Кальций-транспортирующие системы мембран саркоплазматического ретикулума: Молекулярные механизмы регуляции активности тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, доктор биологических наук Рубцов, Александр Михайлович

• Рубцов, Александр Михайлович
• доктор биологических наук
• 2003

Оглавление диссертации доктор биологических наук Рубцов, Александр Михайлович

I. ВВЕДЕНИЕ

II. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Строение и функции саркоплазматического ретикулума

1.1. Общие аспекты

1.2. Са-связывающие белки саркоплазматического ретикулума

Глава 2. Са-каналы (рианодиновые рецепторы) саркоплазматического ретикулума

2.1. Виды внутриклеточных Са-каналов

2.2. Идентификация и выделение Са-каналов СР (рианодиновых рецепторов)

2.3. Структура Са-каналов саркоплазматического ретикулума

2.4. Проводимость Са-каналов СР для одновалентных и двухвалентных катионов

2.5. Изоформы рианодинового рецептора и особенности электромеханического сопряжения в разных типах мышц

2.6. Взаимодействие рианодинового рецептора с белками саркоплазматического ретикулума

2.7. Регуляция активности Са-каналов СР эндогенными и экзогенными соединениями

2.8. Участие протеинкиназ в регуляции функциональной активности рианодинового рецептора

2.9. Возможные механизмы нарушения работы Са-каналов при мышечном утомлении

Глава 3. Са-АТФаза саркоплазматического ретикулума

3.1. Молекулярная организация Са-АТФазы

3.2. Механизм функционирования Са-АТФазы

3.3. Регуляция активности Са-АТФазы

3.4. Олигомерная организация Са-АТФазы в мембранах СР

Глава 4. Гистидинсодержащие дипептиды и их возможные физиологические функции

4.1. Участие карнозина в процессах мышечного сокращения

4.2. Буферные свойства карнозина

Глава 5. Использование мелиттина для исследования биологических мембран и мембранных ион-транспортирующих АТФаз Р-типа

5.1. Структура молекулы мелиттина

5.2. Взаимодействие мелиттина с мембранами и мембранными ферментами

5.3. Мелитгин-подобные белки

Глава 6. Гибернация млекопитающих

6.1. Общие аспекты

6.2. Особенности энергетического обмена в сердце и скелетных мышцах при гибернации

6.3. Адаптационные изменения сократительных белков при гибернации

6.4. Изменения метаболизма Са в сердце и скелетных мышцах при гибернации

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ III. 1. ПРЕПАРАТИВНЫЕ МЕТОДЫ

1.1. Выделение препаратов легкого саркоплазматического ретикулума

1.2. Выделение препаратов тяжелого саркоплазматического ретикулума из скелетных мышц

1.3. Выделение препаратов тяжелого саркоплазматического ретикулума из сердца утки

1.4. Получение мембранных и цитозольных фракций из слизистой оболочки желудка и скелетных мышц кролика

1.5. Получение липосом и протеолипосом с различным содержанием белка Са-АТФазы в мембране

1.6. Иммунизация кроликов мелиттином и получение антимелиттиновых антител

1.7. Выделение мелиттин-подобного белка методом аффинной хроматографии

1.8. Получение имидазольной соли АТФ и ГТФ

1.9. Получение декаванадата и Е2-кристаллов Са-АТФазы 91 Ш.2. АНАЛИТИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ

2.1. Определение концентрации белка по методу Лоури

2.2. Определение концентрации белка по методу Спектора

2.3. Определение количества фосфолипидов по неорганическому фосфору

2.4. Электрофорез в полиакриламидном геле

2.5. Определение активности Са-АТФазы с использованием системы сопряженных ферментативных реакций

2.6. Определение активности Са-АТФазы по нарастанию неорганического фосфата

2.7. Определение активности Са-АТФазы методом непрерывной регистрации рН в слабозабуференной среде

2.8. Определение пара-нитрофенилфосфатазной активности Са-АТФазы

2.9. Регистрация АТФ-зависимой аккумуляции Са и лиганд-индуцируемого выброса Са2+

2.10. Регистрация выхода Са из пассивно нагруженных везикул СР с использованием 45Са2+

2.11. Ингибирование активности Са-АТФазы мелиттином

2.12. Температурная обработка мембран саркоплазматического ретикулума

2.13. Определение количества БН-групп и их кинетических параметров с помощью НБД-хлорида

2.14. Анализ инактивации Са-АТФазы препаратов СР НБД-хлоридом

2.15. Определение значений кажущихся Кд для нуклеотидов, обеспечивающих защиту Са-АТФазы от инактивации НБД-хлоридом

2.16. Получение НБД-меченых препаратов Са-АТФазы для флуоресцентных исследований

2.17. Электронная микроскопия

2.18. Включение ФИТЦ, ЭИТЦ и ИАЭ в Са-АТФазу

2.19. Регистрация анизотропии фосфоресценции меченых ЭИТЦ и ИАЭ препаратов Са-АТФазы

2.20. Регистрация генерации вторых гармоник поверхностью мембран СР

2.21. Исследование свойств липидной фазы мембран саркоплазматического ретикулума с использованием флуоресцентных зондов

2.22. Анализ тушения собственной флуоресценции Са-АТФазы гидрофобными и гидрофильными соединениями

2.23. Исследование структурного состояния липидной фазы мембран методом ЭПР

2.24. Анализ гидроксил-радикал связывающей способности карнозина и родственных ему соединений с использованием метода спиновых ловушек

2.25. Измерение поверхностного потенциала мембран СР с помощью рН-чувствительного индикатора нейтрального красного

2.26. Определение титра сыворотки с помощью твердофазного иммуноферментного анализа

2.27. Иммуноблоттинг

2.28. Анализ олигомеризации белка Са-АТФазы в присутствии о фенантролина и ионов меди

2.29. Определение уровня включения фосфата в белки саркоплазматического ретикулума

2.30. Авторадиография 1 Ш.З. ЖИВОТНЫЕ

Ш.4. МАТЕРИАЛЫ

III.5. МАТЕМАТИЧЕСКАЯ ОБРАБОТКА ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ IV. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 1. Характеристика используемых в работе препаратов тяжелого саркоплазматического ретикулума и методических подходов для исследования выхода Са2+

Глава 2. Влияние производных 1,4-дигидропиридина на свойства Са-каналов ретикулума

Глава 3. Характеристика Са2+- и кофеин-индуцируемого выброса Са2+ из препаратов тяжелого СР и поиск кофеинсвязывающих белков

Глава 4. Регуляция Са-каналов СР карнозином и родственными соединениями

4.1. Активация Са-каналов гистидинсодержащими соединениями

4.2. Влияние карнозина на взаимодействие Са-каналов с регуляторами их функциональной активности

4.3. Гидроксилрадикал-связывающая активность карнозина

Глава 5. Анализ нуклеотидсвязывающих свойств Са-каналов и альтернативные пути выхода Са2+ из везикул саркоплазматического ретикулума

Глава 6. Анализ нуклеотид-связывающих свойств Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума и влияние лигандов на конформационное состояние молекулы фермента

6.1. Химическая модификация БН-групп Са-АТФазы НБД-хлоридом

6.2. Защита адениловыми нуклеотидами Са-АТФазы СР от инактивации НБД-хлоридом

6.3. Анализ флуоресценции НБД-меченой Са-АТФазы

6.4. Генерация вторых гармоник мембранными препаратами CP

6.5. Гидролиз разных субстратов Са-АТФазой CP

Глава 7. Олигомерная организация Са-АТФазы в мембранах CP

7.1. Электронная микроскопия

7.2. Сшивающие агенты

7.3. Анизотропия фосфоресценции

Глава 8. Влияние агрегации Са-АТФазы в мембранах ретикулума на активность фермента

8.1. Терморазобщение Са-насоса

8.2. Агрегация Са-АТФазы, индуцируемая мелиттином

Глава 9. Мелиттин как инструмент для исследования Са-АТФазы

9.1. Взаимодействие мелиттина с мембранами CP

9.2. Особенности ингибирования Са-АТФазы CP мелиттином

9.3. Влияние АТФ и ГТФ на ингибирование Са-АТФазы мелиттином

9.4. Ингибирование Са-АТФазы мелиттином при низких концентрациях АТФ в среде измерения активности

9.5. Ингибирование мелиттином гидролиза пНФФ Са-АТФазой CP

9.6. Ингибирование мелиттином солюбилизированной С|2Е9 Са-АТФазы и термообработанного и обработанного глицерином препаратов CP

9.7. Идентификация мелиттин-подобных белков в разных тканях кролика

9.8. Очистка мелиттин-подобного белка и его влияние на активность Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума

Глава 10. Регуляция активности Са-АТФазы CP при гибернации сусликов Spermophilns undulatus

10.1. Сравнительная характеристика препаратов CP скелетных мышц сусликов, крыс и кроликов

10.2. Сезонные изменения белкового состава мембран CP сусликов

10.3. Сезонные изменения активности Са-АТФазы CP скелетных мышц сусликов

10.4. Роль протеинкиназ в сезонной регуляции активности Са-АТФазы CP скелетных мышц суслика S. undulatus

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Кальций-транспортирующие системы мембран саркоплазматического ретикулума: Молекулярные механизмы регуляции активности»

Еще 15-20 лет назад имело смысл составлять список клеток, основные функции которых регулируются изменением уровня свободного кальция в цитоплазме. В настоящее время этот перечень настолько велик, что он занял бы несколько страниц, поэтому можно ограничиться следующим заключением: практически во всех известных типах животных клеток наблюдаются периодические изменения концентрации цитоплазматического Са2+ от 10'8-10'7 М до 10*6-10"5 М, причем эти изменения индуцируются различными физиологически активными агентами и обеспечивают, регулируют или, по крайней мере, сопровождают проявление основных функций клеток данного типа. Обычно эти изменения уровня цитоплазматического Са2+ кратковременны, и после прекращения действия физиологически активного агента клетка быстро возвращается в состояние функционального покоя. Это позволяет сделать вывод, что подавляющее большинство клеток имеет специальные системы, которые в покое поддерживают внутриклеточную концентрацию Са2+ на низком уровне и обеспечивают его быстрое удаление из клетки после прекращения действия внешнего сигнала, системы, которые в ответ на этот сигнал обеспечивают вход Са в клетку из окружающей среды или его освобождение из внутриклеточных источников, а также системы, которые отвечают на изменение внутриклеточной концентрации Са изменением своей функциональной активности. Первые два типа систем должны быть представлены мембранными белками - Са-йаналами или переносчиками, тогда как последняя система подразумевает существование в

•у . цитоплазме специальных Са-связывающих белков, которые в присутствии Са и будут регулировать различные внутриклеточные процессы. Действительно, в настоящее время такие системы хорошо известны, причем, несмотря на огромное разнообразие клеток и выполняемых ими функций, эти системы достаточно универсальны и имеют много общих свойств.

•у.

Поддержание низкой концентрации Са в цитоплазме клеток разных типов обеспечивается работой специальных мембранных ферментов - Са-АТФаз или Са-насосов плазматической мембраны и сарко(эндо)плазматического ретикулума,

•у, которые способны переносить через мембрану 2 иона Са против градиента его концентрации за счет гидролиза 1 молекулы АТФ, а также работой системы электрогенного Ыа/Са-обмена. В некоторых случаях, особенно при развитии патологических состояний, в удалении Са2+ из цитоплазмы могут принимать участие митохондрии.

Са-АТФаза плазматических мембран относится к обширному семейству ион-транспортирующих АТФаз Р-типа (или Е1-Е2-типа), к которому относятся также Ыа,К-АТФаза плазматических мембран клеток животных, Н,К-АТФаза слизистой оболочки желудка, Са-АТФаза сарко(эндо)плазматического ретикулума, Н-АТФазы грибов и растений, а также некоторые АТФазы бактерий (Carafoli, 1991; Moller et al., 1996). Все ион-транспортирующие АТФазы Р-типа в процессе гидролиза АТФ подвергаются циклическому фосфорилированию-дефосфорилированию по остатку аспарагиновой кислоты в активном центре фермента с образованием ацилфосфата. Кроме этого, характерной особенностью АТФаз Р-типа является наличие двух основных конформаций фермента, Е1 и Е2, которые различаются по сродству к переносимым ионам и последовательно сменяют друг друга.

Са-АТФаза плазматических мембран состоит из одной полипептидной цепи и представлена 4 изоформами, РМСА1 - РМСА4 (аббревиатура "plasma membrane calcium-transporting ATPase"). Каждая изоформа РМСА кодируется своим геном, причем продукты каждого гена могут подвергаться альтернативному сплайсингу (например, известно по крайней мере 5 вариантов альтернативного сплайсинга для изоформы РМСА1 и 4 варианта для изоформы РМСА2). Таким образом, общее число различных форм фермента не менее 12. Наиболее широко распространены в разных тканях изоформы РМСА1 и РМСА4, изоформа РМСА2 обнаружена в нервных клетках, а изоформа РМСАЗ - в клетках мозга и скелетной мускулатуры. Разные изоформы РМСА состоят из 1080-1220 аминокислотных остатков и имеют молекулярную массу 120-140 кДа (Carafoli, 1991).

Как и большинство АТФаз Р-типа, молекула РМСА имеет в своем составе 10 трансмембранных а-спиральных участков, а ее N- и С-концевые участки находятся в цитоплазме. Активный центр фермента (участки связывания АТФ и фосфорилирования) расположен в большой цитоплазматической петле между 4 и 5 трансмембранными сегментами. Активность фермента может стимулироваться кислыми фосфолипидами (в первую очередь различными фосфоинозитидами), кальмодулином (СаМ) и, по-видимому, фосфорилированием РМСА цАМФ-зависимой протеинкиназой (ПКА). Участок связывания кислых фосфолипидов расположен в N-концевой части молекулы РМСА, а СаМ-связывающий центр и участок фосфорилирования ПКА локализованы в длинной С-концевой части молекулы. Именно эти участки в молекуле фермента наиболее вариабельны, что приводит к различной чувствительности разных изоформ РМСА к эндогенным регуляторам.

РМСА активируется низкими концентрациями Са2+ (Кд для Са2+ в отсутствие СаМ составляет ~1 цМ). Взаимодействие с ферментом СаМ приводит к увеличению

Л 1 сродства к Са в 5-10 раз и к увеличению максимальной скорости фермента в 2-4 раза. Предполагается, что С-концевой СаМ-связывающий участок РМСА выполняет роль "внутримолекулярного ингибитора", который связывается с активным центром фермента, ингибируя его. Связывание с этим участком СаМ в л . присутствии Са снимает это ингибирование и вызывает активацию фермента. Предполагается также, что определенную роль в снятии ингибирования играет и связывание ионов Са2+с отрицательно заряженными аминокислотными остатками С-концевого участка. Таким образом, в ответ на увеличение внутриклеточной концентрации Са2+ активность РМСА возрастает, что приводит к ускорению удаления Са2+ из клетки и ее переходу в состояние покоя (Carafoli, 1991).

В элеюровозбудимых тканях (мышцы разных типов, мозг, нервные клетки), а также в почках обнаружена система Na/Са-обмена, способная к электрогенному обмену 3 ионов Na+ на 1 ион Са2+ и удаляющая в состоянии покоя Са2+ из цитоплазмы клетки за счет направленного внутрь трансмембранного градиента Na+ (Левицкий, 1990; Orlov et al., 1995). При деполяризации плазматической мембраны и при увеличении уровня внутриклеточного Na+ обменник может работать в

Л 1 обратном направлении, обеспечивая ток Са в цитоплазму. Сродство Na/Ca-обменника к Са2+ в ~10-100 раз ниже, а максимальная активность в 10 раз выше, чем таковые для РМСА. Обнаружено 2 изоформы обменника (NCX1 и NCX2), состоящие из 921-970 аминокислотных остатков и имеющие молекулярную массу ~100-110 кДа. Кроме этого, обнаружены продукты альтернативного сплайсинга этих изоформ, т.е. число разных форм Na/Са-обменника, отличающихся по своим кинетическим параметрам и особенностям регуляции, достаточно велико.

Молекула Ка,Са-обменника пронизывает мембрану 11 раз, ее N-конец экспонирован во внеклеточное пространство и способен гликозилироваться, а С-конец расположен в цитоплазме. Большой цитоплазматический домен, расположенный между 5 и 6 трансмембранными а-спиральными сегментами, содержит участок связывания СаМ и регуляторный Са-связывающий центр. Расположение участков связывания транспортируемых через мембрану ионов Са2+ и Na+ пока не установлено. По-видимому, они расположены в трансмембранных сегментах, поскольку полная делеция цитоплазматического домена приводит к* потере только 50% транспортной активности обменника (Orlov et al., 1995).

Са-АТФаза внутриклеточных органелл или SERCA (аббревиатура "sarcoplasmic/endoplasmic reticulum calcium-transporting ATPase") также представлена в разных тканях несколькими изоформами: SERCA1 обнаружена в быстрых скелетных мышцах, SERCA2a — в сердце, медленных скелетных и гладких мышцах, SERCA2b - в разных типах клеток и SERCA3 — в клетках крови и во многих эндотелиальных и эпителиальных клетках (Pozzan et al., 1994; Moller et al., 1996). Фермент состоит из 994-1042 аминокислотных остатков и имеет молекулярную массу 110-115 кДа.

Как и РМСА, SERCA переносит через мембрану внутрь полостей ретикулума 2 иона Са2+ за счет гидролиза 1 молекулы АТФ. Молекула фермента также имеет 10 трансмембранных а-спиральных сегментов и большой цитоплазматический домен, содержащий АТФ-связывающий центр и участок фосфорилирования. В отличие от РМСА, С-концевой участок SERCA короткий и не содержит участка связывания СаМ, т.е. активность этого фермента СаМ прямо не регулируется. Однако СаМ-зависимые пути регуляции активности некоторых изоформ SERCA существуют и мы познакомимся с ними далее более подробно.

Среди клеточных органелл именно митохондрии обладают максимальной емкостью для ионов Са2+, однако в отличие от других клеточных органелл они транспортируют Са2+ не за счет энергии гидролиза АТФ, а за счет трансмембранного электрического потенциала (около -180 мВ), генерируемого на внутренней митохондриальной мембране системой переноса электронов в ходе окисления субстратов дыхания (Левицкий, 1990; Pozzan et al., 1994). До настоящего времени не установлено, какой белок (или белки) принимает участие в формировании Са-поры в митохондриальной мембране, хотя свойства этого канала интенсивно исследуются. Так, установлено, что поглощение Са2+ митохондриями полностью блокируется рутениевым красным, что указывает на участие гликопротеинов в образовании поры. Сродство канала к Са2+ сравнительно низкое (Кд >10 !~1М), а максимальная скорость транспорта Са2+ сигмоидально зависит от его концентрации и увеличивается в десятки раз при повышении концентрации Са2+ от 1 до 5 цМ. Предполагается, что митохондрии принимают участие в удалении Са2+ из цитоплазмы клеток только в экстремальных условиях, например при повреждении плазматической мембраны, когда его уровень в цитоплазме резко увеличивается. При этом поступающий в митохондрии Са2+ взаимодействует с субстратами цикла трикарбоновых кислот, ингибирует АТФ/АДФ-обмен и АТФ-синтетазу, и даже выпадает в матриксе в осадок в виде кристаллов фосфата кальция. Таким образом, вместо выполнения своей основной функции -производства энергии - митохондрии выключаются из метаболизма, спасая клетку от гибели. Учитывая крайне низкую скорость транспорта Са2+ в митохондрии в нормальных условиях, можно заключить, что они не принимают участия в регуляции быстрых изменений его концентрации в цитоплазме.

В цитоплазму клеток Са2+ поступает либо из окружающей среды через специфические Са-каналы плазматической мембраны, либо из внутриклеточных Са-депо - различных компартментов эндоплазматического ретикулума и кальцисом, мембраны которых также содержат специфические Са-каналы. Структура и особенности функционирования и регуляции этих каналов очень разнообразны и пока не до конца выяснены, хотя некоторые Са-каналы охарактеризованы достаточно хорошо.

Са-каналы плазматических мембран можно условно разделить на 4 группы: потенциалчувствительные Са-каналы, активирующиеся при деполяризации мембраны, рецепторуправляемые Са-каналы, Са-каналы, активируемые вторичными посредниками, и Са-каналы, активируемые в-белками (Авдонин, Ткачук, 1994). Хорошо изучены представители первой группы Са-каналов, тогда как представители остальных трех групп зарегистрированы, главным образом, в электрофизиологических экспериментах, поэтому их молекулярная организация практически неизвестна.

Потенциалчувствительные Са-каналы обнаружены во всех электровозбудимых тканях и, в свою очередь, также разделяются на несколько типов по кинетическим свойствам и чувствительности к мембранному потенциалу, агонистам и антагонистам. Са-каналы L-типа представляют собой гетероолигомеры и состоят из 5 разных типов субъединиц: al (155-200 кДа), а2 (130-150 кДа), которая ковалентно связана с 5-субъединицей (24-33 кДа) S-S-мостиками, р (52-56 кДа) и у (30-33 кДа). Са-пору формирует al-субъединица, она же является сенсором напряжения и связывает дигидропиридины (нифедипин, нитрендипин), фенилалкиламины (верапамил, D600) и бензотиазепины (дилтиазем). Эта субъединица состоит из четырех гомологичных трансмембранных доменов (I-IV), каждый из которых представлен шестью a-спиральными сегментами. В каждом домене четвертый трансмембранный сегмент обогащен остатками Lys и Arg (каждая третья аминокислота) и заряжен положительно. Именно эти сегменты и являются "сенсорами напряжения": при изменении мембранного потенциала они перемещаются в направлении, перпендикулярном плоскости мембраны, и индуцируют изменение конформации молекулы Са-канала, которое приводит к его открыванию. Проводящая Са2+ пора образована, вероятно, четырьмя мембранными петлями, расположенными между 5 и 6 a-спиральными сегментами в каждом трансмембранном домене молекулы канала. Интересно отметить, что практически идентичную al-субъединице Са-канала структуру имеет потенциалчувствительный Na-канал, а потенциалчувствительный К-канал состоит из 4 субъединиц, каждая из которых содержит 6 трансмембранных a-спиральных сегментов.

К рецепторуправляемым Са-каналам можно отнести никотиновый холинорецептор (Ыа-канал), который помимо Na+ может переносить и Са2+ (его селективность к Са2+ всего в 3-5 раз ниже, чем к одновалентным катионам), а также Са-каналы, управляемые подклассом глутаматных рецепторов - NMDA-рецепторами, и Р2-пуринорецепторами, активируемыми АТФ и АДФ. К активируемым вторичными посредниками каналам относят Са-каналы плазматической мембраны, активируемые инозитол-1,4,5-трисфосфатом (InsP3), л . инозитол-1,3,4,5-тетракисфосфатом, ионами Са и циклическими нуклеотидами (цАМФ и цГМФ). Имеются также многочисленные данные о существовании Са-каналов, управляемых через G-белки, а также каналов, которые открываются после опустошения внутриклеточных Са-депо (Авдонин, Ткачук, 1994; Ткачук, 1998). Однако, как отмечалось выше, эти каналы были зарегистрированы в электрофизиологических экспериментах; особенности их молекулярной организации и регуляции изучены пока недостаточно.

К Са-каналам внутриклеточных органелл относят так называемые рианодиновые рецепторы (ЯуЯ) и рецепторы инозитол-1,4,5-трисфосфата (ЫбРэЯ), встроенные в мембраны разных компартментов эндоплазматического ретикулума и кальцисом (Вегпс^е, 1993; Ogawa е! а1., 1999). Рианодиновые рецепторы найдены к настоящему времени у млекопитающих в скелетных мышцах (изоформа ЯуЮ), сердце (изоформа Яу112), а также в мозге, почках, печени, поджелудочной железе, тонком и толстом кишечнике и во многих других тканях (изоформа ЯуЯЗ). Разные изоформы КуИ. состоят из 4872-5037 аминокислотных остатков и имеют молекулярную массу ~550-560 кДа. Кроме того, известно, что функциональный Са-канал представляет собой гомотетрамер. Предполагается, что 1Ч-концевая часть молекулы ЯуЯ формирует большой цитоплазматический домен, а на С-конце расположено несколько трансмембранных а-спиральных сегментов (от 4 до 10-12), формирующих Са-пору. Са-каналы 11уЯ активируются низкими (микромолярными) л , и ингибируются высокими (миллимолярными) концентрациями Са , активируются адениловыми нуклеотидами и кофеином, а также за счет взаимодействия ЯуЯ с Са-связывающими белками Б-100А и аннексином VI.

В скелетных мышцах образует прочный комплекс с а 1-субъединицей потенциалчувствительного Са-канала плазматической мембраны Ь-типа. В формировании этого комплекса принимает участие целый ряд белков ретикулума: триадин, Са-связывающие белки - СаМ, кальсеквестрин и кальретикулин. Кроме того, активность Са-каналов ЯуЯ регулируется протеинкиназами, причем не только за счет прямого фосфорилирования самого ЯуЯ, но и за счет фосфорилирования Са-связывающих белков ретикулума - кальсеквестрина, саркалюменина и богатого гистидином Са-связывающего белка. В физиологических условиях активация ЯуЮ происходит, вероятно, за счет прямой "механической" передачи конформационного сигнала от а 1-субъединицы потенциалчувствительного Са-канала при деполяризации плазматического мембраны. В сердце имеет место так называемый "Са-индуцируемый выброс Са2+": входящий в клетку из внешней среды Са2+ активирует ЯуЯ2 и вызывает выброс Са2+ из полостей ретикулума. Основным лигандом, активирующим ЯуЮ, является, по-видимому, циклическая АДФ-рибоза (сАБРЯ), которая образуется из НАД+ специальным ферментом СБ38 под влиянием различных внешних факторов ^оссЫ е1 а1., 1999). Кроме того, возможен и Са-индуцируемый выброс Са через ЯуЯЗ при повышении концентрации цитоплазматического Са2+ за счет его входа в клетки через Са-каналы плазматической мембраны или освобождения из внутриклеточных депо через ГпзРзЯ. Более подробно с рианодиновыми рецепторами мы познакомимся ниже.

Практически во всех типах клеток обнаружены 1п5Р311 (как минимум 5 изоформ, являющихся как продуктами разных генов, так и образующихся в результате альтернативного сплайсинга). Молекулярная масса 1пзР311 примерно вдвое меньше, чем ЯуЯ (~260-280 кДа, 2701-2749 аминокислотных остатков), однако его структура близка к таковой ЯуЯ. ЫэРзЯ также представляет собой гомотетрамер. Большой И-концевой цитоплазматический домен содержит участок связывания 1пэРз, а С-конец содержит трансмембранные а-спиральные участки и формирует Са-пору (Вегпс^е, 1993). В отличие от ЯуЯ ГпэРзЯ ингибируется гепарином и не активируется кофеином. По-видимому, ЯуЯ и 1шРзК локализованы в разных внутриклеточных Са-депо, между которыми возможен обмен Са2+.

1пзР3 образуется из фосфатидилинозитол-4,5-бисфосфата под действием специфической к фосфоинозитидам фосфолипазы С. Этот фермент активируется либо в-белками, либо за счет фосфорилирования протеинкиназами при активации целого ряда рецепторов плазматической мембраны: некоторых мускариновых холинорецепторов, Р2-пуриноцецепторов, Вг-рецепторов брадикинина, гастриновых, холецистокининовых, гистаминовых, серотониновых рецепторов, рецепторов вазопрессина, ангиотензина II, эпидермального фактора роста и других (Авдонин, Ткачук, 1994). Вторым продуктом фосфолипазы С является диацилглицерол - известный активатор протеинкиназы С.

Итак, легко видеть, что Са-каналы и Са-АТФаза сарко(эндо)плазматического ретикулума широко распространены и играют важную роль в обмене кальция в разных тканях. В мускулатуре разных типов, функциональная активность которой регулируется циклическими изменениями уровня Са2+ в цитоплазме, именно этим мембранным системам принадлежит ключевая роль в регуляции процессов сокращения и расслабления. Поскольку настоящая работа посвящена исследованию некоторых особенностей регуляции этих систем, а именно Са-каналов (рианодиновых рецепторов) и Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума скелетных мышц, познакомимся с ними более подробно.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Рубцов, Александр Михайлович

выводы

1. Активность Са-каналов СР регулируется ионами Са2+, кофеином, адениловыми нуклеотидами и гистидинсодержащими дипептидами при их связывании в специфических насыщаемых участках.

2. Карнозин и его производные повышают чувствительность Са-каналов СР к активирующему действию кофеина, адениловых нуклеотидов и низких концентраций Са2+ и снижают ингибирующее действие низких концентраций М§2+, высоких концентраций Са2+ и закисления среды. Защита карнозином Са-каналов от повреждающего действия факторов, возникающих при интенсивной мышечной работе, может быть одной из причин феномена Северина.

3. Адениловые и неадениловые нуклеотиды взаимодействуют с нуклеотид-связывающими центрами Са-каналов СР, но только связывание адениловых нуклеотидов активирует Са-каналы, повышая их чувствительность к Са2+. Эффективность активирующего действия падает в ряду АТФ « (5,у-СН2-АТФ > АДФ > АМФ; сродство Са-каналов к неадениловым нуклеотидам снижается в ряду ЦТФ > ИТФ » УТФ > ГТФ.

4. В мембранных препаратах СР присутствуют два типа АТФ-связывающих участков, принадлежащих Са-АТФазе, с высоким и низким сродством. Параметры связывания АТФ в участках с высоким сродством не изменяются при переходе фермента из Е1 в Е2 конформацию.

5. Зависимость активности Са-АТФазы мембранных препаратов СР от концентрации АТФ имеет вид кривой с промежуточным плато, которая удовлетворительно описывается суммой уравнений Михаэлиса-Ментен (гипербола) и Хилла (сигмоида). Гидролиз ГТФ и пНФФ мембранными препаратами фермента и гидролиз АТФ Са-АТФазой, солюбилизированной С12Е9, описываются уравнением Михаэлиса-Ментен.

6. Са-АТФаза присутствует в мембранах СР как в виде мономеров, так и в виде олигомерных комплексов. Олигомерное состояние фермента не изменяется при переходе Са-АТФазы из Е1 в Е2 конформацию. Гидролиз АТФ мономерной формой фермента описывается уравнением Михаэлиса-Ментен, а олигомерной - уравнением Хилла.

7. Мелитгин необратимо ингибирует Са-АТФазу СР. Ингибирование представляет собой двухфазный процесс и удовлетворительно описывается в рамках модели «мономер + олигомер»: связывание мелиттина с олигомерами фермента обеспечивает быструю, а с мономерами - медленную фазу инактивации Са-АТФазы. Высокие концентрации АТФ устраняют быструю фазу ингибирования Са-АТФазы мелитгином.

8. С использованием антимелиттиновых антител в скелетных мышцах кролика обнаружен мелитгин-подобный белок, идентичный по электрофоретической подвижности мелиттин-подобному белку из слизистой желудка кролика. Мелиттин-подобный белок из слизистой желудка, очищенный с помощью иммуноаффинной хроматографии, активирует Са-АТФазу СР.

9. Зависимость активности Са-АТФазы препаратов СР летних активных сусликов от концентрации АТФ имеет вид кривой с промежуточным плато, а препаратов СР зимних животных - гиперболы, независимо от их физиологического состояния. Активность фермента в зимний период снижается в 2-2,5 раза.

10. В препаратах СР скелетных мышц сусликов присутствуют эндогенные протеинкиназы, стимуляция которых приводит к активации в 2-3 раза Са-АТФазы в препаратах СР зимних спящих животных и не влияет на активность фермента препаратов СР летних сусликов. Поскольку Са-АТФаза не фосфорилируется эндогенными протеинкиназами, ее активация может быть результатом фосфорилирования неидентифицированных регуляторных белков СР.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Завершая анализ полученных в настоящем исследовании результатов, можно заключить, что функциональная активность Са-каналов и Са-АТФазы СР находится под контролем многочисленных и разнообразных регуляторгых механизмов. К таким механизмам следует отнести взаимодействие этих Са-транспортирующих систем с низкомолекулярными соединениями - ионами (активаторами и ингибиторами), нуклеотидами и другими веществами, модулирующими их активность (например, гистидинсодержащими дипептидами), белок-белковые взаимодействия, как между молекулами самих Са-каналов и Са-АТФазы, так и их взаимодействие с другими регуляторными белками (например, с мелиттин-подобным белком), а также механизмы, в которые вовлечены связанные с мембранами ретикулума протеинкиназы и протеинфосфатазы.

Принципиальное значение для нормального функционирования Са-каналов играет уровень ряда внутриклеточных соединений. Так, нами продемонстрировано, что в отсутствие в среде адениловых нуклеотидов (но в присутствии ионов М§2+) Са-каналы теряют чувствительность к активирующему действию Са2+ и кофеина. Неадениловые нуклеотиды способны связываться в нуклеотидсвязывающих центрах Са-каналов, однако это не приводит к активации каналов. Можно заключить, что нормальная работа Са-каналов СР возможна только при определенной комбинации в клетке оптимальных для их работы концентраций АТФ, Са2+, М§ 2+, и, как было впервые показано в этой работе, еще одного эндогенного соединения - гистидинсодержащего дипептида карнозина. Обнаруженный нами факт, что кофеин способен взаимодействовать с богатым гистидином Са-связывающим белком, позволяет думать, что как экзогенные, так и эндогенные модуляторы активности Са-каналов СР разной природы могут осуществлять свое влияние не только за счет прямого связывания в соответствующих участках Са-каналов, но и через взаимодействие с многочисленными белками ретикулума, участвующими в регуляции их функциональной активности.

Особый интерес, с нашей точки зрения, представляет обнаруженная нами способность карнозина и ряда его производных активировать Са-каналы СР скелетных мышц и сердца за счет связывания в насыщаемых участках и, что даже более важно, модулировать влияние на Са-каналы других регуляторов их активности. Так, карнозин в физиологических концентрациях повышает чувствительность Са-каналов к активирующему действию низких концентраций Са2+, адениловых нуклеотидов, кофеина и снижает ингибирущее действие низких концентраций высоких концентраций Са2+ и закисления среды. Кроме того, карнозин обладает выраженной способностью реагировать со свободными радикалами. Все это позволяет думать, что защита карнозином мышечных препаратов от развития утомления при интенсивной работе связана не только с уникальными буферными свойствами этого дипептида, но и с его специфическим влиянием на Са-каналы СР, так как он снижает негативное влияние на Са-каналы факторов, возникающих при такой работе (повышение внутриклеточной концентрации Са2+ и М§2+, рост уровня свободных радикалов, снижение рН, падение уровня АТФ).

Необходимо добавить, что на Са-каналы СР способны оказывать влияние не только водорастворимые лиганды, имеющие соответствующие участки связывания в гидрофильном домене молекулы канала, но и растворимые в мембране гидрофобные вещества. Об этом говорит обнаруженное нами неспецифическое изменение параметров работы Са-каналов в присутствии ряда производных 1,4-дигидропиридина и вердазильных радикалов гидрофобной природы. Это позволяет думать, что изменение физико-химических свойств липидного бислоя, например, при сезонном изменении фосфолипидного состава мембран СР скелетных мышц сусликов, также является одним из способов регуляции функциональной активности Са-каналов ретикулума.

Следует заметить, что, как и в случае Са-каналов СР, взаимодействие АТФ (в отличие от неадениловых нуклеотидов) с Са-АТФазой СР характеризуется рядом уникальных особенностей. Во-первых, связывание этого нуклеотида с ферментом оказывает специфическое влияние на конформацию молекулы Са-АТФазы. Во-вторых, гидролиз этого нуклеотида, в отличие от гидролиза других субстратов, не подчиняется кинетике Михаэлиса-Ментен: зависимость скорости гидролиза АТФ от его концентрации имеет вид кривой с промежуточным плато. И, наконец, нами обнаружена гетерогенность АТФ-связывающих центров, принадлежащих Са-АТФазе СР. В этой связи можно особо подчеркнуть высокую конформационную лабильность молекулы Са-АТФазы: конформация гидрофильного домена молекулы фермента значительно изменяется при связывании с ним АТФ, АДФ, ионов Са2+ или Мя2+, т.е. в присутствии разных лигандов могут экспонироваться или экранироваться разные участки молекулы Са-АТФазы. Такие изменения конформации могут облегчать взаимоействие или, наоборот, препятствовать взаимодействию фермента с другими регуляторами их активности, например, белковой природы, или изменять характер взаимодействия протомеров в олигомерных комплексах Са-АТФазы.

Анализ собственных экспериментальных наблюдений и данных литературы позволил нам предложить гипотетическую модель, согласно которой Са-АТФаза находится в мембранах СР в двух формах - в виде мономеров и в виде олигомерных комплексов, предположительно тетрамеров. Мономеры имеют высокое сродство к АТФ и гидролизуют этот субстрат согласно кинетике Михаэлиса-Ментен. Входящие в состав олигомерных комплексов протомеры имеют низкое сродство к АТФ, связывают этот субстрат кооперативно, и их работу можно удовлетворительно описать уравнением Хилла. Присутствие в мембранах СР олигомерных комплексов Са-АТФазы мы подтвердили с помощью электронной микроскопии, с использованием сшивающих агентов и с помощью анализа вращательной подвижности фермента в мембране. Разрушение олигомерных комплексов фермента при обработке мембран СР неионным детергентом С12Е9 приводит к изменению кинетических характеристик Са-АТФазы: гидролиз АТФ такими препаратами подчиняется кинетике Михаэлиса-Ментен. Анализ ингибирования Са-АТФазы пептидом из яда пчелы мелштином полностью подтвердил предложенную модель: ингибирование этим пептидом мономерной и олигомерной форм фермента протекает с разной скоростью, причем АТФ защищает от ингибирования только олигомерную форму Са-АТФазы. Это подтверждает наш вывод, что связывание АТФ индуцирует разные изменения конформации мономеров Са-АТФазы и молекул фермента, входящих в состав олигомерных комплексов. При связывании АТФ участок связывания мелиттина становится недоступным для этого пептида только в молекулах Са-АТФазы, входящих в состав олигомерных комплексов.

С помощью антимелитгиновых антител из слизистой желудка кролика нами был выделен белок с молекулярной массой 67 кДа (мелиттин-подобный белок), который активирует Са-АТФазу СР, т.е. активность этого фермента может регулироваться и за счет белок-белковых взаимодействий. Если предположить, что, как и в случае с мелиттином, АТФ препятствует взаимодействию этого белка с олигомерами Са-АТФазы, то его активирующее действие направлено только на мономерную форму фермента. Таким образом, регуляторы белковой природы или низкомолекулярные соединения могут по-разному модулировать активность мономерной и олигомерной форм Са-АТФазы.

Важно подчеркнуть, что соотношение мономерюлигомер Са-АТФазы в мембранах СР не изменяется при изменении основного конформационного состояния молекулы фермента (Е1 или Е2), при связывании лигандов или при изменении температуры (в пределах от 15 до 37°С). Разрушить олигомерные комплексы Са-АТФазы можно обработкой детергентами, а индуцировать олигомеризацию можно достаточно сильным воздействием на мембраны СР (термообработка в присутствии ЭГТА, добавление мелиттина, добавление локальных анестетиков). Возможно, определенную роль в поддержании устойчивости олигомерных комплексов Са-АТФазы в мембранах СР играют пока не известные нам регуляторные белки.

Интересным объектом для исследования особенностей регуляции активности Са-АТФазы являются препараты СР скелетных мышц типичного гибернатора - суслика Б.ипйиШш. Зависимость скорости гидролиза АТФ Са-АТФазой препаратов СР летних активных животных от концентрации субстрата имеет характерный вид кривой с промежуточным плато. Однако в зимний период кинетические параметры работы Са-АТФазы изменяются: активность фермента резко падает, при этом гидролиз АТФ описывается уравнением Михаэлиса-Ментен. Так как солюбилизация мембранных препаратов СР (перевод Са-АТФазы в мономерную форму) не приводит к снижению активности фермента, можно полагать, что в зимний период в СР скелетных мышц сусликов из работы полностью «выключаются» олигомеры Са-АТФазы. Обнаруженная нами активация Са-АТФазы препаратов СР зимних животных при стимуляции эндогенных протеинкиназ позволяет полагать, что в регуляцию активности этого фермента, по крайней мере его олигомерной формы, вовлечены протеинкиназы (и протеинфосфатазы). Поскольку сама Са-АТФаза не является мишенью для эндогенных протеинкиназ, следует признать, что ее активность в ретикулуме животных-гибернаторов в разные сезоны регулируется посредством изменения уровня фосфорилирования/дефосфорилирования регуляторных белков ретикулума, не идентифицированных на настоящий момент.

Следует отметить, что в зимний период значительно измененяется белковый состав мембран СР: содержание Са-связывающих белков снижается в 3-4 раза. Эти изменения могут играть определенную роль в регуляции активности Са-АТФазы СР скелетных мышц сусликов в зимний период Если в поддержании устойчивости и активного состояния олигомерных комплексов молекул фермента участвуют регуляторные белки мембран СР, то снижение их количества (или увеличение содержания других регуляторных белков), или же изменение уровня их фосфорилирования (или дефосфорилирования) эндогенными протеинкиназами может запускать механизм, который приводит к выключению из работы олигомерных комплексов Са-АТФазы, приводя к снижению активности этого фермента и, как следствие, к снижению общих энергозатрат животных гибернаторов.

Список литературы диссертационного исследования доктор биологических наук Рубцов, Александр Михайлович, 2003 год

1. Авдонин П.В., Ткачук В.А. (1994) Рецепторы и внутриклеточный кальций. М., Наука. 288 с.

2. Арчаков А.И., Канаева И.П., Хайтина С.З. (1979) Реконструкция мембран эндоплазматического ретикулума печени из солюбилизированных белков и липидов при удалении детергента сорбцией. Биохимия 44, 490-496.

3. Белоусов А.Б. (1993) Роль центральной нервной системы в контроле зимней спячки. Успехи физиол. наук 24, 109-127.

4. Болдырев A.A. (1998) Карнозин. Биологическое значение и возможности применения в медицине. М., МГУ, 320 с.

5. Болдырев A.A., Лебедев A.B. (1967) О влиянии имидазола и карнозина на работоспособность тетанической мышцы при ее непосредственном раздражении. Биохимия 32, 600-607.

6. Болдырев A.A., Лебедев A.B., Ритов В.Б. (1969) Об аденозинтрифосфатазной активности и поглощении Ca фрагментами саркоплазматического ретикулума. Биохимия 34, 119-123.

7. Векшин Н.Я. (1987) Об использовании пирена в качестве люминесцентного индикатора вязкости модельных и биологических мембран. Биол. науки, 11, 59-66.

8. Владимиров Ю.А, Добрецов Г.Е (1980) Флуоресцентные зонды в исследовании биологических мембран. М., Наука, 267 с.

9. Добрынина О.В. (1967) Изучение биосинтеза анз'ерина и карнозина в грудной мышце цыпленка. Биохимия 32, 612-618.

10. Иванов К.П. (1984) Физиология терморегуляции. Ленинград, Наука, 157 с.

11. Калабухов Н.И. (1985) Спячка млекопитающих. М., Наука, 258 с.

12. Кокоз Ю.М., Гриченко A.C., Корыстова А.Ф., Ланкина Д.А., Маркевич Н.И. (2000) Регуляция Са2+"каналов L-типа в кардиоцитах зимоспящих животных. Биол. мембраны 17, 217-222.

13. Кэтти Р.П. (1991) Антитела Методы. М., Мир, 269 с.

14. Лакович Дж. (1986) Основы флуоресцентной спектроскопии. М., Мир, 496 с.

15. Левицкий Д.О. (1990) Кальций и биологические мембраны. М., Высшая школа. 124 с.

16. Лопина О.Д., Болдырев A.A. (1975) Влияние дипептидов карнозина и анзерина на аккумуляцию Ca фрагментами саркоплазматического ретикулума. Докл. АН СССР 220, 1218-1223.

17. Лукоянова H.A., Игнатьев Д.А., Колаева С.Г., Подлубная З.А. (1997а) Изучение АТФазных и регуляторных свойств миозина скелетных мышц сусликов Citellus undulatus на разных стадиях зимней спячки. Биофизика 42, 343-347.

18. Львова С.П., Чубуркова С.С. (1983) Содержание гликогена и фосфорилазная активность в различных мышцах крыс и сусликов при гипотермии, самосогревании и зимней спячке. Укр. биохим. журн. 55,39-44.

19. Мешкова Н.П. (1964) Дипептиды скелетной мускулатуры карнозин и анзерин. Усп. биол. химии 6, 86-107.

20. Наградова Н.К. (1958) Влияние карнозина на реакцию гликолитической оксидоредукции, сопряженной с фосфорилированием. Биохимия 23, 511-521.

21. Пантелеев П.А. (1983) Биоэнергетика мелких млекопитающих: адаптация грызунов и насекомоядных к температурным условиям окружающей среды. М., Наука, 271 с.

22. Пелози M., Донелла-Деана А. (2000) Локализация, очистка и характеристика кальмодулин-зависимой протеинкиназы, связанной с саркоплазматическим ретикулумом кролика. Биохимия 65, 309-320.

23. Петухов В.Б., Гусев Н.Б., Болдырев A.A. (1976) Влияние карнозина и анзерина на возбуждение и сокращение утомленной скелетной мышцы. Укр. биохим. журн. 48, 477-484.

24. Подлубная З.А. (1992) Ферменты в толстых нитях поперечно-полосатых мышц позвоночных. Биохимия 57, 1785-1814.

25. Ритов В.Б., Мельгунов В.И., Комаров П.Г., Алексеева О.Н., Акимова Е.И. (1977) Интегральные белки мембран саркоплазматического ретикулума скелетных мышц кролика и карпа. Докл. АН СССР 233, 727-733.

26. Ритов В.Б., Щербакова Н.С. (1982) Транспорт Са2+ мембраносвязанной мономерной формой Са-АТФазы саркоплазматического ретикулума. Бюлл. эксперим. биол. мед. 4, 21-23.

27. Рэкер Э. ( 1979) Биоэнергетические механизмы: новые взгляды. М.: Мир, 216с.

28. Северин С.Е., Глемжа A.A. (1964) Влияние производных имидазола на пируватдегидрогеназу мышечной ткани. Биохимия 29,1170-1176.

29. Северин С.Е., Иванов В.И., Карузина Н.П., Юделевич Р.Я. (1948) Влияние карнозина на углеродно-фосфорный обмен мышц. Биохимия 3, 158-169.

30. Северин С.Е., Кирзон М.В., Кафтанова Т.М. (1953) Влияние карнозина и ансерина на работу изолированной мышцы лягушки. Докл. АН СССР 91, 691694.

31. Северин С.Е., Шестаков C.B., Воробьев O.E. (1961) Влияние карнозина, анзерина, гистидина и некоторых аминокислот на активность дегидразы пировиноградной кислоты из грудных мышц голубя. ДАН СССР 138, 462-465.

32. Северин С.Е., Юй Шу-юй (1958) Влияние дипептидов карнозина и анзерина на окислительное фосфорилирование в изолированных митохондриях грудной мыщцы голубя. Биохимия 23, 862-868.

33. Северин, С.Е. (1954) Распространение, превращение в организме и биологическое значение карнозина и анзерина. Yen. биол. химии 2, 355-376.

34. Скулачев В.П. (1992) Карнозин и анзерин как специализированные рН-буферы — переносчики ионов водорода. Биохимия 57, 1311-1316.

35. Соколов В.Е., Сухов В.П., Сухова Г.С., Игнатьев Д.А. (1995) Суточные и сезонные изменения температуры и сердечного ритма длиннохвостого суслика Citellus undulatus. Докл. Акад. Наук 344, 282-286.

36. Ткачук В.А. (1998) Фосфоинозитидный обмен и осцилляции ионов Са . Биохимия 63, 47-56.

37. Эмирбеков Э.З., Львова С.П. (1991) Энергетический метаболизм при гибернации у представителей разных филогенетических групп. Успехи физиол. наук 22, 97-111.

38. Abe, Н. (1983) Distribution of free L-histamine and related dipeptides in the muscle of fresh-water fishes. Сотр. Biochem. Physiol. 79B, 35-39.

39. Abe, H. (1995) Histidine-related dipeptides: distribution, metabolism, and physiological function. Metabolic Biochemistry. Biochemistry and Molecular Biology of Fishes. (Hochachka, P. W., and Mommsen, T. P., eds.). 4, 309-333.

40. Abe, H., and Ohmama, S. (1987) Effect of starvation and sea-water acclimation on the concentration of free L-histidine and related dipeptides in the muscle of eel, rainbow trout and Japanese dace. Сотр. Biochem. Physiol. 88B, 507-511.

41. Abe, H., and Okuma, E. (1991) Effect of temperature on the buffering capacities of histidine-containing compounds in fish skeletal muscle. Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 57,2101-2107.

42. Abe, H., Dobson, G., Hoeger, U., and Parkhouse, W. (1986) Role of histidine-related compounds to intracellular buffering in fish skeletal muscle. Am. J. Physiol. 249,449-454.

43. Abramson, J. J., and Salama, G. (1989) Critical sulfhydrils regulate calcium release from sarcoplasmic reticulum. J. Bioenerg. Biomembr. 21, 283-294.

44. Ackerman, D., Timpe, O., and Poller, K. (1929) Uber das Anserine, einen Neuen Bestandtieil der Vogelmuskulatur. H.-S. Zeitschr. Physiol. Chem. 183, 1-10.

45. Agostini, В., De Martino, L., Soltau, В., and Hasselbach, W. (1991) The modulation of calcium transport by skeletal muscles sarcoplasmic reticulum in the hibernating European hamster. Z Naturforsch. 46c, 1109-1126.

46. Alekseev, A. E., Markevich, N. I., Korystova, A. F., Lankina, D. A., and Kokoz Yu. M. (1997) The kinetic characteristics of the L-type calcium channels in cardyocytes of hibernators. 1. Development of kinetic model. Membr. Cell Biol. 11, 31-44.

47. Alekseev, A. E., Markevich, N. I., Korystova, A. F., Terzic, A., and Kokoz, Y. M. (1996) Comparative analysis of the kinetic characteristics of L-type calcium channels in cardiac cells of hibernators. Biophys. J. 70, 786-797.

48. Allen, D. G., Lannergren, J., and Westerblad, H. (1995) Muscle cell function during prolonged activity: cellular mechanisms of fatigue. Exp. Physiol. 80,497-527.

49. Andersen, J. P. (1989) Monomer-oligomer equilibrium of sarcoplasmic reticulum Ca-ATPase and the role of subunit interaction in the Ca pump mechanism. Biochim. Biophys. Acta 988, 47, 1-72.

50. Andersen, J. P., and Moller, J. V. (1985) The role of Mg2+ and Ca2+ in the simultaneous binding of vanadate and ATP at the phosphorylation site of1. S|sarcoplasmic reticulum Ca -ATPase. Biochim. Biophys. Acta 815, 9-15.

51. Andersen, J. P., and Vilsen, B. (1985) Equilibrium between monomers and oligomers of soluble Ca2+-ATPase during the functional cycle. FEBS Lett. 189, 1317.

52. Anderson, K. W., and Murphy, A. J. (1983) Alterations in the structure of the ribose moiety of ATP reduce its effectiveness as a substrate for the sarcoplasmic reticulum ATPase. J. Biol. Chem. 258, 14276-14278.

53. Ashley, R. H., and Williams, A. J. (1990) Divalent cation activation and inhibition of single calcium release channels from sheep cardiac sarcoplasmic reticulum. J. Gen. Physiol. 95, 981-1005.

54. Bailin, G., and Huang, J. R. (1990) Fluorescence properties of the Ca2+,Mg2+-ATPase protein of sarcoplasmic reticulum labelled with 7-chloro-4-nitrobenzo-2-oxa-1,3-diazole. FEBS Lett., 259, 254-256.

55. Baker, K. J., East, J. M., and Lee, A. G. (1995) Mechanism of inhibition of the Ca2+-ATPase by melittin. Biochemistry 34, 3596-3604.

56. Barnes, B. (1989) Freeze avoidance in mammal body temperatures below 0°C in arctic hibernator. Science 244, 1593-1595.

57. Bartlett, G. R. (1959) Phosphorus assay in column chromatography. J. Biol. Chem. 234, 466-468.

58. Baskin, R. J., and Hanna, S. (1979) Cross-linking of the (Ca2+ + Mg2+)-ATPase protein. Biochim. Biophys. Acta 576, 61-70.

59. Baskin, R. J., and Kawamoto, R. (1984) Stereological analysis of transverse tubules and sarcoplasmic reticulum isolated from normal and dystrophic skeletal muscle. Biochim. Biophys. Acta 771, 109-118.

60. Bastide, B., Conti, A., Sorrentino, V., and Mounier, Y. (2000) Properties of ryanodine receptor in rat muscles submitted to unloaded conditions. Biochem. Biophys. Res. Commun. 270, 442-447.

61. Bate-Smith, E. S. (1938) The buffering of muscle in rigor: protein, phosphate, and carnosine. J. Physiol. 92, 336-343.

62. Bayer, K. U., Harbers, K., and Schulman, H. (1998) AlphaKAP is an anchoring protein for a novel CaM kinase II isoform in skeletal muscle. EMBO J. 17, 55985605.

63. Bazzo, R., Tappin, M. J., Pastore, A., Harvey, T. S., Carver, J. A., and Campbell, I. D. (1988) The structure of melittin. A 'H-NMR study in methanol. Eur. J. Biochem. 173, 139-146.

64. Beeler, T., and Keffer, J. (1984) The rate of Ca translocation by sarcoplasmic reticulum (Ca2+ + Mg2+)-ATPase measured with intravesicular arsenazo III. Biochim. Biophys. Acta 773, 99-105.

65. Belcastro, A. N. (1993) Skeletal muscle calcium-activated neutral protease (calpain) with exercise. J. Appl. Physiol. 74, 1381-1386.

66. Belke, D. D., Pehowich, D. J., and Wang, L. C. H. (1987) Seasonal variation in calcium uptake by cardiac sarcoplasmic reticulum in a hibernator, the Richardson's ground squirrel. J. Therm. Biol. 12, 53-56.

67. Berridge, M. J. (1993) Inositol trisphosphate and calcium signalling. Nature 361, 315-325.

68. Bertocchini, F., Ovitt, C.E., Conti, A., Barone, V., Scholer, H.R., Bottinelli, R., Reggiani, C., and Sorrentino, V. (1997) Requirement for the ryanodine receptor type 3 for efficient contraction in neonatal skeletal muscles. EMBO J. 16, 69566963.

69. Bigelow, D. J., and Inesi, G. (1992) Contributions of chemical derivatization and spectroscopic studies to the characterization of the Ca2+ transport ATPase of sarcoplasmic reticulum. Biochim. Biophys. Acta 1113, 323-338.

70. Birmachu, W., and Thomas, D. (1990) Rotational dinamics of the Ca-ATPase in sarcoplasmic reticulum studied by time resolved phosphorescence anisotropy. Biochemistry 29,3904-3914.

71. Block, B. A. (1994) Thermogenesis in muscle. Ann. Rev. Physiol. 56, 535-577.

72. Boldyrev, A. A., and Petukhov, V. B. (1978) Localization of carnosine effect on the fatigued muscle preparation. Gen. Pharmacol. 9, 17-20.

73. Boldyrev, A. A., and Severin, S. E. (1990) The histidine-containing dipeptides, carnosine and asnserine: distribution, properties and biological significance. Adv. Enzyme Regul. 30, 175-193.

74. Brandi, C. J., Green, N. M., Korczak, B., and MacLennan, D. H. (1986) Two Ca2+ ATPase genes: homologies and mechanistic implications of deduced amino acid sequences. Cell 44, 597-607.

75. Brandt, N.R., Caswell, A.H., Brunschwig, J.-P., Kang, J.-J., Antoniu, B., and Ikemoto, M. (1992) Effects of anti-triadm antibody on Ca release from sarcoplasmic reticulum. FEBS Lett. 299, 57-59.

76. Brandt, N.R., Caswell, A.H., Wen, S.-R., and Talvenheimo, J.A. (1990) Molecular interactions of the junctional foot protein and dihydropyridine receptor in skeletal muscle triads. J. Membr. Biol. 113, 237-251.

77. Buettner, G. R. (1987) Spin trapping: ESR parameters of spin adducts. Free Rad. Biol. Med., 3,259-303.

78. Burkli A., and Cherry R. J., (1981) Rotational motion and flexibility of Ca, Mg-dependent adenosine 5'-triphosphatase in sarcoplasmic reticulum membranes. Biochemistry 20,138-145.

79. Burns, K., and Michalak, M. (1993) Interactions of calreticulin with proteins of the endoplasmic and sarcoplasmic reticulum membranes. FEBS Lett. 318, 181-185.

80. Cala, S. E., and Jonez, L. R. (1991) Phosphoiylation of cardiac and skeletal muscle calsequestrin isoforms by casein kinase II. Demonstration of cluster of unique rapidly phosphorylated sites in cardiac calsequestrin. J. Biol. Chem. 266, 391-398.

81. Campagnola, P. J., Wei, M. D., Lewis, A., and Loew, L. M. (1999) High-resolution nonlinear optical imaging of live cells by second harmonic generation. Biophys. J. 77,3341-3349.

82. Campbell, K. P., MacLennan, D. H., and Jorgensen, A. O. (1983) Staining of the Ca2+-binding proteins, calsequestrin, calmodulin, troponin C, and S-100, with the cationic carbocyanine dye "Stains-all". J. Biol. Chem. 258, 11267-11273.

83. Carafoli, E. (1991) Calcium pump of the plasma membrane. Physiol. Rev. 71, 129153.

84. Carvalho-Alves, P. C., Oliveira, C. R., and Verjovski-Almeida, S. (1985) Stoichiometric photolabeling of two distinct low and high affinity nucleotide sites in sarcoplasmic reticulum ATPase. J. Biol. Chem. 260, 4282-4287.

85. Castellani, L., Hardwicke, P. M. D., and Vibert, P. (1985) Dimer ribbons in the three-dimensional structure of sarcoplasmic reticulum. J. Mol. Biol. 185, 579-594.

86. Caswell, A. H., and Brandt, N. R. (1981) Ion-induced release of calcium from isolated sarcoplasmic reticulum. J. Membr. Biol. 58, 21-33.

87. Chen, S.R.W., Ebisawa, K., Li, X., and Zhang, L. (1998) Molecular identification of the ryanodine receptor Ca2+ sensor. J. Biol. Chem. 273, 14675-14678.

88. Chen, Z., Sheves, M., Lewis, A., and Boulevich, O. (1994) A comparison of second harmonic generation from light-adapted, dark adapted, blue, and purple membrane. Biophys.J. 67, 1155-1160.

89. Chu, A., Diaz-Munoz, M., Hawkes, M. J., Brush, K., Hamilton, S. L. (1990) Ryanodine as a probe for the functional state of the skeletal muscle sarcoplasmic reticulum calcium release channel. Mol. Pharmacol. 37, 735-741.

90. Chu, A., Sumbilla, C., Inesi, G., Jay, S. D., and Campbell, K. P. (1990a) Specific association of calmodulin-dependent protein kinase and related substrates with the junctional sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Biochemistry 29, 5899-5905.

91. Coan, C., Scales, D. J., and Murphy, A. (1986) Oligovanadate binding to sarcoplasmic reticulum ATPase. Evidence for substrate analogue behavior. J. Biol. Chem. 261, 10394-10403.

92. Cohen, P. (1989) The structure and regulation of protein phosphatases. Ann. Rev. Biochem. 58, 453-508.

93. Coll, R. J., and Murphy, A. J. (1985) Sarcoplasmic reticulum Ca-ATPase: product inhibition suggests an allosteric site for ATP activation. FEBS Lett., 187, N1, 131134.

94. Coll, R. J., and Murphy, A. J. (1991) Kinetic evidence for two nucleotide binding site on the Ca-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Biochemistry, 30, N6, 14561461.

95. Collins, J. H., Tarcsafalvi, A., and Ikemoto, N. (1990) Identification of a region of calsequestrin that binds to the junctional face membrane of sarcoplasmic reticulum. Biochem. Biophys. Res. Commun. 167, 189-193.

96. Coppolino, M. G., and Dedhar, S. (1998) Molecules in focus. Calreticulin. Int. J. Biochem. Cell Biol 30, 553-558.

97. Crush, K. (1970) Carnosine and related substances in animal tissues. Comp. Biochem. Physiol., 34, 3-30.

98. Cuppoletti, J. (1989) Melittin inhibition of the gastric (H'-K'^-ATPase and photoaffinity labeling with I. Asidosalicylil melittin. Arch. Biochem. Biophys. 275, 263-270.

99. Cuppoletti, J. (1990) I25 I. Asidosalicylil melittin binding domains: evidence for a polypeptide receptor on the gastric (H+-K+)-ATPase. Arch. Biochem. Biophys. 278, 409-415.

100. Cuppoletti, J., and Abbott, A. J. (1990) Interaction of melittin with the (Na+-K+)ATPase: evidence for a melittin induced conformational change. Arch. Biochem. Biophys. 283 249-257.

101. Cuppoletti, J., Huang, P., Kaetzel, M. A., and Malinowska, D. H. (1993) Stimulus-associated protein in gastric parietal cell detected using antimelittin antibody. Am. J. Physiol. 264, G637-G644.

102. Dalton, K. A., Pilot, J. D., Mall, S., East, J. M., and Lee, A. G. (1999) Anionic phospholipids decrease the rate of slippage on the Ca(2+)-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Biochem. J. 342, 431-438.

103. Damiani, E., Sacchetto, S., and Margreth, A. (2000a) Phosphoiylation of anchoring protein by calmodulin protein kinase associated to the sarcoplasmic reticulum of rabbit fast-twitch muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun. 279, 181-189.

104. Dawson, C. R., Drake, A. F., Hellivell, J., and Hider, R. C. (1978) The interaction of bee melittin with lipid bilayer membranes. Biochim. Biophys. Acta 510, 75-86.

105. De Foresta, B., Chapeil, P., and Le Maire, M. (1990) Different classes of tryptophan residues involved in conformational changes characteristic of the sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase cycle. Eur. J. Biochem. 194, 383-288.

106. De Grado, W. F„ Musso, G. F., Lieber, M., Kaiser, E. T., and Kezdy, F. J. (1982) Kinetics and mechanism of hemolysis induced by melittin and by synthetic melittin analogue. Biophys. J. 37, 329-338.

107. De Meis L., and Inesi G. (1982) The transport of calcium by sarcoplasmic reticulum and various microsomal preparations. In: Membrane transport of calcium (Carafoli E., ed.). Academic Press, London, 22-226.

108. De Meis, L., and Vianna, A. L. (1979) Energy interconversion by the Ca2+-transport ATPase of sarcoplasmic reticulum. Ann. Rev. Biochem. 48, 272-292.

109. Dean, W. L., and Tanford, C. (1978) Properties of a delipidated, detergent-activated Ca2+-ATPase. Biochemistry 17, 1683-1690.

110. Degani, C., and Boyer, P. D. (1973) A borohydride reduction method for characterization of the acyl phosphate linkage in proteins and its application to sarcoplasmic reticulum adenosine triphosphatase. J. Biol. Chem. 248, 8222-8226.

111. Dempsey, C. E. (1990) The actions of melittin on membranes. Biochim. Biophys. ¿eta 1031, 143-161.

112. Denborough, M. (1998) Malignant hyperthermia. Lancet 352, 1131-1136.

113. Dode, L., Van Baelen, K., Wuytack, F., and Dean, W. L. (2001) Low temperature molecular adaptation of the skeletal muscle sarco(endo)plasmic reticulum Ca

114. ATPase 1 (SERCA 1) in the wood frog (Rana sylvatica). J. Biol. Chem. 276, 39113919.

115. Drake, A. F., and Hider, R. C. (1979) The structure of melittin in lipid bilayer membranes. Biochim. Biophys. Acta 555, 371-373.

116. Dufourcq, J., and Faucon, J.-F. (1977) Intrinsic fluorescence stude of lipid-protein interactions in membrane models: Binding of melittin, an amphipathic peptide, to phospholipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta 467, 1-11.

117. Dumonteil, E., Barre, H., and Meissner, G. (1993) Potential role of palmitoylLcarnitine modulation of the avian Ca release channel in muscular nonshivering thermogenesis. Biophys. J. 64, A304.

118. Dupont, Y., and Le Maire, M. (1980) Fluorometric study of the solubilized Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum. FEBS Lett. 115, 247-252.

119. Dupont, Y., Pougeoois, R., Ronjat, M., and Verjovsky-Almeida, S. (1985) Two distinct classes of nucleotide binding sites in sarcoplasmic reticulum Ca-ATPase revealed by 2',3'-0-(2,4,6-trinitrocyclohexadienylidene)-ATP. J. Biol. Chem. 260, 7241-7249.

120. Dux, L., and Martonosi, A. (1983) Two-dimensional arrays of proteins in sarcoplasmic reticulum and purified Ca -ATPase vesicles treated with vanadate. J. Biol. Chem. 258, 2599-2603.

121. Dux, L., Tailor, K. A., Ting-Beal, H. P., and Martonosi, A. (1985) Crystallization of the Ca -ATPase of sarcoplasmic reticulum by calcium and lanthanide ions. J. Biol. Chem. 260, 11730-11743.

122. Ebasi, S. (1958) A granule-bound relaxation factor in skeletal muscle. Arch. Biochem. Biophys., 76, 410-423.

123. Eberstein, A., and Sandow, A. (1976) Fatigue mechanisms in muscle fibers. In: The Effects of Use and Disuse in Neuromuscular Function (Guttman, E., and Hink, P., eds.). Amsterdam, Elsevier, 515-526.

124. Eckert, K., Grosse, R., Levitsky, D. O., Kusmin, A. V., Smirnov, V. N., and Repke, K. R. H. (1977) Determination and functional significance of low affinity nucleotide sites of Ca +Mg -dependent ATPase. Acta Biol. Med. Germ., 36, Kl-K10.

125. Eisenberg, D. (1984) Three-dimensional structure of membrane and surface proteins. Ann. Rev. Biochem. 53, 595-623.

126. El Hachimi Z., Tijuane M., Boissonnet G., Benjouad A., Desmadril M., and Yon J. M. (1990) Regulation of the skeletal muscle metabolism during hibernation of Jaculus orientalis. Comp. Biochem. Physiol. 96B, 457-459.

127. El-Hayek, R., Valdivia, C., Valdivia, H. H., Hogan, K., and Coronado, R. (1993)i

128. Palmitoyl carnitine: activation of the Ca release channel of skeletal muscle sarcoplasmic reticulum by palmitoyl carnitine and related long chain fatty acid derivatives. Biophys. J. 65, 779-789.

129. Engvall, E., and Perlman, P. (1971) Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). Quantitative assay of immunoglobulin G. Immunochemistry 8, 871-874.

130. Eu, J. P., Sun, J., Xu, L., Stalmer, J. S., and Meissner, G. (2000) The skeletal muscle calcium release channel: coupled 02 sensor and NO signaling functions. Cell 102, 499-509.

131. Fabiato, A. (1988) Computer programs for calculating total from specified free or free from specified total ionic concentrations in aqueous solutions containing multiple metals and ligands. Methods Enzymol. 157, 378-416.

132. Fahlman, A., Storey, J. M., and Storey, K. B. (2000) Gene up-regulation in heart during mammalian hibernation. Cryobiology 40, 332-342.

133. Fano, G., Marsili, V., Angelella, P., Aisa, M. C., Giambanko, I., and Donato, R. (1989) S-100ao protein stimulates Ca2+-induced Ca2+ release from isolatedsarcoplasmic reticulum vesicles. FEBSLett. 255, 381-384.i

134. Favero, G. F. (1999) Sarcoplasmic reticulum Ca release and muscle fatigue. J. Appl. Physiol 87,471-483.

135. Feng, W., Liu, G., Allen, P. D., and Pessah, I. N. (2000) Transmembrane redox sensor of ryanodine receptor complex. J. Biol. Chem. 275, 35902-35907.

136. Ferris, C.D., Huganir, R.L., Supattapone, S., and Snyder, S.H. (1992) Purified IP3 receptor mediates calcium flux in reconstituted lipid vesicles. Nature 342, 87-89.

137. Fiehn, W., and Hasselbach, W. (1970) The effect of phospholipase A on the calcium transport and the role of unsaturated fatty acids in ATPase activity of sarcoplasmic vesicles. Eur. J. Biochem. 154, 7-14.

138. Fink, R. H. A., and Veigel, C. (1996) Calcium uptake and release modulated by counter-ion conductances in the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Acta Physiol. Scand. 156, 387-396.

139. Fleischer, S., and Inui, M. (1989) Biochemistry and biophysics of excitation-contraction coupling. Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 18, 333-364.

140. Fortea, M.-I., Soler, F., and Fernandes-Belda, F. (2000) Insight into the uncoupling mechanism of sarcoplasmic reticulum ATPase using the phosphorylating substrate UTP.J. Biol. Chem. 275, 12521-12529.

141. Franzini-Armstrong, C., and Ferguson, D. G. (1985) Density and disposition ofy I

142. Ca -ATPase in sarcoplasmic reticulum membrane as determined by shadowing technique. Biophys. J. 48, 607-615

143. Franzini-Armstrong, C., and Protasi, F. (1997) Ryanodine receptors of striated muscles: a complex channel capable of multiple interactions. Physiol. Rev. 77, 699729.

144. Franzini-Armstrong, C., Kenney, L. J., and Varriano-Marston, E. (1987) The structure of calsequestrin in triads of vertebrate skeletal muscle: a deep-etch study. J. Cell. Biol 105,49-56.

145. Franzini-Armstrong, C., Protasi, F., and Ramesh, V. (1999) Shape, size, and distribution of Ca2+ release units and couplons in skeletal and cardiac muscles. Biophys. J. 77, 1528-1539.

146. Freedman, R. B., and Radda, G. K. (1968) The reaction of 2,4,6-trinitrobenzenesulfonic acid with amino acids, peptides, and proteins. Biochem. J., 108,383-391.

147. Froemming, G. R., and Ohlendieck, K. (1998) Oligomerisation of Ca -regulatory membrane components involved in the excitation-contraction-relaxation cycle during postnatal development of rabbit skeletal muscle. Biochim. Biophys. Acta 1387, 226-238.

148. Froemming, G.R., Pette, D., and Ohlendieck K. (1999) The 90-kDa junctional sarcoplasmic reticulum protein forms an integral part of a supramolecular triad complex in skeletal muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun. 261, 603-609.

149. Fruen, B.R., Bardy, J.M., Byrem, T.M., Strasburg, G.M., and Louis, C.F. (2000) Differential Ca(2+) sensitivity of skeletal and cardiac muscle ryanodine receptors in the presence of calmodulin. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 279, C724-C733.

150. Fukushima, N., Kohno, M., Kato, T., Kawamoto, S., Okuda, K., Misuk, Y., and Ueda, H. (1998) Melittin, a metabostatic peptide inhibiting Gs activity. Peptides 19, 811-819.

151. Fung, L. W.-M., and Johnson, M. E. (1984) Recent developments in spin label EPR methodology for biomembrane studies. Curr. Top. Bioenerg. 13, 107-15.

152. Galione, A., Lee, H. C., and Busa, W. B. (1991) Ca2+-induced Ca2+ release in sea urchin egg homogenates: modulation by cyclic ADP-ribose. Science 253, 11431146.

153. Gao, L., Tripathy, A., and Meissner, G. (1997) Evidence for a role of C-terminal amino acid residues in skeletal muscle Ca release channel (iyanodine receptor) function. FEBSLett. 412, 223-226.

154. Geiser, F. (1988) Reduction of metabolism during hibernation and daily torpor in mammals and birds: temperature effect or physiological inhibition? J. Comp. Physiol. 158B, 25-37.

155. Geiser, F., and Ruf, T. (1995) Hibernation versus daily torpor in mammals and birds. Physiological variables and classification of torpor patterns. Physiol. Zool. 68, 935-966.

156. Georghiou, S., Thompson, M., and Mukhopadhyay, A. K. (1981) Melittin-phospholipid interaction: Evidence for melittin aggregation. Biochim. Biophys. Acta 642, 429-432.

157. Georghiou, S., Thompson, M., and Mukhopadhyay, A. K. (1982) Melittin-phospholipid interaction studied by employing the single tryptophan residue as an intrinsic fluorescent probe. Biochim. Biophys. Acta 688, 441-452.

158. Gulevitch, V. S. (1911) Zur Kennetnis der Extractstoffe der Muskulen. Uber die Konstitution des Carnosine. Zisch. Pgysiol. Chem., 73, 434-443.

159. Gulevitch, V. S., and Amiradgibi, S. (1900) Uber das Carnosine, eine Neue Organische Base des Fleischeextreacten. Ber. Dtsch. Ges., 33, 1902-1903.

160. Guo, W., Jorgensen, A. O., Jones, L. R., and Campbell, K. P. (1996) Biochemical characterization and molecular cloning of cardiac triadin. J. Biol. Chem. 271, 458465.

161. Haberman, E. (1972) Bee and wasp venoms. Science 177, 314-322.

162. Han, J.W., Thieleczek, R., Varsanyi, M., and Heilmeyer, L. M. G. (1992) Compartmentalized ATP synthesis in skeletal muscle triads. Biochemistry 31, 377384.

163. Harmon, S., Froemmig, G. R., Leisner, E., Pette, D., and Ohlendieck, K. (2001) Selected contribution: Low-frequency stimulation of fast muscle affects abundance of Ca -ATPase but not its oligomenc status. J. Appl. Physiol. 90, 371-379.

164. Harrison, S. M., Lamont, C., and Miller, D. J. (1985) Carnosine and other natural imidazoles enhance muscle Ca sensitivity and are mimicked by caffeine and AR-L 115BS. J. Physiol. 371, 197P.

165. Hasselbach, W. (1978) The reversibility of the sarcoplasmic calcium pump. Biochim. Biophys. Acta 515, 23-53.

166. Hasselbach, W., and Makinose, M. (1962) ATP and active transport. Biochem. Biophys. Res. Commun. 7, 132-136.

167. Hazarika, P., Kaetzel, M. A., Sheldon, A., Karin, N. J., Fleischer, S., Nelson, T. E., and Dedman, J. R. (1991a) Annexin VI is associated with calcium-sequestering organelles. J. Cell. Biochem. 46, 78-85.

168. Hazarika, P., Sheldon, A., Kaetzel, M. A., Diaz-Munoz, M., Hamilton, S. L., and Dedman, J. R. (1991b) Regulation of the sarcoplasmic reticulum Ca2+-release channel requires intact annexin VI. J. Cell. Biochem. 46, 86-93.

169. Heldmaier, G., and Ruf, T. (1992) Body temperature and metabolic rate during natural hypothermia in endoterms. J. Comp. Physiol. 162B, 696-706.

170. Heller, H. C. (1979) In hibernation: neural aspects. Ann. Rev. Physiol. 41, 305-321.

171. Hermann-Frank, A., and Varsanyi, M. (1993) Enhancement of Ca2+ release channel activity by phosphorylation of the skeletal muscle ryanodine receptor. FEBS Lett. 332,237-242.

172. Hermann-Frank, A., Darling, E., and Meissner, G. (1991) Functional characterization of the Ca -gated Ca release channel of vascular smooth muscle sarcoplasmic reticulum. FEBS Lett. 221, 119-123.

173. Hidalgo, C., Thomas, D. D., and Ikemoto, N. (1978) Effect of the lipid environment on protein motion and enzymatic activity of sarcoplasmic reticulum calcium ATPase. J. Biol. Chem. 253, 6879-6887.

174. Hider, R. C., Khader, F., and Tatham, A. S. (1983) Lytic activity of monomeric and oligomeric melittin. Biochim. Biophys. Acta 728, 206-214.

175. Highsmith, S., Barker, D., and Scales, D. J. (1985) High-affinity and low-affinityivanadate binding to sarcoplasmic reticulum Ca -ATPase labeled with fluorescein isothiocyanate. Biochim. Biophys. Acta 817, 123-133.

176. Hymel, L., Maurer, A., Berenski, C., Jung, C. Y., and Fleischer, S. (1984) Target size of calcium pump protein from skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 259,4890-4895.

177. Ikeda, J., Kimura, T., and Tanaki, N. (1980) Activation of rabbit muscle fructose-1,6-bisphosphatase by histidine and carnosine. J. Biochem. 87, 179-185.

178. Ikemoto, N., and Nelson, R. W. (1984) Oligomeric regulation of the later reaction steps of the sarcoplasmic reticulum calcium ATPase. J. Biol. Chem. 259, 1179011797.

179. Ikemoto, N., Antoniu, В., Kang, J. J., Meszaros, L. G., and Ronjat, M. (1991) Intravesicular calcium transient during calcium release from sarcoplasmic reticulum. Biochemistry 30, 5230-5237.

180. Ikemoto, N., Komazaki, S., Takeshima, H., Nishi, M., Noda, Т., lino, M., and Endo, M. (1997) Functional and morphological features of skeletal muscle from mutant mice lacking both type 1 and type 3 ryanodine receptors. J. Physiol. 501, 305-312.

181. Ikemoto, N., Ronjat, M., Meszaros, L. G., and Koshita, M. (1989) Postulated role of calsequestrin in the regulation of calcium release from sarcoplasmic reticulum. Biochemistry 28, 6764-6771.

182. Imagawa, Т., Smith, J., Coronado, R., and Campbell, K. (1987) Purified ryanodineл ,receptor from muscle sarcoplasmic reticulum is the Ca -permeable pore of the calcium release channel. J. Biol. Chem., 262, 16636-16643.

183. Imamura, H. (1939) Chemie der Schlange. 1. Uber die N-Haltigen Extractivstoffe der Schlangenmusceln. J. Biochem. (Tokyo) 30, 479-490.

184. Inesi, G. (1971) P-nitrophenyl phosphate hydrolysis and calcium ion transport in fragmented sarcoplasmic reticulum. Science 171, 901-903.

185. Inesi, G. (1972) Active transport of calcium ion in sarcoplasmic membranes. Ann. Rev. Biophys. Bioeng. 1, 191-210.

186. Inesi, G. (1985) Mechanism of calcium transport. Ann. Rev. Physiol., 47, 573-601.

187. Inui, M., and Fleischer, S. (1988) Purification of Ca2+ release channel (ryanodine receptor) from heart and skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. Methods Enzymol. 157, 490-504.

188. Inui, M., Saito, A., and Fleischer, S. (1987) Purification of the ryanodine receptor and identity with feet structures of junctional terminal cisternae of sarcoplasmic reticulum from fast skeletal muscles. J. Biol. Chem. 262, 1740-1747.

189. James, P., Maeda, M., Fisher, R., Verma, A. K., Krebs, J., Penniston, J. Т., and Carafoli, E. (1988) Identification and primary structure of a calmodulin binding domain of the Ca2+ pump of human erythrocytes. J. Biol. Chem. 263, 2905-2910.

190. Jansky, L. (1990) Neuropeptides and the central regulation of body temperature during fever and hibernation. J Therm. Biol. 15, 329-347

191. Jenks, W. P. (1989) How does a calcium pump pump calcium? J. Biol. Chem. 264, 18855-18858.

192. Jenks, W. P. (1995) The mechanism of coupling chemical and physical reactions by the calcium ATPase of sarcoplasmic reticulum and other coupled vectorial systems. Biosci. Rep. 15, 283-287.

193. Jenks, W. P., and Hyatt, M. (1959) Effect of carnosine on glycolysis. Biochim. Biophys. Acta 31, 262-263.

194. Jenks, W. P., Yang, T., Peisach, D., and Myung, J. (1993) Calcium ATPase of sarcoplasmic reticulum has four binding sites for calcium. Biochemistry 32, 70307034.

195. Jilka, R. L., Martonosi, A. N., and Tillack, T. W. (1975) Effect of the purified (Mg +Ca )-activated ATPase of sarcoplasmic reticulum upon the passive Ca permeability and ultrastructure of phospholipid vesicles. J. Biol. Chem. 250, 75117524.

196. John, L. M., Lechleiter, J. D., and Camacho, P. (1998) Differential modulation of SERCA2 isoform by calreticulin. J. Cell Biol. 142,963-973.

197. Johnson, P., and Aldstack, J. (1984) Effect of carnosine and anserine on muscle and nonmuscle phosphorylase. Comp. Biochem. Physiol. 78B, 331-333.

198. Jona, I., Matko, J., and Martonosi, A. (1990) Structural dynamics of the Ca-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Temperature profiles of fluorescence polarization and intramolecular energy transfer. Biochim. Biophys. Acta 1028, 183-199.

199. Jorgensen, A.O., Shen, A. C. Y., Campbell, K. P., and MacLennan, D. H. (1983) Ultrastructural localization of calsequestrin in rat skeletal muscle by immunoferritin labeling of ultrathin frozen sections. J. Cell Biol. 97, 1573-1581.

200. Junge, W., Schonknecht, G., and Forster, V. (1986) Neutral Red as an indicator of pH transients in the lumen of thylakoids some answers to criticism. Biochim. Biophys. Acta 852, 93-99.

201. Kagari, T., Yamaguchi, N., and Kasai, M (1996) Biochemical characterization of calsequestrin-binding 30-kDa protein in sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun. 227, 700-706.

202. Kaiser, E. T., and Kezdy, F. J. (1984) Amphiphilic secondary structure: design of peptide hormones. Science 223, 249-255.

203. Karon, B. S., Geddis, L. M., Kutchai, H., and Thomas, D. D. (1995) Anesthetics alter the physical and functional properties of the Ca-ATPase in cardiac sarcoplasmic reticulum. Biophys. J. 68, 936-945.

204. Karon, B. S., Mahaney, J. E., and Thomas, D. D. (1994) Halothane and cyclopiazonic acid modulate Ca-ATPase oligomeric state and function in sarcoplasmic reticulum. Biochemistry 33, 13928-13937.

205. Kawasaki, T., and Kasai, M. (1994) Regulation of calcium channel in sarcoplasmic reticulum by calsequestrin. Biochem. Biophys. Res. Commun. 199, 1120-1127.

206. Kempner, E. S., and Fleisher, S. (1989) Radiation inactivation of membrane components and molecular mass determination by target analysis. Methods Enzymol. 172,410-439.

207. Kielley, W. W., and Meyerhof, O. (1948) Studies on adenosinetriphosphatase of muscle. II. A new magnesium-activated adenosinetriphosphatase. J. Biol. Chem. 176, 591-601.

208. Kim, D.H., Ohnishi, S.T., and Ikemoto, N. (1983) Kinetic studies of calcium release from sarcoplasmic reticulum in vitro. J. Biol. Chem. 258, 9662-9668.

209. King, T. P., Sobotka, A. K., Kochoumian, I., and Lichtenstein, L. M. (1976) Allergens of honey bee venom. Arch. Biochem. Biophys. 172, 661-671.

210. Knudson, C.M., Stand, K.K., Moomaw, C.R., Slaudhter, C., and Campbell, K.P. (1993) Primary structure and topological analysis of a skeletal muscle-specific junctional sarcoplasmic reticulum glycoprotein (triadin). J. Biol. Chem. 268, 1264612654.

211. Kokoz, Yu. M., Grichenko, A. S., Korystova, A. F., Lankina, D. A., and Markevich, N. I. (1999) Effect of isoproterenol on the L-type Ca2+ current in cardiac cell from rats and hibernating ground squirrels. Biosci. Rep. 19,17-25.

212. Kokoz, Yu. M., Markevich, N. I., Korystova, A. F., Lankina, D. A., and Alekseev, A. E. (1997) The kinetic characteristics of the L-type calcium channels in cardiaccells of hibernators. 2. Analysis of the kinetic model. Membr. Cell. Biol. 11, 213234.

213. Kondo, N. (1986) Excitation-contraction coupling in the myocardium of hibernating chipmunks. Experientia 42, 1220-1222.

214. Kondo, N. (1987) Identification of a pre-hibernating state in myocardium from nonhibernating chipmunks. Experientia 43, 873-875.

215. Kondo, N. (1988) Comparison between effects of caffeine and ryanodine on electromechanical coupling in myocardium of hibernating chipmunks: role of internal Ca2+ stores. Br. Pharmacol. 95, 1287-1291.

216. Kondo, N., and Shibata, S. (1984) Calcium source for excitation-contraction coupling in myocardium of nonhibernating and hibernating chipmunks. Science 225, 641-643.

217. Kourie, J.I. (1998) Interaction of reactive oxygen species with ion transport mechanisms. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. 275, C1-C24.

218. Koyabu, S., Imanaka-Yoshida, K., Ioshi, S. O., Nakano, T., and Yoshida. T. (1994) Switching of the dominant calcium sequestering protein during skeletal muscle differentiation. Cell Motility & Cytoskeleton 29, 259-270.

219. Kracke, G. R., and Martonosi, A. (1984) Fluorescence studies of ATPase interactions in sarcoplasmic reticulum. Biophys. J. 45, 190a.

220. Krause, K., and Michalak, M. (1997) Calreticulin. Cell 88,439-443.

221. Kutchai, H., Mahaney, J. E., Geddis, L. M., and Thomas, D. D. (1994) Hexanol and lidocaine affect the oligomeric state of the Ca-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Biochemistry 33, 13208-13222.

222. Laemmli, U. K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature 227, 680-685.

223. Lai, F., and Meissner, G. (1989) The muscle ryanodine receptor and its intrinsic Ca channel activity. J. Bioenerg. Biomembr. 21, 227-246.

224. Lai, F., Erickson, H., Rousseau, E., Liu, Q.-Y., and Meissner, G. (1988) Purification and reconstitution of the calcium release channel from skeletal muscle. Nature 331, 315-319.

225. Lamb, G. D. (2000) Excitation-contraction coupling in skeletal muscle: comparison with cardiac muscle. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 27, 216-224.

226. Lannergren, J., and Westerblad, H. (1989) Caffeine induces a marked tension increase in fatigued single fibres isolated from a mouse foot muscle. J. Physiol. 415, 119P.

227. Lannergren, J., and Westerblad, H. (1989) Maximum tension and force-velocity properties of fatigued single Xenopus muscle fibers studied by caffeine and high K+. J. Physiol., 409,473-490.

228. Laver, D. R., Eager, K. R., Taoube, L., and Lamb, G. D. (2000) Effects of cytoplasmic and luminal pH on Ca release channel from rabbit skeletal muscle. Biophys. J. 78, 1835-1851.

229. Le Maire, M., Jorgensen, K. E., Roigaard-Petersen, H., and Moller, J. V. (1976) Properties of deoxycholate solubilized sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase. Biochemistry 15, 5805-5812.

230. Lee, A. G. (1998) How lipids interact with an intrinsic membrane protein: the case of the calcium pump. Biochim. Biophys. Acta 1376, 381-390.

231. Lee, A. G., Dalton. K. A., Duggleby. R. C., East. J. M., and Starling. A. P. (1995) Lipid structure and Ca -ATPase function. Biosci. Rep. 15, 289-298.

232. Lee, H.C. (1997) Mechanisms of calcium signaling by cyclyc ADP-ribose and NAADP. Physiol. Rev. 77, 1133-1164.

233. Lennon, N. J., Harmon, S., Mackey, A., and Ohlendieck, K (1999) Oligomerization of the sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase SERCA2 in cardiac muscle. Molec. Cell Biol. Res. Commun. 1, 182-187.

234. Leong, P., and MacLennan, D. H. (1998) A 37-amino acid sequence in the skeletal muscle ryanodine receptor interacts with the cytoplasmic loop between domains II and III in the skeletal muscle dihydropyridine receptor. J. Biol. Chem. 273, 77917794.

235. Lepock, J. R., Rodahl, A. M., Zhang, C., Heynen, M. L., Waters, B., and Cheng, K. H. (1990) Thermal denaturation of the Ca-ATPase of sarcoplasmic reticulum reveal two thermodinamically independent domains. Biochemistry 29, 681-689.

236. Ligari, G., Stefani, M., Berti, A., Nassi, P., and Ramponi, G. (1980) Effect of acylphosphates on Ca2+ uptake by sarcoplasmic reticulum vesicles. Arch. Biochem. Biophys. 200,357-363.

237. Liu, Q.-Y., Lai, F.A., Rousseau, E., Jones, R.V., and Meissner, G. (1989) Multiple conductance states of the purified calcium release channel complex from skeletal sarcoplasmic reticulum. Biophys. J. 55, 415-424.

238. Lokuta, A. J., Meyers, M. B., Sander, P. R., Fishmen, G. I., and Valdivia, H. H. (1997) Modulation of cardiac ryanodine receptors by sorcin. J. Biol. Chem. 272, 25333-25338.

239. Lowry, O. H., Rosebrough, N. G., Farr, A. L., and Randall, R. J. (1951) Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 193, 265-272.

240. Ludi, H., and Hasselbach, W. (1982) Fluorescence studies on N-(3-pyrene)maleinimide-labeled sarcoplasmic reticulum ATPase in native and solubilized membranes. Z. Naturforsch. 37, 1170-1179.

241. Lyman, C. P., Willis, J. S., Malan, A., and Wang, L. C. H. (1982) Hibernation and Torpor in Mammals and Birds. Academic Press, New York, XXX p.

242. Ma, J., and Coronado, R. (1988) Heterogeneity of conductance states in calcium channels of skeletal muscle. Biophys. J. 53, 387-395.

243. Ma, J., and Zhao, J. (1994) Highly cooperative and hysteretic response of the skeletal muscle ryanodine receptor to changes in proton concentrations. Biophys. J. 67,626-633.

244. MacDonald, J. A., and Storey, K. B. (1999) Regulation of ground squirrel Na,K-ATPase activity by reversible phosphorylation during hibernation. Biochem. Biophys. Res. Commun. 254,424-429.

245. Mackrill, J.J. (1999) Protein-protein interactions in intracellular Ca -release mechanism. Biochem. J. 337, 345-361.

246. MacLennan, D. H., Brandl, C. J., Korczak, B., and Green, N. M. (1985) Amino-acid sequence of a Ca2++Mg2+-dependent ATPase from rabbit muscle sarcoplasmic reticulum, deduced from its complementary DNA sequence. Nature 316, 696-700.

247. MacLennan, D. H., Campbell, K. P., and Reithmeier, R. A. F. (1983) Calsequestrin. Calcium Cell Function 4, 151-173.

248. MacLennan, D. H., Ostwald, T. J., and Stewart, P. S. (1974) Structural components of the sarcoplasmic reticulum membrane. Ann. N. Y. Acad. Sei. 227, 527-536.

249. MacLennan, D. H., Rice, W. J., and Green, N. M. (1997) The mechanism of Ca2+ transport by sarco(endo)plasmic reticulum Ca -ATPase. J. Biol. Chem. 246, 27022710.

250. Maguire, P. B., and Ohlendieck K. (1996) Oligomerization of sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase from rabbit skeletal muscle. FEBS Lett. 396, 115-118.

251. Mahaney, J. E., and Thomas, D. D. (1991) Effects of melittin on molecular dynamics and Ca -ATPase activity in sarcoplasmic reticulum membranes: electron paramagnetic resonance. Biochemistry 30, 7171-7180.

252. Mahaney, J. E., Kleinschmidt, J., Marsh, D., Thomas, D. D. (1992) Effects of melittin on lipid protein interactions in sarcoplasmic reticulum membranes. Biophys. J. 63, 1513-1522.

253. Mannon, A., Jakerman, P., Dunnet, M., Harris, R., and Willan, T. (1990) The contribution of carnosine to skeletal muscle buffering in man. J. Physiol. 429, 6876.

254. Manuta, M., Rossi, D., Simeoni, I., Butelli, E., Romanin, C., Sorrentino, V., and Schindler, H. (2000) ATP-induced activation of expressed RyR3 at low free calcium. FEBS Lett. 471, 256-260.

255. Marks, A.R. (1996) Cellular functions of immunophillins. Physiol. Rev. 76, 631649.

256. Marsh, D. (1981) Electron spin resonance: Spin Labels. In: Membrane Spectroscopy (Grell, E., ed.). Springer Verlag, Berlin, 76-81.

257. Martonosi, A. (1984) Mechanism of Ca2+ release from sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Physiol. Rev. 64, 1240-1320.

258. Martonosi, A. (1996) Structure-function relationship in the Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum: facts, speculations and questions for the future. Biochim. Biophys. Acta 1275, 111-117.

259. Martonosi, A. N., and Feretos, R. (1964) Sarcoplasmic reticulum. I. The uptake of Ca2+ by sarcoplasmic reticulum fragments. J. Biol. Chem., 239, 659-668.

260. Marx, S.O., Ondrias, K., and Marks, A. R. (1998) Coupled gating between individual skeletal muscle Ca2+ release channels (ryanodine receptors). Science 281, 818-821.

261. Maulet, J., Mathey-Prevot, B., Kaiser, G., Ruegg, U. T, and Fulpius B. W. (1980) Purification and chemical characterization of melittin and acetylated derivatives. Biochim. Biophys. Acta 625, 274-280.

262. Maurer, A., and Fleischer, S. (1984) Decavanadate is responsible for vanadate-induced two dimentional crystals in sarcoplasmic reticulum. J. Bioenerg. Biomembr. 16,491-505.

263. McPherson, P. S., and Campbell, K. P. (1993a) The ryanodine receptor/Ca release channel. J. Biol. Chem. 268, 13765-13768.

264. McPherson, P.S., and Campbell, K.P. (1993b) Characterization of the major braini.form of the ryanodine receptor/Ca release channel. J. Biol. Chem. 268, 1978519790.

265. Meissner, G. (1975) Isolation and characterization of two types of sarcoplasmic reticulum vesicles. Biochim. Biophys. Acta, 389, 51-68.

266. Meissner, G. (1986) Evidence of a role for calmodulin in the regulation of calcium release from skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. Biochemistry 25, 244-251.

267. Meissner, G. (1994) Ryanodine receptor/Ca release channels and their regulation by endogenous effectors. Ann. Rev. Physiol. 56, 485-508.

268. Meissner, G., and Henderson, J.S. (1987) Rapid calcium release from cardiac sarcoplasmic reticulum vesicles is dependent on1. Ca'T andis modulated by Mg , adenine nucleotide, and calmoduline. J. Biol. Chem. 262, 3065-3073.

269. Meissner, G., and Lu, X. (1995) Dihydropyridine receptor-ryanodine receptor interactions in skeletal muscle excitation-contraction coupling. Biosci. Rep. 15, 399408.

270. Meissner, G., Conner, G. E., and Fleischer, S. (1973) Isolation of sarcoplasmic reticulum by zonal centrifugation and purification of Ca2+-pump and Ca2+-binding proteins. Biochim. Biophys. Acta 298, 246-269.

271. Meissner, G., Darling, E., and Eveleth, J. (1986) Kinetics of rapid Ca release by1.^ isarcoplasmic reticulum. Effects of Ca , Mg , and adenine nucleotides. Biochemistry 25, 236-244.

272. Meldolesi, J., Krause, K. H., and Michalak, M. (1996) Calreticulin: how many functions in how many cellular compartments? Cell Calcium 20, 83-86.

273. Melgunov, V. I., and Akimova, E. I. (1980a) On subunit structure of Ca-ATPase of sarcoplasmic reticulum. FEBSLett. Ill, 197-200.

274. Melgunov, V. I., and Akimova, E. I. (1980b) The dependence for reactivation ofIlipid-depleted Ca -ATPase of sarcoplasmic reticulum by non-ionic detergents on their hydrophile-lipophile balance. FEBSLett. 121,235-238.

275. Merino, J. M., Gutierrez-Merino, C., and Henao, F. (1999) Plausible stoichiometry of the interacting nucleotide-binding sites in the Ca -ATPase from sarcoplasmic reticulum. Arch. Biochem. Biophys. 368, 298-302.

276. Mersol, J. V., Kutchai, H., Mahaney, J. E., and Thomas, D. D. (1995) Self-association accompanies inhibition of Ca-ATPase by thapsigargin. Biophys. J. 68, 208-215.

277. Meszaros, L. G., Bak, J., and Chu, A. (1993) Cyclic ADP-ribose as an endogenousIregulator of the non-skeletal type ryanodine receptor Ca channel. Nature 364, 7679.

278. Meyers, M. B., Pickel, V. M., Sheu, S. S., Sharma, V. K., Scotto, K. W., and Fishman, G. I. (1995) Association of sorcin with the cardiac ryanodine receptor. J. Biol. Chem. 270, 26411-26418.

279. Michalak, M., Dupraz, P., and Soshan-Barmatz, V. (1988) Ryanodine binding to sarcoplasmic reticulum membranes: comparison between cardiac and skeletal muscle. Biochim. Biophys. Acta 939, 587-594.

280. Milner, R.E., Michalak, M., and Wang, L.C.H. (1991) Altered properties of calsequestrin and the ryanodine receptor in the cardiac sarcoplasmic reticulum of hibernating mammals. Biochim. Biophys. Acta 1063, 120-128.

281. Mintz E., and Guillain F. (1997) Ca transport by sarcoplasmic reticulum ATPase. Biochim. Biophys. Acta 1318, 52-70.

282. Mintz E., Lacapere J. J., Guillain F. (1990) Reversal of the sarcoplasmic reticulum ATPase cycle by substituting various cations for magnesium. Phosphorylation and ATP synthesis when Ca2+ replaces Mg2+. J. Biol. Chem. 265, 18762-18768.

283. Missiaen, L., Taylor, C. W., and Berridge, M. J. (1992) Luminal Ca2+ promoting spontaneous Ca2+ release from inositol trisphosphate-sensitive stores in rat hepatocytes. J. Physiol. 455, 623-640.

284. Mollay, C., and Kreil, G. (1973) Fluorometric measurement on the interaction of melittin with lecithin. Biochim. Biophys. Acta 316, 196-203.

285. Mollay, C., Kreil, G., and Berger, H. (1976) Action of phospholipases on the cytoplasmic membrane of E.coli. Stimulation by melittin. Biochim. Biophys. Acta 426,317-324.

286. Moller, J. V., Andersen, J. P., and Le Maire, M. (1982) The sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase. Mol. Cell. Biochem. 42, 83-107.

287. Moller, J. V., Juul, B., and Le Maire, M. (1996) Structural organization, ion transport, and energy transduction of P-type ATPases. Biochim. Biophys. Acta 1286, 1-51.

288. Moller, J. V., Lind, K. E., and Andersen, J. P. (1980) Enzyme kinetics and substrate stabilization of detergent-solubilized and membraneous (Ca2++Mg2+)-activated ATPase from sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 255, 1912-1920.

289. Morgan, C. G., Williamson, H, Fuller, S, and Hudson, B. (1983) Melittin inducesfusion of unilamellar phospholipid vesicles. Biochim. Biophys. Acta 732, 668-674. .

290. Morii, H., Takisawa, H., and Yamamoto, T. (1985) Inactivation of a Ca -induced

291. Ca release channel from skeletal muscle sarcoplasmic reticulum during active Ca2+ transport. J. Biol Chem. 260, 11536-11541.

292. Morrissette, J., Heisermann, G., Cleary, J., Ruoho, A., and Coronado, R. (1993) Cyclic ADP-ribose induced Ca release in rabbit skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. FEBS Lett. 330, 270-274.

293. Moutin, M. J., and Dupont, Y. (1988) Rapid filtration of Ca2+-induced Ca2+ release from skeletal sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 263, 4228-4235.

294. Murphy, A. J. (1976) Cross-linking of the sarcoplasmic reticulum ATPase protein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 70, 160-166.

295. Murphy, A. J. (1978) Effects of divalent cations and nucleotides on the reactivity of the sulfhydryl groups of sarcoplasmic reticulum membranes. Evidence for structural changes occuring during the calcium transport cycle. J. Biol Chem., 253, 385-389.

296. Murphy, A. J. (1988) Affinity labeling of the active site of the Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum. Biochim. Biophys. Acta 946, 57-65.

297. Murray, B. E., and Ohlendieck, K. (1998) Complex formation between calsequestrin and the ryanodine receptor in fast- and slow-twitch rabbit skeletal muscle. FEBS Lett. 429, 317-322.

298. Nakamura, J., Tajima, G., and Sato, C. (2002b) Substrate regulation of calciumbinding in Ca -ATPase molecules of sarcoplasmic reticulum. II. Effect of CTP,

299. GTP, ITP, and UTP. J. Biol. Chem. 277, 24191-24196.

300. Nakamura, J., Tajima, G., Sato, C., Furukohri, T., and Konishi, K. (2002a)• I

301. Substrate regulation of calcium binding in Ca -ATPase molecules of sarcoplasmic reticulum. I. Effect of ATP. J. Biol Chem. 277,24180-24190.

302. Nakamura, Y., and Tonomura, Y. (1978) Reaction mechanism of p-nitrophenylphosphatase of sarcoplasmic reticulum. Evidence for two kinds of phosphorylated intermediate with and without bound p-nitrophenol. J. Biochem. 83, 571-583.

303. Napier, R. M., East, J. M., and Lee, A. G. (1987) State of aggregation of the (Ca2+ + Mg2+)-ATPase studied using chemical cross-linking. Biochim. Biophys. Acta 903, 374-380.

304. Napolitano, C. A., Cooke, P., Segalman, K., and Herbette, L. (1983) Organization of calcium pump protein dimers in the isolated sarcoplasmic reticulum membrane. Biophys. J. 42, 119-125.

305. Nassar-Gentina, V., Passonneau, J. V., and Rapoport, S. I. (1981) Fatigue and metabolism of frog muscle fibers during stimulation and in response to caffeine. Am. J: Physiol., 241, C160-C166.

306. Noguchi, N., Takasawa, S., Nata, K., Tohgo, A., Kato, I., Ikehata, F., Yonekura, H., and Okamoto, H. (1997) Cyclic ADP-ribose binds to FK506-binding protein 12.6 to release Ca2+ from islet microsomes. J. Biol. Chem. 272, 3133-3136.

307. O'Brian, C.A., and Ward, N.,E. (1989) ATP-sensitive binding domain of melittin to the catalytic domain of protein kinase C. Mol. Pharmacol. 36, 355-359.

308. O'Dowd, A., O'Dowd, J. J., O'Dowd, J. J. M., MacFarlane, N., Abe, H., and Miller, D. (1992) Analysis of novel imidazoles from isolated perfused rabbit heart by two high-performance liquid chromatography methods. J. Chromatography 577, 347353.

309. Ogawa, Y., and Ebashi, S. (1976) Ca-releasing action of (iy-methylene adenosine triphosphate on fragmented sarcoplasmic reticulum. J. Biochem. (Tokyo) 80, 11491157.

310. Ogawa, Y., Kurebayashi, N., and Murayama, T. (1999) Ryanodine receptor isoforms in excitation-contraction coupling. Adv. Biophys. 36, 27-64.

311. Orlov, S. N., Li, J.-M., Tremblay, J., and Hamet, P. (1995) Genes of intracellular calcium metabolism and blood pressure control in primary hypertension. Semin. Nephrol. 15, 569-592.

312. Orr I., and Shoshan-Barmatz, V. (1996) Modulation of the skeletal muscle ryanodine receptor by endogenous phosphorylation of 160/150-kDa proteins of the sarcoplasmic reticulum. Biochim. Biophys. Acta 1283, 80-88.

313. Peitsch, M. C., Borner, C., and Tschopp L. (1993) Sequence similarity of phospholipase Ai activating protein and the G protein subunits: a new concept of effector protein activation in signal transduction? Trends Biochem. Sci. 18, 292-293.

314. Penner, R., Neher, E., Takeshima, H., Nishimura, S., and Numa, S. (1989) Functional expression of the calcium release channel from skeletal muscle ryanodine receptor cDNA. FEBS Lett. 259, 217-221.

315. Pessah, I., Francini, A., Scales, D., Waterhouse, A., and Casida, J. (1986) Calcium-ryanodine receptor complex. Solubilization and partial characterization from skeletal muscle junctional sarcoplasmic reticulum vesicles. J. Biol. Chem. 261, 8643-8648.

316. Pessah, I., Waterhouse, A., and Casida, J. (1985) The calcium-ryanodine receptor complex of skeletal and cardiac muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun. 128, 449-456.

317. Pick U. (1982) The interaction of vanadate ions with the Ca-ATPase from sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 257, 6111-6119.

318. Pick, U., and Racker, E. (1979) Inhibition of the (Ca2+)ATPase from sarcoplasmicIreticulum by dicyclohexylcarbodnmide: evidence for location of the Ca binding site in a hydrophobic region. Biochemistry 18, 108-113.

319. Picot, D., Loll, P. J., and Garavito, R. M. (1994) The X-ray crystal structure of the membrane protein prostaglandin H2 synthase-1. Nature 367, 243-249.

320. Pikula, S., Mulner, N., Dux, L., and Martonosi, A. (1988) Stabilization and crystallisation of Ca2+-ATPase in detrgent-solubilized sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 263, 5277-5286.

321. Pisano, J. J., Wilson, J. D., Cohen, L., Abraham, D., and Undenfried, S. (1961) Isolation of y-aminobutyrylhistidine (homocarnosine) from brain. J. Biol. Chem. 236, 499-502.

322. Post, R. L., Hegyvary, C., and Kume, S. (1972) Activation by adenosine triphosphate in the phosphorylation kinetics of sodium and potassium ion transport adenosine triphosphatase. J Biol Chem. 247, 6530-6540.

323. Postnikova, G. B., Tselikova, S. V., Kolaeva, S. G., and Solomonov, N. G. (1999) Myoglobin content in skeletal muscles of hibernating ground squirrels rises in autumn and winter. Comp. Biochem. Physiol. 124A, 35-37.

324. Pozzan, T., Rizutto, R., Volpe, P., and Meldolesi, J. (1994) Molecular and cellular physiology of intracellular calcium stores. Physiol. Rev. 74, 595-636.

325. Prendergast, F. G., Lu, J., Wei, G. I., and Bloomfield, V. A. (1982) Lipid orderdisorder transitions in complexes of melittin and ditetra- and dipentadecanoyl glycerophosphocholines. Biochemistry 21, 6963-6972.

326. Rabon, E., Im, W.-B., and Sachs, G. (1988) Preparation of gastric H,K-ATPase. Methods Enzymol. 157, 649-654.

327. Rakovic, S., Galione, A., Ashamu, G. A., Potter, B.V., and Terrar, D.A. (1996) A specific cyclic ADP-ribose antagonist inhibits cardiac excitation-contraction coupling. Curr. Biol. 6, 989-996.

328. Rathbun, W. B., and Betlach, V. V. (1969) Estimation of enzymatically produced orthophosphate in the presence of cysteine and adenosine triphosphate. Analyt. Biochem. 28, 436-442.

329. Ribeiro, J. M., Aragao, E. S., and Vianna, A. L. (1980) Steady state kinetics of the (Ca +Mg )-dependent P-nitrophenylphosphatase activity of sarcoplasmic reticulum vessicles. An. Acad. Bras. Cienc. 52, 403-409.

330. Rinuy, J., Brevet, P. F., and Girault, H. H. (1999) Second harmonic generation of glucose oxidase at the air/water interface. Biophys. J. 77, 3350-3355.

331. Rogdestvenskaya, Z. E., Khromov, A. S., and Srebnitskaya, L. K. (1994) The hibernation-induced changes in structure and function of m.psoas from ground squirrels. Abstr. Book of Intern. Symp. "Biological Motility", Pushino, Russia, 189.

332. Rosemblatt, M. S., and Scales, D. J. (1989) Morphological, immunological and biochemical characterization of purified transverse tubule membranes isolated from rabbit skeletal muscle. Mol. Cell Biochem. 87, 57-69.

333. Rossi, B., Leone, F., Gache, C., and Lazdunski, M. (1979) Pseudosubstrates of thea .sarcoplasmic Ca -ATPase as tools to study the coupling between substrate hydrolysis and Ca transport. J. Biol. Chem. 254, 2302-2307.

334. Rousseau, E., Smith, J.S., Henderson, J.S., and Meissner, G. (1986) Single channel and 45Ca2+ flux measurements of the cardiac sarcoplasmic reticulum calcium channel. Biophys. J. 50, 1009-1014.

335. Sabbadini, R. A., Betto, R., Teresi, A., Fachechi-Cassano, G., and Salviati, G. (1992) The effects of sphingosine on sarcoplasmic reticulum membrane calcium release. J. Biol. Chem. 267, 15475-15484.

336. Saiki, Y., and Ikemoto, N. (1999) Coordination between Ca release and subsequent re-uptake in the sarcoplasmic reticulum. Biochemistry, 38, 3112-3119.

337. Saito, A., Seiler, S., Chu, A., and Fleischer, S. (1984) Preparation and morphology of sarcoplasmic reticulum terminal cysternae from rabbit skeletal muscle. J. Biol. Chem., 259, 13363-13369.

338. Sakamoto, J., and Tonomura, Y. (1980) Order of release of ADP and Pi fromIphosphoenzyme with bound ADP of Ca -dependent ATPase from sarcoplasmic reticulum and of Na+, K+-dependent ATPase studied by ADP-inhibition patterns. J. Biochem.%1, 1721-1727.

339. Salama, G., and Abramson, J. J. (1984) Silver ions trigger Ca2+ release by acting at the apparent physiological release site in sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 259, 13363-13369.

340. Sandow, A., and Brust, V. (1966) Caffeine potentiation of twitch tension in frog sartorius muscle. Biochem. Z. 345, 232-247.

341. Scales, D., and Inesi, G. (1976) Assembly of ATPase protein in sarcoplasmic reticulum membranes. Biophys. J. 16, 735-751.

342. Seok, J.-H., Xu, L., Kramarcy, N.R., Sealock, R., and Meissner, G. (1992) The 30 S lobster skeletal muscle Ca release channel (ryanodine receptor) has functional properties distinct from the mammalian channel proteins. J. Biol. Chem. 267, 15893-15901.

343. Serysheva, I.I., Schatz, M., van Heel, M., Chiu, W., and Hamilton, S.L. (1999) Structure of the skeletal muscle calcium release channel activated with Ca and AMP-PCP. Biophys. J. 77, 1936-1944.

344. Sessa, G., Freer, J. H., Colacicco, G., and Weissmann, G. (1969) Interaction of lytic polypeptide, melittin, with lipid membrane systems. J. Biol. Chem. 244, 3575-3582.

345. Severin, S. E., Scolysheva, L. K., Shur, S. A., and Vulfson, P. L. (1990) The pH-dependent conformational transition in glycogen phosphorilase b. The effect of carnosine and anserine on its activity. Biochem. Int. 20, 227-238.

346. Severin, S.E. (1964) Problems concerned with the biological activity of naturally occurring imidazole compounds. Proc. 6th Int. Cong. Biochem., 45-61.

347. Shaltiel, S., and Tauber-Finkelstein, M. (1971) Introduction of intramolecular crosslink at the active site of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase. Biochim. Biophys. Res. Commun. 44, 482-490.

348. Shannon, T. R., Ginsburg, K. S., and Bers, D. M. (2000) Potentiation of fractional sarcoplasmic reticulum calcium release by total and free intra-sarcoplasmic reticulum calcium concentration. Biophys. J., 78, 334-343.

349. Shoshan-Barmatz, V., and Ashley, R. H. (1998) The structure, function, and cellular regulation of ryanodine-sensitive Ca release channels. Int. Rev. Cytol. 183, 185270.

350. Shou, W., Aghdasi, B., Armstrong, D. L., Guo, Q., Bao, S., Charng, M. J., Mathews, L. M., Schneider, M. D., Hamilton, S.L., and Matzuk, M. M. (1998) Cardiac defects and altered ryanodine receptor function in mice lacking FKBP12. Nature 391, 489-492.

351. Simmerman, H.K., and Jones, L.R. (1998) Phospholamban: protein structure, mechanism of action, and role in cardiac contraction. Physiol. Rev. 78, 921-947.

352. Sitsapesan, R., and Williams, A.J. (1997) Regulation of current flow trough ryanodine receptor by luminal Ca . J. Membr. Biol. 159, 179-185.

353. Skulachev, V. P. (1978) Membrane-linked energy buffering as the biological function ofNa/K gradient. FEBSLett., 87, 171-176.

354. Smith, J.S., Coronado, R., and Meissner, G. (1986) Single-channel calcium and barium currents of large and small conductance from sarcoplasmic reticulum. Biophys. J. 50, 921-928.

355. Smith, J.S., Imagawa, T., Ma, J., Fill, M., Campbell, K.P., and Coronado, R. (1988) Purified ryanodine receptor from rabbit skeletal muscle is the calcium-release channel of sarcoplasmic reticulum. J. Gen. Physiol. 92, 1-26.

356. Smith, J.S., Rousseau, E., and Meissner, G. (1989) Calmodulin modulation of single sarcoplasmic reticulum Ca2+-release channel form cardiac and skeletal muscle. Circ. Res. 64, 352-359.

357. Smith, W. S., Broadbridge, R., East, J. M., and Lee, A. G. (2002) Sarcolipin uncouples hydrolysis of ATP from accumulation of Ca by the Ca -ATPase of skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. Biochem. J. 361, 277-286.

358. Sobue, K., Konishi, H., and Nakajima, T. (1975) Preparation and identification of N-acetyl carnosine from brain and muscles. J. Neurochem. 24, 1261-1262.

359. Sorrentino, V., and Reggiani, C. (1999) Expression of the ryanodine receptor type 3 in skeletal muscle. A new partner in excitation-contraction coupling? Trends Cardiovasc. Med., 9, 54-61.

360. Spector, T. (1978) Refinement of the Coomassie blue method of protein quantitation: a simple and linear spectrofotometric assay for 0.5 to 5.0 y of protein. Analyt. Biochem. 86, 142-146.

361. Squier, T. C., Bigelow, D. J., de Ancos, J. G., and Inesi, G. (1987) Localization of site-specific probes on the Ca-ATPase of sarcoplasmic reticulum using fluorescence energy transfer. J. Biol. Chem. 262, 4748-4754.

362. Starling, A. P., East, J. M., and Lee, A. G. (1995) Effects of gel phase phospholipid on the Ca-ATPase. Biochemistry 34, 3084-3091.

363. Steffen, J. M., Koebel, D. A., Musaccia, X. J., and Milson, W. K. (1991) Morphometric and metabolic indices of disuse in muscles of hibernating ground squirrels. Comp. Biochem. Physiol. 99B, 815-819.

364. Stephenson, D. G., Lamb, G. D., and Stephenson, G. M. M. (1998) Events of the excitation-contraction-relaxation (E-C-R) cycle in fast- and slow-twitch mammalian muscle fibres relevant to muscle fatigue. Acta Physiol. Scand. 162, 229-245.

365. Stokes, D. L., and Lacaperre, J. J. (1994) Conformation of Ca-ATPase in two crystal forms. Effects of Ca2+, thapsigargin, adenosine-5'(beta, gamma-methylene)triphosphate, and chromium(III)-ATP on crystallization. J. Biol Chem. 269, 1160611613.

366. Storey, K. B. (1987a) Regulation of liver metabolism by enzyme phosphorylation during mammalian hibernation. J. Biol Chem. 262, 1670-1673.

367. Storey, K. B. (1987b) Investigations of the mechanisms of glycolytical control during hibernation. Can. J. Zool. 65, 3079-3083.

368. Storey, K. B. (1997) Metabolic regulation in mammalian hibernation: enzyme and protein adaptation. Comp. Biochem. Physiol. 118A, 1115-1124.

369. Strand, M., Louis, C., and Mickelson, J. (1993) Phosphorylation of the porcine skeletal and cardiac muscle sarcoplasmic reticulum ryanodine receptor. Biochim. Biophys. Acta 1175, 319-326.

370. Suarez-Isla, B. A., Irribarra, V., Oberhauser, A., Larralde, L., Bull, R., Hidalgo, C., and Jaimovich, E. (1988) Inositol (l,4,5)-trisphosphate activates a calcium channel in isolated sarcoplasmic reticulum membranes. Biophys. J. 54, 737-741.

371. Suk, J. Y., Kim, Y. S., and Park, W. J. (1999) HRC (Histidine-rich Ca2+ binding protein) resides in the lumen of sarcoplasmic reticulum as a multimer. Biochem. Biophys. Res. Commun. 263, 667-671.

372. Sutko, J., and Airey, J.A. (1996) Ryanodine receptor Ca release channels: does diversity in form equal diversity in function? Physiol Rev. 76, 1027-1071.

373. Sweadner, K. J. (1985) Isozymes of Na+/K+-ATPase. Biochim. Biophys. Acta 988, 185-220.

374. Szegedi, C., Sarcozi, S., Jona, I., and Varsanyi, M. (1999) Calsequestrin: more thanLonly' a luminal Ca buffer inside the sarcoplasmic reticulum. Biochem. J. 337, 1922.

375. Szegedi, C., Sarkozi, S., Herzog, A., Jona, I., and Varsanyi, M. (1999) Calsequestrin: more than 'only' a lumenal Ca buffer inside the sarcoplasmic raticulum. Biochem. J. 337, 19-22.

376. Szymanska, G., Kim, H. W., and Kranias, E. G. (1991) Reconstitution of the skeletal sarcoplasmic reticulum Ca -pump: influence of negatively charged phospholipids. Biochim. Biophys. Acta 1091, 127-134.

377. Tada, M., Yamamoto, T., and Tonomura, Y. (1978) Molecular mechanism of active calcium transport by sarcoplasmic reticulum. Physiol Rev., 59, 1-79.

378. Tailor, K., Dux, L., and Martonosi, A. (1984) Structure of the vanadate-induced crystals of sarcoplasmic reticulum Ca2+-ATPase. J. Mol. Biol. 174, 193-204.

379. Tailor, K., Dux, L., and Martonosi, A. (1986) Three-dimensional reconstruction of negatively stained crystals of the Ca2+-ATPase from muscle sarcoplasmic reticulum. J. Mol. Biol. 187,417-27.

380. Takasago, T., Imagawa, T., and Shigekawa, M. (1989) Phosphorylation of the cardiac ryanodine receptor by cAMP-dependent protein kinase. J. Biochem. (Tokyo) 106, 872-877.

381. Takasago, T., Imagawa, T., Furukawa, K., Ogurusu, T., and Shigekawa, M. (1991) Regulation of the cardiac ryanodine receptor by protein kinase-dependent phosphorylation. J. Biochem. (Tokyo) 109, 163-170.

382. Takeshima, H., Komazaki, S., Nishi, M., lino, M., and Kangawa, K. (2000) Junctophilins: a novel family of junctional membrane complex proteins. Mol. Cell 6, 11-22.

383. Takisawa, H., and Makinose, M. (1981) Occluded bound calcium on the phosphorylated sarcoplasmic transport ATPase. Nature 290, 271-273.

384. Talbot, J. C., Dufourcq, J., de Bony, J., Faucon, J. F., and Lussan, C. (1979) Conformational change and self-association of monomeric melittin. FEBS Lett. 102, 191-193.

385. Tanford, C. (1984) The sarcoplasmic reticulum calcium pump. Localization of free energy transfer to discrete steps of the reaction cycle. FEBS Lett. 166, 1-7.

386. Tatsumi, S., Suzuno, M., Taguchi, T., and Kasai, M. (1988) Effects of silver ion on the calcium-induced calcium release channel in isolated sarcoplasmic reticulum. J. Biochem. (Tokyo) 104, 279-284.

387. Taylor, K. A., Mullner, N., Pikula, S., Dux, L., Peracchia, C., Varga, S., andj i

388. Martonosi, A. (1988) Electron microscope observations on Ca -ATPase microcrystals in detergent-solubilized sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 263, 5287-5294.

389. Terwilliger, T. C., and Eisenberg, D. (1982) The structure of melittin: structure determination and partial refinement. J. Biol. Chem. 257, 6010-6016.

390. Terwilliger, T. C., Weissman, L., and Eisenberg, D. (1982) The structure of melittin in the form I crystals and its implication for melittin's lytic and surface activities. Biophys. J. 37, 353-361.

391. Tolkachevskaya, N. (1929) Zur Kenntnis der Extractivstoffe der Musceln. Uber die Extractivstoffe des Hühnerfleisches. H.-S. Zeitschr. Physiol. Chem. 185, 28-32.

392. Tosteson, M. T., and Tosteson, D. C. (1981) The sting. Melittin forms channels in lipid bilayers. Biophys. J. 36, 109-117.

393. Towbin, H., Staehelim, T., and Gordon, J. (1992) Electrophoretic transfer of proteins from Polyacrylamide gels to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Biotechnology 24, 145-149.

394. Toyoshima, C., Nakasako, M., Nomura, H., and Ogawa, H. (2000) Crystal structure of the calcium pump of sarcoplasmic reticulum at 2.6 A resolution. Nature 405, 647-655.

395. Toyoshima, C., Sasabe, H., and Stokes, D. L. (1993) Three-dimensional cryo-electron microscopy of the calcium ion pump in the sarcoplasmic reticulum membrane. Nature 362, 467-471.

396. Trimm, J. L., Salama, G., and Abramson, J. J. (1986) Sulfhydryl oxidation induces rapid calcium release from sarcoplasmic reticulum. J. Biol. Chem. 261, 1609216097.

397. Tripathy, A., Xu, L., Mann, G., and Meissner, G. (1995) Calmodulin activation and inhibition of skeletal muscle Ca release channel (ryanodine receptor). Biophys. J. 69, 106-119.

398. Valdivia, C., Valdivia, H. H., Mpotter, B. V., and Coronado, R. (1990) Ca2+ release by inositol-trisphosphate in isolated triads of rabbit skeletal muscle. Biophys. J. 57, 1233-1243.

399. Vale, M. G., and Carvalho, A. P. (1980) Effect of temperature on the reversal of the calcium ion pump in sarcoplasmic reticulum. Biochem. J. 186, 461-467.

400. Vanderkooi, J. M., Ierokomas, A., Nakamura, H., and Martonosi, A. (1977) Fluorescence energy transfer between Ca transport ATPase molecules in artificial membranes. Biochemistry 16, 1262-1267.

401. Vogel, H. (1981) Incorporation of melittin into phosphatidylcholine bilayers: study of binding and conformational changes. FEBS Lett. 134, 37-43.

402. Voss, J., Birmachu, W., Hussey, D. M., and Thomas, D. D. (1991) Effects of melittin on molecular dynamics and Ca -ATPase activity in sarcoplasmic reticulum membranes: time-resolved optical anisotropy. Biochemistry 30, 74987506.

403. Voss, J. C., Mahaney, J. E., and Thomas. D. D. (1995) Mechanism of Ca-ATPase inhibition by melittin in skeletal sarcoplasmic reticulum. Biochemistry 34, 930-939.

404. Voss, J., Jones, L. R., and Thomas, D. D. (1994) The physical mechanism of calcium pump regulation in the heart. Biophys. J. 67, 190-196.

405. Wagenknecht, T., Grassicci, R., Frank, J., Saito, A., Inui, M., and Fleischer, S. (1989) Three-dimensional architecture of the calcium channel/foot structure of sarcoplasmic reticulum. Nature 338, 167-170.

406. Wakabayashi, S., Imagawa, T., and Shigekawa, M. (1990) Does fluorescence of 4-nitrobenzo-2-oxa-l,3-diazole incorporated into sarcoplasmic reticulum ATPase monitor putative E2-E1 conformational transition? J. Biochem., 107, 563-571.

407. Wallmark, B„ Stewart, H. B., Rabon, E., Saccomani, G., and Sachs, G. (1980) The catalytic cycle of gastric (H+, K+)-ATPase. J. Biol. Chem. 255, 5313-5319.

408. Wang, J., and Best, P. M. (1992) Inactivation of the sarcoplasmic reticulum calcium channel by protein kinase. Nature, 359, 739-741.

409. Wang, L. C. H., and Lee, T. F. (1989) Temperature Regulation. In: Psychoendocrinology. 2. Behavior and Regulation of Species Adaptations (Levine, S., and Brush, R., eds.), N. Y., Academic Press, 437-539.

410. Watts, A., Volotovski, D., and Marsh, D. (1979) Rhodopsin-lipid association in bovine rod outer segment membranes. Identification of immobilized lipid by spinlabels. Biochemistry 18, 5006-5013.

411. White, T. E., and Dewey, T. G. (1987) A fluorescence investigation of the nucleotide binding sites of the Ca-ATPase. Membr. Biochem. 7, 67-72.

412. Wickler, S.J., Hoyt, D.F., and van Breukelen, F. (1991) Disuse atrophy in the hibernating golden-mantled ground squirrel, Spermophilus lateralis. Am. J Physiol. 261, 1214-1217.

413. Witcher, D., Kovacs, R., Schulman, H., Cefali, D., and Jones, L. (1991) Unique phosphorylation site on the cardiac ryanodine receptor regulates calcium channel activity. J. Biol. Chem. 266, 11144-11152.

414. Witcher, D., Strifler, B., and Jones, L. (1992) Cardiac specific phosphorylation site for multifunctional Ca /calmodulin-dependent protein kinase is conserved in the brain ryanodine receptor. J. Biol. Chem. 267,4963-4967.

415. Xia, R., Stangler, T., and Abramson, J.J. (2000) Skeletal muscle ryanodine receptor is a redox sensor with a well defined redox potential that is sensitive to channel modulators. J. Biol. Chem. 275, 36556-36561.

416. Xu, L., Eu, J.P., Meissner, G., Stamler, J.S. (1998) Activation of the cardiac calcium release channel (ryanodine receptor) by poIy-S-nitrosylation. Science 279, 234-237.

417. Yacoe, M. E. (1983) Adjustments of metabolic pathways in the pectoralis muscles of the bat Eptesicus fuscus related to carbohydrate sparing during hibernation. Physiol. Zool. 56, 648-658.

418. Yamaguchi, N., and Kasai, M. (1998) Identification of 30 kDa calsequestrin-binding protein, which regulates calcium release from sarcoplasmic reticulum of rabbit skeletal muscle. Biochem. J. 335, 541-547.

419. Yamaguchi, N., Kawasaki, T., and Kasai, M. (1995) DIDS binding 30-kDa protein regulates the calcium release channel in the sarcoplasmic reticulum. Biochem. Biophys. Res. Commun. 210, 648-653.i

420. Yamomoto, T., and Tonomura, Y. (1967) Reaction mechanism of Ca -dependent ATPase of sarcoplasmic reticulum from skeletal muscle. I. Kinetic studies. Biochem. J. 62, 558-575.

421. Yang, Z., and Steele, D. K. (2000) Effects of cytosolic ATP on spontaneous and triggered Ca2+-induced Ca2+ release in permeabilised rat ventricular myocytes. J. Physiol. 523,29-44.

422. Yano, K., and Zarain-Herzberg, A. (1994) Sarcoplasmic reticulum calsequestrins: structural and functional properties. Mol. Cell. Biochem. 135, 61-70.

423. Yoshida, A., Takahashi, M., Imagawa, T., Shigekawa, M., Takisawa, H., and Nakamura, T. (1992) Phosphorylation of ryanodine receptors in rat myocites during beta-adrenergic stimulation. J. Biochem. (Tokyo) 111, 186-190.

424. Yunes, R. A. (1982) A circular dichroism study of Apis mellifera melittin. Arch. Biochem. Biophys. 216, 559-565.

425. Zaloga, G. P., Roberts, P. R., and Nelson, T. E. (1996) Carnosine: a novel peptide regulator of intracellular calcium and contractility in cardiac muscle. New Horizons 4, 26-35.

426. Zimanyi, I., and Pessah, I. (1991) Comparison of H.ryanodine receptors and Ca release from rat cardiac and rabbit skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. J. Pharmacol. Exp. Ther. 256, 938-946.

427. Zimanyi, I., Buck, E., Abramson, J., Mack, M., and Pessah, I. (1992) Ryanodine produces persistant inactivation of the Ca2+ release channel from skeletal muscle sarcoplasmic reticulum. Mol. Pharmacol. 42, 1049-1057.

428. Zocchi, E., Usai, C., Guida, L., Franco, L., Bruzzone, S., Passalacqua, M., and De Flora, A. (1999) Ligand-induced internalization of CD38 results in intracellular Ca mobilization: role of NAD transport across cell membranes. FASEB J. 13, 273-283.

429. Zorzato, F., Margreth, A., and Volpe, P. (1986) Direct photoaffinity labeling of junctional sarcoplasmic reticulum with 14C.doxorubicin. J. Biol. Chem. 261, 13252-13257.

430. Выполнение этой работы стало возможным благодаря помощи многих людей. Я искренне благодарен всем, кто поддерживал меня в течение многих лет работы на кафедре биохимии биологического факультета МГУ им. М.В .Ломоносова.

431. Я благодарю всех членов моей семьи, которые терпеливо переносили все трудности и помогали мне на всех этапах создания этой работы.