Изучение роли экстраклеточных рибонуклеаз на модели трансгенных растений табака: Nicotiana tabacum L. тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.02.07, кандидат биологических наук Сангаев, Содном Сергеевич

• Сангаев, Содном Сергеевич
• кандидат биологических наук
• 2010

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Сангаев, Содном Сергеевич

ОГЛАВЛЕНИЕ.

СПИСОК ИСПОЛЬЗУЕМЫХ СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Системы неспецифической защиты растений от патогенов.

1.1.1. Система распознавания патогенов.

1.1.2. Системная приобретенная устойчивость (SAR).

1.1.3. Индуцируемые белки, связанные с защитой.

1.1.4. Белки, индуцируемые при поранении растений.

1.2. Секреторные рибонуклеазы растений.

1.2.1. Роль S-РНКаз в генерации гаметофитной самонесовместимости.

1.2.2. S-подобные РНКазы.

1.3. Способы повышения вирусоустойчивости растений с помощью трансгенеза.

1.3.1. Устойчивость патогенного происхождения.

1.3.2. Устойчивость непатогенного происхождения.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение роли экстраклеточных рибонуклеаз на модели трансгенных растений табака: Nicotiana tabacum L.»

Актуальность проблемы. Функции экстраклеточных S-подобных рибонуклеаз растений в настоящее время малоизучены. Известно, что экспрессия генов некоторых экстраклеточных РНКаз индуцируется при повреждении тканей, при фосфатном голодании, в стареющих тканях растений, а также при инфекции.

Предполагают, что одна из функций этих ферментов может быть связана с механизмами неспецифической защиты от патогенов вирусной и грибковой природы (Galiana et al., 1997; Hugot et al., 2002; LeBrasseur et al., 2002). Это предположение основано, в частности, на том, что экспрессия некоторых генов S-подобных РНКаз индуцируется при повреждении тканей, причем не только локально (в месте повреждения), но и системно (Ye and Droste, 1996; Lers et al., 1998; LeBrasseur et al., 2002). Для многих вирусов покровные ткани растения являются труднопреодолимым барьером, и поранение, вызванное механическим повреждением, позволяет им проникнуть в растение. Принимая во внимание тот факт, что у большинства вирусов растений генетический материал представлен РНК, можно предположить, что экстраклеточные РНКазы, индуцируемые поранением, являются одним из компонентов противовирусной защиты на начальных этапах инфекции. Однако причины повышения РНКазной активности и функциональная роль индуцированных РНКаз именно в вирусоустойчивости пока остаются неясными. Так, индукция рибонуклеаз может быть вызвана собственно повреждением тканей или их преждевременным старением и отмиранием и может быть необходима для ремобилизации фосфата (Green, 1994).

С другой стороны, в некоторых тестах in vitro и in planta показана противогрибковая активность экстраклеточной РНКазы табака (Hugot et al., 2002). Данных о противовирусной активности экстраклеточных РНКаз растений нет, однако показано, что экзогенное нанесение панкреатической РНКазы быка (РНКазы А) вместе с вирусным инокулюмом защищает растения от вируса табачной мозаики (ВТМ) (Galiana et al1997). Кроме того, трансгенные растения табака, экспрессирующие РНКазу А быка, характеризуются повышенной устойчивостью к ВТМ (Trifonova et al., 2007). Эти результаты не означают, что растительные рибонуклеазы также обладают противовирусной активностью, поскольку наблюдаемый эффект может быть связан со специфическими свойствами панкреатической РНКазы А. Однако участие рибонуклеаз растительного происхождения в механизмах вирусоустойчивости весьма вероятно.

По-видимому, S-подобные рибонуклеазы растений могут выполнять и другие, не известные в настоящее время функции. Для некоторых экстраклеточных РНКаз показана экспрессия на ранних стадиях развития (Rogers and Rogers, 1999; Kock et al, 2004; Hillwig et al., 2008). Это дает основания полагать, что некоторые S-подобные РНКазы участвуют в контроле процессов роста и развития.

В целом, имеющиеся данные указывают на то, что S-подобные РНКазы могут быть задействованы в ряде важных биологических процессов (прорастание, развитие, ремобилизация фосфата, стрессоустойчивость, формирование устойчивости к патогенам - особый интерес представляет возможное участие РНКаз в формировании неспецифической вирусоустойчивости). Большая часть из этих функций пока остаются недоказанными, что обусловливает актуальность проведения исследований в этом направлении.

Цель и задачи исследования. Цель настоящей работы заключалась в создании трансгенных растений табака с измененной активностью экстраклеточных рибонуклеаз и исследовании на этой модели функциональной роли экстраклеточных рибонуклеаз растений в формировании устойчивости к патогенам, а также в процессах роста и развития.

Были поставлены следующие задачи:

1. создание генетических конструкций, обеспечивающих повышенный и сниженный уровень рибонуклеазной активности в апопласте;

2. получение трансгенных растений табака с увеличенным и сниженным уровнем рибонуклеазной активности в апопласте;

3. анализ вирусоустойчивости трансгенных и контрольных растений;

4. сравнительный анализ трансгенных и контрольных растений табака по морфологии и срокам развития;

- Научная новизна. Создана новая генетическая модель — трансгенные растения табака с измененной активностью экстраклеточных рибонуклеаз (увеличенной и сниженной по сравнению с контролем). Показано, что в нормальных условиях трансгенные растения не проявляют значимых отличий от растений исходной линии по морфологическим параметрам. Впервые показано, что повышенный уровень РНКазной активности в апопласте вследствие конститутивной экспрессии РНКазы ZRNasell Zinnia elegans сопровождается повышенной вирусоустойчивостью растений, что подтверждает гипотезу об участии экстраклеточных рибонуклеаз растений в формировании вирусоустойчивости. Кроме того, результаты анализа полученных модельных растений позволяют предположить, что в нормальных условиях изменение уровня активности экстраклеточных рибонуклеаз не влияет на процессы роста и развития растений. Практическая ценность.

Показано, что экстраклеточные рибонуклеазы растений могут использоваться для получения генетически модифицированных растений с увеличенной вирусоустойчивостью.

Получен патент: Заявка 2009109530 Российская федерация. МПК C12N15/82. Рекомбинантная плазмида, обеспечивающая экспрессию гена экстраклеточной рибонуклеазы Zinnia elegans ZRNasell в трансгенных растениях (варианты) и способ получения вирусоустойчивых форм растений. /

Авторы: Трифонова Е.А., Сангаев С.С., Романова А.В., Кочетов А.В., Сапоцкий М.В., Малиновский В.И, Шумный В.К.; заявитель: Учреждение Российской академии наук Институт цитологии и генетики Сибирского отделения РАН (ИЦиГ СО РАН); приоритет 16.03.2009. решение о выдаче патента от 04.02.2010.

Положения, выносимые на защиту.

1. Генетическая конструкция pBi-Nk, несущая двуцепочечный РНК-супрессор гена экстраклеточной РНКазы Nkl Nicotiana tabacum, обеспечивает существенное снижение активности РНКазы Nkl.

2. Генетическая конструкция pBi-RNS, несущая кДНК экстраклеточной РНКазы ZRNasell Zinnia elegans под управлением промотора 35S РНК вируса мозаики цветной капусты, обеспечивает эффективную экспрессию РНКазы ZRNasell и существенное увеличение общей рибонуклеазной активности в апопласте табака.

3. Трансгенные растения, конститутивно экспрессирующие РНКазу ZRNasell, характеризуются повышенной устойчивостью к вирусу табачной мозаики.

4. Трансгенные растения табака с измененной активностью экстраклеточных рибонуклеаз не проявляют существенных отличий от растений исходной линии по морфологическим характеристикам и параметрам развития.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение диссертации по теме «Генетика», Сангаев, Содном Сергеевич

6. ВЫВОДЫ

1. Разработаны и созданы две генетические конструкции, обеспечивающие в растениях табака а) сверхэкспрессию экстраклеточной РНКазы ZRNasell Zinnia elegans; б) эффективную инактивацию гена собственной экстраклеточной РНКазы Nkl Nicotiana tabacunv,

2. Получена новая генетическая модель - линии трансгенных растений табака Nicotiana tabacum SRI, характеризующихся модифицированным уровнем активности экстраклеточных S-подобных рибонуклеаз: а) увеличенным по сравнению с контрольными растениями; б) сниженным по сравнению с контрольными растениями.

3. Показано, что растения табака с повышенной активностью экстраклеточной рибонуклеазы характеризуются увеличенной устойчивостью к вирусу табачной мозаики. Это подтверждает гипотезу об участии экстраклеточных рибонуклеаз растений в формировании устойчивости к вирусам.

4. Установлено, что трансгенные растения табака не проявляют отличий от контрольных нетрансгенных растений по морфологии и параметрам развития. Это указывает на то, что в нормальных условиях экстраклеточные рибонуклеазы растений не играют существенной роли в контроле процессов роста и развития.

5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В рамках диссертационной работы было проведено исследование влияния повышенного и пониженного уровня активности экстраклеточных S-подобных рибонуклеаз на процессы роста и развития растений, а также на их вирусоустойчивость. С этой целью были созданы 2 генетические конструкции для трансформации растений (pBi-RNS и pBi-Nk), получены трансгенные растения табака и проведен анализ их морфологических, биохимических и физиологических характеристик.

В ходе анализа трансгенных растений были получены следующие результаты. В трансформантах табака, несущих конструкцию pBi-RNS, РНКаза ZRNaseil Zinnia elegans эффективно экспрессируется и локализована в апопласте. В трансформантах табака, несущих конструкцию pBi-Nk, происходит существенное снижение активности экстраклеточной РНКазы Nkl. Семена трансгенных растений не отличаются от контрольных по всхожести и скорости прорастания при проращивании в стерильных условиях на стандартной среде MS, а взрослые трансгенные растения не проявляют видимых отличий от нетрансгенных растений по морфологии и срокам цветения. При этом высокий уровень активности РНКазы ZRNaseil Zinnia elegans повышает устойчивость трансгенных растений к вирусу табачной мозаики.

Таким образом, полученные результаты показывают, что созданные генетические конструкции обеспечивают в растениях табака: а) сверхэкспрессию экстраклеточной РНКазы ZRNaseil Zinnia elegans; б) эффективную инактивацию гена экстраклеточной РНКазы Nkl Nicotiana tabacum. Далее, полученные результаты подтверждают гипотезу об участии экстраклеточных рибонуклеаз растений в формировании устойчивости к вирусам. Также они позволяют предположить, что в использованных условиях экстраклеточные рибонуклеазы не играют существенной роли в контроле процессов роста и развития. Кроме того, результаты, полученные в данной работе, показывают, что экстраклеточные рибонуклеазы растений могут использоваться для получения генетически модифицированных растений с увеличенной вирусоустойчивостью.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Сангаев, Содном Сергеевич, 2010 год

1. Аравин А.А., Кленов М.С., Вагин В.В. и др. Роль двуцепочечной РНК в подавлении экспрессии генов эукариот//Мол. биол. 2002. 36. 240-251.

2. Котельников Р.Н., Шпиз С.Г., Калмыкова А.И., Гвоздев В.А. Белки, связывающие РНК, в процессах РНК-интерференции // Мол. биол. 2006. 40. 595-608.

3. Лутова Л.А., Проворов Н.А., Тиходеев О.Н. и др. Генетика развития растений П Санкт-Петербург: Наука. 2000. 539 с.

4. Малиновский В.И. PR-белки и фитовирусы // Успехи совр. биол. 2009. 129. 1-9.

5. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии II Пер. с англ.; Под ред. Т. Маниатиса. Москва: Мир. 1984. - 480 с.

6. Трифонова Е.А., Кочетов А.В., Шумный В.К. Роль Нуклеаз в Физиологических Процессах Высших Растений // Успехи совр. биол. 2000. 120. 395-405.

7. Трифонова Е.А., Кочетов А.В., Шумный В.К. Молекулярные механизмы системной устойчивости растений к вирусным инфекциям и способы повышения вирусоустойчивости путем трансгенеза // Успехи совр. биологии. 2007. 127. 13-24.

8. Чиков В.И. Клеточная стенка растений и окружающая клетку среда // Соросовский образовательный журнал. 1998. 2. 66-72.

9. Шакирова Ф.М. Неспецифическая устойчивость растений к стрессовым факторам и ее регуляция И Уфа: Гилем. 2001. — 160 с.

10. Abramovitch R.B. and Martin G.B. Strategies used by bacterial pathogens to suppress plant defenses // Curr. Opin. Plant Biol. 2004. 7. 356-364.

11. Anderson M.A., McFadden G.I., Bernatzky R. et al. Sequence variability of three alleles of the self-incompatibility gene of Nicotiana alata I I Plant Cell. 1989. 1. 483-491.

12. Andreeva I.V., Burtseva Yu.V., Malinovsky V.I. and Zvyagintseva T.N. The effect of soybean mosaic virus on the activity of carbohydrases in leaves of sensitive and resistant soybean plants // Acta Phytopathol. Entomol. Hung. 2002. 37. 335-345.

13. Antoniw J.F., Ritter C.E., Pierport W.S. et al. Comparison of three pathogenesis-related proteins from plants of two cultivars of tobacco infected with TMV // J. Gen. Virol. 1980. 47. 79-87.

14. Arciello S., Corrado G., Rao R. Nptll gene silencing in transgenic tobacco plants // Advances in horticultural science. 2003. 4. 231-235.

15. Audenaert K., De Meyer G.B., Hofte M.M. Abscisic acid determines basal susceptibility of tomato to Botrytis cinerea and suppresses salicylic acid-dependent signaling mechanisms // Plant Physiol. 2002. 128. 491-501.

16. Babitha M.P., Prakash H.S., Shetty H.S. Induction of lipoxygenase in downy mildew resistant seedlings of pearl millet in response to inoculation with Sclerospora graminicola II International Journal of Agriculture and Biology. 2006. 8. 560-564.

17. Bariola P.A., Howard C.J., Taylor C.B. et al. The Arabidopsis ribonuclease gene RNS1 is tightly controlled in response to phosphate limitation // Plant J. 1994. 6. 673-685.

18. Bariola P.A., Macintosh G.C., Green P.J. Regulation of S-Like ribonuclease levels in arabidopsis. Antisense inhibition of RNS 1 or RNS2 elevates anthocyanin accumulation//Plant Physiol. 1999. 119. 331-342.

19. Barna В., Ibenthal W.D., Heitefuss R. Extracellular RNase activity in healthy and rust infected wheat leaves // Physiol. Mol. Plant Pathol. 1989. 35. 151-60.

20. Baulcombe D.C., Saunders G.R., Bevan M.W. et al. Expression of biologically active viral satellite RNA from the nuclear genome of transformed plants // Nature. 1986. 446-449.

21. Beffa R.S., Hofer R.-M., Thomas M. and Meins F. Jr. Decreased susceptibility to viral disease of P-l,3-glucanase-deficient plants generated by antisense transformation//The Plant Cell. 1996. 8. 1001-1011.

22. Bendahmane M., Fitchen J.H., Zhang G. and Beachy R.N. Studies of coat protein-mediated resistance to tobacco mosaic tobamovirus: correlation between assembly of mutant coat proteins and resistance // Virology. 1997. 71. 7942-7950.

23. Blank A. and McKeon T.A. Single-strand-preferring nuclease activity in wheat leaves is increased in senescence and is negatively photoregulated // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. 86.3169-3173.

24. Bol J.F., Linthorst H.J.M., Cornelissen B.J.C. Plant pathogenesis-related proteins induced by virus infection // Annu. Rev. Phytopathol. 1990. 28. 113-138.

25. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. 72. 248-254.

26. Bradley D.J., Kjellbom P. and Lamb C.J. Elicitor and wound-induced oxidative cross-linking of a proline-rich plant cell wall protein: a novel, rapid defense response //Cell. 1992. 70.21-30.

27. Brisson L.F., Tenhaken R. and Lamb C.J. Function of oxidative cross-linking of cell wall structural proteins in plant disease resistance // Plant Cell. 1994. 6. 17031712.

28. Broekaert W.F., Terras F.R.G., Cammue B.P.A. Induced and preformed antimicrobial proteins // Annu. Rev. Phytopathol. 2000. 133. 371-477.

29. Broglie K., Chet I., Holliday M. et al. Transgenic plants with enhanced resistance to the fungal pathogen Rhizoctonia solani II Science. 1991. 254. 11941197.

30. Buchanan-Wollaston V., Earl S., Harrison E. et al. The molecular analysis of leaf senescence a genomic approach // Plant Biotechnology. 2003. 1. 3-22.

31. Bucher E., Lohuis D., van Poppel P.M.J.A. et al. Multiple vims resistance at a high frequency using a single transgene construct // Journal of General Virology. 2006. 87. 3697-3701.

32. Carzaniga R., Sinclair L., Fordham-Skelton A.P. et al. Cellular and subcellular distribution of saporins, type 1 ribosome-inactivating proteins, in soapwort (Saponaria officinalis L.) // Planta. 1994. 194. 461-470.

33. Casalongue C. and Pont-Lezica R. Potato lectin: a cell-wall glycoprotein // Plant Cell Physiol. 1985. 26. 1533-1539.

34. Chakravorty A.K., Shaw M., Scrubb L.A. Ribonuclease activity of wheat leaves and rust infection // Nature. 1974. 247. 577-580.

35. Cooper В., Lapidot M., Heick J.A. et al. A defective movement protein of TMV in transgenic plants confers resistance to multiple viruses whereas the functional analog increases susceptibility//Virology. 1995. 206. 307-313.

36. Croft K.P.C., Juttner F., Slusarenko A.J. Volatile products of the lipoxygenase pathway evolved from Phaseolus vulgaris (L.) leaves inoculated with Pseudomonas syringae pv. phaseolicola II Plant Physiol. 1983. 101. 13-24.

37. Custers J.H.H.V., Harrison S.J., Sela-Buurlage M.B. et al. Isolation and characterization of a class of carbohydrate oxidases from higher plants // Plant J. 2004. 39. 147-160.

38. Cutt J.R., Harpster M.H., Dixon D.C. et al. Desease response to tobacco mosaic virus in transgenic tobacco plants that constituvely express the pathogenesis-related PRlb gene//Virology. 1989. 173. 89-97.

39. Dangl J.L., Dietrich R.A., Richberg M.H. Death don't have no mercy: Cell death programs in plant-microbe interactions // Plant Cell. 1996. 8. 1793-1807.

40. Dangl J.L. and Jones J.D.G. Plant pathogens and integrated defense responses to infection // Nature. 2001. 411. 826-833.

41. Dasgupta I., Malathi V.G. and Mukheijee S.K. Genetic engineering for virus resistance//Current Science. 2003. 84. 341-354.

42. Datta K., Tu J.M., Oliva N. et al. Enhanced resistance to sheath blight by constitutive expression of infection-related rice chitinase in transgenic elite indica rice cultivars // Plant Sci. 2001. 160. 405-414.

43. Davis H. A., Daniels M.J., Dow J.W. Induction of extracellular matrix glycoproteins in Brassica petioles by wounding and in response to Xanthomonas campestris II Mol. Plant Microbe Inter. 1997.10. 812-820.

44. Deblaere R., Reynaerts A., Hofte H. et al. Vectors for cloning in plant cells 11 Meth. Enzymol. 1987. 153. 277-292.

45. Deshpande R.A., Shankar V. Ribonucleases from T2 family // Crit. Rev. Microbiol. 2002. 28. 79-122.

46. Dodds P.N., Clarke A.E. and Newbigin E. Molecular characterization of an S-like RNase of Nicotiana alata that is induced by phosphate starvation // Plant Mol. Biol. 1996.31.227-238.

47. Durrant W.E. and Dong X. Systemic acquired resistance // Annu. Rev. Phytopathol. 2004. 42. 185-209.

48. Edreva A. Pathogenesis-related proteins: research progress in the last 15 years // Gen. Appl. Plant Physiol. 2005. 31. 105-124.

49. Fokunang C.N., Beynon J.L., Watson K.A. et al. Advancement in genetic modification technologies towards disease resistance and food crop production // Biotechnology. 2004. 3. 1-20.

50. Fraser R.S.S. Are 'pathogenesis-related' proteins involved in acquired resistance of tobacco plants to tobacco mosaic virus? // J. Gen.Virol. 1982. 58. SOS-SB.

51. Fu H., Feng J., Liu Q., Sun F., Tie J., Zhu J., Xing R., Sun Z., Zheng X. Stress induces tRNA cleavage by angiogenin in mammalian cells // FEBS Letters. 2009. 583. 437-442.

52. Gaffney Т., Friedrich L., Vernooij B. et al. Requirement of salicylic acid for the induction of systemic acquired resistance // Science. 1993. 261. 754-56.

53. Galiana E., Bonnet P., Conrod S. et al. RNase activity prevents the growth of a fungal pathogen in tobacco leaves and increases upon induction of systemic acquired resistance with elicitin//Plant Physiol. 1997. 115. 1557-1567.

54. Goldraij A., Kondo K., Lee C.B. et al. Compartmentalization of S-RNase and HT-B degradation in self-incompatible Nicotiana //Nature. 2006. 439. 805-810.

55. Golemboski D.B., Lomonosoff G.P. and Zaitlin M. Plants transformed' with tobacco mosaic virus nonstructural gene sequence are resistant to the virus // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. 87. 6311-6315.

56. Gray J.E., McClure B.A., BonigJ. et al. Action of the style product of the self-incompatibility gene of Nicotiana alata (S-RNase) on in vitro-grown pollen tubes // Plant Cell. 1991.3.271-283.

57. Green P.J. The Ribonucleases of Higher Plants // Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 1994. 45. 421-445.

58. Gross N.3 Wasternack C. and Коек M. Wound-induced RNase LE expression is jasmonate and systemin independent and occurs only locally in tomato {Lycopersicon esculentum cv. Lukullus)//Phytochemistry. 2004. 65. 1343-1350.

59. Grosset J., Marty I., Chartier Y. and Meyer Y. mRNAs newly synthesized by tobacco mesophyll protoplasts are wound-inducible // Plant Mol. Biol. 1990. 15. 485496.

60. Grover A. and Gowthaman R. Strategies for development of fungus-resistant transgenic plants // Curr. Sci. 2003. 84. 330-340.

61. Hammond-Kosack K.E. and Jones J.D.G. Resistance gene-dependent plant defense responses // The Plant Cell. 1996. 8. 1773-1791.

62. Heath M.C. Nonhost resistance and nonspecific plant defenses // Curr. Opin. Plant Biol. 2000.3.315-319.

63. Heitz Т., Geoffroy P., Fritig В., Legrand M. Two apoplastic a-amilases are induced in tobacco by virus infection // Plant Physiol. 1991. 97. 651-656.

64. Hillwig M.S., LeBrasseur N.D., Green P.J. and Macintosh G.C. Impact of transcriptional, ABA-dependent, and ABA-independent pathways on wounding regulation of RNS1 expression//Mol. Genet. Genomics. 2008. 280. 249-261.

65. Hillwig M.S., Rizhsky L., Wang Y., Umanskaya A., Essner J.J., Macintosh G.C. Zebrafish RNase T2 genes and the evolution of secretory ribonucleases in animals // BMC Evolutionary Biology. 2009. DOI: 10.1186/1471-2148-9-170.

66. Huang S., Lee H.-S., Karunanandaa В., Kao T.-H. Ribonuclease activity of Petunia inflata S-proteins is essential for rejection of self-pollen // Plant Cell. 1994. 6. 1021-1028.

67. Hugot K., Ponchet M., Marais A. et al. A tobacco S-like RNase inhibits hyphal elongation of plant pathogens IIMPMI. 2002. 15. 243-250.

68. Iakimova E.T., Michalchuk L., Woltering E.J. Hypersensitive cell death in plants its mechanisms and role in plant defense against pathogens // Journal of Fruit and Ornamental Plant Research. 2005. 13. 135-158.

69. Iglesias V.A. and Meins F. Jr. Movement of plant viruses is delayed in a beta-1,3 -glucanase-defi cient mutant showing a reduced plasmadesmatal size exclusion limit and enhanced callose deposition // Plant J. 2000. 21. 157-166.

70. Ishimoto M. and Crispeels MJ. Protective mechanism of the mexican bean weevil against high levels of a-amylase inhibitor in the common bean // Plant Physiol. 1996. 111.393-401.

71. Jefferson R.A. The GUS reporter gene system // Nature. 1989. 342. 837-838.

72. Johansson Т., Nyman P.O. A cluster of genes encoding major isozymes of lignin peroxidase and manganese peroxidase from the white-rot fungus Trametes versicolor II Gene. 1996. 170. 31-38.

73. Jones J.D.G. and Dangl J.L. The plant immune system // Nature. 2006. 444. 323-329.

74. Jost W., Bak H., Glund K. et al. Amino acid sequence of an extracellular, phosphate-starvation-induced ribonuclease from cultured tomato (.Lycopersicon esculentum) cells //Eur. J. Biochem. 1991. 198. 1-6.

75. Jung H.W., Tschaplinski T.J., Wang L. et al. Priming in systemic plant immunity// Science. 2009. 324. 89-91.

76. Kariu Т., Sano K., Shimokawa H. et al. Isolation and characterization of a wound-inducible ribonuclease from Nicotiana glutinosa leaves // Biosci. Biotechnol. Biochem. 1998. 62. 1144-1151.

77. Kawata Y., Sakiyama F., Hayashi F., Kyogoku Y. Identification of two essential histidine residues of ribonuclease T2 from Aspergillus oryzae II Eur. J. Biochem. 1990. 187. 255-262.

78. Kearney C.M. and Wu J.H. p-l,3-glucanase and the spread of tobacco mosaic vims in Nicotiana and Phaseolus II Can. J. Bot. 1984. 62. 1984-1988.

79. Kim S.J., Lee S.J., Kim B.D. and Раек K.H. Satellite-RNA-mediated resistance to cucumber mosaic virus in transgenic plants of hot pepper {Capsicum annuum cv. Golden Tower) // Plant Cell Reports. 1997. 16. 825-830.

80. Коек M., Loffler A., Abel S. and Glund K. cDNA structure and regulatory properties of a family of starvation-induced ribonucleases from tomato // Plant Mol. Biol. 1995.27. 477-485.

81. Коек M., Gross N.3 Stenzel I. and Hause G. Phloem-specific expression of the wound inducible ribonuclease LE from tomato (Lycopersicon esculentum cv. Lukullus) // Planta. 2004. 219. 233-242.

82. Коек M., Stenzel I. and Zimmer A. Tissue-specific expression of tomato Ribonuclease LX during phosphate starvation-induced root growth // J. Exp. Botany. 2006. 57. 3717-3726.

83. Kolomiets M.V., Chen H., Gladon R.J. et al. A leaf lipoxygenase of potato induced specifically by pathogen infection // Plant Physiol. 2000. 124. 1121-1130.

84. Kragh K.M., Hendriks Т., De Jong A.J. et al. Characterization of chitinases able to rescue somatic embryos of the temperature-sensitive carrot variant tsl 1 II Plant Mol. Biol. 1996. 31. 631-645.

85. Kurata N., Kariu Т., Kawano S., Kimura M. Molecular cloning of cDNAs encoding ribonuclease-related proteins in Nicotiana glutinosa leaves, as induced inresponse to wounding or TMV-infection // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2002. 66. 391-397.

86. Langenberg W.G., Zhang L., Court D.C. et al. Transgenic tobacco plants expressing the bacterial rnc gene resist virus infection // Mol. Breeding. 1997. 3. 391399.

87. Lapidot M., Gafny R., Ding B. et al. A dysfunctional movement protein of Tobacco mosaic vims that partially modifies the plasmodesmata and limits vims spread in transgenic plants // Plant J. 1993. 4. 959-970.

88. LeBrasseur N.D., Macintosh G.C., Perez-Amador M.A. et al. Local and systemic wound-induction of RNase and nuclease activities in Arabidopsis: RNS1 as a marker for a JA-independent systemic signaling pathway // The Plant Journal. 2002. 29. 393-403.

89. Lers A., Khalchitski A., Lomaniec E. et al. Senescence-induced RNases in tomato // Plant Mol. Biol. 1998. 36. 439-449.

90. Lers A., Sonego L., Green P.J. and Burd S. Suppression of LX ribonuclease in tomato results in delay of leaf senescence and abscission // Plant Physiol. 2006. 142. 710-721.

91. Leubner-Metzger G. j3-l,3-glucanase gene expression in low-hydrated seeds as a mechanism for dormancy release during tobacco after-ripening // Plant J. 2005. 41. 133-145.

92. Levine A., Tenhaken R., Dixon R. and Lamb С. H202 from the oxidative burst orchestrates the plant hypersensitive disease resistance response // Cell .1994. 79. 583-593.

93. Linthorst H.J., Meuwissen R.L., Kauffmann S. and Bol J.F. Constitutive expression of pathogenesis-related proteins PR-1, GRP, and PR-S in tobacco has no effect on virus infection // The Plant Cell. 1989. 1. 285-291.

94. Liu J.-J. and Ekramoddoullah A.K.M. The family 10 of plant pathogenesis-related proteins: Their structure, regulation, and function in response to biotic and abiotic stresses // Physiol. Mol. Plant Pathol. 2006. 68. 3-13.

95. Lodge J., Kaniewski W., Turner N. Broad-spectrum virus resistance in transgenic plants expressing pokeweed antiviral protein // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993.90. 7089-7093.

96. Loffler A., Abel S., Jost W. et al. Phosphate-regulated induction of intracellular ribonucleases in cultured tomato // Plant Physiol. 1992. 98. 1472-1478.

97. Loffler A., Glund K. and Irie M. Amino acid sequence of an intracellular, phosphate-starvation-induced ribonuclease from cultured tomato // Eur. J. Biochem. 1993.214. 627-633.

98. Lusso M. and Kuc J. Increased activities of ribonuclease and protease after challenge in tobacco plants with induced systemic resistance // Physiol. Mol. Plant Pathol. 1995. 47. 419-428.

99. Luu D., Qin K., Morse D., Cappadocia M. S-RNase uptake by compatible pollen tubes in gametophytic self-incompatibility // Nature. 2000. 407. 649-651.

100. Lu В., Stubbs G. and Culver J.N. Coat protein interactions involved in tobacco mosaic tobamovirus cross-protection//Virology. 1998. 248. 188-198.

101. Ma R.-C. and Oliveira M.M. The RNase PD2 gene of almond (Prunus dulcis) represents an evolutionary distinct class of S-like RNase genes // Mol. Gen. Genet. 2000. 263. 925-933.

102. Macintosh G.C., Bariola P.A., Newbigin E., Green P.J. Characterization of Rnyl, the Saccharomyces cerevisiae member of the T2 RNase family of RNases: Unexpected functions for ancient enzymes? // PNAS. 2001. 98. 1018-1023.

103. Macintosh G.C., Hillwig M.S., Meyer A., Flagel L. RNase T2 genes from rice and the evolution of secretory ribonucleases in plants // Molecular Genetics and Genomics. 2010. DOI: 10.1007/s00438-010-0524-9.

104. Maldonado A.M., Doerner P., Dixon R.A. et al. A putative lipid transfer protein involved in systemic resistance signaling in Arabidopsis II Nature. 2002. 419. 399-403.

105. McGarvey P.B., Montasser M.S., Kaper J.M. Transgenic tomato plants expressing satellite RNA are tolerant to some strains of cucumber mosaic virus // Journal of the American Society for Horticultural Science. 1994. 119. 642-647.

106. Malyshenko S.I., Kondakova O.A., Nazarova J.V. et al. Reduction of tobacco mosaic virus accumulation in transgenic plants producing non-functional viral transport proteins // J. Gen. Virol. 1993. 74. 1149-1156.

107. Mauch F., Mauch-Mani В., Boiler T. Antifungal hydrolyses in pea tissue. II. Inhibition of fungal growth by combinations of chitinase and P-l,3-glucanase // Plant Physiol. 1988. 88. 936-942.

108. Mauch-Mani B. and Mauch F. The role of abscisic acid in plant-pathogen interactions // Curr. Opin. Plant Biol. 2005. 8. 409-414.

109. McClure B.A., Haring V., Ebert P.R. et al. Style self-incompatibility gene products of Nicotiana alata are ribonucleases // Nature. 1989. 342. 955-957.

110. McClure B.A., Gray J.E., Anderson M.A., Clarke A.E. Self-incompatibility in Nicotiana alata involves degradation of pollen rRNA // Nature. 1990. 347. 757-760.

111. McClure B.A. S-RNase and SLF determine S-haplotype-specific pollen recognition and rejection // The Plant Cell. 2004. 16. 2840-2847.

112. Melan M., Dong X., Endara M. et al. An Arabidopsis thaliana lipoxygenase gene can be induced by pathogens, abscisic acid, and methyl jasmonate // Plant Physiol. 1993. 101.441-450.

113. Melchers L.S., Stuiver M.H. Novel genes for disease-resistance breeding // Curr. Opin. Plant Biol. 2000. 3. 147-152.

114. Morohashi Y. and Matsushima H. Development of P-l,3-glucanase activity in germinated tomato seeds //J. Exp. Bot. 2000. 51. 1381-1387.

115. Murashige Т., Skoog F. A Revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. 15. 473-497.

116. Napoli C., Lemieux C. and Jorgensen R. Introduction of a chimeric chalcone synthase gene into petunia results in reversible co-suppression of homologous genes in plants // The Plant Cell. 1990. 2. 279-289.

117. Niki Т., Mitsuhara I., Seo S. et al. Antagonistic effect of salicylic acid and jasmonic acid on the expression of pathogenesis-related (PR) protein genes in wounded mature tobacco leaves // Plant Cell Physiol. 1998. 39. 500-507.*

118. Nozu Y. and Okada Y. Amino acide sequence of a common Japanese strain of tobacco mosaic virus // Journal of Molecular Biology. 1968. 14. 643-646.

119. Niirnberger Т., Abel S., Jost W., Glund K. Induction of an extracellular ribonuclease in cultured tomato cells upon phosphate starvation // Plant Physiol. 1990. 92. 970-976.

120. Niirnberger T. and Brunner F. Innate immunity in plants and animals: emerging parallels between the recognition of general elicitors and pathogen-associated molecular patterns // Curr. Opin. Plant Biol. 2002. 5. 318-324.

121. Ogava Т., Toguri Т., Kudoh H. et al. Double-stranded RNA-specific ribonuclease confers tolerance against Chrysanthemum Stunt Viroid and Tomato Spotted Wilt Virus in transgenic chrysanthemum plants // Breeding Science. 2005. 55. 49-55.

122. Ohno H. and Ehara Y. Expression of ribonuclease gene in mechanically injured or virus-inoculated Nicotiana tabacum leaves // Tohoku Journal of Agricultural Research. 2005. 55. 99-109.

123. Okabe Т., Iwakiri Y., Mori H. et al. An S-like ribonuclease gene is used to generate a trap-leaf enzyme in the carnivorous plant Drosera adelae // FEBS. 2005. 579. 5729-5733.

124. Park C.-J., Kim K.-J., Shin R. et al. Pathogenesis-related protein 10 isolated from hot pepper functions as a ribonuclease in an antiviral pathway // The Plant Journal. 2004.37. 186-198.

125. Pasonen H.-L., Seppanen S.-K., Degefu Y. et al. Field performance of chitinase transgenic silver birches (Betula pendula): resistance to fungal diseases // Theor. Appl. Genet. 2004. 109. 562-570.

126. Porta H., Figueroa-Balderas R.E., Rocha-Sosa M. Wounding and pathogen infection induce a chloroplast-targeted lipoxygenase in the common bean {Phaseolus vulgaris L.) // Planta. 2008. 227. 363-373.

127. Powell-Abel P., Nelson R.S., De B. et al. Delay of disease development in transgenic plants that express the tobacco mosaic virus coat protein gene // Science. 1986. 232. 738-743.

128. Preston G.M. Plant perceptions of plant growth-promoting Pseudomonas II Phil. Trans. R. Soc. bond. 2004. 359. 907-918.

129. Prins M., De Haan P., Luyten R. et al. Broad resistance to tospoviruses in transgenic plants by expressing three tospoviral nucleoprotein gene sequences // Mol. Plant-Microbe Interact. 1995. 8. 85-91.

130. Prins M., Laimer M., Noris E. et al. Strategies for antiviral resistance in transgenic plants // Mol. Plant Pathol. 2008. 9. 73-83.

131. Pruss G.J., Lawrence C.B., Bass T. et al. The potyviral suppressor of RNA silencing confers enhanced resistance to multiple pathogens // Virology. 2004. 320. 107-120.

132. Raghothama K.G. and Karthikeyan A.S. Phosphate acquisition // Plant and Soil. 2005. 274. 37-49.

133. Reiss В., Sprendel R., Will H. et al. A new sensitive method for qualitative and quantitative assay of neomycin phosphotransferase in crude cell extracts // Gene. 30. 211-218.

134. Reymond P. and Farmer E.E. Jasmonate and salicylate as global signals for defense gene expression // Curr. Opin. Plant Biol. 1998. 1. 404-411.

135. Reymond P., Weber H., Damond M., Farmer E. Differential gene expression in response to mechanical wounding and insect feeding in Arabidopsis // The Plant Cell. 2000. 12. 707-719.

136. Rezzonico E., Flury N., Meins F., Beffa R. Transcriptional down-regulation by abscisic acid of pathogenesis-related (3-1,3-glucanase genes in tobacco cell cultures // Plant Physiol. 1998. 117. 585-592.

137. Roberts W.K. and Selitrennikoff C.P. Zeamatin, an antifungal protein from maize with membrane-permeabilizing activity // J. Gen. Microbiol. 1990. 136. 17711778.

138. Roberts J.A., Whitelow C.A., Gonzalez-Carranza Z.H. et al. Cell separation processes in plants models, mechanisms and manipulations // Ann. Bot. 2000. 86. 223-235.

139. Rogers S.W. and Rogers J.C. Cloning and characterization of a gibberellin-induced RNase expressed in barley aleyrone cells // Plant Physiol. 1999. 119. 14571464.

140. Royo J., Kunz C., Kowyama Y. et al. Loss of a histidine residue at the active site of S-locus ribonuclease is associated with self-compatibility in Lycopersicon peruvianum II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. 91. 6511-6514.

141. Ryan C.A. Proteinase Inhibitors. In: Stumpf P.K. and Conn E.E. (ed.) The Biochemistry of Plants: A comprehensive treatise. 1981. 6. Academic Press: New York. 351-370.

142. Sano Т., Nagayama A., Ogawa T. et al. Transgenic potato expressing a double-stranded RNA-specific ribonuclease is resistant to potato spindle tuber viroid // Nat. Biotechnol. 1997. 15. 290-1294.

143. Seo S., Seto H., Yamakawa H., Ohashi Y. Transient accumulation of jasmonic acid during the synchronized hypersensitive cell death in Tobacco mosaic virus-infected tobacco leaves // Mol, Plant-Microbe Interact. 2001. 14. 261-264.

144. Sherwood J.L. The association of "pathogenesis-related" proteins* with viral induced necrosis in Nicotiana sylvestris II Phytopath. Z. 1985. 112. 48-55.

145. Shimomura T. and Dijkstra J. Effect of eosin Y on the formation of local lesions and on the accumulation of callose in 'Samsun NN' tobacco and French bean leaves inoculated with TMV // Neth. J. PI: Path. 1976. 82. 109-118.

146. Sudarshana M.R., Roy G., Falk B.W. Methods for engineering resistance to plant viruses. In: Plant-Pathogen Interactions. 2007. Humana Press. 183-195.

147. Tabei Y., Kitade S., Nishizawa Y. et al. Transgenic cucumber plants harboring a rice chitinase gene exhibit enhanced resistance to gray mold (Botrytis cinerea) II Plant Cell Rep. 1998. 17. 159-164.

148. Takahashi H., Chen Z., Du H. et al. Development of necrosis and activation of desease resistance in transgenic tobacco plants with severely reduced catalase levels //Plant Journal. 1997. 11. 993-1005.

149. Takahashi W., Fujimori M., Miura Y. et al. Increased resistance to crown rust disease in transgenic Italian ryegrass (Lolium multiflorum Lam.) expressing the rice chitinase gene // Plant Cell Rep. 2005. 23. 811-818.

150. Takatsu Y., Nishizawa Y., Hibi Т., Akutsu K. Transgenic chrysanthemum {Dendranthema grandiflorum (Ramat.) Kitamura) expressing a rice chitinase gene shows enhanced resistance to gray mold {Botiytis cinerea) // Sci. Hortic. 1999. 82. 113-123.

151. Tavladoraki P., Benvenuto E., Trinca S. et al. Transgenic plants expressing a functional single-chain Fv antibody are specifically protected from virus attack //

152. Nature. 1993. 366. 469-472.i

153. Taylor C.B., Bariola P.A., delCardayre S.B. et al. RNS2: a senescence-associated RNase of Arabidopsis that diverged from the S-RNases before speciation //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. 90. 5118-5122.

154. Taylor C.B. and Green P.J. Genes with homology to fungal and S-gene RNases are expressed in Arabidopsis thaliana I I Plant Physiol. 1991. 96. 980-984.

155. Thomma B.P.H.J., Penninckx I.A.M.A., Broekaert W.F., Cammue B.P.A. The complexity of disease signaling in Arabidopsis II Curr. Opin. Immunol. 2001. 13. 6368.

156. Thompson D.M., Lu C., Green P.J., Parker R. tRNA cleavage is a conserved response to oxidative stress in eukaryotes // RNA. 2008. 14. 2095-2103.

157. Thompson D.M., Parker R. The RNase Rnylp cleaves tRNAs and promotes cell death during oxidative stress in Saccharomyces cerevisiae И JCB. 2009. 185. 4350.

158. Topfer R., Matzeit V., Gronenborn B. et al. A set of plant expression vectors for transcriptional and translational fusions //Nucleic Acids Res. 1987. 15. 5890.

159. Trifonova E.A., Sapotsky M.V., Komarova M.L. et al. Protection of transgenic tobacco plants expressing bovine pancreatic ribonuclease against tobacco mosaic virus // Plant Cell Rep. 2007. 26. 1121-1126.

160. Van Nerum I., Certal A.C., Oliveira M.M. et al. PD1, an S-like RNase gene from a self-incompatible cultivar of almond // Plant Cell Rep. 2000. 19. 1108-1114.

161. Vaughn S.F. and Gardner H.W. Lipoxygenase-derived aldehydes inhibit fungi pathogenic on soybean // Journal of Chemical Ecology. 1993. 19. 2337-2345.

162. Verberne M.C., Verpoorte R., Bol J.F. et al. Overproduction of salicylic acid in plants by bacterial transgenes enhances pathogen resistance // Nature Biotechnology. 2000. 18. 779-783.

163. Verma H.N., Varsha, Baranwai V.K. Endogenous virus inhibitors from plants: their physical and biological properties. In: Chessin M., DeBorde D., Zipf A. (eds) Antiviral proteins in higher plants. 1995. CRC Press, Boca Raton. 1-21.

164. Wang Y. and Fristensky B. Transgenic canola lines expressing pea defense gene DRR206 have resistance to aggressive blackleg isolates and to Rhizostonia solani // Molecular Breeding. 2001. 8. 263-271.

165. Wang Y., Nowak G., Culley D. et al. Constitutive expression of pea defense gene DRR206 confers resistance to blackleg (Leptosphaeria maculans) disease in transgenic canola (Brassica napus) //MPMI. 1999. 12. 410-418.

166. Wang Y., Wang X., Skirpan A.L., Kao T. S-RNase-mediated self-incompatibility // Journal of Experimental Botany. 2003. 54. 115-122.

167. Wang M.B. and Waterhouse P.M. High-efficiency silencing of a beta-glucuronidase gene in rice is correlated with repetitive transgene structure but is independent of DNA methylation // Plant Mol. Biol. 2000. 43. 67-82.

168. Watanabe Y., Ogava Т., Takahashi H. et al. Resistance against multiple plant viruses in plants mediated by double stranded-RNA specific ribonuclease // FEBS Letters. 1995. 372. 165-168.

169. White R.F. Acetylsalicylic acid (aspirin) induces resistance to tobacco mosaic virus in tobacco // Virology. 1979. 99. 410-412.

170. Wu C.-T., Leubner-Metzger G., Meins F., Bradford K.J. Class I (3-1,3-glucanase and chitinase are expressed in the micropylar endosperm of tomato seeds prior to radicle emergence II Plant Physiol. 2001. 126. 1299-1313.

171. Yamamoto Т., Iketani H., Ieki H. et al. Transgenic grapevine plants expressing a rice chitinase with enhanced resistance to fungal pathogens I I Plant Cell Rep. 2000. 19. 639-646.

172. Yamasaki S., Ivanov P., Hu G.-f., Anderson P. Angiogenin cleaves tRNA and promotes stress-induced translational repression // J. Cell Biol. 2009. 185. 35-42.

173. Ye Z.H. and Droste D.L. Isolation and characterization of cDNAs encoding xylogenesis-associated and wounding-induced ribonucleases in Zinnia elegans II Plant.Mol.Biol. 1996. 30. 697-709.

174. Yen Y. and Green P.J. Identification and properties of the major ribonucleases of Arabidopsis thaliana // Plant Physiol. 1991. 97. 1487-1493.

175. Zhang L., French R., Langenberg W.G., Mitra A. Accumulation of barley stripe mosaic virus is significantly reduced in transgenic wheat plants expressing a bacterial ribonuclease // Transgen. Res. 2001.10. 13-19.

176. Zhou L. and Thornburg R. Wound-inducible genes in plants. In: Reynolds P.H.S. (ed) Inducible Gene Expression. 1999. CAB International. 127-158.