Изучение структурно-функциональной организации ДНК-зависимой РНК-полимеразы E. coli методами аффинной модификации и направленного Fe2+-зависимого расщепления тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 02.00.10, кандидат химических наук Козлов, Максим Викторович

• Козлов, Максим Викторович
• кандидат химических наук
• 1999

Оглавление диссертации кандидат химических наук Козлов, Максим Викторович

ОГЛАВЛЕНИЕ

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. ДНК-полимераза I Е. coli

1.1.1. Кристаллическая структура фрагмента Клёнова

1. 1.2. Мутационно-генетические исследования

полимеразного домена ДНК-полимеразы I Е. coli

1.1.3. Аффинная модификация ДНК-полимеразы I Е. coli

1. 2. Обратная транскриптаза HIV-1

1.2.1. Кристаллическая структура обратной транскриптазы HIV-1

1.2.2. Мутационно-генетические исследования

полимеразного домена обратной транскриптазы HIV-1

1.2.3. Аффинная модификация обратной транскриптазы HIV-1

1. 3. РНК-полимераза бактериофага 77

1.3. 1. Кристаллическая структура РНК-полимеразы

бактериофага 77

1.3.2. Мутационно-генетические исследования РНК-полимеразы бактериофага 77

1.3.3. Аффинная модификация РНК-полимеразы

бактериофага 77

1. 4. РНК-полимераза Е. coli

1.4. 1. Кристаллическая структура РНК-полимеразы Е. coli

1. 4. 2. Мутационно-генетические исследования

РНК-полимеразы Е. coli

1. 4. 3. Аффинная модификация РНК-полимеразы Е. coli

Заключение

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2. Т. Бактериальные штаммы

2. 2. Плазмиды и олигонуклеотиды

2.3. Питательные среды

2. 4. Компетентные клетки и трансформация бактерий

2. 5. Модифицирующие реагенты

2. 6. Выделение плазмидной ДНК

2. 7. Неденатурирующий электрофорез ДНК

и выделение ДНК из гелей

2. 8. Денатурирующий электрофорез РНК и ДНК

2. 9. Денатурирующий электрофорез белков

2. 10. Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

2. 11. Выделение РНК-полимеразы

2. 12. Определение активности РНК-полимеразы

2. 13. Модификация РНК-полимеразы в инициационных комплексах

рифам ицин-связанными нуклеотидами

2. 14. ЯЕГ-индуцированное расщепление промоторной ДНК

в составе открытого комплекса

2. 15. /?ЕГ-индуцированное расщепление РНК-полимеразы

в составе инициационного комплекса

2. 16. Модификация РНК-полимеразы в инициационных комплексах

5'-(А/-метилимидазол)-нуклеотидами

2. 17. Модификация РНК-полимеразы в инициационных комплексах

5'-фотоактивными нуклеотидами

2. 18. Модификация РНК-полимеразы в ранних элонгационных

комплексах 5'-фотоактивной РНК

2. 19. Модификация РНК-полимеразы в элонгационных

комплексах 5'-фотоактивной РНК

2. 20. Модификация РНК-полимеразы в элонгационных

комплексах фотоактивными транскриптами

2. 21. Модификация РНК-полимеразы в элонгационных

комплексах фотоактивной ДНК

2. 22. Химические способы расщепления

субъединиц РНК-полимеразы

2. 22. 1. Частичное расщепление по остаткам метионина

2. 22. 2. Частичное расщепление по остаткам цистеина

2. 22. 3. Частичное расщепление по связи N-G

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3. 1. Структура активного центра РНК-полимеразы Е. coli

в инициационном комплексе

3. 1. 1. Схема модификации РНК-полимеразы

3.1.2. Локализация районов модификации

3.1.3. Структура активного центра

3. 2. Изучение центра связывания РНК-полимеразы E.coli

с рифамицином В

3. 2. 1. Синтез коньюгата рифамицин-ЕДТА(Ге2+)

3. 2. 2. Расщепление промоторной ДНК в открытом комплексе

3. 2. 3. Расщепление РНК-полимеразы в инициационном комплексе

3. 3. Изучение "коридора выхода " 5'-конца РНК-продукта

в инициационных и ранних элонгационных комплексах

3.3. 1. Модификация РНК-полимеразы на стадии инициации

3. 3. 2. Модификация РНК-полимеразы на стадии элонгации

3. 4. Пространственная организация тройного

элонгационного комплекса

3

3. 4. 1. Модификация РНК-полимеразы

фотоактивными транскриптами

3. 4. 2. Картирование центра связывания транскрипта

3. 4. 3. Модификация РНК-полимеразы фотоактивной ДНК

3. 4. 4. Картирование центра связывания ДНК

3. 4. 5. Структурно-функциональная характеристика

элонгационных комплексов

ВЫВОДЫ

ЛИТЕРАТУРА

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ АВТОРОМ

ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение структурно-функциональной организации ДНК-зависимой РНК-полимеразы E. coli методами аффинной модификации и направленного Fe2+-зависимого расщепления»

ВВЕДЕНИЕ

Установление взаимосвязи структуры и функции ферментов имеет принципиальное значение для понимания молекулярных механизмов, обеспечивающих каталитическую активность.

ДНК-зависимая РНК-полимераза E.coli, состоящая из пяти субъединиц, в строгой очерёдности осуществляет множественные, часто фактор-регулируемые, взаимодействия, результатом которых является высокопроцессивное и точное считывание генетической информации в ходе транскрипционного цикла: инициация, элонгация и терминация. В настоящее время имеется обширная феноменология для каждой стадии этого цикла, опирающаяся, прежде всего, на данные мутационного анализа. Развитие методов аффинной модификации РНК-полимеразы в инициационных и в остановленных элонгационных комплексах позволило обрисовать в общих чертах строение активного центра фермента.

Понимание механизмов функционирования РНК-полимеразы осложнено трудностью интерпретации имеющихся данных в терминах пространственной структуры. На сегодняшний день уже получены

трёхмерные структуры с разрешением ~ЗА° для фрагментов а и а-

субъединиц. К сожалению, степень разрешения ~15А°, достигнутая для

двухмерных кристаллов фермента, позволяет делать только первые предположения о взаимном расположении субъединиц. Таким образом, аффинная модификация ДНК-зависимой РНК-полимеразы E.coli по-прежнему остаётся высокоинформативным методом изучения принципов структурно-функциональной организации фермента.

Заключение диссертации по теме «Биоорганическая химия», Козлов, Максим Викторович

выводы

1. На стадии инициации в формировании активного центра участвуют районы Р'-субъединицы: Ме1330-Суз366, Ме1743-Ме1821, Ме1932-МеИ025 и р-субъединицы: Ме1б53-Ме1681, ЬуэЮбб, МеШ32-МеП243, МеП243-МеП273, при этом, остаток 1уз1065 находится у З'-конца РНК-продукта, а участок Ме1:1232-Ме1:1243 располагается параллельно или свободно перемещается вдоль РНК-цепи.

2. Участок матричной цепи ДНК от -5 до -1 основания относительно точки старта транскрипции и три района р-субъединицы: Зег512-Азр516, Т1"1г525-Рго535 и в1и562-3ег576 находятся вблизи репортёрной группы, связанной с молекулой рифамицина. Сделано предположение о том, что данные районы, известные как первый и второй районы аминокислотных замен, приводящих к устойчивости РНК-полимеразы к рифамицину, принимают участие в формировании центра связывания антибиотика.

3. Н1э1237 р-субъединицы сопровождает 5'-фосфат прочно связанного с инициационным комплексом РНК-продукта, что предполагает частичное растяжение активного центра. Было показано, что "коридор выхода" 5'-конца РНК-продукта сформирован: на стадии инициации районами Ме1515-1еи538 р-субъединицы и Суз198-Ме1237 Р'-субъединицы; на стадии элонгации районами Су5837-Ме1951, Ме11304-01и1342 р-субъединицы и Ме1:1-Ме129 Р'-субъединицы.

4. В формировании центров связывания как транскрипта, так и ДНК-матрицы участвуют районы Ме129-Суз58 в Р'-субъединице и Ме1:1243

Ме11273 в [3-субъединице. Предложена модель ТЭК, которая предполагает антипараллельное движение транскрипта и матрицы относительно фермента и существование единого центра связывания, с общей функцией обеспечения процессивности элонгации.

Список литературы диссертационного исследования кандидат химических наук Козлов, Максим Викторович, 1999 год

ЛИТЕРАТУРА

Allison L. A., Moyle M., Shales M. and Ingles C. J. (1985). Extensive homology among the largest subunits of eukaryotic and prokaryotic RNA polymerases, Cell 42, 599-610.

Astatke M., Grindley N. D. and Joyce C. M. (1995). Deoxynucleoside triphosphate and pyrophosphate binding sites in the catalytically competent ternary complex for the polymerase reaction catalyzed by DNA polymerase I (Klenowfragment). J. Biol. Chem. 270,1945-1954.

Basu A. and Modak M. J. (1987). Identification and amino acid sequence of the deoxynucleoside triphosphate binding site in Escherichia coli DNA polymerase I, Biochemistry 26, 1704-1709.

Basu S., Basu A. and Modak M. J. (1988). Pyridoxal 5'-phosphate mediated inactivation of Escherichia coli DNA polymerase I: identification of lysin-635 as an essential residue for processive mode of DNA synthesis, Biochemistry 27, 6710-6716.

Basu A., Tirumalai R. S. and Modak M. J. (1989). Substrate binding in human immunodeficiency virus reverse transcriptase. An analysis of pyridoxal 5'-phosphate sensitivity and identification of lysin 263 in the substrate binding domain, J. Biol. Chem. 264,8746-8752.

Beese L. S. and SteitzT. A. (1991). Structural basis for the 3'-5' exonuclease activity of Escherichia coli DNA polymerase I: a two metal ion mechanism, EMBO J. 10, 25-33.

Beese L. S., Derbyshire V. and Steitz T. A. (1993a).Structure of DNA polymerase I Klenow fragment bound to duplex DNA, Science 260, 352-355.

Beese L. S., Friedman J. M. and Steitz T. A. (1993b). Crystal structures of the

Klenow fragment of DNA polymerase I complexed with deoxynucleoside triphosphate and pyrophosphate, Biochemistry 32, 14095-14101.

Blanco L., Bernard A., Blasco M. A. and Salas M. (1991). A general structure for DNA-dependent DNA polymerase, Gene 100, 27-38.

Bonner G., Patra D., Lafer E. M. and Sousa R. (1992). Mutations in T7 RNA polymerase that support the proposal for a common polymerase active site structure, EMBOJ. 11, 3767-3775.

Bonner G., Lafer E. M. and Sousa R. (1994). The thumb subdomain of T7 RNA polymerase functions to stabilize the ternary complex during processive transcription, J. Biol. Chem. 269, 25129-25136.

Borukhov S., Lee J. and Goldfarb A. (1991a). Mapping of a contact for the RNA 3' terminus in the largest subunit of RNA polymerase, J. Biol. Chem. 266, 23932-23935.

Borukhov S., Severinov K., Kashlev M., Lebedev A., Bass I., Rowland G. C. Lim P.-P., Glass R. E., Nikiforov V. and Goldfarb A. (1991b). Mapping of trypsin cleavage and antibody-binding sites and delineation of a dispensable domain in the (3 subunit of Escherichia coli RNA polymerase, J. Biol. Chem. 266, 2392123926.

Bourne H. R., Sanders D. A. and McCormick F. (1991). The GTPase superfamily: conserved structure and molecular mechanism, Nature 349, 117127.

Boyer P. L., Ferris A. L., Clark P., Whitmer J., Frank P., Tantillo C., Arnold E. and Hughes S. H. (1994). Mutational analysis of the fingers and palm subdomens of human immunodeficiency virus type 1 (HIV-I) reverse transcriptase, J. Mol. Biol. 243, 472-483.

Broyless S. S. and Moss B. (1986). Homology between RNA polymerases of

poxviruses,prokaryotes, and eukaryotes: nucleotide sequence and transcriptional

100

analysis of vaccinia virus genes encoding 147-kDa and 22-kDa subunits, Proc. Natl. Acad. Sci. Usa 83, 3141-3145.

Burges R. R. and Jendrisak J. J. (1975). A procedure for the rapid, large-scale purification of Escherichia coli DNA-dependent RNA polymerase involving polymin P precipitation and DNA-cellulose chromatography, Biochemistry 14, 4634-4638.

Catalano C. E., Allen D. J. and Bencovic S. J. (1990). Interaction of Escherichia coli DNA polymerase I with azidoDNA and fluorescent DNA probes: identification of protein-DNA contacts, Biochemistry 29, 3612-3621.

Chamberlin M. and Ring J. (1973). Characterization of T7-specific ribonucleic acid polymerase. 1. General properties of the enzymatic reaction and template specificity of the enzyme, J. Biol. Chem. 248, 2235-2244.

Cheng N., Painter G. R. and Furman P. A. (1991). Crosslinking of substrates occurs to the p66 subunit of heterodimeric HIV-1 reverse transcriptase, Biochem. Biophys. Res. Commun. 174, 785-789.

Cheng N.,. Merrill B. M, Painter G. R., Frick L. W. and Furman P. A. (1993). Identification of the nucleotide binding site of HIV-1 reverse transcriptase using dTTP as photoaffinity label, Biochemistry 32, 7630-7634.

Darst S. A., Kubalek E. W. and Kornberg R. D. (1989). Three-dimensional structure of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme determined by electron crystallography, Nature 340, 730-732.

Delarue M., Poch 0., Tordo N., Moras D. and Argos P. (1990). An attempt to unify the structure of polymerases, Protein Eng. 3, 461 -467.

Doronin S. V., Dobrikov M. I., Buckle M., Buc H. and Lavrik O. I. (1994). Affinity modification of human immunodeficiency virus reverse transcriptase DNA template by photoreactive dCTP analogs, FEBS Lett. 354, 200-202.

Doublie S., Tabor S., Long A. M., Richardson C. C. and Ellenberger T. (1998). Crystal structure of bacteriophage T7 DNA replication complex at 2.2 A°

resolution, Nature 391, 251 -258.

Falkenburg D., Dworniczak B., Faust D. M. and Bautz E. K. (1987). RNA polymerase II of Drosophila. Relation of its 140,000 Mr subunit to the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase, J. Mol. Biol. 195, 929-937.

Freemont P. S., Ollis D. L., Steitz T. A. and Joyce C. M. (1986). A domain of Klenow fragment of Escherichia coli DNA polymerase I has polymerase but not exonuclease activity, Proteins 1, 66-73.

Furman P. A., Fyfe J. A., St Clair M. H., Weinhold K., Rideout J. L., Freeman G. A., Lehrman S. N., Bolognesi D. P., Broder S., Mitsuya H. and Barry D. W. (1986). Phosphorylation of 3'-azido-3'-deoxythymidine and selective interaction of the 5'-triphosphate with human immunodeficiency virus reverse transcriptase, Proc. Natl. Acad. Sei. USA 83, 8333-8337.

Gardella T., Moyle H. and Susskind M. M. (1989). A mutant Escherichia coli sigma 70 subunit RNA polymerase with altered promotor specificity, J. Mol. Biol. 206, 579-590.

Gardner L. P., Mookhtiar K. A. and Coleman J. E. (1997). Initiation, elongation, and processivity of carboxyl-terminal mutants of T7 RNA polymerase, Biochemistry 36, 2908-2918.

Grachev M. A. and Mustaev A. A. (1982). Cyclic adenosine-5'-trimetaphosphate phosphorylates a histidine residue nearby the initiating substrate binding site of Escherichia coli DNA-dependent RNA-polymerase, FEBS Lett. 137, 89-94.

Grachev M. A., Lukhtanov E. A., Mustaev A. A., Zaychikov E. F., Abdukayumov M. N., Rabinov I. V., Richter V. I., Skoblov Y. S. and Chistyakov P. G. (1989).

Studies of the functional topography of Escherichia coli RNA-polymerase. A method for localization of the sites of affinity labeling, Eur. J. Biochem. 180, 577-585.

Hayward R. S., Igarashi K. and Ishihama A. (1991). Functional specialization within the a-subunit of Escherichia coli RNA-polymerase, J. Moi. Biol. 221, 2329.

He B., Rong M., Durbin R. K. and McAllister W. T. (1997). A mutant T7 RNA polymerase that is defective in RNA binding and blocked in the early stages of transcription, J. Mol. Biol. 265, 275-288.

Heisler L. M., Suzuki H., Landick R. and Gross C. A. (1993). Four contiguous amino acids define the target for streptolydigin resistance in the beta subunit of Escherichia coli RNA-polymerase, J. Biol. Chem.26S, 25369-25375.

Heisler L. M., Feng G., Jin D. J., Gross C. A. and Landick R. (1996). Amino acid substitutions in the two largest subunits of Escherichia coli RNA-polymerase that suppress a defective Rho termination factor affect different parts of the transcription complex, J. Biol. Chem.270, 23926-23929.

Hostomsky Z., Hostomska Z., Fu T. B. and Taylor J. (1992). Reverse transcriptase of human immunodeficiency virus type 1 : functionality of subnits of heterodimer in DNA synthesis, J. Virol. 66, 3179-3182.

Huang H., Chopra R., Verdine G. I. and Harrison S. C. (1998). Structure of a covalently trapped catalytic complex of HIV-1 reverse transcriptase: implications for drug resistance, Science 282, 1669-1675.

Igarashi K., Fujita N. and Ishihama A. (1991). Identification of a subunit assembly domain in the alpha subunit of Escherichia coli RNA-polymerase, J. Mol. Biol. 218, 1-6.

Jacobo-Molina A. and Arnold E. (1991). HIV reverse transcriptase structure-

function relationships, Biochemistry 30, 6351-6356.

Jacobo-Molina A., Ding J., Nanni R. G., Clark A. D., Lu X., Tantillo C., Williams R. G., Kamer G., Ferris A. L., Clark P., Hizi A., Hughes S. H. and Arnold E. (1993). Crystal structure of human immunodeficiency virus type 1 reverse transcriptase complexed with double-stranded DNA at 3Ao resolution showes bent DNA, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 6320-6324.

Jeon Y. H., Negishi T., Shirakawa M., Yamazaki T., Fujita N., Ishihama A. and Kyuogoku Y. (1995). Solution structure of activator domain of RNA polymerase a-subunit, Science 270, 1495-1497.

Jeruzalmi D. and Steitz T. A. (1998). Structure of T7 RNA polymerase complexed to the transcriptional inhibitor T7 lysozyme, EMBOJ. 17, 4101-4113.

Jin D. J. and Gross C. A. (1988). Mapping and sequencing of mutations in the Escherichia coli rpoB gene that lead to rifampicin resistance, J. Mol. Biol. 202, 45-58.

Johnson M. S., McClure M. A., Feng D. F., Gray J. and Doolitle R. F. (1986). Computer analysis of retroviral pol genes: assignment of enzymatic functions to specific sequences and homologies with nonviral enzymes, Proc. Natl. Acad. Sci. Usa 83, 7648-7652.

Joyce C. M. and Grindley N. D. (1983).Construction of a plasmid that overproduces the large proteolytic fragment (Klenow fragment) of DNA polymerase I of Escherichia coli, Proc. Natl. Acad. Sci. Usa 80, 1830-1834.

Joyce C. M. and Steitz T. A. (1994). Function and structure relationships in DNA polymerases, Annu. Rev. Biochem. 63, 777-822.

Kashlev M., Lee J., Zalenskaya K., Nikiforov V. and Goldfarb A. (1990). Blocking of the initiation-to-elongation transition by a transdominant RNA polymerase mutation, Science 248,1006-1009.

Kaushik N., Pandey V. N. and Modak M. J. (1996). Significance of the O-helix residues of Escherichia coli DNA polymerase I in DNA synthesis: dynamics of the dNTP binding pocket, Biochemistry 35, 7256-7266.

Kimura M., Fujita N. and Ishihama A. (1994). Functional map jf the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: deletion analysis of the amino-terminal assembly domain, J. Mol. Biol. 242, 107-115.

Kimura M. and Ishihama A. (1995). Functional map jf the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: insertion analysis of the amino-terminal assembly domain, J. Mol. Biol. 248, 756-767.

Klenow H. and Henningsen I. (1970).Selective elimination of the exonuclease activity of the deoxyribonucleic acid polymerase from Escherichia coli B by limited proteolysis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 65, 168-175.

Knoll D. A., Woody R. W. and Woody A. Y. (1992). Mapping of the active site of T7 RNA polymerase with 8-azidoATP, Biochim. Biophys. Acta 1121, 252-260. Kohlstaedt L. A., Wang J., Friedman J. M., Rice P. A. and Steitz T. A. (1992).

Crystal structure at 3.5A0 resolution of HIV-I reverse transcriptase complexed

with an inhibitor, Science 256,1783-1790.

Kostyuk D. A., Dragan S. M., Lyakhov D. L., Rechinsky V. 0., Tunitskaya V. L.,

Chernov B. K. and Kochetkov S. N. (1995). Mutants of T7 RNA polymerase that

are able to synthesize both RNA and DNA, FEBS Lett. 369, 165-168.

Laemmli U. K. (1970). Cleavage of structural proteins during the assembly of

the head of bacteriophage T4, Nature 227, 680-685.

Larder B. A. , Purifoy D. J., Powell K. L. and Darby G. (1987). Site-specific

mutagenesis of AIDS virus reverse transcriptase, Nature 327, 716-717.

Larder B. A. and Kemp S. D. (1989). Multiple mutations in HIV-1 reverse

transcriptase confer high-level resistance to zidovudine (AZT), Science 246,

105

1155-1158.

Lavrick О. I., Prasad R., Beard W. A., Safronov I. V., Dobrikov M. I., Srivastava D. K., Shishkin G. V., Wood T. G. and Wilson S. H. (1996). dNTP binding to HIV-1 reverse transcriptase and mammalian DNA polymerase (3 as revealed by affinity labeling with photoreactive dNTP analog, J. Biol. C/7em.271, 21891-21897.

Le Grice S. F., Naas Т., Wohlgensinger B. and Schatz 0. (1991). Subunit-selective mutagenesis indicates minimal polymerase activity in heterodimer-associated p51 HIV-1 reverse transcriptase, EMBO J. 10,3905-3911.

Lin S., Henzel W. J., Nayak S. and Dennis D. (1998). Photoaffinity labeling by 4-thiodideoxyuridine triphosphate of the HIV-1 reverse transcriptase active site during synthesis. Sequence of the unique labeled hexapeptide, J. Biol. Chem.273, 997-1002.

Lisitsyn N. A., Sverdlov E. D., Moiseyeva E. P., Danilevskaya O. N. and Nikiforov V. G. (1984). Mutation to rifampicin resistance at the beginning of the RNA polymerase beta subunit gene in Escherichia coli, Mol. Gen. Genet. 196, 173-174.

Лисицин H. А., Гурьев С. О., Свердлов Е. Д., Моисеева Е. П. и Никифоров В. Г. (1984). Нуклеотидные замены в гене гроВ, приводящие к устойчивости РНК-полимеразы E.coli к рифампицину, Биоорган, химия 10, 127-128.

Лисицин Н. А., Свердлов Е. Д., Моисеева Е. П. и Никифоров В. Г. (1985). Локализация мутации, приводящей к устойчивости РНК-полимеразы E.coli к антибиотику стрептолидигину, в гене гроВ, кодирующем р-субъединицу фермента, Биоорган, химия 11, 132-134.

Lloyd L. F., Brick P., Lou M. Z., Chayen N. E. and Blou D. M. (1991). Many crystal forms of human immunodeficiency virus revers transcriptase, J. Mol. Biol. 217, 19-22.

Lowe D. M., Parmar V., Kemp S. D. and Larder В. А. (1991). Mutational analysis of two conserved sequence motifs in HIV-1 reverse transcriptase, FEBS Lett. 282, 231-234.

Maksimova T. G., Mustaev A. A., Zaychikov E. F., Lyakhov D. L., Tunitskaya V. L, Akbarov A. Kh., Luchin S. V., Rechinsky V. 0., Chernov В. K. and Kochetkov S. N. (1991). Lys631 residue in the active site of the bacteriophage T7 RNA polymerase. Affinity labeling and site-directed mutagenesis, Eur. J. Biochem. 195, 841-847.

Malhotra A., Severinova E. and Darst S. A. (1996). Crystal structure of a sigma 70 subunit fragment from E. coli RNA polymerase, Cell 87, 127-136.

Maniatis Т., Fritch E. F. and Hayward R. S. (1982). Molecular cloning: a laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Spring Harbor, N. Y.

Markovtsov V., Mustaev A. and Goldfarb A. (1996). Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex, Proc. Natl. Acad. Sei. USA 93, 3221-3226.

Марковцов В. В. (1996). Изучение структурной организации ДНК-зависимой РНК-полимеразы из Escherichia coli методами аффинной модификации, Автореферат диссертации на соискание учёной степени кандидата химических наук, 1-22.

Martin Е., Sagitov V., Burova Е., Nikiforov V. and Goldfarb A. (1992). Genetic dissection of the transcription cycle, J. Biol. Chem. 267, 20175-20180.

Martin J. L., Wilson J. E., Haynes R. L. and Furman P. A. (1993a). Mechanism of resistance of human immunodeficiency virus type 1 to 2',3'-dideoxyinosine, Proc. Natl. Acad. Sei. USA 90, 6135-6139.

Martin J. L., Wilson J. E., Furfine E. S., Hopkins S. E. and Furman P. A. (1993b). Biohemical analysis of human immunodeficiency virus-1 reverse

transcriptase containing a mutation at position lysin 263, J. Biol. Chem.268, 2565-2570.

Martindale D. W. (1990). A conjugation-specific gene (cnjC) from Tetrahimena encodes a protein homologous to yeast RNA polymerase subunits (RPB3, RPC40) and similar to a portion of the procaryotic RNA polymerase a subunit (proA), Nucl. Acids Res. 18, 2953-2960.

MemetS., Gouy M., Marck C., Sentenac A. and Buhler J. M. (1988). RPA 190, the gene coding for the largest subunit ofyeast RNA polymerase A, J. Biol. Chem.263, 2830-2839.

Mendez J., Blanco L., Lazaro J. M. and Salas M. (1994). Primer-terminus stabilization at the psi29 DNA polymerase active site. Mutational analysis of conserved motif TX2GR, J. Biol. Chem.269, 30030-30038.

Mitchell L. L. and Cooperman B. S. (1992). Active site studies of human immunodeficiency virus reverse transcriptase, Biochemistry 31, 7707-7713. Mitina R. L., Mustaev A. A., Zaychikov E. F., Khomov V. V. and Lavrik O. I.

(1990). Highly selective affinity labeling of the primer-binding site of E. coli DNA polymerase I, FEBS Lett. 272, 181-183.

Modak M. J. (1976). Observations on the pyridoxal 5'-phosphate inhibition of DNA polymerases, Biochemistry 15, 3620-3626.

Mookhtiar K. A., Peluso P. S., Muller D. K., Dunn J. J. and Coleman J. E.

(1991). Processivity of T7 RNA polymerase requires the C-terminal Phe882-

Ala883-COO" "foot", Biochemistry 30, 6305-6313.

Muller D. K., Martin C. T. and Coleman J. E. (1988). Processivity of proteolytically modified forms of T7 RNA polymerase, Biochemistry 27, 57635771.

Mustaev A., Kashlev M., Lee J., Polyakov A., Lebedev A., Zalenskaya K.,

Grachev M., Goldfarb A. and Nikiforov V. (1991). Mapping of the priming substrate contacts in the active center ofEscherichia coli RNA polymerase, J. Biol. Chem.266, 23927-23931.

Mustaev A., Zaychikov E., Severinov K., Kashlev M., Polyakov A., Nikiforov V. and Goldfarb A. (1994). Topology of the RNA polymerase active center probed by chimeric rifampicin-nucleotide compounds, Proc. Natl. Acad. Sei. USA 91, 12036-12040.

Negishi T., Fujita N. and Ishihama A. (1995). Structural map of the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: structural domains identified by proteolytic cleveage, J. Mol. Biol. 248, 723-728.

Nudler E., Goldfarb A. and Kashlev M.(1994). Discontinuous mechanism of transcription elongation, Science 265, 793-796.

Nudler E., Kashlev M., Nikiforov V. and Goldfarb A. (1995). Coupling between transcription termination and RNA polymerase inchworming, Cell 81, 351 -357.

Nudler E., Avetissova E., Markovtsov V. and Goldfarb A. (1996). Transcription processivity: protein-DNA interactions holding together the elongation complex, Science 273, 211-217.

Ollis D. L., Brick P., Hamlin R., Xuong N. G. and Steitz T. A. (1985). Structure of large fragment of Escherichia coli DNA polymerase I complexed with dNTP, Nature 313, 762-766.

Osumi-Davis P. A., de Aguilera M. C., Woody R. W. and Woody A. Y. (1992). Asp537, Asp812 are essential and Lys631, His811 are catalytically significant in bacteriophage T7 RNA polymerase activity, J. Mol. Biol. 226, 37-45.

Ovchinnikov Y. A., Monastyrskaya G. S., Gubanov V. V., Guryev S. 0., Salomatina i. S., Shuvaeva T. M., Lipkin V. M. and Sverdlov E. D. (1982). The primary structure of Escherichia coli RNA polymerase. Nucleotide sequense of

the rpoC gene and amino acid sequence of beta'-subunit, Nucleic Asids Res. 10, 4035-4044.

Pandey V. N.. Williams K. R., Stone K. L. and Modak M. J. (1987). Photoaffinity labeling of the thymidine triphosphate binding domain of Escherichia coli DNA polymerase I: identification of histidine-881 as the site of cross-linking, Biochemistry 26, 7744-7748.

Pandey V. N., Kaushik N. A., Pradhan D. S. and Modak M. J. (1990). Template primer-dependent binding of 5'-fluorosulfonyl-benzoyldeoxyadenosine by Escherichia coli DNA polymerase I. Identification of arginine 682 as the binding site and its implication in catalysis, J. Biol. Chem.265, 3679-3684.

Poch O., Sauvaget I., Delarue M. and Tordo N. (1989). Identification of four conserved motifs among the RNA-dependent polymerases encoding eltments, EMBOJ., 8, 3867-3874.

Polesky A. H., Steitz T. A., Grindley N. D. and Joyce С. M. (1990). Identification of residues critical for the polymerase activity of Klenow fragment of DNA polymerase I of Escherichia coli, J Biol. Chem. 265, 14579-14591.

Polesky A. H., Dalberg M. E., Benkovic S. J., Grindley N. D. (1992). Side chains involved in catalysis of the polymerase reaction of DNA polymerase I of Escherichia coli, J. Biol. Chem. 267, 8417-8428.

Поляков А. П. (1993). Мутации в гене rpoB, влияющие на взаимодействие РНК-полимеразы Escherichia coli с субстратами, Автореферат диссертации на соискание учёной степени кандидата биологических наук, 1 -23.

Polyakov A., Severinova Е. and Darst S. А. (1995). Tree-dimensional structure of E. coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme, Cell 83, 365-373.

Price M. A. and Tullius T. D. (1992). Using hydroxyl radical to probe DNA

structure, Methods Enzymol. 212, 194-219.

Raskin C. A., Diaz G. A., Joho K. and McAllister W. T. (1992). Substitution of a single bacteriophage T3 residue in bacteriophage T7 RNA polymerase at position 748 results in a switch in promotor specificity, J. Mol. Biol. 228, 506-515.

Raskin C. A., Diaz G. A. and McAllister W. T. (1993). T7 RNA polymerase mutants with altered promotor specificities, Proc. Natl. Acad. Sei. USA 90, 31473151.

Rusakova E. E., Tunitskaya V. L., Memelova L. V., Kochetkova S. V., Kostyuk D. A. and Kochetkov S. N. (1998). Mutant T7 RNA polymerase is capable of catalyzing DNA primer extention reaction, FEBS Lett 423, 189-192.

Rush J. and Königsberg W. H. (1990). Photoaffinity labeling of the Klenow fragment with 8-azido-dATP, J. Biol. Chem. 265, 4821-4827.

Sagitov V., Nikiforov V. and Goldfarb A. (1993). Dominant lethal mutations near the 5' substrate binding site affect RNA polymerase propagation, J. Biol. Chem. 268, 506-515.

Sastry S. S., Spielman H. P., Hoang Q. S., Phillips A. M., Sancar A. and Hearst J. E. (1993). Laser-induced protein-DNA cross-links via psoralen furanside monoadducts, Biochemistry 32, 5526-5538.

Sastry S. S. (1996). Identification of the template-binding cleft of T7 RNA polymerase as the site for promoter binding by photochemical cross-linking with psoralen, Biochemistry 35,13519-13530.

Sastry S. and Ross B. M. (1998). RNA-binding site in T7 RNA polymerase, Proc. Natl. Acad. Sei. USA 95, 9111 -9116.

Sheng N. and Dennis D. (1993). Active site labeling of HIV-1 reverse transcriptase, Biochemistry 32, 4938-4932.

Severinov K., Soushko M., Goldfarb A. and Nikiforov V. (1993). Rifampicin region revisited, J. Biol. Chem. 268,14820-14825.

Severinov K., Mustaev A., Severinova E., Bass I., Kashlev M., Landick R., Nikiforov V., Goldfarb A. and Darst S. A. (1995a). Assembly of functional Escherichia coli RNA polymerase containing beta' subunit fragments, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92, 4591-4595.

Severinov K., Markov D., Severinova E., Nikiforov V., Landick R., Darst S. A. and Goldfarb A. (1995b). Streptolydigin-resistant mutants in an evolutionarily conserved region of the p' subunit of Escherichia coli RNA polymerase, J. Biol. Chem. 270, 23926-23929.

Siegele D. A., Hu J. C., Walter W. A. and Gross C. A. (1989). Altered promotor recognition by mutant forms of the sigma 70 subunit of Escherichia coli RNA polymerase, J. Moi. Biol. 206, 591-603.

Sousa R., Chang Y. J., Rose J. P. and Wang B. C. (1993). Crystal structure of bacteriophage T7 RNA polymerase at 3.3 A0 resolution, Nature 364, 593-599.

Sousa R. and Padilla R. (1995). A mutant T7 RNA polymerase as a DNA polymerase, EMBOJ. 14, 4609-4621.

Sousa R. (1996). Structural and mechanistic relationships between nucleic acid polymerases, TIBS 21, 186-190.

Sweetser D., Nonet M. and Yong R. A. (1987). Prokaryotic and eukaryotic RNA polymerases have homologous core subunits, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 84, 1192-1196.

Tao K., Fujita N. and Ishihama A. (1993). Involvement of the RNA polymerase alpha subunit C-terminal region in co-operative interaction and transcriptional activation with OxyR protein, Mol. Microbiol. 7, 859-864.

Toh H., Hayashida H. and Miyata T. (1983). Sequence homology between

retroviral reverse transcriptase and putative polymerases of hepatitis B virus and cauliflower mosaic virus, Nature 305, 827-829.

Waldburger C., Gardella T., Wong R. and Susskind M. M. (1990). Changes in conserved region 2 of Escherichia coli sigma 70 affecting promotor recognition, J. Mol. Bioi. 215, 267-276.

Wilson J. E., Aulabaugh A., Caligan B., McPherson S., Wakefield J. K., Jablonski S., Morrow C. D., Reardon J. E. and Furman P. A. (1996). Human immunodeficiency virus type-1 reverse transcriptase. Contribution of Met-184 to binding of nucleoside 5'-triphosphate, J. Biol. Chem. 271,13656-13662.

Woody A. Y., Eaton S. S., Osumi-Davis P. A. and Woody R. W. (1996). Asp537 and Asp812 in bacteriophage T7 RNA polymerase as metal ion-binding sites studied by EPR, flow-dialysis, and transcription, Biochemistry 35, 144-152.

Zaychikov E., Martin E., Denissova L., Kozlov M., Markovtsov V., Kashlev M., Heumann H., Nikiforov V., Goldfarb A. and Mustaev A. (1996). Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center, Science 273,107-109.

Zhang G. and Darst S. A. (1998). Structure of the Escherichia coli RNA polymerase alpha subunit amino-terminal domain, Science 281,262-266.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ АВТОРОМ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ:

1. Severinov, K., Mustaev, A., Severinova, E., Kozlov, M., Darst, S., and Goldfarb, A. (1995). The P subunit Rif-cluster I is only angstroms away from the active center of Escherichia coli RNA polymerase. J. Biol. Chem. 270, 2942829432.

2. Zaychikov, E., Martin, E., Denissova, L., Kozlov, M., Markovtsov, V., Kashlev, M., Heumann, H., Nikiforov, V., Goldfarb, A.,and Mustaev, A. (1996). Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center. Science 273, 107-109.

3. Mustaev, A., Kozlov, M., Markovtsov, V., Zaychikov, E., Denissova, L., and Goldfarb, A. (1997). Modular organization of the catalytic center of RNA polymerase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94, 6641-6645.

4. Nudler, E., Gusarov, E., Avetissova, E., Kozlov, M., and Goldfarb, A. (1998). Spatial organization of transcription elongation complex in Escherichia coli. Science 281,424-428.