Изучение белков и надмолекулярных комплексов методом дифференциальной сканирующей калориметрией тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.00.04, кандидат биологических наук Орлов, Виктор Николаевич

• Орлов, Виктор Николаевич
• кандидат биологических наук
• 2000

Оглавление диссертации кандидат биологических наук Орлов, Виктор Николаевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Техника сканирующей калориметрии.

1.2. Калориметрические измерения.

1.3. Анализ результатов.

1.3.1. Влияние времени ответа (инерционности) калориметра.

1.3.2. Термодинамический анализ данных ДСК.

1.3.3. Кинетический анализ данных ДСК.

Влияние медленного равновесия на обратимые переходы

Одностадийная модель необратимой денатурации

Модель Ламри-Эйринга.

1.3.4. Денатурация белка, взаимодействующего с лигандом.

1.3.5. Анализ термограмм мультидоменных белков.

1.3.6. Некоторые примеры анализа калориметрических данных.

Примеры термодинамического анализа.

Примеры кинетического анализа.

Анализ термограмм мультидоменных белков.

Анализ термограмм белков, взаимодействующих с низкомолекуляными лигандами или с другими белками.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.1. Объекты и материалы.

2.2. Методы исследований.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Применение ДСК для изучения механизма необратимой тепловой денатурации белков.

3.2. Применение ДСК для изучения взаимодействий белков с низкомолекулярными лигандами.

3.3. Применение ДСК для изучения белок-белковых взаимодействий.

3.4. Применение ДСК для изучения надмолекулярных структур на примере вируса табачной мозаики.

ВЫВОДЫ.

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение белков и надмолекулярных комплексов методом дифференциальной сканирующей калориметрией»

Дифференциальная сканирующая калориметрия (ДСК) существует уже 35 лет, но ее возможности все еще мало известны широкому кругу исследователей, поскольку до сих пор сканирующие микрокалориметры довольно дороги. Кроме того, многие препараты (большинство белков, в частности) при нагревании изменяются необратимо, что требует весьма больших препаративных затрат и дает преимущество неразрушающим методам анализа. Тем не менее, возможность непосредственного измерения важнейших термодинамических параметров -теплоемкости, энтальпии и энтропии в виде функции от температуры весьма заманчива для исследований, прямо или косвенно связанных с проблемами стабильности биополимеров, с меж- и внутримолекулярными взаимодействиями макромолекул.

В последнее время интерес к калориметрическим исследованиям растворов биополимеров неуклонно растет. Это связано, во-первых, с возникновением ряда задач в физико-химии макромолекулярных растворов (например, фолдинг белков, механизмы прионовых инфекций, агрегационные эффекты), которые нельзя решить, не располагая непосредственными данными о тепловых эффектах температурного воздействия, и, во-вторых, с ростом методических возможностей и с удешевлением измерительной техники.

Представления о структуре белковых молекул основываются в основном на информации, получаемой из двух независимых источников: химических исследований последовательности аминокислотных остатков в полипептидных цепях белков (первичной структуры) и кристаллографических исследований трехмерного расположения аминокислотных остатков (третичной структуры).

Понятно, что упорядоченность белковой структуры достигается сворачиванием полипептидной цепи в уникальную пространственную структуру. Однако до сих пор не совсем ясно, что заставляет полипептидную цепь свернуться таким определенным образом. Ясно только, что структура белка - явление не только топологическое, но и термодинамическое, и что нельзя продвинуться в понимании структуры белка без информации о ее энергетике [1]. Эта информация не может быть однозначно выведена из структурных данных. Она может быть получена лишь путем прямых измерений энергии дезорганизации нативной структуры белка. Разрушить нативную структуру можно изменением целого ряда параметров, таких как температура, давление, рН, концентрация денатурантов и т.д. [1,2]. Ясно, что именно варьирование температуры предпочтительнее остальных денатурирующих воздействий, т.к. температура и внутренняя энергия (энтальпия) являются сопряженными параметрами, определяющими состояние системы. Функциональная зависимость этих двух сопряженных параметров содержит в себе всю термодинамическую информацию о макроскопических состояниях системы и позволяет проследить процесс разрушения нативной структуры белка или обратный ему процесс формирования данной структуры. Температурная функция энтальпии может быть определена путем прямых измерений тепловой энергии, поглощаемой при прогреве объекта. Это осуществляется с помощью техники сканирующей микрокалориметрии, созданной специально для этих целей.

Цель настоящей работы состояла в том, чтобы оценить возможности исследования методом ДСК конформационных изменений, происходящих в белках под влиянием различных факторов, в результате взаимодействия белков с низкомолекулярными лигандами и белок-белковых взаимодействий. Среди задач исследования можно выделить следующие:

- исследование механизма необратимой тепловой денатурации креатинкиназы из скелетных мышц кролика и уридинфосфорилазы из Е. coli К-12 с кинетическим анализом данных.

- исследование влияния кофактора на характер тепловой денатурации альдегиддегидрогеназ на примере фосфорилирующей D-глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназы из Bacillus stearothermophilus (GAPD) и нефосфорили-рующей D-глицеральдегид-З-фосфатдегидрогеназы (GAPN) из Streptococcus mutans.

- исследование влияния пиридоксальфосфата (ПЛФ) и различных специфических лигандов - как активаторов, так и ингибиторов, на характер тепловой денатурации гликогенфосфорилазы Ъ из скелетных мышц кролика.

- изучение структурных изменений, происходящих в изолированной головке молекулы миозина (субфрагмент-1 миозина, S1) при образовании комплексов с аналогами неорганического фосфата, моделирующих различные промежуточные состояния АТРазной реакции миозина.

- изучение влияния на тепловую денатурацию тропомиозина и су б фрагмента-1 миозина (S1) их взаимодействия с другим мышечным белком -F-актином.

- сравнительное исследование целых вирусов табачной мозаики и белка, образующего вирусную оболочку.

Заключение диссертации по теме «Биохимия», Орлов, Виктор Николаевич

выводы

1. Методом ДСК проведено исследование необратимой тепловой денатурации креатинкиназы из скелетных мышц кролика и уридинфосфорилазы из Е. coli К-12 при разных скоростях нагрева с последующим кинетическим анализом полученных данных. Установлено, что наиболее точно тепловая денатурация креатинкиназы описывается простейшей одностадийной моделью необратимой денатурации, а денатурация уридинфосфорилазы из Е. coli - моделью, включающей две последовательные необратимые стадии. Найдены кинетические параметры соответствующих стадий.

2. При исследованиях фосфорилирующей D-глицеральдегид-З-фосфатдегидрогена-зы из В. stearothermophilus (GAPD) показано, что взаимодействие фермента с кофактором (NAD+) приводит к значительным конформационным перестройкам в молекуле белка, которые выражаются в существенном повышении его термостабильности.

3.При исследованиях нефосфорилирующей D-глицеральдегид-З-фосфатдегидро-геназы (GAPN) из Streptococcus mutans показано, что фермент существует в двух дискретных формах - термолабильной (tm = 46°С) и термостабильной (tm = 72°С), причем взаимодействие фермента с кофактором (NADP) приводит к дестабилизации фермента, переводя его в каталитически активную термолабильную форму.

4. При исследовании методом ДСК гликогенфосфорилазы Ъ из скелетных мышц кролика показано, что фермент без пиридоксальфосфата (ПЛФ) имеет существенно меньшую термостабильность, чем нативный фермент; это подтверждает важную роль ПЛФ в стабилизации нативной структуры белка. Показано также, что связывание гликогенфосфорилазой Ь специфических лигандов - как активаторов, так и ингибиторов, приводит к увеличению термостабильности фермента.

5. Показано, что метод ДСК позволяет эффективно регистрировать структурные изменения, происходящие в изолированной головке молекулы миозина (субфрагмент-1 миозина, Б1) при моделировании различных промежуточных состояний АТРазной реакции миозина. На основании этих данных предложен новый калориметрический тест для анализа конформационных изменений, происходящих в миозиновых головках в процессе АТРазной реакции. При помощи этого теста в миозиновой головке выявлены аминокислотные остатки, не входящие в активный центр АТФазы, но важные для распространения конформационных изменений от активного центра АТФазы на всю молекулу Б1.

6. Методом ДСК исследованы комплексы Р-актина из скелетных мышц кролика с другими мышечными белками - тропомиозином и изолированными головками миозина (81). Показано, что взаимодействие этих белков с Р-актином не оказывает существенного влияния на тепловую денатурацию актина, но значительно увеличивает термостабильность как тропомиозина, так и 81, причем связывание 81 с Р-актином заметно увеличивает термостабильность связанного с Р-актином тропомиозина. На основании этих данных предложен новый калориметрический тест для анализа конформационных перестроек, происходящих в миозиновых головках и в тропомиозине при их взаимодействии с филаментами Р-актина.

7. Методом ДСК наглядно продемонстрировано, что при нагревании смеси гомодимеров тропомиозина между ними происходит обмен цепями с образованием гетеродимеров. Этот эффект наблюдался даже в том случае, когда гомодимеры тропомиозина были связаны с Р-актином.

8. С помощью метода ДСК проведено сравнительное исследование целых вирусов

С 1 • ' табачной мозаики и белка, образующего вирусную оболочку. Показано, что белок-белковые взаимодействия, происходящие при полимеризации белка оболочки, приводят к резкому увеличению его термостабильности, а взаимодействие этого белка с вирусной РНК приводит к дополнительной стабилизации структуры вируса.

БЛАГОДАРНОСТИ

Выражаю сердечную признательность своим научным руководителям д.б.н. Д.И.Левицкому и к.ф.-м.н. В.А.Драчеву за чуткое руководство и всестороннюю поддержку, а также проф. Б.И.Курганову и д.б.н. Е.Н.Доброву за доброжелательное отношение и помощь в работе, за постоянное внимание и поддержку.

Хочу также выразить глубокую благодарность проф. В.И.Муронцу, проф. Н.К.Наградовой и П.В.Калмыкову за помощь в работе, поддержку и сотрудничество, а также всем друзьям и коллегам, без помощи которых написание диссертации было бы невозможным.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Приведенные данные наглядно демонстрируют возможности, которые предоставляет метод ДСК для исследования самых разных объектов - от простых белков до достаточно сложных белковых комплексов и высокоорганизованных надмолекулярных структур. Разработка новых подходов, основанных на применении этого метода, открывает, на наш взгляд, перспективное направление в решении ряда задач современной физико-химической биологии, многие из которых трудно решить другими методами.

Список литературы диссертационного исследования кандидат биологических наук Орлов, Виктор Николаевич, 2000 год

1. Привалов П.Л. Энергетика структуры белковых молекул. // Биофизика, 1985, т.ХХХ, вып.4, стр. 722-733

2. Rice S.A., Wada A., Geidushek Е.Р. Some comments on the theory of denaturation. // Discussions of the Faraday Society, 1958, v. 25, p.130-137

3. Privalov P.L., Potekhin S.A. Scanning microcalorimetry in studying temperature-induced changes in proteins. // Methods Enzymol., 1986, v. 131, 4-51

4. Sturtevant J.M. Some applications of calorimetry in biochemistry and biology. // Annu. Rev. Biophys. Bioeng., 1974, v.3, p.35-51

5. Wadso I. Microcalorimeters. // Q. Rev. Biophys., 1970, v.3, №4, p.383-427

6. Privalov G., Kavina V., Freire E., and Privalov P.L. Precise scanning calorimeter for studying thermal properties of biological macromolecules in dilute solution. /'/ Analitical Biochemistry, 1995, v.232, 79-85

7. Privalov P.L., Khechinashvili N.N. A thermodynamic approach to the problem of stabilization of globular protein structure: a calorimetric study. II J. Mol. Biol., 1974, v.86, №3, p.665-84

8. Ptitsyn O.B. Molten globule and protein folding. I/Adv. Prot. Chem., 1995, v.47, 83-229

9. Privalov P.L. Stability of proteins: small globular proteins. II Adv. Prot. Chem., 1979; v.33, 167-241

10. Privalov P.L., Tiktopulo E.I., Venyaminov S.Y., Griko Y.V., Makhatadze G.I. and Khechinashvili N.N. Heat capacity and conformation of proteins in the denatured state. II J. Mol. Biol., 1989, v.205, p.737-750

11. Sturtevant J.M. Heat capacity and entropy changes in processes involving proteins. U Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, v.74, №6, p.2236-2240

12. Velicelebi G., Sturtevant J.M. Thermodynamics of the denaturation of lysozyme in alcohol-water mixtures. // Biochemistry, 1979, v. 18, №7, p. 1180-1186

13. Sanchez-Ruiz J.M. Differential scanning calorimetry of proteins. //Subcellular Biochemistry, Volume 24. Proteins: Structure, Function, and Engineering, edited by B.B.Biswas and Siddhartha Roy. Plenum Press, New York, 1995, pp. 133-176

14. Murphy K.P. and Gill S.J. Group additivity thermodynamics for dissolution of solid cyclic dipeptides in water. // Termochim. Acta, 1990,v.l72, p.l 1-20

15. Murphy K.P., Gill S.J. Solid model compounds and the thermodynamics of protein unfolding. // J. Mol. Biol, 1991, v.222, №3, p.699-709

16. Brandts J.F., Hunt L. The thermodynamics of protein denaturation. 3. The denaturation of ribonuclease in water and in aqueous urea and aqueous ethanol mixtures. // J. Am. Chem. Soc., 1967, v.89, №19, p.4826-4838

17. Филимонов B.B., Потехин C.A., Матвеев C.B., Привалов П.Л. Термодинамический анализ данных сканирующей микрокалориметрии. 1. Алгоритмы деконволю-ции сложных кривых теплопоглощения. // Молекулярная биология, 1982, т. 16, вып.З, стр. 551-562

18. Dinner A.R., Abkevich V., Shakhovich E.S., and Karplus M. Factors that affect the folding ability of proteins. II Proteins: Structure, function and genetics, 1999, v.35, p.34-40

19. Privalov P.L. Stability of proteins. Proteins which do not present a single cooperative system. П Adv. Protein Chem., 1982, v.35, p.1-104

20. Ahern T.J., Klibanov A.M. The mechanisms of irreversible enzyme inactivation at 100C. // Science, 1985, v.228, №4705, p.1280-1284

21. Zale S.E., Klibanov A.M. Why does ribonuclease irreversibly inactivate at high temperatures? 11 Biochemistry, 1986, v.25, №19, p.5432-5444

22. Потехин C.A., Ковригин E.JI. Влияние кинетических факторов на тепловую денатурацию и ренатурацию биополимеров. II Биофизика, 1998, т.43, вып.2, с.223-232

23. Lopez-Mayorga О. and Freire Е. Dynamic analysis of differential scanning calorimetry data. // Biophys. Chem., 1987, v.87, p.87-96

24. Potekhin S.A., Privalov P.L., Co-operative blocks in tropomyosin. U J. Mol. Biol., 1982, v.159, №3, p.519-535

25. Sturtevant J.M. Biochemical applications of differential scanning calorimetry. // Ann. Rev. Phys. Chem., 1987, v.38, p.463-488

26. Ginsburg A. and Zolkiewski M. Differential scanning calorimetry study of reversible, partial unfolding transitions in dodecameric glutamine synthetase from E. coli. I I Biochemistry, 1991, v.30, №39, 9421-9429

27. Manly S.P., Matthews K.S., Sturtevant J.M. Thermal denaturation of the core protein of lac repressor. II Biochemistry, 1985, v.24, №15, pp.3842-3846

28. Takahashi K., Sturtevant J.M. Thermal denaturation of streptomyces subtilisin inhibitor, subtilisin BPN', and the inhibitor-subtilisin complex. II Biochemistry, 1981, v.20, №21, p.6185-6190

29. Privalov P.L. Thermodynamic problems of protein structure. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 1989, v.18, p.47-69

30. Tamura A., Kimura K., Takahara H., and Akasaka K. Cold denaturation and heat denaturation of Streptomyces subtilisin inhibitor. l.CD and DSC studies. ¡/Biochemistry, 1991, v.30, №47, 11307-11313

31. Privalov P.L., Griko Yu.V., Venyaminov S.Yu., Kutyshenko V.P. Cold denaturtion of myoglobin. II J. Mol. Biol., 1986, v. 190, №3, p.487-498

32. Griko Y.V., Privalov P.L., Sturtevant J.M., Venyaminov S.Yu. Cold denaturation of staphylococcal nuclease. II Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988, v.85, №10, p.3343-3347

33. Azuaga A.I., Galisteo M.L., Mayorga O.L., Cortijo M., Mateo P.L. Heat and cold denaturation of p-lactoglobulin B. IIFEBSLett., 1992, v.309, №3, p.258-260

34. Damaschun G., Damaschun H., Gast K., Misselwitz R., Muller J.J., Pfeil W., Zirwer D. Cold denaturation-induced conformational changes in phosphoglycerate kinase from yeast. //Biochemistry, 1993, v.32, №30, p.7739-7746

35. Gursky O., Atkinson D. High- and low-temperature unfolding of human high-density apolipoprotein A-2. // Protein Sci., 1996, v.5, №9, p.1874-1882

36. Ibarra-Molero B., Makhatadze G.I., Sanchez-Ruiz J.M. Cold denaturation of ubiquitin. // Biochim. Biophys. Acta, 1999, v. 1429, №2, p.384-390

37. Sanchez-Ruiz J.M., Lopez-Lacomba J.L., Cortijo M., Mateo P.L. Differential scanning calorimetry of the irreversible thermal denaturation of thermolysin. // Biochemistry, 1988, v.27,№5, p. 1648-1652

38. Guzman-Casado M., Parody-Morreale A., Mateo P.L. and Sanchez-Ruiz J.M. Differential scanning calorimetry of lobster heamocyanin. II Eur. J. Biochem., 1990, v.188, p.181-185

39. Galisteo M.L., Mateo P.L., and Sanchez-Ruiz J.M. Kinetic study on the irreversible thermal denaturation of yeast phosphoglycerate kinase. 11 Biochemistry, 1991, v.30, №8, p.2061-2066

40. Conejero-Lara F., Mateo P.L., Aviles F.X., and Sanchez-Ruiz J.M. Effect of Zn2+ on the thermal denaturation of carboxypeptidase B. I/ Biochemistry, 1991, v.30, №8, p.2067-2072

41. Freire E., van Osdol W.W., Mayorga O.L., Sanchez-Ruiz J.M. Calorimetrically determined dynamics of complex unfolding transitions in proteins. // Annu. Rev. Biophys. Biophys. Chem., 1990, v.19, p.159-188

42. Vogl T., Jatzke C., and Hinz H-J. Thermodynamic stability of annexin VE17G: equilibrium parameters from an irreversible unfolding reaction. II Biochemistry, 1997, v.36, №7, p. 1657-1668

43. Kurganov B.I., Lyubarev A.E., Sanchez-Ruiz J.M., Shnyrov V.L. Analysis of differential scanning calorimetry data for proteins. Criteria of validity of one-step mechanism of irreversible protein denaturation. // Biophys. Chem., 1997, v.69, p.125-135

44. Lepock J.R., Rodahl A.M., Zhang C., Heynen M.L., Waters В., and Cheng K-H. Thermal denaturation of the Ca2+-ATPase of sarcoplasmic reticulum reveals two thermodynamically independent domains. IIBiochemistry, 1990, v.29, №3, 681-689

45. Lumry R., and Eyring H. Conformation changes of proteins. // J. Phys. Chem., 1954, v.58, p.110-120

46. Sanchez-Ruiz J.M. Theoretical analysis of Lumry-Eyring models in differential scanning calorimetry. // Biophys. Journal, 1992, v.61, 921-935

47. Любарев A.E., Курганов Б.И. Моделирование процесса необратимой тепловой денатурации белка при переменной температуре. I. Модель, включающая две последовательно протекающие необратимые стадии. //Биохимия, 1998, т.63, вып.4, с.516-523

48. Lyubarev A.E., Kurganov B.I., Burlakova A.A., Orlov V.N. Irreversible thermal denaturation of uridine phosphorylase from Escherichia coli K-12. // Biophys. Chem., 1998, v.70, №3, p.247-257

49. Любарев A.E., Курганов Б.И. Моделирование процесса необратимой тепловой денатурации белка при переменной температуре. II. Полная кинетическая модель Ламри-Эйринга. // Биохимия, 1999, т.64, вып.7, с.990-997

50. Fukada H., Sturtevant J.M., Quiocho F.A. Thermodynamics of the binding of L-arabinose and of D-galactose to the L-arabinose-binding protein of Escherichia coli.ll J. Biol. Chem., 1983, v.258, №21, рЛ 3193-13198

51. Edelman G.M. The covalent structure of a human gamma G-immunoglobulin. XI. Functional implications. // Biochemistry, 1970, v.9, №16, p.3197-3205

52. Rao S.T., Rossmann M.G. Comparison of super-secondary structures in proteins. II J. Mol. Biol., 1973, v.76, №2, p.241-256

53. Rossmann M.G., Argos P. Protein folding. И Annu. Rev. Biochem1981, v.50, p.497-532

54. Новохатный В.В., Медведь Л.В., Кудинов С.А., Привалов ПЛ. Доменная организация молекул Lys-плазминогена. II Молекулярная биология, 1983, т.17, вып.5, с.976-982

55. Novokhatny V.V., Kudinov S.A., Privalov P.L. Domains in human plasminogen. Il J. Mol. Biol, 1984, v.179, №2, p.215-232

56. Privalov P.L., Filimonov V.V. Thermodynamic analysis of transfer RNA unfolding.

57. J. Mol. Biol., 1978, v. 122, №4, p.447-464

58. Freire E. and Biltonen R.L. Statistical mechanical deconvolution of thermal transitions in macromolecules. I Theory and application to homogeneous systems. // Biopolymers, 1978, v. 17, 463-479

59. Gill S.J., Richey B., Bishop G., Wyman J. Generalized binding phenomena in an allosteric macromolecule. // Biophys. Chem., 1985, v.21, №1, p.1-14

60. Brandts J.F., Hu C.Q., Lin L-N., Mas M.T. A simple model for proteins with interacting domains. Applications to scanning calorimetry data. II Biochemistry, 1989, v.28, №21, 8588-8596

61. Ramsay G., Freire E. Linked thermal and solute perturbation analysis of cooperative domain interactions in proteins. Structural stability of diphtheria toxin. // Biochemistry, 1990, v.29, №37, p.8677-8683

62. Freire E., Murphy K.P., Sanchez-Ruiz J.M., Galisteo M.L., Privalov P.L. The molecular basis of cooperativity in protein folding. Thermodynamic dissection of interdomain interactions in phosphoglycerate kinase. // Biochemistry, 1992, v.31, №1, p.250-256

63. Shnyrov V.L., Zhadan G.G., Akoev I.G. Calorimetric measurements of the effect of 330-MHz radiofrequency radiation on human erythrocyte ghosts. // Bioelectromagnetics, 1984, v.5, №4, p.411-418

64. Brandts J.F. and Lin L-N. Study of strong to ultratight protein interactions using differential scanning calorimetry. // Biochemistry, 1990, v.29, №29, 6927-6940

65. Catanzano F., Graziano G., Fusi P., Tortora P., Barone G. Differential scanning calorimetry study of the thermodynamic stability of some mutants of Sso7d from Sulfolobus solfataricus. 11 Biochemistry, 1998, v.37, №29, p. 10493-10498

66. Baumann H., Knapp S., Karshikoff A., Ladenstein R., Hard T. DNA-binding surface of the Sso7d protein from Sulfolobus solfataricus. II J. Mol. Biol., 1995, v.247, №5, p.840-846

67. Burley S.K., Petsko G.A. Aromatic-aromatic interaction: a mechanism of protein structure stabilization. II Science, 1985, v.229, p.23-28

68. Yang A.S., Sharp K.A., Honig B. Analysis of the heat capacity dependence of protein folding. II J. Mol. Biol., 1992, v.221, №3, p.889-900

69. Makhatadze G.I., Privalov P.L. Energetics of interactions of aromatic hydrocarbons with water. // Biophys. Chem., 1994, v.50, №3, p.285-291

70. Tanaka A., Flanagan J., Sturtevant J.M. Thermal unfolding of staphylococcal nuclease and several mutant forms thereof studied by differential scanning calorimetry. // Protein Sci, 1993, v.2, №4, p.567-576

71. Johnson C.M., Cooper A., Stockley P.G. Differential scanning calorimetry of thermal unfolding of the methionine repressor protein (MetJ) from Escherichia coli. 11 Biochemistry, 1992, v.31, №40, p.9717-9724

72. Rafferty J.B., Somers W.S., Saint-Girons I., Phillips S.E. Three-dimensional crystal structures of Escherichia coli met repressor with and without corepressor. // Nature, 1989, v.341, p.705-710

73. Wassenberg D., Welker C., Jaenicke R. Thermodynamics of the unfolding of the cold-shock protein from Thermotoga maritima. IIJ. Mol. Biol., 1999, v.289, №1, p.187-193

74. Welker C., Bohm G., Schurig H., Jaenicke R. Cloning, overexpression, purification, and physicochemical characterization of a cold shock protein homolog from the hyperthermophilic bacterium Thermotoga maritima. II Protein Sci., 1999, v.8, №2, p.394-403

75. Myers J.K., Pace C.N., Scholtz J.M. Denaturant m values and heat capacity changes: relation to changes in accessible surface areas of protein unfolding. II Protein Sci., 1995, v.4, №10, p.2138-2148

76. Fujita S.C., Go N., Imahori K. Melting-profile analysis of thermal stability of thermolysin. A formulation of temperature-scanning kinetics. // Biochemistry, 1979, v. 18, №1, p.24-28

77. Voordouw G., Milo C., Roche R.S. Role of bound calcium ions in thermostable, proteolytic enzymes. Separation of intrinsic and calcium ion contributions to the kinetic thermal stability. // Biochemistry, 1976, v. 15, №17, p.3716-3724

78. Le Bihan T., Gicquaud C. Kinetic study of the thermal denaturation of G actin using differential scanning calorimetry and intrinsic fluorescence spectroscopy. // Biochem. Biophys. Res. Commun., 1993, v.194, №3, p.1065-1073

79. Davoodi J., Wakarchuk W.W., Surewicz W.K., Carey P.R. Scan-rate dependence in protein calorimetry: the reversible transitions of Bacillus circulans xylanase and a disulfide-bridge mutant. II Protein Set, 1998, v.7, №7, p. 1538-1544

80. Шныров B.JI., Левицкий Д.И., Веденкина H.С., Николаева О.П., Хворов Н.В., Пермяков Е.А., Поглазов Б.Ф. Доменная структура субфрагмента 1 миозина. // Доклады АН СССР, 1989, т. 304, №6, с.1497-1499

81. Levitsky D.I., Khvorov N.V., Shnyrov V.L., Vedenkina N.S., Permyakov E.A., Poglazov B.F. Domain structure of myosin subfragment-1. Selective denaturation of the 50 kDa segment. // FEBSLett., 1990, v.264, №2, p.176-178

82. Левицкий Д.П., Николаева О.П., Орлов В.Н., Павлов Д.А., Пономарев М.А., Росткова Е.В., Дифференциальная сканирующая калориметрия миозина и актина. // Биохимия, 1998, т.63, вып.З, с.381-394.

83. Levitsky D.I. Domain Structure of the Myosin Head. Soviet Scientific Reviews / Section D Physico-chemical Biology, Harwood Acad. Publishers GmbH, 1994, vol.12, Part 1, p.53

84. Левицкий Д.И. Структура миозиновой головки. II Биохимия, 1991, т.56, № 9, с.1539-1566

85. Rayment I., Rypniewski W.R., Schmidt-Base К., Smith R., Tomchick D.R., Benning M.M., Winkelmann D.A., Wesenberg G., Holden H.M. Three-dimensional structure of myosin sub fragment-1: a molecular motor. // Science, 1993, v.261, p.50-5 8

86. Tanaka A., Fukada H., Takahashi K. Differential scanning calorimetric studies on the domain structure of Aspergillus glucoamylase. II J. Biochem., 1995, v. 117, №5, p.1024-1028

87. Donovan J.W., Ross K.D. Iron binding to conalbumin. Calorimetric evidence for two distinct species with one bound iron atom. II J. Biol. Chem., 1975, v.250, №15, p.6026-6031.

88. Beardslee R.A., Zahnley J.C. A simple preparation of (3-trypsin based on a calorimetric study of the thermal stabilities of a- and (3-trypsin. 11 Arch. Biochem. Biophys., 1973, v.158, №2, p.806-81 1

89. Sutherland J.W. Disagreement between calorimetric and van't Hoff enthalpies of assembly of protein supramolecular structures. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, v.74, №5, p.2002-2006

90. Sturtevant J.M., Velicelebi G., Jaenicke R., Lauffer M.A. Scanning calorimetric investigation of the polymerization of the coat protein of tobacco mosaic virus. II Biochemistry, 1981, v.20, №13, p.3792-3800

91. Jecht M., Tomschy A., Kirschner К., Jaenicke R. Autonomous folding of the excised coenzyme-binding domain of D-glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase from Thermotoga maritima. II Protein Sei., 1994, v.3, №3, p.411-418

92. Skarzynski Т., Wonacott A.J. Coenzyme-induced conformational changes in glyceraldehyde-3 -phosphate dehydrogenase from Bacillus stearothermophilus. IIJ. Mol. Biol., 1988, v.203,№4, p. 1097-1118

93. Titani K., Koide A., Hermann J., Ericsson L.H., Kumar S., Wade R.D., Walsh K.A., Neurath H., Fischer E.H. Complete amino acid sequence of rabbit muscle glycogen Phosphorylase. // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1977, v.74, №11, p.4762-4766

94. Nakano К., Hwang P. К., Fletteric R. J. Complete eDNA sequence for rabbit muscle glycogen phosphorylase. // FEBSLett., 1986, v.204, №2, p.283-287

95. Barford D., Johnson L.N. The allosteric transition of glycogen phosphorylase. // Nature, 1989, v.340, p.609-616

96. Barford D., Johnson L.N. The molecular mechanism for the tetrameric association of glycogen phosphorylase promoted by protein phosphorylation. I/ Protein Sci., 1992, v.l, p.472-493

97. Johnson L.N., Snape P., Martin J.L., Acharya K.R., Barford D., Oikonomakos N.G. Crystallographic binding studies on the allosteric inhibitor glucose-6-phosphate to T state glycogen phosphorylase b. II J. Mol. Biol., 1993, v.232, p.253-267

98. Hernandez-Arana A., Rojo-Dominguez A., Altamirano M.M., Calcagno M.L. Differential scanning calorimetry of the irreversible denaturation of Escherichia coli glucosamine-6-phosphate deaminase. /У Biochemistry, 1993, v.32, №14, pp.3644-3648

99. Корнилаев Б.А., Курганов Б.И., Еронина Т.Б., Чеботарева Н.А., Ливанова Н.Б., Орлов В.Н., Черняк В.Я., Механизм тепловой денатурации мышечной гликогенфосфорилазы Ъ. II Молекулярная биология, 1997, т.31, №1, с.98-107

100. Lowey S., Slayter H.S., Weeds A.G., Baker H. Substructure of the myosin molecule. I. Subfragments of myosin by enzymic degradation. II J. Mol Biol., 1969, v.42, №1, pp. 1-29

101. Taylor E.W. Chemistry of muscle contraction. // Annu. Rev. Biochem., 1972, v.41, №10, pp.577-616

102. Weeds A.G., Taylor R.S. Separation of subfragment-1 isoenzymes from rabbit skeletal muscle myosin. // Nature, 1975, v.257, p.54-56

103. Butler P.J. The current picture of the structure and assembly of tobacco mosaic virus. II J. Gen. Virol., 1984, v.65, Pt.2, p.253-279

104. Saito T., Meshi T., Takamatsu N., Okada Y. Coat protein gene sequence of tobacco mosaic virus encodes a host response determinant. // Proc. itfatl. Acad. Sci. USA, 1987, v.84, №17, p.6074-607

105. Culver J.N., Dawson W.O. Tobacco mosaic virus coat protein: an elicitor of the hypersensitive reaction but not required for the development of mosaic symptoms in Nicotiana sylvestris. II Virology, 1989, v. 173, №2, p.755-758

106. Culver JN, Stubbs G, Dawson WO. Structure-function relationship between tobacco mosaic virus coat protein and hypersensitivity in Nicotiana sylvestris. II J. Mol. Biol., 1994, v.242, №2, p.130-138

107. Taraporewala ZF, Culver JN. Identification of an elicitor active site within the three-dimensional structure of the tobacco mosaic tobamovirus coat protein. // Plant Cell, 1996, v.8, №2, p.169-178

108. Srinivasan S., Lauffer M.A. Reconstitution of tobacco mosaic virus: calorimetric and related studies. 11 Biochemistry, 1970, v.9, №10, p.2173-2180

109. Mutombo K., Michels B., Ott H., Cerf R., Witz J. Scanning calorimetric studies of the stability of tobacco mosaic virus and aggregates of its coat protein. II Eur. Biophys. J., 1992, v.21, №1, p.77-83

110. Dobrov E.N., Abu-Eid M.M., Solovyev A.G., Kust S.V., Novikov V.K. Properties of the coat protein of a new tobacco mosaic virus coat protein ts-mutant.// J. Protein Chem., 1997, v.16, №1, p.27-36