Хромосомы домашней курицы и японского перепела (Phasianidae, Galliformes): сравнительный молекулярно-цитогенетический анализ высокого разрешения тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.03.04, кандидат биологических наук Злотина, Анна Михайловна

• Злотина, Анна Михайловна
• кандидат биологических наук
• 2013

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Злотина, Анна Михайловна

ОГЛАВЛЕНИЕ

Введение

1. Обзор литературы

1.1. Класс Птицы (Aves). Краткие сведения о классификации, происхождении и эволюции

1.2. Особенности кариотипов птиц

1.2.1. Число хромосом в кариотипах

1.2.2. Структура кариотипов

1.2.3. Консервативность кариотипов

1.2.4. Происхождение микрохромосом

1.3. Исследование кариотипа и генома курицы - основа

для сравнительной цитогенетики и геномики птиц

1.3.1. Генетические карты

1.3.2. Кариотип и физические карты

1.3.3. Организация генома курицы 30 1.3.3.1. Центромерные районы хромосом курицы

1.3.4. Методы, используемые в сравнительной геномике птиц

1.4. Хромосомные перестройки, сопутствовавшие эволюции

кариотипов представителей отряда Курообразные (Galliformes)

1.4.1. Кариотипы домашней курицы {Gallus g. domesticas) и

японского перепела (Coturnix с. japónica)

1.5. Анализ кариотипов птиц с использованием гигантских хромосом из растущих ооцитов

1.5.1. Организация хромосом на стадии ламповых щеток птиц

1.5.2. Высокоразрешающее цитогенетическое картирование с использованием преимуществ хромосом-ламповых щеток

2. Материалы и методы

2.1. Объекты и материал исследования

2.2. Приготовление препаратов хромосом-ламповых щеток

2.3. Скрининг баз данных, содержащих информацию о

расшифрованных последовательностях генома курицы

2.4. Иммунофлуоресцентное окрашивание

2.5. Подготовка ДНК-зондов, используемых для флуоресцентной гибридизации in situ

2.5.1. Выделение ДНК ВАС-клонов

2.5.2. Мечение ДНК ВАС-клонов и цельнохромосомных зондов

2.5.3. Подготовка зондов к центромерным последовательностям курицы

2.5.4. Оценка эффективности мечения ДНК зондов

2.6. Флуоресцентная гибридизация in situ (FISH)

2.6.1. FISH на хромосомах-ламповых щетках курицы

2.6.2. Гетерологичная FISH на хромосомах-ламповых щетках

японского перепела

2.6.3. Повторная FISH на хромосомах-ламповых щетках

Г

2.7. Двумерная флуоресцентная и фазово-контрастная микроскопия и обработка изображений

3. Результаты

3.1. Высокоразрешающее картирование центромерных последовательностей курицы на хромосомах-ламповых щетках

3.1.1. Локализация хромосомо-специфичных центромерных сателлитных повторов на хромосомах-ламповых щетках курицы

3.1.2. Детальный цитогенетический анализ района 0-23 млн.п.н. хромосомы 3 курицы: локализация центромеры и двух нецентромерных кластеров повтора CNM относительно молекулярных маркеров

3.1.3. Локализация нетандемно повторяющихся центромерных последовательностей на хромосомах-ламповых щетках 5 и 27 курицы

3.1.4. Поиск последовательностей ДНК, гомологичных центромерным последовательностям домашней курицы,

в кариотипе японского перепела

3.2. Сравнительный молекулярно-цитогенетический анализ хромосом домашней курицы и японского перепела с использованием ламповых щеток

3.2.1. Внутрихромосомные перестройки, различающие ортологичные макрохромосомы курицы и японского перепела

3.2.1.1. Хромосома 1

3.2.1.2. Хромосома 2

3.2.1.3. Хромосома 3

3.2.1.4. Хромосома 5

3.2.2. Сравнительный молекулярно-цитогенетический анализ микрохромосом курицы и их ортологов в кариотипе японского перепела

3.2.2.1. Хромосома 11

3.2.2.2. Хромосомы 12 и 13

3.2.2.3. Хромосома 14

3.2.2.4. Хромосома 15

4. Обсуждение

4.1. Высокоразрешающий цитогенетический анализ центромерных районов хромосом-ламповых щеток домашней курицы и японского перепела

4.2. Природа различий в морфологии хромосом домашней курицы и японского перепела: формирование центромер de novo или перицентрические инверсии?

4.3. Свойства последовательностей, локализующихся на границах инверсий, различающих хромосомы курицы и японского перепела

4.4. Высокоразрешающий цитогенетический анализ хромосом и коррекция баз данных по расшифрованным последовательностям генома курицы с использованием ламповых щеток

Выводы

Список литературы

і

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

AT - антитела

дАТФ, дГТФ, дЦТФ, дТТФ - дезоксиаденозин-, дезоксигуанозин-, дезоксицитозин-дезокситимидинтрифосфат

ЛЩ - хромосомы типа ламповых щеток

млн. п.н. - миллион пар нуклеотидов

ПЦР - полимеразная цепная реакция

тыс.п.н. - тысяча пар нуклеотидов

ЭНЦ - эволюционно новая центромера

AFLP (amplified fragment length polymorphism) - полиморфизм длины амплифицированных фрагментов

ВАС (bacterial artificial chromosome) - бактериальная искусственная хромосома

ССО (Coturnix coturnix japonica) - японский перепел (при обозначении хромосом)

CGH (comparative genome hybridization) - сравнительная геномная гибридизация

ChIP (chromatin immunoprecipitation) - иммунопреципитация хроматина

CM A (chromomycin A3) - хромомицин A3

CNM - chicken erythrocyte nuclear membrane associated repeat

CNV (copy number variation) - вариация числа копий сегментов ДНК

CR1 - chicken repeat

DABCO (l,4-diazabicyclo[2.2.2]octane) - 1,4- диазобицикло[2.2.2]октан) DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) - 4'-6-диамидин-2-фенилиндол DOP-PCR - degenerate oligonucleotide primed polymerase chain reaction FISH (fluorescence in situ hybridization) - флуоресцентная гибридизация in situ GGA (Gallus gallus domesticus) - домашняя курица (при обозначении хромосом) HSA (Homo sapiens) - человек разумный (при обозначении хромосом) ICGSC - International Chicken Genome Sequencing Consortium LINE - (long interspersed nuclear element) - длинный интерсперсный элемент LTR - (long terminal repeat) - длинные концевые повторы PBS (phosphate buffered saline) - фосфатный буферный раствор QTL (quantitative trait loci)- локусы количественных признаков

SINE (short interspersed nuclear element) - короткий интерсперсный элемент SNP (single nucleotide polymorphism) - однонуклеотидный полиморфизм SSC (saline-sodium citrate) - стандартный натрий-цитратный буфер TBL (telomeric bow-like loop) - теломерные петли-бантики TGL (terminal giant loop) - терминальная гигантская петля

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Хромосомы домашней курицы и японского перепела (Phasianidae, Galliformes): сравнительный молекулярно-цитогенетический анализ высокого разрешения»

ВВЕДЕНИЕ

Организация и эволюция кариотипов принадлежат к широко исследуемым проблемам современной биологии, при этом хромосомные перестройки и их потенциальная роль в процессе видообразования и в генезисе генетически-обусловленных заболеваний вызывают особый интерес. К основным структурным внутрихромосомным перестройкам, сопровождавшим эволюцию кариотипов, можно отнести инверсии (парацентрические и перицентрические, при этом последние захватывают район центромеры), делеции и дупликации. Наиболее распространенными примерами межхромосомных эволюционных аберраций могут служить транслокации, центрические слияния хромосом (так называемые робертсоновские транслокации), а также центрические разделения (Коряков, Жимулев, 2009).

Среди позвоночных к настоящему моменту в наибольшей степени изучены кариотипы млекопитающих (например: Graphodatsky et al., 2002; 2011; Murphy et al., 2005; Ferguson-Smith, Trifonov, 2007; Perelman et al., 2012; Romanenko et al., 2012; Trifonov et al., 2012). Так, на основании целого комплекса методических подходов классической цитогенетики, а также современных методов сравнительной молекулярной цитогенетики и геномики был сконструирован предполагаемый анцестральный (предковый) кариотип млекопитающих (Graphodatsky, 2007; Kemkemer et al., 2009; Graphodatsky et al., 2011; Ruiz-Herrera et al., 2012), построены подробные схемы филогенетических взаимоотношений их основных таксономических групп (Graphodatsky, 2007; Hallstrom, Janke, 2010; Graphodatsky et al., 2011; Trifonov et al., 2012), выявлены некоторые свойства нуклеотидных последовательностей из хромосомных точек разрывов/слияний (Slamovits, Rossi, 2002; Ruiz-Herrera et al., 2006; Kehrer-Sawatzki, Cooper, 2008; Adega et al., 2009; Kemkemer et al., 2009), сформулированы возможные механизмы формирования эволюционных перестроек (Pevzner, Tesler 2003; Kemkemer et al., 2009; Kehrer-Sawatzki, Cooper, 2008; Adega et al., 2009), сопровождавших дивергенцию кариотипов млекопитающих. Тем не менее, исследование кариотипов других животных, в частности, кариотипов представителей класса Птицы, необходимо для расширения представлений о закономерностях эволюции

хромосом и о механизмах формирования хромосомных перестроек у позвоночных. За последнее десятилетие был сделан значительный прогресс в области сравнительной геномики птиц, вследствие чего были выявлены интересные тенденции в эволюции их кариотипов (Burt et al., 1999; Burt, 2002; Griffin et al., 2007; Ellegren, 2010; Völker et al., 2010; Skinner, Griffin, 2012).

Представители класса Птицы характеризуются сложно устроенными кариотипами. Так, их типичный диплоидный набор представлен высоким числом хромосом, несколько пар из которых - относительно крупные макрохромосомы, а остальное множество - крошечные морфологически похожие друг на друга микрохромосомы (Tegelström, Ryttman, 1981; Родионов, 1996; 1997; Burt, 2002; Masabanda et al., 2004; Griffin et al., 2007). С помощью различных методических подходов была показана удивительно высокая консервативность синтенных блоков, а также эволюционная стабильность кариотипов птиц в целом (Shibusawa et al., 2001; Guttenbach et al., 2003; Derjusheva et al., 2004; Kayang et al., 2006; Griffin et al., 2007; Backström et al., 2008; Nanda et al., 2008; 2011). Главным образом, такая консервативность обусловлена малым числом межхромосомных перестроек, сопутствовавших дивергенции кариотипов птиц, что связывают с относительно низким содержанием повторяющихся последовательностей в их геномах (Burt et al., 1999; Burt, 2002; ICGSC, 2004; Wicker et al., 2005). Тем не менее, частота внутрихромосомных изменений, по всей видимости, является недооцененной (Shibusawa et al., 2001; 2004 a,b; Völker et al., 2010; Skinner, Griffin, 2012).

Кариотипы представителей отряда Курообразные (Galliformes) (куры, перепела, индейки, павлины, куропатки, фазаны) - одни из наиболее подробно изученных кариотипов птиц; в первую очередь такой интерес объясняется важностью этих видов с экономической точки зрения. Кроме того, некоторые представители отряда, такие как домашняя курица (Gallus gallus domesticus) и японский перепел (Coturnix coturnix japonica) широко используются в качестве модельных объектов исследований в области биологии развития, генетики, нейробиологии, эндокринологии, иммунологии и в биомедицине (например: De Groef et al., 2008; Huss et al., 2008; Datar, Bhonde, 2011).

Данные, полученные в ходе выполнения международного проекта по секвенпрованию генома курицы (ICGSC, 2004), а также детальное описание кариотипа этого вида (Masabanda et al., 2004) являются базой для сравнительных молекулярно-цитогенетических исследований кариотипов птиц, в том числе представителей Курообразных. Так, стало возможным «переносить» данные о хорошо охарактеризованных геноме и кариотипе курицы на менее изученные кариотипы других видов птиц. Получение цельнохромосомных зондов (англ. chromosome paints) для хромосом курицы (Griffin et al., 1999; Guillier-Gencik et al., 1999; Masabanda et al., 2004), ВАС (bacterial artificial chromosome) - библиотек клонированных последовательностей генома курицы (Zoorob et al., 1996; Crooijmans et al., 2000; Lee et al., 2003) и использование их в качестве молекулярных зондов для флуоресцентной гибридизации in situ (FISH) позволяет проводить более детальный, по сравнению со стандартными методами цитогенетики, анализ хромосом птиц.

Ряд внутрихромосомных перестроек, крупных инверсий, отличающих ортологичные хромосомы у представителей отряда Galliformes, был охарактеризован с помощью картирования молекулярных маркеров на митотических метафазных хромосомах (Shibusawa et al., 2001; 2002; 2004 a,b; Kasai et al., 2003; Griffin et al., 2008). Однако использование таких хромосом не дает удовлетворительного разрешения при сравнительном картировании, и поэтому точно определить границы инверсий и охарактеризовать последовательности из точек разрывов/слияний оказывается невозможным.

К внутрихромосомным перестройкам, сопутствующим эволюции кариотипов при дивергенции видов, также можно отнести недавно описанное в литературе явление «перемещения центромеры» (англ. centromere repositioning) (Montefalcone et al., 1999). При этом в ходе эволюции центромера возникает в новом локусе хромосомы без какого-либо изменения порядка генов на ней. Считается, что перемещение центромеры могло представлять потенциально мощную эволюционную силу для репродуктивной изоляции и видообразования (Amor et al., 2004; Marshall et al., 2008). Наиболее подробно этот феномен исследован на примере кариотипов приматов (например: Montefalcone et al, 1999; Ventura et al.,

2007, Stanyon et al., 2008), но также был выявлен у других млекопитающих (O'Neill et al., 2004; Murphy et al., 2005; Carbone et al., 2006; Kobayashi et al., 2008; Piras et al., 2010; Rocchi et al., 2012; Trifonov et al., 2010; 2012) и растений (Nagaki et al., 2004; Han et al., 2009). У птиц, в частности у представителей отряда Курообразные, сходный случай формирования центромеры de novo был описан при сравнении хромосомы 4 в кариотипах курицы и красноногой куропатки (Alectoris rufa) (Kasai et al., 2003) из семейства Фазановых, а также ортологичной хромосомы японского перепела (Galkina et al., 2006). Являются ли эти случаи единичными, или же феномен «перемещения центромеры» был характерным для эволюции кариотипов птиц остается не известным. Ответ на этот вопрос можно получить, проводя детальное сравнительное картирование последовательностей ДНК из околоцентромерных районов на хромосомах разных видов птиц. Кроме того, сравнительный анализ последовательностей, входящих в состав самих центромер хромосом близкородственных видов птиц, позволил бы расширить представления о механизмах формирования и эволюции центромер.

На протяжении долгих лет лишь немногие центромерные последовательности курицы были известны (Matzke et al., 1990; Solovei et al., 1998; Wang et al., 2002; Krasikova et al., 2006; Li, Leung, 2006). Однако недавно удалось расшифровать и охарактеризовать CENP-A-связывающие центромерные последовательности большинства хромосом курицы, в результате чего были выявлены различия в организации её центромер на разных хромосомах (Shang et al., 2010). В отличие от большинства центромер, содержащих блоки сателлитных повторов, центромеры хромосом 5, 27 и Z курицы представлены уникальными последовательностями, обогащенными ретротранспозонами, и, таким образом, внроятно, являются эволюционно новыми, недавно сформировавшимися центромерами (Shang et al., 2010). Присутствуют ли последовательности, гомологичные центромерным последовательностям хромосом курицы, в геноме других видов птиц и, если да, то выполняют ли они там функцию центромерных последовательностей, остается не исследованным.

Два эволюционно близких вида, домашняя курица и японский перепел, как и большинство представителей отряда Курообразные, обладают на первый взгляд очень сходными кариотипами. Оба кариотипа содержат одинаковое число

хромосом (2п=78). Кроме того, результаты сравнительного цитогенетического картирования (Shibusawa et al., 2001; Schmid et al., 2005; Galkina et al., 2006; Kayang et al., 2006), хромосомного пэйнтинга (Schmid et al., 2000; Guttenbach et al., 2003), a также генетического картирования (Kayang et al., 2006; Sasazaki et al., 2006) свидетельствуют о высокой степени консервативности хромосом курицы и японского перепела. Тем не менее, морфология (в частности, положение центромер) большинства ортологичных хромосом в двух кариотипах заметно отличается. Так, практические все микрохромосомы домашней курицы акроцентричны, в то время как микрохромосомы японского перепела преимущественно субметацентрики (Kaelbling, Fechheimer, 1983; Calderón, Pigozzi, 2006; Krasikova et al., 2006; 2009). Показано, что короткие плечи микрохромосом японского перепела сформированы вариабельными по размеру блоками гетерохроматина (Krasikova et al., 2009). Выявить другие эволюционные события, которые могли сопровождать дивергенцию микрохромосомной части двух кариотипов, возможно лишь с помощью детального цитогенетического анализа микрохромосом, в частности, методом сравнительного картирования молекулярных маркеров с высоким цитогенетическим разрешением.

Различия в положении центромеры характеризуют также некоторые ортологичные макрохромосомы курицы и перепела. Так, сравнительный анализ рисунка дифференциальной исчерченности метафазных хромосом у двух видов позволил обнаружить несовпадение ряда сегментов ортологичных макрохромосом 1, 2, 4, 6 и Z, что было объяснено наличием перицентрических инверсий (Ryttman, Tegelstróm, 1981; Sasaki, 1981; Stock, Bunch, 1982). Позже, часть из этих предполагаемых инверсий была подтверждена с помощью картирования клонированных последовательностей курицы на метафазных хромосомах обоих видов (Shibusawa et al., 2001; Schmid et al., 2005; Kayang et al., 2006). Тем не менее, имея в виду небольшой физический размер митотических хромосом птиц, для сравнительного картирования близкорасположенных последовательностей ДНК оказывается важным использовать удлиненные хромосомы, в частности, хромосомы стадии ламповых щеток (ЛЩ).

Ламповые щетки представляют собой сильно деконденсированные танскрипционно-активные хромосомы диплотенной стадии профазы мейоза I, имеющие характерную хромомерно-петлевую организацию (обзоры: Callan, 1986; Morgan, 2002; Gaginskaya et al., 2009). На стадии ламповых щеток гомологичные хромосомы входят в состав бивалентов и объединены между собой в районах хиазм. Хромосомы-ШЦ птиц в 20-30 раз превышают по размеру соответствующие метафазные хромосомы, кроме того, они обогащены цитологическими маркерами (Кропотова, Гагинская, 1984; Челышева и др., 1990; Solovei et al., 1992; Родионов, 2001; Gaginskaya et al., 2009). Благодаря своим исключительным свойствам хромосомы-ЛЩ птиц оказываются удобным инструментом для физического картирования уникальных последовательностей ДНК, клонированных в бактериальных искусственных хромосомах (ВАС-клоны) (Galkina et al., 2006; Krasikova et al., 2006; Solinhac et al., 2010), и повторяющихся последовательностей (Solovei et al., 1994; 1996; 1998; Saifitdinova et al., 2003; Krasikova et al., 2006; Deryusheva et al., 2007; Ogawa et al., 1997), с высоким уровнем разрешения.

Целью настоящей работы было исследование природы различий в морфологии (в частности, в положении центромер) ортологичных хромосом домашней курицы и японского перепела для выявления закономерностей кариотипических изменений в ходе эволюции птиц отряда Курообразные.

В качестве основного подхода для высокоразрешающего сравнительного анализа кариотипов домашней курицы и японского перепела использовали физическое картирование центромерных последовательностей и ВАС-клонов, содержащих протяженные фрагменты геномной ДНК курицы, методом FISH на гигантских хромосомах типа ламповых щеток обоих видов.

В соответствии с поставленной целью были сформулированы следующие конкретные задачи:

1. Локализовать центромер-специфичные последовательности макрохромосом 1, 2, 3, 5 и микрохромосом 11, 27 курицы на хромосомах типа ламповых щеток этого вида. Провести поиск последовательностей, гомологичных центромерным последовательностям этих хромосом курицы, на хромосомах японского перепела.

2. Провести поиск внутрихромосомных перестроек, различающих ортологичные макрохромосомы 1, 2, 3 домашней курицы и японского перепела. Для выявленных перестроек картировать с высоким уровнем разрешения точки разрывов/слияний.

3. Провести поиск внутрихромосомных перестроек, характеризующих наиболее крупные микрохромосомы домашней курицы (хромосомы 11 - 15) и их ортологи в кариотипе японского перепела. С высоким уровнем разрешения определить границы выявленных перестроек.

4. Охарактеризовать последовательности ДНК из районов разрывов/слияний на хромосомах, затронутых перестройками.

5. Провести сравнительный молекулярно-цито генетический анализ околоцентромерных районов макрохромосом 1, 2, 3 и микрохромосом 11-15 курицы и ортологичных хромосом японского перепела. Проанализировать, чем обусловлены различия в положении центромер на ортологичных хромосомах у двух видов.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Класс Птицы (Aves). Краткие сведения о классификации, происхождении

и эволюции

Представители класса Птицы характеризуются рядом особенностей. Так, птицы являются единственным существующим в настоящее время филогенетическим классом, обладающим перьями. Кроме того, за исключением видов, вторично утерявших способность летать, большинство видов птиц способно к полету, что является крайней редкостью для других позвоночных. Современная таксономия птиц насчитывает свыше 9000 ныне существующих видов, относящихся к группе Ornithurae (веерохвостые птицы), рассматриваемой некоторыми учеными как подкласс (Sibley et al., 1988). В этом случае, на основании различий в строении черепа, принято выделять два надотряда: Paleognathae, или Древненёбные, и Neognathae, Новонёбные птицы.

К современным Древненебным птицам относят представителей отряда Страусообразные (Struthioniformes), таких как страусы, эму, казуары, нанду, киви, и отряда Скрытохвостые (Tinamiformes), к которым принадлежат несколько родов тинаму (Sibley et al., 1988). Архаичная группа Новонебных птиц представлена отрядами Курообразные (Galliformes) и Гусеобразные (Anseriformes), многие представители которых были с древних времен одомашнены человеком и имеют сейчас большую сельскохозяйственную ценность. Отряд Курообразных насчитывает порядка 250 ныне существующих видов, и, согласно одной из современных классификаций, к нему относят семейства сорных кур (Megapodiidae), древесных кур, или гокко (Cracidae), зубчатоклювых куропаток (Odontophoridae), цесарковых (Numididae), а также семейство фазановых (Phasianidae), включающее такие виды, как домашняя курица {Gallus gallus domesticus), японский перепел {Coturnix coturnix japónica), индейка (Meleagris gallopavó), обыкновенный павлин (Pavo cristatus), обыкновенный фазан {Phasianus colchicus) и др. (Sibley, Ahlquist, 1990; Crowe et al., 2006). Группы высших Новонебных (Neoaves) включают всех остальных птиц, принадлежащих к множеству отрядов и населяющих самые различные ареалы.

Анализ ископаемых материалов, а также молекулярно-

филогенетических данных позволил предположить, что дивергенция предков птиц и млекопитающих произошла 310 - 350 млн. лет назад (Kumar, Hedges, 1998, Burt at al., 1999; цит. по Griffin, 2007; Ellegren, 2010). Реконструкция филогенетических отношений между птицами и разными группами рептилий свидетельствует о том, что эволюционные ветви, давшие птиц и группу чешуйчатых рептилий, разошлись около 275 млн. лет назад; предки черепах и птиц, вероятно, дивергировали 210-230 млн. лет назад, тогда как предки птиц и крокодилов разошлись около 210-220 млн.лет назад (Muller, Reisz, 2005; Shedlock, Edwards, 2009). Распространенной считается точка зрения, что птицы эволюционировали от тераподных динозавров в середине мезозойской эры (Ostrum, 1975; Sereno, 1999).

Несмотря на обширные сравнительные исследования, проводимые в настоящее время, эволюционные отношения между основными группами птиц

остаются спорными, что связывают с быстрой радиацией большинства

i

современных птиц (Livezey, Zusi, 2007; Hackett et al., 2008). Только два основных эволюционных события (дивергенции) поддерживаются одновременно как морфологическими, так и молекулярными филогенетическими исследованиями. Первая дивергенция, произошедшая приблизительно 100-120 млн. лет назад, привела к отделению группы Palaeognathae от остальных птиц (рисунок 1; van Tuinen, Hedges, 2001; Родионов, 1997; 2001). Второе ключевое событие около 100 млн. лет назад привело к разделению группы Neognathae и дало начало группе Galloanserae, включающей представителей современных отрядов Galliformes и Anseriformes, и группе Neoaves (van Tuinen et al., 2000; van Tuinen, Hedges, 2001; Fain, Houde, 2004). Далее происходила дивергенция группы Neoaves, в частности,

Palaeognathae (ratites)

120-100 MYA

Neognathae Galloanserae Neoaves

Galliformes Anseriformes 20 orders

100-80 MYA

Рисунок 1. Основные этапы эволюции птиц (Ellegren, 2010)

ее разделение на высших наземных и высших водных птиц (Sibley, Ahlquist, 1990; Родионов, 1997; 2001).

1.2. Особенности кариотипов птиц 1.2.1. Число хромосом в кариотипах

Кариотипы птиц архаичной группы Paleognathae, а так же кариотипы примитивных Neognathae (отряды Курообразные и Гусеобразные) - в среднем насчитывают 78-82 хромосом. Для высших Neognathae это число варьирует в несколько большей степени, однако модальный класс сохраняется (Родионов, 1997; 2001). Наиболее полный подсчет числа хромосом у птиц произвел Кристидис определивший число хромосом у 723 видов птиц и давший их частичное описание (Christidis, 1990; цит. по Griffin et al., 2007). Среди рассмотренных видов птиц приблизительно у 63% видов 2п = 74-86, а у 24% - 2п=66-74. К птицам, у которых число хромосом в кариотипе значительно меньше обычного, относятся представители семейства Psittacidae (попугаи, где 2n=60-72), Laridae (крачки и чайки, 2п=66-70), а также представители отряда Pelecaniformes (пеликаны, где, за малым исключением, 2n=66-70) (Christidis, 1990; цит. по Griffin et al., 2007). Некоторые представители отряда Falconiformes (Соколообразные) обладают исключительными кариотипами с относительно малым числом сильно перестроенных хромосом (2n=50-72) (Christidis, 1990; Родионов, 1997; Burt, 2002; Bed'Home et al., 2003; Nanda et al., 2006; Griffin et al., 2007). К обладателям кариотипов с наименьшим числом хромосом относятся авдотка (Burhinus oedicnemus (2п=42)), а также некоторые представители семейства Птиц-носорогов (Ceratogyman bucinator (2n=40), Ceratogymna subcilindrica (2n=42)) (Christidis, 1990; Nie et al., 2009). Напротив, представитель отряда Курообразные гокко (Сг ах mitu (2п>100)), а также удод (Upupa epops (2п=126)) и обычный зимородок (Alcedo atthis (2п=132)) из отряда Ракшеобразные являются редкими примерами птиц с удивительно большим числом хромосом в кариотипе (Christidis, 1990).

1.2.2. Структура кариотипов

Организация кариотипов птиц сложна и необычна. Так, подавляющее большинство кариотипов птиц содержит несколько пар более крупных, так называемых макрохромосом (в зависимости от принимаемой классификации - 6-10 пар, включая пару половых хромосом) и множество пар небольших по размеру морфологически почти неразличимых микрохромосом (рисунок 2; Tegelström, Ryttman, 1981; Kaelbling, Fechheimer, 1983; Fritschi, Stranzinger, 1985; Auer et al., 1987; Belterman, De Boer, 1990; Ponce de Leon et al., 1992; Schmid et al., 2005).

Рисунок 2. Кариотип японского перепела (Coturnix coturnix japónica). Метафазные хромосомы окрашены DAPI. Масштабная линейка 10 мкм.

Ранее предполагалось, что микрохромосомы представляют собой специальные гетерохроматиновые элементы, не содержащие центромер и генов (Newcomer, 1955; цит. по: Родионов, 1996; 2001). Позднее стало понятно, что микрохромосомы, как и остальные хромосомы, стабильно поддерживаются в ходе митотических и мейотических клеточных делений (Krishan, 1964) и содержат необходимые для этого структурно-функциональные элементы, а именно -центромеры (Rahn, Solari, 1986; Hale et al., 1988; цит. по Родионов, 1996; 2001). Совокупное содержание ДНК в макро- и микрохромосмах приблизительно составляет 800 и 400 млн.п.н, соответственно (Родионов, 1996; 2001; Smith, Burt, 1998). Длина макрохромосом птиц на стадии метафазы митоза составляет от 3 до 6 мкм, при этом средняя макрохромосома содержит около 130 млн.п.н., размер же микрохромосом на этой стадии не превышает 3 мкм, и в среднем микрохромосомы

содержат около 12 млн.п.н. (Родионов, 1996; 2001). По сравнению с макрохромосомами, микрохромосомы птиц обладают рядом особенностей. Так, некоторые микрохромосомы настолько малы, что не формируют спираль Онуки, вследствие чего степень их упаковки в несколько раз меньше, чем у макрохромосом (Курчанов, Родионов, 1983; Родионов, 1996; 2001). Окраска метафазных хромосом курицы нуклеотид-специфичными красителями показала, что в отличие от макрохромосом, где G (Q+) блоки перемежаются с R (тусклыми Q) блоками, микрохромосомы в основном содержат материал ГЦ - обогащенных R блоков (Родионов, 1984а,б; 2001). Кроме того, на микрохромосомах плотность генов в два-три раза выше, чем на макрохромосомах (Ponce de Leon, Burt, 1993; Родионов, 1997; Schmid et al., 2000; Smith et al., 2000b); микрохромосомы гиперацетилированы и преимущественно реплицируются в ранней S-фазе (что характерно для ген-обогащенных хромосомных районов) (McQueen et al., 1998). Частоты рекомбинации макро- и микрохрохромосом также значительно отличаются (Rahn, Solan, 1986; Родионов и др., 1992а,б; Pigozzi, 2001; Elferink et al., 2010). Анализ распределения хиазм у мейотических бивалентов свидетельствует о том, что для макрохромосом частота рекомбинации - одно событие кроссинговера на 30 млн.п.н., что примерно в два раза выше, чем у человека, тогда как для микрохромосом - одно событие кроссинговера на 12 млн.п.н., что в пять раз выше, чем у млекопитающих (Родионов и др., 1992а; Родионов, 2001). Кроме того, эти данные хорошо согласуются с результатами высокоразрешающего картирования SNP-маркеров в геноме курицы, также выявляющими заметные различия в частотах рекомбинации для макро- и микрохромосом. При таком подходе частота рекомбинации для макрохромосом составила ~ 2 сМ/млн.п.н. (то есть, ~ один обмен на 25 млн.п.н.), тогда как для микрохромосом - 3-14 сМ/млн.п.н. (один обмен на 3,5 - 17 млн.п.н.) (Elferink et al., 2010). Считается, что такая высокая рекомбинационная активность, а точнее наличие горячих точек рекомбинации, необходима для обеспечения правильного расхождения гомологичных микрохромосом во время мейоза (Родионов и др., 19926; Родионов, 2001).

Почему же макро- и микрохромосомы птиц настолько различаются по своим свойствам, притом, что, как предполагается, они произошли из общего пула

анцестральных (предковых) хромосом? (также см. ниже, раздел 1.2.4). Одним из объяснений этого феномена служит предположение о том, что микрохромосомы могли сформироваться из специфической фракции анцестрального генома, например, из теломерных и/или центромных районов хромосом (Graves, Shetty, 2000). Однако эта версия не получила широкого распространения, так как в кариотипах птиц именно микрохромосомы обогащены генами; более того, они содержат районы, ортологичные районам большинства хромосом человека (Burt, 2002). Альтернативно, сильным селективным фактором, ведущим к дивергенции особенностей макро- и микрохромосом могла служить необходимость повышенной рекомбинации у микрохромосом, способствующей их правильному поведению в ходе клеточных делений. Так, известно, что GC-обогащенность, а также обогащенность генами связаны с высокой частотой рекомбинации у позвоночных (Eyre-Walker, 1993; Meunier, Duret, 2004). В связи с этим, вполне вероятно, что отбор в сторону повышения частоты рекомбинации сопровождался увеличением плотности генов и содержания GC пар и, напротив, уменьшением длины интронов генов и повторяющихся элементов (Burt, 2002).

Гетерогаметность женского пола - ещё одна особенность кариотипов птиц. Так, в отличие от млекопитающих именно кариотипы самок содержат два типа половых хромосом - крупную и обогащенную генами хромосому Z и маленькую, представленную в основном повторяющимися последовательностями ДНК хромосому W. Самцы же имеют две копии хромосомы Z. Сходная система детерминации пола обнаруживается в разнообразных эволюционно далеких группах животных, в частности, у некоторых рептилий, амфибий, рыб, а также бабочек (обзоры: Graves, 2008; Livernois et al., 2012; O'Meally et al., 2012), что позволяет предположить, что гетерогаметность женского пола возникала в эволюции несколько раз независимо.

Стоит отметить, что кариотипы представителей Paleognathae по большей части содержат гомоморфные (то есть, очень сходные по морфологии), по сути, примитивные половые хромосомы, при этом высокая степень их гомологии подтверждена молекулярно-цитогенетическими методами (Ogawa et al., 1998; Shetty et al., 1999; Nishida-Umehara et al., 2007; Tsuda et al., 2007). Динамичный процесс дифференциации половых хромосом у птиц, по всей видимости,

происходил уже после события дивергенции группы древненёбных, в частности, путем подавления процессов рекомбинации у одной из аутосомных пар хромосом (обзоры: Griffin et al., 2007; Ellegren, 2010).

1.2.3. Консервативность кариотипов

Кариотипы птиц отличает высокая степень эволюционной консервативности (Родионов, 1997; Burt et al., 1999; Guttenbach et al., 2003; Derjusheva et al., 2004; Shibusawa et al., 2004; Griffin et al., 2007; Nanda et al., 2008; 2011; Ellegren, 2010). Так, с помощью различных сравнительных исследований было показано, что кариотипы птиц, особенно представителей Paleognathae и архаичных Neognathae, были затронуты лишь малым числом перестроек (в основном, слияниями/расщеплениями хромосом и/или инверсиями) (Tagaki, Sasaki, 1974; Родионов, 1997; Shibusawa et al., 2001; 2002; 2004; Guttenbach et al., 2003; Griffin et al., 2007, 2008; Skinner, 2009; Ellegren, 2010).

Считается, что кариотип домашней курицы сохранил многие хромосомные характеристики анцестрального кариотипа птиц. При этом хромосомы 1, 2, 3, 4q, 5, 6, 7, 8, 9, Ар и Z курицы представляют анцестральные для всех птиц хромосомы 110 + Z, соответственно (Griffin et al., 2007). Таким образом, исследуя разного рода перестройки, отличающие хромосомы курицы от хромосом других видов птиц, можно судить об эволюционных изменениях относительно анцестрального кариотипа птиц.

Когда же сформировался такой кариотип? Предполагается, что макрохромосомы могли возникнуть уже давно. Так, при сравнении макрохромосом черепах и птиц был выявлен консервативный рисунок G-исчерченности и высокая гомология групп сцепления; по-видимому, хромосомы 1-5 птиц и черепах, так же как длинное плечо хромосомы 6 (6q) черепахи и хромосома Z птиц, являются ортологами (Tagaki, Sasaki, 1974; Matsuda et al., 2005; Griffin et al., 2007). Учитывая время дивергенции предков птиц и черепах, можно сказать, что анцестральные хромосомы 1, 2, 3, 5 и Z птиц возникли, по крайней мере, 210-230 млн. лет назад. Недавно сравнительный молекулярно-цитогенетический анализ позволил выявить в кариотипах черепах, крокодилов, а также разных представителей чешуйчатых рептилий хромосомы, ортологичные половой хромосоме Z птиц (Pokorna et al.,

2011). При этом интересно подчеркнуть, что в отличие от кариотипов птиц, в большинстве кариотипов рептилий эта хромосома является аутосомой, то есть не несет функцию половой хромосомы. Современные цитогенетические данные также свидетельствуют о том, что кариотипы чешуйчатых рептилий содержат целые хромосомы или крупные хромосомные блоки, синтенные анцестральным формам некоторых аутосом птиц, в частности, аутосом 3, 5 и 7 (Pokorna et al., 2012). Удивительным оказался тот факт, что район GGA4cen-q26 хромосомы 4 курицы гомологичен хромосоме 4 человека (HSA4) (Chowdhary, Raudsepp, 2000). Таким образом, соответствие HSA4-GGA4g позволяет рассматривать этот фрагмент в качестве «кандидата» на одну из хромосом в кариотипе общего предка птиц и млекопитающих, при этом анцестральная хромосома 4 появилась как минимум 310 млн. лет назад.

Несмотря на высокую степень консервативности кариотипов птиц, в отдельных отрядах и семействах группы Neognathae (в большей степени у высших наземных птиц) имели место множественные хромосомные перестройки. Так, например, кариотип сипухи (Tyto alba) характеризуется отсутствием макрохромосом, за исключением половой хромосомы Z (Belterman, De Boer, 1984). Нетипичными для птиц кариотипами обладают представители семейства Ястребиных (Accipitridae) отряда Соколообразные (.Falconiformes) (De Boer, 1976; De Boer, Sinoo, 1984; Bed'Hom et al., 2003). Наличие лишь нескольких пар микрохромосом свидетельствует о множественных случаях слияний и транслокаций анцестральных микрохромосом, а большое количество двуплечих макрохромосом среднего и небольшого размера объясняется целой серией расщеплений и слияний, а также многими другими типами перестроек макрохромосом в ходе эволюции таких кариотипов (De Oliveira et al., 2005; Nanda et al., 2006). Ещё одним ярким примером динамичной эволюции хромосом являются кариотипы представителей отряда Попугаеобразные (Psittaciformes), эволюции которых также сопутствовали сложные и частые перестройки, затронувшие множество хромосом (Christidis et al., 1991; Nanda et al., 2007). Таким образом, видно, что консервативность кариотипов не была присуща всем птицам без исключения; существуют группы, в которых не наблюдается результат действия жесткого стабилизирующего отбора в пользу организации кариотипа,

типичного для большинства птиц. Механизмы, лежащие в основе такой быстрой эволюции хромосом в отдельных группах птиц, пока остаются мало исследованными (Е11е§геп, 2010).

1.2.4. Происхождение микрохромосом

Происхождение и эволюция микрохромосом птиц всё ещё остаются предметом дискуссий. Микрохромосомы присутствуют в кариотипах представителей всех отрядов птиц и согласно одной из гипотез имеют адаптивное значение (Belterman, De Boer, 1990). Однако, принимая во внимание то, что для некоторых групп птиц характерно относительно небольшое количество хромосом, адаптивная значимость микрохромосом как таковых мало вероятна (Burt, 2002).

Помимо всех представителей птиц, микрохромосомы также обнаруживаются в кариотипах низших хордовых (Robinson, Potter, 1981; Бирштейн, 1987), некоторых примитивных амфибий, в частности скрытожаберников и углозубов (Morescalchi et al., 1977b; 1979), некоторых рыб (Ohno et al., 1969; Stingo, Rocco, 1991), многих представителей рептилий (змеи, черепахи, ящерицы) (Stock, Mengden, 1975; обзор: Griffin et al., 2007). Предполагается, что некоторые микрохромосомы уже существовали в кариотипе общего предка, давшего начало птицам и другим наземным позвоночным, а к возникновению остальных микрохромосом у птиц привели процессы так называемой микрохромосомизации (увеличения числа микрохромосом в кариотипе путем расщепления больших по размеру хромосом) (Takagi, Sasaki, 1974; Родионов, 1996; 1997; Burt, 2002).

Каким же образом мог проходить процесс микрохромосомизации при формировании кариотипов птиц? Тут важно отметить, что анцестральные геномы птиц сохраняли небольшой размер или даже могли уменьшаться в размере в ходе эволюции (Tiersch, Wachtel, 1991; Burt, 2002; www.genomesize.com). Напротив, предковые геномы других позвоночных, а именно амфибий, рептилий и млекопитающих, увеличились в размере, по всей видимости, ввиду распространения и амплификации мобильных элементов. Принимая во внимание, что именно повторяющиеся последовательности представляют собой субстрат для неаллельной гомологичной рекомбинации, и, таким образом, могут лежать в основе формирования хромосомных перестроек (Stankiewicz, Lupski, 2002; Gu et

21

al., 2008), можно предположить, что обогащенные повторами геномы амфибий, рептилий и млекопитающих подвергались большому количеству сложных меж - и внутрихромосомных перестроек. В случае фиксации этих перестроек в ходе эволюции, могла происходить «перетасовка» генетического материала и, таким образом, выравнивание хромосом по размеру (Burt, 2002). Такая последовательность событий могла происходить при формировании кариотипов большинства современных млекопитающих, амфибий и рептилий, не содержащих микрохромосомы. Подтверждением данной теории может служить экстенсивная реарранжировка таких кариотипов, наблюдаемая по их различающейся морфологии, рисунку дифференциального окрашивания хромосом и по результатам сравнительного хромосомного пэйнтинга (Chowdhary et al., 1998; Burt et al., 1999; Ferguson-Smith, Trifonov, 2007; Graphodatsky et al., 2011). Именно такого рода быстрые хромосомные изменения могли бы объяснить отсутствие микрохромосом в кариотипах Crocodilia (King et al., 1986), филогенетически наиболее близкой к птицам группы рептилий. Обладая пониженным содержанием повторов, кариотипы птиц имели меньший потенциал к формированию множественных и сложных хромосомных перестроек и, как следствие, для эволюции их кариотипов были более характерны простые события расщепления хромосом (Burt, 2002). Если распределение таких расщеплений вдоль длины хромосом птиц было случайным, далее преимущественно формировались кариотипы с несколькими более крупными макрохромосомами и множеством меньших по размеру микрохромосом. Таким образом, вполне вероятно, что микрохромосомы скорее представляют собой «побочный продукт» эволюционных процессов, которые минимизировали содержание повторов в геноме и размер генома птиц (Burt, 2002).

1.3. Исследование кариотипа и генома курицы - основа для сравнительной

цитогенетики и геномики птиц

Домашняя курица {Gallus gallus domesticus, сем. Phasianidae, отр. Курообразные) - наиболее широко распространенный вид домашней птицы, характеризующийся высокой численностью и большим количеством выведенных пород. Процесс одомашнивания курицы, по всей видимости, проходил в Юго-

Восточной Азии и прилежащих областях 7500-10000 лет назад (Fitzpatrick, Ahmed, 2000), а Чарльз Дарвин первым предположил, что дикая банкивская курица (red jungle fowl) является ближайшим предком домашней курицы, что значительно позже подтвердилось с помощью анализа митохондриальной ДНК (цит. по ICGSC, 2004). Также есть свидетельства того, что и другие виды Gallus могли быть вовлечены в процесс одомашнивания (Nishibori et al., 2005). Помимо значимости данного организма с экономической точки зрения, курица активно используется в качестве модельного объекта для исследований в вирусологии, эмбриологии, иммунологии, генетике, биохимии, нейробиологии и биомедицине (например: De Groef et al., 2008; Huss et al., 2008; Datar, Bhonde, 2011).

Говоря о представителях класса Птицы, геном домашней курицы изучен в большей степени. Массив данных, полученных с помощью генетического, физического картирования, а также секвенирования генома курицы служит основой для сравнительных исследований организации геномов и кариотипов разных видов птиц и представителей других таксономических групп позвоночных (обзоры: Schmid et al., 2000; 2005; Griffin et al., 2007; Ellegren, 2010). Сравнительная цитогенетика и геномика позволяет «переносить» полученные данные о геномах подробно исследованных видов на другие, менее описанные геномы. Эти методы не требуют наличия информации о расшифрованных последовательностях геномов каких-либо других видов, кроме генома референсного вида. В следующих разделах более детально будет рассмотрен спектр возможностей исследования кариотипов птиц, предоставляемый такими сравнительными подходами.

1.3.1. Генетические карты

Первые исследования в области генетики курицы датируются началом XX века. Первая «классическая» генетическая карта курицы была сконструирована A.C. Серебровским и С.Г. Петровым в 1930 году (12 локусов, распределенных по 4-м группам сцепления), за шесть лет до карты Ф. Хатта (18 локусов в 5-ти группах сцепления) (Серебровский, Петров, 1930; цит. по Romanov et al., 2004; 2009). В последующие годы, когда курица начала активно использоваться в качестве модельного объекта в биологии, количество исследованных генов в

геноме курицы резко возросло. Вместе с этим увеличилась и плотность маркеров на генетических картах курицы (Bitgood, Somes, 1993). Кроме того, конструированию подробных генетических карт способствовало появление маркеров нового типа, таких как микросателлиты и AFLP (amplified fragment length polymorphism - полиморфизм длины амплифицированных фрагментов). К концу XX столетия была создана консенсусная генетическая карта, содержащая порядка 1800 маркеров, общей длиной 3800 сМ (Groenen et al., 2000). Разрешение генетической карты кардинально возросло с результатами генотипирования SNPs (single nucleotide polymorphisms - однонуклеотидные полиморфизмы), значительно увеличившими количество маркеров на современной карте (Groenen et al., 2009; Elferink et al., 2010). Принимая во внимание прогресс, достигнутый в крупномасштабном генотипировании SNP-маркеров, и новые возможности получать массивы данных о последовательностях генома с использованием технологий секвенирования нового поколения, вероятно, что SNP генотипирование станет приоритетным методом при конструировании генетических карт геномов других видов птиц (Ellegren, 2010).

Генетические карты представляют собой мощный инструмент для картирования локусов количественных признаков (QTL) и таким образом активно применяются в области селекции домашней птицы (Schmid et al., 2000; 2005; Romanov et al., 2004; 2009). Кроме того, такие карты оказываются удобным и информативным подходом для сравнительного анализа геномов птиц. Недавно, сравнительное картирование геномов птиц было усовершенствовано с разработкой консервативных маркеров из белок-кодирующих генов, более или менее равномерно распределенных в геноме. Такой подход подразумевает использование более 200 пар ПЦР-праймеров, которые локализуются в консервативных районах экзонов и фланкируют интроны, имеющие подходящую длину для успешной амплификации и последующего секвенирования (Backstrom et al., 2008а).

Сравнительный анализ генетических карт птиц позволяет выявлять консервативные группы сцепления и хромосомные перестройки, сопутствовавшие эволюции геномов. Так, при сравнительном исследовании генетических карт курицы и других видов птиц, относящихся к эволюционно далекому от

Курообразных отряду Воробьинообразные (Passeriformes), таких как зебровая амадина (Taeniopygia guttata), лазоревка (Cyanistes caeruleus), мухоловка-белошейка (Ficedula albicollis), кукша (.Perisoreus infaustus) были выявлены крупные синтенные блоки и малое количество межхромосомных перестроек, сопровождавших дивергенцию их геномов (Backstrom et al., 2008; Stapley et al., 2008; Hansson et al., 2009; Jaari et al., 2009). Тем не менее, обнаруживаемое количество внутрихромосомных перестроек значительно больше. Показано, что такие внутрихромосомные перестройки представлены в основном простыми инверсиями, но также и более сложными аберрациями, когда даже сложно определить тип и порядок изменений. В целом же, подобный подход позволил выявить высокую стабильность геномов этих птиц. Так, Бэкстром и соавторы оценили частоту хромосомных изменений, происходивших в ходе дивергенции геномов курицы и мухоловки-белошейки, как одно событие за 15 млн. лет (Backstrom et al., 2008), что значительно ниже частоты перестроек, показанной для некоторых групп млекопитающих (обзоры: Burt et al., 1999; Trifonov et al., 2008; Graphodatsky et al., 2011; Perelman et al., 2012; Romanenko et al., 2012). Кроме того, сравнение генетических карт курицы с детально разработанными генетическими картами представителей класса млекопитающих позволило заключить, что так давно разошедшиеся в эволюции ветви (давшие начало птицам и млекопитающим) сохраняют архаичные группы сцепления (Burt et al., 1999; Groenen et al., 2000; Waddington et al., 2000).

Тем не менее, несмотря на то, что сравнительный анализ генетических карт является адекватным подходом к исследованию степени консервативности геномов, разрешение такого подхода ограничивается плотностью точно упорядоченных маркеров. Так, для большинства видов птиц, для которых разработаны предварительные генетические карты, плотность маркеров всё ещё невелика, поэтому для выявления мелкомасштабных геномных перестроек оказываются полезными другие методы сравнительной цитогенетики и геномики.

1.3.2. Кариотип и физические карты

Цитологическое описание кариотипа курицы имеет длительную историю. Первые исследования были проведены Лоером (1906), Зонненбрадтом (1908),

Живаго (1924-1926 гг.), Соколовым и Трофимовым (1932), но точное число хромосом в кариотипе (2п=78) было установлено в конце 30-х - начале 40-х годов японскими исследователями Огума и Макино (1937-1938) и Ямашина (1944) (Коган, 1979).

Классическим подходом к исследованию кариотипа являются методы дифференциального окрашивания метафазных хромосом. Так, для хромосом курицы была получена дифференциальная исчерченность разного типа: G- и R-бэндинг (Wang, Shoffner, 1974; Carlenius et al., 1981; Ladjali-Mohammedi et al., 1999), С-бэндинг (Pollock, Fechheimer, 1980; Carlenius et al., 1981), Q-бэндинг (Родионов, 1984; Fritschi, Stranzinger, 1985; Auer et al., 1987), NOR-бэндинг (Sasaki, Nishida, 1981), репликационный бэндинг (Ponce de Leon et al., 1992). Сравнительный анализ дифференциально-исчерченных хромосом разных видов птиц показал существенную гомологию макрохромосом птиц, а также позволил выявить наличие некоторых хромосомных перестроек, сопровождавших эволюцию их кариотипов (Stock et al., 1974; Tagaki, Sasaki, 1974; Ryttman, Tegelstrom, 1981; Sasaki, 1981; Stock, Bunch, 1982; Belterman, De Boer, 1984; Sasaki et al., 1994). Однако стоит отметить, что такой подход к описанию кариотипов птиц имеет ограничения: ввиду крошечного размера, а также однородного нуклеотидного состава микрохромосом, адекватный анализ их дифференциальной исчерченности оказывается невозможным (Родионов, 1996; 2001; Schmid et al., 2000; 2005).

Идеограммы (схематичные изображения дифференциально окрашенных хромосом) кариотипа курицы могут служить основой для построения физических карт. С помощью метода гибридизации in situ (ISH), а с появлением флуоресцентно меченых зондов - с помощью флуоресцентной гибридизации in situ (FISH), на митотических хромосомах курицы были физически картированы различные последовательности (Ponce de Leon, Burt, 1993; Fillon et al., 1998; Schmid et al., 2000; 2005; Shibusawa et al., 2001, Griffin et al., 2008; Skinner et al., 2009). Такой анализ также позволяет проверять наличие физического сцепления последовательностей, относящихся согласно генетическому анализу к разным группам сцепления (например: Fillon et al., 1996). За последние пятнадцать лет было создано значительное количество геномных библиотек курицы, в частности,

ВАС (bacterial artificial с1ггото8оше)-библиотек (Zoorob et al., 1996; Crooijmans et al., 2000; Lee et al., 2003; http://bacpac.chori.org/chicken261.htm). ВАС-клоны могут быть скринированы на наличие генетических маркеров, таких как микросателлиты, положение которых в геноме курицы (на картах упорядоченных секвенированных последовательностей хромосом) известно. Для многих ВАС-клонов секвенируют концевые участки клонированных фрагментов, и эта информация содержится в базе данных GenBank (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/Genbank/).

К настоящему моменту, для большинства хромосом курицы получены цельнохромосомные зонды (фракции ДНК индивидуальных целых хромосом) (Griffin et al., 1999; Guillier-Gencik et al., 1999; Masabanda et al., 2004). Для получения таких зондов использовали два основных методических подхода: метод проточной цитометрии и метод микродиссекции хромосом. В первом случае хромосомы, окрашенные красителями Hoechst 33258 и хромомицин A3 (СМА), во множестве копий изолировали в микропробирку с водой с помощью хромосомного сортера (Griffin et al., 1999; Masabanda et al., 2004). Используя данный подход, были успешно отсортированы наиболее крупные хромосомы кариотипа. В случае второго подхода материал индивидуальных хромосом изолировали с помощью стеклянных игл, прикрепленных к микроманипулятору, после чего осуществляли амплификацию генетического материала единичной хромосомы (Griffin et al., 1999; Masabanda et al., 2004). В обоих случаях амплификацию и мечение полученного материала проводили с помощью ПЦР с вырожденными праймерами.

Детальный молекулярный анализ кариотипа курицы был проведен в работе Масабанды и соавторов (Masabanda et al., 2004). Каждая хромосома курицы была охарактеризована с помощью картирования клонированных последовательностей генома курицы (ВАС-клонов, космид) и хромосомного пэйнтинга (англ. chromosome painting, FISH с цельнохромосомными зондами). Кроме того, в данной работе была предложена новая классификация хромосом курицы. В течение многих лет при описании хромосом птиц всеми использовались понятия «макро- и микрохромосомы». Однако определение границы между макро- и микрохромосомами варьировало в литературе в связи с отсутствием их четкого разделения по размеру. Согласно классификации Масабанда и соавторов к группе

А относят хромосомы 1-10 и половые хромосомы. Хромосомы этой группы могут быть разделены методом проточной цитометрии. Интересно, что хромосома 10 относится к группе А, хотя чуть меньше по размеру, чем хромосомы 11 и 12, в связи с тем, что также может быть выделена как отдельная хромосома с помощью хромосомного сортера, тогда как хромосомы 11 и 12 сортируются вместе из-за одинакового размера и нуклеотидного состава (Schmid et al., 2005; Griffin et al., 2007). Группы В и С включают хромосомы 11-32, которые охарактеризованы с помощью молекулярных маркеров и «привязаны» к определенным группам сцепления. Две эти группы разделены ядрышкообразующей хромосомой, которой, несмотря на её относительно маленький размер, был приписан номер 16. К группе D были отнесены микрохромосомы 33-38, не соотнесенные с известными группами сцепления (Schmid et al., 2005; Griffin et al., 2007).

С появлением хромосомо-специфичных зондов для FISH, полученных для индивидуальных хромосом курицы, с помощью метода кросс-видовой (гетерологичной) гибридизации in situ стало возможным легко выявлять хромосомы - ортологи у разных видов птиц. Так, с помощью хромосомного пэйнтинга была установлена гомология между макрохромосомами 1-9 и Z курицы и их ортологами у более 40 видов птиц, принадлежащих разным отрядам (Schmid et al., 2000; Raudsepp et al., 2002; Shibusawa et al., 2002, 2004a, b, Guttenbach et al., 2003; Kasai et al., 2003; Derjusheva et al., 2004; De Oliveira et al., 2005; Nanda et al., 2006; 2007; 2011; Nishida-Umehara et al., 2007; Nishida et al., 2008). До недавнего времени подобный сравнительный анализ кариотипов птиц ограничивался только использованием цельнохромосомных зондов курицы. Осуществление же реципрокного хромосомного пэйнтинга у птиц было не возможно из-за отсутствия цельнохромосомных зондов к хромосомам других видов птиц. Недавно проф. Д. Гриффином и коллегами с помощью хромосомного сортинга были получены подобные зонды для макрохромосом 1-9 и Z индейки и проведен масштабный сравнительный анализ геномов курицы и индейки (Meleagris gallopavo) с помощью реципрокного хромосомного пэйнтинга на митотических хромосомах и хромосомах типа ламповых щеток этих двух видов (Griffin et al., 2008). Кроме того, был создан полный набор цельнохромосомных зондов для всех хромосом авдотки (Charadriiformes) - вида с одним из наименьших диплоидных наборов, описанных у

птиц (Nie et al., 2009). На основании результатов реципрокного хромосомного пэйнтинга хромосом курицы и авдотки, было показано, что такое значительное сокращение числа хромосом в кариотипе авдотки в первую очередь связано с многочисленными событиями слияний анцестральных микрохромосом. Цельнохромосомные зонды авдотки также успешно гибридизовали с хромосомами представителей 5 разных отрядов птиц (Charadriiformes, Psittaciformes, Columbiformes, Strigiformes, Gruiformes) (Hansmann et al., 2009). Результаты такого межвидового хромосомного пэйнтинга поддерживают гипотезу о том, что анцестральные для этих видов микрохромосомы претерпели масштабные слияния, сформировав средние по размеру хромосомы кариотипа авдотки, но сохранили свою микрохромосомную природу в кариотипах других представителей Neoaves. Реципрокный пэйнтинг хромосом курицы и белого канюка (Leucopternis albicollis) также позволил подтвердить множественные случаи слияния и расщепления хромосом в ходе эволюции кариотипов Ястребиных (Accipitridae, ортяд Falconiformes) (De Oliveira et al., 2010).

Несмотря на обилие новых данных в области сравнительной цитогенетики птиц, ставших доступными с разработкой цельнохромосомных зондов, стоит отметить, что метод сравнительного хромосомного пэйнтинга не может выявлять внутрихромосомные перестройки, (в частности, инверсии), поэтому для исследования последних обычно проводят сравнительное цитогенетическое картирование различных клонированных последовательностей геномной ДНК курицы, чаще всего картирование ВАС-клонов (Schibusawa et al., 2001; 2002; Galkina et al., 2006; Fillon et al., 2007; Griffin et al., 2008; Nanda et al., 2008; Skinner et al., 2009). Большинство подобных сравнительных исследований кариотипов птиц проводили с использованием зондов к хромосомам курицы. Так, гетерологичная FISH с 57 ВАС клонами, содержащими протяженные фрагменты генома курицы, на митотических хромосомах кряквы (Anas Platyrhynchos) позволила выявить высокую степень консервативности синтении в кариотипах Курообразных и Гусеобразных (Fillon et al., 2007). В то же время, кариотипы курицы и утки различаются как минимум одной межхромосомной и шестью внутрихромосомными перестройками (Fillon et al., 2007; Skinner et al., 2009). Стоит подчеркнуть, что такой методический подход также имеет свои ограничения:

эффективность гетерологичной гибридизации в значительной степени зависит от степени дивергенции последовательностей, и поэтому, оказывается недостаточной при сравнительном исследовании кариотипов эволюционно далеких видов. Клонированные последовательности ДНК курицы успешно гибридизуются с хромосомами представителей Курообразных (Shibusawa et al., 2001; 2002; Kasai et al., 2003; Schmid et al., 2005; Kayang et al., 2006; Griffin et al., 2008). Эффективность же гибридизации ВАС-клонов курицы с митотическими хромосомами пекинской утки составила лишь около 39% (Skinner et al., 2009), тогда как на хромосомах представителей Neoaves результаты межвидовой гибридизации куриных ВАС-клонов оказываются не надежными. В настоящее время помимо библиотек клонированных последовательностей ДНК курицы существуют доступные библиотеки ВАС-клонов, содержащих протяженные фрагменты геномной ДНК других птиц, в том числе индейки (ВАС-библиотеки TKNMI и CHORI-260, Zhang et al., 2011; http://bacpac.chori.org/turkey260.htm), калифорнийского кондора (Gymnogyps californianus) (ВАС-библиотека CHORI-262,

http://bacpac.chori.org/library.php?id=222; Romanov et al., 2006), зебровой амадины (http://www.genome.clemson.edu). Так, для успешного построения подробных сравнительных физических карт курицы и зебровой амадины были использованы ВАС-клоны обоих видов, содержащие ортологичные последовательности двух геномов (Volker et al., 2010).

Таким образом, стоит ещё раз подчеркнуть, что использование современных молекулярно-цитогенетических методов при сравнительном исследовании кариотипов птиц, в частности, эволюционно близких видов, дает хорошую возможность выявлять различные хромосомные перестройки, сопутствовавшие их дивергенции.

1.3.3. Организация генома курицы

Ключевым событием, давшим толчок к развитию исследований организации генома курицы, а также исследований в области сравнительной геномики птиц послужило успешное завершение международного проекта по секвенированию генома курицы (International chicken genome sequencing consortium, ICGSC, 2004). С

момента выпуска первой версии расшифрованных последовательностей генома были аннотированы ещё две версии (версия 2.1; Gallus_gallus-4.0, версия 3.1, http://www.ncbi.nlm.nih.gov/genome/lll); текущая версия выпущена 13 января 2012 года. Составление карт упорядоченных секвенированных последовательностей хромосом курицы основывалось на комплексном анализе результатов секвенирования генома методом «дробовика» (англ. short gun sequencing) с доступными результатами генетического и физического картирования. Такие карты представлены секвенированными фрагментами хромосом, собранными в протяженные суперконтиги.

Как упоминалось ранее, представители класса Птицы обладают небольшим геномом, размер которого приблизительно равен лишь одной трети размера среднего генома млекопитающих (www.genomesize.com). Такой небольшой размер геномов птиц обусловлен их необычным по сравнению с геномами других позвоночных составом. Анализ массива данных, полученных в результате проекта по расшифровке последовательностей генома курицы, позволил выявить ряд особенностей состава и организации её генома (ICGSC, 2004). Так, по сравнению с геномами млекопитающих геном курицы характеризуется относительно низким содержанием повторяющейся ДНК (порядка 15%). В частности, геном курицы содержит значительно меньше интерсперсных повторяющихся элементов, псевдогенов, сегментных дупликаций. Более 80% от всех интерсперсных элементов, содержащихся в геноме курицы, составляют копии CR1 (chicken repeat 1, ретротранспозон группы LINE (long interspersed nuclear element)). Практически все копии CRI в значительной степени усечены с 5' конца и потому, считаются функционально неактивными (ICGSC, 2004; Wicker et al., 2005; Lee et al., 2009). Кроме того, в отличие от геномов остальных позвоночных, в геноме курицы на протяжении уже как минимум 50 млн. лет отсутствуют активные копии коротких интерсперсных элементов (short interspersed nuclear element, SINE) (ICGSC, 2004).

Несмотря на значительный прогресс и усовершенствование сборок секвенированных последовательностей генома курицы, в связи с проблемами секвенирования повторяющейся ДНК, в частности, тандемно повторяющихся последовательностей, суперконтиги карт упорядоченных последовательностей

хромосом прерываются пропусками. Фрагменты ДНК, не «привязанные» к конкретным группам сцепления, присвоены так называемой виртуальной хромосоме (chromosome «Unknown», «ChrUn»). Оценить протяженность массивов тандемно повторяющихся последовательностей ДНК также оказывается невозможным, используя лишь результаты секвенирования. Тем не менее, именно тандемно повторяющиеся последовательности ДНК составляют такие функционально важные специализированные домены хромосом как теломеры и центромеры, и потому представляют особый интерес.

1.3.3.1. Центромерные районы хромосом курицы

Центромерой принято называть особый район хромосомы, необходимый для правильного поведения хромосом в ходе клеточных делений. Так, центромера является сайтом сборки кинетохора, обеспечивает точное прикрепление микротрубочек веретена деления к хромосоме, а также ответственна за когезию сестринских хроматид (обзоры: Choo, 2001; Marshall et al., 2008; Kalitsis, Choo, 2012). Несмотря на высокую эволюционную консервативность функции центромер, ДНК последовательности из центромерных районов, а также их протяженность сильно варьируют среди эукариот, и до сих пор остается не ясным, как центромерная ДНК определяет формирование кинетохора. Тем не менее, общая архитектура центромерных районов, а также состав центромерного хроматина сходны у разных организмов. К общим особенностям центромерной ДНК большинства организмов можно отнести наличие в её составе тандемно повторяющихся последовательностей ДНК (сателлитной ДНК) (Choo, 2001; Marshall et al., 2008; Kalitsis, Choo, 2012). Кроме того, для хроматина любой активной центромеры, включая клинические случаи формирования неоцентромер человека, не содержащих сателлитную ДНК (Marshall et al., 2008), характерно замещение корового гистона НЗ на его особый вариант - белок CENP-A (Palmer et al., 1987), который инициирует сборку центромеры и необходим для привлечения в этот район других центромерных и кинетохорных белков (Schueler, Sullivan, 2006). Прицентромерный гетерохроматин наиболее часто представлен протяженными массивами тандемно-повторяющихся последовательностей разной природы. Считается, что сборка и поддержание такого гетерохроматина

обеспечивается определенными модификациями коровых гистонов, привлечением специфических белков гетерохроматина (в частности, белка НР1), что может быть опосредовано участием некодирующей РНК и других компонентов системы РНК-интерференции (Volpe et al., 2002; Fukagawa et al., 2004).

Детальная организация первичных последовательностей ДНК в центромерных районах хромосом большинства организмов до сих пор остается не известной, что в первую очередь связано со сложностями клонирования, секвенирования и картирования крупных массивов тандемно повторяющейся ДНК. К наиболее хорошо изученным можно отнести центромерные районы хромосом млекопитающих, тогда как анализ центромер других представителей позвоночных, в частности птиц, необходим для лучшего понимания механизмов формирования, эволюции и функционирования центромеры.

До недавнего времени лишь некоторые последовательности из центромерных районов геномов птиц были описаны. Даже для представителей Курообразных, в частности, курицы и японского перепела, генетика которых изучена в большей степени, хорошо охарактеризованы преимущественно центромерные последовательности микрохромосом (Matzke et al., 1990; Tanaka et al., 2000; Krasikova et al., 2006; Deryusheva et al., 2007). Так, в геноме курицы был описан CNM повтор (Matzke et al., 1990), а в геноме японского перепела - Bgtll-повтор (Tanaka et al., 2000). Эти видоспецифичные тандемные повторы, маркирующие центромерные районы микрохромосом соответствующих кариотипов, представлены повторяющейся единицей длиной 41-п.н. и, по всей видимости, эволюционировали от общей анцестральной последовательности. В кариотипе курицы повтор CNM (chicken erythrocyte nuclear membrane associated repeat) также имеет центромерную локализацию на макрохромосомах 6, 9 и W, представлен в виде дополнительных нецентромерных кластеров в q-терминальных районах некоторых микрохромосом и в виде двух кластеров на q-плече макрохромосомы 3 курицы (Matzke et al., 1990; Krasikova et al., 2006). Из центромерных последовательностей макрохромосом курицы были известны только Xhol - повтор из центромерного района хромосомы W (Solovei et al., 1998; Krasikova et al., 2006), Hinfl - повтор хромосомы 4 (Li, Leung, 2006), а также

частично инверстированный тандемный повтор (PIR) из центромерного района хромосомы 8 (Wang et al., 2002; Krasikova et al., 2006).

Недавно с помощью методов иммунопреципитации хроматина (ChIP) и последующего секвенирования выделенных фрагментов были расшифрованы CENP-A-связывающие центромерные последовательности остальных хромосом курицы, в результате чего были выявлены уникальные особенности организации центромерных районов генома курицы, по сравнению с ранее исследованными центромерами других позвоночных (Shang et al., 2010). В частности, центромерная ДНК макроаутосом курицы (за исключением хромосом 5, 6 и 9), и микрохромосомы 11 оказалась представленной хромосом-специфичными гомогенными тандемными повторами общей протяженностью несколько сотен тыс. пар оснований. В то же время, центромеры макрохромосомы 5, микрохромосомы 27 и половой хромосомы Z содержат нетандемно повторяющиеся последовательности длинной всего ~ 30 тыс. пар оснований. Центромеры первой группы содержат сателлитные повторы с разной длинной повторяющейся единицы, содержащей фрагменты последовательности транспозона CR1. Центромеры второй группы не содержат сателлитных повторов, обогащены ретротранспозонами и, предполагается, могут представлять собой «незрелые центромеры», которые сформировались в эволюции относительно недавно (Shang et al., 2010).

Стоит ещё раз подчеркнуть, что помимо центромерных районов хромосом курицы, за небольшим исключением, остаются не исследованными центромерные районы хромосом других птиц, в том числе эволюционно близких видов Курообразных. Так, не известно содержатся ли в их геномах последовательности, гомологичные центромерным сателлитам курицы, или эти повторы видоспецифичны. Кроме того, для расширения представлений о механизмах формирования и «созревания» центромер в ходе эволюции кариотипов Курообразных, кажется важным провести поиск необычно организованных, не содержащих тандемно повторяющиеся последовательности, центромерных районов в кариотипах других видов. Доступность информации о первичных последовательностях центромерной ДНК хромосом курицы открывает возможности проводить подобные сравнительные исследования.

1.3.4. Методы, используемые в сравнительной геномике птиц

Наличие информации о расшифрованных последовательностях геномов позволяет проводить крупномасштабное сравнение целых геномов или их фрагментов у двух и более видов, не смотря на их таксономическое положение, что может быть использовано с целью идентификации всех хромосомных и геномных перестроек, которые сопровождали дивергенцию этих видов (Graphodatsky, 2007). Говоря о представителях класса Птицы, к настоящему моменту успешно завершены международные проекты по секвенированию генома домашней курицы (ICGSC, 2004; Schmid et al., 2000; 2005, подробнее см. раздел 1.3.3), зебровой амадины (Warren et al., 2010) и индейки (Dalloul et al., 2010); полученные данные опубликованы. Используя биоинформатические подходы тотального выравнивания расшифрованных последовательностей ортологичных хромосом этих видов, исследовательская группа под руководством проф. Д. Гриффина подтвердила наличие высокой степени консервативности синтении у птиц (Völker et al., 2010; Skinner, Griffm, 2012). Тем не менее, в данных исследованиях было обнаружено неожиданно большое число внутрихромосомных перестроек (в частности, инверсий и транслокаций), сопровождавших формирование современных кариотипов курицы, зебровой амадины и индейки. Так, в результате тотального сравнения геномов курицы и зебровой амадины удалось показать, что практически все хромосомы этих двух видов различаются наличием внутрихромосомных перестроек (Völker et al., 2010). Кроме того, данный метод позволяет сконструировать предполагаемый порядок сегментов генома общего предка курицы и индейки, а также предка, общего для целой группы Neoaves (Skinner, Griffin, 2012).

В последнее время получил распространение метод «электронного хромосомного пэйнтинга» (от англ. «Е - painting» - electronic chromosome painting). Метод основан исключительно на сравнении in silico порядка генов в геномах разных видов, тогда как протяженные контиги геномной ДНК в анализ не берутся. Данный подход позволяет упростить обычную процедуру выравнивания последовательностей целых геномов, успешно применяется для выявления консервативных синтенных блоков, хромосомных перестроек, сопутствующих

эволюции геномов позвоночных, а также для реконструкции анцестрального кариотипа (Kohn et al., 2006; Kemkemer et al., 2009). Исследований геномов птиц с использованием данного подхода к настоящему моменту не проводилось, однако курица успешно используется в качестве внешней группы в сравнительных исследованиях геномов млекопитающих. Так, сравнение генов-ортологов в геномах человека, мыши, крысы, собаки, коровы, опоссума и курицы (двух последних относили к отдельным кладам и, таким образом, использовали в качестве внешней группы), позволило сконструировать предположительный анцестральный кариотип плацентарных зверей (Kemkemer et al., 2009). Кроме того, методом in silico было показано наличие «ломких районов» хромосом, многократно участвующих в качестве точек разрывов при хромосомных перестройках в ходе эволюции кариотипов млекопитающих (Kemkemer et al., 2009).

Для сравнительного анализа геномов животных в последнее десятилетие также широко применяют метод сравнительной геномной гибридизации (CGH-comparative genomic hybridization). Исследуемый геном сравнивают с референсным геномом, при этом гибридизация может осуществляться либо с полным набором метафазных хромосом, либо с ДНК-микрочипами (CGH - array), содержащими ДНК-зонды различной длины и плотности нанесения (Pinkel et al., 1998; Shinawi, Cheung, 2008). Данный подход позволяет сразу увидеть целый спектр структурных вариаций (как крупномасштабных, так и крошечных), отличающих два генома. В частности, метод сравнительной геномной гибридизации позволяет выявить такие структурные перестройки как делеции, инсерции, дупликации, несбалансированные транслокации, а также активно изучаемые в последнее время CNV (copy number variants - вариации по числу копий фрагментов ДНК, размер которых превышает 1 тыс.п.н, относительно референсного генома) (Pinkel et al., 1998; Kallioniemi, 2008; Shinawi, Cheung, 2008). Предполагается, что CNV могут играть важную роль в генезисе ненаследственных генетических заболеваний, а также в эволюции геномов (Ferguson-Smith, Trifonov, 2007; Wain et al., 2009; Zhang et al., 2009). Тем не менее, не смотря на перечисленные преимущества использования, данный методический подход имеет существенное ограничение: сравнительная геномная гибридизация не позволяет выявлять сбалансированные структурные перестройки (такие как хромосомные инверсии и сбалансированные

транслокации), то есть те перестройки, при которых не происходит изменения копийности генетического материала.

К настоящему моменту выполнено несколько работ в области сравнительной геномики птиц с использованием ДНК-микрочипов, на которые нанесены последовательности генома курицы (Griffin et al., 2008; Skinner et al., 2009; Völker et al., 2010). Впервые, поиск CNV у птиц был проведен при сравнительном анализе геномов курицы и индейки (отряд Курообразные), в результате чего было выявлено 16 CNV. Геномы курицы и пекинской утки (представители более широкой группы Galloanserae), по всей видимости, различают 32 CNVs (Skinner et al., 2009). Такое же количество CNV было обнаружено при сравнении геномов эволюционно более далеких видов - курицы и зебровой амадины (Völker et al., 2010). Интересно, что некоторые из этих структурных перестроек оказываются общими для нескольких животных и относятся к так называемым «горячим точкам возникновения CNV» (англ. CNVs hotspot) (Griffin et al., 2008; Skinner et at al, 2009). В целом, приведенные данные свидетельствуют о том, что по сравнению с геномами млекопитающих (Kehrer-Sawatzki, Cooper, 2007; Chen et al., 2009; Fadista et al., 2010) геномы птиц содержат значительно меньшее количество CNVs (так же, как и хромосомных перестроек), что может быть связано с низким содержанием в геномах птиц интерсперсных повторов, сегментных дупликаций и псевдогенов, обычно представляющих субстрат для процесса неаллельной гомологичной рекомбинации (Burt et al., 1999; Burt, 2002; Griffin et al., 2008; Völker et al., 2010).

Таким образом, комплексное использование экспериментальных методов и методов компьютерного анализа геномов позволяет решать целый спектр задач при исследовании организации кариотипов птиц. В частности, детальный сравнительный анализ кариотипов разных видов птиц позволяет выявлять закономерности кариотипических изменений, сопровождавших их дивергенцию, а также приблизиться к пониманию механизмов, лежащих в основе реструктуризации их геномов.

Рассмотрим подробнее имеющиеся к настоящему моменту сведения об эволюционных перестройках, сопутствовавших формированию кариотипов представителей отряда Курообразные.

1.4. Хромосомные перестройки, сопутствовавшие эволюции кариотипов представителей отряда Курообразные (Galliformes)

С тех пор, как были получены хромосомо-специфичные зонды к индивидуальным хромосомам курицы, а также сконструированы карты упорядоченных секвенированных последовательностей ДНК хромосом этого вида, Курообразные стали объектом обширных сравнительных цитогенетических исследований. Как уже ранее упоминалось, после этапа дивергенции Древненёбных птиц, произошло ответвление группы Galloanserae (включает отряды Курообразных и Гусеобразных) от остальных Новонебных (Sibley et al., 1988; цит. по: Родионов, 1997; 2001). Если первому событию сопутствовало появление гетероморфных половых хромосом в кариотипах Новонебных птиц, то дивергенция Galloanserae, на первый взгляд, не сопровождалась значительными хромосомными перестройками (Schmid et al., 2000; 2005; Shibusawa et al., 2002; 2004a, b; Griffin et al., 2007; Skinner et al., 2009).

Вариация числа хромосом в кариотипах большинства Курообразных в пределах от 2п=78 до 2n=82 (Tagaki, Sasaki, 1974; De Boer, Belterman, 1981; Ryttman, Tegelstrom, 1981; Tegelstrom, Ryttman, 1981; Guttenbach et al., 2003; Shibusawa et al., 2004 a,b), в первую очередь, связана с перестройками хромосом 2 и 4 анцестрального кариотипа (рисунок 3). Например, субметацентрическая хромосома 2 (GGA2) курицы представлена двумя отдельными телоцентрическими хромосомами - [хромосомами 3 и 7] у глухаря Tetrao urogallus, [хромосомами 3 и 6] у нескольких видов фазанов, индейки (Meleagris gallopavo) и Калифорнийского перепела (Callipepla californica) (Shibusawa et al., 2004a, b; Griffin et al., 2007; 2008). Сравнение целой серии кариотипов представителей Galliformes позволяет предположить, что GGA2 - это анцестральная для данного отряда форма хромосомы 2, которая при расщеплении дала две телоцентрические хромосомы при формировании кариотипов некоторых Phasianidae и Калифорнийского перепела (сем. Odontophoridae) (Guttenbach et al., 2003 ; Shibusawa et al., 2004a, b; Griffin et al., 2008). Кроме того, при детальном исследовании кариотипа индейки показана центрическая природа такого расщепления (Griffin et al., 2008). Предковая хромосома 4 (гомологична длинному плечу хромосомы 4 курицы GGA4g) чаще

претерпевала слияния с меньшими по размеру хромосомами: так, в кариотипе цесарки Numidea meleagris произошло её слияние с анцестральной хромосомой 9 (Shibusawa et al., 2002; 2004а). Наиболее частым было слияние между анцестральной хромосомой 4 и анцестральной хромосомой 10 (Griffin et al., 2007), что можно наблюдать у курицы, куропаток, павлина, у двух видов перепелов -азиатского голубого Coturnix chinensis и японского (Shibusawa et al., 2004а, b). В этой связи интересно отметить, что, несмотря на такое слияние при формировании кариотипа курицы, анцестральная хромосома 10, выступающая в роли короткого плеча хромосомы 4 курицы, все еще сохраняет особенности меньшей по размеру хромосомы (в том числе частоту рекомбинации, плотность генов, распределение CpG островков), которой она когда-то была (ICGSC, 2004). В кариотипах фазанов, глухаря, индейки, калифорнийского перепела и равнинной чачалаки (Ortalis vetula) материал длинного плеча хромосомы 4 курицы (GGA4g) гибридизуется с их акроцентрической хромосомой 4 (Shibusawa et al., 2004а; Griffin et al., 2007). При этом если у чачалаки и калифорнийского перепела, по-видимому, сохраняется анцестральная форма хромосомы 4, то для фазанов, глухаря и индейки такой рисунок гибридизации объясняется вторичным расщеплением субметацентрической хромосомы 4.

Помимо перестроек хромосом 2 и 4 к настоящему моменту выявлено совсем немного межхромосомных перестроек, затронувших остальные хромосомы кариотипов Galliformes (рисунок 3; Shibusawa et al., 2004а; Griffin et al., 2007). Так, в кариотипе цесарки произошло слияние между анцестральными хромосомами 6 и 7 (Shibusawa et al., 2002), в кариотипе глухаря - слияние анцестральных хромосом 6 и 8 (Shibusawa et al., 2004а), тогда как при формировании кариотипа обыкновенного павлина (Pavo cristatus) произошло слияние анцестральных хромосом 8 и 9, а также слияние анцестральной хромосомы 7 и микрохромосомы (Shibusawa et al., 2004а).

Несмотря на чрезвычайно низкую частоту межхромосомных перестроек (число перестроек на миллион лет), сопровождавших эволюцию кариотипов представителей Galliformes, частота внутрихромосомных перестроек, по всей видимости, намного выше (Schmid et al., 2000; Shibusawa et al., 2002, 2004a,b; Zhang

et al., 2011). Например, показано, что, сохраняя эволюционную консервативность у птиц в целом (Shetty et al., 1999; Schmid et al., 2000; Nanda et al., 2008), половая хромосома Z наиболее часто подвергалась внутрихромосомным перестройкам в ходе эволюции кариотипов отряда Galliformes (Shibusawa et al., 2002; 2004a; Griffin et al., 2007, Nanda et al., 2008, Zhang et al., 2011, рисунок 3). Так, на основе данных, полученных при конструировании сравнительной физической карты геномов курицы и индейки, предполагается наличие крупной парацентрической инверсии (~19 Mb), вовлекающей материал длинного плеча хромосомы Z (Zhang et al., 2011). Кроме того, наличие крупного гетерохроматинового С-позитивного блока на длинном плече отличает хромосому Z представителей семества Phasianidae от остальных представителей отряда (Shibusawa et al., 2002; 2004а). У равнинной чачалаки и у малео (Macrocephalon maleo), представителей семейств Cracidae и Megapodiidae соответственно, хромосома Z является акроцентриком (анцестральная для Galliformes форма хромосомы Z). В кариотипе же курицы Z представляет собой метацентрическую хромосому, а у многих других представителей Galliformes она субметацентрик. Такие морфологические отличия могут быть объяснены наличием перицентрических инверсий (Shibusawa et al., 2002, 2004а; Griffin et al., 2007). Подтвердить или опровергнуть это предположение можно с помощью детального сравнительного физического картирования, которое на данный момент является затруднительным в связи с несовершенством сборки упорядоченных секвенированных последовательностей GGAZ и ограниченным количеством маркеров на ней (версия 3.1, www.ncbi.nlm.nih.gov/genome/111).

Совокупность имеющихся молекулярно-филогенетических данных и данных, полученных сравнительными цитогенетическими методами, позволяет сконструировать анцестральный кариотип Курообразных. На рисунке 3 представлены вышеописанные эволюционные события.

Ii

llllii.l

j 4+микро І I

инверсия Z |— I гетерохроматиновый | блок мэ2 ї

Алцсстрзльн^м кариотгл Gaüform«

Л-

расщепление хр4

цасщеплениех^

1 2 3 4 í 6 7 Я 9 Z Анцестральный кариотип Galliformos

rd

6+8І

перицен инвхр Z

Іинверсия 4|

| перицен инв 2~| перицен инвхр 1

Заключение диссертации по теме «Клеточная биология, цитология, гистология», Злотина, Анна Михайловна

выводы

1. Последовательности, гомологичные центромерным сателлитным повторам хромосом 1, 2, 3 и 11 курицы, отсутствуют в геноме японского перепела. Уникальные последовательности из центромерных районов хромосом 5 и 27 курицы присутствуют в геноме японского перепела и локализуются в центромерных районах соответствующих ортологичных хромосом.

2. Центромерные районы микрохромосомы 27 курицы и ортологичной микрохромосомы японского перепела организованы сходным образом и представлены уникальными последовательностями и кластерами тандемного повтора с длиной повторяющейся единицы 41 п.н.

3. В кариотипах домашней курицы и японского перепела отсутствует ранее предполагаемая инверсия перицентрического района хромосомы 1. Разница в положении центромеры на хромосоме 1 курицы и японского перепела обусловлена формированием центромеры de novo в ходе дивергенции двух кариотипов.

4. Ортологичные макрохромосомы 2 в кариотипе домашней курицы и японского перепела различают две инверсии, захватывающие центромерный район. Границы крупномасштабной инверсии располагаются в районах 38,5^7,9 млн.п.н. и 85,297,0 млн.п.н.

5. Хромосому 3 курицы и японского перепела различает инверсия, захватывающая терминальный район хромосомы. Границы инверсии располагаются в районах 0380 тыс.п.н и 5,4-5,8 млн.п.н. на хромосоме 3 курицы, при этом «нижняя точка разрыва» соответствует кластеру тандемного повтора CNM. Разница в положении центромер на хромосоме 3 курицы и перепела обусловлена формированием центромеры de novo в ходе дивергенции двух кариотипов.

6. Кластеры повтора CNM в точках разрывов/слияний инверсий, различающих хромосому 3 курицы и её ортологов в кариотипах японского перепела и индейки, являются горячими точками рекомбинации.

7. Разница в положении центромеры на микрохромосоме 11 курицы и ортологичной хромосоме японского перепела обусловлена наличием перицентрической инверсии, при этом точка разрыва/слияния располагается в центромерном районе.

8. Центромеры ортологичных микрохромосом 12, 13, 14, но не микрохромосомы 15, курицы и японского перепела находятся в разном генетическом окружении. Различия в положении центромер относительно молекулярных маркеров на хромосомах 12, 13 и 14 у двух видов могут быть обусловлены либо формированием центромер de novo, либо наличием крупных парацентрических инверсий.

Выражаю большую благодарность своему научному руководителю Елене Романовне Гагинской за предоставленную возможность проводить исследования в столь интересном научном направлении, за предоставление отличных условий для выполнения работы, за высокопрофессиональное консультирование и за оказанную моральную поддержку. Также выражаю искреннюю благодарность всем сотрудникам лаборатории структуры и функции хромосом, в особенности Алле Валерьевне Красиковой, Светлане Ефимовне Дерюшевой и Светлане Анатольевне Галкиной за проявленный интерес к данной работе, за помощь в освоении трудоемких современных матодов, за активное и плодотворное обсуждение полученных результатов. Также благодарю всех сотрудников кафедры цитологии и гистологии СПбГУ за поддержку, доброжелательность и внимание. Работа проводилась при технической поддержке ЦКП «Хромас» при Санкт-Петербургском Государственном Университете.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Злотина, Анна Михайловна, 2013 год

Список литературы

1. Бирштейн В.Я. Цитогенетические и молекулярные аспекты эволюции позвоночных // М.: Наука, 1987.С.284.

2. Гагинская Е.Р. Ядерные структуры в ооцитах половозрелых птиц // Цитология. 1972. Т. 14. С. 568-577.

3. Галкина С.А. Сравнительный анализ митотических хромосом и хромосом-ламповых щеток Gallus gallus domesticus с использованием методов дифференциального окрашивания и FISH // дисс...канд. биол. наук. Санкт-Петербург. 2002. 179 с.

4. Дакс A.A., Дерюшева С.Е., Красикова A.B., Злотина A.M., Гагинская Е.Р., Галкина С.А. Хромосомы ламповые щетки японского перепела Coturnix coturnix japónica: новая версия цитогенетических карт // Генетика. 2010. Т. 46. № 10. С. 1335-1338.

5. Дакс A.A., Красикова A.B., Галкина С.А., Гагинская Е.Р. Хромосомы-ламповые щетки как инструмент для цитогенетического анализа миди- и микрохромосом в кариотипе домашней курицы Gallus gallus domesticus // Сб. науч. трудов международной конференции «Хромосома 2009», Новосибирск. 2009. С. 126-127.

6. Захарова К.В., Галкина С.А., Лукина H.A., Родионов A.B. Кроссинговер в оогенезе курицы Gallus gallus domesticus: периодичность в распределении хиазм по длине хромосом. Генетика. 2006. Т. 42(6): 844-849.

7. Коган З.М. Признаки экстерьера и интерьера у кур (генетика и хозяйственное значение) // Новосибирск: Наука. 1979. 296 с.

8. Коряков Д.Е. , Жимулёв И.Ф. Хромосомы. Структура и функции // Новосибирск: изд-во СО РАН. 2009. 258 с.

9. Красикова А. В., Гагинская Е. Р. Организация центромерных районов хромосом на стадии ламповых щеток // Цитология. 2010. Т. 52. № 7. С. 515-533.

10. Красикова A.B. Центромерные районы хромосом и ассоциированные с ними структуры в ядрах растущих ооцитов птиц // дис... канд. биол. наук. Санкт-Петербург. 2007. 194 с.

11. Кропотова Е.В., Гагинская Е.Р. Хромосомы типа ламповых щеток из ооцитов японского перепела. Данные световой и электронной микроскопии // Цитология. 1984. Т. 26. С. 1008-1015.

12. Курчанов H.A., Родионов A.B. Спиральная структура хромосом Sus scrofa, Bos Taurus, Gallus domesticus // Бюл. Всесоюз. н.-и. ин-та разведения и генетики с.-х. животных. 1983. Вып. 67.С.14-18.

13. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии: Молекулярное клонирование // Пер. с англ. - М.: Мир. 1984.

14. Мякошина Ю.А., Родионов A.B. Мейотические хромосомы индейки Melagris gallopavo (Galliformes: Melagridae) на стадии хромосом-ламповых щеток // Генетика. 1994. Т. 30. С. 649-656.

15. Родионов A.B. Micro vs. Macro: сравнительный анализ молекулярной и функциональной организации микро- и макрохромосом птиц // Генетика. 1996. Т.32.№5.С. 597-608.

16. Родионов A.B. QFH-исчерченность и распределение ДНК в макрохромосомах курицы Gallus domesticus II Цитология. 19846. T. 26. №5. С. 537-542.

17. Родионов A.B. Сравнительный цитохимический анализ QFH-блоков хромосом домашней курицы // Цитологии. 1984а. Т. 26. N. 4. С. 376-381.

18. Родионов A.B. Цитогенетика доместицированных птиц: физические и генетические карты хромосом и проблема эволюции кариотипа: дис... докт. биол. наук. Санкт-Петербург. 2001. 499 с.

19. Родионов A.B. Эволюция хромосом и групп сцепления у птиц // Генетика. 1997. Т. 33, №6. С. 725-738.

20. Родионов A.B., Мякошина Ю.А., Челышева JI.A. и др. Хиазмы на хромосомах-ламповых щетках Gallus gallus domesticus: цитогенетическое исследование частоты рекомбинации и длины групп сцепления // Генетика. 1992а.Т.28.№4. С. 53-63.

21. Родионов A.B., Челышева Л.А., Соловей И.В., Мякошина Ю.А. Распределение хиазм по хромосомам-ламповым щеткам курицы Gallus gallus domesticus: горячие точки рекомбинации и их возможное значение для правильного расхождения гомологичных хромосом в первом мейотическом делении// Генетика. 1992б.Т.28.№7.С. 151 -160.

22. Родионов А.В., Чечик М.С. Хромосомы-ламповые щетки японского перепела Coturnix coturnix japónica: цитологические карты макрохромосом и частота кроссинговера в мейозе у самок // Генетика животных. 2002. Т. 38. С. 1246-1251.

23. Сайфитдинова А.Ф. Двумерная флуоресцентная микроскопия для анализа биологических образцов // СПб.: изд-во «Соло».2008.72 с.

24. Серебровский А.С., Петров С.Г. К составлению плана хромосом домашней курицы // Ж. Эксп. Биол. Т. 6. С. 157-180.

25. Смирнов В.Г. Цитогенетика. М. Высшая школа. 1991. 247с.

26. Трухина А. В., Смирнов А. Ф. Сравнительная локализация пяти функциональных генов и трех микросателлитов курицы на митотических хромосомах перепела методом двухцветной FISH-гибридизации // Цитология. 2010. Т. 52 (3). С. 248-253.

27. Хутинаева М.А., Кропотова Е.В., Гагинская Е.Р. Особенности морфофункциональной организации хромосом типа ламповых щеток из ооцитов сизого голубя // Цитология. 1989. Т.31. №10. С. 1185-1192.

28. Челышева Л. А., Соловей И. В., Родионов А. В., Яковлев А. Ф., Гагинская Е. Р. Хромосомы-ламповые щетки курицы. Цитологические карты макробивалентов // Цитология. 1990. Т. 32. С. 303-317.

29. Adega F., Guedes-Pinto Н., Chaves R. Satellite DNA in the karyotype evolution of domestic animals - clinical considerations // Cytogenet Genome Res 2009. V.126.P.12-20

30. Altschul S.F., Gish W., Miller W., Myers E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool // J Mol Biol. 1990. V. 215(3). P. 403-410.

31. Amor D. J., Bentley K., Ryan J., Perry J., Wong L., Slater H., Choo К. H. A. Human centromere repositioning "in progress" // PNAS. 2004. V. 101. P. 6542-6547.

32. Amor D.J., Choo K.H. Neocentromeres: role in human disease, evolution, and centromere study 11 Am J Hum Gene.t 2002. V. 71. P.695-714.

33. Armengol L., Pujana M.A., Cheung J., Scherer S.W., Estivill X. Enrichment of segmental duplications in regions of breaks of synteny between the human and mouse genomes suggest their involvement in evolutionary rearrangements // Hum Mol Genet. 2003. V. 12(17). P. 2201-2208.

34. Auer H., Mayr B., Lambrou M., Schleger W. An extended chicken karyotype, including the NOR chromosome // Cytogenet Cell Genet. 1987. V. 45. P. 218-221.

35. Backstrom N., Fagerberg S., Ellegren H. Genomics of natural bird populations: a gene-based set of reference markers evenly spread across the avian genome // Mol Ecol. 2008a. V.17.P. 964-980.

36. Backstrom N., Karaiskou N., Leder E.H, Gustafsson L., Primmer C. R., Qvarnstro"m A., Ellegren H. A Gene-Based Genetic Linkage Map of the Collared Flycatcher (Ficedula albicollis) Reveals Extensive Synteny and Gene-Order Conservation During 100 Million Years of Avian Evolution // Genetics. 2008. V. 179. P. 1479-1495.

37. Bailey J.A., Baertsch R., Kent W.J., Haussler D., Eichler E.E. Hotspots of mammalian chromosomal evolution // Genome Biol. 2004. V. 5(4). R23-29.

38. Bed'Hom B., Coullin P., Guillier-Gencik Z., Moulin S., Bernheim A., Volobouev V. Characterization of the atypical karyotype of the black-winged kite Elanus caeruleus (Falconiformes: Accipitridae) by means of classical and molecular cytogenetic techniques 11 Chromosome Res. 2003. V. 11. P. 335-343.

39. Belterman R.H.R, De Boer L.E.M A miscellaneous collection of bird karyotypes // Genetica 1990. V. 83. P. 17-29.

40. Belterman R.H.R., De Boer L.E.M. A karyological study of 55 species of birds, including karyotypes of 39 species new to cytology// Genetica. 1984.V.65.P. 39-82.

41. Bitgood J. J., Somes R.G. Jr. Gene map of the chicken (Gallus gallus or G. domesticus)//. In: Genetic Maps (ed. O'Brien S.).Plainview, N.Y.: Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1993. P.4333-4342.

42. Bukvic N., Susca F., Gentile M., Tangari E., Ianniruberto A., Guanti G. An unusual dicentric Y chromosome with a functional centromere with no detectable alpha-satellite // Hum. Genet.. 1996. V.97. P.453^56.

43. Burt D.W. Origin and evolution of avian microchromosomes // Cytogenet Genome Res. 2002. V. 96. P. 97-112.

44. Burt D.W., Bruley C., Dunn I.C., Jones C.T., Ramage A., Law A.S., Morrice D.R., Paton I.R., Smith J., Windsor D., Sazanov A., Fries R., Waddington D. The dynamics of chromosome evolution in birds and mammals // Nature. 1999. V. 402. P. 411-413.

45. Calderón P.L., Pigozzi M.I. MLH1-focus mapping in birds shows equal recombination between sexes and diversity of crossover patterns // Chromosome Res 2006. V.14.P. 605-612.

46. Callan H. G. Lampbrush Chromosomes // Molecular Biology, Biochemistry and Biophysics. 1986. V. 36. P. 1-254.

47. Callan H.G., Lloyd L. Working maps of the lampbrush chromosomes of Amphibia // King RC (ed) Handbook of genetics. 1960. V. 4. P. 57-77.

48. Capozzi O., Purgato S., Verdun di Cantogno L., Grosso E., Ciccone R., Zuffardi O., Delia Valle G., Rocchi M. Evolutionary and clinical neocentromeres: two faces of the same coin? // Chromosoma. 2008. V. 117(4). P. 339-344.

49. Carbone L., Nergadze S.G., Magnani E. et al. Evolutionary movement of centromeres in horse, donkey, and zebra // Genomics. 2006. V. 87. 2006. P. 777 - 782.

50. Carlenius C., Ryttman H., Tegelstrom H., Jansson H. R, G- and C-banded chromosomes in the Domestic Fowl (Gallus domesticus) // Hereditas. 1981. V. 94. P. 6166.

51. Chen W.K., Swartz J.D., Rush L.J., Alvarez C.E. Mapping DNA structural variation in dogs // Genome Res. 2009.V. 19(3). P. 500-509.

52. Choo K.H. Domain organization at the centromere and neocentromere // Dev Cell. 2001. V. l.P. 165-177.

53. Chowdhary B.P., Raudsepp T., Fronicke L, Scherthan H. Emerging patterns of comparative genome organization in some mammalian species as revealed by Zoo-FISH// Genome Res. 1998.V. 8.P. 577-589.

54. Chowdhary B.P., Raudsepp T. HSA4 and GGA4: remarkable conservation despite 300-Myr divergence // Genomics. 2000. V. 64. P. 102-105.

55. Christidis L. Animal cytogenetic: Aves // Gebruder Borntraeger Berlin. Stuttgart. 1990.

56. Christidis L., Shaw D.D., Schodde R. Chromosomal evolution in parrots, lorikeets and cockatoos (Aves: Psittaciformes) // Hereditas. 1991. V. 114. P. 47-56.

57. Coons A.H., Creech H.J., Jones R.N. Immunological properties of an antibody containing a fluorescent group // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1941. V. 47. P. 200-202.

58. Crooijmans R.P.M.A., Vrebalov J., Dijkhof R.J., van der Poel J.J., Nicholls R.D., Bovenhuis H., Groenen M.A. Two-dimensional screening of the Wageningen chicken BAC library// Mamm. Genome. 2000. V.ll. P.360-363.

59. Crowe T.M., Bowie R.C.K., Bloomer P., Mandiwana T.G., Hedderson T.A.J., Randi E., Pereira S. L., Wakeling J. Phylogenetics, biogeography and classification of, and character evolution in, gamebirds (Aves: Galliformes): effects of character exclusion, data partitioning and missing data // Cladistics. 2006. V. 22(6). P. 495-532.

60. Dalloul R.A., Long J.A., Zimin A.V. et al Multi-platform next-generation sequencing of the domestic turkey (Meleagris gallopavo): genome assembly and analysis // PLoS Biol. 2010. V.8(9). el000475

61. Datar S.P., Bhonde R.R. Modeling chick to assess diabetes pathogenesis and treatment // Rev Diabet Stud. 201 l.V.8(2). P.245-253.

62. De Boer L.E.M. The somatic chromosome complements of 16 species of Falconiformes (Aves) and the karyological relationships of the order // Genetica. 1976. V. 46. P. 77-113.

63. De Boer L.E.M., Belterman R.H.R.. Chromosome banding studies of the razor-billed curassow, Crax mitu (Aves, Galliformes:Cradidae) // Genetica. 1981. V.54.P.225-232.

64. De Boer L.E.M., Sinoo R.P. A karyological study of Accipitridae (Aves: Falconiformes), with karyotypic descriptions of 16 species new to cytology // Genetica. 1984. V. 65. P. 89-107.

65. De Groef B., Grommen S.V., Darras V.M. The chicken embryo as a model for developmental endocrinology: development of the thyrotropic, corticotropic, and somatotropic axes // Mol Cell Endocrinol. 2008. V. 293(1-2). P. 17-24.

66. De Leo A.A., Guedelha N., Toder R., Voullaire L., Ferguson-Smith M.A., O'Brien P.C., Graves J.A. Comparative chromosome painting between marsupial orders: relationships with a 2n = 14 ancestral marsupial karyotype // Chromosome Res. 1999. V. 7. P.509-517.

67. De Oliveira E.H., Tagliarini M.M., Rissino J.D., Pieczarka J.C., Nagamachi C.Y., O'Brien P.C., Ferguson-Smith M.A. Reciprocal chromosome painting between white hawk (Leucopternis albicollis) and chicken reveals extensive fusions and fissions during karyotype evolution of accipitridae (Aves, Falconiformes) // Chromosome Res. 2010. V. 18(3). P. 349-355.

68. De Oliveira E.H.C., Habermann F.A., Lacerda O., Sbalqueiro I.J., Wienberg J., Müller S. Chromosome reshuffling in birds of prey: the karyotype of the world's largest eagle (Harpy eagle, Harpia harpyja) compared to that of the chicken (Gallus gallus). Chromosoma. 2005. V.114. P.338-343.

69. Derjusheva S., Kurganova A., Habermann F., Gaginskaya E. High chromosome conservation detected by comparative chromosome painting in chicken, pigeon and passerine birds // Chromosome Res. 2004. V. 12. P. 715-723.

70. Derjusheva S., Kurganova A., Krasikova A., Saifitdinova A., Habermann F.A., Gaginskaya E. Precise identification of chicken chromosomes in the lampbrush form using chromosome painting probes // Chromosome Res. 2003. V. 11. P. 749-757.

71. Deryusheva S., Krasikova A., Kulicova T., Gaginskaya E. Tandem 41-bp repeats in chicken and Japanese quail genomes: FISH mapping and transcription analysis on lampbrushchromosomes // Cromosoma. 2007. Vol. 116. P.519-530.

72. Eder V., Ventura M., Ianigro M., Teti M., Rocchi M., Archidiácono N. Chromosome 6 phylogeny in primates and centromere repositioning // Mol. Biol. Evol. 2003. V. 20. P.1506—1512.

73. Edwards N.S., Murray A.W. Identification of xenopus CENP-A and an associated centromeric DNA repeat // Mol Biol Cell. 2005. V. 16. P. 1800-1810.

74. Elferink M.G., van As P., Veenendaal T., Crooijmans R.P., Groenen M.A. Regional differences in recombination hotspots between two chicken populations // BMC Genet. 2010. V. 8. P. 11-20.

75. Ellegren H. Evolutionary stasis: the stable chromosomes of birds // Trends in Ecology and Evolution 2010. V.25 (5). P. 283-291.

76. Eyre-Walker A. Recombination and mammalian genome evolution // Proc Roy Soc Lond Biol. 1993. V. 252. P. 237-243.

77. Fadista J., Thomsen B., Holm L.E., Bendixen C. Copy number variation in the bovine genome // BMC Genomics. 2010. V.ll.P. 284-295.

78. Fain M.G., Houde P. Parallel radiations in the primary clades of birds // Evolution. 2004. V. 58. P.2558-2573.

79. Ferguson-Smith M.A., Trifonov V. Mammalian karyotype evolution // Nat Rev Genet 2007. V. 8. P. 950-962.

80. Fillon V., Morisson M., Zoorob R., Auffray C., Douaire M., Gellin J., Vignal A. Identification of 16 chicken microchromosomes by molecular markers using two-colour fluorescence in situ hybridization (FISH) // Chromosome Res. 1998. V. 6. P.307-313.

81. Fillon V., Vignoles M., Crooijmans R.P., Groenen M.A., Zoorob R., Vignal A. FISH mapping of 57 BAC clones reveals strong conservation of synteny between Galliformes and Anseriformes // Anim Genet. 2007. V.38(3). P. 303-307.

82. Fillon V., Zoorob R., Yerle M., Auffray C., Vignal A. Mapping of genetically independent chicken major histocompatibility complex B and RFP-Y to the same microsome by to-color fluorescent in situ hybridization // Cytogenet Cell Genet.. 1996. V. 75. P. 7-9.

83. Fitzpatrick D. M., Ahmed, K. Red roving fowl // Down Earth. 2000. V.9. P.28.

84. Fritschi S., Stranzinger G. Fluorescent chromosome banding in inbred chicken: quinacrin bands, sequential chromomycin and DAPI bands // Theor Appl Genet. 1985. V. 71. P. 408^112.

85. Fukagawa T., Nogami M., Yoshikawa M., Ikeno M., Okazaki T., Takami Y., Nakayama T., Oshimura M. Dicer is essential for formation of the heterochromatin structure in vertebrate cells // Nat Cell Biol. 2004.V. 6(8).P. 784-791.

86. Gaginskaya E., Kulikova T., Krasikova A. Avian lampbrush chromosomes: a powerful tool for exploration of genome expression // Cytogenet Genome Res. 2009. V.124.P.251-267.

87. Galkina S., Deryusheva S., Fillon V., Vignal A., Crooijmans R., Groenen M., Rodionov A., Gaginskaya E. FISH on avian lampbrush chromosomes produces higher resolution gene mapping // Genetica. 2006. V. 128. P. 241-251.

88. Galkina S., Lukina N., Zakharova K., Rodionov A. Interstitial (TTAGGG){n) sequences are not hot spots of recombination in the chicken lampbrush macrochromosomes 1-3 // Chromosome Res.2005. V. 13.P.551-557.

89. Gall J.G. Lampbrush shromosomes from oocyte nuclei of the newt // J. Morphol. 1954. Vol. 94. P. 283-352.

90. Gong Z., Wu Y., Koblizkova A. Repeatless and repeat-based centromeres in potato: implications for centromere evolution // Plant Cell. 2012. V. 24(9). P. 3559-3574.

91. Graphodatsky A. Comparative chromosomics // Molecular Biology 2007. V.41(3). P. 361-375.

92. Graphodatsky A.S, Trifonov V.A., Stanyon R. The genome diversity and karyotype evolution of mammals // 2011 .V.4.P.22.

93. Graphodatsky A.S., Yang F., Perelmann P.L. Comparative molecular cytogenetic studies in the order Caraivora: mapping chromosomal rearrangements onto the phylogenetic tree // Cytogenet. Genom Res. 2002. V. 96. P. 325-332.

94. Graves J.A. Weird animal genomes and the evolution of vertebrate sex and sex chromosomes // Annu Rev Genet. 2008. V. 42. P. 565-586.

95. Graves J.A.M., Shetty S. Comparative genomics of vertebrates and the evolution of sex chromosomes // Comparative Genomics (Ed. Clark M.). Boston: Kluwer Academic Publishers. USA. 2000. P. 153-206.

96. Griffin D.K., Haberman F., Masabanda J. Micro- and macrochromosome paints generated by flow cytometry and microdissection: tools for mapping the chicken genome // Cytogenet. Cell Genet. 1999. V. 87. P. 278-281.

97. Griffin D.K., Robertson L.B., Tempest H.G. et al. Whole genome comparative studies between chicken and turkey and their implications for avian genome evolution // BMC Genomics. 2008. V. 9. P. 168.

98. Griffin D.K., Robertson L.B.W., Tempest H.G., Skinner B.M. The evolution of the avian genome as revealed by comparative molecular cytogenetics // Cytogenet Genome Res. 2007. V. 117. P. 64-77.

99. Groenen M.A.M., Cheng H.H., Bumstead N. et al. A consensus linkage map of the chicken genome // Genome Res. 2000. V. 10. P.137-147.

100. Groenen M.A.M., Wahlberg P., Foglio M. et al. A high-density SNP-based linkage map of the chicken genome reveals sequence features correlated with recombination rate // Genome Res. 2009. V. 19. P.510-519.

101. Gu W., Zhang F., Lupski J.R. Mechanisms for human genomic rearrangements // Pathogenetics 2008. V.l.P. 4.

102. Guillier-Gencik Z., Bernheim A., Coullin P. Generation of whole-chromosome painting probes specific to each chicken macrochromosome // Cytogenet Cell Genet. 1999. V. 87.P.282-285.

103. Guttenbach M., Nanda I., Feichtinger W., Masabanda J.S., Griffin D.K., Schmid M. Comparative chromosome painting of chicken autosomal paints 1-9 in nine different bird species // Cytogenet. Genome Res. 2003. V. 103. P. 173-184.

104. Hackett S.J., Kimball R.T., Reddy S. A phylogenomic study of birds reveals their evolutionary history// Science. 2008. V. 320. P. 1763-1768.

105. Hale D.W., Ryder E.J., Sudman P.D., Greenbaum I.F. Application of synaptonemal complex techniques for determination of diploid number and chromosomal morphology in birds // The Auk. 1988. V. 105. P. 776-779.

106. Hallstrom B.M., Janke A. Mammalian Evolution May not Be Strictly Bifurcating // Mol. Biol. Evol.. 2010. V. 27(12). P. 2804-2816.

107. Han Y., Zhang Z., Liu C. Liu J., Huang S., Jiang J., and Jina W. Centromere repositioning in cucurbit species: implication of the genomic impact from centromere activation and inactivation // Proc Natl Acad Sci USA 2009. V. 106(35). P.14937-14941

108. Hansmann T., Nanda I., Volobouev V., Yang F., Schartl M., Haaf T., Schmid M. Cross-species chromosome painting corroborates microchromosome fusion during karyotype evolution of birds // Cytogenet Genome Res. 2009. V. 126(3). P. 281-304.

109. Hansson B., Ljungqvist M., Dawson D.A., Mueller J.C., Olano-Marin J., Ellegren H., Nilsson J. Avian genome evolution: insights from a linkage map of the blue tit (Cyanistes caeruleus) // Heredity. 2009. P. 1-12.

110. Hori T., Asakawa S., Itoh Y., Shimizu N., Mizuno S. Wpkci, encoding an altered form of PKCI, is conserved widely on the avian W chromosome and expressed in early female embryos: implication of its role in female sex determination // Mol Biol Cell. 2000. V. 11. P. 3645-3660.

111. Hori T., Suzuki Y., Solovei I., Saitoh Y., Hutchison N., Ikeda J.E., Macgregor H., Mizuno S. Characterization of DNA sequences constituting the terminal heterochromatin of the chicken Z chromosome // Chromosome Res. 1996. V. 6. P. 411-426.

112. Huss D., Poynter G., Lansford R. Japanese quail (Coturnix japonica) as a laboratory animal model. Lab. Anom (NY).2008. V.37(l 1). P.513-519.

113. Hutchison N. Lampbrush chromosomes of the chicken, Gallus domesticus // J. Cell Biol. 1987. V. 105. P. 1493-1500.

114. ICGSC (International Chicken Genome Sequencing Consortium). Sequence and comparative analysis of the chicken genome provide unique perspectives on vertebrate evolution // Nature. 2004. V.432. P.695-716.

115. Jaari S., Li M.-H., Merilá J. A first-generation microsatellite-based genetic linkage map of the Siberian jay (Perisoreus infaustus): insights into avian genome evolution // BMC Genomics. 2009. V. 10:1-17.

116. Kaelbling M., Fechheimer N.S., Synaptonemal complexes and the chromosomes of the domestic fowl, Gallus domesticus // Cytogenet Cell Genet. 1983. V. 35. P. 87-92.

117. Kalitsis P., Choo K.H. The evolutionary life cycle of the resilient centromere // Chromosoma. 2012. V. 121(4). P. 327-340.

118. Kallioniemi A. CGH microarrays and cancer // Curr Opin Biotechnol. 2008. V. 19(1). P. 36-40.

119. Kasai F., Garcia C., Arruga M.V., Ferguson-Smith M.A. Chromosome homology between chicken {Gallus gallus domesticus) and the red-legged partridge {Alectoris rufa); evidence of the occurrence of a neocentromere during evolution // Cytogenet. Genome Res. 2003. V. 102. P. 326-330.

120. Kayang B.B., Fillon V., Inoue-Murayama M. Et al. Integrated maps in quail (Coturnix japónica) confirm the high degree of synteny conservation with chicken (Gallus gallus) despite 35 million years of divergence // BMC Genomics. 2006. V. 7. P. 101-111.

121. Kehrer-Sawatzki H., Cooper D.N. Molecular mechanisms of chromosomal rearrangement during primate evolution // Chromosome Res.2008. V.16. P.41-56.

122. Kehrer-Sawatzki H., Cooper D.N. Structural divergence between the human and chimpanzee genomes // Hum Genet. 2007. V. 120. P. 759-778.

123. Kemkemer C., Kohn M., Cooper D. N., Froenicke L., Hogel J., Hameister H., Kehrer-Sawatzki. H. Gene synteny comparisons between different vertebrates provide new insights into breakage and fusion events during mammalian karyotype evolution // MC Evolutionary Biology. 2009.V. 9. P.84.

124. King M., Honeycutt R., Contreras N. Chromosomal repatterning in crocodiles: C, G and N-banding and the in situ hybridization of 18S and 26S rRNA cistrons // Genetica. 1986. V.70. P.191-201.

125. Kobayashi T., Yamada F., Hashimoto T., Abe S., Matsuda Y., Kuroiwa A. Centromere repositioning in the X chromosome of XO/XO mammals, Ryukyu spiny rat // Chromosome Res. 2008.V. 16. P. 587-593.

126. Kohn M., Hogel J., Vogel W., Minich P., Kehrer-Sawatzki H., Graves J.A., Hameister H. Reconstruction of a 450-My-old ancestral vertebrate protokaryotype // Trends Genet. 2006.V. 22. P.203-210.

127. Krasikova A., Barbero J. L., Gaginskaya E. Cohesion proteins are present in centromere protein bodies associated with avian lampbrush chromosomes // Chromosome Res. 2005. Vol. 13. P.675-685.

128. Krasikova A., Daks A., Zlotina A., Gaginskaya E. Polymorphic heterochromatic segments in Japanese quail microchromosomes // Cytogenet Genome Res 2009. V.126.P. 148-155.

129. Krasikova A., Deryusheva S., Galkina S., Kurganova A., Evteev A., Gaginskaya E. On the positions of centromeres in chicken lampbrush chromosomes // Chromosome Res. 2006. V. 14(7). P.777-89.

130. Krasikova A., Fukagawa T., Zlotina A. High-resolution mapping and transcriptional activity analysis of chicken centromere sequences on giant lampbrush chromosomes // Chromosome Res. 2012. V. 20(8). P. 995-1008.

131. Krasikova A., Kulikova T., Saifitdinova A., Derjusheva S., Gaginskaya E. Centromeric protein bodies on avian lampbrush chromosomes contain a protein detectable with an antibody against DNA topoisomerase II // Chromosoma. 2004. V.l 13. P.316-323.

132. Krishan A. Microchromosomes in the spermatogenesis of the domestic turkey // Exp Cell Res. 1964. V. 33. P. 1-7.

133. Kumar S., Hedges S.B. A molecular timescale for vertebrate evolution // Nature. 1998. V. 392. P. 917-920.

134. Ladjali-Mohammedi K., Bitgood J.J., Tixier-Boichard M., Ponce De Leon F.A. International system for standardized avian karyotypes (ISSAK): standardized banded karyotypes of the domestic fowl (Gallus domesticus) // Cytogenet Cell Genet. 1999. V. 86. P. 271-276.

135. Lee M.K., Ren C.W., Yan B., Cox B., Zhang H.B., Romanov M.N., Sizemore F.G., Suchyta S.P., Peters E., Dodgson J.B. Construction and characterization of three complementary BAC libraries for analysis of the chicken genome // Anim Genet. 2003. V. 34. P.151-152.

136. Lee S.H., Eldi P., Cho S.Y., Rangasamy D. Control of chicken CR1 retrotransposons

is independent of Dicermediated RNA interference pathway // BMC Biol. 2009. V. 7. P. 53.

137. Li J., Leung F.C. A CR1 element is embedded in a novel tandem repeat (Hinft repeat) within the chicken genome // Genome. 2006. V. 49. P. 97-103.

138. Livernois A.M., Graves J.A., Waters P.D. The origin and evolution of vertebrate sex chromosomes and dosage compensation // Heredity (Edinb). 2012. V. 108(1). P. 50-58.

139. Livezey B.C., Zusi R,L. Higher-order phylogeny of modern birds (Theropoda, Aves: Neornithes) based on comparative anatomy. II. Analysis and discussion // Zool J Linn Soc 2007. V. P. 149:1-95.

140. Macgregor H.C. Chromomeres revisited // Chromosome Res. 2012.V. 20(8). P. 911924.

141. Marshall O. J., Chueh A.C., Wong L.H., Choo K.H.A. Neocentromeres: New Insights into Centromere Structure, Disease Development, and Karyotype Evolution // The American Journal of Human Genetics. 2008. V. 82. P. 261-282.

142. Masabanda J.S., Burt D.W., O'Brien P.C.M. Molecular cytogenetic definition of the chicken genome: the first complete avian karyotype // Genetics. 2004. V. 166. P. 13671373.

143. Matsuda Y., Nishida-Umehara C., Tarui H. et al. Highly conserved linkage homology between birds and turtles: bird and turtle chromosomes are precise counterparts of each other// Chromosome Res. 2005.V. 13. P. 601-615.

144. Matzke M.A., Virga F., Berger H., Schernthaner J.,Schweizer D., Mayr B., Matzke A,J. A 41-42 bp tandemly repeated sequence isolated from nuclear envelopes of chicken erythrocytes is located predominantly on microchromosomes // Chromosoma. 1990. V. 99. P. 131-137.

145. McQueen H.A., Siriaco G., Bird A.P. Chicken microchromosomes are hyperacetylated, early replicating, and gene rich // Genome Res. 1998. V. 8. P. 621— 630.

146. Meunier J., Duret L. Recombination drives the evolution of GC-content in the human genome // Mol Biol Evol. 2004. V. 21(6). P. 984-990.

147. Montefalcone G., Tempesta S., Rocchi M., Archidiácono N. Centromere repositioning // Genome Res. 1999. V. 9. P. 184-1188.

148. Morescalchi A., Odierna G., Olmo E. Karyology of the primitive salamanders, family

Hynobiidae // Experientia 1979. V. 35. P. 1434-1436.

149. Morescalchi A., Odierna G., Olmo E. Karyological relationships between the Cyptobranchid salamanders // Specialia. 1977b.V. 15.P. 1579.

150. Morgan G. T. Lampbrush chromosomes and associated bodies: new insights into principles of nuclear structure and function // Chromosome Res. 2002. V. 10. P. 177-200.

151. Morisson M., Denis M., Milan D. et al. The chicken RH map: current state of progress and microchromosome mapping // Cytogenet Genome Res. 2007.V.117 (1-4).P. 14-21.

152. Muller J., Reisz R.R. Four well-constrained calibration points from the vertebrate fossil record for molecular clock estimates // Bioessays 2005. V. 27. P. 1069-1075.

153. Murphy W.J., Larkin D.M., van der Wind A.E. et al. Dynamics of Mammalian Chromosome Evolution Inferred from Multispecies Comparative Maps // Science. 2005. V. 309. P.613 - 617.

154. Nagaki K., Cheng Z., Ouyang S., Talbert P.B., Kim M., Jones K.M., Henikoff S., Buell C.R., Jiang J. Sequencing of a rice centromere uncovers active genes // Nat Genet. 2004. V. 36. P.138-145.

155. Nanda I., Benisch P., Fetting D., Haaf T., Schmid M. Synteny Conservation of Chicken Macrochromosomes 1-10 in Different Avian Lineages Revealed by Cross-Species Chromosome Painting // Cytogenet Genome Res. 2011. V. 132. P. 165-181.

156. Nanda I., Karl E., Griffin D.K., Schartl M., Schmid M. Chromosome repatterning in three representative parrots (Psittaciformes) inferred from comparative chromosome painting // Cytogenet Genome Res. 2007. V.l 17. P.43-53.

157. Nanda I., Karl E., Volobouev V., Griffm D.K., Schartl M., Schmid M. Extensive gross genomic rearrangements between chicken and Old World vultures (Falconiformes: Accipitridae) // Cytogenet Genome Res. 2006. V. 112. P. 286-295.

158. Nanda I., Schlegelmilch K., Haaf T., Schartl M., Schmid M. Synteny conservation of the Z chromosome in 14 avian species (11 families) supports a role for Z dosage in avian sex determination // Cytogenet Genome Res 2008. V.122.P. 150-156

159. Newcomer E.H. Accessory chromosomes in the domestic fowl // Genetics. 1955. V. 40. V. 587-588.

160. Nie W., O'Brien P.C.M., Ng B.L., Fu B., Volobouev V., Carter N.P., Ferguson-Smith M.A., Yang F. Avian comparative genomics: reciprocal chromosome painting between

domestic chicken (Gallus gallus) and the stone curlew (Burhinus oedicnemus, Charadriiformes)-An atypical species with low diploid number // Chromosome Res. 2009. V.17(l). P. 99-113.

161. Nishibori M., Shimogiri T., Hayashi T., Yasue H. Molecular evidence for hybridization of species in the genus Gallus except for Gallus varius // Anim Genet. 2005. V. 36(5). P. 367-375.

162. Nishida C., Ishijima J., Kosaka A., Tanabe H., Habermann F.A., Griffin D.K., Matsuda Y. Characterization of chromosome structures of Falconinae (Falconidae, Falconiformes, Aves) by chromosome painting and delineation of chromosome rearrangements during their ifferentiation // Chromosome Res, 2008. V.16. P. 171-181.

163. Nishida-Umehara C., Tsuda Y., Ishijima J., Ando J., Fujiwara A., Matsuda Y., Griffin D.K. The molecular basis of chromosome orthologies and sex chromosomal differentiation in palaeognathous birds // Chromosome Res. 2007. V.15.P. 721-734.

164. Oakenfull E.A., Clegg J.B. Phylogenetic relationships within the genus Equus and the evolution of a and q globin genes // J Mol Evol. 1998. V. 47. P. 772-783.

165. Ogawa A., Murata K., Mizuno S. The location of Z- and W-linked marker genes and sequence on the homomorphic sex chromosomes of the ostrich and the emu // Proc Natl Acad Sci USA. 1998. V. 95. P. 4415^418.

166. Ogawa A., Solovei I., Hutchison N. et al. Molecular characterization and cytological mapping of a non-repetitive DNA sequence region from the W chromosome of chicken and its use as a universal probe for sexing carinatae birds // Chromosome Res. 1997. V. 5. P. 93-101.

167. Ohno S., Muramoto J., Stenius C., Christian L., Kittrell W.A., Atkin N.B. Microchromosomes in Holocephalian, Chondrostean and Holostean fishes // Chromosoma 1969. V. 26:35-40.

168. O'Meally D., Ezaz T., Georges A., Sarre S.D., Graves J.A. Are some chromosomes particularly good at sex? Insights from amniotes // Chromosome Res. 2012. V. 20(1). P. 7-19.

169. O'Neill R.J., Eldridge M.D., Metcalfe C.J. Centromere dynamics and chromosome evolution in marsupials // J Hered 2004. V. 95. P. 375-381

170. Ostrum, J. H. The origin of birds // Annu. Rev. Earth Planet. Sci. 1975. V. 3. 55-77.

171. Palmer D.K., O'Day K., Wener M.H., Andrews B.S., Margolis R.L. A 17-kD

centromere protein (CENP-A) copurifies with nucleosome core particles and with histones // J Cell Biol. 1987. V. 104(4). P. 805-815.

172. Perelman P.L., Beklemisheva V.R., Yudkin D.V., Petrina T.N., Rozhnov V.Y. Nie W., Graphodatsky A.S. Comparative Chromosome Painting in Caraivora and Pholidota // Cytogenet Genome Res 2012. V.137.P.174-193.

173. Pevzner P., Tesler G. Human and mouse genomic sequences reveal extensive breakpoint reuse in mammalian evolution // Proc Natl Acad Sci USA 2003. V. 100. P.7672-7677

174. Pigozzi M.I. Distribution of MLH1 foci on the synaptonemal complexes of chicken oocytes // Cytogenet Cell Genet. 2001. V. 95(3-4). P.129-33.

175. Pinkel D., Segraves R., Sudar D., Clark S., Poole I., Kowbel D., Collins C., Kuo W.L., Chen C., Zhai Y. et al. High resolution analysis of DNA copy number variation using comparative genomic hybridization to microarrays // Nat Genet. 1998. V. 20. P. 207-211.

176. Piras F.M., Nergadze S.G., Magnani E., Bertoni L., Attolini C., Khoriauli L., Raimondi E., Giulotto E. Uncoupling of satellite DNA and centromeric function in the genus Equus // PLoS Genet. 2010. 6:el000845

177. Pokorna M., Giovannotti M., Kratochvil L., Caputo V., Olmo E., Ferguson-Smith M.A., Rens W. Conservation of chromosomes syntenic with avian autosomes in squamate reptiles revealed by comparative chromosome painting // Chromosoma. 2012. V. 121(4). P. 409-418.

178. Pokorna' M., Giovannotti M., Kratochvil L., Kasai F., Trifonov V.A., O'Brien P. C. M., Caputo V., Olmo E., Ferguson-Smith M.A., Rens W. Strong conservation of the bird Z chromosome in reptilian genomes is revealed by comparative painting despite 275 million years divergence // Chromosoma 2011. V. 120. P. 455-468.

179. Pollock B., Fechheimer N.S. Variable C-banding patterns and a proposed C-band karyotype in Gallus domesticus // Genetica. 1980. V.54. P. 273-279.

180. Ponce de Leon F.A., Burt D. Physical map of the chicken: An update // Manipulation of the Avian Genome Magazine, September, 1993. P. 14-20.

181. Ponce de Leon F.A., Li Y., Weng Z. Early and late replicative chromosomal banding patterns of Gallus domesticus //J Hered. 1992. V. 83. P. 36-42.

182. Prieto I., Tease C., Pezzi N et al. Cohesin component dynamics during meiotic

prophase I in mammalian oocytes // Chromosome Res. 2004. V. 12. P. 197-213.

183. Rahn M.I., Solari A.J. recombination nodules in the oocytes of the chicken, Gallus domesticus // Cytogenet. Cell Genet. 1986. V. 43. P. 187-193.

184. Raudsepp T., Houck M.L., O'Brien P.C., Ferguson-Smith M.A., Ryder O.A., Chowdhary B.P. Cytogenetic analysis of California condor (Gymnogyps califoraianus) chromosomes: comparison with chicken (Gallus gallus) macrochromosomes // Cytogenet Genome Res. 2002. V. 98. P. 54-60.

185. Robinson E.S., Potter I.C. The chromosome of the southern hemispheric lamprey, Geotria australis Gray//Experientia. 1981. V.37. P. 239-240.

186. Rocchi M., Archidiácono N., Schempp W., Capozzi O., Stanyon R. Centromere repositioning in mammals // Heredity 2012. V.108. P.59-67.

187. Rodionov A. V., Lukina N. A., Galkina S. A., Solovei I., Saccone S. Crossing Over in Chicken Oogenesis: Cytological and Chiasma-Based Genetic Maps of the Chicken Lampbrush Chromosome 1 // The American Genetic Association. 2002. V. 93. P. 125129.

188. Romanenko S.A., Perelman P.L., Trifonov V.A., Graphodatsky A.S., Chromosomal evolution in Rodentia // Heredity 2012. V.108. P. 4-16.

189. Romanov M.N., Sazanov A.A., Moiseyeva I., Smirnov A.F. Poultry // In: Genome Mapping and Genomics in Domestic Animals (ed. Cockett N.E., Kole C.). Genome Mapping and Genomics in Animals. 2009. V.3.P.75-141.

190. Romanov M.N., Dodgson J.B. Cross-species overgo hybridization and comparative physical mapping within avian genomes // Anim Genet. 2006. V. 37. P. 397-399.

191. Romanov M.N., Sazanov A. A., Smirnov A.F. First century of chicken gene study and mapping - a look back and forward // World's poultry science. 2004. V. 60. P. 19-27.

192. Ruiz-Herrera A., Castresana J., Robinson T.J. Is mammalian chromosomal evolution driven by regions of genome fragility? // Genome Biol 2006. V.7. P. 115

193. Ruiz-Herrera A., Farre M., Robinson T.J. Molecular cytogenetic and genomic insights into chromosomal evolution // Heredity 2012. V.108. P.28-36.

194. Ryttman H., Tegelstrôm H. G-banded karyotypes of three Galliformes species, domestic fowl (Gallus domesticus), Quail (Coturnix coturnix japónica), and turkey CMeleagris gallopavo) II Hereditas. 1981. V. 94. P.165-170.

195.

196.

197.

198.

199.

200,

201,

202,

203

204,

205

206

207

208

Saifitdinova A., Derjusheva S., Krasikova A., Gaginskaya E. Lampbrush chromosomes of the chaffinch (Fringilla coelebs L.) // Chromosome Res. 2003. V. 11. P. 99-113.

Sasaki M. High resolution G-band karyotypes of the domestic fowl and the Japanese quail // Chrom Inform Sevice. 1981. V. 31. P. 26-28.

Sasaki M., Nishida C. Nucleolar chromosomes of the domestic chicken and the Japanese quail// Chromosome Inf.Serv.1981. N.30.P.25-26.

Sasaki M., Nishida-Umechara C., Tcuchiya K. A comparative study of G-banded karyotypes in eight species of owls//Cytology. 1994. V.59.P. 183-185.

Sasazaki S., Hinenoya T., Lin B., Fujiwara A., Mannen H. A comparative map of macrochromosomes between chicken and Japanese quail based on orthologous genes // Anim Genet. 2006. V. 37. P. 316-320.

Schmid M. Chromosome banding in amphibia. IV. Differentiation of GC- and AT-rich chromosome regions in Anura // Chromosoma. 1980. V.77(l). P.83-103.

Schmid M., Nanda I., Guttenbach M. et al. First report on chicken genes and chromosomes // Cytogenet Cell Genet. 2000. V. 90. P. 169-218

Schmid M., Nanda I., Hoehn H. et al. Second report on chicken genes and chromosomes 2005 // Cytogenet Genome Res // V.109. C. 415-479.

Schueler MG, Sullivan BA. Structural and functional dynamics of human centromeric chromatin // Annu Rev Genomics Hum Genet. 2006. V.7. P.301-313.

Sereno, P. C. The evolution of dinosaurs // Science. 1999. V. 284. P. 2137-2147.

Shang W.H., Hori T., Toyoda A., Kato J., Popendorf K., Sakakibara Y., Fujiyama A., Fukagawa T. Chickens possess centromeres with both extended tandem repeats and short non-tandem-repetitive sequences // Genome Res. 2010. V.20. P. 1219-1228

Shedlock A.M., Edwards S.V. Amniota. In: Hedges SB, Kumar S (eds) The TimeTree of life // Oxford University Press, New York 2009.P. 375-379.

Shetty S., Griffin D.K., Graves J.A.M. Comparative painting reveals strong chromosome homology over 80 million years of bird evolution // Chromosome Res. 1999.V. 7. P. 289-295.

Shibusawa M., Minai S., Nishida-Umehara C., Suzuki T., Mano T., Yamada K., Namikawa T., Matsuda Y. A comparative cytogenetic study of chromosome homology between chicken and Japanese quail // Cytogenet Cell Genet. 2001. V. 95. P. 103-109.

209. Shibusawa M., Nishibori M., Nishida-Umehara C., Tsudzuki M., Masabanda J., Griffin D.K., Matsuda Y. Karyotypic evolution in the Galliformes: an examination of the process of karyotypic evolution by comparison of the molecular cytogenetic findings with the molecular phylogeny // Cytogenet Genome Res. 2004a. V. 106. P. 111-119.

210. Shibusawa M., Nishida-Umehara C., Masabanda J., Griffin D.K., Isobe T., Matsuda Y. Chromosome rearrangements between chicken and guinea fowl defined by comparative chromosome painting and FISH mapping of DNA clones // Cytogenet Genome Res. 2002. V. 98. P. 225-230.

211. Shibusawa M., Nishida-Umehara C., Tsudzuki M., Masabanda J., Griffin D.K., Matsuda Y. A comparative karyological study of the blue-breasted quail (Coturnix chinensis, Phasianidae) and California quail (Callipepla californica, Odontophoridae) // Cytogenet Genome Res. 2004b. V. 106. P. 82-90.

212. Shinawi M., Cheung S.W. The array CGH and its clinical applications // Drug Discov Today. 2008. 13(17-18). P. 760-770.

213. Sibley C. G., Ahlquist J.E., Monroe B.L. j.r. A classification of the living birds of the world based on DNA-DNA hybridization studies // the Auk. 1988. V.105. P. 409-423.

214. Sibley C.G., Ahlquist J.E. Phylogeny and classification of birds. Study in molecular evolution // Yale Univ. Press, New Haven, CT. 1990.

215. Sims S.H., Macgregor H.C., Pellatt P.A., Horner H.A. Chromosome 1 in crested and marbled newts genus Triturus: an extraordinary case of heteromorphism and independent chromosome evolution// Chromosoma. 1984. V. 89. P. 169-185.

216. Skinner B.M., Griffin D.K. Intrachromosomal rearrangements in avian genome evolution: evidence for regions prone to breakpoints // Heredity 2012. V. 108. P. 37-41.

217. Skinner B.M., Robertson. L. B.W, Tempest H.G., Langley E.J., Dimitris Ioannou, Fowler K. E., Crooijmans R.P.M.A., A. D. Hall, Griffin D.K., Volker M. Comparative genomics in chicken and Pekin duck using FISH mapping and microarray analysis // BMC Genomics. 2009. V. 10:357.

218. Slamovits C.H., Rossi M.S. Satellite DNA: agent of chromosomal evolution in mammals // J Neotrop Mammal 2002. V. 9. P. 297-308.

219. Smith J., Bruley C.K., Paton I.R. et al. Differences in gene density on chicken macrochromosomes and microchromosomes // Anim Genet. 2000. V. 31. P. 96-103.

220. Smith J., Burt D.W. Parameters of the chicken genome // Anim Genet. 1998. V. 29.

P. 290-294.

221. Solinhac R., Leroux S., Galkina S. et al. Integrative mapping analysis of chicken microchromosome 16 organization // BMC Genomics 2010. V. 11. P. 616.

222. Solovei I., Gaginskaya E. A novel structure associated with a lampbrush chromosome in the chicken, Gallus domesticus // Journal of Cell Science. 1992. V. 101. P. 759-772.

223. Solovei I., Gaginskaya E., Hutchison N., Macgregor H. Avian sex chromosomes in the lampbrush form: the ZW lampbrush bivalents from six species of bird // Chromosome Res. 1993. V. 3.P. 153-166.

224. Solovei I., Gaginskaya E.R., Macgregor H.C. The arrangement and transcription of telomere DNA sequences at the ends of lampbrush chromosomes of birds // Chromosome Res. 1994. V. 2. P. 460-470.

225. Solovei I., Ogawa A., Mitsuru N., Mizuno S., Macgregor H. Specific chromomeres on the chicken W lumpbrush chromosome contain specific repetitive DNA sequence families // ChromosomeRes. 1998. V. 6. P. 323-327.

226. Solovei I.V., Joffe В. I., Gaginskaya E. R., Macgregor H. C. Transcription on lampbrush chromosomes of a centromerically localized highly repeated DNA in pigeon (Columba) relates to sequence arrangement // Chromosome Res. 1996. V. 4. P. 588-603.

227. Stankiewicz P., Lupski J.R. Genome architecture, rearrangements and genomic disorders. Trends Genet 2002. V. 18. P. 74-82.

228. Stanyon R., Rocchi M., Capozzi O., Roberto R., Misceo D., Ventura M., Cardone M.F., Bigoni F., Archidiácono N. Primate chromosome evolution: Ancestral karyotypes, marker order and neocentromeres // Chromosome Res. 2008. V.16. P. 17-39.

229. Stapley J., Birkhead T. R., Burke T., Slate J. A Linkage Map of the Zebra Finch Taeniopygia guttata Provides New Insights Into Avian Genome Evolution // Genetics. 2008. V. 179. P.651-667.

230. Steiner C.C., Ryder O.A. Molecular phylogeny and evolution of the Perissodactyla // Zool J Linn Soc. 2011. V. 163. P.1289-1303.

231. Stingo V., Rocco L. Chondrichthyan cytogenetics: a comparison with Teleosteans // J molec Evol 1991. V. 33. P. 76-82.

232. Stock A., Arrighi F., Stefos K. Chromosome homology in birds: banding patterns of the chromosomes of the domestic chicken, ring-necked dove and domestic pigeon // Cytogenet. Cell Genet. 1974. V. 13. P. 410-418.

233. Stock A.D., Bunch T.D. The evolutionary implications of chromosome banding pattern homologies in the bird order Galliformes // Cytogenet. Cell Genet. 1982. V. 34. P. 136-148.

234. Stock A.D., Mengden G.A. Chromosome banding pattern conservatism in birds and nonhomology of chromosome banding patterns between birds, turtles, snakes and amphibians // Chromosoma 1975. V. 50. P. 69-77.

235. Szamalek J.M., Goidts V., Chuzhanova N., Hameister H., Cooper D.N., Kehrer-Sawatzki H. Molecular characterization of the pericentric inversion that distinguishes human chromosome 5 from the homologous chimpanzee chromosome // Human Genetics. 2005. V. 117. P.168-176.

236. Szpirer C., Riviere M., VanVooren P., Moisan M.P., Haller O., Szpirer J. Chromosome evolution of MMU16 and RNOl 1: conserved synteny associated with gene order rearrangements explicable by intrachromosomal recombinations and neocentromere emergence // Cytogenet Genome Res. 2005. V. 108(4). P. 322-327.

237. Tagaki N., Sasaki M. A phylogenetic study of bird karyotypes // Chromosoma. 1974. V. 43. P. 211-224.

238. Tanaka K., Suzuki T., Nojiri T., Yamagata T., Namikawa T., Matsuda Y. Characterization and chromosomal distribution of a novel satellite DNA sequence of Japanese quail (Coturnix coturnix japonica) // J Hered 2000. V. 91. P. 412—415.

239. Tegelstrom H., Ryttman H. Chromosomes in birds (Aves): evolutionary implications of macro-and microchromosome numbers and lengths // Hereditas. 1981. V. 94. P. 225233.

240. Telenius H., Pelmear A.H., Tunnacliffe A., Carter N.P., Behmel A., Ferguson-Smith M.A., Nordenskjold M., Pfragner R., Ponder B.A. Cytogenetic analysis by chromosome painting using DOP-PCR amplified flow-sorted chromosomes // Genes Chromosomes Cancer. 1992. V. 4. P. 2576-2263.

241. Tiersch T.R., Wachtel S.S. On the evolution of genome size of birds // J Hered. 1991. V. 82. P. 363-368.

242. Trifonov V.A., Kosyakova N., Romanenko S.A., Stanyon R., Graphodatsky A.S., Liehr T. New insights into the karyotypic evolution in muroid rodents revealed by multicolor banding applying murine probes // Chromosome Res. 2010. V.18.P. 265-275.

243. Trifonov V.A., Musilova P., Kulemsina A.I. Chromosome Evolution in

Perissodactyla // Cytogenet Genome Res 2012. V.137.P. 208-217.

244. Trifonov V.A., Stanyon R., Nesterenko A.I. Multidirectional cross-species painting illuminates the history of karyotypic evolution in Perissodactyla // Chromosome Res. 2008. V. 16(1). P. 89-107.

245. Tsuda Y., Nishida-Umehara C., Ishijima J., Yamada K., Matsuda Y. Comparison of the Z and W sex chromosomal architectures in elegant crested tinamou (Eudromia elegans) and ostrich (Struthio camelus) and the process of sex chromosome differentiation in palaeognathous birds // Chromosoma. 2007. V. 116(2). P. 159-173.

246. van Tuinen M., Dyke G.J. Calibration of galliform molecular clocks using multiple fossils and genetic partitions // Mol Phylogenet Evol. 2004. V. 30(1). P. 74-86.

247. van Tuinen M., Hedges S.B. Calibration of avian molecular clocks // Mol Biol Evol.

2001.V. 18. P. 206-213.

248. van Tuinen M., Sibley C.G., Hedges S.B. The early history of modern birds inferred from DNA sequences of nuclear and mitochondrial ribosomal genes // Mol Biol Evol. 2000. V. 17. P. 451-457.

249. Ventura M., Antonacci F., Cardone M.F., Stanyon R., D'Addabbo P. Cellamare A., Sprague L.J., Eichler E.E., Archidiácono N., Rocchi M. Evolutionary formation of new centromeres in macaque // Science. 2007. V. 316. P. 243-246.

250. Ventura M., Mudge J.M., Palumbo V. et al. Neocentromeres in 15q24-26 map to duplicons which flanked an ancestral centromere in 15q25 // Genome Res. 2003. V. 13. P.2059-2068.

251. Ventura M., Weigl S., Carbone L. Et al. Recurrent sites for new centromere seeding. Genome Res. 2004.V.14. P. 1696-1703.

252. Villasante A., Méndez-Lago M., de Garcíni J.P.A.E.M. The Birth of the Centromere // Cell Cycle. 2007. V. 6:23. P.2872-2876.

253. Volker M., Backstrom N., Skinner B.M., Langley E.J., Bunzey S.K, Ellegren H., GriffinD.K. Copy number variation, chromosome rearrangement, and their association with recombination during avian evolution // Genome Res 2010. V. 20. P. 503-511

254. Volpe T.A., Kidner C., Hall I.M., Teng G., Grewal S.I., Martienssen R.A. Regulation of heterochromatic silencing and histone H3 lysine-9 methylation by RNAi // Science.

2002. V. 297. P. 1833-1837.

255. Waddington D., Springbett A.J., Burt D.W. A chromosome-based model for

estimating the number of conserved segments between pairs of species from comparative % genetic maps // Genetics. 2000. V. 154. P.323-332.

256. Wain L.V., Armour J.A.L., Tobin M.D. Genomic copy number variation, human 1 health, and disease // Lancet. 2009. V. 374. P. 340-350.

257. Wang N., Shoffner R.N. Trypsin G- and C-banding for interchange analysis and sex identification in the chicken // Chromosoma. 1974. V. 47. P. 61-69.

258. Wang X., Li J., Leung F.C. Partially inverted tandem repeat isolated from pericentric region of chicken chromosome 8 // Chromosome Res. 2002. V.10. P. 73-82.

259. Warren W.C., Clayton D.F., Ellegren H. The genome of a songbird // Nature. 2010. V. 464(7289). P. 757-762.

260. Wicker T., Robertson J.S., Schulze S.R. et al. The repetitive landscape of the chicken genome // Genome Res. 2005. V. 15(1). P. 126-136.

261. Yan H., Ito H., Nobuta K., Ouyang S., Jin W., Tian S., Lu C., Venu R.C.,Wang G.L., Green P.J., Wing R.A., Buellc C.R., Meyersb B. C., Jianga J. Genomic and genetic characterization of rice Cen3 reveals extensive transcription and evolutionary implications of a complex centromere // Plant Cell. 2006. V.18.P. 2123-2133.

262. Zhang F., Gu W.L., Hurles M.E., Lupski J.R. Copy number variation in human health, disease, and evolution // Annu Rev Genom Hum G. 2009. V. 10. P. 451-481.

263. Zhang Y., Zhang X., O'Hare T.H., Payne W.S., Dong J.J., Scheuring C.F., Zhang M., Huang J.J., Lee M.K., Delany M.E., Zhang H.B, Dodgson J.B A comparative physical map reveals the pattern of chromosomal evolution between the turkey (Meleagris gallopavo) and chicken (Gallus gallus) genomes. BMC Genomics 2011. V. 12. P. 447.

264. Zlotina A., Galkina S., Krasikova A., Crooijmans R., Groenen M., Gaginskaya E., Deryusheva S. Precise centromere positioning on chicken chromosome 3 // Cytogenet Genome Res. 2010. V.129 (4). P. 310-313.

265. Zlotina A., Galkina S., Krasikova A., Crooijmans R.P., Groenen M.A., Gaginskaya E., Deryusheva S. Centromere positions in chicken and Japanese quail chromosomes: de novo centromere formation versus pericentric inversions // Chromosome Res. 2012. V. 20(8). P. 1017-1032.

266. Zoorob R., Billault A., Severac V., Fillon V., Vignal A., Auffray C. Two chicken genomic libraries in thePACand BAC cloning systems: organization and characterization // Anim. Genet. 1996. V. 27 (Suppl.). P. 2-69.

268.

269.

270.

271.

272.

Animal genome size database [Electronic resource] // Catalogue of animal genome size data [Official website], URL: www.genomesize.com/ (accessed: 15.01.2013).

Children's Hospital of Oakland Research Institute [Electronic resource] // BACPAC Resources Center [Official website], URL: http://bacpac.chori.org/ (accessed: 11.03.2013).

Clemson University Genomics Institute [Electronic resource] // CUGI library resources [Official website]. URL: http://www.genome.clemson.edu/ (accessed: 11.03.2013).

Ensembl Genome Browser [Electronic resource] // Genome databases [Official website]. URL: http://www.ensembl.org/ (accessed: 21.02.2013).

National Center for Biotechnology Information [Electronic resource] // Public domain information on the National Library of Medicine [Official website]. URL: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ (accessed: 11.03.2013).

Wageningen Bioinformatics Webportal [Electronic resource] // The chicken FPC database [Official website]. URL: http://www.bioinformatics.nl/gbrowse/cgi-bin/gbrowse/ (accessed: 15.04.2011).