Изучение авторегуляции экспрессии генов, кодирующих белки CPEB семейства, у Drosophila melanogaster. тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.03, кандидат наук Гильмутдинов Рудольф Артурович

• Гильмутдинов Рудольф Артурович
• кандидат наук
• 2022

Оглавление диссертации кандидат наук Гильмутдинов Рудольф Артурович

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность работы

Цель и задачи исследования

Научная новизна и практическая значимость работы

Положения, выносимые на защиту

Степень достоверности и апробация результатов

Публикации

Тезисы конференций

Личное участие автора в проведении исследований

Структура и объем работы

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. 1. Гаметогенез дрозофилы

1. 1. 1. Оогенез дрозофилы

1. 1. 2. Сперматогенез дрозофилы

1. 2. Семейство СРЕВ белков

1. 2. 1. Структура СPEB белков

1. 2. 2. СPEB в цитоплазматическом полиаденилировании

1. 2. 3. СPE последовательности

1. 3. Функции СРЕВ белков

1. 3. 1. Роль СPEB белков в делении клеток, старении и онкогенезе

1. 3. 2. СPEB белки в метаболизме

1. 3. 3. СPEB белки в развитии нервной системы

1. 3. 4. СPEB белки и прионы

1. 3. 5. CPEB белки в формировании памяти

1. 3. 6. CPEB белки в гаметогенезе Caenorhabditis elegans

1. 3. 7. CPEB белки в гаметогенезе млекопитающих

1. 3. 8. CPEB белки в гаметогенезе дрозофилы

1. 3. 8. 1. Функции Orb в оогенезе

1. 3. 8. 2. Функции Orb2 в сперматогенезе

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2. 1. Линии Drosophila melanogaster и клетки, использованные в работе

2. 2. Методы работы с бактериями

2. 2. 1. Получение компетентных клеток

2. 2. 2. Трансформация компетентных клеток

2. 3. Методы работы с ДНК

2. 3. 1. Выделение плазмидной ДНК из малого объема среды (Miniprep)

2. 3. 2. Обработка ДНК эндонуклеазами рестрикции

2. 3. 3. Лигирование ДНК

2. 3. 4. Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

2. 3. 5. Дефосфорилирование 5'-концов ДНК

2. 3. 6. Горизонтальный гель-электрофорез ДНК в агарозном геле

2. 3. 7. Выделение ДНК из агарозного геля

2. 3. 8. Переосаждение ДНК

2. 3. 9. Выделение геномной ДНК из дрозофилы

2. 3. 10. Праймеры, использованные в работе

2. 3. 11. ПЦР в реальном времени

2. 4. Создание генно-инженерных конструкций

2. 4. 1. Клонирование фрагментов в плазмиду pBluescript

2. 4. 2. Создание векторов для CRISPR

2. 5. Методы работы с РНК

2. 5. 1. Выделение тотальной РНК из семенников и яичников дрозофилы

2. 5. 2. Обработка препарата РНК ДНКазой I

2. 5. 3. Обратная транскрипция

2. 6. Методы работы с линиями мух

2. 6. 1. Получение трансгенных линий с помощью CRISPR

2. 6. 2. Проведение теста на фертильность

2. 7. Иммунопреципитация РНК

2. 8. Иммунофлуоресцентное окрашивание препаратов целых семенников и яичников

2. 9. Конфокальная микроскопия

2. 10. Получение лизатов для электрофореза и вестерн-блот анализа

2. 11. Электрофорез в полиакриламидном геле и вестерн-блот

2. 12. Используемые в работе антитела

2. 13. Флуоресцентная in situ гибридизация

2. 14. Зонды для in situ гибридизации

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3. 1. Изучение роли авторегуляции гена orb в оогенезе

3. 1. 1. Функция 3'НТО гена orb в раннем оогенезе

3. 1. 1. 1. Orb как фактор детерминации ооцита

3. 1. 1. 2. Делеция 3'НТО гена orb

3. 1. 1. 3. Локализация мРНК и белка Orb зависит от 3'НТО

3. 1. 1. 4. Дифференцировка ооцита невозможна без 3'НТО orb

3. 1. 1. 5. 3'НТО orb необходима на раннем этапе развития ооцита

3. 1. 2. Изучение роли aPKC в авторегуляции orb во время среднего оогенеза

3. 1. 2. 1. Гены orb и aPKC функционирует вместе в процессе реполяризации ооцита78

3. 1. 2. 2. Локализации мРНК aPKC и белка Orb взаимозависимы

3. 1. 2. 3. Orb связывает мРНК aPKC

3. 1. 2. 4. aPKC влияет на авторегуляцию Orb

3. 1. 2. 5. aPKC фосфорилирует Orb в яичниках

3. 2. Изучение роли 3'НТО гена orb2 в сперматогенезе

3. 2. 1. Делеция 3'НТО гена orb2

3. 2. 2. Большинство orb2R самцов стерильны

3. 2. 3. Уровень мРНК и белка ОгЬ2 снижен в orb2R семенниках

3. 2. 4. 3'НТО orb2 необходима для правильной локализации его мРНК и белка

3. 2. 5. Мутация orb2R влияет на локализацию других транскриптов и белков в

сперматидах

3. 2. 6. Ранние этапы поляризации сперматидных цист нарушены в orb2R семенниках

3. 2. 7. Аномалии дифференцировки сперматидных ядер в orb2R семенниках

3. 2. 8. Комплекс индивидуализации не собирается должным образом в мутантах

ОБСУЖДЕНИЕ

ВЫВОДЫ

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ СОКРАЩЕНИЙ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение авторегуляции экспрессии генов, кодирующих белки CPEB семейства, у Drosophila melanogaster.»

ВВЕДЕНИЕ Актуальность работы

Регуляция профиля экспрессии генов лежит в основе контроля жизнедеятельности каждой клетки в многоклеточном организме и может быть достигнута на разных уровнях, одним из которых является трансляционный. Изначально он рассматривался как дополнительный механизм тонкой надстройки регуляции транскрипции. Однако, в последние десятилетия накопились значительное количество данных, говорящих о том, что трансляционный контроль является очень важным этапом в регуляции экспрессии генов.

Помимо количества синтезируемого белка, на уровне трансляции может также контролироваться время и место его синтеза. Это становится возможным благодаря консервативному механизму эукариот - сочетанию транспорта мРНК в целевой компартмент клетки с локальной регуляцией трансляции (St Johnston 2005; Martin and Ephrussi 2009; Besse and Ephrussi 2008; Lasko 2012).

C одной молекулы мРНК могут синтезироваться сотни молекул белка, поэтому ее локализация и местная трансляция - одна из основ создания белковой асимметрии в клетке. Такая асимметрия определяет способность клеток к поляризации и асимметричному делению.

Активация трансляции у мРНК, прибывших в свое место назначения внутри клетки, может происходить через цитоплазматическое полиаденилирование -универсальный механизм, обнаруженный у различных животных, включая нематод, дрозофил, амфибий, млекопитающих, в том числе человека. У многих локализованных мРНК в их 3'-нетранслируемой области (3'НТО) обнаружены специфические последовательности - элементы цитоплазматического полиаденилирования (CPE). Эти мотивы узнаются РНК-связывающими белками семейства CPEB (cytoplasmic polyadenylation element binding protein). Представители этого семейства являются одновременно и ингибиторами, и активаторами трансляции, а переключение между функциями происходит за счет внешних сигналов. Цитоплазматическое полиаденилирование играет главенствующую роль в трансляции маскированных мРНК развивающегося эмбриона, в создании и поддержании клеточной поляризации, лежащей в основе асимметричного деления стволовых клеток и дающего им возможность самоподдерживаться, а также в основе региональной компартментализации таких высокоспециализированных клеток, как нейроны (Richter 2007).

У дрозофилы обнаружено два гена, кодирующих представителей семейства CPEB: orb и orb2. Белок Orb играет центральную роль в установлении полярности яйца и эмбриона дрозофилы, а также необходим в процессе оогенеза для установления дорсо-вентральных (DV) и антериопостериальных (AP) осей. При формировании DV оси, белок Orb требуется для локализации и трансляции мРНК gurken в дорсо-антериальной части ооцита. При формировании AP оси, Orb нужен для трансляции мРНК oskar. Оба этих события возможны благодаря положительной авторегуляторной петле, за счет которой происходит накопление белка Orb на той же стороне ооцита, где локализуется его мРНК. Было показано что эта авторегуляторная активность на средних стадиях оогенеза осуществляется благодаря взаимодействию белка Orb с 3'НТО своей собственной мРНК, содержащей CPE (Tan et al. 2001). Белок Orb и его мРНК обнаруживаются на самых ранних этапах образования ооцита. Многие известные и потенциальные мРНК мишени Orb кодируют белки, участвующие в различных аспектах дифференцировки ооцита: BicD, Egl, Cup, Enc и Stwl (Lantz et al., 1992; Lantz et al., 1994; Stepien et al., 2016). Эти и другие факты, наводят на мысль, что авторегуляция гена orb может иметь функциональное значение для определения ооцита в раннем оогенезе.

Функции белка Orb2 связывают с процессом сперматогенеза, развитием нервной мышечной, эпителиальной систем, с формированием долговременной памяти, синаптической пластичностью и т.д. (Hafer et al. 2011; Mastushita-Sakai et al. 2010; Stepien et al. 2016; Xu et al. 2012).

Orb2 участвует в регуляции поляризации сперматид в семенниках. Показано что он, как и Orb, способен связываться со своей собственной мРНК и колокализоваться вместе с ней на концах растущих жгутиков. В мутантных сперматидных цистах, которые неправильно поляризованы по отношению к апикально-базальной стороне семенника, отсутствует аккумуляция мРНК или белка Orb2 в виде характерного паттерна «голова кометы» (Xu et al. 2012; Xu, Tyagi, and Schedl 2014). Эти данные, в совокупности с тем, что авторегуляция Orb происходит за счет его связывания с 3'НТО собственной мРНК, позволяют предположить, что и Orb2 вовлечен в аналогичную положительную авторегуляторную петлю.

Эта работа посвящена экспериментальному изучению роли авторегуляции orb в образовании и дифференцировке ооцита, а также подтверждению и изучению авторегуляции гена orb2 в сперматогенезе дрозофилы.

Цель и задачи исследования

Целью работы является изучение роли авторегуляторной активности CPEB белков дрозофилы, Orb и Orb2, в развитии терминальных клеток.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Редактировать ген orb и удалить фрагмент, соответствующий 3'НТО мРНК. Изучить фенотип полученной мутации.

2. Изучить влияние делеции фрагмента 3'НТО orb на определение ооцита на ранних этапах оогенеза, локализацию специфических маркеров оогенеза.

3. Определить влияние фактора реполяризации ооцита - атипичной протеинкиназы C (aPKCj на авторегуляторную активность orb во время среднего оогенеза.

4. Редактировать ген orb2 и удалить фрагмент, соответствующий 3'НТО мРНК. Изучить фенотип полученной мутации.

5. Изучить влияние делеции фрагмента 3'НТО orb2 на экспрессию гена, локализацию его продуктов и других специфических маркеров сперматогенеза.

6. Изучить влияние делеции фрагмента 3'НТО orb2 на различные стадии сперматогенеза

Научная новизна и практическая значимость работы

В настоящей работе была впервые продемонстрирована функциональная важность 3'НТО генов orb и orb2 дрозофилы. Получены новые аллели указанных генов с делецией элементов цитоплазматического полиаденилирования в 3'НТО, детально описан их фенотип на клеточном и молекулярном уровне. Показано, что делеция 3'НТО гена orb приводит к стерильности мух, нарушению формирования ооцита на ранних стадиях оогенеза. Установлено, что удаление 3'НТО гена orb нарушает локализацию его транскрипта и белка в гермарии в зоне 2а, 2б и на последующих стадиях оогенеза у мутантов. Также определено, что делеция вызывает неправильную локализацию многих факторов участвующих в образовании ооцита. Открыто генетическое взаимодействие генов orb и apkc, важное в процессе дифференцировки ооцита. Показана роль aPKC в фосфорилировании Orb в ооците. Продемонстрировано, что удаление 3'НТО гена orb2 приводит к практически полной стерильности самцов. Выяснено, что транскрипт с удаленной 3'НТО и кодируемый им белок ОгЬ2 имеют неправильную локализацию в растущих хвостах сперматидных цист. Установлено, что поляризация сперматид у мутантов нарушена, что приводит к нарушениям локализации ядер в дифференцирующихся

цистах, невозможности сборки комплекса индивидуализации и, как следствие, неспособности воспроизводить функциональные сперматозоиды. Показано, что локализация мРНК и белка Orb, а также белка Bol нарушены у мутантов с делецией 3'НТО гена orb2.

Полученные аллели представляют собой новые модели изучения молекулярных механизмов клеточной поляризации, оогенеза и сперматогенеза дрозофилы. Кроме того, эти аллели являются генетической платформой, позволяющей проводить дальнейшую модификацию 3'НТО генов orb, orb2.

CPEB белки являются консервативными для различных групп животных, поэтому исследование регуляции Orb и Orb2 у дрозофилы имеет важное значение для выяснения механизмов регуляции его гомологов. Практическая значимость работы состоит в возможности использования полученных результатов и выводов для понимания фундаментальных механизмов развития различных заболеваний, связанных с функциями CPEB белков у человека, например, с таким распространённым нейродегенеративным заболеванием, как болезнь Альцгеймера или самой частой формой аутизма - синдромом ломкой X-хромосомы. Кроме того, изучение нарушений оогенеза и сперматогенеза у дрозофилы позволяет провести параллель и на другие организмы, в том числе человека, тем самым внося вклад в потенциально возможные способы лечения бесплодия.

Методология и методы диссертационного исследования

Работа выполнена с использованием современного оборудования и широкого спектра методов молекулярной биологии: выделение ДНК и РНК, молекулярное клонирование, кПЦР в реальном времени, получение трансгенных линий D. melanogaster c помощью CRISPR/Cas9, иммунопреципитация РНК, вестерн-блот, иммунофлуоресцентное окрашивание, FISH, конфокальная микроскопия и т.д.

Положения, выносимые на защиту

1. 3'НТО гена orb является критически важной для правильного протекания оогенеза у дрозофилы. Делеция большей части указанной области приводит к стерильности самок, нарушению формирования ооцита на ранних стадиях оогенеза.

2. У мутантов с делецией 3'НТО гена orb в ооцитах на ранних стадиях нарушается локализация мРНК orb, белка Orb, продуктов экспрессии гена BicD, транскриптов osk, белков Egl, а-тубулина и Corola.

3. Взаимодействие генов orb и apkc обеспечивает ремоделирование цитоскелета ооцита в среднем оогенезе. Белок Orb связывает мРНК aPKC и контролирует ее локализацию в ооцитах. Белок aPKC локализует Orb в ооците, фосфорилирует его и воздействует на авторегуляторную активность его гена.

4. 3'НТО гена orb2 является критически важной для правильного протекания сперматогенеза у дрозофилы, делеция этой области существенно нарушает фертильность самцов.

5. В полученном мутанте, с делецией 3'НТО гена orb2, снижена экспрессия его продуктов, кодируемые им транскрипты теряют специфическую градиентную локализацию в хвостах сперматидных цист. У мутантов также нарушается локализация белка Orb2, продуктов гена orb, белка Bol.

6. Мутанты, несущие делецию 3'НТО гена orb2, демонстрируют нарушения поляризации сперматид, локализации ядер в дифференцирующихся цистах, сборки комплекса индивидуализации.

Степень достоверности и апробация результатов

По результатам диссертационной работы опубликовано 4 статьи в международных рецензируемых журналах. Материалы работы представлены на научных конференциях.

Публикации

1. Rudolf Gilmutdinov, Eugene N. Kozlov, Konstantin V. Yakovlev, Ludmila V. Olenina, Alexei A. Kotov, Justinn Barr, Mariya Zhukova, Paul Schedl, Yulii V. Shidlovskii; The 3'UTR of the Drosophila CPEB translation factor gene orb2 plays a crucial role in spermatogenesis. Development 1 September 2021; 148 (17): dev198788.

2. Eugene Kozlov, Yulii V. Shidlovskii, Rudolf Gilmutdinov, Paul Schedl, and Mariya Zhukova. The role of CPEB family proteins in the nervous system function in the norm and pathology // Cell & Bioscience. 2021 March 31. Cell Biosci 11, 64.

3. Justinn Barr, Rudolf Gilmutdinov, Linus Wang, Yulii Shidlovskii, and Paul Schedl. The Drosophila CPEB protein Orb specifies oocyte fate by a 3'UTR-dependent autoregulatory loop // Genetics. 2019 December. Vol. 213, 1431-1446.

4. Barr J., Charania S., Gilmutdinov R., Yakovlev K., Shidlovskii Y., Schedl P. The CPEB translational regulator, Orb, functions together with Par proteins to polarize the Drosophila oocyte // PLOS Genetics. 2019 March 13. PLoS Genet 15(3): e1008012.

Тезисы конференций

1. Gilmutdinov R., Yakovlev K., Abdrakhmanov A., Zheludkevich A., Kachaev Z., Shidlovskii Y., Schedl P. RNA-binding proteins of CPEB family in gene expression regulation // Abstracts of the International conference for young scientists "Molecular control of gene expression". 2015, June 18-19. IGB RAS, Moscow, Russia, p. 31.

2. Yakovlev K.V, Gilmutdinov R.A, Lebedeva L.A., Shidlovskii Y.V, Schedl P. Studying the role of cis-regulatory elements in localization of mRNA in Drosophila spermatids // Abstracts of the International conference for young scientists "Molecular control of gene expression". 2015, June 18-19. IGB RAS, Moscow, Russia, p. 51.

3. Zheludkevich A., Gilmutdinov R., Kurbidaeva A., Yakovlev K., Shidlovskii Y., Schedl P. Proper localization of aPKC mRNA is regulated by orb2 protein // Abstracts of the International conference for young scientists "Molecular control of gene expression". 2015, June 18-19. IGB RAS, Moscow, Russia, p. 52.

4. Козлов Е.Н., Гильмутдинов Р.А., Качаев З.М., Лебедева Л.А., Яковлев К.В., Шедл П., Шидловский Ю.В. РНК-связывающий белок Orb2 играет важную роль в онтогенезе дрозофилы // Тезисы XVII Конференции-школы с международным участием «Актуальные проблемы биологии развития». 2016, 10-14 октября. Технопарк "Генериум" Москва, Россия, стр. 20-21.

5. Гильмутдинов Р.А., Козлов Е.Н., Яковлев К.В., Шедл П., Шидловский Ю.В. Роль РНК-связывающего белка Orb2 в поляризации клеток дрозофилы // Тезисы международного научного семинара Экспрессия генов. 2016, 7-9 декабря. МГУ им. М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии и биоинформатики. Москва, Россия, стр. 11 -12.

6. Гильмутдинов Р.А., Козлов Е.Н. Шедл П., Шидловский Ю.В. ORB2 из семейства CPEB белков участвует в регуляции поляризации клеток дрозофилы // Тезисы 21-ой Международной Пущинской школы-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века». 2017, 17-21 апреля. Пущинский научный центр РАН. Пущино, Россия, стр. 93.

7. Яковлев К.В., Гильмутдинов Р.А., Козлов Е.Н., Шедл П., Шидловский Ю.В. Изучение цис-регуляторных элементов мРНК в регуляции трансляции у дрозофилы // Международный научный семинар и практическая школа Экспрессии генов, Москва, 7-9 декабря 2016 г., Сборник тезисов, стр. 34-35.

8. Р.А. Гильмутдинов, Е.Н. Козлов, Л.В. Оленина, А.А. Котов, М.В. Жукова, П. Шедл, Ю. В. Шидловский. Влияние 3'НТО гена orb2, кодирующего трансляционный

фактор семейства CPEB, на сперматогенез дрозофилы // Международная конференция «Дрозофила в генетике и медицине», 30.09. - 2.10.2020. Гатчина, Сборник тезисов, стр. 58.

9. Gilmutdinov R.A., Kozlov E.N., Yakovlev K.V., Schedl P., Shidlovskii Y.V. The role of Drosophila CPEB protein Orb2 in regulation of localized translation. (2018) FEBS Open Bio 8, p. 127.

10. E.N. Kozlov, R.A. Gilmutdinov, K.V., Yakovlev, P. Schedl, Y.V. Shidlovskii. Novel targets for the Orb2 CPEB protein in nervous system of Drosophila. (2018) FEBS Open Bio 8, p. 109.

11. R. Gilmutdinov, E. Kozlov, M. Zhukova, P. Schedl, Y. Shidlovskii. Drosophila CPEB protein Orb2 participates in cell polarization. FEBS Congress 2019, FEBS Open Bio 9, p. 161.

Личное участие автора в проведении исследований

Все ключевые эксперименты (создание генно-инженерных конструкций, получение мутантных линий с помощью CRISPR, анализ фенотипа мутантов, измерение относительного уровня транскрипции, количественное определение уровня белков, иммунофлуоресцентное окрашивание препаратов, FISH, конфокальная микроскопия, анализ и обработка результатов) были выполнены лично автором. Кроме того, автор внес вклад в подготовку и редактирование научных публикаций по теме диссертации.

Иммунофлуоресцентное окрашивание целых семенников с целью анализа поздних стадий спермиогенеза выполнены совместно с сотрудниками лаборатории биохимической генетики животных ФГБУ ИМГ Национального исследовательского центра «Курчатовский институт» Котовым А.А. и Олениной Л.В. Иммунофлуоресцентное окрашивание и флуоресцентная in situ гибридизация целых яичников с последующим анализом локализации факторов определения ооцита, а также РНК-иммунопреципитация лизатов яичников выполнены совместно с соавторами из лаборатории Пола Шедла (Принстонский университет, США). Локализации транскриптов и белков в яичниках на средних стадиях оогенеза определены с помощью флуоресцентного иммуноокрашивания и FISH сотрудником лаборатории Пола Шедла (Принстонский университет, США) Джастин Барр.

Структура и объем работы

Диссертационная работа состоит из введения, трех глав («Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты»), обсуждения и выводов. Работа изложена на 124

страницах, содержит 32 рисунка и таблицу. Список литературы включает 212 источников.

12

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. 1. Гаметогенез дрозофилы

1. 1. 1. Оогенез дрозофилы

Яичник дрозофилы представляет собой парный орган, внешне напоминающий гроздь или початок, который формируется функциональными единицами - овариолами. Каждая овариола, которых в яичнике может быть от 16 до 20, является трубкой, содержащей последовательно развивающиеся яйцевые камеры (Рис. 1).

вителарии

Рисунок 1. Общее строение яичника дрозофилы. (A) Самка дрозофилы обладает парой яичников, каждый из которых состоит примерно из 15-20 овариол. (Б) Строение репродуктивной системы самок дрозофилы. (C) Схема развития яйцевых камер в одной овариоле. ФК - фолликулярные клетки, ПК -питающие клетки (Hinnant et al., 2020).

Овариола зрелого яичника включает три зоны: терминальный филамент, гермарий и вителларий. Терминальный филамент расположен в слепом конце гермария и включает 6 - 9 соматических клеток. Гермарий содержит 4 функциональные зоны: 1, 2А, 2Б и 3 (Рис. 2) (Spradling 1993). Зона 1 располагается рядом с терминальным филаментом и содержит 23 соматические кэп-клетки ^ap cells), рядом с которыми располагаются терминальные стволовые клетки (ГСК). ГСК асимметрично делясь посредством митоза дают две дочерние

клетки, одна из которых остается стволовой, а другая становится цистобластом, дифференцирующемся в половые клетки (Schupbach et al., 1978; Wieschaus et al., 1979; Lin et al., 1993; Xie 2013; Drummond-Barbosa 2019).

Рисунок 2. Основные этапы оогенеза в гермарии.

Цистобласт претерпевает 4 серии митотических делений с неполным цитокинезом, в результате чего образуются сначала 2-х, 4-х, 8-и и наконец 16-клеточные цисты (King 1970; Spradling 1993). Неполное деление формирует синцитий, состоящий из соединенных клеточными мостиками клеток. Эти богатые цитоскелетными белками соединения называются кольцевыми каналами.

Для ГСК, цистобластов и цистоцит характерно наличие специфической структуры, имеющие в своем составе белки цитоскелета и мембранные канальцы. Телфер ввел термин «фузома» для описания проходящего через кольцевые каналы, лишенного рибосом и митохондрий электрон-плотного вещества, видимого при электронной микроскопии (King 1970; Telfer 1975). Цитоскелетные компоненты, включающие а-, Р-спектрины и белок анкирин формируют коровую часть фузомы (Lin et al., 1993; McKearin et al., 1995; de Cuevas et al., 1996; Roper et al., 2004; Roper 2007). Также в ее составе имеются везикула- и цитоскелет-ассоциированные белки: F-actin, тропомодулин, микротубулин-ассоциированный Par-1 (Warn et al., 1985; Theurkauf 1994; de Cuevas et al., 1996; Roper et al.,

14

2004; Snapp et al., 2004; Roper 2007; Lighthouse et al., 2008; Mathieu et al., 2013). Мембранные компоненты фузом похожи на пузырьки эндоплазматического ретикулума (ЭПР) и аппарата Гольджи. С ними ассоциированы белки: Sec61a, Protein Disulfide Isomerase (PDI), Reticulon-like 1 (Rtnl1), TER94, Rab11 (Snapp et al., 2004; Bogard et al., 2007; Roper 2007; Lighthouse et al., 2008).

ГСК и цистобласты делятся строго по определенным стерео-динамическим правилам, которые зависят от организации фузомы. На первом этапе фузома, называемая спектросомой, имеет сферическую форму и содержит множество везикул. Спектросома крепится к одному из полюсов ГСК, тем самым ориентируя веретено деления. После деления в обе дочерние клетки попадает часть вещества спектросомы. Та клетка, что получает большее количество материала спектросомы остается стволовой, а клетка с меньшей частью становится цистобластом (Lin et al., 1993; Deng et al., 1997). Последующее деление цистобласта изменяет структуру спектросомы, которая с этого момента называется фузомой. Во время каждого цикла деления цистобласта одновременно с разборкой митотического веретена происходит накопление материала фузомы и все большее разветвление в цистоцитах (Koch et al., 1966; Mahowald 1971; Lin et al., 1993; de Cuevas et al., 1996).

Архитектура фузом (форма, размер и паттерн ветвления) определяет морфологические особенности цист по мере их дифференцировки. Фузома имеет решающее значение для везикулярного транспорта и, вероятно, обеспечивает связь между цистоцитами по ходу клеточных циклов (McKearin et al., 1995; Huynh et al., 2000; Lu et al., 2017). К примеру, отдельные клетки цисты благодаря фузоме синхронизируются для одновременного входа в митоз (Lin et al., 1993; de Cuevas et al., 1996).

Зона гермария 2А и 2Б содержат 16-клеточные цисты, которые имеют различное число кольцевых каналов. Две клетки располагают четырьмя кольцевыми каналами, две других - тремя, четыре клетки содержат два кольцевых канала, а оставшиеся восемь клеток имеют только по одному (de Cuevas et al., 1996). На этой стадии морфология цистоцит, за исключением числа кольцевых каналов, достаточно однообразна (Mahowald 1971). В области гермария 2А две клетки с 4 кольцевыми каналами и две с тремя вступают в мейоз и в профазе I формируют между гомологичными хромосомами синаптонемные комплексы (Carpenter 1994). Однако, вскоре синаптонемные комплексы начинают исчезать и сохраняются только в двух клетках с 4 кольцевыми каналами (González-Reyes et al., 1997; Huynh et al., 2000; Page et al., 2000; McKim et al., 2009). В районе гермария 2Б только одна из этих клеток сохраняет синаптомнемный комплекс и становится ооцитом. Избранный

15

ооцит остается в профазе I мейоза до 13 стадии оогенеза, на которой он вступает в первую метафазу мейоза. Остановка мейоза сопровождается конденсацией хроматина с образованием специфической структуры - кариосомы. Тем временем второй предшественник ооцита полностью прекращает стадию мейоза и вместе с остальными клетками цисты становится питающей клеткой (King 1970). 15 питающих клеток вступают в цикл эндорепликации, многократно реплицируя свой геном без деления клеток. Это позволяет синтезировать большое количество белков и мРНК, которые транспортируются в развивающийся ооцит (Shu et al., 2019).

Существует две модели спецификации ооцита, объясняющих какая из 16 клеток цист станет ооцитом. Согласно первой модели, стохастическая конкуренция между двумя клетками с 4 кольцевыми каналами приводит к случайному выбору будущего ооцита путем накопления специфических мРНК, белков и органелл.

По второй модели, детерминация ооцита происходит во время первого митотического деления цистобласта, когда устанавливается асимметрия, поддерживаемая на всех последующих митотических делениях (Yue et al., 1992; Lin et al., 1993; Theurkauf 1994; de Cuevas et al., 1996). Данная гипотеза поддерживается исследованиями показывающими, что фузома асимметрично наследуется при каждом делении клеток цисты (Lin et al., 1993; de Cuevas et al., 1996; McGrail et al., 1997). Асимметричное распределения материала фузомы в каждом последующем делении клеток цисты приводит к тому, что в одной из клеток с 4 кольцевыми каналами оказывается больший кусочек фузомы, больше, чем в любом из других цистоцитов. И именно эта клетка накапливает специфические мРНК, белки и органеллы, необходимые для определения ооцита (Grieder et al., 2000; Bolívar et al., 2001; Cox et al., 2001). Фузома начинает разрушаться по неизвестному механизму в постмитотических 16-клеточных цистах, почти полностью исчезая к тому времени, когда циста покидает гермарий (de Cuevas et al., 1996). Мутации в ключевых компонентах фузомы, включая hts и а-спектрин, нарушают спецификацию ооцита, тем самым демонстрируя ее необходимость в этом процессе (Yue et al., 1992; Theurkauf 1994; de Cuevas et al., 1996).

В области гермария 2А минус-концы микротрубочек ориентируются к фузомам предшественников ооцита, формируя центр организации микротрубочек (ЦОМТ). В области 2Б питающие клетки цист обогащаются минус концами проходящих через кольцевые каналы микротрубочек (Theurkauf 1994). Сформированная сеть микротрубочек осуществляет доставку в ооцит необходимых веществ, например, таких как мРНК bicaudal,

oskar, orb, hts и белки BicD, Orb (Suter et al., 1989). Также транспортируются центриоли, митохондрии и аппарат Гольджи (Cox et al., 2001).

Фолликулярные клетки (ФК), образованные из стволовых клеток-предшественниц в районе перехода области 2А в 2Б начинают окружать сформировавшиеся цисты. В итоге в районе гермария 2Б цисты полностью ими окружаются. ФК на этой стадии делятся на несколько типов. На полюсах цисты находятся две пары полярных клеток. Между собой цисты отделяются 4-6 интерфолликулярными клетками. А многочисленные эпителиальные фолликулярные клетки окружают цисту полностью (Margolis et al., 1995). ФК важны для нормального развития яйцевой камеры. Они участвуют в ориентации ооцита внутри камеры, а также в установлении передне-задних и дор^-вентральных осей ооцита (Grammont et al., 2002; Torres et al., 2003).

В области гермария 3 ЦОМТ, аккумулирующий специфические для ооцита мРНК, белки и органеллы, формирует тельце Бальбиани. В ранней зоне 3 тельце Бальбиани располагается в передней части ооцита (Grieder et al., 2000; Megraw et al., 2000; Cox et al., 2001). Однако, по мере округления цисты, к концу области 3 гермария тельце Бальбиани перемещается к задней поверхности ооцита, формируя плотную структуру серповидной формы. Миграция тельца Бальбиани является первым проявлением формирования передне-задней полярности ооцита (Cox et al., 2001).

После прохождения района 3, яйцевая камера покидает гермарий и переходит в вителларий. Этот период развития включает 14 стадий (Cummings M. R. 1969). Сразу после выхода из гермария яйцевая камера находится на 1 стадии, а к 14 стадии сформировавшееся яйцо способно к оплодотворению. Одна овариолла может содержать одновременно 6-7 яйцевых камер, которые находятся на разных стадиях развития. Между собой камеры соединяются с помощью интерфолликулярных клеток. Продвигаясь по вителларию, вместе с яйцевыми камерами растут ооцит и питающие клетки, а также активно делятся фолликулярные клетки. В результате активного размножения к 6 стадии их количество достигает 1000 (Spradling 1993). С 7 по 9 стадии они под контролем Notch-сигнального пути претерпевают несколько циклов эндорепликации (Calvi et al., 1998). Между стадиями 9 и 11 ФК претерпевают серию морфологических изменений и миграций, в результате чего ооцит оказывается полностью ими окруженным (R0rth 2002; Montell 2003; Horne-Badovinac et al., 2005; Wu et al., 2008; Kolahi et al., 2009; Aman et al., 2011).

С момента 1 стадии до последней объем ооцита увеличивается на 4 порядка, что становится возможно благодаря питающим клеткам, которые через кольцевые каналы поставляют мРНК, белки, рибосомы и митохондрии, необходимые ооциту для развития

17

после оплодотворения (Spradling 1993; Roth et al., 1995). В этом транспорте веществ выделяют два этапа: медленный и быстрый. Медленный транспорт протекает с 1 по 10 стадию яйцевых камер. В течение этого периода помимо транспорта через кольцевые каналы от питающих клеток увеличение объема ооцита происходит за счет поглощения желточных белков из фолликулярных клеток и гемолимфы (стадия 8-10). Быстрый транспорт происходит ближе к концу (стадия 11) оогенеза. Здесь питающие клетки сбрасывают содержимое своей цитоплазмы в ооцит, в результате чего он достигает своего конечного объема (Mahajan-Miklos et al., 1994; Buszczak et al., 2000).

Оси тела будущего эмбриона у дрозофилы закладываются в процессе оогенеза. В свою очередь, сами оси определяются точной локализацией нескольких мРНК, которые кодируют детерминанты осей полярности. Локализация мРНК bicoid (bcd) в передней части и oskar (osk) в задней части ооцита вместе устанавливают антерио-постериальную ось, в то время как локализация мРНК gurken (grk) закладывает дорсо-вентральную ось. Все эти мРНК производятся питающими клетками, а затем транспортируются по микротрубочкам через кольцевые каналы в ооцит. Антерио-постериальные детерминанты локализованы на поверхности ооцита, а мРНК grk ассоциируется с его ядром. Первоначально ядро ооцита занимает центральное положение относительно границ ооцита. Затем, по мере роста ооцита ядро смещается к его задней стороне. Наконец, между стадиями 6 и 7 ядро мигрирует в антерио-дорсальный угол ооцита, занимая асимметричное положение. Эта миграция существенно воздействует на поляризацию ооцита, так как асимметричное расположение ядра оказывает влияние на организацию сети микротрубочек, обеспечивающих транспорт веществ в ооцит. Такое расположение способствует антерио-дорсальной локализации мРНК grk, которая транслируется здесь в белок семейства TGF-a. Этот белок в свою очередь активирует рецептор EGF в соседних фолликулярных клетках, тем самым определяя судьбу дорсальной зоны ооцита (Roth et al., 1999).

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Гильмутдинов Рудольф Артурович, 2022 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Afroz T., Skrisovska L., Belloc E., Guillén-Boixet J., Méndez R. and Allain F.H. (2014). A fly trap mechanism provides sequence-specific RNA recognition by CPEB proteins. Genes Dev 28 (13): 1498-1514.

2. Alphey L., Jimenez J., White-Cooper H., Dawson I., Nurse P. and Glover D.M. (1992). twine, a cdc25 homolog that functions in the male and female germline of Drosophila. Cell 69 (6): 977-988.

3. Alves-Sampaio A., Troca-Marin J.A. and Montesinos ML. (2010). NMDA-mediated regulation of DSCAM dendritic local translation is lost in a mouse model of Down's syndrome. J Neurosci 30 (40): 13537-13548.

4. Aman A. and Piotrowski T. (2011). Cell-cell signaling interactions coordinate multiple cell behaviors that drive morphogenesis of the lateral line. Cell AdhMigr 5 (6): 499-508.

5. Anderson M.A., Jodoin J.N., Lee E., Hales K.G., Hays T.S. and Lee L A. (2009). Asunder is a critical regulator of dynein-dynactin localization during Drosophila spermatogenesis. Mol Biol Cell 20 (11): 2709-2721.

6. Arama E., Agapite J. and Steller H. (2003). Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. Dev Cell 4 (5): 687-697.

7. Awe S. and Renkawitz-Pohl R. (2010). Histone H4 acetylation is essential to proceed from a histone- to a protamine-based chromatin structure in spermatid nuclei of Drosophila melanogaster. Syst Biol ReprodMed 56 (1): 44-61.

8. Baehrecke E.H. (2003). Caspase activation finds fertile ground. Dev Cell 4 (5): 608-609.

9. Baker C.C. and Fuller M.T. (2007). Translational control of meiotic cell cycle progression and spermatid differentiation in male germ cells by a novel eIF4G homolog. Development 134 (15): 2863-2869.

10. Baker J.D., Adhikarakunnathu S. and Kernan M.J. (2004). Mechanosensory-defective, malesterile unc mutants identify a novel basal body protein required for ciliogenesis in Drosophila. Development 131 (14): 3411-3422.

11. Barkoff A.F., Dickson K.S., Gray N.K. and Wickens M. (2000). Translational control of cyclin B1 mRNA during meiotic maturation: coordinated repression and cytoplasmic polyadenylation. Dev Biol 220 (1): 97-109.

12. Barr J., Yakovlev K.V., Shidlovskii Y. and Schedl P. (2016). Establishing and maintaining cell polarity with mRNA localization in Drosophila. Bioessays 38 (3): 244-253.

13. Barreau C., Benson E., Gudmannsdottir E., Newton F. and White-Cooper H. (2008). Post-meiotic transcription in Drosophila testes. Development 135 (11): 1897-1902.

14. Basto R., Lau J., Vinogradova T., Gardiol A., Woods C.G., Khodjakov A. and Raff J.W. (2006). Flies without centrioles. Cell 125 (7): 1375-1386.

15. Bastock R. and St Johnston D. (2008). Drosophila oogenesis. Curr Biol 18 (23): R1082-1087.

16. Bernard F., Lepesant J.A. and Guichet A. (2018). Nucleus positioning within Drosophila egg chamber. Semin Cell Dev Biol 82: 25-33.

17. Besse F. and Ephrussi A. (2008). Translational control of localized mRNAs: restricting protein synthesis in space and time. Nat Rev Mol Cell Biol 9 (12): 971-980.

18. Bettencourt-Dias M., Rodrigues-Martins A., Carpenter L., Riparbelli M., Lehmann L., Gatt M.K., Carmo N., Balloux F., Callaini G. and Glover D.M. (2005). SAK/PLK4 is required for centriole duplication and flagella development. Curr Biol 15 (24): 2199-2207.

19. Blachon S., Cai X., Roberts K.A., Yang K., Polyanovsky A., Church A. and Avidor-Reiss T. (2009). A proximal centriole-like structure is present in Drosophila spermatids and can serve as a model to study centriole duplication. Genetics 182 (1): 133-144.

20. Blachon S., Gopalakrishnan J., Omori Y., Polyanovsky A., Church A., Nicastro D., Malicki J. and Avidor-Reiss T. (2008). Drosophila asterless and vertebrate Cep152 Are orthologs essential for centriole duplication. Genetics 180 (4): 2081-2094.

21. Boag P.R., Nakamura A. and Blackwell T.K. (2005). A conserved RNA-protein complex component involved in physiological germline apoptosis regulation in C. elegans. Development 132 (22): 4975-4986.

22. Bogard N., Lan L., Xu J. and Cohen R.S. (2007). Rab11 maintains connections between germline stem cells and niche cells in the Drosophila ovary. Development 134 (19): 3413-3418.

23. Bolívar J., Huynh J.R., López-Schier H., González C., St Johnston D. and González-Reyes A. (2001). Centrosome migration into the Drosophila oocyte is independent of BicD and egl, and of the organisation of the microtubule cytoskeleton. Development 128 (10): 1889-1897.

24. Bridges C.B. (1916). Non-Disjunction as Proof of the Chromosome Theory of Heredity (Concluded). Genetics 1 (2): 107-163.

25. Burns D.M., D'ambrogio A., Nottrott S. and Richter J.D. (2011). CPEB and two poly(A) polymerases control miR-122 stability and p53 mRNA translation. Nature 473 (7345): 105-108.

26. Buszczak M. and Cooley L. (2000). Eggs to die for: cell death during Drosophila oogenesis. Cell Death Differ 7 (11): 1071-1074.

27. Cagan R.L. (2003). Spermatogenesis: borrowing the apoptotic machinery. Curr Biol 13 (15): R600-602.

28. Calvi B.R., Lilly M.A. and Spradling A.C. (1998). Cell cycle control of chorion gene amplification. Genes Dev 12 (5): 734-744.

29. Carpenter A.T. (1994). Egalitarian and the choice of cell fates in Drosophila melanogaster oogenesis. Ciba Found Symp 182: 223-246; discussion 246-254.

30. Carvalho-Santos Z., Machado P., Branco P., Tavares-Cadete F., Rodrigues-Martins A., Pereira-Leal J.B. and Bettencourt-Dias M. (2010). Stepwise evolution of the centriole-assembly pathway. J Cell Sci 123 (Pt 9): 1414-1426.

31. Carvalho A.B., Lazzaro B.P. and Clark A.G. (2000). Y chromosomal fertility factors kl-2 and kl-3 of Drosophila melanogaster encode dynein heavy chain polypeptides. Proc Natl Acad Sci USA 97 (24): 13239-13244.

32. Castagnetti S. and Ephrussi A. (2003). Orb and a long poly(A) tail are required for efficient oskar translation at the posterior pole of the Drosophila oocyte. Development 130 (5): 835-843.

33. Chang J.S., Tan L. and Schedl P. (1999). The Drosophila CPEB homolog, orb, is required for oskar protein expression in oocytes. Dev Biol 215 (1): 91-106.

34. Chang J.S., Tan L., Wolf M R. and Schedl P. (2001). Functioning of the Drosophila orb gene in gurken mRNA localization and translation. Development 128 (16): 3169-3177.

35. Charlesworth A., Meijer H.A. and De Moor C.H. (2013). Specificity factors in cytoplasmic polyadenylation. Wiley Interdiscip Rev RNA 4 (4): 437-461.

36. Chen J., Melton C., Suh N., Oh J.S., Horner K., Xie F., Sette C., Blelloch R. and Conti M. (2011). Genome-wide analysis of translation reveals a critical role for deleted in azoospermia-like (Dazl) at the oocyte-to-zygote transition. Genes Dev 25 (7): 755-766.

37. Cheng M.H., Maines J.Z. and Wasserman S.A. (1998). Biphasic subcellular localization of the DAZL-related protein boule in Drosophila spermatogenesis. Dev Biol 204 (2): 567-576.

38. Christerson L.B. and Mckearin D.M. (1994). orb is required for anteroposterior and dorsoventral patterning during Drosophila oogenesis. Genes Dev 8 (5): 614-628.

39. Costa A., Wang Y., Dockendorff T.C., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Schedl P. and Jongens T.A. (2005). The Drosophila fragile X protein functions as a negative regulator in the orb autoregulatory pathway. Dev Cell 8 (3): 331-342.

40. Cox D.N., Lu B., Sun T.Q., Williams L.T. and Jan Y.N. (2001). Drosophila par-1 is required for oocyte differentiation and microtubule organization. Curr Biol 11 (2): 75-87.

41. Cummings M. R. K.R.C. (1969). The cytology of the vitellogenic stages of oogenesis in Drosophila melanogaster. I. General staging characteristics. Journal of Morphology 128, № 4.: 427-441.

42. D'ambrogio A., Nagaoka K. and Richter J.D. (2013). Translational control of cell growth and malignancy by the CPEBs. Nat Rev Cancer 13 (4): 283-290.

43. De Cuevas M., Lee J.K. and Spradling A.C. (1996). alpha-spectrin is required for germline cell division and differentiation in the Drosophila ovary. Development 122 (12): 3959-3968.

44. De Mingo D.R., López-García P., Hervás R., Laurents D.V. and Camón-'Vázquez M. (2020). Molecular Determinants of Liquid Demixing and Amyloidogenesis in Human CPEB3. bioRxiv: 2020.2006.2002.129783.

45. Deng W. and Lin H. (1997). Spectrosomes and fusomes anchor mitotic spindles during asymmetric germ cell divisions and facilitate the formation of a polarized microtubule array for oocyte specification in Drosophila. Dev Biol 189 (1): 79-94.

46. Dix C.I. and Raff J.W. (2007). Drosophila Spd-2 recruits PCM to the sperm centriole, but is dispensable for centriole duplication. Curr Biol 17 (20): 1759-1764.

47. Dorogova N.V., Akhmametyeva E.M., Kopyl S.A., Gubanova N.V., Yudina O.S., Omelyanchuk L.V. and Chang L.S. (2008). The role of Drosophila Merlin in spermatogenesis. BMC Cell Biol 9: 1.

48. Drisaldi B., Colnaghi L., Fioriti L., Rao N., Myers C., Snyder A.M., Metzger D.J., Tarasoff J., Konstantinov E., Fraser P.E., Manley J.L. and Kandel E.R. (2015). SUMOylation Is an Inhibitory Constraint that Regulates the Prion-like Aggregation and Activity of CPEB3. Cell Rep 11 (11): 1694-1702.

49. Drummond-Barbosa D. (2019). Local and Physiological Control of Germline Stem Cell Lineages in Drosophila melanogaster. Genetics 213 (1): 9-26.

50. Eberl D.F., Hardy R.W. and Kernan M.J. (2000). Genetically similar transduction mechanisms for touch and hearing in Drosophila. JNeurosci 20 (16): 5981-5988.

51. Edgar B.A. and Orr-Weaver T.L. (2001). Endoreplication cell cycles: more for less. Cell 105 (3): 297-306.

52. Enjolras C., Thomas J., Chhin B., Cortier E., Duteyrat J.L., Soulavie F., Kernan M.J., Lauren9on A. and Durand B. (2012). Drosophila chibby is required for basal body formation and ciliogenesis but not for Wg signaling. J Cell Biol 197 (2): 313-325.

53. Fabian L. and Brill J.A. (2012). Drosophila spermiogenesis: Big things come from little packages. Spermatogenesis 2 (3): 197-212.

54. Fabian L., Wei H.C., Rollins J., Noguchi T., Blankenship J.T., Bellamkonda K., Polevoy G., Gervais L., Guichet A., Fuller M.T. and Brill J.A. (2010). Phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate directs spermatid cell polarity and exocyst localization in Drosophila. Mol Biol Cell 21 (9): 15461555.

55. Fabrizio J.J., Hime G., Lemmon S.K. and Bazinet C. (1998). Genetic dissection of sperm individualization in Drosophila melanogaster. Development 125 (10): 1833-1843.

56. Fatima R. (2011). Drosophila Dynein intermediate chain gene, Dic61B, is required for spermatogenesis. PLoS One 6 (12): e27822.

57. Feinstein-Rotkopf Y. and Arama E. (2009). Can't live without them, can live with them: roles of caspases during vital cellular processes. Apoptosis 14 (8): 980-995.

58. Fioriti L., Myers C., Huang Y.Y., Li X., Stephan J.S., Trifilieff P., Colnaghi L., Kosmidis S., Drisaldi B., Pavlopoulos E. and Kandel E.R. (2015). The Persistence of Hippocampal-Based Memory Requires Protein Synthesis Mediated by the Prion-like Protein CPEB3. Neuron 86 (6): 1433-1448.

59. Fuller M.T. (1998). Genetic control of cell proliferation and differentiation in Drosophila spermatogenesis. Semin CellDev Biol 9 (4): 433-444.

60. Fuller M.T., Regan C.L., Green L.L., Robertson B., Deuring R. and Hays T.S. (1989). Interacting genes identify interacting proteins involved in microtubule function in Drosophila. Cell Motil Cytoskeleton 14 (1): 128-135.

61. Gepner J. and Hays T.S. (1993). A fertility region on the Y chromosome of Drosophila melanogaster encodes a dynein microtubule motor. Proc Natl Acad Sci U S A 90 (23): 1113211136.

62. Giansanti M.G., Bucciarelli E., Bonaccorsi S. and Gatti M. (2008). Drosophila SPD-2 is an essential centriole component required for PCM recruitment and astral-microtubule nucleation. Curr Biol 18 (4): 303-309.

63. Gogendeau D. and Basto R. (2010). Centrioles in flies: the exception to the rule? Semin Cell Dev Biol 21 (2): 163-173.

64. Gönczy P. and Dinardo S. (1996). The germ line regulates somatic cyst cell proliferation and fate during Drosophila spermatogenesis. Development 122 (8): 2437-2447.

65. González-Reyes A., Elliott H. and St Johnston D. (1995). Polarization of both major body axes in Drosophila by gurken-torpedo signalling. Nature 375 (6533): 654-658.

66. González-Reyes A., Elliott H. and St Johnston D. (1997). Oocyte determination and the origin of polarity in Drosophila: the role of the spindle genes. Development 124 (24): 4927-4937.

67. Gopalakrishnan J., Mennella V., Blachon S., Zhai B., Smith A.H., Megraw T.L., Nicastro D., Gygi S.P., Agard D.A. and Avidor-Reiss T. (2020). Author Correction: Sas-4 provides a scaffold for cytoplasmic complexes and tethers them in a centrosome. Nat Commun 11 (1): 1862.

68. Grammont M. and Irvine K.D. (2002). Organizer activity of the polar cells during Drosophila oogenesis. Development 129 (22): 5131-5140.

69. Grieder N.C., De Cuevas M. and Spradling A.C. (2000). The fusome organizes the microtubule network during oocyte differentiation in Drosophila. Development 127 (19): 42534264.

70. Hafer N., Xu S., Bhat K.M. and Schedl P. (2011). The Drosophila CPEB protein Orb2 has a novel expression pattern and is important for asymmetric cell division and nervous system function. Genetics 189 (3): 907-921.

71. Han Y.G., Kwok B.H. and Kernan M.J. (2003). Intraflagellar transport is required in Drosophila to differentiate sensory cilia but not sperm. Curr Biol 13 (19): 1679-1686.

72. Hervas R., Li L., Majumdar A., Fernandez-Ramirez Mdel C., Unruh J.R., Slaughter B.D., Galera-Prat A., Santana E., Suzuki M., Nagai Y., Bruix M., Casas-Tinto S., Menendez M., Laurents D.V., Si K. and Carrion-Vazquez M. (2016). Molecular Basis of Orb2 Amyloidogenesis and Blockade of Memory Consolidation. PLoS Biol 14 (1): e1002361.

73. Hervas R., Rau M.J., Park Y., Zhang W., Murzin A.G., Fitzpatrick J.a.J., Scheres S.H.W. and Si K. (2020). Cryo-EM structure of a neuronal functional amyloid implicated in memory persistence in Drosophila. Science 367 (6483): 1230-1234.

74. Hicks J.L., Deng W.M., Rogat A.D., Miller K G. and Bownes M. (1999). Class VI unconventional myosin is required for spermatogenesis in Drosophila. Mol Biol Cell 10 (12): 4341-4353.

75. Hinnant T.D., Merkle J.A. and Ables E.T. (2020). Coordinating Proliferation, Polarity, and Cell Fate in the Drosophila Female Germline. Front Cell Dev Biol 8: 19.

76. Hochegger H., Klotzbücher A., Kirk J., Howell M., Le Guellec K., Fletcher K., Duncan T., Sohail M. and Hunt T. (2001). New B-type cyclin synthesis is required between meiosis I and II during Xenopus oocyte maturation. Development 128 (19): 3795-3807.

77. Horne-Badovinac S. and Bilder D. (2005). Mass transit: epithelial morphogenesis in the Drosophila egg chamber. Dev Dyn 232 (3): 559-574.

78. Hoyle H D., Hutchens J.A., Turner F.R. and Raff E C. (1995). Regulation of beta-tubulin function and expression in Drosophila spermatogenesis. Dev Genet 16 (2): 148-170.

79. Huang Y.S., Carson J.H., Barbarese E. and Richter J.D. (2003). Facilitation of dendritic mRNA transport by CPEB. Genes Dev 17 (5): 638-653.

80. Huang Y.S., Jung M.Y., Sarkissian M. and Richter J.D. (2002). N-methyl-D-aspartate receptor signaling results in Aurora kinase-catalyzed CPEB phosphorylation and alpha CaMKII mRNA polyadenylation at synapses. Embo j 21 (9): 2139-2148.

81. Huang Y.S., Kan M.C., Lin C.L. and Richter J.D. (2006). CPEB3 and CPEB4 in neurons: analysis of RNA-binding specificity and translational control of AMPA receptor GluR2 mRNA. Embo j 25 (20): 4865-4876.

82. Huang Y.S. and Richter J.D. (2004). Regulation of local mRNA translation. Curr Opin Cell Biol 16 (3): 308-313.

83. Huh JR., Vernooy S.Y., Yu H., Yan N., Shi Y., Guo M. and Hay B.A. (2004). Multiple apoptotic caspase cascades are required in nonapoptotic roles for Drosophila spermatid individualization. PLoS Biol 2 (1): E15.

84. Huynh J.R. and St Johnston D. (2000). The role of BicD, Egl, Orb and the microtubules in the restriction of meiosis to the Drosophila oocyte. Development 127 (13): 2785-2794.

85. Ishikawa H. and Marshall W.F. (2011). Ciliogenesis: building the cell's antenna. Nat Rev Mol Cell Biol 12 (4): 222-234.

86. Ivshina M., Lasko P. and Richter J.D. (2014). Cytoplasmic polyadenylation element binding proteins in development, health, and disease. Annu Rev CellDev Biol 30: 393-415.

87. Jackson M.P. and Hewitt E.W. (2017). Why are Functional Amyloids Non-Toxic in Humans? Biomolecules 7 (4).

88. Janke C. and Bulinski J.C. (2011). Post-translational regulation of the microtubule cytoskeleton: mechanisms and functions. Nat Rev Mol Cell Biol 12 (12): 773-786.

89. Jayaramaiah Raja S. and Renkawitz-Pohl R. (2005). Replacement by Drosophila melanogaster protamines and Mst77F of histones during chromatin condensation in late spermatids and role of sesame in the removal of these proteins from the male pronucleus. Mol Cell Biol 25 (14): 6165-6177.

90. Kan M.C., Oruganty-Das A., Cooper-Morgan A., Jin G., Swanger S.A., Bassell G.J., Florman H., Van Leyen K. and Richter J.D. (2010). CPEB4 is a cell survival protein retained in the nucleus upon ischemia or endoplasmic reticulum calcium depletion. Mol Cell Biol 30 (24): 5658-5671.

91. Kawaguchi S. and Zheng Y. (2004). Characterization of a Drosophila centrosome protein CP309 that shares homology with Kendrin and CG-NAP. Mol Biol Cell 15 (1): 37-45.

92. Keleman K., Kruttner S., Alenius M. and Dickson B.J. (2007). Function of the Drosophila CPEB protein Orb2 in long-term courtship memory. Nat Neurosci 10 (12): 1587-1593.

93. Khan MR., Li L., Perez-Sanchez C., Saraf A., Florens L., Slaughter B.D., Unruh J.R. and Si K. (2015). Amyloidogenic Oligomerization Transforms Drosophila Orb2 from a Translation Repressor to an Activator. Cell 163 (6): 1468-1483.

94. King R.C. (1970). Ovarian Development in Drosophila melanogaster. NY: Academic Press.

95. Klusza S., Novak A., Figueroa S., Palmer W. and Deng W.M. (2013). Prp22 and spliceosome components regulate chromatin dynamics in germ-line polyploid cells. PLoS One 8 (11): e79048.

96. Koch E.A. and King R.C. (1966). The origin and early differentiation of the egg chamber of Drosophila melanogaster. J Morphol 119 (3): 283-303.

97. Kogan G.L., Akulenko N.V., Abramov Y.A., Sokolova O.A., Fefelova E.A. and Gvozdev V.A. (2017). [Nascent Polypeptide-Associated Complex as Tissue-Specific Cofactor during Germinal Cell Differentiation in Drosophila Testes]. MolBiol (Mosk) 51 (4): 677-682.

98. Kolahi K.S., White P.F., Shreter D.M., Classen A.K., Bilder D. and Mofrad M R. (2009). Quantitative analysis of epithelial morphogenesis in Drosophila oogenesis: New insights based on morphometric analysis and mechanical modeling. Dev Biol 331 (2): 129-139.

99. Kozlov E., Shidlovskii Y.V., Gilmutdinov R., Schedl P. and Zhukova M. (2021). The role of CPEB family proteins in the nervous system function in the norm and pathology. Cell Biosci 11 (1): 64.

100. Kracklauer M.P., Wiora H.M., Deery W.J., Chen X., Bolival B., Jr., Romanowicz D., Simonette R.A., Fuller M.T., Fischer J.A. and Beckingham K M. (2010). The Drosophila SUN protein Spag4 cooperates with the coiled-coil protein Yuri Gagarin to maintain association of the basal body and spermatid nucleus. J Cell Sci 123 (Pt 16): 2763-2772.

101. Kruttner S., Stepien B., Noordermeer J.N., Mommaas M.A., Mechtler K., Dickson B.J. and Keleman K. (2012). Drosophila CPEB Orb2A mediates memory independent of Its RNA-binding domain. Neuron 76 (2): 383-395.

102. Kruttner S., Traunmuller L., Dag U., Jandrasits K., Stepien B., Iyer N., Fradkin L.G., Noordermeer J.N., Mensh B.D. and Keleman K. (2015). Synaptic Orb2A Bridges Memory Acquisition and Late Memory Consolidation in Drosophila. Cell Rep 11 (12): 1953-1965.

103. Kundel M., Jones K.J., Shin C.Y. and Wells D.G. (2009). Cytoplasmic polyadenylation element-binding protein regulates neurotrophin-3-dependent beta-catenin mRNA translation in developing hippocampal neurons. JNeurosci 29 (43): 13630-13639.

104. Lantz V., Ambrosio L. and Schedl P. (1992). The Drosophila orb gene is predicted to encode sex-specific germline RNA-binding proteins and has localized transcripts in ovaries and early embryos. Development 115 (1): 75-88.

105. Lantz V., Chang J.S., Horabin J.I., Bopp D. and Schedl P. (1994). The Drosophila orb RNA-binding protein is required for the formation of the egg chamber and establishment of polarity. GenesDev 8 (5): 598-613.

106. Lasko P. (2012). mRNA localization and translational control in Drosophila oogenesis. Cold Spring Harb Perspect Biol 4 (10).

107. Lee H.O., Davidson J.M. and Duronio R.J. (2009). Endoreplication: polyploidy with purpose. Genes Dev 23 (21): 2461-2477.

108. Li K., Xu E.Y., Cecil J.K., Turner F.R., Megraw T.L. and Kaufman T.C. (1998). Drosophila centrosomin protein is required for male meiosis and assembly of the flagellar axoneme. J Cell Biol 141 (2): 455-467.

109. Li L., Sanchez C.P., Slaughter B.D., Zhao Y., Khan M.R., Unruh J.R., Rubinstein B. and Si K. (2016). A Putative Biochemical Engram of Long-Term Memory. Curr Biol 26 (23): 3143-3156.

110. Li M.G., Serr M., Newman E.A. and Hays T.S. (2004). The Drosophila tctex-1 light chain is dispensable for essential cytoplasmic dynein functions but is required during spermatid differentiation. Mol Biol Cell 15 (7): 3005-3014.

111. Lighthouse D.V., Buszczak M. and Spradling A.C. (2008). New components of the Drosophila fusome suggest it plays novel roles in signaling and transport. Dev Biol 317 (1): 5971.

112. Lin H. and Spradling A.C. (1993). Germline stem cell division and egg chamber development in transplanted Drosophila germaria. Dev Biol 159 (1): 140-152.

113. Lu K., Jensen L., Lei L. and Yamashita Y.M. (2017). Stay Connected: A Germ Cell Strategy. Trends Genet 33 (12): 971-978.

114. Lu W.H., Yeh N.H. and Huang Y.S. (2017). CPEB2 Activates GRASP1 mRNA Translation and Promotes AMPA Receptor Surface Expression, Long-Term Potentiation, and Memory. Cell Rep 21 (7): 1783-1794.

115. Lu Y., Christian K. and Lu B. (2008). BDNF: a key regulator for protein synthesis-dependent LTP and long-term memory? Neurobiol Learn Mem 89 (3): 312-323.

116. Ma B., Culver B.P., Baj G., Tongiorgi E., Chao M.V. and Tanese N. (2010). Localization of BDNF mRNA with the Huntington's disease protein in rat brain. MolNeurodegener 5: 22.

117. Ma L. and Jarman A.P. (2011). Dilatory is a Drosophila protein related to AZI1 (CEP131) that is located at the ciliary base and required for cilium formation. J Cell Sci 124 (Pt 15): 26222630.

118. Mahajan-Miklos S. and Cooley L. (1994). Intercellular cytoplasm transport during Drosophila oogenesis. Dev Biol 165 (2): 336-351.

119. Mahowald A.P. (1971). The formation of ring canals by cell furrows in Drosophila. Z Zellforsch Mikrosk Anat 118 (2): 162-167.

120. Majumdar A., Cesario W.C., White-Grindley E., Jiang H., Ren F., Khan M.R., Li L., Choi E.M., Kannan K., Guo F., Unruh J., Slaughter B. and Si K. (2012). Critical role of amyloid-like oligomers of Drosophila Orb2 in the persistence of memory. Cell 148 (3): 515-529.

121. Margolis J. and Spradling A. (1995). Identification and behavior of epithelial stem cells in the Drosophila ovary. Development 121 (11): 3797-3807.

122. Martin K.C. and Ephrussi A. (2009). mRNA localization: gene expression in the spatial dimension. Cell 136 (4): 719-730.

123. Martinez-Campos M., Basto R., Baker J., Kernan M. and Raff J.W. (2004). The Drosophila pericentrin-like protein is essential for cilia/flagella function, but appears to be dispensable for mitosis. J Cell Biol 165 (5): 673-683.

124. Mastushita-Sakai T., White-Grindley E., Samuelson J., Seidel C. and Si K. (2010). Drosophila Orb2 targets genes involved in neuronal growth, synapse formation, and protein turnover. Proc Natl Acad Sci US A 107 (26): 11987-11992.

125. Mathieu J., Cauvin C., Moch C., Radford S.J., Sampaio P., Perdigoto C.N., Schweisguth F., Bardin A.J., Sunkel C.E., Mckim K., Echard A. and Huynh JR. (2013). Aurora B and cyclin B have opposite effects on the timing of cytokinesis abscission in Drosophila germ cells and in vertebrate somatic cells. Dev Cell 26 (3): 250-265.

126. Matthews K.A., Miller D.F. and Kaufman T.C. (1989). Developmental distribution of RNA and protein products of the Drosophila alpha-tubulin gene family. Dev Biol 132 (1): 45-61.

127. Matunis E.L., Stine R.R. and De Cuevas M. (2012). Recent advances in Drosophila male germline stem cell biology. Spermatogenesis 2 (3): 137-144.

128. Mccaffrey L.M. and Macara I.G. (2009). Widely conserved signaling pathways in the establishment of cell polarity. Cold Spring Harb Perspect Biol 1 (2): a001370.

129. Mcevoy M., Cao G., Montero Llopis P., Kundel M., Jones K., Hofler C., Shin C. and Wells D.G. (2007). Cytoplasmic polyadenylation element binding protein 1-mediated mRNA translation in Purkinje neurons is required for cerebellar long-term depression and motor coordination. J Neurosci 27 (24): 6400-6411.

130. Mcgrail M. and Hays T.S. (1997). The microtubule motor cytoplasmic dynein is required for spindle orientation during germline cell divisions and oocyte differentiation in Drosophila. Development 124 (12): 2409-2419.

131. Mckearin D. and Ohlstein B. (1995). A role for the Drosophila bag-of-marbles protein in the differentiation of cystoblasts from germline stem cells. Development 121 (9): 2937-2947.

132. Mckim K.S., Joyce E.F. and Jang J.K. (2009). Cytological analysis of meiosis in fixed Drosophila ovaries. Methods Mol Biol 558: 197-216.

133. Megraw T.L. and Kaufman T.C. (2000). The centrosome in Drosophila oocyte development. Curr Top Dev Biol 49: 385-407.

134. Mencarelli C., Bre M.H., Levilliers N. and Dallai R. (2000). Accessory tubules and axonemal microtubules of Apis mellifera sperm flagellum differ in their tubulin isoform content. CellMotil Cytoskeleton 47 (1): 1-12.

135. Mencarelli C., Lupetti P. and Dallai R. (2008). New insights into the cell biology of insect axonemes. Int Rev Cell Mol Biol 268: 95-145.

136. Mendez R., Murthy K.G., Ryan K., Manley J.L. and Richter J.D. (2000). Phosphorylation of CPEB by Eg2 mediates the recruitment of CPSF into an active cytoplasmic polyadenylation complex. Mol Cell 6 (5): 1253-1259.

137. Mendez R. and Richter J.D. (2001). Translational control by CPEB: a means to the end. Nat Rev Mol Cell Biol 2 (7): 521-529.

138. Mermall V., Bonafe N., Jones L., Sellers J.R., Cooley L. and Mooseker M.S. (2005). Drosophila myosin V is required for larval development and spermatid individualization. Dev Biol 286 (1): 238-255.

139. Montell D.J. (2003). Border-cell migration: the race is on. Nat Rev Mol Cell Biol 4 (1): 1324.

140. Morgan C.T., Noble D. and Kimble J. (2013). Mitosis-meiosis and sperm-oocyte fate decisions are separable regulatory events. Proceedings of the National Academy of Sciences 110 (9): 3411-3416.

141. Mottier-Pavie V. and Megraw T.L. (2009). Drosophila bld10 is a centriolar protein that regulates centriole, basal body, and motile cilium assembly. Mol Biol Cell 20 (10): 2605-2614.

142. Mount S.M. and Salz H.K. (2000). Pre-messenger RNA processing factors in the Drosophila genome. J Cell Biol 150 (2): F37-44.

143. Nelson W.J. (2003). Adaptation of core mechanisms to generate cell polarity. Nature 422 (6933): 766-774.

144. Noguchi T., Frank D.J., Isaji M. and Miller K G. (2009). Coiled-coil-mediated dimerization is not required for myosin VI to stabilize actin during spermatid individualization in Drosophila melanogaster. Mol Biol Cell 20 (1): 358-367.

145. Noguchi T., Lenartowska M. and Miller K.G. (2006). Myosin VI stabilizes an actin network during Drosophila spermatid individualization. Mol Biol Cell 17 (6): 2559-2571.

146. Noguchi T., Lenartowska M., Rogat A.D., Frank D.J. and Miller KG. (2008). Proper cellular reorganization during Drosophila spermatid individualization depends on actin structures composed of two domains, bundles and meshwork, that are differentially regulated and have different functions. Mol Biol Cell 19 (6): 2363-2372.

147. Noguchi T. and Miller K.G. (2003). A role for actin dynamics in individualization during spermatogenesis in Drosophila melanogaster. Development 130 (9): 1805-1816.

148. Novoa I., Gallego J., Ferreira P.G. and Mendez R. (2010). Mitotic cell-cycle progression is regulated by CPEB1 and CPEB4-dependent translational control. Nat Cell Biol 12 (5): 447-456.

149. Oe S. and Yoneda Y. (2010). Cytoplasmic polyadenylation element-like sequences are involved in dendritic targeting of BDNF mRNA in hippocampal neurons. FEBS Lett 584 (15): 3424-3430.

150. Ohashi R. and Shiina N. (2020). Cataloguing and Selection of mRNAs Localized to Dendrites in Neurons and Regulated by RNA-Binding Proteins in RNA Granules. Biomolecules 10 (2).

151. Page S.L., Mckim K.S., Deneen B., Van Hook T.L. and Hawley R.S. (2000). Genetic studies of mei-P26 reveal a link between the processes that control germ cell proliferation in both sexes and those that control meiotic exchange in Drosophila. Genetics 155 (4): 1757-1772.

152. Pavlopoulos E., Anezaki M. and Skoulakis E.M. (2008). Neuralized is expressed in the alpha/beta lobes of adult Drosophila mushroom bodies and facilitates olfactory long-term memory formation. Proc Natl Acad Sci U S A 105 (38): 14674-14679.

153. Pavlopoulos E., Trifilieff P., Chevaleyre V., Fioriti L., Zairis S., Pagano A., Malleret G. and Kandel E.R. (2011). Neuralized1 activates CPEB3: a function for nonproteolytic ubiquitin in synaptic plasticity and memory storage. Cell 147 (6): 1369-1383.

154. Piqué M., López J.M., Foissac S., Guigó R. and Méndez R. (2008). A combinatorial code for CPE-mediated translational control. Cell 132 (3): 434-448.

155. Proudfoot N.J. (2011). Ending the message: poly(A) signals then and now. Genes Dev 25 (17): 1770-1782.

156. Rathke C., Baarends W.M., Jayaramaiah-Raja S., Bartkuhn M., Renkawitz R. and Renkawitz-Pohl R. (2007). Transition from a nucleosome-based to a protamine-based chromatin configuration during spermiogenesis in Drosophila. J Cell Sci 120 (Pt 9): 1689-1700.

157. Rathke C., Barckmann B., Burkhard S., Jayaramaiah-Raja S., Roote J. and Renkawitz-Pohl R. (2010). Distinct functions of Mst77F and protamines in nuclear shaping and chromatin condensation during Drosophila spermiogenesis. Eur J Cell Biol 89 (4): 326-338.

158. Rattner J.B. and Brinkley B.R. (1972). Ultrastructure of mammalian spermiogenesis. 3. The organization and morphogenesis of the manchette during rodent spermiogenesis. J Ultrastruct Res 41 (3): 209-218.

159. Richter J.D. (2007). CPEB: a life in translation. TrendsBiochem Sci 32 (6): 279-285.

160. Riparbelli M.G., Persico V. and Callaini G. (2020). The Microtubule Cytoskeleton during the Early Drosophila Spermiogenesis. Cells 9 (12).

161. Rodrigues-Martins A., Bettencourt-Dias M., Riparbelli M., Ferreira C., Ferreira I., Callaini G. and Glover D.M. (2007). DSAS-6 organizes a tube-like centriole precursor, and its absence suggests modularity in centriole assembly. Curr Biol 17 (17): 1465-1472.

162. Rojas-Ríos P., Chartier A., Pierson S., Séverac D., Dantec C., Busseau I. and Simonelig M. (2015). Translational Control of Autophagy by Orb in the Drosophila Germline. Dev Cell 35 (5): 622-631.

163. Röper K. (2007). Rtnll is enriched in a specialized germline ER that associates with ribonucleoprotein granule components. J Cell Sci 120 (Pt 6): 1081-1092.

164. Röper K. and Brown N.H. (2004). A spectraplakin is enriched on the fusome and organizes microtubules during oocyte specification in Drosophila. Curr Biol 14 (2): 99-110.

165. R0rth P. (2002). Initiating and guiding migration: lessons from border cells. Trends Cell Biol 12 (7): 325-331.

166. Roth S., Jordan P. and Karess R. (1999). Binuclear Drosophila oocytes: consequences and implications for dorsal-ventral patterning in oogenesis and embryogenesis. Development 126 (5): 927-934.

167. Roth S., Neuman-Silberberg F.S., Barcelo G. and Schüpbach T. (1995). cornichon and the EGF receptor signaling process are necessary for both anterior-posterior and dorsal-ventral pattern formation in Drosophila. Cell 81 (6): 967-978.

168. Santana E. and Casas-Tintó S. (2017). Orb2 as modulator of Brat and their role at the neuromuscular junction. JNeurogenet 31 (4): 181-188.

169. Sarpal R., Todi S.V., Sivan-Loukianova E., Shirolikar S., Subramanian N., Raff E.C., Erickson J.W., Ray K. and Eberl D.F. (2003). Drosophila KAP interacts with the kinesin II motor subunit KLP64D to assemble chordotonal sensory cilia, but not sperm tails. Curr Biol 13 (19): 1687-1696.

170. Sartain C.V., Cui J., Meisel R.P. and Wolfner M.F. (2011). The poly(A) polymerase GLD2 is required for spermatogenesis in Drosophila melanogaster. Development 138 (8): 1619-1629.

171. Savtchouk I., Sun L., Bender C.L., Yang Q., Szabo G., Gasparini S. and Liu S.J. (2016). Topological Regulation of Synaptic AMPA Receptor Expression by the RNA-Binding Protein CPEB3. Cell Rep 17 (1): 86-103.

172. Schatten G. (1994). The centrosome and its mode of inheritance: the reduction of the centrosome during gametogenesis and its restoration during fertilization. Dev Biol 165 (2): 299335.

173. Schüpbach T., Wieschaus E. and Nöthiger R. (1978). A study of the female germ line in mosaics ofDrosophila. Wilehm Roux Arch Dev Biol 184 (1): 41-56.

174. Shin J., Salameh J.S. and Richter J.D. (2016). Impaired neurodevelopment by the low complexity domain of CPEB4 reveals a convergent pathway with neurodegeneration. Sci Rep 6: 29395.

175. Shu H., Donnard E., Liu B. and Richter J.D. (2019). Genetic Rescue of Fragile X Syndrome Links FMRP Deficiency to Codon Optimality-Dependent RNA Destabilization. bioRxiv: 801449.

176. Sigrist S., Ried G. and Lehner C.F. (1995). Dmcdc2 kinase is required for both meiotic divisions during Drosophila spermatogenesis and is activated by the Twine/cdc25 phosphatase. Mech Dev 53 (2): 247-260.

177. Snapp E.L., Iida T., Frescas D., Lippincott-Schwartz J. and Lilly M.A. (2004). The fusome mediates intercellular endoplasmic reticulum connectivity in Drosophila ovarian cysts. Mol Biol Cell 15 (10): 4512-4521.

178. Sorokin S.P. (1968). Reconstructions of centriole formation and ciliogenesis in mammalian lungs. J Cell Sci 3 (2): 207-230.

179. Sousa-Nunes R. and Somers W.G. (2013). Mechanisms of asymmetric progenitor divisions in the Drosophila central nervous system. Adv Exp Med Biol 786: 79-102.

180. Sovijit W., Sovijit W., Ishii Y., Kambe J., Fujita T., Watanabe G., Yamaguchi H. and Nagaoka K. (2021). Estrogen promotes increased breast cancer cell proliferation and migration through downregulation of CPEB1 expression. Biochem Biophys Res Commun 534: 871-876.

181. Spradling (1993). Developmental genetics of oogenesis // The development of Drosophila melanogaster. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press: 1-70.

182. St Johnston D. (2005). Moving messages: the intracellular localization of mRNAs. Nat Rev Mol Cell Biol 6 (5): 363-375.

183. Stephan J.S., Fioriti L., Lamba N., Colnaghi L., Karl K., Derkatch I.L. and Kandel E.R. (2015). The CPEB3 Protein Is a Functional Prion that Interacts with the Actin Cytoskeleton. Cell Rep 11 (11): 1772-1785.

184. Stepien B.K., Oppitz C., Gerlach D., Dag U., Novatchkova M., Kruttner S., Stark A. and Keleman K. (2016). RNA-binding profiles of Drosophila CPEB proteins Orb and Orb2. Proc Natl Acad Sci US A 113 (45): E7030-e7038.

185. Suter B., Romberg L.M. and Steward R. (1989). Bicaudal-D, a Drosophila gene involved in developmental asymmetry: localized transcript accumulation in ovaries and sequence similarity to myosin heavy chain tail domains. Genes Dev 3 (12a): 1957-1968.

186. Tan L., Chang J.S., Costa A. and Schedl P. (2001). An autoregulatory feedback loop directs the localized expression of the Drosophila CPEB protein Orb in the developing oocyte. Development 128 (7): 1159-1169.

187. Tay J., Hodgman R. and Richter J.D. (2000). The control of cyclin B1 mRNA translation during mouse oocyte maturation. Dev Biol 221 (1): 1-9.

188. Tay J. and Richter J.D. (2001). Germ cell differentiation and synaptonemal complex formation are disrupted in CPEB knockout mice. Dev Cell 1 (2): 201-213.

189. Telfer W.H. (1975). Development and physiology of the oöcyte-nurse cell syncytium. Adv. Insect Physiol. 11: 223 -319.

190. Texada M.J., Simonette R.A., Johnson C.B., Deery W.J. and Beckingham K.M. (2008). Yuri gagarin is required for actin, tubulin and basal body functions in Drosophila spermatogenesis. J Cell Sci 121 (11): 1926-1936.

191. Theurkauf W.E. (1994). Microtubules and cytoplasm organization during Drosophila oogenesis. Dev Biol 165 (2): 352-360.

192. Tokuyasu K.T. (1974). Dynamics of spermiogenesis in Drosophila melanogaster. IV. Nuclear transformation. J Ultrastruct Res 48 (2): 284-303.

193. Tokuyasu K.T. (1975). Dynamics of spermiogenesis in Drosophila melanogaster. VI. Significance of "onion" nebenkern formation. J Ultrastruct Res 53 (1): 93-112.

194. Tokuyasu K.T., Peacock W.J. and Hardy R.W. (1972). Dynamics of spermiogenesis in Drosophila melanogaster. I. Individualization process. Z Zellforsch Mikrosk Anat 124 (4): 479506.

195. Tokuyasu K.T., Peacock W.J. and Hardy R.W. (1972). Dynamics of spermiogenesis in Drosophila melanogaster. II. Coiling process. Z Zellforsch Mikrosk Anat 127 (4): 492-525.

196. Torres I.L., Lopez-Schier H. and St Johnston D. (2003). A Notch/Delta-dependent relay mechanism establishes anterior-posterior polarity in Drosophila. Dev Cell 5 (4): 547-558.

197. Vazquez-Pianzola P., Schaller B., Colombo M., Beuchle D., Neuenschwander S., Marcil A., Bruggmann R. and Suter B. (2017). The mRNA transportome of the BicD/Egl transport machinery. RNA biology 14 (1): 73-89.

198. Vogler C., Spalek K., Aerni A., Demougin P., Müller A., Huynh K.D., Papassotiropoulos A. and De Quervain D.J. (2009). CPEB3 is associated with human episodic memory. Front Behav Neurosci 3: 4.

199. Vogt N., Koch I., Schwarz H., Schnorrer F. and Nüsslein-Volhard C. (2006). The gammaTuRC components Grip75 and Grip128 have an essential microtubule-anchoring function in the Drosophila germline. Development 133 (20): 3963-3972.

200. Warn R.M., Gutzeit H.O., Smith L. and Warn A. (1985). F-actin rings are associated with the ring canals of the Drosophila egg chamber. Exp Cell Res 157 (2): 355-363.

201. Wei H.C., Rollins J., Fabian L., Hayes M., Polevoy G., Bazinet C. and Brill J.A. (2008). Depletion of plasma membrane PtdIns(4,5)P2 reveals essential roles for phosphoinositides in flagellar biogenesis. J Cell Sci 121 (Pt 7): 1076-1084.

202. White-Grindley E., Li L., Mohammad Khan R., Ren F., Saraf A., Florens L. and Si K. (2014). Contribution of Orb2A stability in regulated amyloid-like oligomerization of Drosophila Orb2. PLoSBiol 12 (2): e1001786.

203. Wieschaus E. and Szabad J. (1979). The development and function of the female germ line in Drosophila melanogaster: a cell lineage study. Dev Biol 68 (1): 29-46.

204. Wong L.C., Costa A., Mcleod I., Sarkeshik A., Yates J., 3rd, Kyin S., Perlman D. and Schedl P. (2011). The functioning of the Drosophila CPEB protein Orb is regulated by phosphorylation and requires casein kinase 2 activity. PLoS One 6 (9): e24355.

205. Wong L.C. and Schedl P. (2011). Cup blocks the precocious activation of the orb autoregulatory loop. PLoS One 6 (12): e28261.

206. Wu X., Tanwar P.S. and Raftery L.A. (2008). Drosophila follicle cells: morphogenesis in an eggshell. Semin Cell Dev Biol 19 (3): 271-282.

207. Xie T. (2013). Control of germline stem cell self-renewal and differentiation in the Drosophila ovary: concerted actions of niche signals and intrinsic factors. Wiley Interdiscip Rev Dev Biol 2 (2): 261-273.

208. Xu S., Hafer N., Agunwamba B. and Schedl P. (2012). The CPEB protein Orb2 has multiple functions during spermatogenesis in Drosophila melanogaster. PLoS Genet 8 (11): e1003079.

209. Xu S., Tyagi S. and Schedl P. (2014). Spermatid cyst polarization in Drosophila depends upon apkc and the CPEB family translational regulator orb2. PLoS Genet 10 (5): e1004380.

210. Yamashita Y.M., Mahowald A.P., Perlin JR. and Fuller M.T. (2007). Asymmetric inheritance of mother versus daughter centrosome in stem cell division. Science 315 (5811): 518521.

211. Yue L. and Spradling A.C. (1992). hu-li tai shao, a gene required for ring canal formation during Drosophila oogenesis, encodes a homolog of adducin. Genes Dev 6 (12b): 2443-2454.

212. Zhang P. and Stankiewicz R.L. (1998). Y-Linked male sterile mutations induced by P element in Drosophila melanogaster. Genetics 150 (2): 735-744.