Холодоактивные липолитические ферменты психротрофных микроорганизмов, выделенных из многолетнемерзлых осадков тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.03, кандидат наук Новотоцкая-Власова, Ксения Александровна

• Новотоцкая-Власова, Ксения Александровна
• кандидат наук
• 2015

Оглавление диссертации кандидат наук Новотоцкая-Власова, Ксения Александровна

ОГЛАВЛЕНИЕ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1 КРИОБИОСФЕРА КАК СРЕДА ОБИТАНИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ

1.1 Вечная мерзлота и криопэги: определение, строение, физико-химические условия

1.2 Биоразнообразие бактерий многолетнемерзлых пород

1.3 Биоразнообразие прокариот в криопэгах

1.4 Характеристика рода Рбусняовастек

ГЛАВА 2 АДАПТАЦИЯ ПРОКАРИОТ К НИЗКИМ ТЕМПЕРАТУРАМ

2.1 Физиологические группы бактерий по отношению к температуре

2.2 Механизмы адаптации к низкой температуре

2.2.1 Изменение структуры и функций компонентов мембраны

2.2.2 Синтез белков теплового шока

2.2.3 Белки холодового шока

2.2.4 Криопротекторы: белки и органические осмолиты

2.2.5 Холодоактивные белки

2.2.6 Анализ геномов и протеомов психрофилов

ГЛАВА 3 ХОЛОДОАКТИВНЫЕ ЛИПОЛИТИЧЕСКИЕ ФЕРМЕНТЫ

3.1 Основные свойства и биологические функции липолитических ферментов

3.2 Классификация бактериальных липаз

3.3 Особенности структуры холодоактивных липолитических ферментов

3.4 Продуценты холодоактивных липаз

3.5 Методы определения активности липаз

3.6 Применение холодоактивных липолитических ферментов в биотехнологии

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

ГЛАВА 4 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

4.1 Объекты исследования

4.2 Районы исследования

4.3 Материалы

4.3.1 Штаммы Escherichia coli, вектор и среды для культивирования E.coli

4.3.2 Олигонуклеотиды

4.4 Микробиологические методы анализа

4.4.1 Оценка общей численности микроорганизмов

4.4.2 Накопительное культивирование и выделение чистых культур бактерий

4.4.3 Микроскопические методы исследования

4.4.4 Культивирование P. cryohalolentis

4.4.5 Определение липолитической активности

4.5 Молекулярно-генетические методы, использованные для изучения микроорганизмов

4.5.1 Выделение геномной ДНК

4.5.2 Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

4.5.3 Определение нуклеотидных последовательностей генов 16SpPHKu филогенетический анализ

4.6 Молекулярно-генетические методы, использованные для получения рекомбинантных белков

4.6.1 Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

4.6.2 Рестрикция

4.6.3 Электрофорез ДНК

4.6.4 Выделение фрагментов ДНК из агарозных гелей

4.6.5 Лигирование

4.6.6 Трансформация клеток Е. coli

4.6.7 ПЦР-анализ клонов

4.6.8 Выделение плазмидной ДНК из Е. coli

4.6.9 Секвенирование ДНК

4.6.10 Конструирование экспрессионных векторов

4.7 Биохимические методы исследования

4.7.1 Денатурирующий электрофорез белков в ДСН-ПААГ

4.7.2 Оптимизация экспрессии в E.coliрекомбинантных белков

4.7.3 Выращивание рекомбинантных штаммов E.coli

4.7.4 Выделение рекомбинантных белков EstPc, LiplPc, ND1-ND5, LifPcd23 и LtfPcd62 из клеток Е. coli

4.7.5 Получение рекомбинантного белка Lip2Pc

4.7.6 Рефолдингрекомбинантного белка Lip2Pc

4.7.7 Очистка рекомбинантного белка Lip2Pc

4.7.8 Определение концентрации белка

4.7.9 Определение липолитической активности рекомбинантных белков

4.7.10 Характеристика свойств рекомбинантных белков

ГЛАВА 5 РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

5.1 Криопэги как источник продуцентов холодоактивных липолитических ферментов

5.1.1 Микробиологическая характеристика исследуемых криопэгов

5.1.2 Скрининг на наличие липолитической активности у выделенных микроорганизмов

5.1.3 Морфологический и филогенетический анализ культур, давших положительный результат на липолитический скрининг

5.2 липолитическая система p.cryohalolentis

5.2.1 Изучение липолитической активности Р. cryohalolentis в зависимости от стадии роста культуры и температуры культивирования

5.2.2 Моделирование липолитической системы P.cryohalolentis

5.3 холодоактивные липолитические ферменты р. cryohalolentis

5.3.1 Получение и характеристика EstPc

5.3.2 Получение и характеристика LiplPc

5.3.3 Получение и характеристика Lip2Pc

5.3.4. Сравнение свойств липолитических ферментов P. cryohalolentis и гомологичных белков

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ

dNTP - дезоксирибонуклеотидтрифосфат

OD560 - оптическая плотность (при длине волны 560нм)

OD595 - оптическая плотность (при длине волны 595 нм)

а.о. - аминокислотный остаток

ДМСО - диметилсульфоксид

ДМФА - Ы^-димстилформаамид

ДСН - додецилсульфат натрия

ед.а. - единица активности

ИПТГ - изопропил~Р-1)-тиогалактозид

кДа - килоДальтон

М. м. - молекулярная масса

o.e. - оптическая единица

ОРС - открытая рамка считывания

и-нитрофенилбутират - я-НФБ

и-нитрофенилдеканоат - и-НФД

и-нитрофенилдодеканоат - я-НФДД

я-нитрофенилмиристат - я-НФМ

л-нитрофенилпальмитат - и-НФП

ПААГ - полиакриламидный гель

ФМСФ - фенилметилсульфонил фторид

п.н. - пар нуклеотидов

ПСА - персульфат аммония

ПЦР - полимеразная цепная реакция

СП - сигнальная последовательность

ТЕМЕД - 1Ч,М,]Ы,1Ч-тетраметилэтилендиамид

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

ЭФ - электрофорез

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Холодоактивные липолитические ферменты психротрофных микроорганизмов, выделенных из многолетнемерзлых осадков»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы

Вечная мерзлота представляет собой грунты и осадочные породы, находящиеся по меньшей мере два года при температуре 0°С и ниже. В общей сложности она занимает около 26% поверхности Земли и более 50% территории России. Для этой среды характерны уникальные условия, в частности, отрицательная в течение геологически длительных периодов температура, низкая активность воды, слабая доступность органических веществ, минимальная скорость диффузии и длительное воздействие гамма-радиации от минералов вмещающих пород (Gilichinsky, 2002). Сотрудниками лаборатории криологии почв ИФХБГТП РАН установлено, что вечпомерзлые отложения Арктики и Антарктики содержат значительное количество микроорганизмов, проявляющих метаболическую активность при температурах до -17°С (Rivkina et al., 2000). В ходе многочисленных проведенных исследований были выделены и описаны многие микроорганизмы - бактерии, в том числе актипомицеты и цианобактерии, зеленые водоросли, археи, дрожжи и микромицеты, протесты, выживающие при длительном хранении в вечномерзлых грунтах (Карасев и др., 1998; Вайнштейн и др., 1995; Vishnivetskaya et al., 2001 Rivkina et al., 2007; Golubev,1998; Ozerskaya et al., 2004; Шатилович и др., 2010 и др.).

В частности, из вечномерзлых отложеиий различного возраста выделены и описаны бактерии Exiguobacterium sibiricum (Rodrigues et al., 2006), Psychrobacter arcticus и P. cryohalolentis (Bakermans et al., 2006), P. muriicola (Щербакова и др., 2009), Celerinaíantimonas yamalensis, Clostridium algoriphilum, Methanobacterium arcticum (Shcherbakova et al., 2005; 2011; 2013), M. veterum (Krivushin et al., 2010), которые сохранили жизнеспособность и обладали способностью к росту в широком диапазоне

о

температур (от -5 до +40 С) после криокопсервации на протяжении геологического времени до 3-х миллионов лет. В результате секвенирования

геномов бактерий Р. arcticus и Р. cryohalolentis, а также последующего

/

транскриптомного и протеомного анализа установлено наличие различных механизмов адаптации к низкотемпературным условиям существования, включая изменение текучести мембран за счет повышения доли ненасыщенных жирных кислот в липидах, увеличение синтеза осмолитов и веществ с антиоксидантной активностью. Показано, что при относительно низких и высоких температурах (-2.5 и +39°С) наблюдается значительное изменение профилей экспрессии генов этих микроорганизмов, по сравнению с их метаболизмом в температурном диапазоне 10-28°С (Bakermans et al., 2003, 2004, 2007, 2008; Bergholz et al., 2009).

Для выяснения механизмов выживаемости микроорганизмов в вечномерзлых породах необходимо установить, каким образом их клетки обеспечивают активный метаболизм и размножение в широком температурном диапазоне, а также поддержание жизнедеятельности при длительном нахождении при отрицательных температурах. Решение этой фундаментальной проблемы на молекулярном уровне способствует углубленному пониманию механизмов адаптации микроорганизмов к условиям вечной мерзлоты, а также определению возможных пространственных и временных границ существования жизни не только на Земле, но и на других планетах и космических телах криогенного типа.

Функционирование всех основных систем жизнеобеспечения клетки связано с активностью белковых молекул. Для поддержания клеточного метаболизма при длительном нахождении микроорганизмов в многолетнемерзлых отложениях их белки, и в первую очередь, ферменты, должны обладать структурными и функциональными особенностями, позволяющими им сохранять активность в условиях отрицательной температуры и ограниченного количества свободной воды (Scherer and Neuhaus, 2006). С другой стороны, способность к росту при повышении температуры среды также должна обеспечиваться белками, проявляющими активность в соответствующих условиях. Учитывая вышесказанное,

основной целью данной работы являлся поиск специфических особенностей

8

ферментов микроорганизмов из вечной мерзлоты, обеспечивающих их адаптацию к экстремальным условиям существования, на примере липолитических ферментов.

Цель и задачи исследования

Целыо нашей работы было получение и изучение холодоактивных липаз из микроорганизмов, выделенных из экосистем многолетнемерзлых отложений.

Для достижения цели решались следующие задачи:

1. Выявление жизнеспособных бактерий в составе микробных сообществ низкотемпературных рассолов (криопэгов), обладающих липолитической активностью и создание коллекции психрофильных и галофильных микроорганизмов, обладающих липолитической активностью.

2. Изучение морфологических характеристик выделенных штаммов, определение их таксономического положения.

3. Поиск в геноме P. cryohalolentis К5Т генов белков-гомологов липаз родственных микроорганизмов, амплификация этих генов, клонирование их и экспрессия в Е. coli

4. Очистка и характеристика целевых белков. Научная новизна работы

Впервые проведена оценка наличия липолитической активности у микроорганизмов, выделенных из отрицательнотемпературных рассолов (криопэгов) в вечной мерзлоте. Выделены и частично охарактеризованы чистые культуры бактерий, обладающих липолитической активностью. Впервые выделены и изучены липолитические ферменты психроактивной бактерии P. cryohalolentis К5 , выделенной из арктического криопэга. Показано, что выделенные липолитические ферменты EstPc, LiplPc и Lip2Pc являются холодоактивными и обладают рядом уникальных свойств.

Практическое значение

Полученные липолитические ферменты могут быть использованы в пищевой промышленности, в легкой промышленности, в тонком химическом синтезе и при биоремедиации сточных вод и почв.

Обычно продуцентами холодоактивных ферментов являются микроорганизмы - психрофилы, чей температурный оптимум лежит ниже 15°С. Исследователи этих ферментов часто сталкиваются с проблемой их нестабильности при более высоких температурах.

Результаты наших исследований показали, что ферменты EstPc и Lip2Pc обладают не только высокой активностью при низких температурах, но и повышенной термостабильностью при относительно высоких температурах, что делает их перспективными для применения в различных областях промышленности.

Апробация работы

Основные положения работы доложены на Международной конференция по мерзлотной микробиологии MicroPermWorkshop (Потсдам, Германия, 2010), 15-ой, 17-ой Пущипских конференциях молодых ученых «Биология-наука 21-го века» (2011, 2013), Всероссийских Молодежных школах-конференциях «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва, 2011, 2012), Международной научно-практической конференции «Постгеномные методы анализа в биологии, лабораторной и клинической медицине» (Новосибирск, 2011), Всероссийском симпозиуме «Биологически активные вещества микроорганизмов: прошлое, настоящее, будущее» (Москва, 2011), Международной конференции "EarthCryology: XXICentury" (Пущино, 2013), 10-ом международном конгрессе "Extremophiles" (Санкт-Петербург, 2014), а также на ежегодных отчетах научных лабораторий ИФХиБПП РАН (2010-2014).

Публикации

По материалам диссертации опубликовано 19 работ, в том числе в рецензируемых журналах, рекомендуемых ВАК - 2, в зарубежных рецензируемых журналах - 2, патент на изобретение РФ - 1 и 14 тезисов международных конференций.

Структура и объем работы

Диссертация изложена на 171 странице и состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 283 ссылок, содержит 30 таблицы и 42 рисунка.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

ГЛАВА 1 КРИОБИОСФЕРА КАК СРЕДА ОБИТАНИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ

1.1 Вечная мерзлота и крнопэгн: определение, строение, физико-химические условия

Вечной мерзлотой называют грунты, находящиеся, по меньшей мере, 2 года при температуре 0°С и ниже (Permafrost Subcommittee 1988, р.63). В общей сложности вечная мерзлота занимает около 26% поверхности Земли, охватывая широким поясом север Евразии и Северной Америки, где достигает мощности от 700 до 1000 метров, также встречается на свободных ото льда прибрежных территориях Антарктиды и в высокогорных районах. Вся совокупность вечномерзлых пород называется криосферой, или криолитосферой. Температура в вечномерзлых почвах Арктики варьирует от 0 до -17°С, в то время как в Антарктике от -18 до -27 °С. Возраст как Арктической так и Антарктической мерзлоты варьирует в интервале от нескольких тысяч до нескольких миллионов лет. (Gilichinsky, 2002; Gilichinsky and Rivkina, 2011).

Внутри вечномерзлых грунтов существуют различные относительно обособленные структуры . Например, талики - массив талых пород внутри мерзлой толщи, грунтовый лед - все типы льда внутри вечной мерзлоты, а также криопэги - высокоминерализованные подземные воды с постоянной отрицательной температурой (Рис. 1).

Криопэги представляют собой незамерзшие грунты и линзы свободной воды, находящиеся в толще многолетнемерзлых пород и характеризующиеся постоянно отрицательной температурой и высокой соленостью. Эти образования широко распространены в Арктике.

Происхождение криопэгов связано с промерзанием отложений морского генезиса различного возраста. Накопление донных осадков сопровождалось процессами метанообразования. Оно происходило в

условиях похолодания, шло в сублиторальной зоне моря на малых глубинах при низкой солености и положительных температурах, близких к нулю. После регрессии Полярного океана донные осадки, насыщенные водой и метаном, перешли в субаэральное состояние и промерзли. Начальный этап эпикриогенеза сопровождался миграцией и отжатием воды и газа фронтом промерзания сверху к низам горизонта. Затем шло вымораживание воды и солей из осадков, повышение минерализации остаточного раствора. Постепенно формировались локальные линзы, содержащие отрицательнотемпературный рассол - криопэги. Впоследствии горизонт морских отложений перекрыли терригенные осадки, формировавшиеся в суровом климате (Рис.1). Гидрохимический анализ криопэгов, образующихся в породах с морским типом засоления, позволяет восстановить температуру их формирования (Фотиев, 1997, 2009). Эти расчеты показали, что криогенная метаморфизация пород и подземных вод происходила при температуре ниже современных температур вмещающих пород.

Рис. 1 Схема строения структур многолетнемерзлых пород, модифицировано по Jansson and Та§, 2014.

1.2 Биоразнообразие бактерий многолетнемерзлых пород

Интенсивное изучение многолетнемерзлых пород показало наличие в них жизнеспособной микрофлоры. Было установлено, что микроорганизмы, обнаруженные в многолетнемерзлых отложениях, не привнесены извне, а

^Ледяные жилы

^Криопэги

находятся в них in situ. Возраст микроорганизмов соответствует продолжительности мерзлого состояния отложений. Наиболее древние клетки были обнаружены в многолетнемерзлых отложениях на северо-востоке Сибири (2-3 млн. лет) при температуре пород -Ю...-12°С (Shi et al. 1997).

Общее количество бактерий, определенное путем прямого счета под микроскопом составило 105-10бдля проб антарктических грунтов (Cowan et al., 2002; Gilichinsky et al., 2007), 107 для проб арктических грунтов Канады (Steven et al., 2008) и 103-108 кл/г для проб арктических грунтов Сибири (Gilichinsky et al., 2008). Количество жизнеспособных бактерий, определенное главным образом чашечным методом при посеве на богатые среды, варьировало от 0 до 106 кл/г.

Среди бактерий, выделенных из образцов вечномерзлых грунтов Колымской низменности, наиболее часто встречались коринеформные (85%) и коккоидные (5%) формы, среди которых доминировали бактерии родов Arthrobacter, Rhodococcus, Micrococcus, Deinococcus, Brevibacterium и Streptomyces. Неспорообразующие грамотрицательные палочки (12%) в большинстве своем были представлены родами Pseudomonas и Flavobacterium (Gilichinsky et al., 2008; Steven et al., 2006).

В образцах позднеплейстоценового (1.8-3 млн. лет) возраста доминировали актиномицеты, принадлежащие к родам Arthrobacter,Kocuria, Aureobacterium, Gordona, Nocardia, Rhodococcus, Mycobacterium, Nocardioides, Streptomyces и Propionibacterium (Карасев и др., 1998). Использование селективных питательных сред также позволило выделить сульфатвосстанавливающую бактерию Desulfotomaculum 5р.(Вайнштейн и др., 1995), в последствие описанную как Desulfosporosinus hippei (Vatsurina et al., 2008), нитрифицирующие бактерии родов Nitrosospira, Nitrosovibrio и Nitrobacter (Соипа и др., 1991), пурпурную несерную фотосинтезирующую бактерию рода Rhodopseudomonas (Бурашникова и Гоготов, 1994) и

спорообразующие бактерии рода Bacillus (Кузьмин и др., 1996).

14

Мезофильные актиномицеты и родственные им грамположительные бактерии преобладали в замороженных позднеплиоценовых образцах Колымской низменности. Исследование физиологических, морфологических и хемотаксономических свойств показало, что бактерии относятся к родам Arthrobacter, Kocuria, Aureobacterium, Gordona, Nocardia, Rhodococcus, Mycobacterium, Nocardioides, Streptomyces. Анаэробные бактерии были идентифицированы как Propionibacterium sp. Изучение фенотипических характеристик пигментированных бактерий, выделенных из образцов вечной мерзлоты и определенных как представители рода Brevibacterium, показало, что три выделенных штамма представляли три новых вида рода Brevibacterium (Гавриш и др., 2004). Клеточная стенка штаммов содержала маннитолтейхоевую кислоту с ранее неизвестной структурой (Potehina et al., 2003).

Исследования филогенетического разнообразия, как современных мерзлотных почв, так и многолетнемерзлых отложений, выявили значительное микробное разнообразие. Филогенетический анализ клонированных 16S рРНК последовательностей, выделенных из мерзлотных почв и многолетнемерзлых пород, позволил исследователям выявить микроорганизмы, которые были отнесены к родам Arthrobacter, Micrococcus, Brevibacterium, Streptomyces, Cellulomonas, Flavobacterium, Pseudomonas, Aeromonas, Myxococcus, Bacillus, Rhodococcus, Corynebacterium, Pseudomonas, Flavobacterium, Mycobacterium, Chloroflexus, Nitrospina, Prosthecobacter, Flexibacter, Hyphomicrobium, Azospirillum, Blastochloris, Methylosinus, Bradyrhizobium, Sphingomonas, Caulobacter, Rhodocyclus, Comamonas, Rhodoferax, Lepthotrix, Oxalobacter, Xantomonas, Methylomonas, Desulfuromonas, Rhubrobacter, Brevibacillus (Spirina et. al., 2003; Trotsenko and Khmelenina, 2005).

1.3 Биоразнообразие прокариот в криопэгах Колымская низменность Впервые микробным разнообразием криопэгов заинтересовались в конце XX века. Общая численность микроорганизмов в криопэгах, определенная

у

методом прямого счета, составляла в образцах Колымской низменности 10 кл/мл, что соответствует обычным природным водным местообитаниям и общей численности микроорганизмов в мерзлых породах (УогоЬуоуа е1 а1., 1997).

Позднее, методом предельных разведений было показано, что численность микроорганизмов в криопэгах Колымской низменности

2 4 3 8

составляет 10 - 10 кл/мл, в то время как в окружающих породах 10 - 10 кл/г (СШсЫшку е1 а1., 2005). Численность анаэробных групп микроорганизмов (гетеротрофов, метаногенов, ацетогенов и сульфатредукторов) в криопэгах находилась в пределах от десятков кл/мл (ацетогены) до 2x106 кл/мл (сульфатредукторы). Максимальная численность отмечалась при температуре культивирования 5°С, а при 18°С она падала на 1-3 порядка (Табл. 1), что, в целом, указывает на психрофильный характер анаэробного сообщества (Гиличинский и др., 2003).

Численность культивируемых аэробных бактерий, 80-95% которых были представлены грамположительными непигментированными палочками и кокками, колебалась в криопэгах от сотен до сотен тысяч клеток в 1 мл

^ 3

воды (Табл. 2), а во вмещающих морских отложениях составляла 10"-10 кл/г породы.

Таблица 1. Численность анаэробных жизнеспособных прокариот различных физиологических групп в образцах криопэгов (Гиличинский и др., 2003; Печерицына и др., 2007)._

Численность микроорганизмов при различных температурах (°С) культивирования, кл/мл

№ скважины, Минерализация, Анаэробные СВБ** Ацетогены Метаногены

минерализация среды, г/л Общий счет* гетеротрофы

образца, г/л 5-6 15-18 5-6 15-18 5-6 15-18 5-6 15-18

Солымская низменность

14/99, 163.0 5 1 -1 й £Х1 А7 2x102 2хЮ2 2хЮ6 2x10" 10 0 1хЮ2 0

100 Z. J-O.Dx 1 и 0 0 2хЮ6 2x10' 0 10 0 0

15/99, 156.0 5 2x102 0 2хЮ5 2x103 1хЮ2 0 0 0

100 Z.J-0.DX 1U 0 0 2хЮ6 0 0 0 0 0

Полуостров Варандей

21, 9.3 5 о о.. 1 г\8 106 10 10 10 0 0 10 10

40 Ö.ZXIU 5х103 ю2 10 50 0 0 0 0

; Полуостров Ямал

Устье р. Ярояха, 50 4.2x10' 2x103 2x103 0 10 0 2x102 2x102 0

56,2

Пойма р. 80 3.2x106 2x104 2x105 2x103 2x103 2x10 2x10 2x10 0

Ярояха, 77,2 2x108

Бованенковское 18 8.2x108 2x10 2x104 2x103 0 10 0 0

газовое

месторождение,

14,6

* - методом окрашивания с DAPI; **- сульфатвосстанавливающие бактерии

Таблица 2. Численность аэробных гетеротрофных прокариот в образцах криопэгов (Гиличинский и др., 2003; Печерицына и др., 2007).___

Общий счет, Жизнеспособные культивируемые микроорганизмы при различных температурах (°С) культивирования, кл/мл

№ скважины Минерализация образца г/л кл/мл -2 5 20 37

Колымская низменность

14/99 163 107 5хЮ4 6хЮ5 2хЮ6

15/99 156 107 9x102 6x104 8хЮ3 н.о.

16/99 121 107 2хЮ4 5хЮ5 7x104

17/99 153 107 0 1хЮ2 7х 101

Варандейский полуостров

3 11 3,5x10" н.о. 7x105 9,7x10' 4,3x104

10 6 3,5хЮ8 н.о. 2,1хЮ6 8хЮ5 1,5хЮ4

21 9 8,2хЮ8 6,3 х 105 3,5х107 4x107 5,5хЮ5

25 19 3,5хЮ8 н.о. 4,5хЮ6 2,4x106 1,1хЮ3

Результатом изучения анаэробных процессов в криопэгах на Колымской низменности явилось выделение анаэробных штаммов 14D1 и 14F Clostridium sp. и двух аэробных штаммов1р8 и 2pS, относящихся к роду Psychrobacter. Штамм 2pS обладал оптимальной температурой роста в диапазоне температур 16-18°С с оптимумом рН 6,5-7,5 и оптимум NaCl для роста составил 3-8 г/л. Филогенетический анализ позволил описать штамм 2pST как новый вид 'Psychrobacter muriicola' sp. nov. (Щербакова и др., 2009). Исследование клостридиальных штаммов методами полифазной таксономии позволило описать новый вид бактерий Clostridium algoriphilum с типовым штаммом 14D1T, являющийся спорообразующим облигатным психрофилом, способным расти на средах, богатых сахаридами и дисахаридами в температурном диапазоне от -5 до 20°С с оптимумом роста при 5-6°С (Shcherbakova, et. al., 2005).

В пробах колымских криопэгов Карин Бакерманс с соавторами обнаружила 17 филотипов бактерий, близкородственных родам Psychrobacter, Arthrobacter, Frigoribacterium, Subterricola, Microbacterium, Rhodococcus, Erwinia, Paenibacillus и Bacillus (Bakermans et al., 2003). Штаммы родов Psychrobacter, Frigoribacterium, Paenibacillus и Rhodococcus ранее часто выделяли из арктической и антарктической морской воды (Brambilla et al., 2001; Christner et al., 2001; Mergaert et al., 2001). В дальнейшем штамм K5 , выделенный из криопэга Колымской низменности, был описан как Psychrobacter ciyohalolentis sp. nov. (Bakermans et al., 2006).

Варандейский полуостров

В отличие от высокоминерализованных криопэгов Колымской низменности криопэги Варандейского полуострова являются распресненными.

В ходе изучения микробных сообществ Варандейского полуострова было показано, что численность аэробных гетеротрофных бактерий, определенная с использованием универсальной среды 5/5, варьировала от

десятков тысяч до десятков миллионов клеток в 1 мл (Табл. 2) в зависимости от температуры инкубации (Печерицына, 2007).

Численность микроорганизмов из рассолов Варандейского полуострова, определенная путем прямого счета, составила 3,5хЮ8кл/мл и это значение на порядок выше, чем в криопэгах Колымской низменности (Печерицына и др., 2007). Как и в случае с аэробами, количество жизнеспособных анаэробных бактерий, определенное при 5°С, практически не отличалось от количества, определенного при 20°С (Табл. 1). Сульфатредукторы были представлены сотнями клеток в 1 мл образца, метаногены - десятками. Ацетогенных бактерий выявлено не было. Учет на средах с повышенным содержанием NaCl показал присутствие галотолерантных представителей соответствующих групп бактерий в количестве, на порядок меньшем, чем количество бактерий, полученное при посеве на пресные среды (Табл. 1).

Из криопэга Варандейского полуострова была выделена

сульфатвосстанавливающая бактерия штамм В15 , клетки которой

представляли собой грамотрицательные подвижные вибрионы (Pecheritsyna

et al., 2012). Штамм содержал бисульфитредуктазу и рос при температуре от -

2 до 28°С (оптимум 24°С), не требовал NaCl для роста. Новая бактерия

использовала Н2, лактат, формиат, этанол, пируват и холин как доноры

электронов и сульфат, сульфит, тиосульфат, S0, диметилсульфоксид и Fe(IIl)

в качестве акцепторов электронов. Данные филогенетического анализа гена

16S рРНК и уровень ДНК-ДНК гибридизации с ближайшим родственным

организмом Desulfovibrio idahonensis CY1T позволили убедительно доказать,

что новая бактерия представляет собой новый психротолерантный вид рода

т

Desulfovibrio D. arcticus с типовым видом В15 .

Таким образом, микробиологический анализ высокоминерализованных

криопэгов Колымской низменности и распресненных криопэгов

Варандейского полуострова показал, что обитателями этих экосистем

являются психрофильные галотолерантиые сообщества. В первом случае

20

преобладали анаэробные микроорганизмы, а во втором - основную часть популяции представляли аэробы. Эти различия, возможно, связаны с полной изолированностью Колымских криопэгов от влияния внешних факторов в течение геологического времени, в то время как в молодые Варандейские криопэги с пресными поверхностными водами периодически поступает кислород.

1.4 Характеристика рода Psychrobacter

Бактерии рода Psychrobacter являются группой микроорганизмов, часто выделяемой из холодных местообитаний, в том числе из криопэгов (Bakermans et al., 2006; Щербакова и др., 2009). Для многих видов этого рода показано наличие липолитических ферментов, включая холодоактивные (Kulakova et al., 2004; Chen et al., 2011 и др.) Поэтому представители этого рода являются перспективной группой психроактивных бактерий для обнаружения и изучения липолитических ферментов. Этот род объединяет грамотрицательные, неподвижные, строго аэробные, хемоорганотрофные, преимущественно психротолерантные и галотолерантные, неподвижные грамотрицательные кокки и коккобациллы (Bowman, 2006), выделенные из разнообразных источников - от ледников до клинических образцов. В последнее время этот род наиболее интенсивно пополнился новыми видами, благодаря использованию филогенетического анализа по гену 16S рРНК. Исследования разнообразных экониш продемонстрировали, что бактерии Psychrobacter sp. является эволюционно успешной группой, обладающей высоким адаптационным потенциалом.

Таксономия и филогения. Первый вид рода, Psychrobacter immobilis,

был описан в 1986 (Juni and Heym, 1986) на основе группы штаммов,

морфологически похожих на Moraxella и Acinetobacter. Эти штаммы,

выделенные из морской воды, чешуи и жабр рыб, были сгруппированы на

основании фенотипических признаков и взаимной компетентности к

генетической трансформации. К настоящему времени род включает 35 видов,

объединенных на основе данных филогенетического анализа и общности

21

физиолого-биохимических признаков. Филогенетическое расположение этих видов внутри рода представлено на Рис. 2. Некоторые виды встречаются в парах, например, P. sitbmarimis и Р. marineóla, обладают очень схожими последовательностями генов 16S рРНК и, таким образом, их сравнение, может представлять только предварительное заключение о таксономическом статусе внутри рода. Род Psychrobacter на основе данных анализа гена 16S рРНК был отнесен к семейству Moraxellaceae в рамках класса у-Proteobacteria (Bowman, 2002).

Виды Psychrobacter характеризуются содержанием Г+Ц пар в ДНК от 41 до 51 мол.%, что сближает его с другими родами семейства Moraxellaceae. К общим фенотипическим признакам, отличающим род Psychrobacter от близких родов Moraxella и Acinetobacter, относятся такие диагностические признаки, как положительный тест на оксидазу, способность к росту при 4°С и в присутствии 6% NaCl, а также преимущественная распространенность в морских местообитаниях.

Представители рода Psychrobacter образуют белые или кремовые,

гладкие округлые колонии с ровным краем и маслянистой консистенцией

(Bowman, 2006). Размеры клеток колеблются в пределах 0,4-2,0 мкм в длину

и 0,4-1,6 мкм в толщину. Покоящихся форм не образуют. Большинство видов

не использует такие сложные субстраты, как полисахариды и белки.

Некоторые штаммы P. jeotgali, P. phenilpiriivicus и P. pulmonis требуют для

роста стимулирующие добавки (дрожжевой экстракт, лошадиная сыворотка).

Представители рода обычно не используют углеводы, наиболее часто

используемыми субстратами являются органические кислоты и

аминокислоты. Бактерии Psychrobacter sp. часто проявляют значительную

липазную активность (Bowman et al., 1996; Arpigny et al., 1997;Yumoto et al.,

2003; Kulakova et al., 2004; Zeng et al., 2004; Chen et al., 2011; Xuezheng et al.,

2010; Zhang et al., 2007). Также они способны утилизировать некоторые

субстраты, не используемые большинством грамотрицательных бактерий.

Так P. urativorans (Bowman et al., 1996) и другие виды, выделенные из

22

орнитогенных почв, способны утилизировать мочевую кислоту в качестве единственного источника углерода, азота и энергии. Виды Psychrobacter sp. отличаются способностью расти при низких температурах и толерантностью к широкому диапазону солености среды. Некоторые виды являются галофильными или их рост стимулируется ионами натрия, другие могут расти без добавления соли. Эти фенотипические характеристики, наряду с данными анализа гена 16S рРНК и ДНК-ДНК гибридизации, позволяют дифференцировать виды внутри рода. Все представители рода являются нейтрофилами с ростом при pH 6,0 - 8,0.

Хемотаксономия. Для липидных профилей видов рода Psychrobacter характерны мононенасыщенные жирные кислоты: пальмитиновая кислота (Ci6:iA7c)> гептадецеиовая кислота (Ci7:iA8c) и олеиновая кислота (Cib:ia9c)-Олеиновая кислота может служить хемотаксономическим маркером рода. Преобладание мононенасыщенных жирных кислот (до 85%), вероятно, служит адаптацией к росту при низких температурах (Russel and Hamamoto, 1998; Щербакова и др., 2009). Среди других жирных кислот чаще всего обнаруживают октадекановую (Ci8:o) и 3-гидроксидодекановую (Ci2:o зон)-

Psychrobacter sp. из многолетнемерзлых отложений. Как было сказано выше, многие Psychrobacter spp. выделены из морских местообитаний с постоянно низкой температурой. В 2001-2002 гг. были обнаружены первые представители этого рода в многолетнемерзлых отложениях (Vishnevetskaya et al., 2006) и криопэгах российской Арктики (Gilichinsky et al., 2003; Гиличинский и др., 2003). Позднее выделенные из вечномерзлых отложений Сибири штаммы были описаны в качестве типовых штаммов новых видов P. cryohalolentis, Р. arcticus (Bakermans et al., 2006) и 'P. muriicola' (Щербакова и др., 2009). В Таблице 3 представлены физиологические и биохимические характеристики арктических видов психробактеров. Следует отметить, что все бактерии могут расти при отрицательной температуре культивирования и не растут при температуре

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Новотоцкая-Власова, Ксения Александровна, 2015 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Бурашникова E.H., Гоготов И.Н. Пурпурная несерная бактерия, выделенная из древней вечной мерзлоты на Колымской низменности// Микробиология. - 1994. - Т. 63. - С. 868-875.

2. Вайнштейн, М.Б., Гоготова, Г.И. и Хиппе, X. Сульфатредуцирующая бактерия из вечной мерзлоты // Микробиология. - 1995. - Т. 64. - С. 514-518.

3. Гавриш Е. Ю., Краузова В. И., Потехина Н.В., Карасев С.Г., Плотникова Е.Г., Алтынцева О.В., Коростелева J1.A., Евтушенко Л.И. Три новых вида 6pQBn6aKTQpnn-Brevibacterium antiquum sp. nov., Brevibacterium aurantiacum sp. nov. и Brevibacterium permense sp. nov. // Микробиология. - T.73. - С. - 218-225.

4. Гиличинский Д.А., Ривкина Е.М., Щербакова В.А., Лауринавичюс К.С., Комаров И.А., Волков Н.Г. Криопэги и их обитатели - модель для астробиологии // Криосфера Земли. - 2003. - Т. VII. - № 3. - С. 73-84.

5. Гиличинский Д.А., Хлебникова Г.М., Звягинцев Д.Г. Микробиологические характеристики при изучении осадочных пород криолитозоны // Изв. АН СССР, Сер. геолог. - 1989. - Т. 6. - С. 103-115.

6. Гулевский А.К., Релина Л.И. Антифриз.ные белки. Сообщение II. Распространение в природе// Проблемы криобиологии. - 2009. - Т. 19. -С.121-136.

7. Добровольская Т.Г., И.Н. Скворцов, Л.В. Лысак. Методы выделения и идентификации бактерий. - 1989. - С. 72.

8. Звягинцев Д.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии. -1991.-С. 303.

9. Карасев С.Г., Турина Л.В., Гавриш Е.Ю., Аданин В.М., Гиличинский Д.А., Евтушенко Л.И. Жизнеспособные актинобактерии из древних вечномерзлых отложений Сибири // Криосфера Земли. -1998.-Т.П.-С. 69-75.

10. Кузьмин Н.П., Дуда В.И., ИГершунов И.Н., Томашевский А.Ю., Лысенко A.M., Гиличинский Д.А. Бациллы из древних слоев почв сибирской вечной мерзлоты // Труды международной конференции "Микробное разнообразие: текущая ситуация, стратегии сохранения и экологические аспекты". - 1996. - С. 191-192.

11. Печерицына С.А., В.А. Щербакова, А.Л. Холодов, В.Н. Акимов, Т.Н. Абашина, Н.Е. Сузина и Е.М. Ривкина. Микробиологический анализ криопэгов Варандейского полуострова на побережье Баренцева моря // Микробиология. - 2007. - Т. 76. - С. 694-701.

12. Соина B.C., Лебедева Е.В., Голышина О.В., Федородов-Давыдов Д.Г., Гиличинский Д.А. Нитрифицирующие бактерии из многолетнемерзлых отложений Колымской низменности // Микробиология. - 1991. - Т. 60. - С. 187-190.

150

13. Фотиев С.М. Гидрохимический метод оценки палеотемпературы пород на Арктическом побережье // Криосфера Земли. - 1997. - Т.1. -С.29-35.

14. Фотиев С.М. Криогенный метаморфизм пород и подземных вод // Академическое издательство «ГЕО». - 2009. - С.277.

15. Шатилович А.В., J1.A. Шмакова, С.В. Губин и Д.А. Гиличинский. Жизнеспособные простейшие в вечной мерзлоте Арктики // Криосфера Земли. - 2010. - Т.14. - С. 69-78.

16. Щербакова В., Н. Чувильская, Е. Ривкина, К.Лауринавичус, С. Суетин, С. Печерицина, А. Лысенко, Д. Гиличинский. Новая галотолерантная бактерия из криопэга в вечной мерзлоте: описание Psychrobacter muriicola sp. nov. // Микробиология. - 2009. - Т. 78. - С. 98-105.

17. Abdou AM. Purification and partial characterization of psychrotrophic Serratia marcescens lipase // Journal of Dairy Science. - 2003. - V. 86. - P. 127-132.

18. Aghajari N., G. Feller, C. Gerday, Haser R. Structures of the psychrophilic Alteromonas haloplanctis 0±-amylase give insights into cold adaptation at a molecular level // Structure. - 1998. - V. 6. - P. 1503-1516.

19. Akbari N., K. Khajeh, S. Rezaie, S. Mirdamadi, M. Shavandi, N. Ghaemi High-level expression of lipase in Escherichia coli and recovery of active recombinant enzyme through in vitro refolding // Protein Expres. Purif. - 2010. - V. 70. - P. 75-80.

20. Alford JA., Pierce DA. Lipolytic activity of microorganisms at low and intermediate temperatures. Activity of microbial lipases at temperatures below 0°C //J. Food Sci. - 1961. - V. 26. - P. 518-524.

21. Alquati C., De Gioia L., Santarossa G., Alberghina L., Fantucci P., Lotti M. The cold-active lipase of Pseudomonas fragi: Heterologous expression, biochemical characterization and molecular modeling // Eur. J. Biochem. - 2002. - V. 269. - P. 3321-3328.

22. Anderson E.M., Larsson K.M., Kirk O. One biocatalyst - many applications: the use of Candida antarctica B-lipase in organic synthesis // Biocatalysis Biotransform. - 1998. -V. 16. - P. 181-204.

23. Andersson R.E. Microbial lipolysis at low temperatures // Appl. Environ. Microbiol. - 1980. - V. 39. - P. 36-40.

24. Angkawidjaja C., Matsumura H., Koga Y., Takano K., Kanaya S. X-ray crystallographic and MD simulation studies on the mechanism of interfacial activation of a family 1.3 lipase with two lids // J. Mol. Biol. -2010.-V. 400.-P. 82-95.

25. Aoyama S., Yoshida N., Inouye S.. Cloning, sequencing and expression of the lipase gene from Pseudomonas fragi IFO-12049 in E. coli // FEBS Lett. - 1988. - V. 242. - P. 36-40.

26. Arpigny J., Feller G., Gerday C. Corrigendum to" Cloning, sequence and structural features of a lipase from the Antarctic facultative psychrophile

Psychrobacter immobilis BIO // Biochim Biophys Acta. - V. 1171 - (1993) 1995.-P. 331-333: 103.

27. Arpigny J.L., Feller G., Gerday C. Cloning, sequence and structural features of a lipase from the Antarctic facultative psychrophile Psychrobacter immobilis BIO // Biochim Biophys Acta. - 1993. - V. 1171. -P. 331-333.

28. Arpigny J.L., Jaeger K.E. Bacterial lipolytic enzymes: classification and properties // Biochem. J. - 1999. - V. 343. - P.177-183.

29. Arpigny J.L., Lamotte J., Gerday C. Molecular adaptation to cold of an Antarctic bacterial lipase // J. Mol. Catal. B Enzymol. - 1997. - V. 3. - P. 29-35.

30. AuriliaV., Rioux-Dube J.F., Marabotti A., Pezolet M., D'Auria S. Structure and dynamics of cold-adapted enzymes as investigated by FT-IR spectroscopy and MD. The case of an esterase from Pseudoalteromonas haloplanktis II J. Phys. Chem. B. - 2009. - V. 113. - P. 7753-7761.

31. Ayala-del-Rio H., P. Chain, J. Grzymski, M. Ponder, N. Ivanova, P. Bergholz, G. Bartolo, L. Hauser, M. Land and C. Bakermans. The genome sequence of Psychrobacter arcticus 273-4, a psychroactive Siberian permafrost bacterium, reveals mechanisms for adaptation to low-temperature growth // Appl. Environ. Microbiol. - 2010. - V. 76. - P. 2304-2312.

32. Babu M.M., Priya M.L., Selvan A.T., Madera M., Gough J., Aravind L. and Sankaran K. A database of bacterial lipoproteins (DOLOP) with functional assignments to predicted lipoproteins // J. Bacteriol. - 2006. - V. 188.-P. 2761-2773.

33. Bakermans C. and K. H. Nealson. Relationship of critical temperature to macromolecular synthesis and growth yield in Psychrobacter cryopegella IIJ Bacteriol. - 2004. - V. 186. - P. 2340-5.

34. Bakermans C., Ayala-del-Rho H.L., Ponder M.A., Vishnivetskaya T., Gilichinsky D., Thomashow M.F. and Tiedje J.M. Psychrobacter cryohalolentis sp. nov. and Psychrobacter arcticus sp. nov., isolated from Siberian permafrost // Int. J. Syst. Evol Bacteriol. - 2006. - V. 56. - P. 12851291.

35. Bakermans C., R.E. Sloup, D.G. Zarka, J.M. Tiedje and M.F. Thomashow. Development and use of genetic system to identify genes required for efficient low-temperature growth of Psychrobacter arcticus 273-4 // Extremophiles.- 2008. - V. 13. - P. 21-30.

36. Bakermans C., S.L. Tollaksen, C.S. Giometti, C. Wilkerson, J.M. Tiedje and M.F. Thomashow. Proteomic analysis of Psychrobacter ciyohalolentis K5T during growth at subzero temperatures // Extremophiles. -2007.-V. 11.-P. 343-54.

37. Bakermans C., Tsapin A., Souza-Egipsy V., Gilichinsky D. and Nealson K. Reproduction and metabolism at- 10°C of bacteria isolated from Siberian permafrost // Environ. Microbiol. - 2003. - V. 5. - P. 321-326.

38. Becker W.M., Reece J.B. and M.F. Poenie. // The World of the Cell 3rd Ed. - Benjamin/Cummings, 1996.

39. Beisson F., A. Tiss, C. Riviere and R. Verger. Methods for lipase detection and assay: a critical review // Eur. J. Lipid Sci. Technol. - 2000. -V. 102. - P. 133-153.

40. Bergholz P.W., C. Bakermans and J.M. Tiedje. Psychrobacter arcticus 273-4 uses resource efficiency and molecular motion adaptations for subzero temperature growth // J. bacteriol. - 2009. - V. 191. - P. 2340.

41. Berlemont R., M. Delsaute, F. Angiono, G. Feller, M. Galleni and P. Power. Exploring the Antarctic soil metagenome as a source of novel cold-adapted enzymes and genetic mobile elements // Revista Argentina de microbiologia. - 2011. - V. 43. - P. 94-103.

42. Borders C.L., Broadwater J.A., Bekeny P.A., Salmon J.E., Lee A.S., Eldridge A.M. and Pett V.B. A structural role for arginine in proteins: multiple hydrogen bonds to backbone carbonyl oxygens // Protein Sci. -1994.-V.3-P. 541-548.

43. Bornscheuer U.T. Microbial carboxyl esterases: classification, properties and application in biocatalysis // FEMS Microbiol. Rev. - 2002. -V. 26.-P. 73-81.

44. Bousquet M.P., Willemot R.M., Monsan P., Boures E. Lipase catalyzed -butylglucoside lactate synthesis in organic solvent for dermo-cosmetic application // J. Biotechnol. - 1999. - V. 68. - P. 61.

45. Bowman J.P., Cavanagh J., Austin J.J. and Sanderson K. Novel Psychrobacter species from Antarctic ornithogenic soils // Int. J. Syst. Bacteriol. - 1996. - V. 46. - P. 841-848.

46. Bowman J.P., Nichols S.S. and McMeekin T.A. Psychrobacter glacincola sp.nov., a halotolerant, psychrophilic bacterium isolated from Antarctic sea ice // System. Appl. Microbiol. - 1997. - V. 20. - P. 209-215.

47. Bowman, J. P. The genus Psychrobacter // In The Prokaryotes Ed M. Dworkin. - New York: Springer, 2005. - P. 920-930.

48. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities protein utilizing the principle of protein dye binding // Anal. Biochem. - 1976. - V. 72. - P. 248-254.

49. Brambilla E., H. Hippe, A. Hagelstein, B. J. Tindall and E. Stackebrandt. 16S RNA diversity of cultured and uncultured Prokaryotes of a mat sample from lake Fryxell, McMurdo Dry Valleys, Antarctica // Extremophiles. - 2001. - V. 5. - P. 23-33.

50. Braun V. and Wu H.C. Lipoproteins, structure, function, biosynthesis and models for protein export // In J.-M. Ghuysen and R.Hakenback (ed.), Bacterial cell wall. - Elsevier. Amsterdam, 1993. - V. 27 - P. 319-342.

51. Breg J.N., Sarda L., Cozzone P.J., Rugani N., Boelens R., Kaptein R. Solution structure of porcine pancreatic procolipase as determined from 1H homonuclear two-dimensional and three-dimensional NMR // Eur. J. Biochem. - 1995. - V. 227. - P. 663-672.

52. Breuil C., Kushner D.J. Lipase and esterase formation by psychrophilic and mesophilic Acinetobacter species // Can. J. Microbiol. -1975.-V. 21.-P. 423^433.

53. Buchholz K., Kasche V., Bornscheuer U.T. Enzymes in organic chemistry // In: Biocatalysts and enzyme technology. - Weinheim, 2005. - P. 127-131.

54. Cai Y.D., Zhou G.P., Jen C.H., Lin S.L., Chou K.C. Identify catalytic triads of serine hydrolases by support vector machines // J. Theor. Biol. -2004.-V. 228.-P. 551-557.

55. Carr P.D., Ollis D.L. a/p hydrolase fold: an update // Prot. Pep. Lett. -2009.- V. 16.-P. 1137-1148.

56. Casanueva A., M. Tuffin, C. Cary and D.A. Cowan. Molecular adaptations to psychrophily: the impact of omic technologies // Trends Microbiol. - 2010. - V. 18. - P. 374-381.

57. Cavicchioli R., K. Siddiqui, Andrews D., Sowers K. Low-temperature extremophiles and their applications // Curr. Opin. Biotechnol. - 2002. - V. 13.-P. 253-261.

58. Cavicchioli R., Siddiqui K. Cold adapted enzymes // In: A Pandey, C Webb, CR Soccol, C Larroche (eds) Enzyme Technology. - Asiatech Publishers. India, 2004. - P. 615-638.

59. Chakraborty K. and Paulraj R. Purification and biochemical characterization of an extracellular lipase from Pseudomonas fluorescens MTCC 2421 // J. Agric. Food Chem. - 2009. - V.57. - P. 3859-3866.

60. Chang H., Liao H., Lee C., Shieh C. Optimized synthesis of lipase catalyzed biodiesel by Novozym 435 // J. Chem. Tech. Biotech. - 2004. - V. 80.-P. 307-312.

61. Chattopadhyay M. and M. Jagannadham. Maintenance of membrane fluidity in Antarctic bacteria // Polar Biology. 2001. V. 24. P. 386-388.

62. Chattopadhyay M.K. Mechanism of bacterial adaptation to low temperature // J. Biosci. - 2006. - V. 31. - P. 157-165.

63. Chattopadhyay M.K., Jagannadham M.V., Vairamani M. and Shivaji S. Carotenoid pigments of an antarctic psychrotrophic bacterium Micrococcus roseus: temperature dependent biosynthesis, structure and interaction with synthetic membranes // Biochem. Biophys. Res. Commun. -1997.-V. 239.-P. 85-90.

64. Che S., L. Song, W. Song, M. Yang, G. Liu and Xuezheng L. Complete genome sequence of Antarctic bacterium Psychrobactcr sp. strain G // Genome announcements. - 2013. - V. 1. - P. e00725-13.

65. Chen C.K., Lee G.C., Ko T.P., Guo R.T., Huang L.M., Liu H.J., Ho Y.F., Shaw J.F., Wang A.H. Structure of the alkalohyperthermophilic Archacoglobus fulgidus lipase contains a unique C-terminal domain essential for long-chain substrate binding // J. Mol. Biol. - 2009. - V. 390. -P. 672-685.

66. Chen R., Guo L., Dang H. Gene cloning, expression and characterization of a cold-adapted lipase from a psychrophilic deep-sea bacterium Psychrobacter sp. CI8 // World J. Microbiol. Biotechnol. - 2011. -V. 27.-P. 431-441.

67. Cheng M., Angkawidjaja C., Koga Y. and Kanaya S. Requirement of Lid2 for interfacial activation of a Family I. 3 lipase with unique two lid structures // FEBS J. - 2012. - V. 279. - P. 3727-3737.

68. Chihara-Siomi M., Yoshikawa K., Oshima-Hirayama N., Yamamoto K., Sogabe Y., Nakatani T., Nishioka T., Oda J. Purification, molecular cloning, and expression of lipase from Pseudomonas aeruginosa II Arch. Biochem. Biophys. - 1992. - V. 296. - P. 505-513.

69. Chintalapati S., M.D. Kiran and S. Shivaji. Role of membrane lipid fatty acids in cold adaptation // Cell. Mol. Biol. (Noisy-le-Grand, France). -2004. - V. 50. - P. 631-642.

70. Choo D.W., Kurihara T., Suzuki T., Soda K., Esaki N. A cold-adapted lipase on an Alaskan psychrotroph, Pseudomonas sp. strain Bll-1: gene cloning and enzyme purification and characterization // Appl. Environ. Microbiol. - 1998. - V. 64. P. - 486-491.

71. Chow K.C. and Tung W.L. Overexpression of dna K/dna J and gro EL confers freeze tolerance to Escherichia coli II Biochem. Biophys. Res. Commun. - 1998. - V. 253. - P. 502-505.

72. Christner B.C., B.H. Kvitko II and J.N. Reeve. Molecular identification of bacteria and eukarya inhabiting an Antarctic cryoconite hole//Extremophiles. - '2003. - V. 7. - P. 177-183.

73. Coenen T.M., Aughton P., Verhagan H. Safety evaluation of lipase derived from Rhizopus oryzae: Summary of toxicological data//Food Chem. Toxicol. - 1997. - V. 35. - P. 315-22.

74. Collins T., Meuwis M.A., Gerday C. and Feller G. Activity, stability and flexibility in glycosidases adapted to extreme thermal environments // J. Mol. Biol. - 2003. - V. 328. - P. 419^128.

75. Collins T., Meuwis M.A., Stals I., Claeyssens M., Feller G., Gerday C. A novel Family 8 xylanase. functional and physicochemical characterization // J. Biol. Chem. - 2002. - V. 277. - P. 35133-35139.

76. Cowan D.A., Russell N., Mamais A., Sheppard D.M. Antarctic Dry Valley mineral soils contain unexpectedly high levels of microbial biomass // Extremophiles. - 2002. - V. 6. - P. 431^136.

77. Cygler M., Schrag J.D. Structure and conformational flexibility of Candida rugosa lipase // (BBA)-Mol. Cell Biol. Lipids. - 1999. - V. 1441. -P. 205-214.

78. Cygler M., Schrag J.D. Structure as basis for understanding interfacial properties of lipases // Methods in Enzymol. - 1997. - V. 284. - P. 3-27.

79. D'Amico S., Marx J.C., Gerday C. and Feller G. Activity-stability relationships in extremophilic enzymes // J. Biol. Chem. - 2003. - V. 278. -P. 7891-7896.

80. D'Amico S., P. Claverie, T. Collins, Georlette D., Gratia E., Hoyoux A., Meuwis MA., Feller G., Gerday C. Molecular basis of cold adaptation // Philosophical Transactions B. - 2002. - V. 357. - P. 917.

81. De Santi C., Tutino M.L., Mandrich L., Giuliani M., Parrilli E., Del Vecchio P., De Pascale D. The hormone-sensitive lipase from Psychrobacter sp. TA144: New insight in the structural/functional characterization // Biochimie. - 2010. - V. 92. - P. 949-957.

82. DeVries A.L. and Wohlschlag, D.E. Freezing resistance in some Antarctic fishes // Science. - 1969. - V. 163 - P.1073-1075.

83. Dieckelmann M., Johnson L.A., Beacham I.R. The diversity of lipases from psychrotrophic strains of Pseudomonas: A Novel Lipase from a highly lipolytic strain of Pseudomonas fluorescens II J. Appl. Microbiol. - 1998. -V. 85. - P. 527-536.

84. Duman J.G. and T.M. Olsen. Thermal hysteresis protein activity in Bacteria, Fungi, and phylogenetically diverse plants // Cryobiol. - 1993. - V. 30. - P. 322-328

85. El Khattabi M., P. Van Gelder, W. Bitter, J. Tommassen. Role of the lipase-specific foldase of Burkholderia glumae as a steric chaperone // J. Biol. Chem. - 2000. - V. 275. - P. 26885-26891.

86. Ericsson D.J., Kasrayan A., Johansson P., Bergfors T., Sandstrom A.G., Backvall J.E., Mowbray S.L. X-ray structure of Candida antarctica lipase A shows a novel lid structure and a likely mode of interfacial activation // J. Mol. Biol. - 2008. - V. 376. - P. 109-119.

87. Feller G. and C. Gerday. Psychrophilic enzymes: hot topics in cold adaptation // Nature Rev. Microbiol. - 2003. - V. 1. - P. 200-208.

88. Feller G. and C. Gerday. Psychrophilic enzymes: molecular basis of cold adaptation // Cell. Mol. Life Sci. CMLS. - 1997. - V. 53 - P. 830-841.

89. Feller G., Narinx E., Arpigny J.L., Aittaleb M., Baise E., Geniot S., Gerday C. Enzymes from psychrophilic organisms // FEMS Microbiol. Rev. - 1996. -V. 18. - P. 189 -202.

90. Feller G., Thiry M., Arpigny J.L., Gerday C. Cloning and expression in Escherichia coli of three Lipase encoding genes from the psychrotrophic Antarctic strain Moraxella TA 144 // Gene. - 1991. - V. 102. - P. 111-115.

91. Feller G., Thiry M., Arpigny J.L., Mergeay M. and Gerday C. Lipases from psychrotrophic antarctic bacteria // FEMS Microbial. Lett. - 1990. - V. 66. - P. 239-244.

92. Ferrer M., Angeles Cruces M., Plou F.J., Bernabé M., Ballesteros A. A simple procedure for the regioselective synthesis of fatty acid esters of maltose, leucrose, maltotriose and n-dodecyl maltosides // Tetrahedron. -2000.-V. 56. - P. 4053^1061.

93. Fields P.A. and Somero G.N. Hot spots in cold adaptation: localized increases in conformational flexibility in lactate dehydrogenase A4 orthologs of Antarctic notothenioid fishes // Proc. Nat. Acad. Sci. - 1998. -V. 95.-P. 11476-11481.

94. Filloux A. The underlying mechanisms of type II protein secretion // Biochim. Biophys. Acta. - 2004. - V.1694. - P. 163-179.

95. Fojan P., Jonson P.H., Petersen M.T., Petersen S.B. What distinguishes an esterase from a lipase: A novel structural approach // Biochimie. - 2000. - V. 82. - P. 1033-1041.

96. Ganapati D.Y., Piyush S.L. Lipase catalyzed transesteriflcation of methyl acetoacetate with n-butanol // J. Mol. Cat. В Enzy. - 2005. - V.32. -P. 107-113.

97. Gao В., Xu Т., Lin J., Zhang L., Su E., Jiang Z., Wei D. Improving the catalytic activity of lipase LipK107 from Proteus sp. by site-directed mutagenesis in the lid domain based on computer simulation // J. Mol. Catalysis B: Enzymatic. - 2011. - V. 68. - P. 286-291.

98. Gatti-Lafranconi P., Caldarazzo S.M., Villa A., Alberghina L. and Lotti M. Unscrambling thermal stability and temperature adaptation in evolved variants of a cold-active lipase // FEBS letters. - 2008. -V. 582. - P. 2313-2318.

99. Georlette D., Blaise V., Collins Т., D'Amico S., Gratia E., Hoyoux A., Marx J.C., Sonan G., Feller G., Gerday C. Some like it cold: biocatalysis at low temperatures //FEMS Microbiol. Rev. - 2004. - V. 28. - P. 25-42.

100. Gerday C., Aittaleb M., Bentahir M., Chessa J.P., Claverie P., Collins Т., D'Amico S., Dumont J., Garsoux G., Georlette D., Hoyoux A., Lonhienne Т., Meuwis M., Feller G. Cold adapted enzymes: from fundamentals to biotechnology // Trend. Biotechnol. - 2000. - V. 18. - P. 103-107.

101. Gharibzahedi S.M.T., S.H. Razavi and S.M. Mousavi. Characterization of bacteria of the genus Dietzia: an updated review // Ann.

- Microbiol. - 2014. - V. 64. - P. 1-11.

102. Gilbert J., A. Peter, L. Davies and J. Laybourn-Parry. A hyperactive, Ca2+-dependent antifreeze protein in an Antarctic bacterium // FEMS Microbiol. Lett. - 2005. - V. 245. - P. 67-72.

103. Gilbert J.A., Hill P.J., Dodd C.E.R., and Laybourn-Parry J. Demonstration of antifreeze protein activity in Antarctic lake bacteria // Microbiol. - 2004. - V. 150. - P. 171-180.

104. Gilichinsky D. and E. Rivkina. Permafrost Microbiology // Encyclopedia of Geobiology. - 2011. - P. 726-732.

105. Gilichinsky D. Permafrost // In: Bitton G (ed) Encyclopedia of environmental microbiology. - Wiley, New York, 2002. - P. 2367-2385.

106. Gilichinsky D., E. Rivkina, C. Bakermans, V. Shcherbakova, L. Petrovskaya, S. Ozerskaya, N. Ivanushkina, G. Kochkina, K. Laurinavichuis and S. Pecheritsina. Biodiversity of cryopegs in permafrost // FEMS Microbiol. Ecol. - 2005. - V. 53. - P. 117-128.

107. Gilichinsky D., E. Rivkina, V. Shcherbakova, K. Laurinavichuis, and J. Tiedje. Supercooled water brines within permafrost —an unknown

ecological niche for microorganisms: A model for astrobiology // Astrobiol. -2003,-V. 3.-P. 331-341.

108. Gilichinsky D., Vishnivetskaya T., Petrova M., Spirina E, Mamykin V. and Rivkina E. Bacteria in Permafrost // In Psychrophiles: From Biodiversity to Biotechnology. - 2008. - P. 83-102.

109. Gilichinsky D.A., G.S. Wilson, E.I. Friedman, C.P. Mckay, R.S. Sletten, E.M. Rivkina, T.A. Vishnivetskaya, L.G. Erokhina, N.E. Ivanushkina, G.A. Kochkina, V.A. Shcherbakova, V.S. Soina, E.V. Spirina, E.A. Vorobyova, D.G. Fyodorov-Davydov, B. Hallet, S.M.Ozerskaya, V.A. Sorokovikov, K.S. Laurinavichyus, A.V. Shatilovich, J.P. Chanton, V.E. Ostroumov and J.M. Tiedje. Microbial Populations in Antarctic Permafrost: biodiversity, state, age, and implication for astrobiology // Astrobiol. - 2007. -V. 7.-P. 326-341.

110. Giudice A., Michaud L., De Pascale D., De Domenico M., Di Prisco G., Fani R. and Bruni V. Lipolytic activity of Antarctic cold-adapted marine bacteria (Terra Nova Bay, Ross Sea) // J. App. Microbiol. - 2006. - V. 101. -P. 1039-1048.

111. Golubev W.I. New species of basidiomycetous yeasts, Rhodotonila creatinovora and R. yakutica, isolated from permafrost soils of Eastern-Siberian Arctic // Mykologiya i Phytopathologiya. - 1998. - V. 32. - P. 8-13.

112. Gomes J. and W. The biocatalytic potential of extremophiles and extremozymes // Food Technol. Biotechnol. - 2004. - V. 42. - P. 223-235.

113. Goodchild A., N.F.W. Saunders, H. Ertan, M. Raftery, M. Guilhaus, P.M.G. Curmi and R. Cavicchioli. A proteomic determination of cold adaptation in the Antarctic archaeon, Methanococcoides burtonii II Mol. Microbiol. - 2004. - V.53. - P. 309-321.

114. Gotor-Fernandez V., Brieva R., Gotor V. Lipases: useful biocatalysts for the preparation of pharmaceuticals // J. Mol. Catalysis B: Enzymatic. -2006.-V. 40.-P. 111-120.

115. Graumann P.L. and Marahiel M.A. A superfamily of proteins that contain the cold-shock domain // Trends Biochem Sci. - 1998. - V. 23. - P. 286-290.

116. Grochulski P., Bouthillier F., Kazlauskas R.J., Serreqi A.N., Schrag J.D., Ziomek E., Cygler M. Analogs of reaction intermediates identify a unique substrate binding site in Candida rugosa lipase // Biochem. - 1994. -V. 33. - P. 3494-3500.

117. Gunstone F.D. Enzymes as biocatalysts in the modification of natural lipids // J. Sci. Food Agric. - 1999. - V. 79. - P. 1535-1549.

118. Gupta R., Gupta N., Rathi P. Bacterial lipases: an overview of production, purification and biochemical properties // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2004 - V. 64. - P. 763-781.

119. Gupta R., P. Rathi, N. Gupta and S. Bradoo. Lipase assays for conventional and molecular screening: an overview // Biotechnol.App. Biochem. - 2003. - V. 37. - P. 63-71.

120. Hasan F., A. Shah, Hameed A. Methods for detection and characterization of lipases: A comprehensive review // Biotechnol. Adv. -2009. - V. 27. - P. 782-798.

121. Hasan F., Shah A.A., Hameed A. Industrial applications of microbial lipases // Enzyme and Microbial Technol. - 2006. - V. 39. - P. 235-251.

122. Hasegawa Y., Kawada N. and Nosho Y. Change in chemical composition of membrane of Bacillus caldotenax after shifting the growth temperature // Arch. Microbiol. - 1980. - V. 126. - P. 103-108.

123. Hedfors C., Hult K., Martinelle M. Lipase chemoselectivity towards alcohol and thiol acyl acceptors in a transacylation reaction // J. Mol. Catalysis B: Enzym. - 2010. - V. 66. - P. 120-123.

124. Hossain M. and H. Nakamoto. Htpg plays a role in cold acclimation in Cyanobacteria II Curr. Microbiol. - 2002. - V. 44. - P. 291-296.

125. Huang T. and J.G. Duman. Cloning and characterization of a thermal hysteresis (antifreeze) protein with DNA-binding activity from Winter Bittersweet Nightshade, Solamtm dulcamara II Plant Mol. Biol. - 2002. - V. 48.-P. 339-350.

126. lino T., Suzuki K., Harayama S. Lacticigenium naphtae gen. nov., sp. nov., a halotolerant and motile lactic acid bacterium isolated from crude oil // Int. J. Syst. Evolutionary Microbiol. - 2009. - V. 59. - P. 775-780.

127. Jaeger K.E., Dijkstra B.W., Reetz M.T. Bacterial biocatalysts: molecular biology, three-dimensional structures, and biotechnological applications of lipases //Ann. Rev. Microbiol. - 1999. - V. 53. - P. 315-351.

128. Jaeger K.E., Eggert T. Lipases for biotechnology // Curr. Opin. Biotechnol. - 2002. - V. 13. - P. 390-397.

129. Jaeger K.E., Ransac S., Dijkstra B.W., Colson C., Van Heuvel M., Misset O. Bacterial lipases // FEMS Microbiol. Rev. - 1994. - V. 15. - P. 963.

130. Jagannadham M.V., Chattopadhyay M.K. and Shivaji S. The major carotenoid pigment of a psychrotrophic Micrococcus roseus strain: fluorescence properties of the pigment and its binding to membranes // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 1996 - V. 220. - P. 724-728.

131. Jagannadham M.V., Chattopadhyay M.K., Subbalakshmi C., Vairamani M., Narayanan K., Rao C.M. and Shivaji S. Carotenoids of an Antarctic psychrotolerant bacterium, Sphingobacterium antarcticus, and a mesophilic bacterium, Sphingobacterium multivorum //Arch. Microbiol. -2000.-V. 173.-P. 418-424.

132. Jagannadham M.V., Rao V.J. and Shivaji S., The major carotenoid pigment of a psychrotrophic Micrococcus roseus strain: purification, structure and interaction with synthetic membranes // J.Bacterid. - 1991. -V. 173. - P. 7911-7917.

133. Jansson J. and N. Ta§. The Microbial Ecology of Permafrost // Nat. Rev. Microbiol. - 2014. - V. 494. - P. 40.

134. Jeon J.H., J.T. Kim, Y.J. Kim, H.K. Kim, H.S. Lee, S.G. Kang, S.J. Kim and J.H. Lee. Cloning and characterization of a new cold-active lipase from a deep-sea sediment metagenome // App. Microbiol. Biotechnol. -2009.-V. 81.-P. 865-874.

135. Jinwal U.K., Roy U., Chowdhury A.R., Bhaduri A.P. and Roy P.K. Purification and characterization of an alkaline lipase from a newly isolated Pseudomonas mendocina PK-12CS and chemoselective hydrolysis of fatty acid ester//Bioorg. Med. Chem. - 2003. - V. 11.-P. 1041-1046.

136. Joergensen S., K.W. Skov and B. Diderichsen. Cloning, sequence and expression of a lipase gene from Pseudomonas cepacia: lipase production in heterologous hosts requires two Pseudomonas genes // J. Bacteriol. - 1991. -V. 173.-P. 559-567.

137. Joseph B, Ramteke P.W., Kumar P.A. Studies on the enhanced production of extracellular lipase by Staphylococcus epidermidis //J. Gen. Appl. Microbiol. - 2006. - V. 52. - P. 315-320.

138. Joseph B., Ramteke PW, Thomas G. and Shrivastava N. Standard review cold-active microbial lipases: A versatile tool for industrial applications // Biotechnol. Mol. Biol. Rev. - 2007. - V. 2. - P. 39-48.

139. Jung S.K., Jeong D.G., Lee M.S., Lee J.K., Kim H.K., Ryu S.E., Park B.C., Kim J.H., Kim S.J. Structural basis for the cold adaptation of psychrophilic M37 lipase from Photobacterium lipolyticum II Proteins: Structure, Function, and Bioinformatics. - 2008. - V. 71. - P. 476-484.

140. Juni E., Heym G.A. Psychrobacter immobilis gen. nov., sp. nov.: genomospecies composed of gram-negative, aerobic oxidase positive coccobacilli // Int. J. Syst. Bacteriol. - 1986. - V. 36. - P. 388-392.

141. Kanchana R., Muraleedharan U.D., Raghukumar S. Alkaline lipase activity from the marine protists, thraustochytrids // World J. Microbiol. Biotechnol. - 2011. - V. 27. - P. 2125-2131.

142. Kawahara H., Koda N., Oshio M. and Obata H. A cold acclimation protein with refolding activity on frozen denatured enzymes // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2000. - V. 64. - P. 2668-2674.

143. Kawahara H., Li J., Griffith M. and Glick B.R. Relationship between antifreeze protein and freezing resistance in Pseudomonas putida GR12-2 // Curr Microbiol. - 2001. - V.43. - P. 365-370.

144. Kawahara, H., Iwanaka, Y., Higa, S. et al. A novel, intracellular antifreeze protein in an antarctic bacterium, Flavobacterium xanthum II Cryo Letters. - 2007. - V.28. - P.39-49.

145. Kenji Y., V. Romanovsky, N. Duxbury, J. Browna, A. Tsapin. The use of geophysical methods to discriminate between brine lavers and freshwater taliks in permafrost regions // J. Glaciol. Geocriol. - 2004. - V. 26. - P. 220-230.

146. Khalameyzer V., Fischer I., Bornscheuer U.T., Altenbuchner J. Screening, nucleotide sequence, and biochemical characterization of an

esterase from Pseudomonas fluorescens with high activity towards lactones // App. Env. Microbiol. - 1999. - V. 65. - P. 477^82.

147. Khan I.M., Dill C.W., Chandan R.C., Shahani K.M. Production and properties of the extracellular lipase of Achromobacter lipolyticum II Biochem. Biophys. Acta. - 1967. - V. 132. - P. 68-77.

148. Kim H.K., H.J. Choi, M.H. Kim, C.B. Sohn and TK. Oh. Expression and characterization of Ca2+ independent lipase from BacUlus pumilus B26 // Biochim. Biophys. Act. (BBA)-Mol. Cell Biol. Lipids. - 2002. - V. 1583. -P. 205-212.

149. Kim S„ I.H. Park, S.C. Lee, Y.S. Lee, C.M. Kim, S.C. Ahn, Y.L. Choi. Discovery of three novel lipase (lipA 1, lipA 2, and lipA 3) and lipase-specific chaperone (lipB) genes present in Acinetobacter sp. DYL129 // Appl. Microbiol. Biotech. - 2008. - V. 77. - P. 1041-1051.

150. Kiran M.D., Annapoorni S., Suzuki I., Murata N. and Shivaji S. Cis-trans isomerase gene in psychrophilic Pseudomonas syringae is constitutively expressed during growth and under conditions of temperature and solvent stress // Extremophiles. - 2005. - V. 9. - P. 117-125.

151. Kok R.G., V.M. Christoffels, B. Vosman and K.J. Hellingwerf. Growth-phase-dependent expression of the lipolytic system of Acinetobacter calcoaceticus Bd413: cloning of a gene encoding one of the esterases // Microbiol. - 1993. - V.139. - P. 2329.

152. Krivushin K., Shcherbakova V., Petrovskaya L. and Rivkina E. Methanobacterium veterum sp. nov., from ancient Siberian permafrost // Int. J. Syst. Evolutionary Microbiol. - 2010. - V. 60. - P. 455-459.

153. Kulakova L., Galkina A., Nakayamab T., Nishinob T., Esakia N. Cold-active esterase from Psychrobacter sp. Ant300: gene cloning, characterization, and the effects of Gly Pro substitution near the active site on its catalytic activity and stability // Biochem. Biophys. Act. - 2004. - V. 1696.-P. 59-65.

154. Kumar G.S., Jagannadham M.V. and Ray M.K. Low-temperature induced changes in composition and fluidity of lipopolysaccharides in the Antarctic psychrotrophic bacterium Pseudomonas syringae II J. Bacteriol. -2002. - V. 184. - P. 6746-6749.

155. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. - 1970. - V. 227. - P. 680-685.

156. Langin D., Laurell H., Hoist L.S., Belfrage P., Holm C. Gene organization and primary structure of human hormone-sensitive lipase: possible significance of a sequence homology with a lipase of Moraxella sp. TA144, an antarctic bacterium // Proceed. Nation. Acad. Sci. (PNAS). -1993.-V. 90.-P. 4897.

157. Lee H.K., Min J.A., Sung H.K., Won H.S., Byeong C.J. Purification and characterization of cold-active lipase from psychrotrophic Aeromonas sp. LPB 4 // J. Microbiol. - 2003. - V. 41. - P. 22-27.

158. Lee S.D. Brevibacterium marinum sp. nov., isolated from seawater //Int. J. Syst. Evolutionary Microbiol. - 2008. - V. 58. - P. 500-504.

159. Lelivelt M.J. and Kawula T.H. Hsc 66, an Hsp 70 homolog in Escherichia coli, is induced by cold shock but not by heat shock // J. Bacteriol. - 1995. - V. 177. - P. 4900^1907.

160. Liebeton K., A. Zacharias, K.E. Jaeger. Disulfide bond in Pseudomonas aeruginosa lipase stabilizes the structure but is not required for interaction with its foldase // J. Bacteriol. - 2001. - V. 183. - P. 597-603.

161. Link L., J. Sawyer, K. Venkateswaran, W. Nicholson. Extreme spore UV resistance of Bacillus pumilus isolates obtained from an ultraclean spacecraft assembly facility //Microb. Ecol. - 2004. - V. 47. - P. 159-163.

162. Lonhienne T., Gerday C. and Feller G. Psychrophilic enzymes: revisiting the thermodynamic parameters of activation may explain local flexibility // Biochim. Biophys. Acta. - 2000. - V.1543. - P. 1-10.

163. Los D., Horvath I., Vigh L. and Murata N. The temperature-dependent expression of the desaturase gene desA in Synechocystis PCC6803 // FEBS Lett. - 1993. - V.318. - P.57-60.

164. Lotti M., Tramontano A., Longhi S., Fusetti F., Brocca S., Pizzi E. and Alberghina L. Variability within the Candida rugosa lipases family // Protein Eng. - 1994. - V. 7. - P. 531-535.

165. Mandrich L., Merone L., Pezzullo M., Cipolla L., Nicotra F., Rossi M., Manco G. Role of the N terminus in enzyme activity, stability and specificity in thermophilic esterases belonging to the HSL family // J. Molecular Biol. - 2005. - V. 345. - P. 501-512.

166. Mandrich L., Pezzullo M., Del Vecchio P., Barone G., Rossi M., Manco G. Analysis of thermal adaptation in the HSL enzyme family // J. Molecular Biol. - 2004. - V. 335. - P. 357-369.

167. Margesin R. Cold-active enzymes as new tools in biotechnology // In Extremophiles. - EOLSS Publ. Oxford. UK, 2002.

168. Margesin R., Labbe D., Schinner F., Greer C.W., Whyte L.G. Characterization of hydrocarbon-degrading microbial populations in contaminated and pristine alpine soils // App. Env. Microbiol. - 2003. - V. 69. - P. 3085-3092.

169. Mayordomo I., Randez Gil F., Prieto J.A. Isolation, purification and characterization of a cold-active lipase from Aspergillus nidulans II J. Agric. Food Chem. - 2000. - V. 48. - P. 105-109.

170. Mergaert J., Verhelst A., Cnockaert M.C., Tan T.L. and Swings J. Characterization of facultative oligotrophic bacteria frompolar seas by analysis of their fatty acids and 16S rDNA sequences // Syst. Appl. Microbiol. - 2001. - V. 24. - P. 98-107

171. Methe B.A., Nelson K.E., Deming J., Momen B., Melamud E.,Zhang X., Moult J., Madupu R., Nelson W.C., Dodson R.J. The psychrophilic lifestyle as revealed by the genome sequence of Colwellia psychrerythraea

34H through genomic and proteomic analysis // Proc. Natl. Acad. Sei. -2005. - V. 102. - P. 10913-10918.

172. Miled N., Bussetta C., De caro A., Rivière M., Berti L., Canaan S. Importance of the lid and cap domains for the catalytic activity of gastric lipases // Comparative Biochem. Physiol. Part B: Biochem. Mol. Biol. -2003. -V. 136. - P. 131-138.

173. Morita R.Y. Psychrophilic bacteria // Bacteriol. Rev. - 1975. - V.39. -P. 144-167.

174. Nardini M. and B.W. Dijkstra. a/ß hydrolase fold enzymes: the family keeps growing // Curr. Opinion Struct. Biol. - 1999. - V. 9. - P. 732-737.

175. Neidfiardt F.C., J.L. Ingraham and M. Schaechter. Physiology of the bacterial cell 1st ed. - Sunderland. MA, 1990. - P. 506.

176. Nthangeni M.B., Patterton H.G., Van Tonder A., Vergeer W.P., Litthauer D. Over expression and properties of a purified recombinant Bacillus licheniformis lipase: a comparative report on Bacillus lipases // Enz. Microb. Technol. - 2001. - V. 28. - P. 705-712.

177. Ollis D.L., Cheah E., Cygler M., Dijkstra B., Frolow F., Franken S.M., Harel M., Remington S.J., Silman I., Schräg J., Sussman J.L., Verschueren K.H., Goldman A. The a/ß hydrolase fold // Protein Eng. -1992.-V. 5.-P. 197-211.

178. Oren A. Diversity of halophilic microorganisms: environments, phylogeny, physiology, and applications // J. Industrial Microb. Biotechnol. - 2002. - V. 28. - P. 56-63.

179. 0sterlund T., Contreras J.A., Holm C. Identification of essential aspartic acid and histidine residues of hormone-sensitive lipase: apparent residues of the catalytic triad // FEBS Letters. - 1997. - V. 403. - P. 259-262.

180. Otto Y., Sawamoto T., Hasuo M. Tributyrin specifically induces a lipase with a preference for the sn-2 position of triglyceride in Geotrichum sp. F0401B // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2000. - V. 64. - P. 2497-2499.

181. Ozerskaya S., Ivanushkina N., Kochkina G., Fattakhova R. and Gilichinsky D. Mycelial fungi from cryopegs // Int. J. Astrobilogy. - 2004. -V. 3. - P. 27-34.

182. Pandey A., Benjamin S., Soccol C.R., Nigam P., Krieger N., Soccol V.T. The realm of microbial lipases in biotechnology // Biotechnol. App. Biochem. - 1999. - V. 29. - P. 119-131.

183. Park I., Kim S., Lee Y.S., Lee S.C., Zhou Y., Kim C.M., Ahn S.C. and Choi Y.L. Gene cloning, purification, and characterization of a cold-adapted lipase produced by Acinetobacter baumannii BD5 // J Microbiol Biotechnol. -2009. -V. 19.-P. 128-135.

184. Parra L., Reyes F., Acevedo J.P., Salazar O., Andrews B.A., Asenjo J.A. Cloning and fusion expression of a cold-active lipase from marine Antarctic origin // Enzyme Microb. Technol. - 2008. - V. 42. - P. 371-377.

185. Patkar S.A., Bjorking F., Zundel M., Schulein M., Svendsen A., Heidt Hansen H.P., Gonnsen E. Purification of two lipases from Candida

antarctica and their inhibition by various inhibitors // Ind. J. Chem. - 1993. -V. 32. - P. 76-80.

186. Pauwels K., A. Lustig, L. Wyns, J. Tommassen, S. Jan Savvides, P. Van Gelder. Structure of a membrane-based steric chaperone in complex with its lipase substrate // Nat. Struct. Mol. Biol. - 2006. - V. 13. - P. 374375.

187. Pauwels K., M.M. Sanchez del Pino, G. Feller, P. Van Gelder, Decoding the folding of Burkholderia glumae lipase: folding intermediates en route to kinetic stability // PLoS ONE. - 2012. - V. 7. - P. e36999.

188. Pauwels K., P. Van Gelder. Affinity-based isolation of a bacterial lipase through steric chaperone interactions // Protein Expres. Purif. - 2008. -V. 59. - P. 342-348.

189. Pecheritsyna S.A., E.M. Rivkina, V.N. Akimov and V.A Shcherbakova. Desulfovibrio arcticus sp. nov., a psychrotolerant sulfate-reducing bacterium from a cryopeg // Int. J. Syst. Evolutionary Microbiol. -2012. - V. 62. - P. 33-37.

190. Pemberton J.M., Stephen P.K., Radomir S. Secreted enzymes of Aeromonas //FEMS Microbiol. Lett. - 1997. - V. 152. - P. 1-10.

191. Pencreach G., Graille J., Pina M., Verger R. An ultraviolet spectrophotometric assay for measuring lipase activity using long-chain triacylglycerol from Aleurites fordii II Analyt. Biochem. - 2002. - V. 303. -P. 17-23.

192. Permafrost Subcommittee Glossary of permafrost and related ground-ice terms. Associate Committee on Geotechnical Research, National Research Council of Canada, Ottawa. - 1988.

193. Pirozzi D., Greco G.J. Activity and stability of lipases in the synthesis of butyl lactate // Enzym. Microb. Technol. - 2004. - V. 34. - P. 94-100.

194. Porankiewicz J. and Clarke A.K. Induction of the heat shock protein Clp B affects cold acclimation in the cyanobacterium Synechococcus sp. strain PCC 7942 // J. Bacteriol. - 1997. - V. 179. - P. 5111-5117.

195. Potekhina N.V., Shashkov A.S., Evtushenko L.I., Gavrish E.Y., Senchenkova S.N., Stomakhin A.A., Usov A.I., Naumova I.B., Stackebrandt E.A novel mannitol teichoic acid with side phosphate groups of Brevibacterium sp. VKM Ac-2118 // FEBS. - 2003. - V. 270. - P. 4420 -4425.

196. Preuss J., Kaiser I., Gehring U. Molecular characterization of a phosphatidylcholine - hydrolyzing phospholipase C // Eur. J. Biochem. -2001. -V. 268. - P. 5081-5091.

197. Pudney P.D., Buckley S.L., Sidebottom C.M. Twigg S.N., Sevilla M.P., Holt C.B., Roper D., Telford J.H., McArthur A.J., Lillford P.J. The physico-chemical characterization of a boiling stable antifreeze protein from a perennial grass {Lolium perenne) II Arch.Biochem. Biophys. - 2003. - V. 410.-P. 238-245.

198. Quyen D., C. Schmidt-Dannert, R. Schmid. High-level formation of active Pseudomonas cepacia lipase after heterologous expression of the encoding gene and its modified chaperone in Escherichia coli and rapid in vitro refolding //Appl. Environ. Microbiol. - 1999. - V. 65. -P. 787-794.

199. Rabus R., A. Ruepp, T. Frickey, T. Rattei, B. Fartmann, M. Stark, M. Bauer, A. Zibat, T. Lombardot and I. Becker. The genome of Desulfotalea psychrophila, a sulfate-reducing bacterium from permanently cold Arctic sediments // Environ. Microbiol. - 2004. - V. 6. - P. 887-902.

200. Ramteke P.W., Joseph B., Kuddus M. Extracellular lipases from anaerobic microorganisms of Antarctic // Ind. J. Biotech. - 2005. - V. 4. - P. 293-294.

201. Rashid N., Shimada Y., Ezaki S., Atomi H. and Imanaka T. Low-temperature lipase from psychrotrophic Pseudomonas sp. strain KB700A // App. Environ. Microbiol. - 2001. - V. 67. - P. 4064-4069.

202. Rasol R., A.R. Rashidah, R. Nazuha, S. Nur, J. Smykla, W.O. Maznah and S.A. Alias. Psychrotrophic lipase producers from Arctic soil and sediment samples // Polish J. Microbiol. - 2014. - V. 63. - P. 175.

203. Raymond J.A., Christner B.C., Schuster S.C. A bacterial ice-binding protein from the Vostok ice core // Extremophiles. - 2008. - V. 12 - P.713-717.

204. Raymond J.A., Fritsen C., and Shen K. An ice-binding protein from an Antarctic sea ice bacterium // FEMS Microbiol Ecol. - 2007. - V. 61. - P. 214-221.

205. Redondo O., Herrero A., Bello J.F., Roig M.G., Calvo M.V., Plou F.J., Burguillo F.J. Comparative kinetic study of lipases A and B from Candida rugosa in the hydrolysis of lipid p-nitrophenyl esters in mixed micelles with Triton X-100 // Biochim. Biophys. Acta (BBA)-General Subjects. - 1995. - V. 1243. - P. 15-24.

206. Reetz M.T. Lipases as practical biocatalysts // Curr. Opin. Chem. Biol. -2002.-V. 6.-P. 145-150.

207. Rivkina E., Shcherbakova V., Laurinavichuis K., Petrovskaya L., Krivushin K., Kraev G., Pecheritsina S., and Gilichinsky D. Biogeochemistry of methane and methanogenic archaea in permafrost // FEMS Microbiol Ecol. - 2007. - V.371. - P. 371-384.

208. Rivkina E.M., Friedmann E.I., McKay C.P., Gilichinsky D.A. Metabolic activity of permafrost bacteria below the freezing point // Appl. Environ. Microbiol. - 2000. - V. 66. - P. 3230-3233.

209. Rodrigues D., Goris J., Vishnivetskaya T., Gilichinsky D., Thomashow M. and Tiedje J. Characterization of Exiguobacterium isolates from the Siberian permafrost. Description of Exiguobacterium sibiricum sp. nov. // Extremophiles. - 2006. - V. 10. - P. 285-294.

210. Rosenau F., J. Tommassen, K.E. Jaeger. Lipase-specific foldases // Chembiochem. - 2004. - V. 5. - P. 152-161.

211. Russel N.J. and Hamamoto T. Psychrophiles. In: Horikoshi, K. and Grant, W.D., ed.: Extremophiles: Microbial life in extreme environments. -Wiley, 1998.-P. 25-45.

212. Ryu H.S., Kim H.K., Choi W.C., Kim M.H., Park S.Y., Han N.S., Oh T.K., Lee J.K. New cold-adapted lipase from Photobacterium lipolyticwn sp. nov. that is closely related to filamentous fungal lipases // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2006. - V. 70. - P. 321-326.

213. Rzhetsky A. and M. Nei. A simple method for estimating and testing minimum-evolution trees // Mol. Biol. Evol. - 1992. - V. 9. - P. 945-967.

214. Saitou N. and M. Nei. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. - 1987. - V.4. - P. 406-425.

215. Santarossa G., Lafranconi P.G., Alquati C., DeGioia L., Alberghina L., Fantucci P., Lotti M. Mutations in the "lid" region affect chain length specificity and thermostability of a Pseudomonas fragi lipase // FEBS Lett. -2005. - V. 579. - P. 2383-2386.

216. Scherer S. and K. Neuhaus. Life at low temperatures // In The Prokaryotes. - Springer, 2006. - P. 210-262.

217. Schmid R.D., Verger R. Lipases: Interfacial enzymes with attractive applications // Angewandte Chemie Int. Ed. - 1998. - V. 37. - P. 1608-1633.

218. Schmidt-Dannert C. Recombinant microbial lipases for biotechnological applications // Bioorg. Med. Chem. - 1999. - V. - 7. P. 2123-2130.

219. Scholander P.F., Van Dam L., Kanwisher J.W. Hammel H.T., Gordon M.S. Supercooling and osmoregulation in arctic fish // J.Cell.Comp.Physiol. - 1957.-V.49.-P.5-24.

220. Secundo F., Carrea G., Tarabiono C., Gatti-Lafranconi P., Brocca S., Lotti M., Jaeger K.E., Puis M., Eggert T. The lid is a structural and functional determinant of lipase activity and selectivity // J. Mol. Catalysis B: Enzymatic. - 2006. - V. - 39. - P. 166-170.

221. Seydel A., Gounon P. and Pugsley A.P. Testing the '+2 rule' for lipoprotein sorting in the Escherichia coli cell envelope with a new genetic selection // Mol. Microbiol. - 1999. - V. 34. - P. 810-821.

222. Shabtai Y. and Gutnick D. Exocellular esterase and emulsan release from the cell surface of Acinetobacter cakoaceticus RAG- 1 // J. Bacteriol. -1985.-V. 161.-P. 1176-1181.

223. Sharma R., Chisti Y., Banerjee U.C. Production, purification, characterization, and applications of lipases // Biotechnol. Adv. - 2001. - V. 19.-P. 627-662.

224. Shcherbakova V., Chuvilskaya N., Rivkina E., Demidov N., Uchaeva V., Suetin S., SuzinaN. and Gilichinsky D. Celerinatantimonasyamalensis sp. nov., a cold-adapted diazotrophic bacterium from a cold permafrost brine. // Int.J. Syst. Evolutionary Microbiol. - 2013. - V. 63. - P. 4421-4427.

225. Shcherbakova V., E. Rivkina, K. Laurinavichuis, S. Pecheritsina and D. Gilichinsky. Physiological characteristics of bacteria isolated from water brines within permafrost // Int. J. Astrobiol. - 2004. - V. 3. - P. 37-^3.

226. Shcherbakova V., Rivkina E., Pecheritsyna S., Laurinavichius K., Suzina N. and Gilichinsky D. Methanobacterium arcticum sp. nov., a methanogenic archaeon from holocene Arctic permafrost. // Int.J. Syst. Evolutionary Microbiol. -2011. -V. 61. - P. 144-147.

227. Shcherbakova V.A., N.A. Chuvilskaya, E.M. Rivkina, S.A. Pecheritsyna, K.S. Laurinavichius, N.E. Suzina, G.A. Osipov, A.M. Lysenko, D.A. Gilichinsky, V.K. Akimenko. Novel psychrophilic anaerobic spore-forming bacterium from the overcooled water brine in permafrost: description Clostridium algoriphilum sp. nov. // Extremophiles. - 2005. - V. 9. - P. 239-246.

228. Shen W.J., Sridhar K., Bernlohr D.A., Kraemer F.B. Interaction of rat hormone-sensitive lipase with adipocyte lipid-binding protein // PNAS. -1999.-V. 96.-P. 5528.

229. Shi T., Reeves R.H., Gilichinsky D.A., Friedmann E.I. Characterization of viable bacteria from Siberian permafrost by 16S rDNA sequencing. // Microbiol. Ecol. - 1997. - V.33. - P. 169-179.

230. Shibata H., H. Kato, J. Oda. Calcium ion-dependent reactivation of a Pseudomonas lipase by its specific modulating protein, LipB // J. of Biochem. - 1998. - V. 123.-P. 136-141.

231. Shimada Y., Watanabe Y., Sugihara A., Baba T., Ooguri T., Moriyama S., Terai T., Tominaga Y. Ethyl esterification of docosahexaenoic acid in an organic solvent-free system with immobilized Candida antarctica lipase // J. Biosci. Bioeng. - 2001. - V. 92. - P. 19-23.

232. Sibille N., Favier A~ Azuaga A.I., Ganshaw G., Bott R., Bonvin A.M., Boelens R., Van Nuland N.A. Comparative NMR study on the impact of point mutations on protein stability of Pseudomonas mendocina lipase // Protein Sci. - 2006. - V. 15. - P. 1915-1927.

233. Simon C., A. Wiezer, A. Strittmatter and R. Daniel. Phylogenetic diversity and metabolic potential revealed in a glacier ice metagenome // Appl. Environ. Microbiol. - 2009. - V. 75. - P. 7519-7526.

234. Simons J., Van Kampen M.D., Ubarretxena-Belandia I., Cox R.C., C.M. Alves dos Santos, M.R. Egmond and Verheij H.M. Identification of a calcium binding site in Staphylococcus hyicus lipase: generation of calcium-independent variants // Biochem. - 1999. - V. 38. - P. 2-10.

235. Slotema W.F., Sandoval G., Guieysse D., Straathof A.J.J., Marty A. Economically pertinent continuous amide formation by direct lipasecatalyzed amidation with ammonia // Biotechnol. Bioeng. - 2003. - V. 82. - P. 664 -669.

236. Smallwood M., Worrall D., Byass L., Ellias L., Ashford D., Doucet C., Holt C., Telford J., Lillford P. and Bowles D. Isolation and

characterization of a novel antifreeze protein from carrot (Daucus carota) // Biochem. J. - 1999. - V. 340. - P. 385-391.

237. Somero G.N. Proteins and temperature // Annu. Rev. Physiol. - 1995. - V. 57. - P. 43-68.

238. Spirina E., J. Cole, B. Chai, J. Tiedje, D. Gilichinsky. New high through put approach to study ancient microbial phylogenetic diversity in permafrost // Cryo. Sei. Programme. Abstract. - 2003. - V. 5. - P. EAE03-A-01243.

239. Srinivas T., S. Nageswara Rao, P. Reddy, M. Pratibha, B. Sailaja, B. Kavya, K Hara Kishore, Z Begum, SM Singh and S Shivaji. Bacterial diversity and bioprospecting for cold-active lipases, amylases and proteases, from culturable bacteria of Kongsfjorden and Ny-Älesund, Svalbard, Arctic // Curr. Microbiol. - 2009. - V. 59. - P. 537-547.

240. Stehr F., Kretschmar M., Kröger C., Hube B., Schäfer W. Microbial lipases as virulence factors // J. Mol. Cat. B: Enzy. - 2003. - V. 22. - P. 347355.

241. Sterner O. Metabolism of exogenous compounds in mammals-the principle conversions // In: Chem. Health Environ. Wiley-VCH Verlag GmbH and Company. KGaA. - Weinheim, 1999. - P. 155.

242. Steven B., Le'veille R., Pollard W., Whyte L. Microbial ecology and biodiversity in permafrost// Extremophiles. - 2006. - V. 10. - P. 259-267.

243. Steven B., Pollard W., Greer C., Whyte L. Microbial diversity and activity through a permafrost/ground ice core profile from the Canadian high Arctic // Environ. Microbiol. - 2008. - V. 10. - P. 3388-3403.

244. Subczynski W.K., Markowska E., Gruszecki W.I. and Sielewiesiuk J. Effect of polar carotenoids on dimyristoylphosphatidylcholine membranes: a spin-label study // Biochim. Biophys. Acta. - 1992. - V. 1105. - P. 97-108.

245. Suutari M. and Laakso S. Microbial fatty acids and thermal adaptation // Crit. Rev. Microbiol. - 1994. - V. 20. - P. 285-328.

246. Suzuki T, T. Nakayama, T. Kurihara, T. Nishino, N Esaki. Primary structure and catalytic properties of a cold-active esterase from a psychrotroph, Acinetobacter sp. strain No. 6. isolated from Siberian soil // Biosci. Biotech. Biochem. - 2002. - V. 66. - P. 1682-1690.

247. Suzuki T., Nakayama T., Kurihara T., Nishino T., Esaki N. Cold-active lipolytic activity of psychrotrophic Acinetobacter sp. strain no. 6 // J. Biosci. Bioeng. - 2001. - V. 92. - P. 144-148.

248. Tamura K., G. Stecher, D. Peterson, A. Filipski and S. Kumar. Mega 6: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 6.0. //Mol. Biol. Evolution. - 2013. - V. - P. 2725-2729.

249. Tan S., Owusu A.R.K., Knapp J. Low temperature organic phase biocatalysis using cold-adapted lipase from psychrotrophic Pseudomonas P38 // Food Chem. - 1996. - V. 57. - P. 415-418.

250. Testa B., Mayer J.M. Classification, localization, and some physiological roles of hydrolytic enzymes // In: Hydrolysis in drug and

prodrug metabolism: chemistry, biochemistry, and enzymology. VHCA. Verlag Helvetica Chimica Acta AG. - Zurich, 2003. - P. 25-46.

251. Thieringer H.A., P.G. Jones and M. Inouye. Cold shock and adaptation // Bioessays. - 1998. - V. 20. - P. 49-57.

252. Thompson J.D., D.G. Higgins, and T.J. Gibson, CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, positions-specific gap penalties and weight matrix choice // Nucleic Acids Research. - 1994. - V.22. - P. 4673-4680.

253. Titball R.W. Bacterial phospholipases // Symposium Series (Soc. Appl. Microbiol.). - 1998. - V. 27. - P. 127S-137S.

254. Trotsenko Y.A., Kmelenina V.N. Aerobic methanotrophic bacteria of cold ecosystems // FEMS Microbiol. Ecol. - 2005. - V. 53. - P. 125-131.

255. Tuteja R. Type I signal peptidase: an overview // Arch. Biochem. Biophys. - 2005. - V. 441. - P. 107-111.

256. Tutino L.M., Parrilli E., De Santi C., Giuliani M., Marino G., de Pascale D. Cold-adapted esterases and lipases: a biodiversity still under-exploited // Curr. Chem. Biol. - 2010. - V. 4. - P. 74-83.

257. Van Pouderoyen G., Eggert T., Jaeger K.E., Dijkstra B.W.. The crystal structure of Bacillus subtilis lipase: a minimal a/p hydrolase fold enzyme // J. Mol. Biol. - 2001. - V. 309. - P. 215-226.

258. Vatsurina A., D. Badrutdinova, P. Schumann, S. Spring and M. Vainshtein. Desulfosporosinus hippei sp. nov., a mesophilic sulfate-reducing bacterium isolated from permafrost // Int. J.Syst.Evolutionary Microbiol. -2008.-V. 58.-P. 1228-1232.

259. Verger R. Interfacial activation of lipases: facts and artifacts // Trends Biotechnol. - 1997. - V. 15. - P. 32-38. ~

260. -Vishnivetskaya T., Erokhina L., Spirina E., Shatilovich A., Vorobyova E. A.,. Gilichinsky D. Ancient viable green algae and cyanobacteria from permafrost // In: Algae and extreme environments, (Eds., Elster J., Seckbach J., Vincent W., Lhotsky O.). - Nova Hedwigia Beiheft, 2001. - V. 123. - P. 427-441.

261. Vishnivetskaya T., Kathariou S., McGrath J., Gilichinsky D.A., Tiedje J.M. Low-temperature recovery strategies for the isolation of bacteria from ancient permafrost sediments // Extremophiles. - 2000. - V.4. - P. 165-173.

262. Vorobyova E., Soina V., Gorlenko M., Minkovskaya N., Zalinova N., Mamukelashvili A., Gilichinsky D.A., Rivkina E., Vishnivetskaya T. The deep cold biosphere: facts and hypothesis // FEMS Microbiol Rev. - 1997. -V.20. - P. 277-290.

263. Wahler D., Reymond J.L. Novel methods for biocatalyst screening // Curr. Opin. Chem. Biol. - 2001. - V. 5. - P. 152-158.

264. Walker V.K., Palmer G.R., Voordouw G. Freeze-thaw tolerance and clues to the winter survival of a soil community // Appl Environ Microbiol. -2006. -V.72. - P. 1784-1792.

265. Watanabe Y., Shimada Y., Sugihara A., Tominaga Y. Conversion of degummed soybean oil to biodiesel fuel with immobilized Candida antarctica lipase // J. Mol. Catal. B Enzy. - 2002. - V. 17. - P. 151-155.

266. Weber M.H.W. and Marahiel M.A. Coping with the cold: the cold shock response in the Gram-positive soil bacterium Bacillus subtilis II Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. - 2002. - V.357. - P. 895-907.

267. Wei Y., Contreras J.A., Sheffield P., Osterlund T., Derewenda U., Kneusel R.E., Matern U., Holm C., Derewenda Z.S. Crystal structure of brefeldin A esterase, a bacterial homolog of the mammalian hormonesensitive lipase // Nat Struct Biol. - 1999. - V.6. - P. 340-345.

268. Weisburg W.G., S.M. Barns, D.A. Pelletier and D.J. Lane. 16s Ribosomal DNA amplification forphylogenetic study// J. Bacteriol. - 1991. -V.173.-P. 697-703.

269. Widmann M., Juhl P.B., Pleiss J. Structural classification by the lipase engineering database: a case study of Candida antarctica lipase A // BMC Genomics. - 2010. - V. 11. - P. 123.

270. Wiseman A. Introduction to principles // In: A Wiseman (ed) Handbook of enzyme biotechnology. 3rd ed. - Padstow. Cornwall. UK, 1995.-P. 3-8.

271. Xu H., Griffith M., Patten C.L. and Glick B.R. Isolation and characterization of an antifreeze protein with ice nucleation activity from the plant growth promoting rhizobacterium Pseudomonas putida GR12-2// Can. J.Microbiol. - 1998. - V. 44. - P.64-73.

272. Xuezheng L., Shuoshuo C., Guoying X., Shuai W., Ning D., Jihong S. Cloning and heterologous expression of two cold-active lipases from the Antarctic bacterium Psychrobacter sp. G // Polar Research. - 2010. - V. 29. -P. 421-429.

273. Yamaguchi K., Yu F. and Inouye M. A single amino acid determinant of the membrane localization of lipoproteins in E. coli II Cell. - 1988. - V. 53.-P. 423^432.

274. Yamaguchi S., E. Yamamoto, T. Mannen, T. Nagamune. Protein refolding using chemical refolding additives // Biotechnol. J. - 2013. - V. 8. -P. 17-31.

275. Yamanaka K. Cold shock response in Escherichia coli II J. Mol. Microbiol. Biotechnol. - 1999. - V. 1. - P. 193-202.

276. Yamashita Y., Nakamura N., Omiya K., Nishikawa J., Kawahara H., Obata FI. Identification of an antifreeze lipoprotein from Moraxella sp. of Antarctic origin // Biosci. Biotechnol. Biochem. - 2002. - V.66. - P. 239247.

277. Yan Y, Yang J., DouY., Chen M., Ping S., Peng J., Lu W., Zang W., Yao Z., Li H. Nitrogen fixation island and rhizosphere competence traits in the genome of root-associated Pseudomonas stutzeri A1501 // Proc. Nat. Acad. Sci. - 2008. - V. 105. - P. 7564-7569.

278. Yokoi K., A. Fujii, M. Kondo, Nishitani G., Ikeda M., Shimada T., Inagaki N., Yamakawa A., Taketo A., Kodaira K.I. Molecular properties and extracellular processing of the lipase of Staphylococcus warmer i MilJ. Mol. Microbiol. Biotechnol. - 2012. - V. 22. - P. 167-176.

279. Yumoto I., Hirota K., Sogabe Y., Nodasaka Y., Yokota Y. and Hoshino T. Psychrobacter okhotskensis sp. nov., a lipase-producing facultative psychrophile isolated from the coast of the Okhotsk Sea // Int. J. Syst. Evol Bacteriol. - 2003. - V. 53. - P. 1985-1989.

280. Zeng X., Xiao X., Wang P., Wang F. Screening and characterization of psychrotrophic lipolytic bacteria from deep sea sediments // J. Microbiol. Biotechnol. - 2004. - V. 14. - P. 952-958.

281. Zhang J., S. Lin, Zeng R. Cloning, expression, and characterization of a cold-adapted lipase gene from an antarctic deep-sea psychrotrophic bacterium, Psychrobacter sp 7195 // J Microbiol Biotechnol. - 2007. - V. 17. -P. 604-10.

282. Zhang K.P., Lai J.Q., Huang Z.L., Yang Z. Penicillium expansum lipase-catalyzed production of biodiesel in ionic liquids // Bioresource Technol. - 2011. - V. 102. - P. 2767-2772.

283. Zhang N., Suen W.C., Windsor W., Xiao L., Madison V., Zaks A. Improving tolerance of Candida antarctica lipase B towards irreversible thermal inactivation through directed evolution // Prot. Eng. - 2003. - V. 16.

- P. 599-605.