Изучение ядерных протеогликанов клеток печени мышей тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.25, кандидат биологических наук Григорьева, Эльвира Витальевна

• Григорьева, Эльвира Витальевна
• кандидат биологических наук
• 1998

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Григорьева, Эльвира Витальевна

ОГЛАВЛЕНИЕ

1. ВВЕДЕНИЕ

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1 Общие сведения о протеогликанах

2.2 Структура и классификация гликозаминогликанов

2.2.1 Структурная гетерогенность гликозаминогликанов

2.2.2 Модификационные возможности гликозаминогликанов

2.3 Структура протеогликанов

2.3.1 Классификация протеогликанов

2.3.2 Организация молекул протеогликанов

2.3.3 Гликозилированные и белковые формы функционально активных протеогликанов

2.3.4 Протеогликан и белок как альтернативные продукты одного гена

2.4 Локализация протеогликанов и их функции

2.4.1 Протеогликаны внеклеточного матрикса

2.4.2 Протеогликаны плазматических мембран

2.4.3 Внутриклеточные протеогликаны

2.4.4 Ядерные протеогликаны

2.5 Биологические функции протеогликанов

2.6 Протеогликаны нормальных и трансформированных клеток

2.6.1 Изменение степени сульфатирования гликозаминогликанов

2.6.2 Изменения состава протеогликанов в клетках с различным пролиферативным статусом

2.7 Антимитотическая активность протеогликанов

3. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

3.1 Реактивы

3.2 Материалы

3.3 Методы

3.3.1 Выделение ядер

3.3.2 Очистка ядер от цитоскелетных филаментов

3.3.3 Удаление ядерных мембран

3.3.4 Фракционирование ядер

3.3.5 Выделение протеогликанов

3.3.6 Ионообменная хроматография йнтактных препаратов протеогликанов

3.3.7 Экстракция липидов органическими растворителями

3.3.8 Аналитический электрофорез в агарозном геле

3.3.9 Обработка азотистой кислотой

3.3.10 Обработка ферментами

3.3.11 Электрофорез коровых белков в полиакриламидном геле

3.3.12 Аналитические методы

3.3.13 Гель-фильтрация очищенных препаратов протеогликанов

3.3.14 Хроматографическое определение длины РНК

3.3.15 Определение состава выделенной РНК методом тонкослойной хроматографии

4. РЕЗУЛЬТАТЫ

4.1 Выделение протеогликанов из клеточных ядер

4.2 Определение состава ядерных гликозаминогликанов клеток печени мышей

4.3 Доказательство ядерного происхождения выделенных протеогликанов

4.3.1 Спектр ядерных гликозаминогликанов до и после очистки ядер от цитоскелетных филаментов

4.3.2 Сравнительный анализ состава гликозаминогликанов из различных клеточных субфракций

4.4 Связь гликозаминогликанов с коровым белком в ядрах клеток

4.5 Локализация протеогликанов в клеточном ядре

4.6 Изучение состава ядерных протеогликанов в трансформированных клетках печени мышей

4.6.1 Определение состава ядерных протеогликанов опухолевых клеток

4.6.2 Сравнительный анализ состава протеогликанов из ядер нормальных и трансформированных клеток печени мышей

4.7 Биохимические особенности ядерных протеогликанов

4.7.1 Образование протеогликанами макромолекулярных агрегатов с РНК

4.7.2 Хроматографический анализ интактного препарата ядерных протеогликанов

4.8 Исследование РНК, присутствующей в интактном препарате

ядерных протеогликанов

4.8.1 Определение длины РНК

4.8.2 Определение нуклеотидного состава олигоРНК

5. ОБСУЖДЕНИЕ

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

7. ВЫВОДЫ

8. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Работа выполнена в лаборатории Структуры генома Института цитологии и генетики Сибирского Отделения Российской Академии Наук. Материалы работы докладывались на Международном Российско-Французском симпозиуме по регуляции экспрессии генов (Новосибирск, 1995), обсуждались на 2 Международной школе молодых ученых по структуре и функциям генома (Марсиана Марина, Италия, 1996).

Автор глубоко признательна к.б.н. Рыковой Валентине Ивановне за постоянную помощь и поддержку в ходе выполнения данной работы и к.б.н. Савинковой за ценные замечания, связанные с оформлением работы. Автор также выражает благодарность д.б.н. Дымшицу Г.М., к.б.н. Дикаловой А.Э., к.б.н. Меркуловой Т.И., Левашовой З.Б. за помощь и внимание, оказанные при обсуждении работы.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

•ГАГ - гликозаминогликан

•Ге - гепарин

•ГС - гепарансульфат

•ДС - дерматансульфат

•ХС - хондроитинсульфат

•ГК - гиалуроновая кислота

•ПГ - протеогликан

•ГСПГ - гепарансульфат протеогликан

•ДСПГ - дерматансульфат протеогликан

•ХСПГ - хондроитинсульфат протеогликан

•ВКМ - внеклеточный матрикс

•01сМ - глюкозамин

•ОаШ - галактозамин

•01сиА - глюкуроновая кислота

•МоИА - идуроновая кислота

•БОГ - фактор роста фибробластов

•КОБ - фактор роста нервной ткани

•ЕОБ - эпидермальный фактор роста

•ТСГ - трансформирующий фактор роста

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение ядерных протеогликанов клеток печени мышей»

1. ВВЕДЕНИЕ

Протеогликаны (ПГ) являются одним из компонентов живой клетки.

Основное их количество сосредоточено во внеклеточном матриксе (ВКМ) и на поверхности клеток, где они играют важную роль в адгезии и агрегации клеток (Storms et al.,1996), поддержании межклеточного контакта и передаче информации (Bernfield et al.,1992), механизмах действия факторов роста (Faham et al.,1996, Gleizes et al.,1995). Эти эффекты во многом определяются углеводными цепями протеогликанов (гликозаминогликанами), которые способны к самоассоциации и взаимодействию с различными компонентами ВКМ, функционально активными регуляторными молекулами и двухвалентными катионами Са2+, Mg2*.

Наряду с выполнением структурных функций, связанных с организацией околоклеточного окружения, протеогликаны участвуют в механизмах регуляции клеточной пролиферации. Они являются одним из регуляторов клеточного цикла, называемых ранее "кейлонами" (Рыкова и др., 1981) и способны изменять митотическую активность клеток тканеспецифичным и видонеспецифичным образом (Роничевская и др.,1985). Механизмы регуляторного воздействия протеогликанов на пролиферацию клеток до сих пор неизвестны.

В последнее время было выдвинуто предположение, что один из таких механизмов может быть связан со способностью функционально активных углеводных цепей протеогликанов (гликозаминогликанов - ГАГ) транслоциро-ваться в ядро клетки. Такая транслокация показана для экзогенных гепаран-сульфатов (ГС) (Ishihara et al.,1986), мембранных гепарансульфатов и дерма-тансульфатов (ДС) (Hiscock et al.,1994), причем состав и количество транслоци-рованных ГС коррелируют с уровнем митотической активности клеток (Fedarko, Conrad, 1986). Что является материальной основой подобной взаимосвязи - пока непонятно. Возможно, проникая в ядро клетки, углеводные цепи гликозаминогликанов способны изменять матричную активность хроматина взаимодействием

с ядерной ферментной системой (Furukawa, Terayama, 1977) и регулировать таким образом митотическую активность клетки (Fedarko et al.Д989, Ishihara, Conrad, 1989).

Регуляторная роль протеогликанов изучалась в лаборатории Структуры генома ИЦиГ СО РАН в течение ряда лет - исследовались протеогликаны из различных типов клеток, был охарактеризован их состав и структурные особенности. В работах В.И.Рыковой и Г.М.Роничевской с соавторами была показана антимитотическая активность ПГ, выделенных из препаратов суммарной клеточной РНК (Роничевская и др.,1973) и их влияние на синтез ДНК в клетке (Зимина, Рыкова, 1986). Был обнаружен интересный факт, связанный со строгой корреляцией антимитотического эффекта изучаемых протеогликанов с проли-феративным статусом клеток, из которых они были выделены - ПГ взрослых тканей обладали такой активностью, в то время как ПГ из эмбриональных и опухолевых тканей не обладали способностью ингибировать пролиферативную активность клеток (Роничевская, 1985, Fedarko et al., 1989).

На основании этих данных было высказано предположение, что транслокация экзогенных гликозаминогликанов в клеточное ядро является лишь одним из нескольких механизмов влияния ПГ(ГАГ) на митотическую активность клетки. Возможно, в клеточном ядре постоянно присутствуют специфические виды протеогликанов, участвующие в поддержании определенного пролиферативно-го статуса данной клетки, в то время как транслокация функционально активных гликозаминогликанов из других компартментов опосредует регуляторные эффекты экзогенных и мембранных макромолекул.

Для проверки этого предположения нам представляется важным показать присутствие (или отсутствие) в клеточных ядрах интактных макромолекул протеогликанов, имеющих белковый кор, и провести сравнительный анализ состава ядерных ПГ из клеток нормальной и трансформированной ткани. Идентификация макромолекулярных компонентов ядра, способных взаимодействовать с идентифицированными ядерными протеогликанами, могла бы дать перспектив-

ный подход к дальнейшему изучению роли внутриядерных ПГ и возможного механизма их функционирования.

Научная новизна и практическая ценность. В данной работе впервые показано, что: 1) основная часть ядерных гликозаминогликанов клеток печени мышей представлена дерматансульфатом. Идентифицированный в клеточных ядрах дерматансульфат ковалентно связан с коровым белком и является, таким образом, дерматансульфат протеогликаном. 2) В ядрах клеток, подвергнутых неопластической трансформации происходит частичное замещение дерматан-сульфата на хондроитинсульфат АС, который, как известно, является не полностью модифицированным предшественником дерматансульфата. 3) Дерматансульфат протеогликан в ядрах нормальных клеток присутствует в виде макро-молекулярных агрегатов с Г-богатой олигоРНК длиной 9-10 нуклеотидов, в то время как ХСАС этой способностью не обладает и выделяется в чистом виде. Полученные данные откывают возможность новых подходов к изучению механизма регуляторного действия макромолекул протеогликанов, основанных на использовании методов работы с РНК при исследовании внутриядерных комплексов протеогликан-РНК. Появление специфических ПГ (ХСАС) в ядрах активно пролиферирующих клеток может служить критерием определения про-лиферативного статуса исследуемой клетки и иметь практическое значение как один из возможных методов диагностики злокачественной трансформации. Публикации и апробации работы. По материалам диссертации опубликовано 6 печатных работ. Результаты исследований были доложены на Российско-Французском симпозиуме "Регуляция экспрессии генов" (Новосибирск, 1995), на международной Школе молодых ученых "Структура и функции генома" (Марсиана Марина, 1996).

Заключение диссертации по теме «Гистология, цитология, клеточная биология», Григорьева, Эльвира Витальевна

7. ВЫВОДЫ

1. В ядрах клеток печени мышей идентифицированы 2 различных класса гликозаминогликанов - гепарансульфат и дерматансульфат.

2. В клеточных ядрах гликозаминогликаны представлены в форме протеогликанов. Состав ядерных протеогликанов гетерогенен и содержит как простые протеогликаны (дерматансульфат протеогликан), так и сложный протеог-ликан, на белковом коре которого имеются цепи гепаран-сульфата и дерматансульфата.

3. Протеогликаны различных классов имеют различную внутриядерную локализацию - дерматансульфат локализован в хроматиновой фракции ядра, а гепарансульфат во фракции растворимых ядерных белков.

4. При злокачественной трансформации состав ядерных протеогликанов изменяется - присходит увеличение относительного содержания гепарансульфата и в ядрах клеток гепатомы появляется хондроитинсульфат АС, отсутствующий в ядрах нормальных клеток.

5. Дерматансульфат протеогликан, составляющий основную массу ядерных протеогликанов, выделяется в виде макро-молекулярного агрегата с Г-богатыми олигорибонуклео-тидами определенной длины (9-10нуклеотидов).

6. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В ходе проведенного нами исследования было показано, что ядра клеток печени мышей содержат гетерогенный пул углеводных молекул гликозаминог-ликанов, в состав которого входят гепарансульфат и дерматансульфат.

Принципиальный момент нашего исследования связан с тем, что по-крайней мере часть молекул гликозаминогликанов присутствует в клеточном ядре в виде белково-углеводных молекул ПГ (дерматансульфат протеогликан и гепарансульфат-дерматансульфат протеогликан). Этот факт подтверждает предположение, что транслокация углеводных цепей гликозаминогликанов с плазматической мембраны является не единственным механизмом их появления в клеточном ядре. По-видимому, в живой клетке существует также механизм транспорта макромолекул протеогликанов в ядро непосредственно после их биосинтеза.

Состав внутриядерных протеогликанов не является постоянным и значительно отличается в зависимости от пролиферативного статуса клетки - дерматансульфат протеогликан, характерный для нормальных клеток печени мышей, частично замещен в клетках гепатомы на его не полностью модифицированный предшественник хондроитинсульфат АС. Подобный процесс происходит на плазматических мембранах трансформированных клеток и хорошо доказан (Dietrich, 1977), но для ядер клеток он показан впервые.

Различия в структуре молекул дерматансульфата(ДС) и хондроитинсуль-фата АС(ХСАС) проявляются и на биохимическом уровне - практически весь ДС в ядрах нормальных клеток присутствует в виде макромолекулярных агрегатов с другими компонентами ядра, в частности с олигоРНК, в то время как ХСАС этой способностью не обладает и выделяется в чистом виде.

Гепарансульфаты(ГС) присутствуют в ядрах и нормальных, и трансформированных клеток, однако их количество заметно больше в ядрах клеток гепа-томы. По-видимому, ядерные ГС из клеток гепатомы обладают какими-то структурными и биохимическими особенностями (по сравнению с ГС из других клеточных субфракций, что было показано ранее).

Таким образом, нами были получены неизвестные ранее данные:

1) в ядрах присутствуют 2 вида белково-углеводных молекул протеогли-канов, локализованных в разных компартментах ядра,

2) в ядрах клеток, подвергнутых неопластической трансформации происходит частичное замещение дерматансульфата на хондроитинсульфат АС и

3) дерматансульфат протеогликан, характерный для ядер нормальных клеток, способен взаимодействовать с олигорибонуклеотидами, а хондроитинсульфат АС не способен к образованию аналогичных макромолекулярных комплексов

Появление специфических ПГ (ХСАС) в ядрах активно пролиферирую-щих клеток могло бы служить критерием определения пролиферативного статуса исследуемой клетки и расширить имеющиеся представления о регуляторном влиянии внутриклеточных протеогликанов на пролиферативную активность клетки.

Полученные нами данные о взаимосвязи протеогликанов с РНК расширяют круг потенциальных "партнеров" протеогликанов за счет включения в их число олигорибонуклеотидов и позволяют предложить новые подходы к изучению функционального назначения внутриклеточных протеогликанов, основанные на использовании методов работы с РНК при исследовании внутриядерных комплексов протеогликан-РНК. Не исключено, что именно образование подобных макромолекулярных агрегатов является одним из звеньев механизма регуляции клеточной пролиферации экзогенными или эндогенными протеогликана-ми(гликозаминогликанами) и вопрос этот требует дальнейшего изучения.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Григорьева, Эльвира Витальевна, 1998 год

8. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Зимина Н.П., Рыкова В.И. Протеогликаны животных тканей и их влияние на синтез ДНК,- Биохимия, 1986, 51,9, 1555-1561.

Зимина Н.П., Рыкова В.И., Дмитриев И.П. Сравнительная характеристика состава и степени сульфатирования гликозаминогликанов покоящихся и активно пролиферирующих тканей,- Биохимия, 1987, 52, 5, 856-861.

Григорьева Э.В., Рыкова В.И. Ядерные протеогликаны клеток печени мышей: выделение и идентификация. - Биохимия, 1992, 57, 8, 1165-1170.

Роничевская Г.М., Зверева Л.Н., Рыкова В.И. Стимулирующее действие малых доз кейлоноподобных протеогликанов на клеточную пролиферацию.-Изв.СО АН СССР,сер. Биологич., 1985, 1, 128-134.

Роничевская Г.М., Рыкова В.И. Исследование органной специфичности антими-тотического действия гликопептидов, выделенных из препаратов РНК,-Докл.АН СССР, 1977, 237,2,481-483.

Роничевская Г.М., Черниченко JI.H., Рыкова В.И., Мартынова Р.П. Влияние препаратов РНК разной степени очистки и выделенной из них примеси на спонтанную аденокарциному молочной железы мышей линии СЗН.-Изв.СО АН СССР, сер. Биологич., 1973, 2, 138-143.

Рыкова В.И., Кропотова С.А., Каледин В.И., Семенова Л.А. Сравнительное исследование состава гликозаминогликанов в плазматических мембранах нормальных и трансформированных клеток печени мышей,- Биохимия, 1990,55,3,439-444.

Рыкова В.И., Роничевская Г.М., Елисеева Н.П, Салганик Р.И. Химический состав протеогликанов, обладающих активностью кейлонов.- Докл.АН СССР, 1981,261,6,1473-1476.

Рыкова В.И., Роничевская Г.М., Никифоровская Л.Ф., Черниченко JI.H. Канце-ростатический фактор гликопептидной природы, выделенный из препаратов печеночной РНК,- Докл.АН СССР, 1973, 209, 2, 486-488.

Andres J.L., Stanley К., Cheifetz S., Massague J. Membrane-anchored and soluble forms of Betaglycan, a polymorphic proteoglycan that binds transforming growth factor-J.Cell Biol., 1989, 109, 6, 3137-3145.

Bar R.S., Dake B.L., Stueck S. Stimulation of proteoglycans by IGF I and II in microvessel and large vessel endothelial cells.- Am.J.Physiol., 1987, 253, E21-E27.

Bar-Ner M., Mayer M., Schirrmacher V., Vlodavsky I. Involvement of both heparanase and plasminogen activator in lymphoma cell-mediated degradation of heparan sulfate in the subendothelial extracellular matrix.- J.Cell.Physiol., 1986, 128, 2, 299-306.

Bar-Ner M., Eldor A., Wasserman L., Matzner Y., Cohen I.R., Fuks Z., Vlodavsky I. Inhibition of heparanase-mediated degradation of extracellular matrix heparan sulfate by non-anticoagulant heparin species.- Blood, 1987, 70, 2, 551-557.

Bernfield M., Kokenyesi R., Kato M., Hinkes M.T., Spring J., Gallo R.L., Lose E.J. Biology of the cyndecans: a family of transmembrane heparan sulfate proteoglycans.- Ann.Rev.Cell Biol., 1992, 8, 365-393.

Berryman D.E., Bensadoun A. Heparan sulfate proteoglycans are primarily responsible for the maintenance of enzyme activity, binding, and degradation of lipoprotein lipase in Chinese hamster ovary cells.- J.Biol.Chem., 1995, 270, 41, 2452524532.

De Boek H., Lories V., David G., Cassiman J.-J., van den Berghe H. Idenyification of a 64 kDa heparan sulfate proteoglycan core protein from human lung fibroblast plasma membranes with a monoclonal antibody.- Biochem.J., 1987, 247, 3, 765771.

Brandan E., Maldonado M., Garrido J., Inestrosa N.C. Anchorage of collagen-tailed acetylcholinesterase to the extracellular matrix is mediated by heparan sulfate proteoglycans.- J.CellBiol., 1985,101, 985-992.

Brandan E., Hirschberg C.B. Differential assosiation of rat liver heparan sulfate proteoglycans in membranes of the Golgi apparatus and the plasma membrane.-J.Biol.Chem., 1989, 264, 18, 10520-10526.

Braunewell K.H., Pesheva P., McCarthy J.B., Furcht L.T., Schmitz B., Schachner M. Functional involvement of sciatic nerve-derived versican- and decorin-like molecules and other chondroitin sulphate proteoglycans in ECM-mediated cell adhesion and neurite outgrowth.- Eur.J.Neurosci., 1995, 7, 4, 805-814.

Brickman Y.J., Ford M.D., Small D.H., Bartlett P.F., Nurcombe V. Heparan sulfates mediate the binding of basic fibroblast growth factor to a specific receptor on neural precursor cells.- J.Biol.Chem., 1995, 270, 42, 24941-24949.

Brotherton T.W., Jagannadham M.V., Ginder G.D. Heparin binds to intact

j

mononucleosomes and induces a novel unfolded structure.- Biochem., 1989, 28, 8,3518-3524.

Brunner G., Gabrilove J., Rifkin D.B., Wilson E.L. Phospholipase C release of basic fibroblast growth factor from human bone marrow cultures as a biologically active complex with a phosphatidylinositol-anchored heparan-sulfate proteoglycan.- J. Cell Biol., 1991, 114, 6,1275-1284.

Burridge K., Fath K., Kelly T., NIckolls G., Turner C. Focal adhesions: transmembrane junctions between the extra-cellular matrix and the cytoskeleton.-Ann.Rev.Cell Biol, 1988, 4, 487-525.

Carey D.J., Todd M.S. A cytoskeleton-assosiated plasma membrane heparan sulfate proteoglycan in Schwann cells.- J.Biol.Chem., 1986, 261,16, 7518-7525.

Carey D.J., Rafferty C.M., Schramm M.M. Assosiation of heparan sulfate proteoglycan and laminin with the cytoskeleton in rat liver.- J.Biol.Chem., 1987, 262,7,3376-3381.

Carey D.J., Stalil R.S., Cizmeci-Smith G., Asuridi V.K. Syndecan-1 expressed in Schwann cells causes morphological transformation and cytoskeletal reorganization and associates with actin during cell spreading.- J.Biol.Chem., 1994,124,1-2,161-170.

Carlson S.S., Wight Th.N. Nerve terminal anchorage protein 1 (TAP-1) is a chondroitin sulfate proteoglycan: biochemical and electron microscopic characterization.- Cell.Biol., 1987, 105, 6, 3075-3086.

Carson D.L., Baxter C.S. Decreased sulfation of cellular chondroitin sulfate in response to activators of protein kinase C.- Biochem.Biophys.Res. Commun., 1986, 135,3,909-914.

.Castellot J.J., Choay J., Lormeau J.-C., Petitou M., Sache E., Karnovsky M.J. Structural determinants of the capacity of heparin to inhibit the proliferation of vascular smooth muscle cells. II. Evidence for a pentasaccharide sequence that contains a 3-O-sulfate group.- J.Cell Biol., 1986,102, 1979-1984.

Castellot J.J., Pukac L.A., Caleb B.L., Wright Th.C., Karnovsky M.J. Heparin selectively inhibits a protein kinase C-dependent mechanisms of cell cycle progression in calf aortic smooth muscle cells.- J.Cell Biol., 1989, 109, 6, 31473155.

Cheifetz S., Andres J.L., Massague J. The transforming growth factor-p receptor type III is a membrane proteoglycan.- J.Biol.Chem., 1988, 263, 32, 16984-16991.

Cheung W.F., Eriksson I., Kusche-Gullberg M., Lindhal U., Kjellen L. Expression of the mouse mastocytoma glucosaminyl N-deacetylase/ N-sulfotransferase in human kidney 293 cells results in increased N-sulfation of heparan sulfate.-Biochemistry, 1996, 35,16, 5250-5256.

Choi H.U., Johnson T.L., Pal S., Tang L.-H., Rosenberg L., Neame P.J. Characterization of the dermatan sulfate proteoglycans, DS-PGI and DS-PGII, from bovine articular cartilage and skin isolated by octyl-Sepharose chromatography.- J.Biol.Chem., 1989, 264, 5, 2876-2884.

Chou C.-F., Smith A.J., Omary M.B. Characterization and dynamics of O-linked glycosylation of human cytokeratin 8 and 18,- J.Cell Biol, 1991, 115, 13(2), 353a.

Christner J.E., Baker J.R., Caterson B. Studies on the properties of the extractable proteoglycans from bovine nasal cartilage.- J.Biol.Chem., 1983, 258, 23, 1433514341.

Collier S., Ghosh P. Effects of transforming growth factor beta on proteoglycan synthesis by cell and explant cultures derived from the knee joint meniscus. -Osteoarthritis Cartilage, 1995, 3,2, 127-138.

Coster L., Rosenberg L.C., van der Rest M., Poole A.R. The dermatan sulfate proteoglycans of bovine sclera and their relationship to those of articular cartilage.- J.Biol.Chem., 1987, 262, 8, 3809-3812.

Couchman J., Kapoor R., Sthanam M., Wu R.R. Perlecan and basement membrane-chondroitin sulfate proteoglycan ( bamacan) are two basement membrane chondroitin/dermatan sulfate proteoglycans in the Engelbreth-Holm-Swarm tumor matrix.- J.Biol.Chem., 1996, 271, 16, 9595-9602.

David G., Berghe H.V.D. Transformed mouse mammary epithelial cells synthesize undersulfated basement membrane, proteoglycan.- J.Biol.Chem., 1983, 258, 12, 7338-7344.

David G., Berghe H.V.D. Cell-surface heparan sulfate and heparan sulfate/chondroitin sulfate hybrid proteoglycans of mouse mammary epithelial cells.- Eur.J.Biochem., 1989, 178, 3, 609-617.

Dell'Orbo C., De-Luca G., Gioglio L., Quacci D., Soldi C. The role of proteoglycans in maintaining collagen fibril morphology.- Histol.Histopathol., 1995, 10, 3, 583588.

Denti A., Sini P., Tira M.E., Balduini C. Structural heterogeneity of dermatan sulfate chains: correlation with heparin cofactor II activating properties.- Thromb.Res., 1995,79,2, 187-198.

Derbyshire E.J., Comin G.A., Yang Y.C., Overholser J., Watkins L., Thorpe P.E. Anti-tumor and anti-angiogenic effects in mice of heparin conjugated to angiostatic steroids.- Int.J.Cancer, 1995, 63, 5, 694-701.

Derbyshire E.J., Yang Y-Ch., Li Sh., Comin G.A., Belloir J., Thorpe Ph.E. Heparinsteroid conjugates lacking glucocorticoid or mineralocorticoid activities inhibit the proliferation of vascular endothelial cells.- Biochim.Biophys.Acta, 1996, 1310,86-96.

Diamond M.S., Alon R., Parkos C.A., Quinn M.T., Springer T.A. Heparin is an adhesive ligand for the leukocyte integrin Mac-1 ( CDllb/CDl).- J.Cell.Biol., 1995, 130, 6, 1473-1482.

Dietrich C.P., Armelin H.A. Sulfated mucopolysaccharides from normal Swiss 3T3 cell line and its tumorigenic mutant ST1: lossible role of chondroitin sulfates in neoplastic transformation.- Biochem.Biophys.Res. Commun., 1978, 84, 3, 794801.

Dietrich C.P., Nader H.B., Straus A.H. Structural differences of heparan sulfates according to the tissue and species of origin.- Biochem.Biophys.Res.Commun., 1983, 111,3,865-871.

Domowicz M., Li H., Hennig A., Henry J., Vertel B.M., Schwartz N.B. The biochemically and immunologically distinct CSPG of notochord is a product of the aggrecan gene.- Dev.Biol., 1995, 171, 2, 655-664.

Dube S., Fisher J.W., Powell J.S. Glycosylation at specific sites of erythropoietin is essential for biosynthesis, secretion and biological function.- J.Biol.Chem., 1988, 263, 33, 17516-17521.

Dziewiatkowski, Dominic D. Binding of calcium by proteoglycans in vitro. -Calcif.Tissue Int., 1987, 40, 5, 265-269.

Elias J.A., Krol R.C., Freundlich B,, Sampson Ph.M. Regulation of human lung fibroblast glycosaminoglycan production by recombinant interferons, tumor necrosis factor, and lymphotoxin.- J.Clin.Invest, 1988, 81, 325-333.

Faham S., Hileman R.E., Fromm J.R., Linhardt R.J., Rees D.C. Heparin structure and interactions with basic fibroblast growth factor.- Science, 1996, 271, 5252,11161120.

Fedarko N.S., Conrad H.E. A unique heparan sulfate in the nuclei of hepatocytes: structural changes with the growth state of the cells.- J.Cell Biol., 1986, 102, 587-599.

Fedarko N.S., Ishihara M., Conrad H.E. Control of cell division in hepatoma cells by exogenous heparan sulfate proteoglycan.- J.Cell.Physiol., 1989, 139, 287-294.

Fedarko N.S., Vetter U.K., Weinstein S., Robey P.G. Age-related changes in hyaluronan, proteoglycan, collagen, and osteonectin synthesis by human bone cells.- J.Cell.Physiol., 1992, 151, 215-227.

Fernandez-Borja M., Bellido D., Makiya R., David G., Olivecrona G., Reina M., Vilaro S. Actin cytoskeleton of fibroblasts organizes surface proteoglycans that bind basic fibroblast growth factor and lipoprotein lipase.-Cell.Motil.Cytoskeleton, 1995, 30,2, 89-107.

Fibbi G., Vannucchi S., Cavallini P., Del Rosso M., Pasquali F., Cappelletti R., Chiarugi V. Involvement of chondroitin sulfate in preventing adhesive cellular interactions.-Biochim.Biophys.Acta, 1983, 762, 512-518.

Forsberg L.S., Lazarus S.C., Seno N., DeVinney R., Caughey H., Gold W.M. Dog mastocytoma proteoglycans: occurence of heparin and oversulfated chondroitin sulfates, containing trisulfated disaccharides, in three cell lines.-Biochim.Biophys.Acta, 1988, 967, 3, 416-428.

Fransson L.A., Sjoberg I., Chiarugi V.P. Co-polymeric glycosaminoglycans in transformed cells. Transformation-dependent changes in the self-associating properties of cell-surface heparan sulfate.- J.Biol.Chem., 1981, 256, 24, 1304413047.

Fransson L.A., Carlstedt J., Coster L., Malmstron A. Proteoheparan sulfate from human skin fibroblasts. Evidence for self-interaction via the heparan sulfate side chains.-J.Biol.Chem., 1983,258,23, 14342-14345.

Fransson L.A. Structure and function of cell-associated proteoglycans.- Trends Biochem.Sci., 1987,12,10,406-411.

Fransson L.A., Edgren G., Havsmark В., Schmidtchen A. Recycling, of a glycosylphosphatidylinositol-anchored heparan sulphate proteoglycan (glypican) in skin fibroblasts.- Glycobiology, 1995, 5, 4, 407-415.

Frost S.J., McGary C.T., Raja R.H., Weigel P.H. Specific intracellular hyaluronic acid binding to isolated rat hepatocytes is membrane-assosiated.-Biochim.Biophys.Acta, 1988, 946, 1, 66-74.

Gallagher J.T., Lyon M., Steward W.P. Structure and function of heparan sulfate proteoglycans.-Biochem.J., 1986, 236, 313-325.

Gill P. J., Silbert C.K., Silbert J.E. Effects of heparan sulfate removal on attachment and reattachment of fibroblasts and endothelial cells.- Biochem., 1986, 25, 405410.

Gleizes P.E., Noaillac-Depeyre J., Amalric F., Gas N. Basic fibroblast growth factor (FGF-2) internalization through the heparan sulfate proteoglycans-mediated pathway: an ultrastructural approach.- Eur.J.Cell.Biol., 1995, 66, 1, 47-59.

Gordon H., Hall Z.W. Glycosaminoglycan variants in the C2 muscle cell line.-Developmental Biology, 1989, 135, 1,1-11.

Gordon P.B., Choi H.U., Conn G., Ahmed A., Ehrmann В., Rosenberg L., Hatcher V.B. ECM HS PGs modulate the mitogenic capacity of acidic fibroblast growth factor.- J.Cell.Physiol., 1989, 140,3, 584-592.

Goringer H.U., Koslowsky D.J., Morales Т.Н., Stuart K. - Proc.Nat.Ac.Sci., 1994, 91, 1776-1780.

Greve C., Opsahl W., Reiser K., Abbott U., Kenney C., Benson D., Rucker R. Collagen crosslinking and cartilage glycosaminoglycan composition in normal and scoliotic chickens.- Biochim.Biophys.Acta, 1988, 967, 2, 275-283.

Hausser H., Hoppe W., Rauch U., Kresse H. Endocytosis of a small dermatan sulfate proteoglycan. Identification of binding proteins.- Biochem.J., 1989, 263, 1, 137142.

Heimer R., Bashey R.I., Kyle J., Jimenez S.A. TGF-beta modulates the synthesis of proteoglycans by myocardial fibroblasts in culture.- J.Mol.Cell.Cardiol, 1995, 27,10,2191-2198.

Hiss D., Scott-Burden T., Gevers W. Disulfide-bonded heparan sulfate proteoglycans associated with the surfaces of cultured bovine vascular endothelial cells.-Eur.J.Biochem., 1987, 162, 1, 89-94.

Huber S., Winterhalter K.H., Vaughan L. Isolation and sequence analysis of the glycosaminoglycan attachment site of type IX collagen.- J.Biol.Chem., 1988, 263, 2, 752-756.

Hunter G.K., Wong K.S., Kim J.J. Binding of calcium to glycosaminoglycans: an equilibrium dialysis study.- Arch.Biochem.Biophys., 1988, 260, 1, 161-167.

Hutchison Ch.J., Yasin R. Developmental changes in sulfation of chondroitin sulfate proteoglycan during myogenesis of human muscle cultures.- Dev.Biol., 1986, 115,78-83.

Iosso R.V. Biology of disease. Proteoglycans: structure, function and role in neoplasia.- Lab.Invest., 1985, 53,4,373-396.

Iozzo R.V., Clark Ch.C. Biosynthesis of proteoglycans by rat embryo parietal yolk sacs in organ culture.- J.Biol.Chem., 1986, 261, 15, 6658-6669.

Iozzo R.V. Presence of unsulfated heparan chains on the heparan sulfate proteoglycan of human colon carcinoma cells.- J.Biol.Chem., 1989, 264, 5, 2690-2699.

Iozzo R.V., Murdoch A.D. Proteoglycans of the extracellular environment: clues from the gene and protein side offer novel perspectives in molecular diversity and function.- FASEB J., 1996,10, 5, 598-614.

Isemura M., Sato N., Yamaguchi Y., Aikawa J., Munakata H., Hayashi N., Yosizawa Z., Nakamura T., Kubota A., Arakawa M., Hsu Ch.-Ch. Isolation and characterization of fibronectin-binding proteoglycan carrying both heparan sulfate and dermatan sulfate chains from human placenta.- J.Biol.Chem., 1987, 262, 18, 8926-8933.

Ishihara M., Fedarko N.S., Conrad H.E. Transport of heparan sulfate into the nuclei of hepatocytes.- J.Biol.Chem., 1986, 261, 29, 13575-13580.

Ishihara M., Fedarko N.S., Conrad H.E. Involvement of phosphatidylinositol and insulin in the coordinate regulation of proteoheparan sulfate metabolism and hepatocyte growth.- J.Biol.Chem., 1987, 262, 10, 4708-4716.

Ishihara M., Conrad H.E. Correlations between heparan sulfate metabolism and hepatocyte growth.- J.Cell.Physiol., 1989,138, 467-476.

Ishii K., Futaki S., Uchiyama H., Nagasawa K., Andoh T. Mechanism of inhibition of mammalian DNA topoisomerase I by heparin - Biochem.J., 1987, 241, 1, 111119.

Ito K., Shinomura T., Zako M., Ujita M., Kimata K. Multiple forms of mouse PG-M, a large chondroitin sulfate proteoglycan generated by alternative splicing.-J.Biol.Chem., 1995, 270, 2, 958-965.

Jackson F.R., Bargiello T.A., Yun S.-H., Young M.W. Product of per locus of Drosophila shares homology with proteoglycans.- Nature, 1986, 320, 185-188.

Jackson R.L., Busch S.J., Cardin A.D. Glycosaminoglycans: molecular properties, protein interactions, and role in physiological processes.- Physiol.Rev., 1991, 71, 2, 481-539.

Jackson D.G., Bell J.I., Dickinson R., Timans J., Shields J., Whittle N. Proteoglycan forms of the lymphocyte homing receptor CD44 are alternatively spliced variants containing the v3 exon.- J.Cell.Biol., 1995, 128, 4, 673-685.

Kato M., Saunders S., Nguyen H., Bernfield M. Loss of cell surface syndecan-1 causes epithelia to transform into anchorage-independent mesenchyme-like cells.-Mol.Biol.Cell., 1995, 6, 5, 559-576.

Katz E.P., Wachtel E.J., Maroudas A. Extrafibrillar proteoglycans osmotically regulate the molecular packing of collagen in cartilage.- Biochim.Biophys.Acta, 1986, 882,1,136-139.

Keller R., Furtmayr H. Isolation and characterization of basement membrane and cell proteoheparan sulfates from HR9 cells.- Eur.J.Biochem., 1986, 161, 3, 707-714.

Keller R., Pratt B.M., Furthmayr H., Madri J.A. Aortic endothelial cell proteoheparan sulfate: II. Modulation by extracellular matrix - Am.J.Pathol., 1987, 128, 2, 299306.

King I.A., Hounsell E.F. Cytokeratin 13 containsO-glycosidically linked N-acetylglycosamine residues.- J.Biol.Chem., 1989, 264, 24, 14022-14028.

Kinnunen T., Raulo E., Nolo R., Maccarana M., Lindahl U., Rauvala H. Neurite outgrowth in brain neurons induced by heparin-binding growth-associated molecule (HB-GAM) depends on the specific interaction of HB-GAM with heparan sulfate at the cell surface.- J.Biol.Chem., 1996, 271, 4, 2243-2248.

Kinoshita S. Some observations on a protein-mucopolysaccharide complex found in sea urchin embryos.- Exp.Cell Res., 1974, 85, 31-40.

Kjellen L., Lindahl U. Proteoglycans: structures and interactions.-Annu.Rev.Biochem., 1991, 60,443-475.

Koda J.E., Bernfield M. Heparan sulfate proteoglycans from mouse mammary epithelial cells. Basal extracellular proteoglycan binds specifically to native type I collagen fibrils.- J.Biol.Chem., 1984, 259,19,11763-11770.

Kokenyesi R., Bernfield M. Core protein structure and sequence determine the site and presence of heparan sulfate and chondroitin sulfate on syndecan-1.- J.Biol.Chem., 1994,269,16,12304-12309.

Kokenyesi R., Silbert J.E. Formation of heparan sulfate or chondroitin/deraiatan sulfate on recombinant domain I of mouse perlecan expressed in Chinese hamster ovary cells.- Biochem.Biophys.Res.Commun., 1995, 211, 1, 262-267.

Kolset S.O., Gallagher J.T. Proteoglycans in haemopoietic cells.-Biochim.Biophys.Acta, 1990, 1032,191-211.

Kovalszky I., Pogany G., Molnar G., Jeney A., Lapis K., Karacsonyi S., Szecseny A., Iozzo R.V. Altered glycosaminoglycan composition in reactive and neoplastic human liver.- Biochem.Biophys.Res.Commun., 1990, 167, 3, 883-890.

Krusius T., Gehlsen K.R., Ruoslahti E. A fibroblast chondroitin sulfate proteoglycan core protein contains lectin-like and growth factor-like sequences.- J.Biol.Chem., 1987,262,27,13120-13125.

van Kuppevelt T.H.M.S.M., Rutten T.L.M., . Kuyper Ch.M.A. Ultrastructural localization of proteoglycans in tissue using Cuprolinic Blue according to the critical electrolyte concentration method: comparison with biochemical data from the literature.- Histochem.J., 1987,19, 520-526.

Leveugle B., Ding W., Buee L., Fillit H.M. Interleukin-1 and nerve growth factor induce hypersecretion and hypersulfation of neuroblastoma proteoglycans which bind beta-amyloid.-J.Neuroimmunol., 1995, 60, 1-2, 151-60.

Levitt D., Olmstead L. B-cell stimulation by T-cell-secreted proteoglycan. -Cell.Immunol., 1987,110, 425-430.

Levy P., Cherqui G., Robert A., Wicek D., Picard J. Changes in glycosaminoglycan sulfation and protein kinase C subcellular distribution during differentiation of the human colon tumor cell line Caco-2.- Experimentia, 1989, 45, 6, 588-591.

Maeda S., Kimura H., Koga N.,Lin K.H., Saito T. Cell-density-dependent DNA fragmentation and its supression by heparin in primary culture of adult rat hepatocytes.-Biochem.Biophys.Res.Commun., 1993, 195, 1, 270-275.

Mandon E., Kempner E.S., Ishihara M., Hirschberg C.B. A monomelic protein in the Golgi membrane catalyzes both N-deacetylation and N-sulfation of heparan sulfate.- J.Biol.Chem., 1994,269,16,11729-11733.

Maniglia Ch.A., Gomez J.J., Luikart Sh.D., Sartorelli A.C. Glycosaminoglycan production and distribution in cloned B16 murine melanoma cell lines exhibiting different lung colony-forming efficiencies.- J.NCI, 1985, 75, 1, 111-120.

Massague J. A helping hand from proteoglycans.- Curr.Opin.Cell Biol., 1991, 1, 117119.

Meyer-Puttlitz B., Milev P., Junker E., Zimmer I, Margolis R.U., Margolis R.K. Chondroitin sulfate and chondroitin/keratan sulfate proteoglycans of nervous tissue: developmental changes of neurocan and phosphacan.- J.Neurochem., 1995, 65, 5, 2327-2337.

Milev P., Friedlander D.R., Sakurai T., Karthikeyan L., Flad M., Margolis R.K., Grumet M. and Margolis R.U. Interactions of the chondroitin sulfate proteoglycan phosphacan, the extracellular domain of a receptor-type protein tyrosin phosphatase, with neurons, glia, and neural cell adhesion molecules.-J.Cell Biol, 1994, 127, 6,1703-1716.

Miller J., Hatch J.A., Simonis S., Cullen S.E. Identification of the glycosaminoglycan-attachment site of mouse invariant-chain proteoglycan core protein by site-directed mutagenesis.-Proc .Natl. Acad. Sci.USA, 1988, 85, 5, 1359-1363.

Mitchell L., Superina R., Delorme M., Vegh P., Berry L., Hoogendoorn H., Andrew M. Circulating dermatan sulfate and heparan sulfate/heparin proteoglycans in children undergoing liver transplantation.- Tliromb.Haemost., 1995, 74, 3, 859863.

Morgelin M., Paulsson M., Heinegard D., Aebi U., Engel J. Evidence of a defined spatial arrangement of hyaluronate in the central filament of cartilage proteoglycan aggregates.- Biochem.J., 1995, 307,2, 595-601.

Moseley R., Waddington R., Evans P., Halliwell B., Embery G. The chemical modification of glycosaminoglycan structure by oxygen-derived species in vitro.-Biochim.Biophys.Acta., 1995,1244, 245-252.

Mueller S.N., Thomas K.A., DiSalvo J., Levine E.M. Stabilization by heparin of acidic fibroblast growth factor mitogenicity for human endothelial cells in vitro.-J.Cell.Physiol., 1989,140, 3, 439-448.

Murray I.C., Leblond Ch.Ph. Immunoelectron microscopy of endothelial cells in rat incisor suggests that most basement membrane components are produced by young cells, whereas heparan sulfate proteoglycan is produced by both young and old cells.- J.Histochem.Citochem., 1988, 36, 7, 763-773.

Nader H.B., Ferreira T.M.P.C., Paiva J.F., Medeiros M.G.L., Jeronimo S.M.B., Paiva V.M.P., Dietrich C.P. Isolation and structural studies of heparan sulfates and chondroitin sulfates from three species of molluscs.- J.Biol.Chem., 1984, 259, 63, 1431-1435.

Nakajima M., Irimura T., Di Ferrante N, Nicolson G.L. Metastatic melanoma cell heparanase. Characterization of heparan sulfate degradation fragments produced by B16 melanoma endoglucuronidase.- J.Biol.Chem., 1984, 259, 4, 2283-2290.

Oegema T.R., Kraft E.L., Jourdian G.W., VanValen T.R. Phosphorylation of chondroitin sulfate in proteoglycans from the Swarm rat chondrosarcoma.-J.Biol.Chem., 1984, 259, 63,1720-1726.

Ohishi H., Binette J.P., Schmid K. Myocardial chondroitin sulfates D and E in a case of acute carbon monoxide poisoning.- Clin.Chim.Acta, 1986, 156,157-164.

Ohtsuki T., Hatake K., Suzu S., Saito K., Motoyoshi K., Miura Y. Immunohistochemical identification of proteoglycan form of macrophage colony-stimulating factor on bone surface.- Calcif.Tissue Int., 1995, 57, 3, 213-217.

Oike Y., Kimata K., Shinomura T., Nakazawa K., Suzuki S. Structural analysis of chick-embryo cartilage proteoglycan by selective degradation with chondroitin lyases (chondroitinases) and endo- -D-galactosidase (keratanase).- Biochem.J., 1980,191,193-207.

Oldberg A., Antonsson P., Lindblom K., Heinegard D. A collagen-binding 59-kD protein (fibromodulin) is structurally related to the small interstitial proteoglycans PG-S1 and PG-S2 (decorin).- EMBO, 1989, 8, 9,2601-2604.

Parish Ch.R., Coombe D.R., Jakobsen K.B., Bennett F.A., Underwood P.A. Evidence that sulfated polysaccharides inhibit tumor metastasis by blocking tumor-cell-derived heparanases.- Int.J.Cancer, 1987, 40, 4, 511-518.

Pavao M.S., Mourao P.A., Mulloy B., Tollefsen D.M. A unique dermatan sulfate-like glycosaminoglycan from ascidian. Its structure and the effect of its unusual sulfation pattern on anticoagulant activity.- J.Biol.Chem., 1995, 270, 52, 3102731036.

Poole A.R. Proteoglycans in health and disease: structures and functions.- Biochem.J., 1986,236,1, 1-14.

Pukac L.A., Castellot J.J., Wright Th.C., Caleb B.L., Karnovsky M.J. Heparin inhibits c-fos and c-myc mRNA expression in vascular smooth muscle cells.- Cell Regulation, 1990,1, 435-443.

Rabenstein D.L., Robert J.M., Peng J. Multinuclear magnetic resonance studies of the interaction of inorganic cations with heparin.- Carbohydr.Res., 1995, 278, 2, 239256.

Raja H.H., McGary C.T., Weigel P.H. Affinity and distribution of surface and intracellular hyaluronic acid receptors in isolated rat liver endothelial cells.-J.Biol.Chem., 1988, 263, 32,16661-16668.

Rapraeger A. Transforming growth factor (type ) promotes the addition of chondroitin sulfate chains to the cell surface proteoglycan (Syndecan) of mouse mammary epithelia.- J.Cell Biol., 1989,109, 5,2509-2518.

Reilly Ch.F., Kindy M.S., Brown K.E., Rosenberg R.D., Sonenshein G.E. Heparin prevents vascular smooth muscle cell progression throughthe G1 phase of the cell cycle.- J.Biol.Chem., 1989, 264, 12, 6990-6995.

van der Rest M., Mayne R. Type IX collagen proteoglycan from cartilage is eovalently cross-linked to type II collagen.- J.Biol.Chem., 1988, 263, 4, 1615-1618.

Richard Ch., Liuzzo J.P., Moscatelli D. Fibroblast growth factor-2 can mediate cell attachment by linking receptors and heparan sulfate proteoglycans on neighboring cells.- J.Biol.Chem., 1995,270,41, 24188-24197,

Richardson M., McGuffee L.J., Hatton M.W.C. Proteoglycan in fast-frozen, freeze-dried plastic-embedded rabbit arteries.- J Ultrastr.Mol.Struct.Res., 1988, 98, 2, 199-211.

del Rosso M., Cappelletti R., Viti M:, Vannucchi S., Chiarugi V. Binding of the basement-membrane glycoprotein laminin to glycosaminoglycans.- Biochem.J., 1981,199,699-704.

Ruoslahti E. Structure and biology of proteoglycans.- Ann.Rev.Cell Biol., 1988, 4, 229-255.

Sakai K., Sada K., Tanaka Y., Kobayashi T., Nakamura Sh-i., Yamamura N. Regulation of cytosolic protein-tyrosine kinase from porcine spleen by polyamines and negative-charged polysaccharides.- Biochem.Biophys.Res. Commun., 1988, 154, 3, 883-889.

Salmivirta M., Jalkanen M. Syndecan family of cell surface proteoglycans: developmentally regulated receptors for extracellular effector molecules.-Experientia, 1995, 51, 9-10, 863-872.

Sanderson R.D., Bernfield M. Molecular polimorphism of a cell surface proteoglycan: distinct structures on simple and stratified epithelia.- Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1988, 85, 24, 9562-9566.

Sant B.J., Cullen S.E., Giacoletto K.S., Schwartz B.D. Invariant chain is the core protein of the la-associated chondroitin sulfate proteoglycan.- J.Exp .Med., 1985, 162,1916-1934.

Savolainen H. Isolation and electrophoretic analysis of human serum proteoglycans and their reaction with nickel in vitro.- Res.Commun.Mol.Pathol.Pharmacol., 1995,88,3,359-362.

Schlessinger J., Lax I., Lemmon M. Regulation of growth factor activation by proteoglycans: what is the role of the low affinity receptors?- Cell, 1995, 83, 3, 357-360.

Schmidt A. Proteoglycan-protein interaction in arterial tissue.- Biochem.Soc.Trans., 1989, 17, 19-20.

Schmidt A., Skaletz-Rorowski A., Buddecke E. Basic fibroblast growth factor controls the expression and molecular structure of heparan sulfate in corneal endothelial cells.- Eur.J.Biochem., 1995, 234, 2, 479-484.

Schmidt G., Robenek H., Harrach B., Glossl J., Nolte V., Hormann H., Richter H., Kresse H. Interaction of small dermatan sulfate proteoglycan from fibroblasts with fibronectin.- J.Cell Biol., 1987,104, 6, 1683-1691.

Schönheit E., Witsch-Prehm P., Harrach B., Robenek H., Rauterberg J., Kresse H. Interaction of biglycan with type I collagen - J.Biol.Chem., 1995, 270, 6, 17761783.

Scott J.E. On the polylactose nature of chondroitin and keratan sulfates.- Biochem.J., 1994,298,1,221-222.

Scott J., Heatley F., Wood B. Comparison of secondary structures in water of chondroitin-4-sulfate and dermatan sulfate: implications in the formation of tertiary structures.- Biochemistry, 1995, 34,47,15467-15474.

Seidenbecher C.I., Richter K., Rauch U., Fassler R., Garner C.C., Gundelfinger E.D. Brevican, a chondroitin sulfate proteoglycan of rat brain, occurs as secreted and

cell surface glycosylphosphatidylinositol-anchored isoforms.- J.Biol.Chem., 1995, 270,45,27206-27212.

Shanley D.J., Cossu G., Boettiger D., Holtzer H., Pacific M. Transformation by Rous sarcoma virus induces similar patterns of glycosaminoglycan synthesis in chick embryo skin fibroblasts and vertebral chondroblasts.- J.Biol.Chem., 1983, 258, 2, 810-816.

Smith F.O., Rauch C., Williams D.E., March C.J., Arthur D., Hilden J., Lampkin B.C., Buckley J.D., Buckley C.V., Woods W.G., Dinndorf P.A., Sorensen P., Kersey J., Hammond D., Bernstein I.D. The human homologue of rat NG2, a chondroitin sulfate proteoglycan , is not expressed on the cell surface of normal hematopoietic cells but is expressed by acute myeloid leukemia blasts from poor-prognosis patients with abnormalities of chromosome band llq23.- Blood, 1996, 87,3,1123-1133.

Sobue M., Takeuchi J., Yoshida K., Akao S., Fukatsu T., Nagasaka T., Nakashima N. Isolation and characterization of proteoglycans from human nonepithelial tumors. -Cancer Res., 1987,47,1, 160-168.

Spray D.C., Fujita M., Saez J.C., Choi H., Watanabe T., Hertzberg E., Rosenberg L.C., Reid L.M. Proteoglycans and glycosaminoglycans induce gap junction synthesis and function in primary liver cultures.- J.Cell Biol., 1987, 105, 541-551.

Stanley M.J., Liebersbach B.F., Liu W., Anhalt D.J., Sanderson R.D. Heparan sulfatemediated cell aggregation. Syndecans-1 and -4 mediate intercellular adhesion following their transfection into human B lymphoid cells.- J.Biol.Chem.; 1995, 270, 10,5077-5083.

Steward W.P., Christmas S.E., Lyon M., Gallagher J.T. The synthesis of proteoglycans by human T lymphocytes.- Biochim.Biophys.Acta, 1990, 1052, 3, 416-425.

Stipp C.S., Litwack E.D., Lander A.D. Cerebroglycan: an integral membrane heparan sulfate proteoglycan that is unique to the developing nervous system and

expressed specifically during neuronal differentiation.- J.Cell Biol., 1994, 124, 12, 149-160.

Storms S.D., Anvekar V.M., Adams L.D., Murray B.A. Heterophilic NCAM-mediated cell adhesion to proteoglycans from chick embryonic brain membranes.-Exp.Cell.Res., 1996,223, 2, 385-394.

Sun X., Mosher D.F., Rapraeger A. Heparan sulfate-mediated binding of epithelial cell surface proteoglycan to thrombospondin.- J.Biol.Chem., 1989, 264, 5, 28852889.

Takaya Y., Uchisawa H., Hanamatsu K., Narumi F., Okuzaki B-i., Matsue H. Novel fucose-rich glycosaminoglycans from squid ink bearing repeating unit of trisaccharide structure (-6 GalNAc l-3GlcA 1-3 Fuc 1)-Biochem.Biophys.Res.Commun., 1994, 198, 2, 560-567.

Takeuchi J. [Structure and function of extracellular matrix with special references to proteoglycan].- Rinsho.Byori., 1995, 43, 10, 979-987.

Tanaka T., Har-El R., Tanzer M.L. Partial structure of the gene for chicken cartilage proteoglycan core protein.- J.Biol.Chem., 1988, 263, 30,15831-15835.

Tang L.H., Buckwalter J.A., Rosenberg L.C. Effect of link protein concentration on articular cartilage proteoglycan aggregation.- J.Orthop.Res., 14, 2, 334-339.

Templeton D.M. Metal-binding properties of the isolated glomerular basement membrane.-Biochim.Biophys.Acta, 1987, 926, 1, 94-105.

Timar J., Diczhazi C., Bartha I., Pogany G., Paku S., Raso E., Tovari J., Ladanyi A., Lapis K., Kopper L. Modulation of heparan-sulphate/chondroitin-sulphate ratio by glycosaminoglycan biosynthesis inhibitors affects liver metastatic potential of tumor cells.- Int.J.Cancer, 1995, 62, 6, 755-761.

Toyama-Sorimachi N., Sorimachi H., Tobita Y., Kitamura F., Yagita H., Suzuki K., Miyasaka M. A novel ligand for CD44 is serglycin, a hematopoietic cell lineage-specific proteoglycan. Possible involvement in lymphoid cell adherence and activation.- J.Biol.Chem., 1995, 270, 13, 7437-7444.

Tryggvason K., Hoyhtya M., Salo T. Proteolytic degradation of extracellular matrix in tumor invasion.- Biochim.Biophys.Acta, 1987, 907, 3, 191-217.

Tsilibary E.C., Koliakos G.G., Charonis A.S., Vogel A.M., Reger L.A., Furch L.T. Heparin type IV collagen interactions: equilibrium binding and inhibition of type IV collagen self-assembly.- J.Biol.Chem., 1988, 263, 35, 19112-19118.

Uldbjerg N., Danielsen C.C. A study of the interaction in vitro between type I collagen and a small dermatan sulfate proteoglycan.- Biochem.J., 1988, 251, 3, 643-648.

.Umbreit J.N. A small RNA is associated with dermatan sulfate proteoglycan.-Anticancer Res., 1996a, 16, 1899-1914.

Umbreit J.N. Proteoglycans and glycosaminoglycans during maturation of the mouse mammary gland.- Anticancer Res., 19966,16, 3013-3029.

i

Vannucchi S., Pasquali F., Chiarugi V., Ruggiero M. Internalization and metabolism of endogenous heparin by cultured endothelial cells.- Biochem. Biophys. Res. Commun., 1986, 140, 1, 294-301.

Velasco A., Hidalgo J., Perez-Vilar J., Garcia-Herdugo G., Navas P. Detection of GAGs in the Golgi complex of chondrocytes.- Eur. J.Cell Biol., 1988, 47, 2, 241250.

Venkataraman G., Sasisekharan V., Herr A.B., Ornitz D.M., Waksman G., Cooney C.L., Langer R., Sasisekharan R. Preferential self-association of basic fibroblast growth factor is stabilized by heparin during receptor dimerization and activation.-Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1996, 93, 2, 845-850.

Watanabe K., Yamada H., Yamaguchi Y. K-glypican: a novel GPI-ancliored heparan sulfate proteoglycan that is highly expressed in developing brain and kidney.-J.Cell.Biol., 1995,130, 5,1207-1218.

Willuweit B., Aktories K. Heparin uncouples (^-adrenoceptors from the G-protein in membranes of human platelets. - Biochem.J., 1988, 249, 3, 857-863.

Woods A., Couchman J.R., Hook M. Heparan sulfate proteoglycans of rat embryo fibroblasts. A hydrophobic form may link cytoskeleton and matrix components.-J.Biol.Chem., 1985, 260,19, 10872-10879.

Wright Th.C., Pukac L.A., Castellot J.J., Karnovsky M.J., Levine R.A., Kim-Park H-Y., Campisi J. Heparin suppresses the induction of c-fos and c-myc mRNA in murine fibroblasts by selective inhibition of a protein kinase C-dependent pathway.-Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1989, 86, 3199-3203.

Yamaguchi M., Kinoshita S., Suzuki N. Dermatan sulfate formation in gastrulae of the sea urchin Clypeaster japonicus.-J.Biochem., 1989,106, 158-162.

Yamamoto K., Terayama H. Comparison of cell coat acid mucopolysaccharides of normal liver and various ascites hepatoma cells.- Cancer Res., 1973, 33, 22572264.

Yanagishita M. Inhibition of intracellular degradation of proteoglycans by leupeptin in rat ovarian granulosa cells.- J.Biol.Chem., 1985, 260, 20, 11075-11082.

Yurchenco P.D., Cheng Yi-Sh., Ruben G.C. Self-assembly of a high molecular weight basement membrane heparan sulfate proteoglycan into dimers and oligomers.-J.Biol.Chem., 1987, 262, 36, 17668-17676.

Zako M., Shinomura T., Ujita M., Ito K., Kimata K. Expression of PG-M(V3), an alternatively spliced form of PG-M without a chondroitin sulfate attachment in region in mouse and human tissues,- J.Biol.Chem., 1995, 270, 8, 3914-3918.

Zimmermann D.R., Ruoslahti E. Multiple domains of the large fibroblast proteoglycan versican.- EMBO, 1989, 8, 10, 2975-2981.