Характеристика механизмов адгезии Klebsiella oxytoca в моно- и полимикробных культурах тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Гилязева Аделия Гаделевна

• Гилязева Аделия Гаделевна
• кандидат наук
• 2023

Оглавление диссертации кандидат наук Гилязева Аделия Гаделевна

ВВЕДЕНИЕ

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Клиническая значимость Klebsiella oxytoca

1.1.1 Общая характеристика Klebsiella oxytoca

1.1.2 Роль Klebsiella oxytoca в инфекционной патологии

1.1.3 Факторы вирулентности энтеробактерий

1.1.3.1 Вклад внутриклеточных протеаз в потенциал вирулентности

1.1.3.2 Роль фимбрий 1 и 3 типов в патогенезе

1.1.3.3 Вклад фимбрий в уропатогенный потенциал

1.2 Инфекции мочевыводящих путей (ИМП)

1.2.1 Эпидемиология ИМП

1.2.2 Роль микробиоты желудочно-кишечного тракта в развитии ИМП

1.2.3 Роль пробиотиков в профилактике и терапии ИМП

1.3 Полимикробные ИМП

1.3.1 Эпидемиология полимикробных ИМП

1.3.2 Этиология полимикробных ИМП и роль межбактериальных взаимодействий в патогенезе

1.4 Взаимоотношения бактерий в полимикробных сообществах

1.4.1 Типы межбактериальных взаимодействий

1.4.2 Коагрегация и ее экологическое значение

1.4.2.1 Физико-химические основы коагрегации

1.4.2.2 Механизмы коагрегации

Заключение

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

2 МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1 Штаммы бактерий, плазмиды и клеточные линии

2.2 Питательные среды и условия культивирования

2.3 Получение трансформантов методом электропорации

2.4 Определение протеолитической и уреазной активностей

2.5 Молекулярно-биологические и биоинформатические методы

2.5.1 Выделение ДНК

2.5.2 Полимеразная цепная реакция

2.5.3 Секвенирование и сборка генома

2.5.4 Аннотация и анализ генома

2.6 Инактивация генов и оперонов фимбрий 1 и 3 типов

2.7 Оценка адгезии с помощью анализатора Aklides

2.8 Характеристика адгезивных и инвазивных свойств бактерий

2.8.1 Адгезия к эукариотическим клеткам и инвазия

2.8.2 Химическая обработка бактерий перед адгезией к клеткам

2.8.3 Анализ адгезии бактерий к адсорбированным белкам

2.8.4 Анализ адгезии бактерий к полистиролу

2.9 Определение способности К. оху1оеа к коагрегации

2.10 Статистическая обработка данных

3 РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1 Характеристика уропатогенного штамма К. оху1оеа КК-1

3.1.1 Выделение уропатогенного штамма К. оху1оеа КК-1

3.1.2 Определение протеолитической активности К. оху1оеа КК-1

3.1.3 Характеристика адгезивных и инвазивных свойств штамма К. охуЮеа КК-1

3.2 Характеристика генома клинического изолята К. оху1оеа КК-1

3.2.1 Секвенирование и аннотация генома К. оху1оеа КК-1

3.2.2 Анализ генома К. оху1оеа КК-1

3.2.3 Сравнительный анализ гена гримелизин-подобной протеазы К. охуЮеаКК-1 и его продукта

3.2.4 Сравнительный анализ оперонов фимбрий 1 и 3 типов в геноме К. оху1оеа Ж-1

3.3 Анализ вклада фимбрий 1 и 3 типов в адгезивный потенциал К. охуЮеа КК-1

3.3.1 Создание изогенных мутантов по генам фимбрий 1 и 3 типов

3.3.2 Сравнительный анализ адгезии мутантов к различным субстратам

3.3.3 Влияние химической обработки мутантов AmrkD1,2 и AfimH AmrkD1,2 на адгезию

к клеткам эпителия легких

3.4 Межбактериальные взаимодействия K. oxytoca и других оппортунистов в ходе адгезии к разным субстратам

3.4.1 Выбор и подготовка штаммов для создания смешанных культур

3.4.2 Адгезия смешанных культур к полистиролу

3.4.3 Адгезия смешанных культур к клеточным линиям

3.4.4 Вклад бактериальных поверхностных углеводов и белков в повышенную адгезию K. oxytoca 3416 к клеточным линиям

3.4.4.1 Возможные механизмы повышенной адгезии в смешанной культуре

3.4.4.2 Влияние химической обработки K. oxytoca на адгезию к клеткам эпителия мочевого пузыря

3.4.4.3 Влияние химической обработки K. oxytoca на адгезию к клеткам эпителия легких

3.4.5 Коагрегация в жидкой среде

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

ПРИЛОЖЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Характеристика механизмов адгезии Klebsiella oxytoca в моно- и полимикробных культурах»

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность темы исследования. Klebsiella oxytoca является возбудителем различных внебольничных и внутрибольничных инфекций, таких как антибиотик-ассоциированная диарея, инфекции мочевыводящих путей, бактериемия, внутрибольничная пневмония и др. [Herzog et al., 2014; Odoki et al., 2019]. Природный потенциал бактерий рода Klebsiella к быстрому приобретению лекарственной устойчивости, стимулируемый селекционным давлением, которое вызвано широким применением антибиотиков, создает серьезную проблему для здравоохранения [Wyres, Holt, 2018]. Все чаще выделяются клинические изоляты K. oxytoca с множественной лекарственной устойчивостью, в частности, наблюдается рост резистентности к карбопенемам и колистину; все это представляет угрозу для людей [Singh et al., 2016; Moradigaravand et al., 2017]. Особую озабоченность вызывает растущее число связанных с K. oxytoca нозокомиальных инфекций в отделениях интенсивной терапии, многие из которых обусловлены длительным использованием катетеров [Singh et al., 2016; Neog et al, 2021].

Вышесказанное указывает на необходимость разработки альтернативных антибиотикам методов борьбы с инфекциями, вызванными K. oxytoca. Перспективным подходом является создание вакцин или антибактериальных препаратов-патоблокаторов на основе факторов вирулентности возбудителей [Choi et al., 2019; Lau et al., 2023]. Вакцинация направляет иммунные реакции организма на ключевые этапы патогенеза, а патоблокаторы инактивируют структуры, обеспечивающие вирулентность бактерий, тем самым подавляя их способность вызывать заболевание [Choi et al., 2019; Lau et al., 2023]. Таким образом, мишенью для препаратов обоих типов являются факторы вирулентности патогенов, а главная роль в защите от них отведена собственным механизмам иммунитета хозяина. В настоящее время данные о вирулентном потенциале K. oxytoca ограничены и сводятся к их цитотоксичности и способности формировать биопленки [Validi et al., 2017; Shrief et al., 2022], в то время как детального изучения механизмов адгезии K. oxytoca - ключевого этапа колонизации

ниши - не проводилось. В многочисленных работах описана способность K. oxytoca к развитию полимикробных инфекций различной локализации [Suthers et al., 2015; de Vos et al., 2017; Surani et al., 2020]. В инфекциях полимикробной природы создаются условия для неизбежного взаимодействия патогенов друг с другом, результат которого может влиять на патогенез инфекции [Gaston et al., 2021]. В частности, характер взаимного влияния бактерий на адгезию к поверхности отражается на их способности к закреплению в данной инфекционной нише [Gaston et al., 2021]. В настоящее время имеются данные о влиянии ряда других бактерий на рост или формирование биопленок K. oxytoca [García-Pérez et al., 2018; Hou et al., 2022], однако адгезивность K. oxytoca в присутствии других бактерий не изучалась.

Таким образом, изучение адгезивности K. oxytoca как в чистой культуре, так и в присутствии других бактерий, роли в этом процессе протеолитических ферментов, фимбрий и различных поверхностных компонентов бактерий необходимо не только для понимания фундаментальных механизмов, лежащих в основе этих процессов, но и для корректировки терапевтических мероприятий в целях повышения эффективности лечения инфекций.

Цель и задачи исследований. Целью работы было оценить вклад гримелизин-подобной протеазы и фимбрий 1 и 3 типов в адгезивный потенциал бактерий Klebsiella oxytoca, а также выявить влияние других условно-патогенных бактерий на ее адгезивные свойства в смешанных культурах.

В связи с поставленной целью решались следующие задачи:

1. Определить протеолитическую активность и адгезивные свойства уропатогенного изолята K. oxytoca NK-1.

2. Секвенировать и аннотировать полную геномную последовательность для изолята K. oxytoca NK-1, провести сравнительный биоинформатический анализ генетических локусов, кодирующих гомолог металлопротеазы гримелизина и опероны фимбрий 1 и 3 типов.

3. Получить штаммы с нокаутированными генами адгезинов и оперонов фимбрий 1 и 3 типов и проанализировать их адгезивные свойства.

4. Выявить взаимное влияние разных штаммов энтеробактерий и стафилококков на адгезию K. oxytoca к биотическим и абиотическим поверхностям.

5. Оценить вклад поверхностных углеводов и белков K. oxytoca и бактерий-партнеров в повышенную адгезию K. oxytoca к клеточным линиям в смешанных культурах.

Научная новизна. Был секвенирован геном уропатогенного изолята K. oxytoca NK-1, выделенного с поверхности мочеточникового стента. Впервые продемонстрировано наличие у K. oxytoca специфической внутриклеточной протеолитической активности, характерной для гримелизин-подобных металлопротеаз, которые регулируют инвазию и адгезию бактерий [Tsaplina et al2020]. Широко охарактеризован адгезивный потенциал штамма с использованием разных абиотических и биотических субстратов. Впервые получены мутанты K. oxytoca по фимбриям 1 и 3 типов и установлено, что их удаление не подавляет адгезию бактерий к разным поверхностям. Однако полученные данные позволяют предположить, что удаление фимбрий 3 запускает серию регуляторных событий, стимулирующих гиперэкспрессию других адгезивных компонентов, тропных к клеткам эпителия легких. В смешанных культурах с другими бактериями впервые продемонстрировано повышение адгезии K. oxytoca к клеткам эпителия мочевого пузыря и легких. Впервые показана способность K. oxytoca к коагрегации с другими энтеробактериями, которая происходит только в прикрепленной, но не планктонной форме существования.

Теоретическая и практическая значимость работы. Проведенное исследование расширяет представление о механизмах патогенеза клинически значимых бактерий K. oxytoca. Принимая во внимание развивающуюся устойчивость Klebsiella spp. к антибиотикам, обусловленную биологией данных бактерий, полученные результаты могут использоваться для дизайна новых лекарственных препаратов, основанных на факторах вирулентности возбудителей. В частности, для профилактики полимикробных инфекций (например, мочевыводящих и дыхательных путей) потенциальное значение может иметь создание вакцин, содержащих одновременно антигены бактерий K. oxytoca и патогенов, усиливающих их адгезивность.

Основные положения, выносимые на защиту:

1. Уропатогенный штамм Klebsiella oxytoca NK-1 обладает специфической внутриклеточной актиназной активностью, обусловленной экспрессией гена-гомолога гримелизина Serratia grimesii, участвующего в инвазии. Штамм K. oxytoca NK-1 способен эффективно адгезировать к различным абиотическим и биотическим поверхностям, оставаясь не инвазивным.

2. В отсутствие фимбрий 3 типа у K. oxytoca активируется экспрессия генов других адгезинов, что повышает способность штамма прикрепляться к клеткам эпителия легких. Последующая инактивация генов фимбрий 1 типа также активирует экспрессию генов адгезинов, дополнительным индуктором которой является манноза.

3. В смешанных культурах адгезивность K. oxytoca и других штаммов энтеробактерий и стафилококков изменяется в зависимости от взаимного влияния бактерий и типа поверхности. Klebsiella variicola в 30 раз повышает адгезию K. oxytoca к клеткам эпителия мочевого пузыря.

Достоверность результатов и апробация работы. Результаты исследования получены путем проведения большого количества экспериментальных процедур на современном высокотехнологичном оборудовании с привлечением актуальных микроскопических, микробиологических и молекулярно-биологических методов. Воспроизводимость результатов и статистический анализ подтверждают их достоверность. Большая часть результатов исследования опубликована в рецензируемых российских и зарубежных изданиях.

Основные положения диссертации представлены на международных и всероссийских конференциях и конгрессах: Международной конференции «Трансляционная медицина 2016» (Казань, 2016), 21-ой Международной Пущинской школе-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века» (Пущино, 2017), ежегодных Российско-Китайском и Всероссийском конгрессах «XX, XXI, XXV Кашкинские чтения» (Санкт-Петербург, 2017, 2018, 2022), 42-ом и 43-ем конгрессах FEBS «От молекул до клеток и обратно» (Иерусалим, 2017), «Биохимия навсегда» (Прага, 2018), X Ежегодном Всероссийском Конгрессе «Инфекционные болезни в современном мире: эволюция, текущие и будущие угрозы» (Москва, 2018), VI и XI

т-ч и и u u 1

Всероссийской заочной научно-практической конференции с международным участием «Микробиология в современной медицине» (Казань, 2018 и 2023), III Международной школе-конференции студентов, аспирантов и молодых ученых «Материалы и технологии XXI века» (Казань, 2018), Российско-немецком семинаре «Взаимодействие: от клетки до человека» (Казань, 2019), 2-ой Всероссийской школе-конференции молодых ученых «Биохимия - основа наук о жизни» (Казань, 2019), 30-ом конгрессе ECCMID (Paris, 2020), Международной юбилейной конференции «Микробиология: вчера, сегодня, завтра» (Казань, 2021), Международной научной конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов-2023» (Москва, 2023).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 19 работ, в том числе 4 статьи и 2 тезиса в научных журналах, индексируемых WoS и Scopus, а также 3 тезиса в журналах, рекомендованных ВАК.

Связь работы с базовыми научными программами. Исследования проводились в рамках программы повышения конкурентоспособности Казанского (Приволжского) федерального университета, а также при поддержке гранта РФФИ № 18-34-00837 мол_а и годовой научно-исследовательской стипендии, предоставленной германской службой академических обменов DAAD (персональный номер 91696474).

Место выполнения работы и личный вклад соискателя. Большая часть экспериментов выполнена на кафедре микробиологии Института фундаментальной медицины и биологии Казанского (Приволжского) федерального университета (ИФМиБ КФУ, Казань, Россия). Отдельные эксперименты по характеристике адгезивности бактерий выполнены в лаборатории многопараметрического анализа Института биотехнологии Бранденбургского технического университета Коттбус-Зенфтенберг (Зенфтенберг, Германия) в ходе научной стажировки в рамках стипендиальной программы DAAD (2018 г.). Сканирующая электронная микроскопия проведена в междисциплинарном центре «Аналитическая микроскопия» КФУ. Полногеномное секвенирование выполнено на базе НИЛ «Экстремальная биология» ИФМиБ КФУ совместно с к.б.н., с.н.с. Шагимардановой Еленой Ильясовной.

Совместно с научным руководителем автором сформулированы цель и задачи исследования, разработан план работы, осуществлен подбор методик, выполнено обсуждение полученных результатов и формулирование основных выводов. Результаты экспериментов получены лично автором либо при его непосредственном участии на всех этапах работы. Статистическая обработка результатов, а также анализ данных литературы выполнены лично автором.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из следующих разделов: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты, обсуждение результатов, заключение, список литературы и приложение. Текст изложен на 173 страницах и содержит 23 рисунка (включая 1 в Приложении) и 17 таблиц (включая 8 в Приложении). Библиография включает 357 источников.

1 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Клиническая значимость Klebsiella oxytoca

1.1.1 Общая характеристика Klebsiella oxytoca

Klebsiella oxytoca является представителем рода Klebsiella, который относится к семейству Enterobacteriaceae, входящего в порядок Enterobacterales [Adeolu et al., 2016]. Клебсиеллы представляют собой грамотрицательные факультативно анаэробные палочковидные неподвижные бактерии, продуцирующие капсулу. В составе рода выделяют видовой комплекс Klebsiella oxytoca (KoSC). В него входит 9 видов, которые различаются по последовательности гена Р-лактамазы blaOXA: K. oxytoca, Klebsiella michiganensis, Klebsiella pasteurii, Klebsiella grimontii, Klebsiella spallanzanii, Klebsiella huaxiensis и 3 новых неназванных вида [Yang et al., 2022]. По биохимическим свойствам отличить от других членов комплекса и друг от друга можно лишь виды K. spallanzanii и K. huaxiensis [Cosic et al., 2021]. Остальные виды невозможно дифференцировать по морфологическим и биохимическим свойствам или последовательности гена 16S рРНК [Cosic et al., 2021], но можно дифференцировать с помощью MALDI-TOF-масс-спектрометрии и программы Klebsiella MALDI TypeR [Bridel et al., 2021]. Общим свойством видов KoSC, отличающим их от других видов рода, является способность к продукции индола в ходе ферментативного расщепления триптофана [Yang et al., 2022].

По состоянию на январь 2023 г. в базе данных NCBI (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/) содержится 927 секвенированных геномов бактерий комплекса KoSC: 313 K. oxytoca (53 полных), 433 K. michiganensis (51 полный), 16 K. pasteurii (2 полных), 157 K. grimontii (17 полных), 4 K. spallanzanii (0 полных) и 5 K. huaxiensis (1 полный). Первый геном был секвенирован и опубликован в декабре 2011 г. Это был геном штамма KCTC 1686, который далее был отнесен к виду K. michiganensis [Shin et al., 2012]. Геном этой бактерии размером 5.9 Мб содержал 5488 белок-кодирующих генов и 110 генов р+тРНК. Можно отметить, что геномы разных штаммов K. oxytoca могут различаться размерами. Так размер самого маленького генома K. oxytoca (штамм UBA7463) составляет 4.57 Мб, а самого крупного (штамм 112_KOXY) - 9.27 Мб, однако большинство геномов имеет размер от 5.6 до 6.4 Мб.

Например, геном клинического изолята K. oxytoca JKo3 содержит 91 ген р+тРНК и 5647 белок-кодирующих генов, включая генный кластер nif, продукты которого участвуют в фиксации атмосферного азота [Iwase et al., 2016].

В аннотированных геномах нозокомиальных штаммов K. oxytoca, K. michiganensis, K. grimontii и K. pasteurii, выделенных из клинических образцов, содержится кластер генов, ответственных за биосинтез цитотоксинов, а также гены устойчивости к аминогликозидам, гены Р-лактамаз расширенного спектра (blasHv-12 и blacTx-M-9) и ген карбапенемазы (blaiMP-4) [Stewart et al., 2022]. Например, геном нозокомиального штамма K. oxytoca 11492-1, выделенного из культуры перианального мазка у пациента с системной инфекцией, содержит плазмиду, кодирующую AmpC Р-лактамазу blaFox-5 [Hazen et al., 2012].

Таким образом, с 2011 года до настоящего времени опубликовано большое количество секвенированных геномов K. oxytoca. Одной из причин является их растущая клиническая значимость, обусловленная главным образом растущей антибиотикорезистентностью штаммов данного вида.

1.1.2 Роль Klebsiella oxytoca в инфекционной патологии

Бактерии K. oxytoca являются обитателями почвы и воды, встречаются в кишечнике и дыхательных путях здоровых людей и все чаще выделяются из клинических образцов, полученных от новорожденных и взрослых пациентов отделений интенсивной терапии при нозокомиальных инфекциях [Herridge et al., 2020]. После видового комплекса Klebsiella pneumoniae (KpSC), члены KoSC являются наиболее клинически значимыми видами [Broberg et al., 2014]. Это связано с тем, что KoSC-виды непрерывно эволюционируют, приобретая гены устойчивости к антибиотикам [Broberg et al., 2014; Moradigaravand et al., 2017]. Важно отметить, что K. oxytoca и K. pneumoniae характеризуются большим количеством схожих генов и механизмов лекарственной устойчивости [Herridge et al., 2020]. Вместе с тем, по некоторым данным, изоляты K. oxytoca обладают даже более высокой лекарственной устойчивостью, чем изоляты K. pneumoniae [Singh et al., 2016].

Источниками и резервуарами госпитальных вспышек Klebsiella-ассоциированных инфекций могут служить сами пациенты, медицинские работники, а также контаминированный больничный инвентарь и оборудование [Hendrik et al, 2015]. Особую опасность представляют вспышки, вызванные штаммами-продуцентами ß-лактамаз расширенного спектра [Lowe et al., 2012] и карбапенемаз [Hoenigl et al., 2012], а также штаммами, устойчивыми к фторхинолонам и тетрациклинам [Brisse et al, 2000].

Установлено, что прием пенициллинов вызывает дисбиоз кишечной микрофлоры и чрезмерный рост K. oxytoca, обладающих природной устойчивостью к этим антибиотикам, что может привести к развитию антибиотик-ассоциированного геморрагического колита [Herzog et al., 2014]. Более того, гипертрофия K. oxytoca в кишечнике недоношенных младенцев, вызванная превентивным и терапевтическим применением антибиотиков, повышает риск развития позднего неонатального сепсиса, менингита или некротизирующего энтероколита [Cosic et al., 2021]. Кроме того, K. oxytoca является возбудителем инфекций мочевыводящих путей (ИМП), мягких тканей, ран, внутрибрюшных инфекций, бактериемии и пневмонии [Herzog et al., 2014; Sibi et al, 2014; Singh et al, 2016; Papajk et al, 2021; Neog et al, 2021]. Необходимо отметить, что у COVID-19 пациентов микробиота легких насыщается K. oxytoca [Han et al, 2022].

По сравнению с такими уропатогенами как Escherichia coli и K. pneumoniae, K. oxytoca реже становится причиной развития ИМП. Тем не менее K. oxytoca вызывает как мономикробные, так и полимикробные ИМП. Так, описаны случаи выделения K. oxytoca из мочи совместно с Raoultella ornithinolytica [Schmidt, 2017] и E. coli [Laudisio et al., 2015], а также в составе многокомпонентных сообществ вместе с Enterococcus faecalis, E. coli и Proteus mirabilis [de Vos et al., 2017] или E. coli и Streptococcus gallolyticus [Biggel et al., 2019]. Стоит отметить, что в силу рутинных методов идентификации микроорганизмов, применяемых в клинико-

бактериологических лабораториях, истинный вклад редко встречающихся микроорганизмов, таких как K. oxytoca, в развитие моно- и полимикробных ИМП может быть недооценен.

В целом для K. oxytoca очень характерно участие в полимикробных инфекциях

U и гр U с» 1

самой разной локализации. Так, например, гнойный абсцесс печени - инфекция печеночной паренхимы - часто имеет полимикробную природу [Meddings et al., 2010]: описаны случаи K. oxytoca-ассоциированных гнойных абсцессов печени совместно с R. ornithinolytica [Surani et al., 2020] или Clostridium perfringens [Paasch et al., 2017]. K. oxytoca-ассоциированная бактериемия чаще всего развивается на фоне инфекции желчевыводящих путей и в 40% случаев является полимикробной, характеризуясь более высокой смертностью в сравнении с мономикробными случаями [Kim et al., 2002]. Так, вместе с K. oxytoca из крови часто выделяются E. coli, E. faecalis, Enterobacter cloacae, P. mirabilis, Staphylococcus aureus и K. pneumoniae [Lin et al., 1997; Reid et al., 2019; Almuhayawi et al., 2021]. Кроме того, описан случай полимикробной кристаллической кератопатии, вызванной K. oxytoca и Staphylococcus sp., при доминировании K. oxytoca [Chou, Adyanthaya, 2012]. Описан также случай синдрома диабетической стопы, вызванной K. oxytoca в комплексе с E. cloacae, S. aureus и Anaerococcus vaginalis [Moon et al., 2021].

Перитонеальный диализ, являющийся для пациентов с почечной недостаточностью лучшей альтернативой гемодиализу, часто приводит к развитию перитонита. По разным данным, от 1.6 до 10% случаев перитонита являются полимикробными, и такие инфекции имеют неблагоприятный прогноз, повышая вероятность госпитализации, удаления катетера с последующим переходом на гемодиализ или смертельного исхода [Pindi et al., 2020]. Описаны случаи перитонита, вызванного K. oxytoca совместно с Citrobacterfreundii [Yang et al., 2004], S. aureus [Pindi et al., 2020] и Streptococcus viridans [Liu et al., 2018]. Примечательно, что присутствие K. oxytoca не влияет на клинический исход S. viridans-ассоциированного перитонита, мономикробный вариант которого является благоприятным [Liu et al., 2018].

Важно отметить, что K. oxytoca взаимодействует с другими бактериями в разных инфекционных нишах, и характер таких взаимодействий может влиять на исход инфекции. Так, например, было показано, что K. oxytoca и S. aureus, выделенные с поверхности хронической раны, не влияли на рост друг друга [García-Pérez et al., 2018]. В то же время экзопротеом S. aureus значительно истощался в присутствии K. oxytoca,

что может объясняться как замедленным лизисом клеток S. aureus, так и использованием бактериями K. oxytoca внеклеточных белков стафилококков как источников углерода и азота. В любом случае, подобный феномен может отражаться на патогенезе полимикробной инфекции, поскольку экзопротеины S. aureus являются основным резервуаром факторов вирулентности данного вида [García-Pérez et al., 2018].

Таким образом, K. oxytoca участвует в развитии как моно-, так и полимикробных инфекций различных органов человека. Среди бактерий, выделяемых совместно с K. oxytoca из клинических образцов при полимикробных инфекциях, встречаются как другие энтеробактерии (E. coli, E. cloacae, P. mirabilis, C. freundii, R. ornithinolytica), так и грамположительные бактерии (S. aureus, E. faecalis, S. viridans).

1.1.3 Факторы вирулентности энтеробактерий

Несмотря на растущую клиническую значимость K. oxytoca, вирулентный профиль данного вида, в отличие от K. pneumoniae, еще недостаточно охарактеризован [Dong et al., 2022]. Известно, что клинические изоляты K. oxytoca способны к продукции цитотоксинов двух типов - тиливаллина и тилимицина (клебоксимицина), - однако значимость этой способности для патогенеза инфекций не доказана [Cosic et al., 2021]. Так, большинство изолятов K. oxytoca, выделенных из стула пациентов с некротизирующим энтероколитом и антибиотик-ассоциированным геморрагическим колитом, являются цитотоксичными, однако это не характерно для респираторных изолятов и большинства изолятов из крови, ран и мочи [Validi et al., 2017; Paveglio et al., 2020]. Таким образом, помимо цитотоксичности, K. oxytoca обладает другими, еще не установленными факторами вирулентности.

Таксономическая принадлежность K. oxytoca позволяет предположить, что вирулентность данной бактерии опосредуется механизмами, свойственными бактериям порядка Enterobacterales, который объединяет многие облигатные (Yersinia, Salmonella) и оппортунистические патогены (Escherichia, Shigella, Klebsiella, Proteus, Serratia, Citrobacter). Факторы вирулентности этих патогенов - в первую очередь, адгезины, капсула, токсины, сидерофоры - способствуют колонизации организма хозяина и усилению тяжести заболевания [Soares, Weiss, 2015].

Бактериальная адгезия в результате взаимодействия поверхностных адгезинов (главным образом фимбрий) с эпителиальными клетками или поверхностью катетера является ключевым этапом установления инфекции [Sarowska et al., 2019]. Адгезированные бактерии могут проникать в клетки хозяина (инвазировать), индуцируя собственный фагоцитоз за счет индукции сигнального каскада. В результате создается благоприятная среда для репликации патогенов, защищающая их от иммунного ответа хозяина [Cossart, Sansonetti, 2004]. Капсула также обеспечивает защиту бактерий от факторов иммунитета и бактерицидных молекул, препятствуя элиминации патогенов [Rendueles, 2020]. Бактериальные токсины и ферменты (гиалуронидазы, гемолизины, протеазы и др.) повреждают разные типы клеток и тканей хозяина, нарушая их функционирование и тем самым способствуя развитию инфекции [Henkel et al., 2010]. Продукция сидерофоров - низкомолекулярных хелаторов -является бактериальной стратегией связывания железа в условиях его ограниченного содержания, что способствует персистенции патогенов [Caza, Kronstad, 2013].

Далее более детально будет рассмотрена роль в патогенезе энтеробактерий таких факторов вирулентности как внутриклеточные протеазы и фимбрии.

1.1.3.1 Вклад внутриклеточных протеаз в потенциал вирулентности

Микробные протеолитические ферменты являются факторами вирулентности многих патогенов. Значительно лучше изучена роль в патогенезе инфекционных заболеваний внеклеточных протеаз, многие из которых выполняют функцию токсинов и играют ключевую роль в развитии таких серьезных заболеваний как сибирская язва, ботулизм и столбняк [Chiavolini et al., 2003]. Достаточно много данных и о роли секретируемых протеаз в вирулентном потенциале энтеробактерий. В частности, секретируемые протеазы обеспечивают персистенцию многих патогенов порядка Enterobacterales в организме хозяина. Так, уропатогенная E. coli секретирует сериновую протеазу Sat, оказывающую цитотоксический эффект на линии клеток эпителия мочевого пузыря и почек и вызывающую сильный гуморальный ответ на мышиной модели ИМП [Guyer et al., 2000]. Уропатогенная E. coli и кишечные патогены (энтероагрегативная E. coli, Shigella flexneri) секретируют также сериновую протеазу

Pic, обладающую муциназной активностью и обеспечивающую защиту от факторов иммунитета в сыворотке крови [Parham et al., 2004]. Внеклеточная сериновая протеаза Spa Shigella spp. разрушает кишечный эпителиальный барьер, способствуя бактериальной инвазии и развитию патологического процесса [Maldonado-Contreras et al., 2017]. Сериновая протеаза EspP, секретируемая энтерогеморрагической E. coli, расщепляет фактор коагуляции V, усиливая кровотечение в кишечнике [Kuo et al., 2016].

Штаммы Serratia marcescens - оппортунистического патогена, вызывающего инфекции разной локализации - секретируют важные для патогенеза серрализин-подобные протеазы, относящиеся к семейству широко распространенных среди бактерий металлопротеаз, активность которых зависит от цинка [Stella et al., 2017]. Показано, что они в больших количествах экспрессируются клиническими штаммами S. marcescens и играют важную роль в их вирулентности [Kida et al., 2007]. Так, серрализин является важным фактором развития кератита, респираторных инфекций, а также повышает проницаемость кровеносных сосудов [Kida et al., 2007] и способствует развитию биопленок [Bruna et al., 2018]. Кроме того, он расщепляет сывороточные белки (иммуноглобулины, лизоцим, фибронектин и др.) и оказывает токсическое действие на фибробласты, а также активирует воспалительный ответ [Molla et al., 1986]. Например, кальций-зависимая серрализин-подобная металлопротеаза SlpE обеспечивает цитотоксичность клинических изолятов S. marcescens в отношении эпителиальных клеток и отсутствует у свободноживущих штаммов [Stella et al., 2017].

В литературе имеются немногочисленные сообщения о секретируемых протеазах бактерий рода Klebsiella. Так, была охарактеризована внеклеточная протеолитическая активность разных штаммов K. pneumoniae и показано, что в среде культивирования присутствовала только одна протеаза с эластазной активностью, активность которой не коррелировала с вирулентностью штаммов [Тришин с соавт., 2004]. В другой работе у штамма K. pneumoniae MGH 78578 была идентифицирована новая внеклеточная цинк-зависимая металлопротеаза YggG, функциональная роль которой остается неизвестной [Wong et al., 2012]. Охарактеризована внеклеточная протеолитическая активность штамма K. oxytoca, выделенного из сырого молока [Tondo et al., 2004]. Интересно

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Гилязева Аделия Гаделевна, 2023 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Набока, Ю. Л. Бактериальная микст-инфекция у женщин с хроническим рецидивирующим циститом / Ю. Л. Набока, М. И. Коган, Л. И. Васильева, [и др.] // Ж. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. - 2011. - № 1. - С. 8-12.

2. Тришин, А. В. Протеазная активность Klebsiella pneumoniae различной вирулентности / А. В. Тришин, М. Ю. Жданович, Л. В. Савватеева, [и др.] // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. - 2004. - № 4. - С. 7-11.

3. Abbas, A. F. Contribution of Capsule to Virulence and Antibiotic Sensitivity of Klebsiella ozaenae Identified by Phenotypic and Molecular Methods / A. F. Abbas, A. G. M. Al-Saadi, A. K. Hussein, A. O. Al-Thaheb // J Pure Appl Microbiol. - 2019. - V. 13, No.

3. - P. 1753-1761.

4. Aberg, A. (p)ppGpp regulates type 1 fimbriation of Escherichia coli by modulating the expression of the site-specific recombinase FimB / A. Aberg, V. Shingler, C. Balsalobre // Mol Microbiol. - 2006. - V. 60, No. 6. - P. 1520-1533.

5. Adeolu, M. Genome-based phylogeny and taxonomy of the 'Enterobacteriales': proposal for Enterobacterales ord. nov. divided into the families Enterobacteriaceae, Erwiniaceae fam. nov., Pectobacteriaceae fam. nov., Yersiniaceae fam. nov., Hafniaceae fam. nov., Morganellaceae fam. nov., and Budviciaceae fam. nov. / M. Adeolu, S. Alnajar, S. Naushad, R. S Gupta // Int J Syst Evol Microbiol. - 2016. - V. 66, No. 12. - P. 5575-5599.

6. Adlerberth, I. Establishment of the gut microbiota in Western infants / I. Adlerberth, A. E. Wold // Acta Paediatr. - 2009. - V. 98, No. 2. - P. 229-238.

7. Afonso, A. C. Bacterial coaggregation in aquatic systems / A. C. Afonso, I. B. Gomes, M. J. Saavedra, [et al.] // Water Res. - 2021. - V. 196: 117037. doi: 10.1016/j.watres.2021.117037.

8. Ahmed, N. A. AI-2/LuxS is involved in increased biofilm formation by Streptococcus intermedius in the presence of antibiotics / N. A. Ahmed, F. C. Petersen, A. A. Scheie // Antimicrob Agents Chemother. - 2009. - V. 53, No. 10. - P. 4258-4263.

9. Almuhayawi, M. S. Identification of microorganisms directly from blood culture bottles with polymicrobial growth: comparison of FilmArray and direct MALDI-TOF MS /

M. S. Almuhayawi, A. Y. W. Wong, M. Kynning, [et al.] // APMIS. - 2021. - V. 129, No. 4.

- P. 178-185.

10. Alteri, C. J. Preferential use of central metabolism in vivo reveals a nutritional basis for polymicrobial infection / C. J. Alteri, S. D. Himpsl, H. L. Mobley // PLoS Pathog. - 2015.

- V. 11, No. 1: e1004601. doi: 10.1371/journal.ppat.1004601

11. Amabebe, E. The Vaginal Microenvironment: The Physiologic Role of Lactobacilli / E. Amabebe, D. O. C. Anumba // Front Med (Lausanne). - 2018. - V. 5: 181. doi: 10.3389/fmed.2018.00181

12. Andersen, M. J. Inhibiting host-protein deposition on urinary catheters reduces associated urinary tract infections / M. J. Andersen, C. Fong, A. A. La Bella, [et al.] // Elife.

- 2022. - V. 11: e75798. doi: 10.7554/eLife.75798

13. Aravind, L. The many faces of the helix-turn-helix domain: transcription regulation and beyond / L. Aravind, V. Anantharaman, S. Balaji, [et al.] // FEMS Microbiol Rev. - 2005.

- V. 29, No. 2. - P. 231-262.

14. Ares, M. A. H-NS Nucleoid Protein Controls Virulence Features of Klebsiella pneumoniae by Regulating the Expression of Type 3 Pili and the Capsule Polysaccharide / M. A. Ares, J. L. Fernández-Vázquez, R. Rosales-Reyes, [et al.] // Front Cell Infect Microbiol. -2016. - V. 6: 13. doi: 10.3389/fcimb.2016.00013

15. Armbruster, C. E. Increased incidence of urolithiasis and bacteremia during Proteus mirabilis and Providencia stuartii coinfection due to synergistic induction of urease activity / C. E. Armbruster, S. N. Smith, A. Yep, H. L. Mobley // J Infect Dis. - 2014. - V. 209, No. 10.

- P. 1524-1532.

16. Armbruster, C. E. The Pathogenic Potential of Proteus mirabilis Is Enhanced by Other Uropathogens during Polymicrobial Urinary Tract Infection / C. E. Armbruster, S. N. Smith, A. O. Johnson, [et al.] // Infect Immun. - 2017. - V. 85, No. 2: e00808-16. doi: 10.1128/IAI.00808-16

17. Armbruster, C. R. Staphylococcus aureus Protein A Mediates Interspecies Interactions at the Cell Surface of Pseudomonas aeruginosa / C. R. Armbruster, D. J. Wolter, M. Mishra, [et al.] // mBio. - 2016. - V. 7, No. 3: e00538-16. doi: 10.1128/mBio.00538-16

18. Arndt, D. PHASTER: a better, faster version of the PHAST phage search tool / D. Arndt, J. R. Grant, A. Marcu, [et al.] // Nucleic Acids Res. - 2016. - V. 44, No. W1. - P. W16-W 21. doi: 10.1093/nar/gkw387.

19. Aryayev, M. L. Prophylaxis of acute respiratory infections via improving the immune system in late preterm newborns with E. coli strain Nissle 1917: a controlled pilot trial / M. L. Aryayev, L. I. Senkivska, N. K. Bredeleva, I. V. Talashova // Pilot Feasibility Stud. - 2018. -V. 4: 79. doi: 10.1186/s40814-018-0271-y.

20. Asahara, T. Antimicrobial activity of intraurethrally administered probiotic Lactobacillus casei in a murine model of Escherichia coli urinary tract infection / T. Asahara, K. Nomoto, M. Watanuki, T. Yokokura // Antimicrob Agents Chemother. - 2001. - V. 45, No. 6. - P. 1751-1760.

21. Auger, S. Autoinducer 2 affects biofilm formation by Bacillus cereus / S. Auger, E. Krin, S. Aymerich, M. Gohar // Appl Environ Microbiol. - 2006. - V. 72, No. 1. - P. 937941.

22. Azevedo, A. S. Impact of Delftia tsuruhatensis and Achromobacter xylosoxidans on Escherichia coli dual-species biofilms treated with antibiotic agents / A. S. Azevedo, C. Almeida, B. Pereira, [et al.] // Biofouling. - 2016. - V. 32, No. 3. - P. 227-241.

23. Aziz, R. K. The RAST Server: rapid annotations using subsystems technology / R. K. Aziz, D. Bartels, A. A. Best, [et al.] // BMC Genomics. - 2008. - V. 9: 75. doi: 10.1186/14712164-9-75.

24. Ballen, V. Enterococcus faecalis inhibits Klebsiella pneumoniae growth in polymicrobial biofilms in a glucose-enriched medium / V. Ballen, C. Ratia, V. Cepas, S. M. Soto // Biofouling. - 2020. - V. 36, No. 7. - P. 846-861.

25. Bankevich, A. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing / A. Bankevich, S. Nurk, D. Antipov, [et al.] // J Comput Biol. - 2012. - V. 19, No. 5. - P. 455-477.

26. Beerepoot, M. Non-Antibiotic Prophylaxis for Urinary Tract Infections / M. Beerepoot, S. Geerlings // Pathogens. - 2016. - V. 5, No. 2: 36. doi: 10.3390/pathogens5020036.

27. Beerepoot, M. A. Lactobacilli vs antibiotics to prevent urinary tract infections: a randomized, double-blind, noninferiority trial in postmenopausal women / M. A. Beerepoot, G. ter Riet, S. Nys, [et al.] // Arch Intern Med. - 2012. - V. 172, No. 9. - P. 704-712.

28. Bermudez-Brito, M. L. plantarum WCFS1 enhances Treg frequencies by activating DCs even in absence of sampling of bacteria in the Peyer Patches / M. Bermudez-Brito, T. Borghuis, C. Daniel, [et al.] // Sci Rep. - 2018. - V. 8, No. 1: 1785. doi: 10.1038/s41598-018-20243-1

29. Berne, C. Adhesins Involved in Attachment to Abiotic Surfaces by Gram-Negative Bacteria / C. Berne, A. Ducret, G. G. Hardy, Y. V. Brun // Microbiol Spectr. - 2015. V. 3, No. 4. doi: 10.1128/microbiolspec.MB-0018-2015.

30. Bertelli, C. IslandViewer 4: expanded prediction of genomic islands for larger-scale datasets / C. Bertelli, M. R. Laird, K. P. Williams, [et al.] // Nucleic Acids Res. - 2017. - V. 45, No. W1. - P. W30-W35. doi: 10.1093/nar/gkx343.

31. Biehl, L. M. Fecal microbiota transplantation in a kidney transplant recipient with recurrent urinary tract infection / L. M. Biehl, R. Cruz Aguilar, F. Farowski, [et al.] // Infection. - 2018. - V. 46, No. 6. - P. 871-874.

32. Biggel, M. Asymptomatic bacteriuria in older adults: the most fragile women are prone to long-term colonization / M. Biggel, S. Heytens, K. Latour, [et al.] // BMC Geriatr. - 2019. - V. 19, No. 1: 170. doi: 10.1186/s12877-019-1181-4

33. Bishara, J. Five-year prospective study of bacteraemic urinary tract infection in a single institution / J. Bishara, L. Leibovici, D. Huminer, [et al.] // Eur J Clin Microbiol Infect Dis. - 1997. - V. 16, No. 8. - P. 563-567.

34. Bishop, M. J. Maximum likelihood alignment of DNA sequences / M. J. Bishop, E. A. Thompson // J Mol Biol. - 1986. - V. 190, No. 2. - P. 159-165.

35. Blango, M. G. Bacterial landlines: contact-dependent signaling in bacterial populations / M. G. Blango, M. A. Mulvey // Curr Opin Microbiol. - 2009. - V. 12, No. 2. -P. 177-181.

36. Bolger, A. M. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data / A. M. Bolger, M. Lohse, B. Usadel // Bioinformatics. - 2014. - V. 30, No. 15. - P. 2114-2120.

37. Bolotin, E. Horizontally Acquired Genes Are Often Shared between Closely Related Bacterial Species / E. Bolotin, R. Hershberg // Front Microbiol. - 2017. - V. 8: 1536. doi: 10.3389/fmicb.2017.01536.

38. Bozhokina, E. Grimelysin, a novel metalloprotease from Serratia grimesii, is similar to ECP32 / E. Bozhokina, S. Khaitlina, T. Adam // Biochem Biophys Res Commun. - 2008.

- V. 367, No. 4. - P. 888-892.

39. Bozhokina, E. The Serratia grimesii outer membrane vesicles-associated grimelysin triggers bacterial invasion of eukaryotic cells / E. Bozhokina, L. Kever, S. Khaitlina // Cell Biol Int. - 2020. - V. 44, No. 11. - P. 2275-2283.

40. Bozhokina, E. S. Bacterial invasion of eukaryotic cells can be mediated by actin-hydrolysing metalloproteases grimelysin and protealysin / E. S. Bozhokina, O. A. Tsaplina, T. N. Efremova, [et al.] // Cell Biol Int. - 2011. - V. 35, No. 2. - P. 111-118.

41. Bradford M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal Biochem. - 1976. -V. 72: 248-254.

42. Bradshaw, D. J. Metabolic cooperation in oral microbial communities during growth on mucin / D. J. Bradshaw, K. A. Homer, P. D. Marsh, D. Beighton // Microbiology (Reading).

- 1994. - V. 140, Pt 12. - P. 3407-3412.

43. Bradshaw, D. J. Role of Fusobacterium nucleatum and coaggregation in anaerobe survival in planktonic and biofilm oral microbial communities during aeration / D. J. Bradshaw, P. D. Marsh, G. K. Watson, C. Allison // Infect Immun. - 1998. - V. 66, No. 10. -P. 4729-4732.

44. Braga, R. M. Microbial interactions: ecology in a molecular perspective / R. M. Braga, M. N. Dourado, W. L. Araujo // Braz J Microbiol. - 2016. - V. 47 Suppl 1(Suppl 1). - P. 8698.

45. Breidenstein, E. B. The Lon protease is essential for full virulence in Pseudomonas aeruginosa / E. B. Breidenstein, L. Janot, J. Strehmel, [et al.] // PLoS One. - 2012. - V. 7, No. 11: e49123. doi: 10.1371/journal.pone.0049123

46. Bridel, S. Klebsiella MALDI TypeR: a web-based tool for Klebsiella identification based on MALDI-TOF mass spectrometry / S. Bridel, S. C. Watts, L. M. Judd, [et al.] // Res Microbiol. - 2021. - V. 172, No. 4-5: 103835. doi: 10.1016/j.resmic.2021.103835

47. Brisse, S. Epidemiology of quinolone resistance of Klebsiella pneumoniae and Klebsiella oxytoca in Europe / S. Brisse, D. Milatovic, A. C. Fluit, [et al.] // Eur J Clin Microbiol Infect Dis. - 2000. - V. 19, No. 1. - P. 64-68.

48. Broberg, C. A. Klebsiella: a long way to go towards understanding this enigmatic jetsetter / C. A. Broberg, M. Palacios, V. L. Miller // F1000Prime Rep. - 2014. - V. 6: 64. doi: 10.12703/P6-64.

49. Bruna, R. E. CpxR-Dependent Thermoregulation of Serratia marcescens PrtA Metalloprotease Expression and Its Contribution to Bacterial Biofilm Formation / R. E. Bruna, M. V. Molino, M. Lazzaro, [et al.] // J Bacteriol. - 2018. - V. 200, No. 8: e00006-18. doi: 10.1128/JB.00006-18

50. Bulard, E. Competition of bovine serum albumin adsorption and bacterial adhesion onto surface-grafted ODT: in situ study by vibrational SFG and fluorescence confocal microscopy / E. Bulard, M. P. Fontaine-Aupart, H. Dubost, [et al.] // Langmuir. - 2012. - V. 28, No. 49. - P. 17001-17010.

51. Cayron, J. Bacterial filament division dynamics allows rapid post-stress cell proliferation / J. Cayron, A. Dedieu, C. Lesterlin // Cold Spring Harb. Protoc. - 2020. doi: 10.1101/2020.03.16.993345

52. Caza, M. Shared and distinct mechanisms of iron acquisition by bacterial and fungal pathogens of humans / M. Caza, J. W. Kronstad // Front Cell Infect Microbiol. - 2013. - V. 3: 80. doi: 10.3389/fcimb.2013.00080

53. Chan, R. C. The influence of growth media on the morphology and in vitro adherence characteristics of gram-negative urinary pathogens / R. C. Chan, A. W. Bruce // J Urol. - 1983. - V. 129, No. 2. - P. 411-417.

54. Chandler, J. R. Acyl-homoserine lactone-dependent eavesdropping promotes competition in a laboratory co-culture model / J. R. Chandler, S. Heilmann, J. E. Mittler, E. P. Greenberg // ISME J. - 2012. V. 6, No. 12. - P. 2219-2228.

55. Chaoui, L. Contamination of the Surfaces of a Health Care Environment by Multidrug-Resistant (MDR) Bacteria / L. Chaoui, R. Mhand, F. Mellouki, N. Rhallabi // Int J Microbiol. - 2019. - V. 2019: 3236526. doi: 10.1155/2019/3236526.

56. Chen, Q. Probiotic E. coli Nissle 1917 biofilms on silicone substrates for bacterial interference against pathogen colonization / Q. Chen, Z. Zhu, J. Wang, [et al.] // Acta Biomater. - 2017. - V. 50. - P. 353-360.

57. Chiavolini, D. The three extra-cellular zinc metalloproteinases of Streptococcus pneumoniae have a different impact on virulence in mice / D. Chiavolini, G. Memmi, T. Maggi, [et al.] // BMC Microbiol. - 2003. - V. 3: 14. doi: 10.1186/1471-2180-3-14

58. Cho, H. S. T. NlpE is an OmpA-associated outer membrane sensor of the Cpx envelope stress response / T. H. S. Cho, J. Wang, T. L. Raivio // Cold Spring Harb. Protoc. - 2022. doi: 10.1101/2022.10.18.512811

59. Choi, M. Progress towards the development of Klebsiella vaccines / M. Choi, S. M. Tennant, R. Simon, A. S. Cross // Expert Rev Vaccines. - 2019. - V. 18, No. 7. - P. 681-691.

60. Chou, T. Y. Infectious crystalline keratopathy associated with Klebsiella oxytoca / T. Y. Chou, R. Adyanthaya // J Ophthalmic Inflamm Infect. - 2012. - V. 2, No. 4. - P. 211-213.

61. Chu, C.M. Diagnosis and treatment of urinary tract infections across age groups / C. M. Chu, J. L. Lowder // Am J Obstet Gynecol. - 2018. - V. 219, No. 1. - P. 40-51.

62. Chuang, L. Catheter-associated urinary tract infection / L. Chuang, P. A. Tambyah // J Infect Chemother. - 2021. - V. 27, No. 10. - P. 1400-1406.

63. Chun, C. K. Inactivation of a Pseudomonas aeruginosa quorum-sensing signal by human airway epithelia / C. K. Chun, E. A. Ozer, M. J. Welsh, J. Zabner, E. P. Greenberg // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2004. - V. 101, No. 10. - P. 3587-90.

64. Coburn, P. S. The Enterococcus faecalis cytolysin: a novel toxin active against eukaryotic and prokaryotic cells / P. S. Coburn, M. S. Gilmore // Cell Microbiol. - 2003. - V. 5, No. 10. - P. 661-669.

65. Coppenhagen-Glazer, S. Fap2 of Fusobacterium nucleatum is a galactose-inhibitable adhesin involved in coaggregation, cell adhesion, and preterm birth / S. Coppenhagen-Glazer, A. Sol, J. Abed, [et al.] // Infect Immun. - 2015. - V. 83, No. 3. - P. 1104-1113.

66. Corno, G. Antibiotics promote aggregation within aquatic bacterial communities / G. Corno, M. Coci, M. Giardina, [et al.] // Front Microbiol. - 2014. - V. 5: 297. doi: 10.3389/fmicb.2014.00297.

67. Cosic, A. Variation in Accessory Genes Within the Klebsiella oxytoca Species Complex Delineates Monophyletic Members and Simplifies Coherent Genotyping / A. Cosic, E. Leitner, C. Petternel, [et al.] // Front Microbiol. - 2021. - V. 12: 692453. doi: 10.3389/fmicb.2021.692453.

68. Cossart, P. Bacterial invasion: the paradigms of enteroinvasive pathogens / P. Cossart, P. J. Sansonetti // Science. - 2004. - V. 304, No. 5668. - P. 242-248.

69. Cribby, S. Vaginal microbiota and the use of probiotics / S. Cribby, M. Taylor, G. Reid // Interdiscip Perspect Infect Dis. - 2008. - V. 2008: 256490. doi: 10.1155/2008/256490

70. Croxall, G. Increased human pathogenic potential of Escherichia coli from polymicrobial urinary tract infections in comparison to isolates from monomicrobial culture samples / G. Croxall, V. Weston, S. Joseph, [et al.] // J Med Microbiol. - 2011. - V. 60(Pt 1).

- P. 102-109.

71. Cruz, M. R. Enterococcus faecalis inhibits hyphal morphogenesis and virulence of Candida albicans / M. R. Cruz, C. E. Graham, B. C. Gagliano, [et al.] // Infect Immun. - 2013.

- V. 81, No. 1. - P. 189-200.

72. Darouiche, R. O. Multicenter randomized controlled trial of bacterial interference for prevention of urinary tract infection in patients with neurogenic bladder / R. O. Darouiche, B. G. Green, W. H. Donovan, [et al.] // Urology. - 2011. - V. 78, No. 2. - P. 341-346.

73. Datsenko, K. A. One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products / K. A. Datsenko, B. L. Wanner // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2000.

- V. 97, No. 12. - P. 6640-6645.

74. Datta, A. Bacterial Coaggregation Among the Most Commonly Isolated Bacteria From Contact Lens Cases / A. Datta, F. Stapleton, M. D. Willcox // Invest Ophthalmol Vis Sci. -2017. - V. 58, No. 1. - P. 50-58.

75. Datta, A. Bacterial Coaggregation and Cohesion Among Isolates From Contact Lens Cases / A. Datta, F. Stapleton, M. D. P. Willcox // Invest Ophthalmol Vis Sci. - 2018. - V. 59, No. 7. - P. 2729-2735.

76. Dehbanipour, R. Anti-virulence therapeutic strategies against bacterial infections: recent advances / R. Dehbanipour, Z. Ghalavand // Germs. - 2022. - V. 12, No. 2. - P. 262275.

77. de Castro, E. ScanProsite: detection of PROSITE signature matches and ProRule-associated functional and structural residues in proteins / E. de Castro, C. J. Sigrist, A. Gattiker, [et al.] // Nucleic Acids Res. - 2006. - V. 34(Web Server issue). - P. W362-W365. doi: 10.1093/nar/gkl124.

78. Delany, I. Vaccines, reverse vaccinology, and bacterial pathogenesis / I. Delany, R. Rappuoli, K. L. Seib // Cold Spring Harb Perspect Med. - 2013. - V. 3, No. 5: a012476. doi: 10.1101/cshperspect.a012476

79. de Vos, M. G. J. Interaction networks, ecological stability, and collective antibiotic tolerance in polymicrobial infections / M. G. J. de Vos, M. Zagorski, A. McNally, T. Bollenbach // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2017. - V. 114, No. 40. - P. 10666-10671.

80. Demidyuk, I. V. Cloning, sequencing, expression, and characterization of protealysin, a novel neutral proteinase from Serratia proteamaculans representing a new group of thermolysin-like proteases with short N-terminal region of precursor / I. V. Demidyuk, A. E. Kalashnikov, T. Y. Gromova, [et al.] // Protein Expr Purif. - 2006. - V. 47, No. 2. - P. 551561.

81. Demidyuk, I. V. Crystal structure of the protealysin precursor: insights into propeptide function / I. V. Demidyuk, T. Y. Gromova, K. M. Polyakov, [et al.] // J Biol Chem. - 2010. -V. 285, No. 3. - P. 2003-2013.

82. Demidyuk, I. V. Structural organization of precursors of thermolysin-like proteinases / I. V. Demidyuk, E. V. Gasanov, D. R. Safina, S. V. Kostrov // Protein J. - 2008. - V. 27, No. 6. - P. 343-354.

83. Doll, P. W. Influence of the Available Surface Area and Cell Elasticity on Bacterial Adhesion Forces on Highly Ordered Silicon Nanopillars / P. W. Doll, K. Doll, A. Winkel, [et al.] // ACS Omega. - 2022. - V. 7, No. 21. - P. 17620-17631.

84. Domann, E. Culture-independent identification of pathogenic bacteria and polymicrobial infections in the genitourinary tract of renal transplant recipients / E. Domann, G. Hong, C. Imirzalioglu, [et al.] // J Clin Microbiol. - 2003. - V. 41, No. 12. - P. 5500-5510.

85. Dong, N. Klebsiella species: Taxonomy, hypervirulence and multidrug resistance / N. Dong, X. Yang, E. W. Chan, [et al.] // EBioMedicine. - 2022. - V. 79: 103998. doi: 10.1016/j.ebiom.2022.103998.

86. Doublet, B. Antibiotic marker modifications of lambda Red and FLP helper plasmids, pKD46 and pCP20, for inactivation of chromosomal genes using PCR products in multidrug-resistant strains / B. Doublet, G. Douard, H. Targant, [et al.] // J Microbiol Methods. - 2008. - V. 75, No. 2. - P. 359-361.

87. Drago, L. Inhibition of in vitro growth of enteropathogens by new Lactobacillus isolates of human intestinal origin / L. Drago, M. R. Gismondo, A. Lombardi, [et al.] // FEMS Microbiol Lett. - 1997. - V. 153, No. 2. - P. 455-463.

88. Edgar, R. C. MUSCLE: multiple sequence alignment with high accuracy and high throughput // Nucleic Acids Res. - 2004. - V. 32, No. 5. - P. 1792-1797.

89. Edwards, A. M. Fusobacterium nucleatum transports noninvasive Streptococcus cristatus into human epithelial cells / A. M. Edwards, T. J. Grossman, J. D. Rudney // Infect Immun. - 2006. - V. 74, No. 1. - P. 654-662.

90. Egland, P. G. Identification of independent Streptococcus gordonii SspA and SspB functions in coaggregation with Actinomyces naeslundii / P. G. Egland, L. D. Dü, P. E. Kolenbrander // Infect Immun. - 2001. - V. 69, No. 12. - P. 7512-7516.

91. Ekmekci, H. Characterization of vaginal lactobacilli coaggregation ability with Escherichia coli / H. Ekmekci, B. Aslim, S. Ozturk // Microbiol Immunol. - 2009. - V. 53, No. 2. - P. 59-65.

92. Eto, D. S. Integrin-mediated host cell invasion by type 1-piliated uropathogenic Escherichia coli / D. S. Eto, T. A. Jones, J. L. Sundsbak, M. A. Mulvey // PLoS Pathog. -2007. - V. 3, No. 7: e100. doi: 10.1371/journal.ppat.0030100.

93. Faust, K. Microbial interactions: from networks to models / K. Faust, J. Raes // Nat Rev Microbiol. - 2012. - V. 10, No. 8. - P. 538-550.

94. Ferry, S. A. Clinical and bacteriological outcome of different doses and duration of pivmecillinam compared with placebo therapy of uncomplicated lower urinary tract infection in women: the LUTIW project / S. A. Ferry, S. E. Holm, H. Stenlund, [et al.] // Scand J Prim Health Care. - 2007. - V. 25, No. 1. - P. 49-57.

95. Figueiredo, A. R. T. Cooperation and Conflict Within the Microbiota and Their Effects On Animal Hosts / A. R. T. Figueiredo, J. Kramer // Front. Ecol. Evol. - 2020. - V. 8: 132. doi: 10.3389/fevo.2020.00132

96. Flores-Mireles, A. Pathophysiology, Treatment, and Prevention of Catheter-Associated Urinary Tract Infection. / A. Flores-Mireles, T. N. Hreha, D. A. Hunstad // Top Spinal Cord Inj Rehabil. - 2019. - V. 25, No. 3. - P. 228-240.

97. Flores-Mireles, A. L. Urinary tract infections: epidemiology, mechanisms of infection and treatment options / A. L. Flores-Mireles, J. N. Walker, M. Caparon, S. J. Hultgren // Nat Rev Microbiol. - 2015. - V. - 13, No. 5. - P. 269-284.

98. Forde, B. M. Population dynamics of an Escherichia coli ST131 lineage during recurrent urinary tract infection / B. M. Forde, L. W. Roberts, M. D. Phan, [et al.] // Nat Commun. - 2019. - V. 10, No. 1: 3643. doi: 10.1038/s41467-019-11571-5

99. Formosa-Dague, C. The Role of Glycans in Bacterial Adhesion to Mucosal Surfaces: How Can Single-Molecule Techniques Advance Our Understanding? / C. Formosa-Dague, M. Castelain, H. Martin-Yken, [et al.] // Microorganisms. - 2018. - V. 6, No. 2: 39. doi: 10.3390/microorganisms6020039.

100. Forsythe, P. Probiotics and lung immune responses // Ann Am Thorac Soc. - 2014. -V. 11 Suppl 1. - P. S33-S37. doi: 10.1513/AnnalsATS.201306-156MG

101. Fourcade, C. A comparison of monomicrobial versus polymicrobial Enterococcus faecalis bacteriuria in a French University Hospital / C. Fourcade, L. Canini, J. P. Lavigne, A. Sotto // Eur J Clin Microbiol Infect Dis. - 2015. - V. 34, No. 8. - P. 1667-1673.

102. Foxman, B. Urinary tract infection syndromes: occurrence, recurrence, bacteriology, risk factors, and disease burden // Infect Dis Clin North Am. - 2014. - V. 28, No. 1. - P. 113.

103. García-Pérez, A. N. From the wound to the bench: exoproteome interplay between wound-colonizing Staphylococcus aureus strains and co-existing bacteria / A. N. García-Pérez, A. de Jong, S. Junker, [et al.] // Virulence. - 2018. - V. 9, No. 1. - P. 363-378.

104. Gaston, J. R. Polymicrobial interactions in the urinary tract: is the enemy of my enemy my friend? / J. R. Gaston, A. O. Johnson, K. Bair, [et al.] // Infect Immun. - 2021. - V. 11: IAI.00652-20. doi: 10.1128/IAI.00652-20

105. Gaston, J. R. Enterococcus faecalis Polymicrobial Interactions Facilitate Biofilm Formation, Antibiotic Recalcitrance, and Persistent Colonization of the Catheterized Urinary Tract / J. R. Gaston, M. J. Andersen, A. O. Johnson, [et al.] // Pathogens. - 2020. - V. 9, No. 10: 835. doi: 10.3390/pathogens9100835.

106. Gerlach, G. F. Type 3 fimbriae among enterobacteria and the ability of spermidine to inhibit MR/K hemagglutination / G. F. Gerlach, B. L. Allen, S. Clegg // Infect Immun. - 1989. - V. 57, No. 1. - P. 219-224.

107. van Gestel, J. Phenotypic Heterogeneity and the Evolution of Bacterial Life Cycles / J. van Gestel, M. A. Nowak // PLoS Comput Biol. - 2016. - V. 12, No. 2:e1004764. doi: 10.1371/journal.pcbi.1004764.

108. Ghasemian, A. The association of surface adhesin genes and the biofilm formation among Klebsiella oxytoca clinical isolates / A. Ghasemian, A. M. Mobarez, S. N. Peerayeh, A. T. Bezmin Abadi // New Microbes New Infect. - 2018. - V. 27. - P. 36-39.

109. Gilbert, N. M. Transient microbiota exposures activate dormant Escherichia coli infection in the bladder and drive severe outcomes of recurrent disease / N. M. Gilbert, V. P. O'Brien, A. L. Lewis // PLoS Pathog. - 2017. - V. 13, No. 3: e1006238. doi: 10.1371/journal.ppat.1006238

110. Giraffa, G. An evaluation of chelex-based DNA purification protocols for the typing of lactic acid bacteria / G. Giraffa, L. Rossetti, E. Neviani // J Microbiol Methods. - 2000. -V. 42, No. 2. - P. 175-184.

111. Glasner, J. D. ASAP, a systematic annotation package for community analysis of genomes / J. D. Glasner, P. Liss, G. Plunkett 3rd, [et al.] // Nucleic Acids Res. - 2003. - V. 31, No. 1. - P. 147-151.

112. Gomes, A. É. I. Functional Insights From KpfR, a New Transcriptional Regulator of Fimbrial Expression That Is Crucial for Klebsiella pneumoniae Pathogenicity / A. É. I. Gomes, T. Pacheco, C. D. S. Dos Santos, [et al.] // Front Microbiol. - 2021. - V. 11: 601921. doi: 10.3389/fmicb.2020.601921.

113. González Barrios, A. F. Autoinducer 2 controls biofilm formation in Escherichia coli through a novel motility quorum-sensing regulator (MqsR, B3022) / A. F. González Barrios, R. Zuo, Y. Hashimoto, [et al.] // J Bacteriol. - 2006. - V. 188, No. 1. - P. 305-316.

114. Greene, S. E. Human Urine Decreases Function and Expression of Type 1 Pili in Uropathogenic Escherichia coli / S. E. Greene, M. E. Hibbing, J. Janetka, [et al.] // mBio. -2015. - V. 6, No. 4: e00820. doi: 10.1128/mBio.00820-15.

115. Guo, L. Intercellular communications in multispecies oral microbial communities / L. Guo, X. He, W. Shi // Front Microbiol. - 2014. - V. 5: 328. doi: 10.3389/fmicb.2014.00328.

116. Gupta, K. Inverse association of H2O2-producing lactobacilli and vaginal Escherichia coli colonization in women with recurrent urinary tract infections / K. Gupta, A. E. Stapleton, T. M. Hooton, [et al.] // J Infect Dis. - 1998. - V. 178, No. 2. - P. 446-450.

117. Gurevich, A. QUAST: quality assessment tool for genome assemblies / A. Gurevich, V. Saveliev, N. Vyahhi, G. Tesler // Bioinformatics. - 2013. - V. 29, No. 8. - P. 1072-1075.

118. Guyer, D. M. Identification of sat, an autotransporter toxin produced by uropathogenic Escherichia coli / D. M. Guyer, I. R. Henderson, J. P. Nataro, H. L. Mobley // Mol Microbiol. - 2000. - V. 38, No. 1. - P. 53-66.

119. Hall, C. L. Cyclic-di-GMP regulation of virulence in bacterial pathogens / C. L. Hall, V. T. Lee // Wiley Interdiscip Rev RNA. - 2018. - V. 9, No. 1: 10.1002/wrna.1454. doi: 10.1002/wrna.1454

120. Hall, T. A. BioEdit: A User-Friendly Biological Sequence Alignment Editor and Analysis Program for Windows 95/98/NT // Nucleic Acids Symposium Series. - 1999. - V. 41. - P. 95-98.

121. Han, Y. The active lung microbiota landscape of COVID-19 patients through the metatranscriptome data analysis / Y. Han, Z. Jia, J. Shi, W. Wang, K. He // Bioimpacts. -2022. - V. 12, No. 2. - P. 139-146.

122. Hancock, V. Probiotic Escherichia coli strain Nissle 1917 outcompetes intestinal pathogens during biofilm formation / V. Hancock, M. Dahl, P. Klemm // J Med Microbiol. -2010. - V. 59(Pt 4). - P. 392-399.

123. Hannan, T. J. Host-pathogen checkpoints and population bottlenecks in persistent and intracellular uropathogenic Escherichia coli bladder infection / T. J. Hannan, M. Totsika, K. J. Mansfield, [et al.] // FEMS Microbiol Rev. - 2012. - V. 36, No. 3. - P. 616-648.

124. Harriott, M. M. Candida albicans and Staphylococcus aureus form polymicrobial biofilms: effects on antimicrobial resistance / M. M. Harriott, M. C. Noverr // Antimicrob Agents Chemother. - 2009. - V. 53, No. 9. - P. 3914-3922.

125. Hazen, T. H. Genome sequence of Klebsiella oxytoca 11492-1, a nosocomial isolate possessing a FOX-5 AmpC ß-lactamase / T. H. Hazen, G. L. Robinson, A. D. Harris, [et al.] // J Bacteriol. - 2012. - V. 194, No. 11. - P. 3028-3029.

126. Hendrik, T. C. Clinical and Molecular Epidemiology of Extended-Spectrum Beta-Lactamase-Producing Klebsiella spp.: A Systematic Review and Meta-Analyses / T. C. Hendrik, A. F. Voor In 't Holt, M. C. Vos // PLoS One. - 2015. - V. 10, No. 10: e0140754. doi: 10.1371/journal.pone.0140754.

127. Henkel, J. S. Toxins from bacteria / J. S. Henkel, M. R. Baldwin, J. T. Barbieri // EXS. - 2010. - V. 100. - P. 1-29.

128. Herridge, W. P. Bacteriophages of Klebsiella spp., their diversity and potential therapeutic uses / W. P. Herridge, P. Shibu, J. O'Shea, [et al.] // J Med Microbiol. - 2020. -V. 69, No. 2. - P. 176-194.

129. Herzog, K. A. Genotypes of Klebsiella oxytoca isolates from patients with nosocomial pneumonia are distinct from those of isolates from patients with antibiotic-associated hemorrhagic colitis / K. A. Herzog, G. Schneditz, E. Leitner, [et al.] // J Clin Microbiol. -2014. - V. 52, No. 5. - P. 1607-1616.

130. Hjelm, E. Ascending urinary tract infections in rats induced by Staphylococcus saprophyticus and Proteus mirabilis / E. Hjelm, I. Lundell-Etherden, P. A. Mardh // Acta Pathol Microbiol Immunol Scand B. - 1987. - V. 95, No. 6. - P. 347-350.

131. Hoenigl, M. Nosocomial outbreak of Klebsiella pneumoniae carbapenemase-producing Klebsiella oxytoca in Austria / M. Hoenigl, T. Valentin, G. Zarfel, [et al.] // Antimicrob Agents Chemother. - 2012. - V. 56, No. 4. - P. 2158-2161.

132. Holä, V. Microbial diversity in biofilm infections of the urinary tract with the use of sonication techniques / V. Hola, F. Ruzicka, M. Horka // FEMS Immunol Med Microbiol. -2010. - V. 59, No. 3. - P. 525-528.

133. Hong, Y. Alteration of bacterial surface electrostatic potential and pH upon adhesion to a solid surface and impacts to cellular bioenergetics / Y. Hong, D. G. Brown // Biotechnol Bioeng. - 2010. - V. 105, No. 5. - P. 965-972.

134. Hooton, T. M. Clinical practice. Uncomplicated urinary tract infection // N Engl J Med. - 2012. - V. 366, No. 11. - P. 1028-1037.

135. Hornick, D. B. Adherence to respiratory epithelia by recombinant Escherichia coli expressing Klebsiella pneumoniae type 3 fimbrial gene products / D. B. Hornick, B. L. Allen, M. A. Horn, S. Clegg // Infect Immun. - 1992. - V. 60, No. 4. - P. 1577-1588.

136. Hornick, D. B. Fimbrial types among respiratory isolates belonging to the family Enterobacteriaceae / D. B. Hornick, B. L. Allen, M. A. Horn, S. Clegg // J Clin Microbiol. -1991. - V. 29, No. 9. - P. 1795-1800.

137. Hotterbeekx, A. The endotracheal tube microbiome associated with Pseudomonas aeruginosa or Staphylococcus epidermidis / A. Hotterbeekx, B. B. Xavier, K. Bielen, [et al.] // Sci Rep. - 2016. - V. 6: 36507. doi: 10.1038/srep36507.

138. Hou, J. Enhanced Antibiotic Tolerance of an In Vitro Multispecies Uropathogen Biofilm Model, Useful for Studies of Catheter-Associated Urinary Tract Infections / J. Hou, L. Wang, M. Alm, [et al.] // Microorganisms. - 2022. - V. 10, No. 6: 1207. doi: 10.3390/microorganisms10061207

139. Hunke, S. Signal integration by the Cpx-envelope stress system / S. Hunke, R. Keller, V. S. Müller // FEMS Microbiol Lett. - 2012. - V. 326, No. 1. - P. 12-22.

140. Ismail, A. S. A Host-Produced Autoinducer-2 Mimic Activates Bacterial Quorum Sensing / A. S. Ismail, J. S. Valastyan, B. L. Bassler // Cell Host Microbe. - 2016. - V. 19, No. 4. - P. 470-80.

141. Iwase, T. Complete Genome Sequence of Klebsiella oxytoca Strain JKo3 / T. Iwase, Y. Ogura, T. Hayashi, Y. Mizunoe // Genome Announc. - 2016. - V. 4, No. 6: e01221-16. doi: 10.1128/genomeA.01221-16

142. Jacobs, A. Biofilm formation and adherence characteristics of an Elizabethkingia meningoseptica isolate from Oreochromis mossambicus / A. Jacobs, H. Y. Chenia // Ann Clin Microbiol Antimicrob. - 2011. - V. 10: 16. doi: 10.1186/1476-0711-10-16.

143. Jacouton, E. Elucidating the Immune-Related Mechanisms by Which Probiotic Strain Lactobacillus casei BL23 Displays Anti-tumoral Properties / E. Jacouton, M. L. Michel, E. Torres-Maravilla, [et al.] // Front Microbiol. - 2019. - V. 9: 3281. doi: 10.3389/fmicb.2018.03281

144. Jagnow, J. Klebsiella pneumoniae MrkD-mediated biofilm formation on extracellular matrix- and collagen-coated surfaces / J. Jagnow, S. Clegg // Microbiology (Reading). - 2003

- V. 149(Pt 9). - P. 2397-2405.

145. Jin, X. Mechanics of biofilms formed of bacteria with fimbriae appendages / X. Jin, J. S. Marshall // PLoS One. - 2020. - V. 15, No. 12: e0243280. doi: 10.1371/journal.pone.0243280

146. Johnke, J. Bdellovibrio and Like Organisms Are Predictors of Microbiome Diversity in Distinct Host Groups / J. Johnke, S. Fraune, T. C. G. Bosch, [et al.] // Microb Ecol. - 2020.

- V. 79, No. 1. - P. 252-257.

147. Johnson, J. A. Commensal Urinary Lactobacilli Inhibit Major Uropathogens In Vitro With Heterogeneity at Species and Strain Level / J. A. Johnson, L. F. Delaney, V. Ojha, [et al.] // Front Cell Infect Microbiol. - 2022. - V. 12: 870603. doi: 10.3389/fcimb.2022.870603.

148. Josephs-Spaulding, J. Medical Device Sterilization and Reprocessing in the Era of Multidrug-Resistant (MDR) Bacteria: Issues and Regulatory Concepts / J. Josephs-Spaulding, O. V. Singh // Front Med Technol. - 2021. - V. 2: 587352. doi: 10.3389/fmedt.2020.587352.

149. Juarez, G. E. Proteus mirabilis outcompetes Klebsiella pneumoniae in artificial urine medium through secretion of ammonia and other volatile compounds / G. E. Juarez, C. Mateyca, E. M. Galvan // Heliyon. - 2020. - V. 6, No. 2: e03361. doi: 10.1016/j.heliyon.2020.e03361.

150. Jung, S. G. Removal of pathogenic factors from 2,3-butanediol-producing Klebsiella species by inactivating virulence-related wabG gene / S. G. Jung, J. H. Jang, A. Y. Kim, [et al.] // Appl Microbiol Biotechnol. - 2013. - V. 97, No. 5. - P. 1997-2007.

151. Kamaguch, A. Coaggregation of Porphyromonas gingivalis and Prevotella intermedia / A. Kamaguch, K. Nakayama, T. Ohyama, [et al.] // Microbiol Immunol. - 2001. - V. 45, No. 9. - P. 649-656.

152. Kaper, J. Pathogenic Escherichia coli / Kaper, J., Nataro, J. & Mobley, H. // Nat Rev Microbiol. - 2004. - V. 2. - P. 123-140.

153. Kaplan, C. W. The Fusobacterium nucleatum outer membrane protein RadD is an arginine-inhibitable adhesin required for inter-species adherence and the structured architecture of multispecies biofilm / C. W. Kaplan, R. Lux, S. K. Haake, W. Shi // Mol Microbiol. - 2009. - V. 71, No. 1. - P. 35-47.

154. Katharios-Lanwermeyer, S. Mini-review: Microbial coaggregation: ubiquity and implications for biofilm development / S. Katharios-Lanwermeyer, C. Xi, N.S. Jakubovics, A.H. Rickard // Biofouling. - 2014. - V. 30, No. 10. - P. 1235-1251.

155. Ke, Q. S. Recurrent urinary tract infection in women and overactive bladder - Is there a relationship? / Q. S. Ke, C. L. Lee, H. C. Kuo // Tzu Chi Med J. - 2020. - V. 33, No. 1. - P. 13-21.

156. Keogh, D. Enterococcal Metabolite Cues Facilitate Interspecies Niche Modulation and Polymicrobial Infection / D. Keogh, W. H. Tay, Y. Y. Ho, [et al.] // Cell Host Microbe. -2016. - V. 20, No. 4. - P. 493-503.

157. Khan, F. Filamentous morphology of bacterial pathogens: regulatory factors and control strategies / F. Khan, G. J. Jeong, N. Tabassum, [et al.] // Appl Microbiol Biotechnol. - 2022. - V. 106, No. 18. - P. 5835-5862.

158. Khandelwal, P. Cell biology and physiology of the uroepithelium / P. Khandelwal, S. N. Abraham, G. Apodaca // Am J Physiol Renal Physiol. - 2009. - V. 297, No. 6. - P. F1477-F1501. doi: 10.1152/ajprenal.00327.2009

159. Khetrapal, V. A set of powerful negative selection systems for unmodified Enterobacteriaceae / V. Khetrapal, K. Mehershahi, S. Rafee, [et al.] // Nucleic Acids Res. -2015. - V. 43, No. 13: e83. doi: 10.1093/nar/gkv248.

160. Kida, Y. Serratia marcescens serralysin induces inflammatory responses through protease-activated receptor 2 / Y. Kida, H. Inoue, T. Shimizu, K. Kuwano // Infect Immun. -2007. - V. 75, No. 1. - P. 164-174.

161. Kim, B. N. Retrospective analysis of clinical and microbiological aspects of Klebsiella oxytoca bacteremia over a 10-year period / B. N. Kim, J. Ryu, Y. S. Kim, J. H. Woo, [et al.] // Eur J Clin Microbiol Infect Dis. - 2002. - V. 21, No. 6. - P. 419-426.

162. Kisiela, D. I. Evolutionary analysis points to divergent physiological roles of type 1 fimbriae in Salmonella and Escherichia coli / D. I. Kisiela, S. Chattopadhyay, V. Tchesnokova, [et al.] // mBio. - 2013. - V. 4, No. 2: e00625-12. doi: 10.1128/mBio.00625-12

163. Kisiela, D. I. Toggle switch residues control allosteric transitions in bacterial adhesins by participating in a concerted repacking of the protein core / D. I. Kisiela, P. Magala, G. Interlandi, [et al.] // PLoS Pathog. - 2021. - V. 17, No. 4: e1009440. doi: 10.1371/journal.ppat.1009440.

164. Klancnik, A. Adhesion of Campylobacter jejuni Is Increased in Association with Foodbome Bacteria / A. Klancnik, I. Gobin, B. Jersek, [et al.] // Microorganisms. - 2020. -V. 8, No. 2: 201. doi: 10.3390/microorganisms8020201.

165. Klein, K. Quantification of filamentation by uropathogenic Escherichia coli during experimental bladder cell infection by using semi-automated image analysis / K. Klein, Y. Palarasah, H. J. Kolmos, [et al.] // J Microbiol Methods. - 2015. - V. 109. - P. 110-116.

166. Klemm, P. Fimbrial adhesins from extraintestinal Escherichia coli / P. Klemm, V. Hancock, M. A. Schembri // Environ Microbiol Rep. - 2010. - V. 2, No. 5. - P. 628-640.

167. Kline, K. A. Gram-Positive Uropathogens, Polymicrobial Urinary Tract Infection, and the Emerging Microbiota of the Urinary Tract / K. A. Kline, A. L. Lewis // Microbiol Spectr. - 2016. - V. 4, No. 2: 10.1128/microbiolspec.UTI-0012-2012

168. Kline, K. A. Immune modulation by group B Streptococcus influences host susceptibility to urinary tract infection by uropathogenic Escherichia coli / K. A. Kline, D. J. Schwartz, N. M. Gilbert, [et al.] // Infect Immun. - 2012. - V. 80, No. 12. - P. 4186-4194.

169. Kolenbrander, P. Coaggregation and coadhesion in oral biofilms / P. Kolenbrander, R. Andersen, K. Kazmerzak, R. Palmer // Community Structure and Co-operation in Biofilms (Society for General Microbiology Symposia). - Cambridge: Cambridge University Press, 2000. - P. 65-86.

170. Kolman, K. B. Cystitis and Pyelonephritis: Diagnosis, Treatment, and Prevention // Prim Care. - 2019. - V. 46, No. 2. - P. 191-202.

171. Kommineni, S. Bacteriocin production augments niche competition by enterococci in the mammalian gastrointestinal tract / S. Kommineni, D. J. Bretl, V. Lam, [et al.] // Nature. -2015. - V. 526, No. 7575. - P. 719-722.

172. Konovalova, A. Regulated proteolysis in bacterial development / A. Konovalova, L. Sogaard-Andersen, L. Kroos // FEMS Microbiol Rev. - 2014. - V. 38, No. 3. - P. 493-522.

173. Korgaonkar, A. Community surveillance enhances Pseudomonas aeruginosa virulence during polymicrobial infection / A. Korgaonkar, U. Trivedi, K. P. Rumbaugh, M. Whiteley // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2013. - V. 110, - No. 3. - P. 1059-1064.

174. Kranz, J. Catheter-Associated Urinary Tract Infections in Adult Patients / J. Kranz, S. Schmidt, F. Wagenlehner, L. Schneidewind // Dtsch Arztebl Int. - 2020. - V. 117, No. 6. - P. 83-88.

175. Kumar, S. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 7.0 for Bigger Datasets / S. Kumar, G. Stecher, K. Tamura // Mol Biol Evol. - 2016. - V. 33, No. 7. - P. 1870-1874.

176. Kuo, K. H. EspP, an Extracellular Serine Protease from Enterohemorrhagic E. coli, Reduces Coagulation Factor Activities, Reduces Clot Strength, and Promotes Clot Lysis / K. H. Kuo, S. Khan, M. L. Rand, [et al.] // PLoS One. - 2016. - V. 11, No. 3: e0149830. doi: 10.1371/journal.pone.0149830.

177. Laemmli, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature. - 1970. - V. 227, No. 5259. - P. 680-685.

178. Lau, W. Y. V. Pathogen-associated gene discovery workflows for novel antivirulence therapeutic development / W. Y. V. Lau, P. K. Taylor, F. S. L Brinkman, A. H. Y. Lee // EBioMedicine. - 2023. - V. 88: 104429. doi: 10.1016/j.ebiom.2022.104429.

179. Laudisio, A. The burden of comorbidity is associated with symptomatic polymicrobial urinary tract infection among institutionalized elderly / A. Laudisio, F. Marinosci, D. Fontana, [et al.] // Aging Clin Exp Res. - 2015. - V. 27, No. 6. - P. 805-812.

180. Learman, B. S. A Rare Opportunist, Morganella morganii, Decreases Severity of Polymicrobial Catheter-Associated Urinary Tract Infection / B. S. Learman, A. L. Brauer, K. A. Eaton, C. E. Armbruster // Infect Immun. - 2019. - V. 88, No. 1: e00691-19. doi: 10.1128/IAI.00691-19.

181. Ledder, R. G. Coaggregation between and among human intestinal and oral bacteria / R. G. Ledder, A. S. Timperley, M. K. Friswell, [et al.] // FEMS Microbiol Ecol. - 2008. - V. 66, No. 3. - P. 630-636.

182. Lee, K. Molecular Determinants of the Thickened Matrix in a Dual-Species Pseudomonas aeruginosa and Enterococcus faecalis Biofilm / K. Lee, K. M. Lee, D. Kim, S. S. Yoon // Appl Environ Microbiol. - 2017a. - V. 83, No. 21: e01182-17. doi: 10.1128/AEM.01182-17.

183. Lee, K. H. Proteus vulgaris and Proteus mirabilis Decrease Candida albicans Biofilm Formation by Suppressing Morphological Transition to Its Hyphal Form / K. H. Lee, S. J. Park, S. J. Choi, J. Y. Park // Yonsei Med J. - 2017b. - V. 58, No. 6. - P. 1135-1143.

184. Levison, M. E. Susceptibility to experimental Candida albicans urinary tract infection in the rat / M. E. Levison, P. G. Pitsakis // J Infect Dis. - 1987. - V. 155, No. 5. - P. 841-846.

185. Levison, M. E. Treatment of complicated urinary tract infections with an emphasis on drug-resistant gram-negative uropathogens / M. E. Levison, D. Kaye // Curr Infect Dis Rep. -2013. - V. 15, No. 2. - P. 109-115.

186. Lewis, A. L. Roles of the vagina and the vaginal microbiota in urinary tract infection: evidence from clinical correlations and experimental models / A. L. Lewis, N. M. Gilbert // GMS Infect Dis. - 2020. - V. 8: Doc02. doi: 10.3205/id000046.

187. Li, S. Inhibition of AI-2 Quorum Sensing and Biofilm Formation in Campylobacter jejuni by Decanoic and Lauric Acids / S. Li, K. K. Chan, M. Z. Hua, G. Golz, X. Lu // Front Microbiol. - 2022. - V. 12: 811506. doi: 10.3389/fmicb.2021.811506.

188. Lin, J. N. Characteristics and outcomes of polymicrobial bloodstream infections in the emergency department: A matched case-control study / J. N. Lin, C. H. Lai, Y. H. Chen, [et al.] // Acad Emerg Med. - 2010. - V. 17, No. 10. - P. 1072-1079.

189. Lin, R. D. Bacteremia due to Klebsiella oxytoca: clinical features of patients and antimicrobial susceptibilities of the isolates / R. D. Lin, P. R. Hsueh, S. C. Chang // Clin Infect Dis. - 1997. - V. 24, No. 6. - P. 1217-1222.

190. Lin, T. H. IscR Regulation of Type 3 Fimbriae Expression in Klebsiella pneumoniae CG43 / T. H. Lin, C. Y. Tseng, Y. C. Lai, [et al.] // Front Microbiol. - 2017. -V. 8: 1984. doi: 10.3389/fmicb.2017.01984.

191. Lin, T. H. Phosphorylated OmpR Is Required for Type 3 Fimbriae Expression in Klebsiella pneumoniae Under Hypertonic Conditions / T. H. Lin, Y. Chen, J. T. Kuo, [et al.] // Front Microbiol. - 2018. - V. 9: 2405. doi: 10.3389/fmicb.2018.02405

192. Liu, Y. Viridans streptococcus peritonitis in peritoneal dialysis: clinical characteristics and comparison with concurrent polymicrobial infection / Y. Liu, B. C. Cheng, J. W. Liu, [et al.] // BMC Nephrol. - 2018. - V. 19, No. 1: 271. doi: 10.1186/s12882-018-1078-z.

193. Losa, D. Airway Epithelial Cell Integrity Protects from Cytotoxicity of Pseudomonas aeruginosa Quorum-Sensing Signals / D. Losa, T. Köhler, M. Bacchetta, [et al.] // Am J Respir Cell Mol Biol. - 2015. V. 53, No. 2. - P. 265-275.

194. Lowe, C. Outbreak of extended-spectrum ß-lactamase-producing Klebsiella oxytoca infections associated with contaminated handwashing sinks(1) / C. Lowe, B. Willey, A. O'Shaughnessy, [et al.] // Emerg Infect Dis. - 2012. - V. 18, No. 8. - P. 1242-1247.

195. Magdanova, L. A. Heterogeneity as an adaptive trait of microbial populations / L. A. Magdanova, N. V. Golyasnaya // Microbiology. - 2013. - V. 82. - P. 1-10.

196. Magruder, M. Gut commensal microbiota and decreased risk for Enterobacteriaceae bacteriuria and urinary tract infection / M. Magruder, E. Edusei, L. Zhang, [et al.] // Gut Microbes. - 2020. - V. 12, No. 1: 1805281. doi: 10.1080/19490976.2020.1805281

197. Magruder, M. Gut uropathogen abundance is a risk factor for development of bacteriuria and urinary tract infection / M. Magruder, A. N. Sholi, C. Gong, [et al.] // Nat Commun. - 2019. - V. 10, No. 1: 5521. doi: 10.1038/s41467-019-13467-w

198. Mahajan, A. Interspecies communication and periodontal disease / A. Mahajan, B. Singh, D. Kashyap, [et al.] // ScientificWorldJournal. - 2013. - V. 2013: 765434. doi: 10.1155/2013/765434.

199. Maldonado-Contreras, A. Shigella depends on SepA to destabilize the intestinal epithelial integrity via cofilin activation / A. Maldonado-Contreras, J. R. Birtley, E. Boll, [et al.] // Gut Microbes. - 2017. - V. 8, No. 6. - P. 544-560.

200. Malik, A. Coaggregation between Acinetobacter johnsonii S35 and Microbacterium esteraromaticum strains isolated from sewage activated sludge / A. Malik, M. Sakamoto, T. Ono, K. Kakii // J Biosci Bioeng. - 2003. - V. 96, No. 1. - P. 10-15

201. Mashburn, L. M. Staphylococcus aureus serves as an iron source for Pseudomonas aeruginosa during in vivo coculture / L. M. Mashburn, A. M. Jett, D. R. Akins, M. Whiteley // J Bacteriol. - 2005. - V. 187, No. 2. - P. 554-566.

202. Mataigne, V. Microbial Systems Ecology to Understand Cross-Feeding in Microbiomes / V. Mataigne, N. Vannier, P. Vandenkoornhuyse, S. Hacquard // Front Microbiol. - 2021. - V. 12: 780469. doi: 10.3389/fmicb.2021.780469.

203. Matatov, R. Inability of encapsulated Klebsiella pneumoniae to assemble functional type 1 fimbriae on their surface / R. Matatov, J. Goldhar, E. Skutelsky, [et al.] // FEMS Microbiol Lett. - 1999. - V. 179, No. 1. - P. 123-130.

204. Mazzariol, A. Multi-drug-resistant Gram-negative bacteria causing urinary tract infections: a review / A. Mazzariol, A. Bazaj, G. Cornaglia // J Chemother. - 2017. - V. 29(sup1). - P. 2-9.

205. McIntire, F. C. A polysaccharide from Streptococcus sanguis 34 that inhibits coaggregation of S. sanguis 34 with Actinomyces viscosus T14V / F. C. McIntire, L. K. Crosby, A. E. Vatter, [et al.] // J Bacteriol. - 1988. - V. 170, No. 5. - P. 2229-2235.

206. Meddings, L. A population-based study of pyogenic liver abscesses in the United States: incidence, mortality, and temporal trends / L. Meddings, R. P. Myers, J. Hubbard, [et al.] // Am J Gastroenterol. - 2010. - V. 105, No. 1. - P. 117-124.

207. Meredith, H. R. Collective antibiotic tolerance: mechanisms, dynamics and intervention / H. R. Meredith, J. K. Srimani, A. J. Lee, [et al.] // Nat Chem Biol. - 2015. - V. 11, No. 3. - P. 182-188.

208. Mestrovic, T. The Role of Gut, Vaginal, and Urinary Microbiome in Urinary Tract Infections: From Bench to Bedside / T. Mestrovic, M. Matijasic, M. Peric, [et al.] // Diagnostics (Basel). - 2020. - V. 11, No. 1: 7. doi: 10.3390/diagnostics11010007

209. Minnullina, L. Comparative Genome Analysis of Uropathogenic Morganella morganii Strains / L. Minnullina, D. Pudova, E. Shagimardanova, [et al.] // Front Cell Infect Microbiol. - 2019. - V. 9: 167. doi: 10.3389/fcimb.2019.00167

210. Mol, O. Molecular and structural aspects of fimbriae biosynthesis and assembly in Escherichia coli / O. Mol, B. Oudega // FEMS Microbiol Rev. - 1996. - V. 19, No. 1. - P. 25-52.

211. Molla, A. Degradation of protease inhibitors, immunoglobulins, and other serum proteins by Serratia protease and its toxicity to fibroblast in culture / A. Molla, K. Matsumoto, I. Oyamada, [et al.] // Infect Immun. - 1986. - V. 53, No. 3. - P. 522-529.

212. Moon, J. Nanopore 16S Amplicon Sequencing Enhances the Understanding of Pathogens in Medically Intractable Diabetic Foot Infections / J. Moon, N. Kim, H. S. Lee, [et al.] // Diabetes. - 2021. - V. 70, No. 6. - P. 1357-1371.

213. Moorthy, S. Perspective: Adhesion Mediated Signal Transduction in Bacterial Pathogens / S. Moorthy, J. Keklak, E. A. Klein // Pathogens. - 2016. - V. 5, No. 1: 23. doi: 10.3390/pathogens5010023.

214. Moradigaravand, D. Population structure of multidrug resistant Klebsiella oxytoca within hospitals across the UK and Ireland identifies sharing of virulence and resistance genes with K. pneumoniae / D. Moradigaravand, V. Martin, S. J. Peacock, J. Parkhill // Genome Biol Evol. - 2017. - V. 9, No. 3. - P. 574-587.

215. Morales, D. K. Control of Candida albicans metabolism and biofilm formation by Pseudomonas aeruginosa phenazines/ D. K. Morales, N. Grahl, C. Okegbe, [et al.] // mBio. -2013. - V. 4, No. 1: e00526-12. doi: 10.1128/mBio.00526-12.

216. Mortaz, E. Probiotics in the management of lung diseases / E. Mortaz, I. M. Adcock, G. Folkerts, [et al.] // Mediators Inflamm. - 2013. - V. 2013: 751068. doi: 10.1155/2013/751068

217. Morton, E. R. Variation in Rural African Gut Microbiota Is Strongly Correlated with Colonization by Entamoeba and Subsistence / E. R. Morton, J. Lynch, A. Froment, [et al.] // PLoS Genet. - 2015. - V. 11, No. 11: e1005658. doi: 10.1371/journal.pgen.1005658.

218. Muhleisen, A. L. Menopause and the vaginal microbiome / A. L. Muhleisen, M. M. Herbst-Kralovetz // Maturitas. - 2016. - V. 91. - P. 42-50.

219. Müller, C. M. Type 1 fimbriae, a colonization factor of uropathogenic Escherichia coli, are controlled by the metabolic sensor CRP-cAMP / C. M. Müller, A. Aberg, J. Strasevi?iene, [et al.] // PLoS Pathog. - 2009. - V. 5, No. 2: e1000303. doi: 10.1371/journal.ppat.1000303

220. Murphy, C. N. Role of Klebsiella pneumoniae type 1 and type 3 fimbriae in colonizing silicone tubes implanted into the bladders of mice as a model of catheter-associated urinary

tract infections / C. N. Murphy, M. S. Mortensen, K. A. Krogfelt, S. Clegg // Infect Immun. -2013. - V. 81, No. 8: 3009-3017.

221. Muselius, B. Iron Limitation in Klebsiella pneumoniae Defines New Roles for Lon Protease in Homeostasis and Degradation by Quantitative Proteomics / B. Muselius, A. Sukumaran, J. Yeung, J. Geddes-McAlister // Front Microbiol. - 2020. - V. 11: 546. doi: 10.3389/fmicb.2020.00546

222. Mutha, N. V. R. Transcriptional profiling of coaggregation interactions between Streptococcus gordonii and Veillonella parvula by Dual RNA-Seq / N. V. R. Mutha, W. K. Mohammed, N. Krasnogor, [et al.] // Sci Rep. - 2019. - V. 9, No. 1: 7664. doi: 10.1038/s41598-019-43979-w.

223. Neog, N. Klebsiella oxytoca and Emerging Nosocomial Infections / N. Neog, U. Phukan, M. Puzari, [et al.] // Curr Microbiol. - 2021. - V. 78, No. 4. - P. 1115-1123.

224. Neugent, M. L. Advances in Understanding the Human Urinary Microbiome and Its Potential Role in Urinary Tract Infection / M. L. Neugent, N. V. Hulyalkar, V. H. Nguyen, [et al.] // mBio. - 2020. - V. 11, No. 2: e00218-20. doi: 10.1128/mBio.00218-20

225. Nguyen, M. T. Skin-Specific Unsaturated Fatty Acids Boost the Staphylococcus aureus Innate Immune Response / M. T. Nguyen, D. Hanzelmann, T. Härtner, [et al.] // Infect Immun. - 2015. - V. 84, No. 1. - P. 205-215.

226. Nikolic, M. Surface properties of Lactobacillus and Leuconostoc isolates from homemade cheeses showing auto-aggregation ability / M. Nikolic, B. Jovcic, M. Kojic, [et al.] // Eur Food Res Technol. - 2010. - V. 231. - P. 925-931.

227. Niveditha, S. The Isolation and the Biofilm Formation of Uropathogens in the Patients with Catheter Associated Urinary Tract Infections (UTIs) / S. Niveditha, S. Pramodhini, S. Umadevi, [et al.] // J Clin Diagn Res. - 2012. - V. 6, No. 9. - P. 1478-1482.

228. Odoki, M. Prevalence of Bacterial Urinary Tract Infections and Associated Factors among Patients Attending Hospitals in Bushenyi District, Uganda / M. Odoki, A. Almustapha Aliero, J. Tibyangye, [et al.] // Int J Microbiol. - 2019. - V. 2019: 4246780. doi: 10.1155/2019/4246780.

229. Oh, J. K. The influence of surface chemistry on the kinetics and thermodynamics of bacterial adhesion / J. K. Oh, Y. Yegin, F. Yang, [et al.] // Sci Rep. - 2018. - V. 8, No. 1: 17247. doi: 10.1038/s41598-018-35343-1.

230. Ohlemacher, S. I. Enterobacteria secrete an inhibitor of Pseudomonas virulence during clinical bacteriuria / S. I. Ohlemacher, D. E. Giblin, D. A. d'Avignon, [et al.] // J Clin Invest. - 2017. - V. 127, No. 11. - P. 4018-4030.

231. Okuda, T. Synergy in biofilm formation between Fusobacterium nucleatum and Prevotella species / T. Okuda, E. Kokubu, T. Kawana, [et al.] // Anaerobe. - 2012. - V. 18, No. 1. - P. 110-116.

232. Old, D. C. Selective outgrowth of fimbriate bacteria in static liquid medium / D. C. Old, J. P. Duguid // J Bacteriol. - 1970. - V. 103, No. 2. - P. 447-456.

233. Ong, C. L. Identification of type 3 fimbriae in uropathogenic Escherichia coli reveals a role in biofilm formation / C. L. Ong, G. C. Ulett, A. N. Mabbett, [et al.] // J Bacteriol. -2008. - V. 190, No. 3. - P. 1054-1063.

234. Ong, C. L. Molecular analysis of type 3 fimbrial genes from Escherichia coli, Klebsiella and Citrobacter species / C. L. Ong, S. A. Beatson, M. Totsika, [et al.] // BMC Microbiol. - 2010. - V. 10: 183. doi: 10.1186/1471-2180-10-183

235. Otto, K. Adhesion of type 1-fimbriated Escherichia coli to abiotic surfaces leads to altered composition of outer membrane proteins / K. Otto, J. Norbeck, T. Larsson, [et al.] // J Bacteriol. - 2001. - V. 183, No. 8. - P. 2445-2453.

236. Ozer, E. A. Human and murine paraoxonase 1 are host modulators of Pseudomonas aeruginosa quorum-sensing / E. A. Ozer, A. Pezzulo, D. M. Shih, [et al.] // FEMS Microbiol Lett. - 2005. V. 253, No. 1. - P. 29-37.

237. Paalanne, N. Intestinal microbiome as a risk factor for urinary tract infections in children / N. Paalanne, A. Husso, J. Salo, [et al.] // Eur J Clin Microbiol Infect Dis. - 2018. -V. 37, No. 10. - P. 1881-1891.

238. Paasch, C. Liver abscess and sepsis caused by Clostridium perfringens and Klebsiella oxytoca / C. Paasch, S. Wilczek, M. W. Strik // Int J Surg Case Rep. - 2017. - V. 41. - P. 180183.

239. Pak, J. Tamm-Horsfall protein binds to type 1 fimbriated Escherichia coli and prevents

E. coli from binding to uroplakin Ia and Ib receptors / J. Pak, Y. Pu, Z. T. Zhang, [et al.] // J Biol Chem. - 2001. - V. 276, No. 13. - P. 9924-9930.

240. Palmer Jr, R. J. Mutualism versus independence: strategies of mixed-species oral biofilms in vitro using saliva as the sole nutrient source / R. J. Palmer Jr, K. Kazmerzak, M. C. Hansen, P. E. Kolenbrander // Infect Immun. - 2001. - V. 69, No. 9. - P. 5794-5804.

241. Pan, S. The functional ClpXP protease of Chlamydia trachomatis requires distinct clpP genes from separate genetic loci / S. Pan, I. T. Malik, D. Thomy, [et al.] // Sci Rep. - 2019. -V. 9, No. 1: 14129. doi: 10.1038/s41598-019-50505-5

242. Panjaitan, N. S. D. EtcABC, a Putative EII Complex, Regulates Type 3 Fimbriae via CRP-cAMP Signaling in Klebsiella pneumoniae / N. S. D. Panjaitan, Y. T. Horng, S. W. Cheng, [et al.] // Front Microbiol. - 2019. - V. 10: 1558. doi: 10.3389/fmicb.2019.01558

243. Papajk, J. Clonal Diversity of Klebsiella spp. and Escherichia spp. Strains Isolated from Patients with Ventilator-Associated Pneumonia / J. Papajk, K. Mezerová, R. Uvízl, [et al.] // Antibiotics (Basel). - 2021. - V. 10, No. 6: 674. doi: 10.3390/antibiotics10060674

244. Parham, N. J. PicU, a second serine protease autotransporter of uropathogenic Escherichia coli. / N. J. Parham, U. Srinivasan, M. Desvaux, [et al.] // FEMS Microbiol Lett.

- 2004. - V. 230, No. 1. - P. 73-83.

245. Park, Y. Short fimbriae of Porphyromonas gingivalis and their role in coadhesion with Streptococcus gordonii / Y. Park, M. R. Simionato, K. Sekiya, [et al.] // Infect Immun. - 2005.

- V. 73, No. 7. - P. 3983-3989.

246. Paveglio, S. Cytotoxin-producing Klebsiella oxytoca in the preterm gut and its association with necrotizing enterocolitis / S. Paveglio, N. Ledala, K. Rezaul, [et al.] // Emerg Microbes Infect. - 2020. - V. 9, No. 1. - P. 1321-1329.

247. Pérez, J. Bacterial predation: 75 years and counting! / J. Pérez, A. Moraleda-Muñoz,

F. J. Marcos-Torres, J. Muñoz-Dorado // Environ Microbiol. - 2016. - V. 18, No. 3. - P. 766779.

248. Pindi, G. Continuous ambulatory peritoneal dialysis peritonitis: Microbiology and outcomes / G. Pindi, V. Kawle, R. R. Sunkara, [et al.] // Indian J Med Microbiol. - 2020. - V. 38, No. 1. - P. 72-77.

249. Podschun, R. Haemagglutinins and adherence properties to HeLa and intestine 407 cells of Klebsiella pneumoniae and Klebsiella oxytoca isolates / R. Podschun, P. Heineken, H. G. Sonntag // Zentralbl Bakteriol Mikrobiol Hyg A. - 1987. - V. 263, No. 4. - P. 585-593.

250. Pratt, L. A. Genetic analysis of Escherichia coli biofilm formation: roles of flagella, motility, chemotaxis and type I pili / L. A. Pratt, R. Kolter // Mol Microbiol. - 1998. - V. 30, No. 2. - P. 285-293.

251. Price, T. K. The Clinical Urine Culture: Enhanced Techniques Improve Detection of Clinically Relevant Microorganisms / T. K. Price, T. Dune, E. E. Hilt, [et al.] // J Clin Microbiol. - 2016. - V. 54, No. 5. - P. 1216-1222.

252. Rakoff-Nahoum, S. The evolution of cooperation within the gut microbiota / S. Rakoff-Nahoum, K. R. Foster, L. E. Comstock // Nature. - 2016. - V. 533, No. 7602. - P. 255-259.

253. Raz, R. A controlled trial of intravaginal estriol in postmenopausal women with recurrent urinary tract infections / R. Raz, W. E. Stamm // N Engl J Med. - 1993. - V. 329, No. 11. - P. 753-756.

254. Raz, R. Urinary tract infection in postmenopausal women // Korean J Urol. - 2011. -V. 52, No. 12. - P. 801-808.

255. Reid, G. Coaggregation of urogenital bacteria in vitro and in vivo / G. Reid, J. A. McGroarty, P. A. Gil Domingue, [et al.] // Current Microbiology. - 1990. - V. 20. - P. 4752.

256. Reid, G. Lactobacillus inhibitor production against Escherichia coli and coaggregation ability with uropathogens / G. Reid, J. A. McGroarty, R. Angotti, R. L. Cook // Can J Microbiol. - 1988. - V. 34, No. 3. - P. 344-351.

257. Reid, C. B. Occurrence and determinants of Klebsiella species bloodstream infection in the western interior of British Columbia, Canada / C. B. Reid, L. Steele, K. Pasquill, E. C. Parfitt, K. B. Laupland // BMC Infect Dis. - 2019. - V. 19, No. 1: 1070. doi: 10.1186/s12879-019-4706-8

258. Reid, G. Oral use of Lactobacillus rhamnosus GR-1 and L. fermentum RC-14 significantly alters vaginal flora: randomized, placebo-controlled trial in 64 healthy women /

G. Reid, D. Charbonneau, J. Erb, [et al] // FEMS Immunol Med Microbiol. - 2003. - V. 35, No. 2. - P. 131-134.

259. Rendueles, O. Deciphering the role of the capsule of Klebsiella pneumoniae during pathogenesis: A cautionary tale // Mol Microbiol. - 2020. - V. 113, No. 5. - P. 883-888.

260. Rickard, A. H. Bacterial coaggregation: an integral process in the development of multi-species biofilms / A. H. Rickard, P. Gilbert, N. J. High, [et al.] // Trends Microbiol. -2003. - V. 11, No. 2. - P. 94-100.

261. Rosen, D. A. High Levels of Cyclic Di-GMP in Klebsiella pneumoniae Attenuate Virulence in the Lung / D. A. Rosen, J. Twentyman, D. A. Hunstad // Infect Immun. - 2018.

- V. 86, No. 2: e00647-17. doi: 10.1128/IAI.00647-17

262. Rosen, D. A. Klebsiella pneumoniae FimK Promotes Virulence in Murine Pneumonia / D. A. Rosen, J. K. Hilliard, K. M. Tiemann, [et al.] // J Infect Dis. - 2016. - V. 213, No. 4.

- P. 649-658.

263. Rosen, D. A. Utilization of an intracellular bacterial community pathway in Klebsiella pneumoniae urinary tract infection and the effects of FimK on type 1 pilus expression / D. A. Rosen, J. S. Pinkner, J. M. Jones, [et al.] // Infect Immun. - 2008. - V. 76, No. 7. - P. 33373345.

264. Rödiger, S. A highly versatile microscope imaging technology platform for the multiplex real-time detection of biomolecules and autoimmune antibodies / S. Rödiger, P. Schierack, A. Böhm, [et al.] // Adv Biochem Eng Biotechnol. - 2013. - V. 133. - P. 35-74.

265. Sarate, P. J. E. coli Nissle 1917 is a safe mucosal delivery vector for a birch-grass pollen chimera to prevent allergic poly-sensitization / P. J. Sarate, S. Heinl, S. Poiret, [et al.] // Mucosal Immunol. - 2019. - V. 12, - No. 1. - P. 132-144.

266. Sarkar, S. Biofilm formation by multidrug resistant Escherichia coli ST131 is dependent on type 1 fimbriae and assay conditions / S. Sarkar, D. Vagenas, M. A. Schembri, M. Totsika // Pathog Dis. - 2016. - V. 74, No. 3: ftw013. doi: 10.1093/femspd/ftw013

267. Sarowska, J. Virulence factors, prevalence and potential transmission of extraintestinal pathogenic Escherichia coli isolated from different sources: recent reports / J. Sarowska, B. Futoma-Koloch, A. Jama-Kmiecik, [et al.] // Gut Pathog. - 2019. - V. 11: 10. doi: 10.1186/s13099-019-0290-0.

268. Schachtsiek, M. Characterization of Lactobacillus coryniformis DSM 20001T surface protein Cpf mediating coaggregation with and aggregation among pathogens / M. Schachtsiek, W. P. Hammes, C. Hertel // Appl Environ Microbiol. - 2004. - V. 70, No. 12. - P. 7078-7085.

269. Schembri, M. A. DNA microarray analysis of fim mutations in Escherichia coli / M. A. Schembri, D. W. Ussery, C. Workman, [et al.] // Mol Genet Genomics. - 2002. - V. 267, No. 6. - P. 721-729. doi: 10.1007/s00438-002-0705-2.

270. Schmidt, K. Evaluation of new diagnostic technologies for rapid detection of urinary pathogens and their antibiotic resistances : PhD thesis. - University of East Anglia, Norwich Medical School Faculty of Health Sciences, 2017. - 347 P.

271. Schroll, C. Role of type 1 and type 3 fimbriae in Klebsiella pneumoniae biofilm formation / C. Schroll, K. B. Barken, K. A. Krogfelt, C. Struve // BMC Microbiol. - 2010. -V. 10: 179. doi: 10.1186/1471-2180-10-179

272. Sebghati, T. A. Characterization of the type 3 fimbrial adhesins of Klebsiella strains / T. A. Sebghati, T. K. Korhonen, D. B. Hornick, S. Clegg // Infect Immun. - 1998. - V. 66, No. 6. - P. 2887-2894.

273. Sekowska, A. Hydrolityczna i hemolitycznaaktywnosc paleczek Klebsiella pneumoniae i Klebsiella oxytoca / A. Sekowska, E. Gospodarek, G. Janickca, [et al.] // Med Dosw Mikrobiol. - 2006. - V. 58, No. 2. - P. 135-141.

274. Sharami, S. H. Urinary tract infections in pregnant women with bacterial vaginosis / S. H. Sharami, M. Afrakhteh, M. Shakiba // J Obstet Gynaecol. - 2007. - V. 27, No. 3. - P. 252-254.

275. Sheikh, A. CEACAMs serve as toxin-stimulated receptors for enterotoxigenic Escherichia coli / A. Sheikh, B. Tumala, T. J. Vickers, [et al.] // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2020. - V. 117, No. 46. - P. 29055-29062.

276. Sheikh, A. Highly conserved type 1 pili promote enterotoxigenic E. coli pathogen-host interactions / A. Sheikh, R. Rashu, Y. A Begum, [et al.] // PLoS Negl Trop Dis. - 2017. - V. 11, No. 5: e0005586. doi: 10.1371/journal.pntd.0005586.

277. Shimotahira, N. The surface layer of Tannerella forsythia contributes to serum resistance and oral bacterial coaggregation / N. Shimotahira, Y. Oogai, M. Kawada-Matsuo, [et al.] // Infect Immun. - 2013. - V. 81, No. 4. - P. 1198-1206.

278. Shin, S. H. Complete genome sequence of Klebsiella oxytoca KCTC 1686, used in production of 2,3-butanediol / S. H. Shin, S. Kim, J. Y. Kim, [et al.] // J Bacteriol. - 2012. -V. 194, No. 9. - P. 2371-2372.

279. Shrief, R. Molecular Study of Klebsiella Oxytoca Associated with Urinary Tract Infection in Children / R. Shrief, R. H. Hassan, M. E. S. Zaki, M. A. Rizk // Open Microbiol. J. - 2022. - V. 16: e187428582201070.

280. Sibi, G. Antibiotic sensitivity pattern from pregnant women with urinary tract infection in Bangalore, India / G. Sibi, P. Kumari, N. Kabungulundabungi, [et al.] // Asian Pac J Trop Med. - 2014. - V. 7S1. - P. S116-S120. doi: 10.1016/S1995-7645(14)60216-9.

281. Sihra, N. Nonantibiotic prevention and management of recurrent urinary tract infection / N. Sihra, A. Goodman, R. Zakri, [et al.] // Nat Rev Urol. - 2018. - V. 15, No. 12. - P. 750776.

282. Singh, L. Klebsiella oxytoca: An emerging pathogen? / L. Singh, M. P. Cariappa, M. Kaur Med // J Armed Forces India. - 2016. - V. 72, Suppl 1. - P. S59-S61. doi: 10.1016/j.mjafi.2016.05.002.

283. Snyder, J. A. Coordinate expression of fimbriae in uropathogenic Escherichia coli / J. A. Snyder, B. J. Haugen, C. V. Lockatell, [et al.] // Infect Immun. - 2005. - V. 73, No. 11. -P. 7588-7596.

284. Soares, M. P. The Iron age of host-microbe interactions / M. P. Soares, G. Weiss // EMBO Rep. - 2015. - V. 16, No. 11. - P. 1482-1500.

285. Sobel, J. D. Role of hydrophobicity in adherence of gram negative bacteria to epithelial cells / J. D. Sobel, N. Obedeanu // Ann Clin Lab Sci. - 1984. - V. 14, No. 3. - P. 216-224.

286. Sonnenborn, U. Escherichia coli strain Nissle 1917-from bench to bedside and back: history of a special Escherichia coli strain with probiotic properties // FEMS Microbiol Lett. - 2016. - V. 363, No. 19: fnw212. doi: 10.1093/femsle/fnw212.

287. Stahlhut, S. G. Biofilm formation of Klebsiella pneumoniae on urethral catheters requires either type 1 or type 3 fimbriae / S. G. Stahlhut, C. Struve, K. A. Krogfelt, A. Reisner // FEMS Immunol Med Microbiol. - 2012a. - V. 65, No. 2. - P. 350-359.

288. Stahlhut, S. G. Klebsiella pneumoniae type 3 fimbriae agglutinate yeast in a mannose-resistant manner / S. G. Stahlhut, C. Struve, K. A. Krogfelt // J Med Microbiol. - 2012b. - V. 61(Pt 3). - P. 317-322.

289. Stapleton, A. E. Randomized, placebo-controlled phase 2 trial of a Lactobacillus crispatus probiotic given intravaginally for prevention of recurrent urinary tract infection / A. E. Stapleton, M. Au-Yeung, T. M. Hooton, [et al.] // Clin Infect Dis. - 2011. - V. 52, No. 10. - P. 1212-1217.

290. Stapleton, A. E. The Vaginal Microbiota and Urinary Tract Infection // Microbiol Spectr. - 2016. - V. 4, No. 6: 10.1128/microbiolspec.UTI-0025-2016.

291. Stella, N. A. SlpE is a calcium-dependent cytotoxic metalloprotease associated with clinical isolates of Serratia marcescens / N. A. Stella, J. D. Callaghan, L. Zhang, [et al.] //Res Microbiol. - 2017. - V. 168, No. 6. - P. 567-574.

292. Stepanova, N. How Advanced Is Our Understanding of the Role of Intestinal Barrier Dysfunction in the Pathogenesis of Recurrent Urinary Tract Infections // Front Pharmacol. -2022. - V. 13: 780122. doi: 10.3389/fphar.2022.780122.

293. Stevens, M. R. Coaggregation occurs between microorganisms isolated from different environments / M. R. Stevens, T. L. Luo, J. Vornhagen, [et al.] // FEMS Microbiol Ecol. -2015. - V. 91, No. 11: fiv123. doi: 10.1093/femsec/fiv123.

294. Stewart, J. Epidemiology and genomic analysis of Klebsiella oxytoca from a single hospital network in Australia / J. Stewart, L. M. Judd, A. Jenney, [et al.] // BMC Infect Dis. -2022. - V. 22, No. 1: 704. doi: 10.1186/s12879-022-07687-7

295. Storm, D. W. In vitro analysis of the bactericidal activity of Escherichia coli Nissle 1917 against pediatric uropathogens / D. W. Storm, S. A. Koff, D. J. Horvath Jr, [et al.] // J Urol. - 2011. - V. 186, No. 4 Suppl. - P. 1678-1683.

296. Struve, C. Characterization of Klebsiella pneumoniae type 1 fimbriae by detection of phase variation during colonization and infection and impact on virulence / C. Struve, M. Bojer, K. A. Krogfelt // Infect Immun. - 2008. - V. 76, No. 9. - P. 4055-4065.

297. Struve, C. Identification of a conserved chromosomal region encoding Klebsiella pneumoniae type 1 and type 3 fimbriae and assessment of the role of fimbriae in pathogenicity

/ C. Struve, M. Bojer, K. A. Krogfelt // Infect Immun. - 2009. - V. 77, No. 11. - P. 50165024.

298. Sturm, P. D. Urosepsis with Actinobaculum schaalii and Aerococcus urinae / P. D. Sturm, J. Van Eijk, S. Veltman, [et al.] // J Clin Microbiol. - 2006. - V. 44, No. 2. - P. 652654.

299. Sullivan, M. J. Easyfig: a genome comparison visualizer / M. J. Sullivan, N. K. Petty, S. A. Beatson // Bioinformatics. - 2011. - V. 27, No. 7. - P. 1009-1010.

300. Sullivan, M. J. Evaluation of hematogenous spread and ascending infection in the pathogenesis of acute pyelonephritis due to group B streptococcus in mice / M. J. Sullivan, G. C. Ulett // Microb Pathog. - 2020. - V. 138: 103796. doi: 10.1016/j.micpath.2019.103796.

301. Sumati, A. H. Association of urinary tract infection in women with bacterial vaginosis / A. H. Sumati, N. K. Saritha // J Glob Infect Dis. - 2009. - V. 1, No. 2. - P. 151-152.

302. Sundén, F. Escherichia coli 83972 bacteriuria protects against recurrent lower urinary tract infections in patients with incomplete bladder emptying / F. Sundén, L. Hâkansson, E. Ljunggren, B. Wullt // J Urol. - 2010. - V. 184, No. 1. - P. 179-185.

303. Surani, A. Raoultella ornithinolytica and Klebsiella oxytoca pyogenic liver abscess presenting as chronic cough / A. Surani, E. M. Slama, S. Thomas, [et al.] // IDCases. - 2020. - V. 20: e00736. doi: 10.1016/j.idcr.2020.e00736

304. Suthers, E. Pleural empyema caused by Klebsiella oxytoca: a case series / E. Suthers, A. Rosenstengel, J. Hart, [et al.] // Respirology. - 2015. - V. 20, No. 3. - P. 507-509.

305. Tan, C. W. Urinary tract infections in adults / C. W. Tan, M. P. Chlebicki // Singapore Med J. - 2016. - V. 57, No. 9. - P. 485-490.

306. Tariq, R. Fecal Microbiota Transplantation for Recurrent Clostridium difficile Infection Reduces Recurrent Urinary Tract Infection Frequency / R. Tariq, D. S. Pardi, P. K. Tosh, [et al.] // Clin Infect Dis. - 2017. - V. 65, No. 10. - P. 1745-1747.

307. Tarkkanen, A. M. Binding of the type 3 fimbriae of Klebsiella pneumoniae to human endothelial and urinary bladder cells / A. M. Tarkkanen, R. Virkola, S. Clegg, T. K. Korhonen // Infect Immun. - 1997. - V. 65, No. 4. - P. 1546-1549.

308. Tatusova, T. NCBI prokaryotic genome annotation pipeline / T. Tatusova, M. DiCuccio, A. Badretdin, [et al.] // Nucleic Acids Res. - 2016. - V. 44, No. 14. - P. 6614-6624.

309. Teoli, J. Trends in the proportion of resistant bacteria involved in ventilator-associated pneumonia as the first hospital-acquired infection in intensive care units between 2003 and 2016 in Lyon, France / J. Teoli, S. Amour, C. Dananché, [et al.] // Am J Infect Control. -2021. - V. 49, No. 11. - P. 1454-1456.

310. Tien, B. Y. Q. Enterococcus faecalis Promotes Innate Immune Suppression and Polymicrobial Catheter-Associated Urinary Tract Infection / B. Y. Q. Tien, H. M. S. Goh, K. K. L. Chong, [et al.] // Infect Immun. - 2017. - V. 85, No. 12: e00378-17. doi: 10.1128/IAI.00378-17

311. Tofteland, S. Effects of phenotype and genotype on methods for detection of extended-spectrum-beta-lactamase-producing clinical isolates of Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae in Norway / S. Tofteland, B. Haldorsen, K. H. Dahl, [et al.] // J Clin Microbiol. - 2007. - V. 45, No. 1. - P. 199-205.

312. Tondo, E. C. Identification of heat stable protease of Klebsiella oxytoca isolated from raw milk / E. C. Tondo, F. R. Lakus, F. A. Oliveira, A. Brandelli // Lett Appl Microbiol. -2004. - V. 38, No. 2. - P. 146-50.

313. Tsaplina, O. Cleavage of the outer membrane protein OmpX by protealysin regulates Serratiaproteamaculans invasion / O. Tsaplina, I. Demidyuk, T. Artamonova, [et al.] // FEBS Lett. - 2020. - V. 594, No. 19. - P. 3095-3107.

314. Tsaplina, O. Filamentous actin is a substrate for protealysin, a metalloprotease of invasive Serratia proteamaculans / O. Tsaplina, T. Efremova, I. Demidyuk, S. Khaitlina // FEBS J. - 2012. - V. 279, No. 2. - P. 264-274.

315. Tsaplina, O. Protealysin Targets the Bacterial Housekeeping Proteins FtsZ and RecA / O. Tsaplina, S. Khaitlina, K. Chukhontseva, [et al.] // Int J Mol Sci. - 2022. - V. 23, No. 18: 10787. doi: 10.3390/ijms231810787

316. Tsaplina, O. A. Probing for actinase activity of protealysin / O. A. Tsaplina, T. N. Efremova, L. V. Kever, [et al.] // Biochemistry (Mosc). - 2009. - V. 74, No. 6. - P.648-654.

317. Tullus, K. The importance of P and type 1 fimbriae for the persistence of Escherichia coli in the human gut / K. Tullus, I. Kühn, I. Orskov, [et al.] // Epidemiol Infect. - 1992. - V. 108, No. 3. - P. 415-421.

318. Turnbaugh, P. J. The human microbiome project / P. J. Turnbaugh, R. E. Ley, M. Hamady, [et al.] // Nature. - 2007. - V. 449, No. 7164. - P. 804-810.

319. Tuson, H. H. Bacteria-surface interactions / H. H. Tuson, D. B. Weibel // Soft Matter.

- 2013. - V. 9, No. 18. - P. 4368-4380.

320. Twetman, L. Coaggregation between probiotic bacteria and caries-associated strains: an in vitro study / L. Twetman, U. Larsen, N. E. Fiehn, [et al.] // Acta Odontol Scand. - 2009.

- V. 67, No. 5. - P. 284-288.

321. Uehara, S. A pilot study evaluating the safety and effectiveness of Lactobacillus vaginal suppositories in patients with recurrent urinary tract infection / S. Uehara, K. Monden, K. Nomoto, [et al.] // Int J Antimicrob Agents. - 2006. - V. 28 Suppl 1. - P. S30-S34. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2006.05.008

322. Validi, M. Identification of cytotoxin-producing Klebsiella oxytoca strains isolated from clinical samples with cell culture assays / M. Validi, M. M. Soltan-Dallal, M. Douraghi, [et al.] // Microb Pathog. - 2017. - V. 113. - P. 1-4.

323. Valle, J. Broad-spectrum biofilm inhibition by a secreted bacterial polysaccharide / J. Valle, S. Da Re, N. Henry, [et al.] // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2006. - V. 103, No. 33. -P. 12558-12563.

324. Van Loy, C. P. The major structural subunits of Dr and F1845 fimbriae are adhesins / C. P. Van Loy, E. V. Sokurenko, S. L. Moseley // Infect Immun. - 2002. - V. 70, No. 4. - P. 1694-1702.

325. Vega-Hernández, R. Flagella, Type I Fimbriae and Curli of Uropathogenic Escherichia coli Promote the Release of Proinflammatory Cytokines in a Coculture System / R. Vega-Hernández, S. A. Ochoa, R. Valle-Rios, [et al.] // Microorganisms. - 2021. - V. 9, No. 11: 2233. doi: 10.3390/microorganisms9112233

326. Venkitapathi, S. Conserved FimK Truncation Coincides with Increased Expression of Type 3 Fimbriae and Cultured Bladder Epithelial Cell Association in Klebsiella quasipneumoniae / S. Venkitapathi, Y. H. Wijesundara, S. A. Cornelius, [et al.] // J Bacteriol.

- 2022. - V. 204, No. 9: e0017222. doi: 10.1128/jb.00172-22

327. Verma, V. Restricting ciprofloxacin-induced resistant variant formation in biofilm of Klebsiella pneumoniae B5055 by complementary bacteriophage treatment / V. Verma, K.

Harjai, S. Chhibber // J Antimicrob Chemother. - 2009. - V. 64, No. 6. - P. 1212-1218. doi: 10.1093/jac/dkp360.

328. Vissers, T. Bacteria as living patchy colloids: Phenotypic heterogeneity in surface adhesion / T. Vissers, A. T. Brown, N. Koumakis, [et al.] // Sci Adv. - 2018. - V. 4, No. 4: eaao1170. doi: 10.1126/sciadv.aao1170.

329. Vollstedt, A. (2020) Bacterial Interactions as Detected by Pooled Antibiotic Susceptibility Testing (P-AST) in Polymicrobial Urine Specimens / A. Vollstedt, D. Baunoch, A. Wolfe, [et al.] // J Sur urology: JSU-101. doi: 10.29011/JSU-101.100001

330. Wagner, M. Eine Methode für den direkten Nachweis von Desoxyribonukleasen nach Elektrophorese in Agargel // J Chromatogr. - 1964. - V. 14. - P. 107-108.

331. Waksman, G. Structural biology of the chaperone-usher pathway of pilus biogenesis / G. Waksman, S. J. Hultgren // Nat Rev Microbiol. - 2009. - V. 7, No. 11. - P. 765-774.

332. Wang, Z. C. FimK regulation on the expression of type 1 fimbriae in Klebsiella pneumoniae CG43S3 / Z. C. Wang, C. J. Huang, Y. J. Huang, [et al.] // Microbiology (Reading). - 2013. - V. 159(Pt 7). - P. 1402-1415.

333. Wei, L. A Bacterial Pathogen Senses Host Mannose to Coordinate Virulence / L. Wei, H. Qiao, B. Sit, [et al.] // iScience. - 2019. - V. 20. - P. 310-323. doi: 10.1016/j.isci.2019.09.028.

334. Weiland-Bräuer, N. Friends or Foes-Microbial Interactions in Nature // Biology (Basel). - 2021. - V. 10, No. 6: 496. doi: 10.3390/biology10060496.

335. Weiss, E. I. Attachment of Fusobacterium nucleatum PK1594 to mammalian cells and its coaggregation with periodontopathogenic bacteria are mediated by the same galactose-binding adhesin / E. I. Weiss, B. Shaniztki, M. Dotan, [et al.] // Oral Microbiol Immunol. -2000. - V. 15, No. 6. - P. 371-377.

336. Wexler, A. G. Human symbionts inject and neutralize antibacterial toxins to persist in the gut / A. G. Wexler, Y. Bao, J. C. Whitney, [et al.] // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2016. -V. 113, No. 13. - P. 3639-3644.

337. Wheeler, T. J. Skylign: a tool for creating informative, interactive logos representing sequence alignments and profile hidden Markov models / T. J. Wheeler, J. Clements, R. D. Finn // BMC Bioinformatics. - 2014. - V. 15: 7. doi: 10.1186/1471-2105-15-7.

338. Wolfe, A. J. Evidence of uncultivated bacteria in the adult female bladder / A. J. Wolfe, E. Toh, N. Shibata, [et al.] // J Clin Microbiol. - 2012. - V. 50, No. 4. - P. 1376-1383.

339. Wong, M. T. Structural modeling and biochemical characterization of recombinant KPN_02809, a zinc-dependent metalloprotease from Klebsiella pneumoniae MGH 78578 / M. T. Wong, S. B. Choi, C. S. Kuan, [et al.] // Int J Mol Sci. - 2012. - V. 13, No. 1. - P. 901917.

340. Wu, C. Genetic and molecular determinants of polymicrobial interactions in Fusobacterium nucleatum / C. Wu, Y. W. Chen, M. Scheible, [et al.] // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2021. - V. 118, No. 23: e2006482118. doi: 10.1073/pnas.2006482118.

341. Wu, C. C. Fur-dependent MrkHI regulation of type 3 fimbriae in Klebsiella pneumoniae CG43 / C. C. Wu, C. T. Lin, W. Y. Cheng, [et al.] // Microbiology (Reading). -2012. - V. 158(Pt 4). - P. 1045-1056.

342. Wu, C. C. Regulation of the Klebsiella pneumoniae Kpc fimbriae by the site-specific recombinase KpcI / C. C. Wu, Y. J. Huang, C. P. Fung, H. L. Peng // Microbiology (Reading). - 2010. - V. 156(Pt 7). - P. 1983-1992.

343. Wu, X. R. In vitro binding of type 1-fimbriated Escherichia coli to uroplakins Ia and Ib: relation to urinary tract infections / X. R. Wu, T. T. Sun, J. J. Medina // Proc Natl Acad Sci U S A. - 1996. - V. 93, No. 18. P. 9630-9635.

344. Wu, Y. IscR controls iron-dependent biofilm formation in Escherichia coli by regulating type I fimbria expression / Y. Wu, F. W. Outten // J Bacteriol. - 2009. - V. 191, No. 4. - P. 1248-1257.

345. Würker, M. Type of fimbriation determines adherence of Klebsiella bacteria to human epithelial cells / M. Würker, J. Beuth, H. L. Ko, [et al.] // Zentralbl Bakteriol. - 1990. - V. 274, No. 2. - P. 239-245.

346. Wurpel, D. J. F9 fimbriae of uropathogenic Escherichia coli are expressed at low temperature and recognise Galß1-3GlcNAc-containing glycans / D. J. Wurpel, M. Totsika, L. P. Allsopp, [et al.] // PLoS One. - 2014. - V. 9, No. 3: e93177. doi: 10.1371/journal.pone.0093177

347. Wyres, K. L. Klebsiella pneumoniae as a key trafficker of drug resistance genes from environmental to clinically important bacteria / K. L. Wyres, K. E. Holt // Curr Opin Microbiol. - 2018. - V. 45. - P. 131-139.

348. Xicohtencatl-Cortes, J. The type 4 pili of enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7 are multipurpose structures with pathogenic attributes / J. Xicohtencatl-Cortes, V. Monteiro-Neto, Z. Saldana, [et al.] // J Bacteriol. - 2009. - V. 191, No. 1. - P. 411-421.

349. Yan, F. Probiotics and immune health / F. Yan, D. B. Polk // Curr Opin Gastroenterol. - 2011. - V. 27, No. 6. - P. 496-501.

350. Yang, J. Klebsiella oxytoca Complex: Update on Taxonomy, Antimicrobial Resistance, and Virulence / J. Yang, H. Long, Y. Hu, [et al.] // Clin Microbiol Rev. - 2022. -V. 35, No. 1: e0000621. doi: 10.1128/CMR.00006-21

351. Yang, S. B. Klebsiella oxytoca and polymicrobial infection in peritoneal dialysis-related peritonitis / S. B. Yang, W. C. Yang, T. W. Chen, C. C. Lin // Perit Dial Int. - 2004. -V. 24, No. 2. - P. 196-197.

352. Yang, Y. Quorum sensing LuxS/autoinducer-2 inhibits Enterococcus faecalis biofilm formation ability / Y. Yang, W. Li, B. Hou, C. Zhang // J Appl Oral Sci. - 2018. - V. 26: e20170566. doi: 10.1590/1678-7757-2017-0566.

353. Zengler, K. A road map for the development of community systems (CoSy) biology / K. Zengler, B. O. Palsson // Nat Rev Microbiol. - 2012. - V. 10, - No. 5. - P. 366-372.

354. Zhang, H. Comprehensive mutagenesis of the fimS promoter regulatory switch reveals novel regulation of type 1 pili in uropathogenic Escherichia coli / H. Zhang, T. T. Susanto, Y. Wan, S. L. Chen // Proc Natl Acad Sci U S A. - 2016. - V. 113, No. 15. - P. 4182-4187.

355. Zheng, Y. Colonization of medical devices by staphylococci / Y. Zheng, L. He, T. K. Asiamah, M. Otto // Environ Microbiol. - 2018. - V. 20, No. 9. - P. 3141-3153.

356. Zhou, K. Characterization of a CTX-M-15 Producing Klebsiella Pneumoniae Outbreak Strain Assigned to a Novel Sequence Type (1427) / K. Zhou, M. Lokate, R. H. Deurenberg, [et al.] // Front Microbiol. - 2015a. - V. 6: 1250. doi: 10.3389/fmicb.2015.01250.

357. Zhou, P. The Sialic Acid Binding Protein, Hsa, in Streptococcus gordonii DL1 also Mediates Intergeneric Coaggregation with Veillonella Species / P. Zhou, J. Liu, X. Li, [et al.] // PLoS One. - 2015b. - V. 10, No. 11: e0143898. doi: 10.1371/journal.pone.0143898.

ПРИЛОЖЕНИЕ

Таблица П.1 - Питательные среды для культивирования бактерий

Среда Состав Назначение

LB (лизогенный бульон) Триптон - 10 г/л; Дрожжевой экстракт - 5 г/л; NaCl - 5 г/л; Двойная дистиллированная вода (ddH2Ü) Приготовление культур для большинства экспериментов

SOC (супероптима льный бульон с подавлением катаболитов) Триптон - 20 г/л; Дрожжевой экстракт - 5 г/л; NaCl - 0.5 г/л; KCl - 0.186 г/л; ddH2Ü Культивирование трансформантов сразу после электропорации

MgCl2* - до 10 мМ

Глюкоза* - до 20 мМ

Натуральная * детская моча Приготовление культур для определения протеолитической активности

Среда Кристенсена Раствор 1*: Пептон - 1 г/л; NaCl - 5 г/л; Глюкоза - 1 г/л; KH2PO4 - 2 г/л; Феноловый красный - 0.012 г/л; Мочевина - 20 г/л; ddH2Ü Определение уреазной активности

Раствор 2: Агар - 15 г/л; ddH2Ü

*стерилизованы фильтрованием; остальные растворы стерилизованы

автоклавированием

Таблица П.2 - Коммерческие питательные среды для культивирования клеточных линий (Merck, Дармштадт, Германия)

Среда Добавка Клеточная линия

RPMI-1640 Эмбриональная бычья сыворотка (ЭБС) - 10% Ь-глутамин - 2 мМ Пируват натрия - 1 мМ Пенициллин - 100 Ед/мл Стрептомицин - 100 мкг/мл 5637