Канонические и неканонические функции DEAD-box содержащей РНК-хеликазы Vasa в сперматогенезе Drosophila melanogaster тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 00.00.00, кандидат наук Адашев Владимир Евгеньевич

• Адашев Владимир Евгеньевич
• кандидат наук
• 2024

Оглавление диссертации кандидат наук Адашев Владимир Евгеньевич

Список сокращений

1. Общая характеристика работы

1.1. Актуальность работы

1.2. Цели и задачи работы

1.3. Научная новизна полученных результатов

1.4. Научно-практическая значимость работы

1.5. Положения, выносимые на защиту

1.6. Степень достоверности

1.7. Апробация работы

1.8. Публикации

1.9. Личный вклад автора

1.10. Структура и объём диссертации

2. Обзор литературы

2.1. Сперматогенез Drosophila

2.1.1. Общая схема сперматогенеза Drosophila

2.1.2. Мейоз в семенниках Drosophila

2.2. Оогенез Drosophila

2.3. piPHK-путь - инструмент поддержания гаметогенеза

2.3.1. Биогенез piPHK

2.3.2. Первичный Zuc-зависимый механизм биогенеза piPHK

2.3.3. Вторичный механизм биогенеза piPHK: амплификационный цикл пинг-понг

2.3.4. Система Stellate - Supressor of Stellate в сперматогенезе Drosophila melanogaster

2.3.5. piРНК-сайленсинг белок-кодирующих генов

2.4. Межвидовая репродуктивная изоляция у Drosophila. Возможная роль piPHK-пути

2.5. DEAD-box содержащие РНК-хеликазы

2.5.1. Структурные характеристики DEAD-box содержащих РНК-хеликаз

2.5.2. Функции DEAD-box содержащих РНК-хеликаз

2.5.3. DEAD-box содержащая РНК-хеликаза Vasa

2.6. Молекулярные функции Vasa

2.6.1. Vasa участвует в образовании герминальных клеток у широкого круга животных

2.6.2. Роль Vasa в структуре и динамике герминальных гранул

2.6.3. Половой диморфизм экспрессии и функций Vasa у различных животных

2.6.4. Функции Vasa у Drosophila

2.6.5. Vasa (MVH, Mouse Vasa Homologue) у мышей

2.6.6. VASA у человека (DDX4)

2.7. Заключение

3. Материалы и методы

3.1. Линии Drosophila, использованные в работе

3.2. Генетические эксперименты

3.3. Тесты на фертильность самцов Drosophila

3.4. Диссекция гонад Drosophila

3.5. Получение осветлённых лизатов, SDS-электрофорез в ПААГ (метод Лэммли) и Вестерн блот анализ

3.6. Иммунофлуоресцентное окрашивание препаратов гонад Drosophila

3.7. Флуоресцентная гибридизация in situ (FISH)

3.8. Конфокальная микроскопия

3.9. Анализ морфологии и учет количества терминальных стволовых клеток в семенниках Drosophila

3.10. Антитела, использованные в работе

3.11. РНК-иммунопреципитация

3.12. Выделение РНК, получение кДНК методом обратной транскрипции

3.13. Количественная ПЦР в реальном времени

3.14. Оценка количества копий генов Stellate в геноме Drosophila melanogaster

3.15. Выравнивание повторов AT-chX и генов vasa

3.16. Получение библиотек коротких РНК

4. Результаты

4.1. При нарушении экспрессии vasa происходит уменьшение количества герминальных клеток в семенниках Drosophila melanogaster

4.2. Поиск мишеней Vasa

4.3. На фоне мутации rhino происходит снижение количества ГСК и фертильности у самцов Drosophila melanogaster

4.4. На фоне мутации aub происходит снижение количества ГСК у самцов

Drosophila melanogaster

4.5. Дополнительная экспрессия rhino на фоне отсутствия Vasa приводит к восстановлению ранних стадий сперматогенеза

4.6. Регуляция экспрессии vasa и межвидовая изоляция

4.6.1. Идентификация и геномный анализ повторов AT-chX

4.6.2. Экспресссия AT-chX в развивающихся сперматоцитах Drosophila melanogaster

4.6.3. Биогенез piPHK из локуса A T-chX

4.6.4. Путь piPHK не регулирует экспрессию vasa у D. melanogaster

4.6.5. AT-chXpiPHK подавляют экспрессию vasa в межвидовых гибридах Drosophila

4.6.6. Дерепрессия Stellate в семенниках межвидовых гибридов

5. Обсуждение

6. Выводы

7. Список использованной литературы

8. Благодарности

Список сокращений

ГСК - терминальная стволовая клетка; ГК - герминальная клетка; ПК - питающая клетка;

ПГК - примордиальные герминальные клетки;

рРНК - рибосомальная РНК;

ФК - фолликулярная клетка;

КЦ - клетка цисты;

НТО - нетранслируемая область;

ОТ-ПЦР - ПЦР в реальном времени;

ПЦР - полимеразная цепная реакция;

ССКЦ - соматическая стволовая клетка цисты;

РИП - РНК-иммунопреципитация;

РНП комплекс - рибонуклеопротеиновый комплекс;

BMP - Bone Morphogenetic Protein;

DAPI - 4,6-диамино-2-фенилиндол;

DEAD-box - последовательность аминокислотных остатков D-E-A-D; EGFR - Epidermal Growth Factor Receptor; FISH - флуоресцентная гибридизация in situ; GFP - Green Fluorescent Protein;

H3K9me3 - триметилирование лизина 9 гистона H3 (хроматиновая метка); Hh - сигнальный путь Hedgehog;

Jak-STAT - сигнальный путь Janus Kinase-Signal Transducer and Activator of

Transcription;

miP^! - микроРНК;

mm - нуклеотидное несоответствие;

MVH - гомолог Vasa мышей;

NGS - нормальная козья сыворотка;

piNG-body - piRNA nuage giant body;

piRISC - РНК-индуцируемый комплекс сайленсинга (в составе с piPH^;

piPHK - piwi-ассоциированная РНК;

RDC - белковый комплекс, состоящий из белков Rhino, Deadlock и Cutoff;

RIP - метод РНК иммунопреципитации

RISC - РНК-индуцируемый комплекс сайленсинга;

rpm - число прочтений на миллион прочтений;

rpkm - число прочтений на килобазу на миллион прочтений (rpkm);

RRM - РНК-распознающий мотив;

siPHK - малая интерферирующая РНК.

1. Общая характеристика работы

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Канонические и неканонические функции DEAD-box содержащей РНК-хеликазы Vasa в сперматогенезе Drosophila melanogaster»

1.1. Актуальность работы

Одним из несомненных эволюционных преимуществ в процессе развития жизни на Земле стало появление полового размножения. По мере возникновения сложноустроенных многоклеточных организмов развились специализированные органы, производящие гаплоидные гаметы. У многоклеточных организмов гаметогенез является одним из самых строго контролируемых процессов ввиду того, что от сохранности генетического материала гамет зависит нормальное развитие потомков и существование вида в целом. Гонады Drosophila являются уникальным объектами для изучения процессов сперматогенеза и оогенеза, так как анатомическая структура семенников и яичников мух составляет топологически упорядоченую систему половых (герминальных) клеток на разных стадиях развития - от апикального к дистальному концу (Fuller, 1998; Spradling et al., 2011). Это позволяет отчетливо идентифицировать фенотипические и генетические изменения в определенных типах клеток, включая герминальные стволовые клетки, что вызывает заметные трудности при изучении гаметогенеза млекопитающих.

На данный момент известно большое количество молекулярных механизмов, нацеленных на регуляцию гаметогенеза Drosophila. Одним из важнейших молекулярных механизмов поддержания целостности генетической информации в герминальных клетках является piPK^^^. Примечательно, что он был открыт именно в семенниках Drosophila (Aravin et al., 2001). Короткие молекулы piP^! (23-30 нт) образуются из определённых локусов генома, как правило, специализированных piPHK-кластеров, и их основная функция - подавление активности мобильных элементов посредством комплементарного связывания с их транскриптами и дальнейшей деградации (Malone et al., 2009). piP^! ассоциированы с белками, которые относятся к подсемейству PIWI семейства ARGONAUTE. В геноме Drosophila melanogaster обнаруживается 5 белков ARGONAUTE: Piwi, Aubergine (Aub), AGO1, AGO2 и AGO3, однако AGO1 и AGO2

экспрессируются повсеместно, в то время как белки подсемейства PIWI, Piwi, Aub и AGO3, преимущественно в гонадах (Vagin et al., 2006). Помимо них в состав piPHK системы входит большое количество других белков, среди них белки, обладающие РНК-хеликазной активностью. В частности, одним их таких белков является DEAD-box содержащая РНК-хеликаза Vasa, являющаяся консервативным маркёром терминальных клеток у широкого круга многоклеточных животных.

Белок Vasa обнаруживается в цитоплазме герминальных клеток. Спектр выполняемых функций Vasa широк, так, например, Vasa является архитектурным компонентом герминальных гранул и отвечает за их формирование, участвует в ремоделинге рибонуклеопротеиновых (РНП) комплексов, расплетании дуплексов РНК, регуляции трансляции ряда герминальных мРНК, обеспечивает piPHK-опосредованную репрессию вредоносных генетических элементов, включая транспозоны. Также Vasa у Drosophila играет важную роль в спецификации клеток зародышевой линии в раннем развитии, формировании гонад и созревании ооцитов в яичниках (Lasko, 2013; Durdevic and Ephrussi, 2019). Так, например, у самок Drosophila при отсутствии экспрессии vasa наблюдается нарушение биогенеза piP^! и, как следствие, дерепрессия мобильных элементов (Malone et al., 2009; Durdevic and Ephrussi, 2019). Всё это приводит к двуцепочечным разрывам в геномной ДНК развивающегося ооцита, что нарушает целостность генома, вызывает остановку оогенеза и приводит к стерильности самок (Chen et al., 2007; Klattenhoff et al., 2007). Не менее серьёзными являются отклонения в сперматогенезе у мышей Mus musculus, мутантных по MVH (Mouse Vasa Homologue). У самцов мыши на фоне отсутствия MVH наблюдается недоразвитость семенников, а также полное отсутствие в них герминальных клеток постмейотических стадий. Это связано с высокой частотой случаев программируемой клеточной гибели на предмейотических стадиях. Такие нарушения приводят к стерильности самцов (Tanaka et al., 2000). При этом большинство данных указывает на то, что необходимость MVH для сперматогенеза в первую очередь заключается в её участии в piPH^^ra. Для ряда других

организмов, таких как куры Gallus gallus domesticus и нематоды Caenorhabditis elegans, также показано снижение количества ранних терминальных клеток на фоне нарушенной экспрессии гомологов vasa (Spike et al., 2008; Aduma et al., 2019).

Геном человека кодирует единственного ортолога vasa, DDX4. Примордиальные герминальные клетки (ПГК) человека становятся Vasa-позитивными только после колонизации гонадного гребня эмбриона (Castrillon et al., 2000). Несмотря на наличие данных по экспрессии Vasa в гонадах человека, функции Vasa и необходимость её для оогенеза и сперматогенеза остаются практически неизученными. Молекулярно-генетические аспекты

функционирования Vasa остаются во многом невыясненными даже для модельных организмов, таких как Drosophila. Остаётся неизвестным механизм специфичного распознавания и связывания Vasa и её мРНК-мишеней. Вовлечённость белков Vasa в поддержание герминальных стволовых клеток показана для C. elegans и самок D. melanogaster (Lasko and Ashburner, 1990; Durdevic and Ephrussi, 2019; Spike et al., 2008), однако остаётся невыясненным, происходит ли это при участии piРНK-пути или нет. Фертильность молодых самцов с нулевыми мутациями vasa позволила исследователям предположить, что этот ген не имеет существенного значения для сперматогенеза у Drosophila, что свидетельствует в пользу предполагаемого полового диморфизма его функций (Lasko, Ashburner, 1988; Lasko, 2013). Однако данные о существенной и консервативной роли Vasa в образовании и функционировании герминальных гранул, в биогенезе piРНK и подавлении активности генов Stellate в сперматоцитах явно входят в противоречие с этой точкой зрения (Vagin et al., 2004; Vagin et al., 2006; Lim and Kai, 2007; Kibanov et al., 2011). Таким образом, исследование функций гена, контролирующего такие значимые биологические характеристики как поддержание герминальных стволовых клеток и целостность генома для передачи генетической информации потомству у большого числа видов многоклеточных животных, имеет высокую актуальность.

Данная работа посвящена изучению функций Vasa в сперматогенезе, а также её роли в поддержании терминальных стволовых клеток и фертильности самцов. Полученные в ходе работы данные свидетельствуют, что Vasa имеет существенные функции в герминальных клетках на разных стадиях дифференцировки в семенниках D. melanogaster. Эктопическая экспрессия гена, чьи транскрипты являются мишенями регуляции Vasa, позволила нам восстановить предмейотические нарушения сперматогенеза на фоне мутации vasa у Drosophila melanogaster.

1.2. Цели и задачи работы

Целью диссертационной работы являлось исследование канонических и неканонических аспектов функционирования Vasa в сперматогенезе Drosophila melanogaster, а также изучение потенциальных piPHK-опосредованных механизмов её регуляции. Для достижения данной цели нами были поставлены следующие задачи:

1. Изучить влияние нарушения экспрессии гена vasa на поддержание герминальных стволовых клеток в семенниках Drosophila melanogaster;

2. Исследовать влияние нарушения экспрессии гена vasa на фертильность самцов Drosophila melanogaster в зависимости от возраста самцов;

3. Проанализировать молекулярно-генетическое влияние vasa на экспрессию белок-кодирующих генов, компонентов piPHK-пути, aub и rhino;

4. Охарактеризовать структурно и функционально Х-сцепленные геномные повторы у Drosophila melanogaster, гомологичные четвертому и пятому экзонам гена vasa.

1.3. Научная новизна полученных результатов

В настоящей работе впервые было продемонстрировано, что присутствие белка Vasa в семенниках самцов Drosophila melanogaster необходимо для поддержания процесса сперматогенеза. При нарушении экспрессии vasa у

мутантных самцов в короткое время после вылета происходит преждевременная потеря терминальных стволовых клеток (ГСК) и сокращение общего терминального контента семенников. Поставленные нами тесты на фертильность выявили происходящее со временем после вылета взрослых особей снижение фертильности самцов, мутантных по vasa, по сравнению с контролем. Были выявлены такие мРНК мишени Vasa, как транскрипты гена rhino и самого гена vasa. У самцов D. melanogaster, мутантных по rhino, наблюдаются морфологические нарушения в семенниках (Chen et al., 2021), схожие с тем, что мы наблюдали на фоне нарушенной экспрессии vasa. Эктопическая экспрессия rhino в герминальных клетках самцов, мутантных по vasa, позволила нам восстановить в большинстве случаев ранние стадии сперматогенеза, включая поддержание ГСК и дифференцирующихся предмейотических герминальных клеток. Таким образом, мы впервые показали, как генетическое, так и функциональное взаимодействие Vasa и Rhino в поддержании ГСК и обозначили две наиболее важные функции Vasa в сперматогенезе: предотвращение потери ГСК и подавление генов Stellate, белковый продукт которых при патологии накапливается в сперматоцитах и приводит к мейотическим нарушениям вплоть до полной стерильности самцов. В этой работе нами были обнаружены 26 геномных повторов в геноме D. melanogaster, имеющих гомологию с 4-м и 5-м экзонами гена vasa. Мы показали, что с этих повторов производятся многочисленные piPHR!, однако данные piPHR! не участвуют в регуляции экспрессии vasa из-за недостаточного уровня комплементарности с транскриптами vasa. Мы обнаружили, что эти piPHR! имеют высокую комплементарность (более 90%) к транскриптам vasa у близкородственных видов мух клады Simulans. Получение межвидовых гибридов D. melanogaster/D. mauritiana позволило нам показать, что в семенниках гибридов происходит piРНК-зависимое подавление экспрессии аллеля vasa из генома D. mauritiana, но не D. melanogaster. Эти данные позволяют заключить, что piPHR! в герминальных тканях животных тонко настроены на распознавание и подавление «правильных» мишеней и избегание «неправильных». При этом в случае межвидовых гибридов в работе piРНК-системы происходят дисфункциональные

изменения, что может приводить к нарушению сперматогенеза и гибридной стерильности.

1.4. Научно-практическая значимость работы

Изучение молекулярных механизмов, направленных на поддержание репродуктивного успеха живых существ, является важной задачей для современной биологии и медицины. В этой работе была показана значимость DEAD-box содержащей РНК-хеликазы Vasa для сперматогенеза Drosophila melanogaster. Нарушение экспрессии vasa в результате мутаций приводит к значительному снижению количества герминальных клеток семенников, включая герминальные стволовые клетки, что, в свою очередь, приводит к нарушению фертильности самцов. Нами была идентифицирована мРНК-мишень vasa -транскрипты гена rhino. При дополнительной экспрессии rhino на фоне мутации vasa наблюдается частичное восстановление количества герминальных клеток предмейотических стадий. Это позволяет сделать вывод о том, что ранее неидентифицированная активность Vasa в регуляции экспрессии другого белок-кодирующего гена, необходима для поддержания герминальных стволовых клеток в сперматогенезе у Drosophila. Совокупность представленных в работе данных позволяет более полно охарактеризовать многофункциональность консервативного герминального белка Vasa в поддержании гаметогенеза. Результаты данной работы носят фундаментальный характер, но в перспективе могут иметь большое значение для понимания фундаментальных молекулярных механизмов, неисправность которых приводит к нарушениям репродуктивных функций и бесплодию у широкого круга животных, включая млекопитающих, важных для сельского хозяйства, и человека.

1.5. Положения, выносимые на защиту

1. DEAD-box содержащая РНК-хеликаза Vasa является существенным фактором для поддержания герминальных стволовых клеток в семенниках самцов Drosophila melanogaster и для поддержания фертильности самцов;

2. мРНК транскрипционного фактора Rhino является мишенью регуляции РНК-хеликазы Vasa в герминальных клетках гонад на посттранскрипционном уровне;

3. Мутации vasa фенокопируют нарушения сперматогенеза, наблюдаемые при мутациях rhino;

4. Экспрессия дополнительной копии rhino приводит к восстановлению количества герминальных стволовых клеток и дифференцирующихся герминальных клеток предмейотических стадий у самцов Drosophila melanogaster, мутантных по vasa;

5. В геноме Drosophila melanogaster идентифицированы и охарактеризованы многочисленные повторы AT-chX, имеющие гомологию с частью экзонов гена vasa и являющиеся крупным piPHK-кластером;

6. piPHK AT-chX не влияют на экспрессию vasa в гонадах Drosophila melanogaster, но специфично подавляют экспрессию аллеля vasa из Drosophila mauritiana в семенниках межвидовых гибридов D. melanogaster/D. mauritiana.

1.6. Степень достоверности

Достоверность полученных результатов обусловлена использованием методик и протоколов, опубликованных в международных рецензируемых журналах. Все данные были получены благодаря экспериментам, проведённых автором в необходимых биологических повторностях. Дизайн всех экспериментов соответствует современным правилам проведения научных исследований: использование контрольных групп, статистическая обработка результатов с

использованием подходящих критериев для каждого типа данных. Также многие наблюдаемые эффекты были подтверждены независимыми биологическими методами. Выводы, сделанные на основании оригинальных результатов, представленных автором в работе, обоснованы и достоверны.

1.7. Апробация работы

Результаты, полученные в данной работе, были представлены на следующих научных симпозиумах и конференциях: Международная конференция «Ломоносов 2019» (Москва, Россия, 2019, первое место в секции «Биология»), XXXII Зимняя молодежная научная школа «Перспективные направления физико-химической биологии и биотехнологии» (Москва, Россия, 2020), международная конференция «Дрозофила в генетике и медицине 2020» (Гатчина, Россия, 2020), конференция молодых учёных «Актуальные проблемы биологии развития» (Москва, Россия, 2021, первое место в конкурсе молодых ученых), Юбилейная научная конференция «Николай Константинович Кольцов и биология XXI века» (Москва, Россия, 2022, второе место в конкурсе молодых ученых).

1.8. Публикации

По теме диссертации опубликовано 3 статьи в международных реферируемых журналах, соответствующих перечню ВАК, и 5 тезисов докладов, представленных на российских и международных конференциях.

1.9. Личный вклад автора

Адашев В.Е. внес основной личный вклад в разработку и осуществление задач данного исследования; статистическую обработку полученных данных, обсуждение результатов; написание и оформление тезисов и статей; представление результатов работы на конференциях. Все генетические, молекулярно-биологические и иммуногистохимические эксперименты выполнены автором

лично или при его активном участии. В сотрудничестве с Котовым А.А. выполнен биоинформатический анализ РНК-библиотек.

1.10. Структура и объём диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, раздела «Материалы и методы», результатов, обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы, в который входит 301 ссылка. Работа изложена на 204 страницах печатного текста, содержит 3 таблицы и 49 рисунков.

2. Обзор литературы

2.1. Сперматогенез Drosophila

2.1.1. Общая схема сперматогенеза Drosophila

Семенники Drosophila являются уникальной модельной системой для изучения дифференцировки половых (герминальных) клеток. Эти парные органы представляют собой слепо замкнутые на апикальном конце трубки, которые спирально закручены. Они формируются в ходе эмбриогенеза в результате соединения в общую структуру предшественников герминальных клеток, которые мигрируют с заднего полюса эмбриона и соматических клеток-предшественников (Santos and Lehmann, 2004). В состав мужской половой системы Drosophila, помимо семенников, входят такие структуры, как придаточные гланды, семенной мешок и семявыводящие пути. Внутренняя структура семенника Drosophila формируется последовательностью клеточных популяций герминальных клеток на разных стадиях созревания: от герминальных стволовых клеток (ГСК) на апикальном конце семенника до зрелых сперматид на его дистальном конце. При этом герминальные клетки на всех стадиях созревания можно обнаружить последовательно на протяжении всего семенника. Стоит отметить, что в течение большинства стадий дифференцировки, герминальные клетки окружены соматическими клетками цисты.

На апикальном конце семенника находится ниша для поддержания ГСК -клеточная структура, называемая «хаб» и состоящая из 10-15 непролиферирующих соматических клеток (Matunis et al., 2012). С хабом непосредственно контактируют две популяции клеток - упомянутые выше ГСК и соматические стволовые клетки цисты (ССКЦ) (Le Bras et al., 2006). При этом каждая ГСК окружена двумя ССКЦ, две соматические клетки цисты (КЦ) далее будут окружать потомков ГСК на протяжении большинства следующих этапов сперматогенеза. В норме от 9 до 12 ГСК расположены «розеткой» вокруг хаба и изолированы друг от друга цитоплазматическими выростами ССКЦ (рис. 1) (La Marca et al., 2014; Spradling et

al., 2011). Обе популяции стволовых клеток контактируют с хабом посредством комплексов клеточной адгезии. В состав этих комплексов входят такие белки, как E-кадгерин, бета-катенин (Armadillo у Drosophila), Apc2 и Cnn, и интегриновые комплексы. У ГСК центриоль располагается возле места контакта клетки с хабом и заякорена к нему посредством белка Cnn и астральных микротрубочек. Последние, в свою очередь, через Apc2 присоединены к Armadillo в составе кадгерин-катениновых комплексов клеточной мембраны (Singh et al., 2016). При этом закрепление самого хаба на апикальном конце семенника к базальной мембране семенника осуществляется с помощью комплексов трансмембранных белков-интегринов. Эти белковые комплексы участвуют в образовании контакта между ГСК, ССКЦ и хабом, а также в образовании контактов между герминальными и соматическими клетками в составе цисты (рис. 1) (Issigonis et al., 2009).

Взаимодействия между всеми тремя клеточными типами (клетки хаба, ССКЦ и ГСК) осуществляются посредством различных молекулярных сигнальных путей. Так, в поддержании ГСК и ССКЦ участвуют сигнальные молекулы Upd, Dpp, Gbb и Hh, принадлежащие к разным сигнальным путям, речь о которых пойдёт ниже. Нарушение работы этих сигнальных путей может приводить к обеднению пула стволовых клеток вплоть до их полной потери или к образованию многоклеточных опухолеподобных структур из недифференцированных ГСК (Spradling et al., 2011).

В сперматогенезе Drosophila можно выделить несколько этапов: самообновляющее митотическое деление стволовых клеток, амплификационные митотические деления сперматогониев, дифференцировка и рост сперматоцитов, мейоз, формирование зрелых сперматид (рис. 1). Одним из основных свойств митотического деления ГСК и окружающих их ССКЦ является ассиметричность (Kiger et al., 2000). Ассиметричность деления заключается в том, что одна из дочерних клеток, получившихся в результате митоза, остаётся возле хаба и не теряет с ним контакт, а другая, напротив, отходит от хаба и вступает в дифференцировку.

Рисунок 1. Общая схема сперматогенеза Drosophila.

Дочерние терминальные клетки, которые в результате ассиметричного деления отдаляются от хаба и начинают процесс дифференцировки, окружаются двумя клетками-потомками стволовых соматических клеток цисты - клетками цисты, или КЦ. Ассиметричного деление популяций стволовых клеток (ГСК и ССКЦ) достигается благодаря уникальному расположение оси веретена деления этих клеток: перпендикулярно по отношению к плоскости контакта делящихся

клеток с хабом. Что касается молекулярных основ регуляции этого процесса, то важную роль играет белок Madm (Mlfl-adaptor molecule) в ССКЦ, являющийся онкосупрессором. Он регулирует конкуренцию за доступ к нише между соматическими и герминальными стволовыми клетками, помимо этого он регулирует экспрессию фактора Vn (Vein) в ССКЦ (Singh et al., 2016). Герминальная клетка, окруженная двумя соматическими, которая отошла от хаба, называется гониабластом. Так формируется циста - функциональная единица сперматогенеза. Гониабласт внутри цисты проходит через четыре последовательных митотических деления с неполным цитокинезом. В результате этого герминальные клетки остаются соединёнными цитоплазматическими мостиками, внутри которых проходят цитоскелетарные структуры, фузомы (рис. 2). Они состоят из цепочек ЭПР-подобных мембранных цистерн, богатых белками спектринами (альфа- и бета- формой), F-актином и рядом других белков (De Cuevas et al., 1997). Подобная структура из клеток, соединённых друг с другом цитоплазматически, является синцитием.

Faslll + Spectrin

Vasa

ГСК

{: ;V6 • > *\1

Спектросомы Фузомы

Рисунок 2. Схематическая изображение апикального конца семенника Drosophila по Lighthouse et al., 2008 (справа) и конфокальная микрофотография (слева) апикального конца семенника Drosophila.

Подобные синцитиальные структуры обнаруживаются у многих животных в сперматогенезе и, по всей видимости, консервативны и необходимы для

синхронизации дифференцировочных процессов (Fawcett, 1961). Предшественники фузом - спектросомы - представляют собой ЭПР-подобные сферические мембранные структуры. Они участвуют в таких процессах, как чекпойнт-контроль ориентации центросом, что необходимо для самообновления ГСК в результате ассиметричного митотического деления возле хаба. В результате самообновляющихся делений пул ГСК и ССКЦ возле хаба остаётся стабильным длительное время (Yuan et al., 2012).

Терминальные клетки в 2-х, 4-х и 8-ми клеточных цистах, окружённые двумя соматическими клетками цисты (КЦ), называются сперматогониями. Интересно, что соматические клетки, окружающие герминальные, не делятся в дальнейшем, однако увеличиваются в размерах и уплощаются, формируя защитный барьер для синцития герминальных клеток в цисте. КЦ являются функциональными аналогами клеток Сертоли у млекопитающих (Spradling et al., 2011). Затем герминальные клетки в 16-ти клеточной цисте переключаются на программу сперматоцитов, переходят в продолжительную G2-фазу перед мейозом, которая характеризуется активной транскрипцией и клеточным ростом. При этом клетки могут увеличиваться в размерах до 25 раз (Fuller, 1998). По окончании G2-фазы следует мейотическое деление, в результате которого формируются 64 гаплоидные сперматиды в составе цисты. Дифференцировка сперматид включает большое количество морфологических изменений внутри клеток. Так, на стадии элонгации, которой предшествует слияние митохондрий и образование из них большой сферической структуры, сперматиды формируют аксонему (жгутик). После этого происходит конденсация хроматина и значительное уменьшение объёма ядра, которое принимает иглоподобную форму. На стадии индивидуализации сперматид актиновая структура, двигающаяся к базальным концам аксонем удлинённых сперматид, «выдавливает» излишки цитоплазмы (White-Cooper, 2010). Финальным продуктом сперматогенеза являются зрелые индивидуальные сперматозоиды, которые обнаруживаются в семенном мешке, их наличие в нём является важным показателем фертильности самцов (рис.1).

2.1.2. Мейоз в семенниках Drosophila

Мейоз в семенниках Drosophila является удобной системой для изучения генетических и молекулярных особенностей протекания этого биологического процесса, свойственного всем живым существам, способным к половому размножению. В процессе мейоза у самцов Drosophila не происходит рекомбинации (кроссинговера) и гомологичные пары хромосом не связаны посредством синаптонемного комплекса (Cooper, 1964; Meyer, 1960; Rasmussen, 1973). Конъюгация хромосом осуществляется посредством как минимум двух специальных белков - SNM и MNM, речь о которых пойдёт ниже. Мейоз начинается в 16-клеточной цисте, состоящей терминальных клеток-сперматоцитов. Все 16 клеток в составе цисты являются потомками одной ГСК, которая в результате ассиметричного митотического деления встала на путь дифференцировки, отойдя от хаба и став гониобластом (рис. 1, рис. 3А). Каждый сперматоцит в составе 16-клеточной цисты вступает в интерфазу, затем после репликации ДНК герминальные клетки вступают в длительную фазу G2 (фазу роста). В данной стадии клеточного цикла герминальные клетки находятся приблизительно 90 часов. Это приводит к увеличению клеточного объёма в 25 раз (стадия роста, рис. 3А) (Chandley and Bateman, 1962; Fuller, 1993; Fuller, 1998). В процессе фазы роста происходит образование гомологичных пар хромосом и всю фазу роста можно разделить на 6 подфаз - от S1 до S6 - которые отличаются друг от друга по размеру ядра и по внутриядерной организации хроматина (рис. 3А). В фазе роста сперматоцитов в ядрах формируются три дискретные хромосомные территории, каждая из которых прилегает к ядерной оболочке: одна состоит из пары половых хромосом, вторая из двух гомологичных хромосом 2, третья - из двух гомологичных хромосом 3. При этом бивалент пары хромосом 4, которая является очень маленькой, обнаруживается либо в непосредственной близости к хромосомной территории половых хромосом, либо внутри неё (Cenci et al., 1994; Weber et al., 2020).

Ассиметричное деление ГСК

и ССК /Сперматоциты

Рост сперматоцитов

ОО ОН ОЭ OD I ipuivic

©€КЮ(?

о

t'i

Элонгация, индивидуализация

A Tubulin

ли. DAPI

Рисунок 3. Мейоз в семенниках Drosophila. А - общая схема сперматогенеза Drosophila, пояснения в тексте (по Weber et al., 2020); Б -микрофотографии стадий первого деления мейоза (все изображения кроме 1' (метод фазового контраста) получены с помощью иммуногистохимического окрашивания с использованием антител к тубулину и интеркалирующего хроматинового красителя DAPI): 1, 1' - поздняя профаза-I, 2 - прометафаза-I, 3 - метафаза-I, 4 - анафаза-I, 5 - телофаза-I (по Bonaccorsi and Gatti, 2017).

Процесс мейоза между профазой-1 и телофазой-П принято разделять на 11 стадий (М1-М11) (СепС et а1., 1994). Хромосомы в метафазе мейоза-1 выглядят на препаратах как небольшая компактная масса в центре очень большого веретена деления (что, в частности, отличает веретено мейотического деления от веретена

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Адашев Владимир Евгеньевич, 2024 год

7. Список использованной литературы

1. Котов А.А., Акуленко Н.В., Кибанов М.В., Оленина Л.В. РНК-хеликазы, содержащие DEAD-бокс, в процессах гаметогенеза у животных // Молекулярная биология. 2014. V. 48(1). P. 22-35;

2. Ables E.T., Hwang G.H., Finger D.S., Hinnant T.D., Drummond-Barbosa D. A Genetic Mosaic Screen Reveals Ecdysone-Responsive Genes Regulating Drosophila Oogenesis // G3 (Bethesda, Md.) 2016. V. 6(8). P. 2629-2642;

3. Adashev V.E., Kotov A.A., Bazylev S.S., Shatskikh A.S., Aravin A.A., Olenina L.V. Stellate Genes and the piRNA Pathway in Speciation and Reproductive Isolation of Drosophila melanogaster // Front Genet. 2021. V. 11. P. 610665;

4. Adashev, V.E., Kotov, A.A., Olenina, L.V. RNA Helicase Vasa as a Multifunctional Conservative Regulator of Gametogenesis in Eukaryotes // Current issues in molecular biology. 2023. V. 45(7). P. 5677-5705;

5. Aduma N., Izumi H., Mizushima S., Kuroiwa A. Knockdown of DEAD-box helicase 4 (DDX4) decreases the number of germ cells in male and female chicken embryonic gonads // Reprod. Fertil. Dev. 2019. V 31. P. 847854;

6. Amoyel M., Sanny J., Burel M., Bach E.A. Hedgehog is required for CySC self-renewal but does not contribute to the GSC niche in the Drosophila testis // Development. 2013. V. 140. P. 56-65;

7. Albamonte M.S., Willis M.A., Albamonte M.I., Jensen F., Espinosa M.B., Vitullo A.D. The developing human ovary: immunohistochemical analysis of germ-cell-specific VASA protein, BCL-2/BAX expression balance and apoptosis // Hum. Reprod. 2008. V. 23. P. 1895-1901;

8. Albamonte M.I., Albamonte M.S., Stella I., Zuccardi L., Vitullo A.D. The infant and pubertal human ovary: Balbiani's body-associated VASA expression, immunohistochemical detection of apoptosis-related BCL2 and

BAX proteins, and DNA fragmentation // Hum. Reprod. 2013. V. 28. P. 698706;

9. Amoyel M., Anderson J., Suisse A., Glasner J., Bach E.A. Socs36E Controls Niche Competition by Repressing MAPK Signaling in the Drosophila Testis // PLoS Genet. 2016. V. 12. P. e1005815;

10. Amirian M., Azizi H., Hashemi Karoii D., Skutella T. VASA protein and gene expression analysis of human non-obstructive azoospermia and normal by immunohistochemistry, immunocytochemistry, and bioinformatics analysis // Sci. Rep. 2022.V. 12. P. 17259;

11. Anderson R.A., Fulton N., Cowan G., Coutts S., Saunders P.T. Conserved and divergent patterns of expression of DAZL, VASA and OCT4 in the germ cells of the human fetal ovary and testis // BMC Dev. Biol. 2007. V. 7. P. 136;

12. Anzelon T.A., Chowdhury S., Hughes S.M., Xiao Y., Lander G.C., MacRae I.J. Structural basis for piRNA targeting // Nature. 2021 V. 597(7875). P. 285-289;

13. Aravin A.A., Naumova N.M., Tulin A.V., Vagin V.V., Rozovsky Y.M., Gvozdev V.A. Double-stranded RNA-mediated silencing of genomic tandem repeats and transposable elements in the D. melanogaster germline // Curr. Biol. 2001. V. 11(13). P. 1017-1027;

14. Aravin A.A., Klenov M.S., Vagin V.V., Bantignies F., Cavalli G., Gvozdev V.A. Dissection of a natural RNA silencing process in the Drosophila melanogaster germ line // Mol Cell Biol. 2004. V. 24(15). P. 6742-6750;

15. Aravin A.A., Sachidanandam R., Bourc'his D., Schaefer C., Pezic D., Toth K.F., Bestor T., Hannon G.J. A piRNA pathway primed by individual transposons is linked to de novo DNA methylation in mice // Mol. Cell. 2008. V. 31. P. 785-799;

16. Aravin A.A., van der Heijden G.W., Castañeda J., Vagin V.V., Hannon G.J., Bortvin A. Cytoplasmic compartmentalization of the fetal piRNA pathway in mice // PLoS Genet. 2009 V. 5. P. e1000764;

17. Aravin A. A. Pachytene piRNAs as beneficial regulators or a defense system gone rogue // Nat. Genet. 2020. V. 52. P. 644-645;

18. Ashburner M., Misra S., Roote J., Lewis S.E., Blazej R., Davis T., Doyle C., Galle R., George R., Harris N., Hartzell G., Harvey D., Hong L., Houston K., Hoskins R., Johnson G., Martin C., Moshrefi A., Palazzolo M., Reese M.G., Spradling A., Tsang G., Wan K., Whitelaw K., Celniker S. An exploration of the sequence of a 2.9-Mb region of the genome of Drosophila melanogaster: the Adh region // Genetics. 1999. V. 153(1). P. 179-219;

19. Balaratnam S., West N., Basu S. A piRNA utilizes HILI and HIWI2 mediated pathway to down-regulate ferritin heavy chain 1 mRNA in human somatic cells // Nucleic Acids Res. 2018. V. 46. P. 10635-10648;

20. Balbiani E.G. Sur la constitution du germne dans l'oeuf animal avant la fcondation // Compt. Rend. 1864. V. 58. P. 584-588;

21. Banani S.F., Lee H.O., Hyman A.A., Rosen M.K. Biomolecular condensates: organizers of cellular biochemistry // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2017. V. 18. P. 285-298;

22. Bansal P., Madlung J., Schaaf K., Macek B., Bono F. An Interaction Network of RNA-Binding Proteins Involved in Drosophila Oogenesis // Mol. Cell Proteomics. 2020. V. 19. P. 1485-1502;

23. Barbash D.A., Ashburner M. A novel system of fertility rescue in Drosophila hybrids reveals a link between hybrid lethality and female sterility // Genetics. 2003. V. 163(1). P. 217-226;

24. Barckmann B., Pierson S., Dufourt J., Papin C., Armenise C., Port F., Grentzinger T., Chambeyron S., Baronian G., Desvignes J.P. Aubergine iCLIP reveals piRNA-Dependent decay of mRNAs involved in germ cell development in the early embryo // Cell Rep. 2015. V. 12. P. 1205-1216;

25. Baumgartner L., Handler D., Platzer S., Yu C., Duchek P., Brennecke J. The Drosophila ZAD zinc finger protein Kipferl guides Rhino to piRNA clusters // Elife. 2022 V. 11. P. e80067. ;

26. Belkina E.G., Seleznev D.G., Sorokina S.Y., Kulikov A.M., Lazebny O.E. The Effect of Chromosomes on Courtship Behavior in Sibling Species of the Drosophila virilis Group // Insects. 2023 V.5;14(7). P. 609;

27. Bendsen E., Byskov A.G., Andersen C.Y., Westergaard L.G. Number of germ cells and somatic cells in human fetal ovaries during the first weeks after sex differentiation // Hum. Reprod. 2006. V. 21. P. 30-35;

28. Blázquez M., González A., Mylonas C.C., Piferrer F. Cloning and sequence analysis of a vasa homolog in the European sea bass (Dicentrarchus labrax): tissue distribution and mRNA expression levels during early development and sex differentiation // Gen. Comp. Endocrinol. 2011. V. 170. P. 322-333;

29. Bonaccorsi S., Gatti, M. Drosophila Male Meiosis // Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). 2017. V. 1471. P. 277-288;

30. Bortvin A. PIWI-interacting RNAs (piRNAs) - a mouse testis perspective // Biochemistry (Mosc). 2013. V. 78. P. 592-602;

31. Bozzetti M. P., Massari S., Finelli P., Meggio F., Pinna L. A., Boldyreff B. The Ste locus, a component of the parasitic cry-Ste system of Drosophila melanogaster, encodes a protein that forms crystals in primary spermatocytes and mimics properties of the a-subunit of casein kinase 2 // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1995. V. 92. P. 6067-6071;

32. Brangwynne C.P., Eckmann C.R., Courson D.S., Rybarska A., Hoege C., Gharakhani J., Jülicher F., Hyman A.A. Germline P granules are liquid droplets that localize by controlled dissolution/condensation // Science 2009. V. 324. P. 1729-1732;

33. Brennecke J., Aravin A.A., Stark A., Dus M., Kellis M., Sachidanandam R., Hannon J. Discrete small RNA-generating loci as master

regulators of transposon activity in Drosophila // Cell. 2007. V. 128(6). P. 10891103;

34. Brideau N. J., Flores H. A., Wang J., Maheshwari S., Wang X., Barbash D. A. Two Dobzhansky-Muller genes interact to cause hybrid lethality in Drosophila // Science (New York, N.Y.). 2006. V. 314(5803). P. 1292-1295;

35. Brown J.B., Boley N., Eisman R., May G.E., Stoiber M.H., Duff M.O., Booth B.W., Wen J., Park S., Suzuki A.M., Wan K.H., Yu C., Zhang D., Carlson J.W., Cherbas L., Eads B.D., Miller D., Mockaitis K., Roberts J., Dav is C.A., Frise E., Hammonds A.S., Olson, S., Shenker, S., Sturgill, D., Samson ova, A.A., Weiszmann, R., Robinson G., Hernandez J., Andrews J., Bickel P.J. , Carninci P., Cherbas P., Gingeras T.R., Hoskins R.A., Kaufman T.C., Lai E. C., Oliver B., Perrimon N., Graveley B.R., Celniker S.E. Diversity and dynamics of the Drosophila transcriptome // Nature. 2014. V. 512. P. 393-399;

36. Carrera P., Johnstone O., Nakamura A., Casanova J., Jäckle H., Lasko P. VASA mediates translation through interaction with a Drosophila yIF2 homolog // Mol. Cell. 2000. V. 5. P. 181-187;

37. Castillo D.M., Barbash D.A. Moving Speciation Genetics Forward: Modern Techniques Build on Foundational Studies in Drosophila // Genetics. 2017. V. 207(3) P. 825-842;

38. Castrillon D.H., Quade B.J., Wang T.Y., Quigley C., Crum C. P. The human VASA gene is specifically expressed in the germ cell lineage // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2000. V. 97. P. 9585-9590;

39. Cenci G., Bonaccorsi S., Pisano C., Verni F., Gatti M. Chromatin and microtubule organization during premeiotic, meiotic and early postmeiotic stages of Drosophila melanogaster spermatogenesis // J Cell Sci. 1994. V. 107. P. 3521-3534;

40. Chakraborty M., Chang C. H., Khost D. E., Vedanayagam J., Adrion J. R., Liao Y., Montooth K. L., Meiklejohn C. D., Larracuente A. M.,

Emerson J. J. Evolution of genome structure in the Drosophila simulans species complex // Genome research. 2021. V. 31(3). P. 380-396;

41. Chandley A.C., Bateman A.J. Timing of spermatogenesis in Drosophila melanogaster using tritiated thymidine // Nature. 1962. V.193. P. 299-300;

42. Chang C. H., Larracuente, A. M. Heterochromatin-Enriched Assemblies Reveal the Sequence and Organization of the Drosophila melanogaster Y Chromosome // Genetics. 2019. V. 211(1). P. 333-348;

43. Chen Y., Pane A., Schüpbach T. Cutoff and aubergine mutations result in retrotransposon upregulation and checkpoint activation in Drosophila // Curr. Biol. 2007. V. 17. P. 637-642;

44. Chen Y.-C.A., Stuwe E., Luo Y., Ninova M., Le Thomas A., Rozhavskaya E., Li S., Vempati S., Laver J.D., Patel D.J., Smibert C.A., Lipshitz H.D., Fejes Toth K., Aravin A.A. Cutoff Supresses RNA Polymerase II Termination to Ensure Expression of piRNA Precursors // Molecular Cell. 2016. V. 63. P. 97-109;

45. Chen P., Kotov A.A., Godneeva B.K., Bazylev S.S., Olenina L.V., Aravin A.A. piRNA-mediated gene regulation and adaptation to sex-specific transposon expression in D. melanogaster male germline // Genes Dev. 2021a V. 35(11-12). P. 914-935;

46. Chen P., Luo Y., Aravin A.A. RDC complex executes a dynamic piRNA program during Drosophila spermatogenesis to safeguard male fertility // PLoS Genet. 2021b. V. 17(9). P. e1009591;

47. Chen W., Brown J.S., He T., Wu W.S., Tu S., Weng Z., Zhang D., Lee H.C. GLH/VASA helicases promote germ granule formation to ensure the fidelity of piRNA-mediated transcriptome surveillance // Nat. Commun. 2022. V. 13. P. 5306;

48. Choi H., Wang. Z., Dean J. Sperm acrosome overgrowth and infertility in mice lacking chromosome 18 pachytene piRNA // PLoS Genet. 2021. V. 17. P. e1009485;

49. Cooper K. Meiotic conjunctive elements not involving chiasmata // Proc Natl Acad Sci USA. 1964. V. 52. P. 1248-1255;

50. Cox D.N., Chao A., Baker J., Chang L., Qiao D., Lin H. A novel class of evolutionarily conserved genes defined by piwi are essential for stem cell self-renewal // Genes & development. 1998. V. 72(23). P. 3715-3727;

51. Coyne J.A. Genetics of differences in pheromonal hydrocarbons between Drosophila melanogaster and D. simulans // Genetics. 1996. V. 143(1). P. 353-364;

52. Crooks G.E., Hon G., Chandonia J.M., Brenner S.E. WebLogo: a sequence logo generator // Genome Res. 2004. V. 14. P. 1188-1190;

53. Czech B., Preall J. B., McGinn J., Hannon G. J. A Transcriptome-wide RNAi Screen in the Drosophila Ovary Reveals Factors of the Germline piRNA Pathway // Molecular Cell. 2013. V. 50(5). P. 749-761;

54. Czech B., Hannon G.J. One Loop to Rule Them All: The Ping-Pong Cycle and piRNA-Guided Silencing // Trends. Biochem. Sci. 2016. V. 41(4). P. 324-337;

55. De Cuevas M., Lilly M.A., Spradling A.C. Germline cyst formation in Drosophila // Annual review of genetics. 1997. V. 31(1). P. 405-428;

56. Dean M.D., Ballard J.W. Linking phylogenetics with population genetics to reconstruct the geographic origin of a species // Mol. Phylogenet. Evol. 2004. V. 32. P. 998-1009;

57. Decotto E., Spradling A.C. The Drosophila ovarian and testis stem cell niches: similar somatic stem cells and signals // Dev Cell. 2005. V. 9. P. 501-510;

58. Dehghani M., Lasko P. Multiple Functions of the DEAD-Box Helicase Vasa in Drosophila Oogenesis // Oocytes. 2017. P. 127-147;

59. Dobrynin M.A., Bashendjieva E.O., Enukashvily N.I. Germ Granules in Animal Oogenesis // J. Dev. Biol. 2022. V. 10. P. 43; 60. Dobzhansky, T. Genetics and the origin of species // New York: Columbia University Press. 1937;

61. Durdevic Z., Pillai R.S., Ephrussi A. Transposon silencing in the Drosophila female germline is essential for genome stability in progeny embryos // Life Sci Alliance. 2018. V. 1. P. e201800179;

62. Durdevic Z., Ephrussi A. Germ Cell Lineage Homeostasis in Drosophila Requires the Vasa RNA Helicase // Genetics. 2019. V. 213(3). P. 911-922;

63. ElMaghraby M.F., Andersen P.R., Pühringer F., Hohmann U., Meixner K., Lendl T., Tirian L., Brennecke J. A Heterochromatin-Specific RNA Export Pathway Facilitates piRNA Production // Cell. 2019. V. 178(4). P. 964979;

64. Eddy E. M. Germ plasm and the differentiation of the germ cell line // Int. Rev. Cytol. 1975. V. 43. P. 229-280;

65. Egorova K.S., Olenkina O.M., Kibanov M.V., Kalmykova A.I., Gvozdev V.A., Olenina L.V. Genetically derepressed nucleoplasmic Stellate protein in spermatocytes of D. melanogaster interacts with the catalytic subunit of protein kinase 2 and carries histone-like lysine-methylated mark // J. Mol. Biol. 2009. V. 389. P. 895-906;

66. Ernst C., Odom D.T., Kutter C. The emergence of piRNAs against transposon invasion to preserve mammalian genome integrity // Nat. Commun. 2017. V. 8. P. 1411;

67. Fayomi A.P., Orwig K.E. Spermatogonial stem cells and spermatogenesis in mice, monkeys and men // Stem Cell Res. 2018. V. 29. P. 207-214;

68. Fawcett D.W. Intercellular bridges // Exp Cell Res. 1961. Suppl. V. 8. P. 174-187;

69. Flemr M., Malik R., Franke V., Nejepinska J., Sedlacek R., Vlahovicek K., Svoboda P. A retrotransposon-driven dicer isoform directs endogenous small interfering RNA production in mouse oocytes // Cell. 2013. V. 155. P. 807-816;

70. Fujiwara Y., Komiya T., Kawabata H., Sato M., Fujimoto H., Furusawa M., Noce T. Isolation of a DEAD-family protein gene that encodes a murine homolog of Drosophila vasa and its specific expression in germ cell lineage // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1994. V. 91. P. 12258-12262;

71. Fuller M.T. Spermatogenesis. In The Development of Drosophila melanogaster // Cold Spring Harbor Laboratory Press: Cold Spring Harbor, NY, USA. 1993. P. 71-147;

72. Fuller M.T. Genetic control of cell proliferation and differentiation in Drosophila spermatogenesis // Semin Cell Dev Biol. 1998. V. 9. P. 433-444;

73. Gainetdinov I., Colpan C., Arif A., Cecchini K., Zamore P.D. A Single Mechanism of Biogenesis, Initiated and Directed by PIWI Proteins, Explains piRNA Production in Most Animals // Mol Cell. 2018. V. 71(5). P. 775-790.e5;

74. Garrigan D., Kingan S.B., Geneva A.J., Andolfatto P., Clark A.G., Thornton K.R., Presgraves D.C. Genome sequencing reveals complex speciation in the Drosophila simulans clade // Genome Res. 2012. V. 22. P. 1499-1511;

75. Gavis E.R., Lunsford L., Bergsten S.E., Lehmann R. A conserved 90 nucleotide element mediates translational repression of nanos RNA // Development. 1996. V. 122. P. 2791-2800;

76. Gilboa L., Forbes A., Tazuke S.I., Fuller M.T., Lehmann R. Germ line stem cell differentiation in Drosophila requires gap junctions and proceeds via an intermediate state // Development (Cambridge, England). 2003. V. 130(26). P. 6625-6634;

77. Gillespie D.E., Berg C.A. Homeless is required for RNA localization in Drosophila oogenesis and encodes a new member of the DE-H family of RNA-dependent ATPases // Genes Dev. 1995. V. 9. P. 2495-2508;

78. Goh W.S., Falciatori I., Tam O.H., Burgess R., Meikar O., Kotaja N., Hammell M., Hannon G.J. piRNA-directed cleavage of meiotic transcripts regulates spermatogenesis // Genes Dev. 2015. V. 29. P. 1032-1044;

79. Gonsalvez G.B., Rajendra T.K., Tian L., Matera A.G. The Sm-protein methyltransferase, dart5, is essential for germ-cell specification and maintenance // Curr. Biol. 2006. V. 16. P. 1077-1089;

80. Gracheva E., Dus M., Elgin S.C. Drosophila RISC Component VIG and Its Homolog Vig2 Impact Heterochromatin Formation // PLoS ONE. 2009. V. 4(7). P. e6182;

81. Gunawardane L.S., Saito K., Nishida K.M., Miyoshi K., Kawamura Y., Nagami T., Siomi H., Siomi M.C. A slicer-mediated mechanism for repeat-associated siRNA 5' end formation in Drosophila // Science 2007. V. 315. P. 1587-1590;

82. Guo X., Gui Y.T., Tang A.F., Lu L.H., Gao X., Cai Z.M. Differential expression of VASA gene in ejaculated spermatozoa from normozoospermic men and patients with oligozoospermia // Asian J. Androl. 2007. V. 9. P. 339-344;

83. Gustafson E.A., Wessel G.M. Vasa genes: Emerging roles in the germ line and in multipotent cells // Bioessays. 2010. V. 32(7). P. 626-637;

84. Guzzardo P.M., Muerdter F., Hannon G.J. The piRNA pathways in flies: highlights and future directions // Curr. Opin. Genet. Dev. 2013. V. 23(1). P. 44-52;

85. Han B.W., Wang W., Li C., Weng Z., Zamore P.D. piRNA-guided transposon cleavage initiates zucchini-dependent, phased piRNA production // Science. 2015. V. 348. P. 817-821;

86. Hansen C.L., Pelegri F. Primordial Germ Cell Specification in Vertebrate Embryos: Phylogenetic Distribution and Conserved Molecular Features of Preformation and Induction // Front. Cell Dev. Biol. 2021. V. 9. P. 730332;

87. Hardy RW, Lindsley DL, Livak KJ, Lewis B, Siversten AL, Joslyn GL, Edwards J, Bonaccorsi S. Cytogenetic analysis of a segment of the Y chromosome of Drosophila melanogaster // Genetics. 1984. V. 107(4). P. 591610;

88. Hardy J. J., Wyrwoll M. J., Mcfadden W., Malcher A., Rotte N., Pollock N. C., Munyoki S., Veroli M. V., Houston B. J., Xavier M. J., Kasak L., Punab M., Laan M., Kliesch S., Schlegel P., Jaffe T., Hwang K., Vukina J., Brieno-Enriquez M. A., Orwig K. Variants in GCNA, X-linked germ-cell genome integrity gene, identified in men with primary spermatogenic failure // Human genetics. 2021. V. 140(8). P. 1169-1182;

89. Harris T.W., Arnaboldi V., Cain S., Chan J., Chen W.J., Cho J., Davis P., Gao S., Grove C.A., Kishore R., Lee R.Y.N., Muller H.M., Nakamura C., Nuin P., Paulini M., Raciti D., Rodgers F.H., Russell M., Schindelman G., Auken K.V., Wang Q., Williams G., Wright A.J., Yook K., Howe K.L., Schedl T., Stein L., Sternberg P.W. WormBase: a modern Model Organism Information Resource // Nucleic Acids Res. 2020. V. 48. P. D762-D767;

90. Hartung O., Forbes M.M., Marlow F.L. Zebrafish vasa is required for germ-cell differentiation and maintenance // Mol. Reprod. Dev. 2014. V. 81. P. 946-961;

91. Hay B., Ackerman L., Barbel S., Jan L.Y., Jan Y.N. Identification of a component of Drosophila polar granules // Development. 1988. V. 103. P. 625-640;

92. Hay B., Jan L.Y., Jan Y.N. A protein component of Drosophila polar granules is encoded by vasa and has extensive sequence similarity to ATP-dependent helicases // Cell. 1988. V. 55. P. 577-587;

93. Hay B., Jan L.Y., Jan Y.N. Localization of vasa, a component of Drosophila polar granules, in maternal-effect mutants that alter embryonic anteroposterior polarity // Development 1990. V. 109. P. 425-433;

94. Henn A., Bradley M.J., De La Cruz E.M. ATP utilization and RNA conformational rearrangement by DEAD-box proteins // Annu Rev Biophys. 2012. V. 41. P. 247-267;

95. Herbst R.S. Review of Epidermal Growth Factor Receptor // Int. J. Radiation Oncology Biol. Phys. 2004. V. 59(2). P. 21-26;

96. Hermann B.P., Sukhwani M., Lin C.C., Sheng Y., Tomko J., Rodriguez M., Shuttleworth J.J., McFarland D., Hobbs R.M., Pandolfi P.P., Schatten G.P., Orwig K.E. Characterization, cryopreservation, and ablation of spermatogonial stem cells in adult rhesus macaques // Stem Cells. 2007. V. 25. P. 2330-2338;

97. Hertig A.T., Adams, E.C. Studies on the human oocyte and its follicle. I. Ultrastructural and histochemical observations on the primordial follicle stage // J. Cell Biol. 1967. V. 34. P. 647-675;

98. Hilbert M., Karow A.R., Klostermeier D. The mechanism of ATP-dependent RNA unwinding by DEAD box proteins // Biological Chemistry. 2009. V. 390(12);

99. Hinnant T.D., Merkle J.A., Ables E.T. Coordinating Proliferation, Polarity, and Cell Fate in the Drosophila Female Germline // Frontiers in cell and developmental biology. 2020. V. 8. P. 19;

100. Hondele M., Sachdev R., Heinrich S., Wang J., Vallotton P., Fontoura B.M.A., Weis K. DEAD-box ATPases are global regulators of phase-separated organelles // Nature. 2019. V. 573. P. 144-148;

101. Houston D.W., King M.L. A critical role for Xdazl, a germ plasmlocalized RNA, in the differentiation of primordial germ cells in Xenopus // Development. 2000. V. 127. P. 447-456;

102. Huang X., Fejes Toth K., Aravin A.A. piRNA Biogenesis in Drosophila melanogaster // Trends Genet. 2017. V. 33(11). P. 882-894;

103. Huynh J.R., St Johnston D. The origin of asymmetry: early polarisation of the Drosophila germline cyst and oocyte // Curr Biol. 2004. V. 14. P. R438-R449;

104. Hyman, A.A.; Brangwynne, C.P. Beyond stereospecificity: liquids and mesoscale organization of cytoplasm // Dev. Cell 2011. V. 21. P. 14-16;

105. Issigonis M., Tulina N., de Cuevas M., Brawley C., Sandler L., Matunis E. JAK-STAT signal inhibition regulates competition in the Drosophila testis stem cell niche // Science. 2009. V. 326(5949). P. 153-156;

106. Jeske M., Muller C.W., Ephrussi A. The LOTUS domain is a conserved DEAD-box RNA helicase regulator essential for the recruitment of Vasa to the germ plasm and nuage // Genes Dev. 2017. V. 31. P. 939-952;

107. Jeske M., Bordi M., Glatt S., Müller S., Rybin V., Müller C. W., Ephrussi A. The Crystal Structure of the Drosophila Germline Inducer Oskar Identifies Two Domains with Distinct Vasa Helicase- and RNA-Binding Activities // Cell reports. 2015. V. 12(4). P. 587-598;

108. Johnstone O., Lasko P. Interaction with eIF5B is essential for Vasa function during development // Development. 2004. V. 131. P. 4167-4178;

109. Karimi K., Fortriede J.D., Lotay V.S., Burns K.A., Wang, D.Z., Fisher M.E., Pells T.J., James-Zorn C., Wang Y., Ponferrada V.G., Chu S., Chaturvedi P., Zorn A.M., Vize P.D. Xenbase: a genomic, epigenomic and transcriptomic model organism database // Nucleic Acids Res. 2018. V. 46. P. D861-D868;

110. Kelleher E., Edelman N., Barbash D.A. Drosophila interspecific hybryds phenocopy piRNA-pathway mutants // PLoS Biol. 2012. V. 10. P. E1001428;

111. Keyes L.N., Spradling A.C. The Drosophila gene fs(2)cup interacts with otu to define a cytoplasmic pathway required for the structure and function of germline chromosomes // Development. 1997. V. 124. P. 1419-1431;

112. Kibanov M. V., Egorova K. S., Ryazansky S. S., Sokolova O. A., Kotov A. A., Olenkina O. M., Stolyarenko A.D., Gvozdev V.A., Olenina L. V. A novel organelle, the piNG-body, in the nuage of Drosophila male germ cells is associated with piRNA-mediated gene silencing // Molecular Biology of the Cell. 2011. V. 22(18). P. 3410-3419.

113. Kibanov M. V., Kotov A. A., Olenina L. V. Multicolor fluorescence imaging of whole-mount Drosophila testes for studying spermatogenesis // Anal. Biochem. 2013. V. 436. P. 55-64;

114. Kiger A.A., White-Cooper H., Fuller M.T. Somatic support cells restrict germline stem cell self-renewal and promote differentiation // Nature. 2000. P.407. P. 750-754;

115. Kiledjian M., Dreyfuss G. Primary structure and binding activity of the hnRNP U protein: binding RNA through RGG box // EMBO J. 1992. V. 11. P. 2655-2664;

116. Kirino Y., Vourekas A., Sayed N., de Lima Alves F., Thomson T., Lasko P., Rappsilber J., Jongens T.A., Mourelatos Z. Arginine methylation of Aubergine mediates Tudor binding and germ plasm localization // RNA. 2010. V. 16. P. 70-78;

117. Kiuchi T., Koga H., Kawamoto M., Shoji K., Sakai H., Arai Y., Ishihara G., Kawaoka S., Sugano S., Shimada T., Suzuki Y., Suzuki M.G., Katsuma S. A single female-specific piRNA is the primary determiner of sex in the silkworm // Nature. 2014. V. 509(7502). P. 633-636;

118. Klattenhoff C., Bratu D.P., McGinnis-Schultz N., Koppetsch B.S., Cook H.A., Theurkauf W.E. Drosophila rasiRNA pathway mutations disrupt embryonic axis specification through activation of an ATR/Chk2 DNA damage response // Dev. Cell. 2007. V. 12. P. 45-55;

119. Klattenhoff C., Xi H., Li C., Lee S., Xu J., Khurana J.S., Zhang F., Schultz N., Koppetsch B.S., Nowosielska A., Seitz H., Zamore P.D., Weng Z., Theurkauf W.E. The Drosophila HP1 homolog Rhino is required for transposon silencing and piRNA production by dual-strand clusters // Cell. 2009. V. 138(6). P. 1137-1149;

120. Klein J. D., Qu C., Yang X., Fan Y., Tang C., Peng J. C. c-Fos Repression by Piwi Regulates Drosophila Ovarian Germline Formation and Tissue Morphogenesis // PLoS genetics. 2016. V. 12(9). P. e1006281;

121. Kobayashi T., Kajiura-Kobayashi H., Nagahama Y. Differential expression of vasa homologue gene in the germ cells during oogenesis and spermatogenesis in a teleost fish, tilapia, Oreochromis niloticus // Mech. Dev. 2000. V. 99. P. 139-142;

122. Kogan G.L., Mikhaleva E.A., Olenkina O.M., Ryazansky S.S., Galzitskaya O.V., Abramov Y.A., Leinsoo T.A., Akulenko N.V., Lavrov S.A., Gvozdev V.A. Extended disordered regions of ribosome-associated NAC proteins paralogs belong only to the germline in Drosophila melanogaster // Sci. Rep. 2022. V. 12(1). P. 11191;

123. Kojima Y., Kaufman-Francis K., Studdert J.B., Steiner K.A., Power M.D., Loebel D.A., Jones V., Hor A., de Alencastro G., Logan G.J., Teber E.T., Tam O.H., Stutz M.D., Alexander I.E., Pickett H.A., Tam P.P. The transcriptional and functional properties of mouse epiblast stem cells resemble the anterior primitive streak // Cell Stem Cell 2014. V. 14. P. 107-120;

124. Kotaja N., Sassone-Corsi P. The chromatoid body: a germ-cell-specific RNA-processing centre // Nature Reviews MCB. 2007. V. 8. P. 85-90;

125. Kotov A.A., Akulenko N.V., Kibanov M.V., Olenina L.V. DEAD-Box RNA helicases in animal gametogenesis // Molecular Biology. 2014. V. 48(1). P. 16-28;

126. Kotov A.A., Adashev V.E., Godneeva B.K., Ninova M., Shatskikh A.S., Bazylev S.S., Aravin A.A., Olenina L.V. piRNA silencing contributes to

interspecies hybrid sterility and reproductive isolation in Drosophila melanogaster // Nucleic Acids Res. 2019. V.47(8). P. 4255-4271;

127. Ku, H. Y., Lin, H. PIWI proteins and their interactors in piRNA biogenesis, germline development and gene expression // National science review. 2014. V. 7(2). P. 205-218;

128. Kugler J.M., Woo J.S., Oh B.H., Lasko P. Regulation of Drosophila vasa in vivo through paralogous cullin-RING E3 ligase specificity receptors // Molecular and cellular biology. 2010. V. 30(7). P. 1769-1782;

129. Kulikov A.M., Sorokina S.Y., Melnikov A.I., Gornostaev N.G., Seleznev D.G., Lazebny O.E. The effects of the sex chromosomes on the inheritance of species-specific traits of the copulatory organ shape in Drosophila virilis and Drosophila lummei // PLoS One. 2020 V. 15(12). P. e0244339;

130. Kuramochi-Miyagawa S., Kimura T., Ijiri T.W., Isobe T., Asada N., Fujita Y., Ikawa M., Iwai N., Okabe M., Deng W., Lin H., Matsuda Y., Nakano, T. Mili, a mammalian member of piwi family gene, is essential for spermatogenesis // Development 2004. V. 131. P. 839-849;

131. Kuramochi-Miyagawa S., Watanabe T., Gotoh K., Takamatsu K., Chuma S., Kojima-Kita K., Shiromoto Y., Asada N., Toyoda A., Fujiyama A., Totoki Y., Shibata T., Kimura T., Nakatsuji N., Noce T., Sasaki H., Nakano T. MVH in piRNA processing and gene silencing of retrotransposons // Genes Dev. 2010. V. 24. P. 887-892;

132. La Marca J.E., Somers W.G. The Drosophila gonads: models for stem cell proliferation, self-renewal, and differentiation // AIMS Genetics. 2014. V. 1. P. 55-80;

133. Lachaise D., Cariou M.L., David J.R., Lemeunier F., Tsacas L., Ashburner M. Historical biogeography of the Drosophila-Melanogaster species subgroup // Evol. Biol. 1988. V. 22. P. 159-225;

134. Lantz V., Chang J.S., Horabin J.I et al. The Drosophila orb RNA-binding protein is required for the formation of the egg chamber and establishment of polarity // Genes Dev. 1994 // V. 8. P.598-613;

135. Lasko P.F., Ashburner M. The product of the Drosophila gene vasa is very similar to eukaryotic initiation factor-4A // Nature. 1988. V. 335. P. 611617;

136. Lasko P. The DEAD-box helicase Vasa: Evidence for a multiplicity of functions in RNA processes and developmental biology // Biochim. Biophys. Acta. 2013. V. 1829(8). P. 810-816;

137. Lasko P.F., Ashburner M. Posterior localization of vasa protein correlates with, but is not sufficient for, pole cell development // Genes Dev. 1990. V. 4. P. 905-921;

138. Lattao R., Bonaccorsi S., Gatti M. Giant meiotic spindles in males from Drosophila species with giant sperm tails // J Cell Sci. 2012. V. 125. P. 584-588;

139. Lawson K.A., Hage W.J. Clonal analysis of the origin of primordial germ cells in the mouse // Ciba Found. Symp. 1994. V. 182. P. 68-84;

140. Lawson K.A., Dunn N.R., Roelen B.A., Zeinstra L.M., Davis A.M., Wright C.V., Korving J.P., Hogan B.L. Bmp4 is required for the generation of primordial germ cells in the mouse embryo // Genes Dev. 1999. V. 13. P. 424436;

141. Le Bras S., Van Doren M. Development of the male germline stem cell niche in Drosophila // Developmental Biology. 2006. V. 294. P. 92-103;

142. Le Thomas, A., Toth, K.F., Aravin, A.A. To be or not to be a piRNA: genomic origin and processing of piRNAs // Genome biology. 2014. V. 75(1). P. 204;

143. Leatherman J.L., Dinardo S. Germline self-renewal requires cyst stem cells and stat regulates niche adhesion in Drosophila testes // Nat Cell Biol. 2010. V. 12. P. 806-811;

144. Lebreton S., Borrero-Echeverry F., Gonzalez F., Solum M., Wallin E.A., Hedenström E., Hansson B.S., Gustavsson A.L., Bengtsson M., Birgersson G., Walker W.B. 3rd, Dweck H.K.M., Becher P.G., Witzgall P. A Drosophila female pheromone elicits species-specific long-range attraction via an olfactory channel with dual specificity for sex and food // BMC Biol. 2017. V. 15(1). P. 88;

145. Lehmann R., Nüsslein-Volhard C. The maternal gene nanos has a central role in posterior pattern formation of the Drosophila embryo // Development. 1991. V. 112. P. 679-691;

146. Lehmann R. Germ Plasm Biogenesis An Oskar-Centric Perspective // Curr. Top. Dev. Biol. 2016. V. 116. P. 679-707;

147. Lehtiniemi T., Kotaja N. Germ granule-mediated RNA regulation in male germ cells // Reproduction. 2018. V. 155. P. R77-R91;

148. Li M.A., Alls J.D., Avancini R.M., Koo K., Godt D. The large Maf factor Traffic Jam controls gonad morphogenesis in Drosophila // Nature cell biology. 2003. V. 5(11). P. 994-1000.

149. Li H., Handsaker B., Wysoker A., Fennell T., Ruan J., Homer N., Marth G., Abecasis G., Durbin R., 1000 Genome Project Data Processing Subgroup. The Sequence Alignment/Map format and SAMtools // Bioinformatics. 2009. V. 25. P. 2078-2079;

150. Li C., Vagin V.V., Lee S., Xu J., Ma S., Xi H., Seitz H., Horwich M.D., Syrzycka M., Honda B.M., Kittler E.L., Zapp M.L., Klattenhoff C., Schulz N., Theurkauf W.E., Weng Z., Zamore P.D. Collapse of germline piRNAs in the absence of Argonaute3 reveals somatic piRNAs in flies // Cell. 2009. V. 137. P. 509-521;

151. Liang L., Diehl-Jones W., Lasko P. Localization of vasa protein to the Drosophila pole plasm is independent of its RNA-binding and helicase activities // Development. 1994. V. 120(5). P. 1201-1211;

152. Lighthouse D.V., Buszczak M., Spradling A.C. New components of the Drosophila fusome suggest it plays novel roles in signaling and transport // Dev Biol. 2008. V. 317(1). P. 59-71;

153. Lim A.K., Kai T. Unique germ-line organelle, nuage, functions to repress selfish genetic elements in Drosophila melanogaster // Proc Natl Acad Sci USA. 2007. V. 104(16). P. 6714-6719;

154. Lim A.K., Tao L., Kai T. piRNAs mediate posttranscriptional retroelement silencing and localization to pi-bodies in the Drosophila germline // The Journal of cell biology. 2009. V. 186(3). P. 333-342;

155. Lim A.K., Lorthongpanich C., Chew T.G., Tan C.W., Shue Y.T., Balu S., Gounko N., Kuramochi-Miyagawa S., Matzuk M.M., Chuma S., Messerschmidt D.M., Solter D., Knowles B.B. The nuage mediates retrotransposon silencing in mouse primordial ovarian follicles // Development. 2013. V. 140. P. 3819-3825;

156. Lin H., Spradling A.C. A novel group of pumilio mutations affects the asymmetric division of germline stem cells in the Drosophila ovary // Development (Cambridge, England). 1997. V. 124(12). P. 2463-2476;

157. Linder P., Lasko P.F., Ashburner M., Leroy P., Nielsen P.J., Nishi K., Schnier J., Slonimski P.P. Birth of the D-E-A-D box // Nature. 1989. V. 337(6203). P. 121-122;

158. Linder P., Jankowsky E. From unwinding to clamping — the DEAD box RNA helicase family // Nature Reviews Molecular Cell Biology. 2011. V. 12(8). P. 505-516;

159. Linder P., Fuller-Pace F.V. Looking back on the birth of DEAD-box RNA helicases // Biochim Biophys Acta. 2013. V. 1829(8). P. 750-755;

160. Livak K.J. Organization and mapping of a sequence on the Drosophila melanogaster X and Y chromosomes that is transcribed during spermatogenesis // Genetics. 1984. V. 107(4). P. 611-634;

161. Liu N., Han H., Lasko P. Vasa promotes Drosophila germline stem cell differentiation by activating mei-P26 translation by directly interacting with a (U)-rich motif in its 3' UTR // Genes Dev. 2009. V. 23(23). P. 2742-2752;

162. Liu X., Zhu Y., Zhao Y., Wang Y., Li W., Hong X., Yu L., Chen C., Xu H., Zhu X. Vasa expression is associated with sex differentiation in the Asian yellow pond turtle // Mauremys mutica. J. Exp. Zool. B Mol. Dev. Evol. 2021. V. 336. P. 431-442;

163. Lobell A.S., Kaspari R.R., Serrano Negron Y.L., Harbison S.T. The Genetic Architecture of Ovariole Number in Drosophila melanogaster: Genes with Major, Quantitative, and Pleiotropic Effects // G3 (Bethesda). 2017. V. 7(7). P. 2391-2403;

164. Lund M.K., Guthrie C. The DEAD-box protein Dbp5p is required to dissociate Mex67p from exported mRNPs at the nuclear rim // Mol Cell. 2005. V. 20(4). P. 645-651;

165. Luteijn M.J., Ketting R.F. PIWI-interacting RNAs: from generation to transgenerational epigenetics // Nat. Rev. Genet. 2013. V. 14(8). P. 523-534;

166. Magnusdottir E., Dietmann S., Murakami K., Günesdogan U., Tang F., Bao S., Diamanti E., Lao K., Gottgens B., Azim Surani M. A tripartite transcription factor network regulates primordial germ cell specification in mice // Nat. Cell Biol. 2013. V. 15. P. 905-915;

167. Magnusdottir E., Surani M.A. How to make a primordial germ cell // Development. 2014. V. 141. P. 245-252.

168. Mahowald A. P. Assembly of the Drosophila germ plasm // Cell Lineage and Embryo Patterning. 2001. P. 187-213;

169. Ma X., Zhu X., Han Y., Story B., Do T., Song X., Wang S., Zhang Y., Blanchette M., Gogol M., Hall K., Peak A., Anoja P., Xie T. Aubergine Controls Germline Stem Cell Self-Renewal and Progeny Differentiation via Distinct Mechanisms // Dev. Cell. 2017. V. 41. P. 157-169.e5;

170. Malone C.D., Brennecke J., Dus M., Stark A., McCombie W.R., Sachidanandam R., Hannon G.J. Specialized piRNA pathways act in germline and somatic tissues of the Drosophila ovary // Cell. 2009. V. 137(3). P. 522535;

171. Manage K.I., Rogers A.K., Wallis D.C., Uebel C.J., Anderson D.C., Nguyen D.A.H., Arca K., Brown K.C., Cordeiro Rodrigues R.J., de Albuquerque B.F., Ketting R.F., Montgomery T.A., Phillips C.M. A tudor domain protein, SIMR-1, promotes siRNA production at piRNA-targeted mRNAs in C. elegans // Elife. 2020. V. 9. P. e56731;

172. Martin J.J., Woods D.C., Tilly J.L. Implications and Current Limitations of Oogenesis from Female Germline or Oogonial Stem Cells in Adult Mammalian Ovaries // Cells. 2019. V. 8. P. 93;

173. Matunis E.L., Stine R.R., Cuevas de M. Recent advances in Drosophila male germline stem cell biology // Spermatogenesis. 2012. V. 2(3). P. 1-8;

174. Matsumoto N., Nishimasu H., Sakakibara K., Nishida K.M., Hirano T., Ishitani R., Siomi H., Siomi M.C., Nureki O. Crystal Structure of Silkworm PIWI-Clade Argonaute Siwi Bound to piRNA // Cell. 2016. V. 167(2). P. 484-497.e9;

175. Marnik E.A., Fuqua J.H., Sharp C.S., Rochester J.D., Xu E.L., Holbrook S.E., Updike D.L. Germline Maintenance Through the Multifaceted Activities of GLH/Vasa in Caenorhabditis elegans P Granules // Genetics. 2019. V. 213. P. 923-939;

176. McKee B.D., Yan R., Tsai J.H. Meiosis in male Drosophila // Spermatogenesis. 2012. V. 2(3). P. 167-184;

177. Meikar O., Vagin V.V., Chalmel F., Söstar K., Lardenois A., Hammell M., Jin Y., Da Ros M., Wasik K.A., Toppari J. An atlas of chromatoid body components // Rna. 2014. V. 20. P. 483-495;

178. Meikar O., Da Ros M., Kotaja N. Epigenetic regulation of male germ cell differentiation // Subcell. Biochem. 2013. V. 61. P. 119-138;

179. Meyer G. The fine structure of spermatocyte nuclei of Drosophila melanogaster // In: Houwink A, Spit B (eds) Proceedings of the European Regional Conference on Electron Microscopy. Die Nederlandse Verening voor Electronmicroscopic Delft. 1960. P. 951-954;

180. Michel M., Kupinski A.P., Raabe I., Bökel C. Hh signalling is essential for somatic stem cell maintenance in the Drosophila testis niche // Development. 2012. V. 139. P. 2663-2669;

181. Muller H.J. Isolating mechanisms, evolution and temperature // Biol. Symp. 1942. V. 6. P. 71-125;

182. Mohn F., Sienski G., Handler D., Brennecke J. The Rhino-Deadlock-Cutoff Complex Licenses Noncanonical Transcription of Dual-Strand piRNA Clusters in Drosophila // Cell. 2014. V. 157. P. 1364-1379;

183. Myllymäki H., Rämet M. The JAK/STAT pathway dysregulation in tumors: A Drosophila perspective // Seminars in Cell & Developmental Biology. 2014. V. 28. P. 96-103;

184. Murchison E.P., Stein P., Xuan Z., Pan H., Zhang M.Q., Schultz R.M., Hannon G.J. Critical roles for Dicer in the female germline // Genes Dev. 2007. V. 21. P. 682-693;

185. Nagamori I., Cruickshank V.A., Sassone-Corsi P. Regulation of an RNA granule during spermatogenesis: acetylation of MVH in the chromatoid body of germ cells // J. Cell Sci. 2011. V. 124. P. 4346-4355;

186. Nagao A., Mituyama T., Huang H., Chen D., Siomi M.C., Siomi H. Biogenesis pathways of piRNAs loaded onto AGO3 in the Drosophila testis // RNA. 2010. V. 16(12). P. 2503-2515;

187. Nakamura A., Amikura R., Mukai M., Kobayashi S., Lasko P.F. Requirement for a noncoding RNA in Drosophila polar granules for germ cell establishment // Science. 1996. V. 274. P. 2075-2079;

188. Neumüller R.A., Betschinger J., Fischer A., Bushati N., Poernbacher I., Mechtler K., Cohen S.M., Knoblich J.A. Mei-P26 regulates microRNAs and cell growth in the Drosophila ovarian stem cell lineage // Nature 2008. V. 454. P. 241-245;

189. Nishida K.M., Saito K., Mori T., Kawamura Y., Nagami-Okada T., Inagaki S., Siomi H., Siomi M.C. Gene silencing mechanisms mediated by Aubergine piRNA complexes in Drosophila male gonad // RNA. 2007. V. 13(11). P. 1911-1922;

190. Nicholls P.K., Schorle H., Naqvi S., Hu Y.C., Fan Y., Carmell M.A., Dobrinski I., Watson A.L., Carlson D.F., Fahrenkrug S.C., Page D.C. Mammalian germ cells are determined after PGC colonization of the nascent gonad // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2019. V. 116. P. 25677-25687;

191. Noce T., Okamoto-Ito S., Tsunekawa N. Vasa homolog genes in mammalian germ cell development // Cell Struct. Fun. 2001. V. 26. P. 131-136;

192. Nolte V., Pandey R.V., Kofler R., Schlotterer C. Genome-wide patterns of natural variation reveal strong selective sweeps and ongoing genomic conflict in Drosophila mauritiana // Genome Res. 2013. V. 23. P. 99-110;

193. Nosov G.A., Kibanov M.V., Olenina L.V. Dynamic properties of a germinal granule piNG-body in the testes of Drosophila melanogaster // Molecular Biology. 2014. V. 48(5). P. 701-708;

194. Nott T.J., Petsalaki E., Farber P., Jervis D., Fussner E., Plochowietz A., Craggs T.D., Bazett-Jones D.P., Pawson T., Forman-Kay J.D., Baldwin A.J. Phase transition of a disordered nuage protein generates environmentally responsive membraneless organelles // Mol. Cell. 2015. V. 57. P. 936-947;

195. Olivieri D., Senti K.A., Subramanian S., Sachidanandam R., Brennecke J. The cochaperone shutdown defines a group of biogenesis factors essential for all piRNA populations in Drosophila // Molecular cell. 2012. V. 47(6). P. 954-969;

196. Olovnikov I.A., Kalmykova A.I. piRNA clusters as a main source of small RNAs in the animal germline // Biochemistry (Mosc). 2013. V. 78(6). P. 572-584;

197. Orr H.A., Presgraves D.C. Speciation by postzygotic isolation: forces, genes and molecules // Bioessays. 2000. V. 22(12). P. 1085-1094;

198. Osouda S., Nakamura Y., de Saint Phalle B., McConnell M., Horigome T. Null mutants of Drosophila B-type lamin Dm(0) show aberrant tissue differentiation rather than obvious nuclear shape distortion or specific defects during cell proliferation // Dev Biol. 2005. V. 284. P. 219-232;

199. Ouyang J.P.T., Seydoux G. Nuage condensates: accelerators or circuit breakers for sRNA silencing pathways? // RNA. 2022. V. 28. P. 58-66;

200. Page S.L., McKim K.S., Deneen B., van Hook T.L., Hawley R.S. Genetic studies of meiP26 reveal a link between the processes that control germ cell proliferation in both sexes and those that control meiotic exchange in Drosophila // Genetics. 2000. V. 155. P. 1757-1772;

201. Palumbo G., Bonaccorsi S., Robbins L. G., Pimpinelli S. Genetic analysis of Stellate elements of Drosophila melanogaster // Genetics. 1994. V. 138. P. 1181-1197;

202. Patil V.S., Kai T. Repression of retroelements in Drosophila germline via piRNA pathway by the Tudor domain protein Tejas // Curr. Biol. 2010. V. 20. P. 724-730;

203. Parhad S.S., Tu S., Weng Z., Theurkauf W.E. Adaptive Evolution Leads to Cross-Species Incompatibility in the piRNA Transposon Silencing Machinery // Developmental Cell. 2017. V. 43(1). P. 60-70.e5;

204. Parrot B.B., Hudson A., Brady R., Schulz C. Control of Germline Stem Cell Division Frequency - A Novel, Developmentally Regulated Role for Epidermal Growth Factor Signalling // PLoS ONE. 2012. V. 7. P. e36460;

205. Phillips C.M., Updike D.L. Germ granules and gene regulation in the Caenorhabditis elegans germline // Genetics. 2022. V. 220. P. iyab195;

206. Presgraves D.C., Meiklejohn C.D. Hybrid Sterility, Genetic Conflict and Complex Speciation: Lessons From the Drosophila simulans Clade Species // Front Genet. 2021. V. 12. P. 669045;

207. Qi H., Watanabe T., Ku H.Y., Liu N., Zhong M., Lin H. The Yb body, a major site for Piwi-associated RNA biogenesis and a gateway for Piwi expression and transport to the nucleus in somatic cells // J Biol Chem. 2011. V. 286(5). P. 3789-3797;

208. Quinlan A.R., Hall I.M. BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features // Bioinformatics. 2010. V. 26. P. 841-842;

209. Quinlan M.E. Cytoplasmic Streaming in the Drosophila Oocyte // Annual review of cell and developmental biology. 2016. V. 32. P. 173-195;

210. Raghuveer K., Senthilkumaran B. Cloning and differential expression pattern of vasa in the developing and recrudescing gonads of catfish, Clarias gariepinus // Comp. Biochem. Physiol. A Mol. Integr. Physiol. 2010. V. 157. P. 79-85;

211. Ramat A., Garcia-Silva M.R., Jahan C., Naït-Saïdi R., Dufourt J., Garret C., Chartier A., Cremaschi J., Patel V., Decourcelle M., Bastide A., Juge F., Simonelig M. The PIWI protein Aubergine recruits eIF3 to activate translation in the germ plasm // Cell Res. 2020. V. 30. P. 421-435;

212. Rangan P., DeGennaro M., Jaime-Bustamante K., Coux R.X., Martinho R.G., Lehmann R. Temporal and spatial control of germ-plasm RNAs // Curr. Biol. 2009. V. 19. P. 72-77;

213. Rangan P., Malone C.D., Navarro C., Newbold S.P., Hayes P.S., S achidanandam R., Hannon G.J., Lehmann R., piRNA Production Requires Heterochromatin Formation in Drosophila // Current Biology. 2011. V. 21. P. 1373-1379;

214. Rasmussen S.W. Ultrastructural studies of spermatogenesis in Drosophila melanogaster Meigen // Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie (Vienna, Austria). 1973. V. 140(1). P. 125-144;

215. Reddy H.M., Bhattacharya R., Tiwari S., Mishra K., Annapurna P., Jehan Z., Praveena N.M., Alex J.L., Dhople V.M., Singh L., Sivaramakrishnan M., Chaturvedi A., Rangaraj N., Shiju T.M., Sreedevi B., Kumar S., Dereddi R.R., Rayabandla S.M., Jesudasan R.A. Y chromosomal noncoding RNAs regulate autosomal gene expression via piRNAs in mouse testis // BMC Biol. 2021. V. 19(1). P. 198;

216. Renault A.D. vasa is expressed in somatic cells of the embryonic gonad in a sex-specific manner in Drosophila melanogaster // Biol Open. 2012. V. 1(10). P. 1043-1048;

217. Robine N., Lau N.C., Balla S., Jin Z., Okamura K., Kuramochi-Miyagawa S., Blower M.D., Lai E.C. A broadly conserved pathway generates 3'UTR-directed primary piRNAs // Curr Biol. 2009. V. 19(24). P. 2066-2076;

218. Rocak S., Linder P. DEAD-box proteins: the driving forces behind RNA metabolism // Nat Rev Mol Cell Biol. 2004. V. 5(3). P. 232-241;

219. Rojas-Rios P., Chartier A., Pierson S., Simonelig M. Aubergine and piRNAs promote germline stem cell self-renewal by repressing the proto-oncogene Cbl. EMBO J. 2017. V. 36. P. 3194-3211;

220. Roovers E.F., Rosenkranz D., Mahdipour M., Han C.T., He N., Chuva de Sousa Lopes S.M., van der Westerlaken L.A., Zischler H., Butter F., Roelen B.A., Ketting R.F. Piwi proteins and piRNAs in mammalian oocytes and early embryos // Cell Rep. 2015. V. 10. P. 2069-2082;

221. Rouget C., Papin C., Boureux A., Meunier A.C., Franco B., Robine N., Lai E.C., Pelisson A., Simonelig M. Maternal mRNA deadenylation and decay by the piRNA pathway in the early Drosophila embryo // Nature. 2010. V. 467(7319). P. 1128-1132;

222. Russo C.A., Takezaki N.. Nei,M. Molecular phylogeny and divergence times of drosophilid species // Mol. Biol. Evol. 1995. V. 12. P. 391404;

223. Ruzicka L., Howe D.G., Ramachandran S., Toro S., Van Slyke C.E., Bradford Y.M., Eagle A., Fashena D., Frazer K., Kalita P., Mani P., Martin R., Moxon S.T., Paddock H., Pich C., Schaper K., Shao X., Singer A., Westerfield M. The Zebrafish Information Network: new support for non-coding genes, richer Gene Ontology annotations and the Alliance of Genome Resources // Nucleic Acids Res. 2019. V. 47. P. D867-D873;

224. Ryazansky S.S., Kotov A.A., Kibanov M.V., Akulenko N.V., Korbut A.P., Lavrov S.A., Gvozdev V.A., Olenina L.V. RNA helicase Spn-E is required to maintain Aub and AGO3 protein levels for piRNA silencing in the germline of Drosophila // European journal of cell biology. 2016. V. 95(9). P. 311-322;

225. Saito K., Inagaki S., Mituyama T., Kawamura Y., Ono Y., Sakota E., Kotani H., Asai K., Siomi H., Siomi M. C. A regulatory circuit for piwi by the large Maf gene traffic jam in Drosophila // Nature. 2009. V. 461(7268). P. 1296-1299;

226. Saito K., Ishizu H., Komai M., Kotani H., Kawamura Y., Nishida K.M., Siomi H., Siomi M.C. Roles for the Yb body components Armitage and Yb in primary piRNA biogenesis in Drosophila // Genes Dev. 2010 V. 24(22). P. 2493-2498;

227. Sankaranarayanan, M., Weil, T.T. Granule regulation by phase separation during Drosophila oogenesis // Emerging topics in life sciences. 2020. V. 4(3). P. 343-352;

228. Santos A.C., Lehmann R. Germ cell specification and migration in Drosophila and beyond // Curr Biol. 2004. V. 14. P. 578-89;

229. Sassone-Corsi P. Unique chromatin remodeling and transcriptional regulation in spermatogenesis // Science. 2002. V. 296. P. 2176-2178;

230. Sheth U., Pitt J., Dennis S., Priess J.R. Perinuclear P granules are the principal sites of mRNA export in adult C. elegans germ cells // Development. 2010. V. 137. P. 1305-1314;

231. Shima J.E., McLean D.J., McCarrey J.R., Griswold M.D. The murine testicular transcriptome: characterizing gene expression in the testis during the progression of spermatogenesis // Biol. Reprod. 2004. V. 71. P. 319330;

232. Shoji M., Tanaka T., Hosokawa M., Reuter M., Stark A., Kato Y., Kondoh G., Okawa K., Chujo T., Suzuki T., Hata K., Martin S.L., Noce T., Kuramochi-Miyagawa S., Nakano T., Sasaki H., Pillai R.S., Nakatsuji N., Chuma S. The TDRD9-MIWI2 complex is essential for piRNA-mediated retrotransposon silencing in the mouse male germline // Dev. Cell. 2009. V. 17. P. 775-787;

233. Schupbach T., Wieschaus E. Female sterile mutations on the second chromosome of Drosophila melanogaster. II. Mutations blocking oogenesis or altering egg morphology // Genetics. 1991. V. 129. P. 1119-1136;

234. Sengoku T., Nureki O., Nakamura A., Kobayashi S., Yokoyama S. Structural Basis for RNA Unwinding by the DEAD-Box Protein Drosophila Vasa // Cell. 2006. V. 125(2). P. 287-300;

235. Shinomiya A., Tanaka M., Kobayashi T., Nagahama Y., Hamaguchi S. The vasa-like gene, olvas, identifies the migration path of primordial germ cells during embryonic body formation stage in the medaka Oryzias latipes // Dev. Growth Differ. 2000. V. 42. P. 317-326;

236. Shu Z., Row S., Deng W.-M. Endoreplication: the good, the bad, and the ugly // Trends Cell Biol. 2018. V. 28. P. 465-474;

237. Singh S.R., Liu Y., Zhao L., Zeng Z., Hou S.X. The novel tumor suppressor Madm regulates stem cell competition in the Drosophila testis // Nature Communications. 2016. V. 7(10473). P. 1-12;

238. Snee M.J., Macdonald P.M. Live imaging of nuage and polar granules: evidence against a precursor-product relationship and a novel role for Oskar in stabilization of polar granule components // J Cell Sci. 2004. V. 15. P. 2109-2120;

239. So C., Cheng S., Schuh M. Phase Separation during Germline Development // Trends Cell Biol. 2021. V. 31. P. 254-268;

240. Sonenberg N. eIF4E, the mRNA cap-binding protein: from basic discovery to translational research // Biochem Cell Biol. 2008. V. 86(2). P. 178183;

241. Spike, C., Meyer, N., Racen, E., Orsborn, A., Kirchner, J., Kuznicki, K.,. Yee, C., Bennett, K., Strome, S., Genetic analysis of the Caenorhabditis elegans GLH family of P-granule proteins // Genetics. 2008. V. 178. P. 19731987;

242. Spradling A. Developmental genetics of oogenesis. In Development of Drosophila melanogaster (ed. M. Bate and A. Martinez Arias), p. 1. // Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York. 1993;

243. Spradling A., Fuller M.T., Braun R.E., Yoshida S. Germline stem cells // Cold Spring Harbor perspectives in biology. 2011. V. 3(11). P. a002642;

244. Stapleton W., Das S., McKee B.D. A role of the Drosophila homeless gene in repression of Stellate in male meiosis // Chromosoma. 2001. V. 110(3). P. 228-240;

245. Stoop H., Honecker F., Cools M., de Krijger R., Bokemeyer C., Looijenga L.H. Differentiation and development of human female germ cells during prenatal gonadogenesis: an immunohistochemical study // Hum. Reprod. 2005. V. 20. P. 1466-1476;

246. Styhler S., Nakamura A., Swan A., Suter B., Lasko P. vasa is required for GURKEN accumulation in the oocyte, and is involved in oocyte differentiation and germline cyst development // Development. 1998. V. 125(9). P. 1569-1578;

247. Sugimoto K., Koh E., Sin H.S. Tissue-specific differentially methylated regions of the human VASA gene are potentially associated with maturation arrest phenotype in the testis // J Hum Genet. 2009. V. 54. P. 450456;

248. Sun Y.H., Lee B., Li X.Z. The birth of piRNAs: how mammalian piRNAs are produced, originated, and evolved // Mamm. Genome. 2022. V. 33. P. 293-311;

249. Suter B., Romberg L.M., Steward R. Bicaudal-D, a Drosophila gene involved in developmental asymmetry: localized transcript accumulation in ovaries and sequence similarity to myosin heavy chain tail domains // Genes Dev. 1989. V. 3. P. 1957-1968;

250. Tamura K., Subramanian S., Kumar,S. Temporal patterns of fruit fly (Drosophila) evolution revealed by mutation clocks // Mol. Biol. Evol. 2004. V. 21. P. 36-44;

251. Tanaka S.S., Toyooka Y., Akasu R., Katoh-Fukui Y., Nakahara Y., Suzuki R., Yokoyama M., Noce T. The mouse homolog of Drosophila Vasa is required for the development of male germ cells // Genes Dev. 2000. V. 14. P. 841-853;

252. Tang W., Seth M., Tu S., Shen E.Z., Li Q., Shirayama M., Weng Z., Mello C.C. A Sex Chromosome piRNA Promotes Robust Dosage Compensation and Sex Determination in C. elegans // Developmental cell. 2018. V. 44(6). P. 762-770.e3;

253. Tearle R.G., Nusslein-Volhard C. Tubingen mutants and stock list // Drosophila Information Service. 1987. V. 66. P. 209-269;

254. Tilly J.L. Commuting the death sentence: how oocytes strive to survive // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2001. V. 2. P. 838-848;

255. Theissen B., Karow A.R., Köhler J., Gubaev A., Klostermeier D. Cooperative binding of ATP and RNA induces a closed conformation in a DEAD box RNA helicase // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2008. V. 105. P. 548553;

256. Thomae A.W., Schade G.O., Padeken J., Borath M., Vetter I., Kremmer E., Heun P., Imhof A. A pair of centromeric proteins mediates

reproductive isolation in Drosophila species // Dev. Cell. 2013. V. 27(4). P. 412424;

257. Thomas S.E., Soltani-Bejnood M., Roth P., Dorn R., Logsdon J.M., Jr., McKee B.D. Identification of two proteins required for conjunction and regular segregation of achiasmate homologs in Drosophila male meiosis // Cell. 2005. V. 123. P. 555-568;

258. Thomson T., Liu N., Arkov A., Lehmann R., Lasko P. Isolation of new polar granule components in Drosophila reveals P body and ER associated proteins // Mech. Dev. 2008. V. 125. P. 865-873;

259. Tilly J.L. Commuting the death sentence: how oocytes strive to survive // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2001. V. 2. P. 838-848;

260. Tomancak P., Guichet A., Zavorszky P., Ephrussi A. Oocyte polarity depends on regulation of gurken by Vasa // Development. 1998. V. 125. P. 1723-1732;

261. Toyooka Y., Tsunekawa N., Takahashi Y., Matsui Y., Satoh M., Noce T. Expression and intracellular localization of mouse Vasa-homologue protein during germ cell development // Mech. Dev. 2000. V. 93. P. 139-149;

262. Trcek T., Lehmann R. Germ granules in Drosophila // Traffic. 2019. V. 20. P. 650-660;

263. Tsai-Morris C.-H., Sheng Y., Gutti R.K., Tang P.-Z., Dufau M.L. Gonadotropin-regulated testicular RNA helicase (GRTH/DDX25): a multifunctional protein essential for spermatogenesis // J. Androl. 2010. V. 31. P. 45-52;

264. Tulin A.V., Kogan G.L., Filipp D., Balakireva M.D., Gvozdev V.A. Heterochromatic Stellate gene cluster in Drosophila melanogaster: structure and molecular evolution // Genetics. 1997. V. 146(1). P. 253-262;

265. Tutak K., Rozwadowska N. Discrete roles of RNA helicases in human male germline and spermatogenesis // J. Appl. Genet. 2020. V. 61. P. 415-419;

266. Updike D.L., Hachey S.J., Kreher J., Strome S. P granules extend the nuclear pore complex environment in the C. elegans germ line // J. Cell Biol. 2011. V. 192. P. 939-948;

267. Updike, D., Strome, S.P. Granule assembly and function in Caenorhabditis elegans germ cells // J. Androl. 2010. V. 31. P. 53-60;

268. Usakin L.A., Kogan G.L., Kalmykova A.I., Gvozdev V.A. An alien promoter capture as a primary step of the evolution of testes-expressed repeats in the Drosophila melanogaster genome // Molecular biology and evolution. 2005. V. 22(7). P. 1555-1560;

269. Vagin V.V., Klenov M.S., Kalmykova A.I., Stolyarenko A.D., Kotelnikov R.N., Gvozdev V.A. The RNA interference proteins and vasa locus are involved in the silencing of retrotransposons in the female germline of Drosophila melanogaster // RNA Biol. 2004. V. 1. P. 54-58;

270. Vagin V.V., Sigova A., Li C., Seitz H., Gvozdev V.A., Zamore P.D. A distinct small RNA pathway silences selfish genetic elements in the germline // Science. 2006. V. 313(5785). P. 320-324;

271. Van Doren M., Williamson A.L., Lehmann R. Regulation of zygotic gene expression in Drosophila primordial germ cells // Curr. Biol. 1998. V. 8. P. 243-246;

272. Vara C., Paytuvi-Gallart A., Cuartero Y., Le Dily F., Garcia F., Salva-Castro J., Gomez-H L., Julia E., Moutinho C., Aiese Cigliano R., Sanseverino W., Fornas O., Pendas A.M., Heyn H., Waters P.D., Marti-Renom M.A., Ruiz-Herrera A. Three-Dimensional Genomic Structure and Cohesin Occupancy Correlate with Transcriptional Activity during Spermatogenesis // Cell Rep. 2019. V. 28. P. 352-367.e9;

273. Vodovar N., Saleh M.-C. Chapter 1 - Of Insects and Viruses: The Role of Small RNAs in Insect Defence, Advances in Insect Physiology // Academic Press. 2012. V. 42. P. 1-36;

274. Volpe A., Berg C. rhino: a female sterile gene required for dorsal/ventral patterning in the egg // A. Dros. Res. Conf. 1995. V. 36. P. 132A;

275. Wan G., Fields B.D., Spracklin G., Shukla A., Phillips C.M., Kennedy S. Spatiotemporal regulation of liquid-like condensates in epigenetic inheritance // Nature. 2018. V. 557. P. 679-683;

276. Wang H., Ma Z., Niu K., Xiao Y., Wu X., Pan C., Zhao Y., Wang K., Zhang Y., Liu N. Antagonistic roles of Nibbler and Hen1 in modulating piRNA 3' ends in Drosophila // Development. 2016. V. 143(3). P. 530-539;

277. Watanabe T., Cheng E.C., Zhong M., Lin H. Retrotransposons and pseudogenes regulate mRNAs and lncRNAs via the piRNA pathway in the germline // Genome Res. 2015. V. 25(3). P. 368-380;

278. Weber J., Kabakci Z., Chaurasia S., Brunner E., Lehner C.F. Chromosome separation during Drosophila male meiosis I requires separase-mediated cleavage of the homolog conjunction protein UNO // PLoS genetics. 2020. V. 16(10). P. e1008928;

279. Webster A., Li S., Hur J.K., Wachsmuth M., Bois J.S., Perkins E.M., Patel D.J., Aravin A.A. Aub and Ago3 Are Recruited to Nuage through Two Mechanisms to Form a Ping-Pong Complex Assembled by Krimper // Mol. Cell. 2015. V. 59. P. 564-575;

280. Wenda J.M., Homolka D., Yang Z., Spinelli P., Sachidanandam R., Pandey R.R., Pillai R.S. Distinct Roles of RNA Helicases MVH and TDRD9 in PIWI Slicing-Triggered Mammalian piRNA Biogenesis and Function // Dev. Cell. 2017. V. 41. P. 623-637.e9;

281. Werner A., Piatek M.J., Mattick J.S. Transpositional shuffling and quality control in male germ cells to enhance evolution of complex organisms // Ann. N. Y. Acad Sci. 2015. V. 1341. P. 156-163;

282. White-Cooper H. Molecular mechanisms of gene regulation during Drosophila spermatogenesis // Reproduction. 2010. V. 139. P. 11-21;

283. Williams Z., Morozov P., Mihailovic A., Lin C., Puvvula P.K., Juranek S., Rosenwaks Z., Tuschl T. Discovery and Characterization of piRNAs in the Human Fetal Ovary // Cell Rep. 2015. V. 13. P. 854-863;

284. Wu P.H., Fu Y., Cecchini K., Özata D.M., Arif A., Yu T., Colpan C., Gainetdinov I., Weng Z., Zamore P.D. The evolutionarily conserved piRNA-producing locus pi6 is required for male mouse fertility // Nat. Genet. 2020. V. 52. P. 728-739;

285. Wurm J.P., Glowacz K.-A., Sprangers R. Structural basis for the activation of the DEAD-box RNA helicase DbpA by the nascent ribosome // PNAS. 2021. V. 118(35). P. e2105961118;

286. Xiol J., Spinelli P., Laussmann M. A., Homolka D., Yang Z., Cora E., Coute Y., Conn S., Kadlec J., Sachidanandam R., Kaksonen M., Cusack S., Ephrussi A., Pillai R.S. RNA Clamping by Vasa Assembles a piRNA Amplifier Complex on Transposon Transcripts // Cell. 2014. V. 157(7). P. 1698-1711;

287. Xu H., Gui J., Hong Y. Differential expression of vasa RNA and protein during spermatogenesis and oogenesis in the gibel carp (Carassius auratus gibelio), a bisexually and gynogenetically reproducing vertebrate // Dev. Dyn. 2005. V. 233. P. 872-882;

288. Yalonetskaya A., Mondragon A.A., Elguero J., McCall K. I Spy in the Developing Fly a Multitude of Ways to Die // Journal of developmental biology. 2018. V. 6(4). P. 26;

289. Yamaguchi S., Oe A., Nishida K.M., Yamashita K., Kajiya A., Hirano S., Matsumoto N., Dohmae N., Ishitani R., Saito K., Siomi H., Nishimasu H., Siomi M. C., Nureki O. Crystal structure of Drosophila Piwi // Nature communications. 2020. V. 11(1). P. 858;

290. Yamanaka S., Siomi M.C., Siomi H. piRNA clusters and open chromatin structure // Mob. DNA. 2014. V. 5. P. 1-22;

291. Yamashiro H., Siomi M.C. PIWI-nteracting RNA in Drosophila: biogenesis, transposon regulation and beyond // Chem. Rev. 2018. V. 118(8). P. 4404-4421;

292. Yang Q., Jankowsky E. ATP- and ADP-dependent modulation of RNA unwinding and strand annealing activities by the DEAD-box protein DED1 // Biochemistry. 2005. V. 44(41). P. 13591-13601;

293. Zhang F., Wang J., Xu J., Zhang Z., Koppetsch B.S., Schultz N., Vreven T., Meignin C., Davis I., Zamore P.D., Weng Z., Theurkauf W.E. UAP56 couples piRNA clusters to the perinuclear transposon silencing machinery // Cell. 2012 V. 151(4). P. 871-884;

294. Yuan H., Chiang C.Y., Cheng J., Salzmann V., Yamashita Y.M. Regulation of cyclin A localization downstream of Par-1 function is critical for the centrosome orientation checkpoint in Drosophila male germline stem cells // Dev. Biol. 2012. V. 361. P. 57-67;

295. Zamparini A.L., Davis M.Y., Malone C.D., Vieira E., Zavadil J., Sachidanandam R., Hannon G.J., Lehmann R. Vreteno, a gonad-specific protein, is essential for germline development and primary piRNA biogenesis in Drosophila // Development. 2011. V. 138(18). P. 4039-4050;

296. Zeeman A.M., Stoop H., Boter M., Gillis A.J., Castrillon D.H., Oosterhuis J.W., Looijenga L.H. VASA is a specific marker for both normal and malignant human germ cells // Lab. Invest. 2002. V. 82. P. 159-166;

297. Zhang J., Li L. BMP signaling and stem cell regulation // Developmental Biology. 2005. V. 284. P. 1-11;

298. Zhang Z., Pan C., Zhao Y. Hedgehog in the Drosophila testis niche: what does it do there? // Protein Cell. 2013. V. 4. P. 650-655;

299. Zhang Z., Wang J., Schultz N., Zhang F., Parhad S.S., Tu S., Vreven T., Zamore P.D., Weng Z., Theurkauf W.E. The HP1 Homolog Rhino Anchors a Nuclear Complex that Suppresses piRNA Precursor Splicing // Cell. 2014. V. 157. P. 1353-1363;

300. Zheng J, Gao M, Huynh N, Tindell SJ, Vo HD, McDonald WH, Arkov AL. In vivo mapping of a dynamic ribonucleoprotein granule interactome in early Drosophila embryos. FEBS Open Bio. 2016.V.6(12). P.1248-1256.

301. Zoller R., Schulz C. The Drosophila cyst stem cell lineage // Spermatogenesis. 2012. V. 2(3). P. 145-157.

8. Благодарности

Я выражаю искреннюю благодарность своему научному руководителю Олениной Людмиле Владимировне за неоценимый вклад в процесс становления меня как учёного, а также во всестороннем содействии и помощи в написании данной работы, в планировании и осуществлении экспериментальной деятельности, в создании внутри научной группы товарищеской атмосферы, содействующей плодотворной научной деятельности.

Также я выражаю особую благодарность Котову Алексею Александровичу за поддержку и наставничество в процессе выполнения данной работы. Оленкиной Оксане Михайловне за помощь в планировании и проведении генетических экспериментов.

Я выражаю благодарность Базылеву Сергею, Шацких Алексею, Михалёвой Елене и многим другим сотрудникам лаборатории, которые помогали в создании данной работы на различных её этапах.

Я также благодарю Гусева Николая Борисовича и сотрудников кафедры биохимии Биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова за полученные знания и первые научные опыты и успехи.

Благодарю Зайцеву Веру Евгеньевну за открытие во мне потенциала учёного и наставничество на разных этапах моей научной деятельности.

Благодарю всю свою семью за понимание и бесконечную поддержку, оказываемую мне на протяжении выполнения диссертационной работы.