X.H., Li Y., Wang E.T., Chen W.X. Mesorhizobium spp. are the main microsymbionts of Caragana spp. grown in Liaoning Province of China. // FEMS Microbiol Lett. 2007. - V. 271.-P. 265-273

447. Yanagi M., Yamasato K. Phylogenetic analysis of the family Rhizobiaceae and related bacteria by sequencing of 16S rRNA gene using PCR and DNA sequencer. // FEMS Microbiol Lett. 1993. - V. 107. - P. 115-120

448. Yang S.F., Hoffman N.E. Ethylene biosynthesis and its regulation in higher plants. // Annu. Rev. Plant Physiol. 1984. - V. 35. - P. 155-189.

449. Yanni Y.G., Rizk R.Y., Abd El-Fattah F.K., Squartini A., Corich V. et al. The beneficial plant growth-promoting association of Rhizobium leguminosarum bv. trifolii with rice roots. // Aust. J. Plant Physiol. 2001. - V. 28. - P. 845-870.

450. Yao Z.Y., Kan F.L., Wang E.T., Wei G.H., Chen W.X. Characterization of rhizobia that nodulate legume species of the genus Lespedeza and description of

451. Bradyrhizobium yuanmingense sp. nov. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2002. - V. 52. - P. 2219-30.

452. Yoon J.H., Kang S.J., Yi H.S., Oh T.K., Ryu C.M. Rhizobium soli sp. nov., isolated from soil // Int. J. System. Evol. Microbiol. 2010. - V. 60. - P. 13871393

453. Young N.M., Oomen R.P. Analysis of sequence variation among legume lectins: a ring of hypervariable residues forms the perimeter of the carbohydrate-binding site // J. Mol. Biol. 1992. - V. 228. - P. 924-934.

454. Young J.P., Crossman L.C., Johnston A.W., et al. The genome of Rhizobium leguminosarum has recognizable core and accessory components. // Genome Biol. 2006.-V. 7. -R34

455. Young JM. Sinorhizobium versus Ensifer: may a taxonomy subcommittee of the ICSP contradict the Judicial Commission? // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. -2010. V. 60.-P. 1711-1713

456. Zacharias D.A., Baird G.S., Tsien R.Y. Recent advances in technology for measuring and manipulating cell signals. // Curr. Opin. Neurobiol. 2000. - V. 10. -P. 416—421.

457. Zahir Z.A., Arshad M., Frankenberger W.T. Jr. Plant growth promoting rhizobacteria: applications and perspectives in agriculture // Adv. Agron. 2004. -V.81.-P. 97-168.

458. Zahran H. H. Rhizobia from wild legumes: diversity, taxonomy, ecology, nitrogen fixation and biotechnology // Journ. Biotechnol. 2001. - V. 91. - P. 143153 " ----- . . . . .

459. Zakhia F., de Lajudie P. Modern bacterial taxonomy: techniques review application to bacteria that nodulate leguminous plants (BNL) // Can. J. Microbiol. 2006. - V. 52.-P. 169-181

460. Zehr J.P., Jenkins B.D., Short S.M., Steward G.F. Nitrogenase gene diversity and microbial community structure: a cross-system comparison. // Environ Microbiol. 2003. - V. 5. - P. 539-554

461. Zeigler D.R. Gene sequences useful for predicting relatedness of whole genomes in bacteria. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2003. - V. 53. - P. 18931900

462. Zhang X., Sun L., Ma X., Sui X. H., Jiang R. Rhizobium pseudoryzae sp. nov., isolated from the rhizosphere of rice // Int. J. System. Evol. Microbiol. -201 la.-V. 61.-P. 2425-2429

463. Zhang R.J., Hou B.C., Wang E.T., Li Y., Jr, Zhang X.X., Chen W.X. Rhizobium tubonense sp. nov., isolated from root nodules of Oxytropis glabra //1.ternational Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2011b. - V. 61.-P. 512-7.

464. Zhang J.J., Liu T.Y., Chen W.F., Wang E.T., Sui X.H., Zhang X.X., Li Y., Li Y., Chen W.X. Mesorhizobium muleiense sp. nov., nodulating with Cicer arietinum L. in Xinjiang, China // Int. J. Syst-Evol. Microbiol, -2012. V. 6. Epub ahead of print.

465. Zhao C.T., Wang E.T., Zhang Y.M., Chen W.F., Sui X.H., Chen W.X., Liu H.C., Zhang X.X. Mesorhizobium silamurunense sp. nov., a novel species nodulated with Astragalus species in China // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2011.- V. 4. Epub ahead of print.

466. Zhaxybayeva O., Lapierre P., Gogarten J. P. Genome mosaicism and organismallineages // Trends Genet. 2004. - V. 20, N 5. - P. 254-260.

467. Zhou PF, Chen WM, Wei GH. Mesorhizobium robiniae sp. nov., isolated from root nodules of Robinia pseudoacacia // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2010.- V. 60.-P. 2552-2556.

468. Zurdo-Pineiro J.L., Rivas R., Trujillo M.E., Vizcaino N., Carrasco J.A., Chamber M., Palomares A., Mateos P.F., Martinez-Molina E., Velazquez E.

469. Ochrobactrum cytisi sp. nov., isolated from nodules of Cytisus scoparius in Spain. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2007. - V. 57. - P. 784-788

470. Zurkowski W., Lorkiewicz Z. Plasmid-mediated control of nodulation in Rhizobium trifolii. // Arch Microbiol. 1979. - V. 123. - P. 195-201