Изучение амилоидогенной трансформации альфа-синуклеина тема диссертации и автореферата по ВАК РФ 03.01.08, кандидат наук Баринова Ксения Вячеславовна

• Баринова Ксения Вячеславовна
• кандидат наук
• 2017

Оглавление диссертации кандидат наук Баринова Ксения Вячеславовна

Список сокращений

ВВЕДЕНИЕ

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Структура и функции алъфа-синуклеина

1.1. Амилоидогенные характеристики алъфа-синуклеина

2. Влияние модификаций алъфа-синуклеина на процесс агрегации

2.1. Окисление остатков метионина

2.2. Окисление и нитрование остатков тирозина

2.3. Окисление алъфа-синуклеина, опосредованное металлами

2.4. Окисление алъфа-синуклеина, опосредуемое белками

2.5. Протеасомная и лизосомная деградация окисленного алъфа-синуклеина

2.6. Фосфорилирование

2.7. Ацетилирование

2.8. Образование аддукта с липидами

2.9. Образование пор в клеточной мембране, опосредуемое алъфа-синуклеином

2.10. Убиквитинирование

2.11. Сумоилирование

2.12. Иммунный ответ на модифицированный алъфа-синуклеин

3. Гликирование и его связъ с болезнъю Паркинсона

4. Структура соматической глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы человека и ее связь с нейродегенерацией

4.1. Негликолитические функции ГАФД

5. Взаимодействие ГАФД и а-синуклеина

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

МАТЕРИАЛЫ

МЕТОДЫ

1. Выделение алъфа-синуклеина человека

1.1. Получение плазмиды pET33b+, содержащей последовательность алъфа-синуклеина с гистидиновым тэгом

1.2. Получение плазмиды pET33b+, содержащей последовательность алъфа-синуклеина без гистидиновог тэга

1.3. Выделение плазмиды pET33b+, содержащей последовательность альфа-синуклеина с гистидиновым тэгом и без тэга, из культуры клеток E.coli штамма JM109

1.4. Получение клеток E.coli штамма BL21(DE3), продуцирующих рекомбинантный альфа-синуклеин человека

1.4.1. Получение компетентных клеток E.coli штамма BL21(DE3)

1.4.2. Трансформация клеток E.coli штамма BL21(DE3) плазмидной ДНК67

1.5. Получение рекомбинантного альфа-синуклеина человека с гистидиновым тэгом

1.5.1. Культивирование клеток-продуцентов

1.5.2. Выделение рекомбинантного альфа-синуклеина человека с

гистидиновым тэгом

3

1.6. Выделение рекомбинантного алъфа-синуклеина человека без вставок

1.6.1. Карбоксиметилирование алъфа-синуклеина йодацетатом

1.6.2. Очистка рекомбинантного алъфа-синуклеина человека на тиол-сефарозе

2. Выделение соматической глицералъдегид-3-фосфатдегидрогеназы (ГАФД) человека

2.1. Клонирование гена человеческой ГАФД в клетках E.coli штамма Rosetta 2 ^3)

2.2. Кулътивирование штамма-продуцента

2.3. Выделение рекомбинантной ГАФД человека из штамма клеток-продуцентов

2.3.1. Экстракция белка и фракционирование сулъфатом аммония

2.3.2. Кристаллизация рекомбинантной человеческой ГАФД

2.3.3. Гелъ-хроматография на сефадексе G-100

2.3.4. Хранение рекомбинантной ГАФД человека

2.4. Определение ферментативной активности глицералъдегид-3-фосфатдегидрогеназы

2.5. Определение концентрации NAD+

2.6. Определение концентрации 3-ФГА

3. Получение поликлональных антител кролика против альфа-синуклеина человека

3.1. Иммунизация кролика рекомбинантным альфа-синуклеином человека с гистидиновым тэгом

3.2. Очистка антисыворотки против алъфа-синуклеина на активированной CNBr-сефарозе

3.3. Очистка антисыворотки против алъфа-синуклеина на колонке с белком G, а затем на колонке с активированной CNBr-сефарозой

3.4. Точечный иммуноблоттинг

3.5. Иммуноблоттинг

4. Определение концентрации белка

5. ДСН-электрофорез

6. MALDI масс-спектрометрия и MS/MS анализ

7. Изучение фибриллизации алъфа-синуклеина

7.1. Фибриллизация алъфа-синуклеина

7.2. Тиофлавиновая флуоресценция

7.3. Спектроскопия кругового дихроизма

7.3.1. Исследование спектров КДрастворимого алъфа-синуклеина

7.3.2. Исследование спектров КД фибрилл алъфа-синуклеина

7.3.3. Исследование спектров КД агрегатов алъфа-синуклеина

7.4. Динамическое лазерное светорассеяние

7.5. Турбидиметрический метод (определение мутности раствора)

8. Влияние гликирования на фибриллизацию алъфа-синуклеина

8.1. Гликирование алъфа-синуклеина сахарами

8.2. Определение ранних продуктов гликирования

8.3. Определение поздних продуктов гликирования алъфа-синуклеина

9. Электронная микроскопия агрегатов альфа-синуклеина

10. Изучение взаимодействия рекомбинантных ГАФД и альфа-синуклеина человека различными методами

10.1. Изучение взаимодействия ГАФД человека и альфа-синуклеина методом твердофазного иммуноферментного анализа

10.2. Изучение взаимодействия рекомбинантной ГАФД человека с альфа-синуклеином методом иммунопреципитации

10.3. Инактивация рекомбинантной ГАФД человека в присутствии альфа-синуклеина

10.4. Влияние окисления сульфгидрильных групп рекомбинантной ГАФД человека на инактивацию в присутствии альфа-синуклеина

10.5. Аналитическое ультрацентрифугирование комплексов соматической ГАФД человека или кролика и альфа-синуклеина

10.6. Дифференциальная сканирующая калориметрия

10.7. Влияние рекомбинантной ГАФД человека на фибриллизацию альфа-синуклеина

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Выделение рекомбинантного альфа-синуклеина человека

1.1. Экспрессия альфа-синуклеина в клетках E.coli штамма BL21(DE3)

1.2. Выделение рекомбинантного альфа-синуклеина человека из клеток штамма-продуцента

1.3. Карбоксиметилирование альфа-синуклеина

1.4. Отделение цистеин-содержащей фракции рекомбинантного альфа-синуклеина человека на колонке с тиол-сефарозой

1.5. Масс-спектрометрический анализ фракций рекомбинантного алъфа-синуклеина человека

2. Получение поликлоналъных антител кролика против рекомбинантного алъфа-синуклеина человека

3. Выделение рекомбинантной ГАФД человека

3.1. Экстракция и фракционирование сульфатом аммония

3.2. Гелъ-хроматография на сефадексе G-100

3.3. MALDI-TOFмасс-спектрометрический анализ

3.4. Иммуноблоттинг

3.5. Реактивация рекомбинантной ГАФД человека после хранения

4. Влияние различных факторов на фибриллизацию алъфа-синуклеина

4.1. Агрегация и фибриллизация различных форм а-синуклеина

4.1.1. Анализ тиофлавиновой флуоресценции

4.1.2. Спектроскопия кругового дихроизма агрегатов алъфа-синуклеина

4.2. Гликирование алъфа-синуклеина

4.2.1. Детекция ранних и поздних продуктов гликирования алъфа-синуклеина

4.2.2. Масс-спектрометрический анализ проб гликированного алъфа-синуклеина

4.2.3. Анализ тиофлавиновой флуоресценции и мутности раствора при агрегации алъфа-синуклеина после гликирования

4.2.4. Анализ спектров КД гликированного алъфа-синуклеина

4.2.5. Анализ агрегатов гликированного альфа-синуклеина методом электронной микроскопии

5. Анализ образования комплексов между соматической ГАФД человека и альфа-синуклеином

5.1. Определение взаимодействия рекомбинантной ГАФД человека и альфа-синуклеина методом твердофазного иммуноферментного анализа (ELISA)

5.2. Изучение взаимодействия рекомбинантной ГАФД человека и альфа-синуклеина методом иммунопреципитации

5.3. Инактивация рекомбинантной ГАФД человека в присутствии альфа-синуклеина

5.4. Влияние окисления сульфгидрильных групп на инактивацию рекомбинантной ГАФД человека в присутствии альфа-синуклеина

5.5. Влияние кофактора NAD+, ионной силы буфера и концентрации белка на инактивацию рекомбинантной ГАФД человека в присутствии альфа-синуклена

5.6. Изучение взаимодействия рекомбинантной ГАФД человека и альфа-синуклеина методом аналитического ультрацентрифугирования

5.7. Исследование размеров комплексов рекомбинантной ГАФД человека и альфа-синуклеина методом динамического лазерного светорассеяния (ДЛС)

185

5.8. Термостабильность и термоагрегация комплексов ГАФД с альфа-синуклеином

5.9. Влияние рекомбинантной ГАФД человека на фибриллизацию альфа-синуклеина

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ВЫВОДЫ

БЛАГОДАРНОСТИ

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Список сокращений

АДФ - аденозиндифосфат

АФК - активные формы кислорода

БА - болезнь Альцгеймера

БП - болезнь Паркинсона

ГАФД - глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа

ДЛС - динамическое лазерное светорассеяние

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ДСК - дифференциальная сканирующая калориметрия

ДСН - додецилсульфат натрия

ДТНБ - 5,5'-дитиобис-(2-нитробензойная) кислота

ДТТ - дитиотреитол

КД - спектроскопия кругового дихроизма

МЭ - меркаптоэтанол

ОФДА - о-фенилендиамин

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

ТФУ - трифторуксусная кислота

ЭДТА - этилендиаминтетрауксусная кислота

3-ФГА - глицеральдегид-3-фосфат

DAB - 3,3'-диаминобензидин

ELISA - твердофазный иммуноферментный анализ

IPTG - изопропил-Р^-1-тиогалактопиранозид

MALDI-TOF - матрично-активированная лазерная десорбционная ионизационная времяпролетная масс-спектрометрия

MPP+ - 1-метил-4-фенилпиридиний

MPTP - 1-метил-4-фенил-1,2,3,6-тетрагидропиридин

NAC - non-amyloid component - неамилоидный компонент

NAD+ - никотинамидадениндинуклеотид (окисленный)

NADH - никотинамидадениндинуклеотид (восстановленный)

NTA - нитрилотриуксусная кислота

PBS - фосфатно-солевой буфер

PBST - фосфатно-солевой буфер с добавлением 0,05% Tween-20 SD - стандартное отклонение ThT - тиофлавин Т

Tris - трис(гидроксиметил)аминометан

ВВЕДЕНИЕ

Введение диссертации (часть автореферата) на тему «Изучение амилоидогенной трансформации альфа-синуклеина»

Актуальность проблемы

Центральная догма структурной биологии состоит в том, что правильное сворачивание белков необходимо для выполнения их биологической функции. Соответственно, отсутствие стабильной конформации является отрицательным фактором, поскольку неструктурированные белки в пределах догмы рассматривались как нестабильные компоненты, лишенные физиологической активности и склонные к агрегации [1]. Хотя нет сомнений в том, что структура белка и его функции тесно связаны, растет осознание того, что не все биологически функциональные белки самопроизвольно сворачиваются в стабильные структуры. Примером неструктурированных белков является семейство синуклеинов, экспрессируемых преимущественно в нейронах млекопитающих. В семейство входят а-, в- и у-синуклеины, однако наибольший интерес вызывает изучение а-синуклеина, являющегося основным объектом данной работы.

Важность изучения биохимических и биофизических особенностей а-синуклеина и процессов его агрегации методами биоинженерии обусловлена его связью с целым рядом заболеваний, объединенных общим термином «синуклеинопатии». Синуклеинопатии включают в себя болезнь Паркинсона (БП), деменцию с тельцами Леви, вариант болезни Альцгеймера (БА) с тельцами Леви, а также множественную системную атрофию. Все эти заболевания характеризуются наличием в нейронах амилоидных включений, основным компонентом которых является а-синуклеин.

Болезнь Паркинсона - второе по распространенности прогрессирующее нейродегенеративное заболевание, характеризующееся потерей дофамиэргических нейронов черной субстанции мозга, преимущественно затрагивающее людей старше 60 лет [2]. Этиология заболевания до сих пор

неясна, но было показано, что, помимо генетических предпосылок, на процесс развития заболевания могут влиять и другие факторы.

Большое количество биоинженерных исследований in vitro посвящено определению молекулярных механизмов, приводящих к патологической агрегации а-синуклеина и факторов, влияющих на этот процесс. Рассматриваются разные аспекты олигомеризации и фибриллизации. Особое внимание уделяют возможной роли тирозинов в патологической трансформации белка. Например, было показано, что при определенных условиях (окислительный и нитрозативный стресс) окисление остатков тирозина приводит к сшиванию двух молекул а-синуклеина с образованием димеров, которые индуцируют дальнейшую олигомеризацию и агрегацию белка [3].

Принято считать, что токсичность а-синуклеина обусловлена образованием олигомерных интермедиатов в процессе фибриллизации белка [4-9], а депонирование агрегатов фибриллярного а-синуклеина в виде телец Леви в этом случае является защитным механизмом нейрона для понижения токсичности олигомерных форм. Поэтому на данный момент считают, что именно олигомеры лежат в молекулярной основе синуклеинопатий [10]. Таким образом, клеточные процессы, приводящие к образованию димеров и/или олигомеров, или уменьшающие очищение от этих видов, могут быть связаны с токсичностью а-синуклеина [10]. На образование и стабильность олигомеров могут влиять мутации, различные посттрансляционные модификации белка, а также взаимодействие с другими белками.

Так, было показано, что гликирование а-синуклеина является одним из важнейших факторов, приводящих к агрегации белка и образованию телец Леви при болезни Паркинсона [11]. Гликирование было описано в периферической области телец Леви в черной субстанции и голубом пятне мозга [12]. Гликирование а-синуклеина было обнаружено в коре головного мозга и черной субстанции здоровых людей, однако уровень модифицированного белка при заболевании был выше. Также было показано, что конечные продукты

гликирования колокализуются с а-синуклеином и усиливают агрегацию белка

[13].

Важную роль в регуляции концентрации метилглиоксаля может играть глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназа (ГАФД), катализирующая одну из реакций гликолиза с участием глицеральдегид-3-фосфата, главного предшественника метилглиоксаля [14]. Несмотря на низкую концентрацию, из-за своей высокой реакционной способности метилглиоксаль считается одним из главных гликирующих агентов in vivo [15,16]. В экспериментах in vitro было показано, что ингибирование ГАФД приводит к увеличению концентрации метилглиоксаля [14].

В ряде работ было показано, что ГАФД принимает участие в развитии нейродегенеративных заболеваний (таких как болезнь Альцгеймера, болезнь Паркинсона, болезнь Хантингтона), взаимодействуя с Р-амилоидом [17], а-синуклеином [18], хантингтином [19,20]. В частности, с помощью иммунофлуоресцентного анализа было показано, что при болезни Паркинсона ГАФД колокализуется с а-синуклеином в тельцах Леви [21]. В этой же работе была показана транслокация ГАФД в ядро при апоптозе при болезни Паркинсона. Кроме того, коэкспресиия ГАФД и а-синуклеина в трансфецированных клетках линии COS-7 приводила к формированию цитоплазматических (иногда перинуклеарных) включений, структурно напоминающих тельца Леви [18]. Таким образом, можно предположить, что ГАФД принимает участие в формировании телец Леви при развитии синуклеинопатий.

Более того, лекарства, используемые для лечения болезни Паркинсона, специфически связываются с ГАФД [22,23]. Так, было показано, что R-(-) депренил (селегилин) и его структурные аналоги связываются с ГАФД [22]. Вероятно, механизм действия этих лекарств заключается в ингибировании апоптоза. Еще один препарат, разагилин, как было показано, нарушает функционирование ГАФД в качестве проапоптотического белка, предотвращая ядерную транслокацию ГАФД в клетках нейробластомы SH-SY5Y [23].

14

Основная проблема в интерпретации результатов, полученных с помощью методов биоинженерии в системах in vitro с рекомбинатными белками, заключается в их противоречивости [13,24-26]. Возможно, это связано с тем, что свойства используемых рекомбинатных белков, в нашем случае ГАФД и а-синуклеина, отличаются от свойств их природных аналогов из-за неправильного сворачивания части белковых молекул, присутствия дополнительных мотивов (гистидиновых и других «тэгов», зеленого флуоресцентного белка (GFP) и др.), введенных в структуру с помощью методов генной инженерии. По этим причинам основное внимание в нашей работе было уделено получению рекомбинантных белков, не содержащих никаких дополнительных мотивов, а в случае ГАФД еще и обладающих маскимальной удельной активностью.

Целью данной работы является исследование амилоидогенной трансформации рекомбинантного а-синуклеина человека и влияния различных факторов на этот процесс.

Для реализации этой цели были поставлены следующие задачи:

1) разработка методики для выделения а-синуклеина человека без дополнительных мотивов из клеток-продуцентов;

2) получение и очистка поликлональных антител кролика против а-синуклеина;

3) выделение рекомбинантной глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы человека без дополнительных мотивов;

4) изучение агрегации различных форм а-синуклеина;

5) определение влияния гликирования на амилоидогенную трансформацию а-синуклеина;

6) исследование взаимодействия глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы и а-синуклеина различными методами;

7) изучение влияния глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы на

15

амилоидогенную трансформацию а-синуклеина. Научная новизна и практическая значимость работы

Обнаружено влияние цистеиновых мутантов а-синуклеина, образующихся в результате ошибок трансляции при экспрессии белка в бактериальной системе, на его амилоидную трансформацию. Показано, что содержание мутантного белка может достигать 50% в зависимости от условий инкубации. Присутствие таких мутантов в исследуемых препаратах рекомбинантных а-синуклеинов, экспрессированных в бактериальных системах, может существенно искажать результаты экспериментов. Кроме того, сходные процессы могут происходить в клетках эукариот, в том числе человека, что может изменять амилоидогенную трансформацию а-синуклеина.

Впервые показана возможность гликирования а-синуклеина глицеральдегид-3-фосфатом, промежуточным метаболитом гликолиза. Показано, что амилоидная трансформация а-синуклеина полностью предотвращается не только метилглиоксалем, но и глицеральдегид-3-фосфатом, однако процесс агрегации происходит во всех трех случаях, независимо от наличия или отсутствия модификации белка.

Впервые предложен метод очистки рекомбинантной соматической глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы человека без дополнительных тэгов из бактериальных клеток штамма-продуцента. Метод позволяет выделить нативную ГАФД человека с высокой удельной активностью (117±5 мкмоль NADH / мин*мг белка) без посторонних белковых форм.

С помощью современных методов биоинженерии обнаружено взаимодействие а-синуклеина и глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы, а также инактивация фермента, играющего важную роль в гликолизе, в результате этого взаимодействия. Добавление ГАФД человека не предотвращает агрегацию а-синуклеина, но подавляет образование амилоидных структур. Поскольку

взаимодействие ГАФД человека с а-синуклеином сохраняется при физиологических условиях, это может влиять на развитие синуклеинопатий.

Положения, выносимые на защиту:

1. Экспрессия рекомбинантного а-синуклеина человека в бактериальной системе приводит к появлению белка с заменой тирозинового остатка на цистеиновый в 136 положении (Туг13бСуБ). Содержание мутантного белка может достигать 50% при рН культуральной среды 6,6.

2. Окисление кислородом воздуха приводит к димеризации мутантного а-синуклеина с заменой Туг13бСуБ за счет образования дисульфидных связей, что, в свою очередь, приводит к появлению в структуре альфа-спиральных участков в процессе агрегации белка.

3. Димерные формы мутантного белка Туг13бСуБ не индуцируют амилоидную агрегацию белка и предотвращают амилоидную трансформацию а-синуклеина дикого типа.

4. Альфа-синуклеин может быть гликирован различными сахарами и альдегидами, но наиболее эффективно происходят модификации при использовании 1 мМ метилглиоксаля или 1 мМ промежуточного метаболита гликолиза, глицеральдегид-3-фосфата.

5. Гликирование не препятствует агрегации а-синуклеина, но предотвращает его амилоидную трансформацию. В гликированных препаратах наблюдается образование коротких неамилоидных «фибрилл».

6. Впервые выделен гомогенный препарат рекомбинантной соматической глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы человека, обладающий высокой удельной активностью, без дополнительных «тэгов».

7. Различными методами показано взаимодействие а-синуклеина и глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы.

8. В результате взаимодействия а-синуклеина и глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы происходит инактивация фермента, играющего важную роль в гликолизе.

9. Добавление глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы не предотвращает агрегацию а-синуклеина, но подавляет образование амилоидных структур.

Апробация работы. Результаты работы были представлены на конференциях: International Conference "Biocatalysis-2017: Fundamentals and Applications", Московская обл., Истра, Россия; XXIV Международная научная конференция студентов, аспирантов и молодых ученых «Ломоносов-2017», Москва, Россия; V Съезд физиологов СНГ, V Съезд Биохимиков России, 2016, Сочи, Россия; Biomembranes 2016 , Долгопрудный, Россия; International Conference "Biocatalysis-2015: Fundamentals and Applications", Московская обл., Истра, Россия, а также на совместном научном семинаре отдела биохимии животной клетки, отдела электронной микроскопии и отдела биокинетики НИИ ФХБ имени А.Н. Белозерского (5 сентября 2017 года).

Личный вклад автора. Основные результаты работы были получены самим автором. Личный вклад заключается в анализе данных литературы, планировании и проведении экспериментов, а также в обработке и анализе полученных данных, подготовке публикаций.

Эксперименты для получения клеток, продуцирующих рекомбинантный а-синуклеин человека, были проведены при участии М.Л.Куравского; эксперименты для получения клеток, продуцирующих соматическую глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназу человека, были проведены при участии М.А.Эльдарова; выделение фермента осуществлялось при участии Е.В.Хомяковой; эксперименты по спектроскопии кругового дихроизма были проведены при участии А.М.Арутюняна; масс-спектрометрический анализ проб был проведен М.В.Серебряковой; эксперименты по седиментационному анализу

комплексов глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы и а-синуклеина были проведены при участии Н.Н.Магретовой; пробы для электронной микроскопии были сделаны и проанализированы при участии Е.В. Шеваля; молекулярное моделирование комплексов глицеральдегид-3-фосфатдегидрогеназы человека (апо- и холоформ) с а-синуклеином было проведено П.И.Семенюком.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Важность изучения биохимических и биофизических особенностей а-синуклеина и процессов его агрегации обусловлена его связью с целым рядом заболеваний, объединенных общим термином «синуклеинопатии». Синуклеинопатии включают в себя болезнь Паркинсона (БП), деменцию с тельцами Леви, вариант болезни Альцгеймера (БА) с тельцами Леви, а также множественную системную атрофию. Все эти заболевания характеризуются наличием амилоидных включений в нейронах, основным компонентом которых является а-синуклеин.

Первоначально из образца мозга пациента с болезнью Альцгеймера был выделен короткий пептид длиной 35 аминокислотных остатков. Впоследствии было показано, что этот пептид является частью белка а-синуклеина, а сам пептид был назван его неамилоидным компонентом (non-amyloid component, NAC) [27]. Неамилоидный компонент соответствует гидрофобному ядру молекулы а-синуклеина. Следующим шагом стало обнаружение у родственников с аутосомно-доминантной БП миссенс-мутации в гене а-синуклеина, соответствующей замене А53Т [28]. Другие перестройки в гене а-синуклеина (например, аутосомно-доминантные миссенс-мутации А30Р и Е46К, трисомии гена), как было показано, также связаны с развитием БП или деменции с тельцами Леви [29-31].

1. Структура и функции альфа-синуклеина

Альфа-синуклеин - это растворимый неструктурированный белок,

состоящий из 140 аминокислотных остатков и экспрессирующийся в основном в

центральной нервной системе [32]. В нейронах концентрация а-синуклеина

составляет примерно 40 мкМ [33], что соответствует 0,5-1% всех растворимых

белков мозга [32]. Известно, что большая часть а-синуклеина сконцентрирована в

20

пресинаптических нервных окончаниях и может быть связана с пресинаптическими везикулярными структурами [34]. Несмотря на это, биологические функции а-синуклеина до сих пор неясны [35].

Последовательность а-синуклеина содержит 4 остатка тирозина, 4 остатка метионина и один остаток гистидина. При этом в его составе нет остатков цистеина и триптофана. Аминокислотную последовательность белка принято условно разделять на 3 части: К-концевой участок (аминокислотные остатки 160), центральная область, или КАС-компонент, (61-95) и С-концевой район (96140) (рис.1).

К-концевой участок очень консервативен в семействе синуклеинов (в семейство входят а-, в- и у-синуклеины). У разных представителей семейства он содержит различное количество КТКБОУ повторов, которые также характерны для группы аполипопротеинов [3б]. При взаимодействии белка с фосфолипидами именно этот участок принимает структуру а-спирали [37]. Спектры кругового дихроизма а-синуклеина позволили установить, что молекула дикого типа белка содержит около 3% а-спиралей и 23% в-листов, тогда как оставшаяся часть молекулы не имеет какой-либо постоянной структуры. Однако при связывании а-синуклеина с однослойными везикулами кислых фосфолипидов белок принимает а-спиральную укладку, и количество а-спиралей возрастает при этом до 63-71% [38].

Центральная область белка гидрофобна и представляет собой неамилоидный компонент, отвечающий за амилоидогенные трансформации белка. Именно за счет этой части а-синуклеин образует фибриллы, структурно обогащенные в-листами.

С-концевой участок молекулы представляет собой кислотный сегмент, обогащенный остатками глутаминовой и аспарагиновой кислот, а также пролинами. Именно этот участок определяет изоэлектрическую точку белка, находящуюся в кислой области (р1 = 4.7) [39]. С-конец не структурирован, он

является мишенью для различных посттрансляционных модификаций. Считается также, что эта часть белка отвечает за взаимодействие с другими белками и регуляцию связывания а-синуклеина с мембраной [36].

1 60 95 140

/V-terminal МАС С-terminal

Amphiphatic region Hydrophobic region Acidic region

АЗОР Е46К А53Т

1 I 1

'МОУРМксьбкакесууаааекткосуаеааокткесуьУУОБКТКЕСУУН^АТ

УАЕКТКЕ0УТМУССАУУТСУТАУА0КТ7ЕСАС$1АААТСРУКК001_СКМЕЕСАР0Е

СИЕОМруоррыеаУЕМРБЕЕСУСЮУЕРЕА«»

Рис.1 Структурная схема аминокислотной последовательности а-синуклеина. Синим цветом показан Ы-концевой участок молекулы (аминокислотные остатки 1-60); зеленым - центральная гидрофобная область (ЫАС-фрагмент, остатки 61-95); красным - С-концевая область (остатки 96140). Остатки метионина, гистидина и тирозина, подверженные окислению, отмечены жирным шрифтом. Стрелками указаны сайты миссенс-мутаций, связанные с ранним развитием БП [39].

Как видно из рис.1, миссенс-мутации, связанные с ранним развитием заболевания, находятся в ^концевой части молекулы, а оставшиеся критические сайты (остатки метионина, тирозина и гистидина) расположены в N или С-концевых областях молекулы, но не в центральной ее части.

Как было сказано, а-синуклеин представляет собой термоустойчивый неупорядоченный белок, экспрессирующийся в форме мономера. Несмотря на отсутствие структуры, мономер может принимать различные конформации,

которые позволяют защитить гидрофобный участок от амилоидогенных превращений. Для этого в молекуле белка существуют дальние взаимодействия между К- и С-концами молекулы и КАС-компонентом, которые позволяют избежать контакта между двумя КАС-компонентами разных мономеров, что явилось бы пусковым механизмом процесса олигомеризации и последующей агрегации. Соответственно, при образовании олигомеров и фибрилл данный механизм защиты нарушается [40]. Четкая цепь событий, переводящих растворимый мономерный белок в нерастворимую фибриллярную форму, пока неясна, однако биофизические исследования показали, что лимитирующей стадией фибриллизации является процесс образования димеров а-синуклеина [3].

В 2011 году в работе Бе1кое е1 а1 [41] появилась информация о том, что нативный а-синуклеин присутствует в тканях в виде упорядоченного тетрамера, обогащенного а-спиралями и не склонного к спонтанной агрегации. Однако эти результаты вскоре были опровергнуты, и на данный момент принято считать, что а-синуклеин все-таки является мономерным неструктурированным белком как в эритроцитах, так и в клетках центральной нервной системы человека [42].

Как уже было отмечено, функции а-синуклеина до конца неясны. Например, было показано, что мыши с нокаутом по гену а-синуклеина жизнеспособны и фертильны. Единственным отличием таких мышей было увеличение освобождения дофамина в ответ на электрические стимулы [43]. Также было показано, что у певчих птиц в период выучивания мелодии повышается экспрессия а-синуклеина. Можно предположить, что эта функция связана с пластичностью синапсов [44]. Также а-синуклеин обладает шапероноподобной активностью, он способен модулировать активность фосфолипаз [45-48]. Известно, что а-синуклеин может связываться с промотором Ко1:сЫ (фактором, вовлеченным в нейрогенез взрослого). Белок р53 и а-синуклеин взаимодействуют и репрессируют транскрипцию Ко1:сЫ, что в дальнейшем может привести к аномальной нейронной дифференцировке [49].

В клетке а-синуклеин существует в двух формах: связанной с мембраной форме, обогащенной а-спиральными участками, и неструктурированной цитозольной форме (рис.2) [50].

Рис.2 Структура молекулы а-синуклеина, связанного с мицеллами (данные ЯМР-спектроскопии). Построено в программе PyMol. PDB запись: 1xq8. Синим цветом показан Nконцевой участок молекулы (аминокислотные остатки 1-60); зеленым - центральная гидрофобная область (NAC-фрагмент, остатки 61-95); красным - С-концевая область (остатки 96-140). Остатки тирозина отмечены фиолетовым (аминокислотные остатки под номерами 39, 125, 133, 136).

1.1. Амилоидогенные характеристики альфа-синуклеина

Трансформация амилоидогенных белков из мономерной формы в

фибриллярные агрегаты осуществляется посредством различных интермедиатов,

24

так называемых протофибрилл, или олигомеров, структурно обогащенных в-листами [51-53]. Было показано, что амилоидные олигомеры обладают общей структурой [52], эти структуры исчезают при фибриллизации белка, поскольку служат затравками при образовании зрелых фибрилл. Фибриллизация а-синуклеина является нуклеарно-зависимым процессом, включающим в себя несколько последовательных структурных перестроек, которые на данный момент до конца не изучены [54].

Было показано, что токсичность а-синуклеина обусловлена как раз наличием олигомерных интермедиатов [4-9], и отложение агрегатов фибриллярного а-синуклеина в виде телец Леви является защитным механизмом нейрона для понижения токсичности олигомерных форм. Это позволяет предположить, что именно олигомеры лежат в молекулярной основе синуклеинопатий [10]. Таким образом, клеточные процессы, приводящие к образованию димеров и/или олигомеров, или уменьшающие очищение от этих видов, могут быть связаны с токсичностью а-синуклеина [10]. Растворимые олигомерные формы повышают проводимость липидного бислоя, тогда как фибриллы и низкомолекулярные растворимые мономеры не обладают таким эффектом. При этом проводимость напрямую зависит от концентрации олигомеров, она может быть уменьшена с помощью антител против олигомерных образований [55].

На форму, размер и структуру образуемых фибрилл влияет огромное количество факторов. Например, замены А30Р или А53Т в последовательности а-синуклеина влияют на морфологию и размер образуемых протофибрилл. Мутация А30Р индуцирует образование кольцевых пороподобных протофибрилл, а А53Т -кольцевых и тубулярных структур. Белок дикого типа после длительной инкубации также склонен к образованию кольцевых протофибрилл. Образование пороподобных олигомерных структур как раз позволяет объяснить пермеабилизацию мембран в присутствии а-синуклеина [56].

На образование и стабильность олигомеров могут влиять мутации,

посттрансляционные модификации белка, а также взаимодействие с другими

25

белками. Взаимодействие а-синуклеина с фосфолипидами и полиненасыщенными жирными кислотами в мембране тоже играет важную роль в процессах олигомеризации [57-59]. Остановимся подробнее на основных модификациях а-синуклеина и их влиянии на процесс агрегации белка.

2. Влияние модификаций альфа-синуклеина на процесс агрегации

2.1. Окисление остатков метионина

Известно, что многие аминокислотные остатки в молекуле белка восприимчивы к окислению, и процесс окисления зависит от природы остатка и от его расположения в молекуле белка [60]. Остатки метионина и цистеина являются наиболее чувствительными к окислению. Поскольку в последовательности а-синуклеина нет остатков цистеина, то наиболее восприимчивыми к окислению являются остатки метионина и тирозина. Метионин а-синуклеина может быть легко окислен до метионинсульфоксида различными агентами, которые образуются естественным образом в биологических системах. К ним относят пероксид водорода, гипохлорит, хлорамины и пероксинитрит [61]. Особенностями данного вида окисления является его обратимость, т.е. молекулу белка при определенных условиях можно восстановить до исходного состояния. При физиологических условиях происходит в основном обратимое окисление метионина до метионинсульфоксида. Однако существуют и примеры необратимого окисления метионина до метионинсульфона при более жестких условиях [62]. Такое необратимое окисление часто связывают с патофизиологическими процессами в организме, и чаще всего это приводит к функциональному ухудшению работы окисленного белка [62,63]. Например, было показано, что в мозге пациентов с идиопатическими БП и БА остатки метионина в белке DJ-1 необратимо окислены до метионинсульфона [64].

Как было сказано в предыдущем разделе, последовательность а-синуклеина человека содержит 4 остатка метионина: первый и пятый из них находятся в N-конце молекулы, а 116 и 127 расположены в С-конце. Инкубация а-синуклеина с высокими концентрациями перекиси (4% Н2О2 в течение 20 мин) приводит к окислению всех четырех остатков метионина до метионинсульфоксида, при этом окисление никак не влияет на структуру при нейтральных значениях рН: она остается неупорядоченной. При кислых значениях рН оба белка (окисленный и белок без модификаций) частично сворачиваются. Было показано, что фибриллизация а-синуклеина при нейтральных рН полностью подавляется окислением остатков метионина, но при понижении рН ингибирующий эффект исчезает. Добавление а-синуклеина с окисленными метионинами к а-синуклеину дикого типа в соотношении 2:1 увеличивало время начала образования амилоидных структур, тогда как при соотношении 4:1 (избыток окисленной формы а-синуклеина) процесс фибриллизации неокисленного белка полностью ингибировался [65]. Согласно гипотезе, предложенной в работе Fink et al, ингибирование образования фибрилл неокисленным а-синуклеином в присутствии белка с окисленными метионинами происходит благодаря образованию растворимых гетероолигомеров, нарушающих путь образования фибрилл [66]. Работы с мутантными белками, содержащими замену метионина на лейцин, показали, что степень ингибирования фибриллизации белка дикого типа окисленным а-синуклеином пропорциональна количеству окисленных метионинов: при окислении одного метионина кривая фибриллизации сравнима с таковой для полностью неокисленного белка, а при увеличении количества окисленных остатков метионина кинетика замедляется [67].

Список литературы диссертационного исследования кандидат наук Баринова Ксения Вячеславовна, 2017 год

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

[1] A.K. Frimpong, R.R. Abzalimov, V.N. Uversky, I.A. Kaltashov, Characterization of intrinsically disordered proteins with electrospray ionization mass spectrometry: conformational heterogeneity of alpha-synuclein, Proteins. 78 (2010) 714-722.

[2] V.N. Uversky, J. Li, A.L. Fink, Pesticides directly accelerate the rate of a-synuclein fibril formation: a possible factor in Parkinson's disease, FEBS Lett. 500 (2001) 105-108.

[3] S. Krishnan, E.Y. Chi, S.J. Wood, B.S. Kendrick, C. Li, W. Garzon-Rodriguez, J. Wypych, T.W. Randolph, L.O. Narhi, A.L. Biere, M. Citron, J.F. Carpenter, Oxidative dimer formation is the critical rate-limiting step for Parkinson's disease alpha-synuclein fibrillogenesis, Biochemistry. 42 (2003) 829-837.

[4] F. Chiti, C.M. Dobson, Protein misfolding, functional amyloid, and human disease, Annu. Rev. Biochem. 75 (2006) 333-366.

[5] K.A. Conway, S.J. Lee, J.C. Rochet, T.T. Ding, R.E. Williamson, P.T. Lansbury, Acceleration of oligomerization, not fibrillization, is a shared property of both alpha-synuclein mutations linked to early-onset Parkinson's disease: implications for pathogenesis and therapy, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97 (2000) 571-576.

[6] M.S. Goldberg, P.T. Lansbury, Is there a cause-and-effect relationship between alpha-synuclein fibrillization and Parkinson's disease?, Nat. Cell Biol. 2 (2000) E115-119.

[7] D.P. Karpinar, M.B.G. Balija, S. Kügler, F. Opazo, N. Rezaei-Ghaleh, N. Wender, H.-Y. Kim, G. Taschenberger, B.H. Falkenburger, H. Heise, A. Kumar, D. Riedel, L. Fichtner, A. Voigt, G.H. Braus, K. Giller, S. Becker, A. Herzig, M. Baldus, H. Jäckle, S. Eimer, J.B. Schulz, C. Griesinger, M. Zweckstetter, Pre-fibrillar alpha-synuclein variants with impaired beta-

structure increase neurotoxicity in Parkinson's disease models, EMBO J. 28 (2009) 3256-3268.

[8] H.A. Lashuel, P.T. Lansbury, Are amyloid diseases caused by protein aggregates that mimic bacterial pore-forming toxins?, Q. Rev. Biophys. 39 (2006) 167-201.

[9] B. Winner, R. Jappelli, S.K. Maji, P.A. Desplats, L. Boyer, S. Aigner, C. Hetzer, T. Loher, M. Vilar, S. Campioni, C. Tzitzilonis, A. Soragni, S. Jessberger, H. Mira, A. Consiglio, E. Pham, E. Masliah, F.H. Gage, R. Riek, In vivo demonstration that alpha-synuclein oligomers are toxic, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 (2011) 4194-4199.

[10] T.F. Outeiro, P. Putcha, J.E. Tetzlaff, R. Spoelgen, M. Koker, F. Carvalho, B.T. Hyman, P.J. McLean, Formation of toxic oligomeric alpha-synuclein species in living cells, PloS One. 3 (2008) e1867.

[11] E. Guerrero, P. Vasudevaraju, M.L. Hegde, G.B. Britton, K.S. Rao, Recent advances in a-synuclein functions, advanced glycation, and toxicity: implications for Parkinson's disease, Mol. Neurobiol. 47 (2013) 525-536.

[12] H. Vicente Miranda, T.F. Outeiro, The sour side of neurodegenerative disorders: the effects of protein glycation, J. Pathol. 221 (2010) 13-25.

[13] V. Padmaraju, J.J. Bhaskar, U.J.S. Prasada Rao, P.V. Salimath, K.S. Rao, Role of advanced glycation on aggregation and DNA binding properties of a-synuclein, J. Alzheimers Dis. 24 Suppl 2 (2011) 211-221.

[14] P.J. Beisswenger, S.K. Howell, K. Smith, B.S. Szwergold, Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase activity as an independent modifier of methylglyoxal levels in diabetes, Biochim. Biophys. Acta. 1637 (2003) 98106.

[15] T. Chang, L. Wu, Methylglyoxal, oxidative stress, and hypertension, Can. J. Physiol. Pharmacol. 84 (2006) 1229-1238.

[16] P.J. Thornalley, Pharmacology of methylglyoxal: formation, modification of proteins and nucleic acids, and enzymatic detoxification-- a role in

pathogenesis and antiproliferative chemotherapy, Gen. Pharmacol. 27 (1996) 565-573.

[17] I. Naletova, E. Schmalhausen, A. Kharitonov, A. Katrukha, L. Saso, A. Caprioli, V. Muronetz, Non-native glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase can be an intrinsic component of amyloid structures, Biochim. Biophys. Acta. 1784 (2008) 2052-2058.

[18] K. Tsuchiya, H. Tajima, T. Kuwae, T. Takeshima, T. Nakano, M. Tanaka, K. Sunaga, Y Fukuhara, K. Nakashima, E. Ohama, H. Mochizuki, Y. Mizuno, N. Katsube, R. Ishitani, Pro-apoptotic protein glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase promotes the formation of Lewy body-like inclusions, Eur. J. Neurosci. 21 (2005) 317-326.

[19] J.L. Mazzola, M.A. Sirover, Alteration of nuclear glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase structure in Huntington's disease fibroblasts, Brain Res. Mol. Brain Res. 100 (2002) 95-101.

[20] B.-I. Bae, M.R. Hara, M.B. Cascio, C.L. Wellington, M.R. Hayden, C.A. Ross, H.C. Ha, X.-J. Li, S.H. Snyder, A. Sawa, Mutant huntingtin: nuclear translocation and cytotoxicity mediated by GAPDH, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (2006) 3405-3409.

[21] N.A. Tatton, Increased caspase 3 and Bax immunoreactivity accompany nuclear GAPDH translocation and neuronal apoptosis in Parkinson's disease, Exp. Neurol. 166 (2000) 29-43.

[22] E. Kragten, I. Lalande, K. Zimmermann, S. Roggo, P. Schindler, D. Muller, J. van Oostrum, P. Waldmeier, P. Furst, Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, the putative target of the antiapoptotic compounds CGP 3466 and R-(-)-deprenyl, J. Biol. Chem. 273 (1998) 5821-5828.

[23] W. Maruyama, Y. Akao, M.B. Youdim, B.A. Davis, M. Naoi, Transfection-enforced Bcl-2 overexpression and an anti-Parkinson drug, rasagiline, prevent nuclear accumulation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase induced by an endogenous dopaminergic neurotoxin, N-methyl(R)salsolinol, J. Neurochem. 78 (2001) 727-735.

[24] A. Iyer, S.J. Roeters, N. Schilderink, B. Hommersom, R.M.A. Heeren, S. Woutersen, M.M.A.E. Claessens, V. Subramaniam, The Impact of N-terminal Acetylation of a-Synuclein on Phospholipid Membrane Binding and Fibril Structure, J. Biol. Chem. 291 (2016) 21110-21122.

[25] I. Dikiy, D. Eliezer, N-terminal acetylation stabilizes N-terminal helicity in lipid- and micelle-bound a-synuclein and increases its affinity for physiological membranes, J. Biol. Chem. 289 (2014) 3652-3665.

[26] D. Lee, C.W. Park, S.R. Paik, K.Y. Choi, The modification of alpha-synuclein by dicarbonyl compounds inhibits its fibril-forming process, Biochim. Biophys. Acta. 1794 (2009) 421-430.

[27] K. Uéda, H. Fukushima, E. Masliah, Y Xia, A. Iwai, M. Yoshimoto, D.A. Otero, J. Kondo, Y Ihara, T. Saitoh, Molecular cloning of cDNA encoding an unrecognized component of amyloid in Alzheimer disease, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 90 (1993) 11282-11286.

[28] M.H. Polymeropoulos, C. Lavedan, E. Leroy, S.E. Ide, A. Dehejia, A. Dutra, B. Pike, H. Root, J. Rubenstein, R. Boyer, E.S. Stenroos, S. Chandrasekharappa, A. Athanassiadou, T. Papapetropoulos, W.G. Johnson, A.M. Lazzarini, R.C. Duvoisin, G. Di Iorio, L.I. Golbe, R.L. Nussbaum, Mutation in the alpha-synuclein gene identified in families with Parkinson's disease, Science. 276 (1997) 2045-2047.

[29] R. Krüger, W. Kuhn, T. Müller, D. Woitalla, M. Graeber, S. Kösel, H. Przuntek, J.T. Epplen, L. Schöls, O. Riess, Ala30Pro mutation in the gene encoding alpha-synuclein in Parkinson's disease, Nat. Genet. 18 (1998) 106108.

[30] J.J. Zarranz, J. Alegre, J.C. Gómez-Esteban, E. Lezcano, R. Ros, I. Ampuero, L. Vidal, J. Hoenicka, O. Rodriguez, B. Atarés, V. Llorens, E. Gomez Tortosa, T. del Ser, D.G. Muñoz, J.G. de Yebenes, The new mutation, E46K, of alpha-synuclein causes Parkinson and Lewy body dementia, Ann. Neurol. 55 (2004)164-173.

[31] A.B. Singleton, M. Farrer, J. Johnson, A. Singleton, S. Hague, J. Kachergus, M. Hulihan, T. Peuralinna, A. Dutra, R. Nussbaum, S. Lincoln, A. Crawley, M. Hanson, D. Maraganore, C. Adler, M.R. Cookson, M. Muenter, M. Baptista, D. Miller, J. Blancato, J. Hardy, K. Gwinn-Hardy, alpha-Synuclein locus triplication causes Parkinson's disease, Science. 302 (2003) 841.

[32] A. Iwai, E. Masliah, M. Yoshimoto, N. Ge, L. Flanagan, H.A. de Silva, A. Kittel, T. Saitoh, The precursor protein of non-A beta component of Alzheimer's disease amyloid is a presynaptic protein of the central nervous system, Neuron. 14 (1995) 467-475.

[33] N. Plotegher, L. Bubacco, Lysines, Achilles' heel in alpha-synuclein conversion to a deadly neuronal endotoxin, Ageing Res. Rev. 26 (2016) 6271.

[34] D.D. Murphy, S.M. Rueter, J.Q. Trojanowski, V.M. Lee, Synucleins are developmentally expressed, and alpha-synuclein regulates the size of the presynaptic vesicular pool in primary hippocampal neurons, J. Neurosci. Off. J. Soc. Neurosci. 20 (2000) 3214-3220.

[35] A. Roostaee, S. Beaudoin, A. Staskevicius, X. Roucou, Aggregation and neurotoxicity of recombinant a-synuclein aggregates initiated by dimerization, Mol. Neurodegener. 8 (2013) 5.

[36] J. Burre, The Synaptic Function of a-Synuclein, J. Park. Dis. 5 (2015) 699713.

[37] W.S. Davidson, A. Jonas, D.F. Clayton, J.M. George, Stabilization of alpha-synuclein secondary structure upon binding to synthetic membranes, J. Biol. Chem. 273 (1998) 9443-9449.

[38] J.M. Souza, B.I. Giasson, Q. Chen, V.M. Lee, H. Ischiropoulos, Dityrosine cross-linking promotes formation of stable alpha -synuclein polymers. Implication of nitrative and oxidative stress in the pathogenesis of neurodegenerative synucleinopathies, J. Biol. Chem. 275 (2000) 18344-18349.

[39] C. Chavarría, J.M. Souza, Oxidation and nitration of a-synuclein and their implications in neurodegenerative diseases, Arch. Biochem. Biophys. 533 (2013) 25-32.

[40] C.W. Bertoncini, Y-S. Jung, C.O. Fernandez, W. Hoyer, C. Griesinger, T.M. Jovin, M. Zweckstetter, Release of long-range tertiary interactions potentiates aggregation of natively unstructured alpha-synuclein, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (2005) 1430-1435.

[41] T. Bartels, J.G. Choi, D.J. Selkoe, a-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation, Nature. 477 (2011) 107110.

[42] B. Fauvet, M.K. Mbefo, M.-B. Fares, C. Desobry, S. Michael, M.T. Ardah, E. Tsika, P. Coune, M. Prudent, N. Lion, D. Eliezer, D.J. Moore, B. Schneider, P. Aebischer, O.M. El-Agnaf, E. Masliah, H.A. Lashuel, a-Synuclein in central nervous system and from erythrocytes, mammalian cells, and Escherichia coli exists predominantly as disordered monomer, J. Biol. Chem. 287 (2012) 15345-15364.

[43] A. Abeliovich, Y. Schmitz, I. Fariñas, D. Choi-Lundberg, W.H. Ho, P.E. Castillo, N. Shinsky, J.M. Verdugo, M. Armanini, A. Ryan, M. Hynes, H. Phillips, D. Sulzer, A. Rosenthal, Mice lacking alpha-synuclein display functional deficits in the nigrostriatal dopamine system, Neuron. 25 (2000) 239-252.

[44] J.M. George, H. Jin, W.S. Woods, D.F. Clayton, Characterization of a novel protein regulated during the critical period for song learning in the zebra finch, Neuron. 15 (1995) 361-372.

[45] J.M. Souza, B.I. Giasson, V.M. Lee, H. Ischiropoulos, Chaperone-like activity of synucleins, FEBS Lett. 474 (2000) 116-119.

[46] M. Ahn, S. Kim, M. Kang, Y. Ryu, T.D. Kim, Chaperone-like activities of alpha-synuclein: alpha-synuclein assists enzyme activities of esterases, Biochem. Biophys. Res. Commun. 346 (2006) 1142-1149.

[47] J.E. Payton, R.J. Perrin, W.S. Woods, J.M. George, Structural determinants of PLD2 inhibition by alpha-synuclein, J. Mol. Biol. 337 (2004) 1001-1009.

[48] V. Narayanan, Y. Guo, S. Scarlata, Fluorescence studies suggest a role for alpha-synuclein in the phosphatidylinositol lipid signaling pathway, Biochemistry. 44 (2005) 462-470.

[49] P. Desplats, B. Spencer, L. Crews, P. Pathel, D. Morvinski-Friedmann, K. Kosberg, S. Roberts, C. Patrick, B. Winner, J. Winkler, E. Masliah, a-Synuclein induces alterations in adult neurogenesis in Parkinson disease models via p53-mediated repression of Notchl, J. Biol. Chem. 287 (2012) 31691-31702.

[50] H.-J. Lee, C. Choi, S.-J. Lee, Membrane-bound alpha-synuclein has a high aggregation propensity and the ability to seed the aggregation of the cytosolic form, J. Biol. Chem. 277 (2002) 671-678.

[51] A.L. Fink, The aggregation and fibrillation of alpha-synuclein, Acc. Chem. Res. 39 (2006) 628-634.

[52] R. Kayed, E. Head, J.L. Thompson, T.M. McIntire, S.C. Milton, C.W. Cotman, C.G. Glabe, Common structure of soluble amyloid oligomers implies common mechanism of pathogenesis, Science. 300 (2003) 486-489.

[53] M.J. Volles, S.J. Lee, J.C. Rochet, M.D. Shtilerman, T.T. Ding, J.C. Kessler, P.T. Lansbury, Vesicle permeabilization by protofibrillar alpha-synuclein: implications for the pathogenesis and treatment of Parkinson's disease, Biochemistry. 40 (2001) 7812-7819.

[54] S.J. Wood, J. Wypych, S. Steavenson, J.C. Louis, M. Citron, A.L. Biere, alpha-synuclein fibrillogenesis is nucleation-dependent. Implications for the pathogenesis of Parkinson's disease, J. Biol. Chem. 274 (1999) 1950919512.

[55] R. Kayed, Y Sokolov, B. Edmonds, T.M. McIntire, S.C. Milton, J.E. Hall, C.G. Glabe, Permeabilization of lipid bilayers is a common conformation-dependent activity of soluble amyloid oligomers in protein misfolding

diseases, J. Biol. Chem. 279 (2004) 46363-46366.

211

[56] H.A. Lashuel, B.M. Petre, J. Wall, M. Simon, R.J. Nowak, T. Walz, P.T. Lansbury, Alpha-synuclein, especially the Parkinson's disease-associated mutants, forms pore-like annular and tubular protofibrils, J. Mol. Biol. 322 (2002) 1089-1102.

[57] K. Assayag, E. Yakunin, V. Loeb, D.J. Selkoe, R. Sharon, Polyunsaturated fatty acids induce alpha-synuclein-related pathogenic changes in neuronal cells, Am. J. Pathol. 171 (2007) 2000-2011.

[58] K. Beyer, Mechanistic aspects of Parkinson's disease: alpha-synuclein and the biomembrane, Cell Biochem. Biophys. 47 (2007) 285-299.

[59] R.J. Perrin, W.S. Woods, D.F. Clayton, J.M. George, Exposure to long chain polyunsaturated fatty acids triggers rapid multimerization of synucleins, J. Biol. Chem. 276 (2001) 41958-41962.

[60] E.R. Stadtman, Oxidation of free amino acids and amino acid residues in proteins by radiolysis and by metal-catalyzed reactions, Annu. Rev. Biochem. 62 (1993) 797-821.

[61] W. Vogt, Oxidation of methionyl residues in proteins: tools, targets, and reversal, Free Radic. Biol. Med. 18 (1995) 93-105.

[62] T. Hoshi, S. Heinemann, Regulation of cell function by methionine oxidation and reduction, J. Physiol. 531 (2001) 1-11.

[63] E.R. Stadtman, H. Van Remmen, A. Richardson, N.B. Wehr, R.L. Levine, Methionine oxidation and aging, Biochim. Biophys. Acta. 1703 (2005) 135140.

[64] J. Choi, M.C. Sullards, J.A. Olzmann, H.D. Rees, S.T. Weintraub, D.E. Bostwick, M. Gearing, A.I. Levey, L.-S. Chin, L. Li, Oxidative damage of DJ-1 is linked to sporadic Parkinson and Alzheimer diseases, J. Biol. Chem. 281 (2006) 10816-10824.

[65] V.N. Uversky, G. Yamin, P.O. Souillac, J. Goers, C.B. Glaser, A.L. Fink, Methionine oxidation inhibits fibrillation of human alpha-synuclein in vitro, FEBS Lett. 517 (2002) 239-244.

[66] C.B. Glaser, G. Yamin, V.N. Uversky, A.L. Fink, Methionine oxidation, alpha-synuclein and Parkinson's disease, Biochim. Biophys. Acta. 1703 (2005) 157-169.

[67] M.J. Hokenson, V.N. Uversky, J. Goers, G. Yamin, L.A. Munishkina, A.L. Fink, Role of individual methionines in the fibrillation of methionine-oxidized alpha-synuclein, Biochemistry. 43 (2004) 4621-4633.

[68] J.M. Souza, G. Peluffo, R. Radi, Protein tyrosine nitration--functional alteration or just a biomarker?, Free Radic. Biol. Med. 45 (2008) 357-366.

[69] R. Radi, Nitric oxide, oxidants, and protein tyrosine nitration, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 101 (2004) 4003-4008.

[70] B. Alvarez, G. Ferrer-Sueta, B.A. Freeman, R. Radi, Kinetics of peroxynitrite reaction with amino acids and human serum albumin, J. Biol. Chem. 274 (1999) 842-848.

[71] H. Ischiropoulos, Biological tyrosine nitration: a pathophysiological function of nitric oxide and reactive oxygen species, Arch. Biochem. Biophys. 356 (1998) 1-11.

[72] S. Pennathur, V. Jackson-Lewis, S. Przedborski, J.W. Heinecke, Mass spectrometric quantification of 3-nitrotyrosine, ortho-tyrosine, and o,o'-dityrosine in brain tissue of 1-methyl-4-phenyl-1,2,3, 6-tetrahydropyridine-treated mice, a model of oxidative stress in Parkinson's disease, J. Biol. Chem. 274 (1999) 34621-34628.

[73] B.I. Giasson, J.E. Duda, I.V. Murray, Q. Chen, J.M. Souza, H.I. Hurtig, H. Ischiropoulos, J.Q. Trojanowski, V.M. Lee, Oxidative damage linked to neurodegeneration by selective alpha-synuclein nitration in synucleinopathy lesions, Science. 290 (2000) 985-989.

[74] G. Yamin, V.N. Uversky, A.L. Fink, Nitration inhibits fibrillation of human alpha-synuclein in vitro by formation of soluble oligomers, FEBS Lett. 542 (2003) 147-152.

[75] E.H. Norris, B.I. Giasson, H. Ischiropoulos, V.M.-Y. Lee, Effects of oxidative and nitrative challenges on alpha-synuclein fibrillogenesis involve distinct

213

mechanisms of protein modifications, J. Biol. Chem. 278 (2003) 2723027240.

[76] W. Zhou, C.R. Freed, Tyrosine-to-cysteine modification of human alpha-synuclein enhances protein aggregation and cellular toxicity, J. Biol. Chem. 279 (2004) 10128-10135.

[77] S.R. Danielson, J.M. Held, B. Schilling, M. Oo, B.W. Gibson, J.K. Andersen, Preferentially increased nitration of alpha-synuclein at tyrosine-39 in a cellular oxidative model of Parkinson's disease, Anal. Chem. 81 (2009) 7823-7828.

[78] T. Takahashi, H. Yamashita, T. Nakamura, Y. Nagano, S. Nakamura, Tyrosine 125 of alpha-synuclein plays a critical role for dimerization following nitrative stress, Brain Res. 938 (2002) 73-80.

[79] R. Hodara, E.H. Norris, B.I. Giasson, A.J. Mishizen-Eberz, D.R. Lynch, V.M.-Y Lee, H. Ischiropoulos, Functional consequences of alpha-synuclein tyrosine nitration: diminished binding to lipid vesicles and increased fibril formation, J. Biol. Chem. 279 (2004) 47746-47753.

[80] R.J. Castellani, S.L. Siedlak, G. Perry, M.A. Smith, Sequestration of iron by Lewy bodies in Parkinson's disease, Acta Neuropathol. 100 (2000) 111-114.

[81] H.S. Pall, A.C. Williams, D.R. Blake, J. Lunec, J.M. Gutteridge, M. Hall, A. Taylor, Raised cerebrospinal-fluid copper concentration in Parkinson's disease, Lancet. 2 (1987) 238-241.

[82] A.B. Bowman, G.F. Kwakye, E. Herrero Hernández, M. Aschner, Role of manganese in neurodegenerative diseases, J. Trace Elem. Med. Biol. 25 (2011) 191-203.

[83] S.R. Paik, H.J. Shin, J.H. Lee, Metal-catalyzed oxidation of alpha-synuclein in the presence of Copper(II) and hydrogen peroxide, Arch. Biochem. Biophys. 378 (2000) 269-277.

[84] A. Binolfi, E.E. Rodriguez, D. Valensin, N. D'Amelio, E. Ippoliti, G. Obal, R. Duran, A. Magistrato, O. Pritsch, M. Zweckstetter, G. Valensin, P. Carloni, L. Quintanar, C. Griesinger, C.O. Fernández, Bioinorganic chemistry of

214

Parkinson's disease: structural determinants for the copper-mediated amyloid formation of alpha-synuclein, Inorg. Chem. 49 (2010) 10668-10679.

[85] A. Binolfi, G.R. Lamberto, R. Duran, L. Quintanar, C.W. Bertoncini, J.M. Souza, C. Cerveñansky, M. Zweckstetter, C. Griesinger, C.O. Fernández, Site-specific interactions of Cu(II) with alpha and beta-synuclein: bridging the molecular gap between metal binding and aggregation, J. Am. Chem. Soc. 130 (2008) 11801-11812.

[86] M.S. Jackson, J.C. Lee, Identification of the minimal copper(II)-binding alpha-synuclein sequence, Inorg. Chem. 48 (2009) 9303-9307.

[87] J.C. Lee, H.B. Gray, J.R. Winkler, Copper(II) binding to alpha-synuclein, the Parkinson's protein, J. Am. Chem. Soc. 130 (2008) 6898-6899.

[88] R.M. Rasia, C.W. Bertoncini, D. Marsh, W. Hoyer, D. Cherny, M. Zweckstetter, C. Griesinger, T.M. Jovin, C.O. Fernández, Structural characterization of copper(II) binding to alpha-synuclein: Insights into the bioinorganic chemistry of Parkinson's disease, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (2005)4294-4299.

[89] A. Binolfi, R.M. Rasia, C.W. Bertoncini, M. Ceolin, M. Zweckstetter, C. Griesinger, T.M. Jovin, C.O. Fernández, Interaction of a-Synuclein with Divalent Metal Ions Reveals Key Differences: A Link between Structure, Binding Specificity and Fibrillation Enhancement, J. Am. Chem. Soc. 128 (2006) 9893-9901.

[90] V.N. Uversky, J. Li, A.L. Fink, Metal-triggered structural transformations, aggregation, and fibrillation of human alpha-synuclein. A possible molecular NK between Parkinson's disease and heavy metal exposure, J. Biol. Chem. 276 (2001)44284-44296.

[91] T.R. Guilarte, APLP1, Alzheimer's-like pathology and neurodegeneration in the frontal cortex of manganese-exposed non-human primates, Neurotoxicology. 31 (2010) 572-574.

[92] N.B. Cole, D.D. Murphy, J. Lebowitz, L. Di Noto, R.L. Levine, R.L. Nussbaum, Metal-catalyzed oxidation of alpha-synuclein: helping to define

215

the relationship between oligomers, protofibrils, and filaments, J. Biol. Chem. 280 (2005) 9678-9690.

[93] M. Hashimoto, A. Takeda, L.J. Hsu, T. Takenouchi, E. Masliah, Role of cytochrome c as a stimulator of alpha-synuclein aggregation in Lewy body disease, J. Biol. Chem. 274 (1999) 28849-28852.

[94] R.A.S. Ruf, E.A. Lutz, I.G. Zigoneanu, G.J. Pielak, Alpha-Synuclein conformation affects its tyrosine-dependent oxidative aggregation, Biochemistry. 47 (2008) 13604-13609.

[95] H. Bayir, A.A. Kapralov, J. Jiang, Z. Huang, Y.Y. Tyurina, V.A. Tyurin, Q. Zhao, N.A. Belikova, I.I. Vlasova, A. Maeda, J. Zhu, H.-M. Na, P.-G. Mastroberardino, L.J. Sparvero, A.A. Amoscato, C.T. Chu, J.T. Greenamyre, V.E. Kagan, Peroxidase mechanism of lipid-dependent cross-linking of synuclein with cytochrome C: protection against apoptosis versus delayed oxidative stress in Parkinson disease, J. Biol. Chem. 284 (2009) 1595115969.

[96] L. Devi, V. Raghavendran, B.M. Prabhu, N.G. Avadhani, H.K. Anandatheerthavarada, Mitochondrial import and accumulation of alpha-synuclein impair complex I in human dopaminergic neuronal cultures and Parkinson disease brain, J. Biol. Chem. 283 (2008) 9089-9100.

[97] W.P. Gai, H.X. Yuan, X.Q. Li, J.T. Power, P.C. Blumbergs, P.H. Jensen, In situ and in vitro study of colocalization and segregation of alpha-synuclein, ubiquitin, and lipids in Lewy bodies, Exp. Neurol. 166 (2000) 324-333.

[98] T. Kitada, S. Asakawa, N. Hattori, H. Matsumine, Y. Yamamura, S. Minoshima, M. Yokochi, Y. Mizuno, N. Shimizu, Mutations in the parkin gene cause autosomal recessive juvenile parkinsonism, Nature. 392 (1998) 605-608.

[99] J.L. Webb, B. Ravikumar, J. Atkins, J.N. Skepper, D.C. Rubinsztein, Alpha-Synuclein is degraded by both autophagy and the proteasome, J. Biol. Chem. 278 (2003)25009-25013.

[100] K.A. Malkus, H. Ischiropoulos, Regional deficiencies in chaperone-mediated autophagy underlie a-synuclein aggregation and neurodegeneration, Neurobiol. Dis. 46 (2012) 732-744.

[101] M. Martinez-Vicente, Z. Talloczy, S. Kaushik, A.C. Massey, J. Mazzulli, E.V. Mosharov, R. Hodara, R. Fredenburg, D.-C. Wu, A. Follenzi, W. Dauer, S. Przedborski, H. Ischiropoulos, P.T. Lansbury, D. Sulzer, A.M. Cuervo, Dopamine-modified alpha-synuclein blocks chaperone-mediated autophagy, J. Clin. Invest. 118 (2008) 777-788.

[102] M. Hasegawa, H. Fujiwara, T. Nonaka, K. Wakabayashi, H. Takahashi, V.M.Y Lee, J.Q. Trojanowski, D. Mann, T. Iwatsubo, Phosphorylated alpha-synuclein is ubiquitinated in alpha-synucleinopathy lesions, J. Biol. Chem. 277 (2002)49071-49076.

[103] S. Arawaka, H. Sato, A. Sasaki, S. Koyama, T. Kato, Mechanisms underlying extensive Ser129-phosphorylation in a-synuclein aggregates, Acta Neuropathol. Commun. 5 (2017) 48.

[104] H. Sato, S. Arawaka, S. Hara, S. Fukushima, K. Koga, S. Koyama, T. Kato, Authentically phosphorylated a-synuclein at Ser129 accelerates neurodegeneration in a rat model of familial Parkinson's disease, J. Neurosci. Off. J. Soc. Neurosci. 31 (2011) 16884-16894.

[105] H. Fujiwara, M. Hasegawa, N. Dohmae, A. Kawashima, E. Masliah, M.S. Goldberg, J. Shen, K. Takio, T. Iwatsubo, alpha-Synuclein is phosphorylated in synucleinopathy lesions, Nat. Cell Biol. 4 (2002) 160-164.

[106] J.P. Anderson, D.E. Walker, J.M. Goldstein, R. de Laat, K. Banducci, R.J. Caccavello, R. Barbour, J. Huang, K. Kling, M. Lee, L. Diep, P.S. Keim, X. Shen, T. Chataway, M.G. Schlossmacher, P. Seubert, D. Schenk, S. Sinha, W.P. Gai, T.J. Chilcote, Phosphorylation of Ser-129 is the dominant pathological modification of alpha-synuclein in familial and sporadic Lewy body disease, J. Biol. Chem. 281 (2006) 29739-29752.

[107] L. Chen, M.B. Feany, Alpha-synuclein phosphorylation controls neurotoxicity and inclusion formation in a Drosophila model of Parkinson disease, Nat. Neurosci. 8 (2005) 657-663.

[108] A. Oueslati, B.L. Schneider, P. Aebischer, H.A. Lashuel, Polo-like kinase 2 regulates selective autophagic a-synuclein clearance and suppresses its toxicity in vivo, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 110 (2013) E3945-3954.

[109] E.A. Waxman, B.I. Giasson, Specificity and regulation of casein kinase-mediated phosphorylation of alpha-synuclein, J. Neuropathol. Exp. Neurol. 67 (2008) 402-416.

[110] S. Tenreiro, M.M. Reimäo-Pinto, P. Antas, J. Rino, D. Wawrzycka, D. Macedo, R. Rosado-Ramos, T. Amen, M. Waiss, F. Magalhäes, A. Gomes, C.N. Santos, D. Kaganovich, T.F. Outeiro, Phosphorylation modulates clearance of alpha-synuclein inclusions in a yeast model of Parkinson's disease, PLoS Genet. 10 (2014) e1004302.

[111] M.-R. Ma, Z.-W. Hu, Y-F. Zhao, Y.-X. Chen, Y.-M. Li, Phosphorylation induces distinct alpha-synuclein strain formation, Sci. Rep. 6 (2016) 37130.

[112] L. Chen, M. Periquet, X. Wang, A. Negro, P.J. McLean, B.T. Hyman, M.B. Feany, Tyrosine and serine phosphorylation of alpha-synuclein have opposing effects on neurotoxicity and soluble oligomer formation, J. Clin. Invest. 119 (2009) 3257-3265.

[113] F. Samuel, W.P. Flavin, S. Iqbal, C. Pacelli, S.D. Sri Renganathan, L.-E. Trudeau, E.M. Campbell, P.E. Fraser, A. Tandon, Effects of Serine 129 Phosphorylation on a-Synuclein Aggregation, Membrane Association, and Internalization, J. Biol. Chem. 291 (2016) 4374-4385.

[114] N.P. Visanji, S. Wislet-Gendebien, L.W. Oschipok, G. Zhang, I. Aubert, P.E. Fraser, A. Tandon, Effect of Ser-129 phosphorylation on interaction of a-synuclein with synaptic and cellular membranes, J. Biol. Chem. 286 (2011) 35863-35873.

[115] M. Yamada, T. Iwatsubo, Y Mizuno, H. Mochizuki, Overexpression of alpha-

synuclein in rat substantia nigra results in loss of dopaminergic neurons,

218

phosphorylation of alpha-synuclein and activation of caspase-9: resemblance to pathogenetic changes in Parkinson's disease, J. Neurochem. 91 (2004) 451-461.

[116] K.E. Paleologou, A. Oueslati, G. Shakked, C.C. Rospigliosi, H.-Y Kim, G.R. Lamberto, C.O. Fernandez, A. Schmid, F. Chegini, W.P. Gai, D. Chiappe, M. Moniatte, B.L. Schneider, P. Aebischer, D. Eliezer, M. Zweckstetter, E. Masliah, H.A. Lashuel, Phosphorylation at S87 is enhanced in synucleinopathies, inhibits alpha-synuclein oligomerization, and influences synuclein-membrane interactions, J. Neurosci. Off. J. Soc. Neurosci. 30 (2010) 3184-3198.

[117] S. Schreurs, M. Gerard, R. Derua, E. Waelkens, J.-M. Taymans, V. Baekelandt, Y. Engelborghs, In vitro phosphorylation does not influence the aggregation kinetics of WT a-synuclein in contrast to its phosphorylation mutants, Int. J. Mol. Sci. 15 (2014) 1040-1067.

[118] B. Fauvet, M.-B. Fares, F. Samuel, I. Dikiy, A. Tandon, D. Eliezer, H.A. Lashuel, Characterization of semisynthetic and naturally Na-acetylated a-synuclein in vitro and in intact cells: implications for aggregation and cellular properties of a-synuclein, J. Biol. Chem. 287 (2012) 28243-28262.

[119] L. Kang, G.M. Moriarty, L.A. Woods, A.E. Ashcroft, S.E. Radford, J. Baum, N-terminal acetylation of a-synuclein induces increased transient helical propensity and decreased aggregation rates in the intrinsically disordered monomer, Protein Sci. Publ. Protein Soc. 21 (2012) 911-917.

[120] F.-X. Theillet, A. Binolfi, B. Bekei, A. Martorana, H.M. Rose, M. Stuiver, S. Verzini, D. Lorenz, M. van Rossum, D. Goldfarb, P. Selenko, Structural disorder of monomeric a-synuclein persists in mammalian cells, Nature. 530 (2016) 45-50.

[121] T. Bartels, N.C. Kim, E.S. Luth, D.J. Selkoe, N-alpha-acetylation of a-synuclein increases its helical folding propensity, GM1 binding specificity and resistance to aggregation, PloS One. 9 (2014) e103727.

[122] J.I. Gallea, R. Sarroukh, P. Yunes-Quartino, J.-M. Ruysschaert, V. Raussens, M.S. Celej, Structural remodeling during amyloidogenesis of physiological Na-acetylated a-synuclein, Biochim. Biophys. Acta. 1864 (2016) 501-510.

[123] A.S. Maltsev, J. Ying, A. Bax, Impact of N-terminal acetylation of a-synuclein on its random coil and lipid binding properties, Biochemistry. 51 (2012)5004-5013.

[124] A. Trostchansky, S. Lind, R. Hodara, T. Oe, I.A. Blair, H. Ischiropoulos, H. Rubbo, J.M. Souza, Interaction with phospholipids modulates alpha-synuclein nitration and lipid-protein adduct formation, Biochem. J. 393 (2006) 343-349.

[125] Z. Qin, D. Hu, S. Han, S.H. Reaney, D.A. Di Monte, A.L. Fink, Effect of 4-hydroxy-2-nonenal modification on alpha-synuclein aggregation, J. Biol. Chem. 282 (2007) 5862-5870.

[126] M.J. Volles, P.T. Lansbury, Vesicle permeabilization by protofibrillar alpha-synuclein is sensitive to Parkinson's disease-linked mutations and occurs by a pore-like mechanism, Biochemistry. 41 (2002) 4595-4602.

[127] M. Kostka, T. Högen, K.M. Danzer, J. Levin, M. Habeck, A. Wirth, R. Wagner, C.G. Glabe, S. Finger, U. Heinzelmann, P. Garidel, W. Duan, C.A. Ross, H. Kretzschmar, A. Giese, Single particle characterization of iron-induced pore-forming alpha-synuclein oligomers, J. Biol. Chem. 283 (2008) 10992-11003.

[128] K.M. Danzer, D. Haasen, A.R. Karow, S. Moussaud, M. Habeck, A. Giese, H. Kretzschmar, B. Hengerer, M. Kostka, Different species of alpha-synuclein oligomers induce calcium influx and seeding, J. Neurosci. Off. J. Soc. Neurosci. 27 (2007) 9220-9232.

[129] H.-Y Kim, M.-K. Cho, A. Kumar, E. Maier, C. Siebenhaar, S. Becker, C.O. Fernandez, H.A. Lashuel, R. Benz, A. Lange, M. Zweckstetter, Structural properties of pore-forming oligomers of alpha-synuclein, J. Am. Chem. Soc. 131 (2009) 17482-17489.

[130] A. Quist, I. Doudevski, H. Lin, R. Azimova, D. Ng, B. Frangione, B. Kagan, J. Ghiso, R. Lal, Amyloid ion channels: a common structural link for protein-misfolding disease, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (2005) 10427-10432.

[131] I.F. Tsigelny, P. Bar-On, Y. Sharikov, L. Crews, M. Hashimoto, M.A. Miller, S.H. Keller, O. Platoshyn, J.X.-J. Yuan, E. Masliah, Dynamics of alpha-synuclein aggregation and inhibition of pore-like oligomer development by beta-synuclein, FEBS J. 274 (2007) 1862-1877.

[132] R. Radi, A. Cassina, R. Hodara, C. Quijano, L. Castro, Peroxynitrite reactions and formation in mitochondria, Free Radic. Biol. Med. 33 (2002) 1451-1464.

[133] R.L. Welchman, C. Gordon, R.J. Mayer, Ubiquitin and ubiquitin-like proteins as multifunctional signals, Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 6 (2005) 599-609.

[134] E. Gomez-Tortosa, K. Newell, M.C. Irizarry, J.L. Sanders, B.T. Hyman, alpha-Synuclein immunoreactivity in dementia with Lewy bodies: morphological staging and comparison with ubiquitin immunostaining, Acta Neuropathol. 99 (2000) 352-357.

[135] J. Lowe, A. Blanchard, K. Morrell, G. Lennox, L. Reynolds, M. Billett, M. Landon, R.J. Mayer, Ubiquitin is a common factor in intermediate filament inclusion bodies of diverse type in man, including those of Parkinson's disease, Pick's disease, and Alzheimer's disease, as well as Rosenthal fibres in cerebellar astrocytomas, cytoplasmic bodies in muscle, and mallory bodies in alcoholic liver disease, J. Pathol. 155 (1988) 9-15.

[136] D.M. Sampathu, B.I. Giasson, A.C. Pawlyk, J.Q. Trojanowski, V.M.-Y Lee, Ubiquitination of alpha-synuclein is not required for formation of pathological inclusions in alpha-synucleinopathies, Am. J. Pathol. 163 (2003) 91-100.

[137] G.K. Tofaris, A. Razzaq, B. Ghetti, K.S. Lilley, M.G. Spillantini, Ubiquitination of alpha-synuclein in Lewy bodies is a pathological event not associated with impairment of proteasome function, J. Biol. Chem. 278 (2003) 44405-44411.

[138] T. Nonaka, T. Iwatsubo, M. Hasegawa, Ubiquitination of alpha-synuclein, Biochemistry. 44 (2005) 361-368.

[139] R. Rott, R. Szargel, J. Haskin, V. Shani, A. Shainskaya, I. Manov, E. Liani, E. Avraham, S. Engelender, Monoubiquitylation of alpha-synuclein by seven in absentia homolog (SIAH) promotes its aggregation in dopaminergic cells, J. Biol. Chem. 283 (2008) 3316-3328.

[140] H. Miake, H. Mizusawa, T. Iwatsubo, M. Hasegawa, Biochemical characterization of the core structure of alpha-synuclein filaments, J. Biol. Chem. 277 (2002) 19213-19219.

[141] M. Hejjaoui, M. Haj-Yahya, K.S.A. Kumar, A. Brik, H.A. Lashuel, Towards elucidation of the role of ubiquitination in the pathogenesis of Parkinson's disease with semisynthetic ubiquitinated a-synuclein, Angew. Chem. Int. Ed Engl. 50 (2011) 405-409.

[142] J.T. Lee, T.C. Wheeler, L. Li, L.-S. Chin, Ubiquitination of alpha-synuclein by Siah-1 promotes alpha-synuclein aggregation and apoptotic cell death, Hum. Mol. Genet. 17 (2008) 906-917.

[143] F. Meier, T. Abeywardana, A. Dhall, N.P. Marotta, J. Varkey, R. Langen, C. Chatterjee, M.R. Pratt, Semisynthetic, site-specific ubiquitin modification of a-synuclein reveals differential effects on aggregation, J. Am. Chem. Soc. 134(2012)5468-5471.

[144]N. Shabek, Y. Herman-Bachinsky, S. Buchsbaum, O. Lewinson, M. Haj-Yahya, M. Hejjaoui, H.A. Lashuel, T. Sommer, A. Brik, A. Ciechanover, The size of the proteasomal substrate determines whether its degradation will be mediated by mono- or polyubiquitylation, Mol. Cell. 48 (2012) 87-97.

[145] T. Abeywardana, Y.H. Lin, R. Rott, S. Engelender, M.R. Pratt, Site-specific differences in proteasome-dependent degradation of monoubiquitinated a-synuclein, Chem. Biol. 20 (2013) 1207-1213.

[146] M. Haj-Yahya, B. Fauvet, Y Herman-Bachinsky, M. Hejjaoui, S.N. Bavikar,

S.V. Karthikeyan, A. Ciechanover, H.A. Lashuel, A. Brik, Synthetic

polyubiquitinated a-Synuclein reveals important insights into the roles of the

222

ubiquitin chain in regulating its pathophysiology, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 110(2013) 17726-17731.

[147] D. Komander, M. Rape, The ubiquitin code, Annu. Rev. Biochem. 81 (2012) 203-229.

[148] A. Flotho, F. Melchior, Sumoylation: a regulatory protein modification in health and disease, Annu. Rev. Biochem. 82 (2013) 357-385.

[149] P. Krumova, J.H. Weishaupt, Sumoylation in neurodegenerative diseases, Cell. Mol. Life Sci. 70 (2013) 2123-2138.

[150] P. Krumova, E. Meulmeester, M. Garrido, M. Tirard, H.-H. Hsiao, G. Bossis, H. Urlaub, M. Zweckstetter, S. Kügler, F. Melchior, M. Bähr, J.H. Weishaupt, Sumoylation inhibits alpha-synuclein aggregation and toxicity, J. Cell Biol. 194 (2011) 49-60.

[151] YM. Kim, W.H. Jang, M.M. Quezado, Y Oh, K.C. Chung, E. Junn, M.M. Mouradian, Proteasome inhibition induces a-synuclein SUMOylation and aggregate formation, J. Neurol. Sci. 307 (2011) 157-161.

[152] T. Abeywardana, M.R. Pratt, Extent of inhibition of a-synuclein aggregation in vitro by SUMOylation is conjugation site- and SUMO isoform-selective, Biochemistry. 54 (2015) 959-961.

[153] YZ. Ye, M. Strong, Z.Q. Huang, J.S. Beckman, Antibodies that recognize nitrotyrosine, Methods Enzymol. 269 (1996) 201-209.

[154] J. Herzog, Y. Maekawa, T.P. Cirrito, B.S. Illian, E.R. Unanue, Activated antigen-presenting cells select and present chemically modified peptides recognized by unique CD4 T cells, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (2005) 7928-7933.

[155] E.J. Benner, R. Banerjee, A.D. Reynolds, S. Sherman, V.M. Pisarev, V. Tsiperson, C. Nemachek, P. Ciborowski, S. Przedborski, R.L. Mosley, H.E. Gendelman, Nitrated alpha-synuclein immunity accelerates degeneration of nigral dopaminergic neurons, PloS One. 3 (2008) e1376.

[156] A.D. Reynolds, D.K. Stone, J.A.L. Hutter, E.J. Benner, R.L. Mosley, H.E. Gendelman, Regulatory T cells attenuate Th17 cell-mediated nigrostriatal

223

dopaminergic neurodegeneration in a model of Parkinson's disease, J. Immunol. 184 (2010) 2261-2271.

[157] A.D. Reynolds, D.K. Stone, R.L. Mosley, H.E. Gendelman, Nitrated {alpha}-synuclein-induced alterations in microglial immunity are regulated by CD4+ T cell subsets, J. Immunol. 182 (2009) 4137-4149.

[158] L. Thomson, J. Christie, C. Vadseth, P.N. Lanken, X. Fu, S.L. Hazen, H. Ischiropoulos, Identification of immunoglobulins that recognize 3-nitrotyrosine in patients with acute lung injury after major trauma, Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 36 (2007) 152-157.

[159] G.T. Liberatore, V. Jackson-Lewis, S. Vukosavic, A.S. Mandir, M. Vila, W.G. McAuliffe, V.L. Dawson, T.M. Dawson, S. Przedborski, Inducible nitric oxide synthase stimulates dopaminergic neurodegeneration in the MPTP model of Parkinson disease, Nat. Med. 5 (1999) 1403-1409.

[160] D.K. Stone, T. Kiyota, R.L. Mosley, H.E. Gendelman, A model of nitric oxide induced a-synuclein misfolding in Parkinson's disease, Neurosci. Lett. 523 (2012)167-173.

[161] J.M. Forbes, M.E. Cooper, M.D. Oldfield, M.C. Thomas, Role of advanced glycation end products in diabetic nephropathy, J. Am. Soc. Nephrol. 14 (2003) S254-258.

[162]N. Ahmed, Advanced glycation endproducts--role in pathology of diabetic complications, Diabetes Res. Clin. Pract. 67 (2005) 3-21.

[163] J.W. Baynes, S.R. Thorpe, Role of oxidative stress in diabetic complications: a new perspective on an old paradigm, Diabetes. 48 (1999) 1-9.

[164] P. Chellan, R.H. Nagaraj, Early glycation products produce pentosidine crosslinks on native proteins. novel mechanism of pentosidine formation and propagation of glycation, J. Biol. Chem. 276 (2001) 3895-3903.

[165] A. Stitt, T.A. Gardiner, N.L. Alderson, P. Canning, N. Frizzell, N. Duffy, C. Boyle, A.S. Januszewski, M. Chachich, J.W. Baynes, S.R. Thorpe, The AGE inhibitor pyridoxamine inhibits development of retinopathy in experimental diabetes, Diabetes. 51 (2002) 2826-2832.

224

[166] P.J. Thornalley, H.S. Minhas, Rapid hydrolysis and slow alpha,beta-dicarbonyl cleavage of an agent proposed to cleave glucose-derived protein cross-links, Biochem. Pharmacol. 57 (1999) 303-307.

[167] P.J. Thornalley, Dicarbonyl intermediates in the maillard reaction, Ann. N. Y Acad. Sci. 1043 (2005) 111-117.

[168] J. Li, D. Liu, L. Sun, Y. Lu, Z. Zhang, Advanced glycation end products and neurodegenerative diseases: mechanisms and perspective, J. Neurol. Sci. 317 (2012) 1-5.

[169] P.J. Thornalley, Glutathione-dependent detoxification of alpha-oxoaldehydes by the glyoxalase system: involvement in disease mechanisms and antiproliferative activity of glyoxalase I inhibitors, Chem. Biol. Interact. 111— 112 (1998) 137-151.

[170] P. Salahuddin, G. Rabbani, R.H. Khan, The role of advanced glycation end products in various types of neurodegenerative disease: a therapeutic approach, Cell. Mol. Biol. Lett. 19 (2014) 407-437.

[171] A. Takeda, T. Yasuda, T. Miyata, Y Goto, M. Wakai, M. Watanabe, Y. Yasuda, K. Horie, T. Inagaki, M. Doyu, K. Maeda, G. Sobue, Advanced glycation end products co-localized with astrocytes and microglial cells in Alzheimer's disease brain, Acta Neuropathol. 95 (1998) 555-558.

[172] R.J. Castellani, P.L. Harris, L.M. Sayre, J. Fujii, N. Taniguchi, M.P. Vitek, H. Founds, C.S. Atwood, G. Perry, M.A. Smith, Active glycation in neurofibrillary pathology of Alzheimer disease: N(epsilon)-(carboxymethyl) lysine and hexitol-lysine, Free Radic. Biol. Med. 31 (2001) 175-180.

[173] H. Obayashi, K. Nakano, H. Shigeta, M. Yamaguchi, K. Yoshimori, M. Fukui, M. Fujii, Y. Kitagawa, N. Nakamura, K. Nakamura, Y Nakazawa, K. Ienaga, M. Ohta, M. Nishimura, I. Fukui, M. Kondo, Formation of crossline as a fluorescent advanced glycation end product in vitro and in vivo, Biochem. Biophys. Res. Commun. 226 (1996) 37-41.

[174] E.B. Frye, T.P. Degenhardt, S.R. Thorpe, J.W. Baynes, Role of the Maillard reaction in aging of tissue proteins. Advanced glycation end product-

225

dependent increase in imidazolium cross-links in human lens proteins, J. Biol. Chem. 273 (1998) 18714-18719.

[175] S. Reddy, J. Bichler, K.J. Wells-Knecht, S.R. Thorpe, J.W. Baynes, N epsilon-(carboxymethyl)lysine is a dominant advanced glycation end product (AGE) antigen in tissue proteins, Biochemistry. 34 (1995) 10872-10878.

[176] T. Miyata, Y. Ueda, Y Yamada, Y Izuhara, T. Wada, M. Jadoul, A. Saito, K. Kurokawa, C. van Ypersele de Strihou, Accumulation of carbonyls accelerates the formation of pentosidine, an advanced glycation end product: carbonyl stress in uremia, J. Am. Soc. Nephrol. 9 (1998) 2349-2356.

[177] T. Miyata, C. van Ypersele de Strihou, K. Kurokawa, J.W. Baynes, Alterations in nonenzymatic biochemistry in uremia: origin and significance of "carbonyl stress" in long-term uremic complications, Kidney Int. 55 (1999) 389-399.

[178] M. Kaneko, L. Bucciarelli, YC. Hwang, L. Lee, S.F. Yan, A.M. Schmidt, R. Ramasamy, Aldose reductase and AGE-RAGE pathways: key players in myocardial ischemic injury, Ann. N. Y Acad. Sci. 1043 (2005) 702-709.

[179] H. Vlassara, M.R. Palace, Diabetes and advanced glycation endproducts, J. Intern. Med. 251 (2002) 87-101.

[180] G. Rabbani, E. Ahmad, N. Zaidi, R.H. Khan, pH-dependent conformational transitions in conalbumin (ovotransferrin), a metalloproteinase from hen egg white, Cell Biochem. Biophys. 61 (2011) 551-560.

[181] G. Rabbani, E. Ahmad, N. Zaidi, S. Fatima, R.H. Khan, pH-Induced molten globule state of Rhizopus niveus lipase is more resistant against thermal and chemical denaturation than its native state, Cell Biochem. Biophys. 62 (2012) 487-499.

[182] G. Rabbani, J. Kaur, E. Ahmad, R.H. Khan, S.K. Jain, Structural characteristics of thermostable immunogenic outer membrane protein from Salmonella enterica serovar Typhi, Appl. Microbiol. Biotechnol. 98 (2014) 2533-2543.

[183] F. Ferreira-da-Silva, P.J.B. Pereira, L. Gales, M. Roessle, D.I. Svergun, P. Moradas-Ferreira, A.M. Damas, The crystal and solution structures of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase reveal different quaternary structures, J. Biol. Chem. 281 (2006) 33433-33440.

[184] J.L. Jenkins, J.J. Tanner, High-resolution structure of human D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 62 (2006) 290-301.

[185] E. Racker, I. Krimsky, The mechanism of oxidation of aldehydes by glyceralde-hyde-3-phosphate dehydrogenase, J. Biol. Chem. 198 (1952) 731743.

[186] D.R. Trentham, Rate-determining processes and the number of simultaneously active sties of D-glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase, Biochem. J. 122 (1971) 71-77.

[187] Stryer L., Biochemistry, 4th Edition, W. H. Freeman & Co., New York, 1995.

[188] M.A. Sirover, On the functional diversity of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: Biochemical mechanisms and regulatory control, Biochim. Biophys. Acta. 1810 (2011) 741-751.

[189] D.A. Butterfield, S.S. Hardas, M.L.B. Lange, Oxidatively modified glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase (GAPDH) and Alzheimer's disease: many pathways to neurodegeneration, J. Alzheimers Dis. 20 (2010) 369-393.

[190] M.R. Hara, S.H. Snyder, Nitric Oxide-GAPDH-Siah: A Novel Cell Death Cascade, Cell. Mol. Neurobiol. 26 (2006) 527-538.

[191] M.R. Hara, N. Agrawal, S.F. Kim, M.B. Cascio, M. Fujimuro, Y Ozeki, M. Takahashi, J.H. Cheah, S.K. Tankou, L.D. Hester, C.D. Ferris, S.D. Hayward, S.H. Snyder, A. Sawa, S-nitrosylated GAPDH initiates apoptotic cell death by nuclear translocation following Siah1 binding, Nat. Cell Biol. 7 (2005) 665-674.

[192] A. Sawa, A.A. Khan, L.D. Hester, S.H. Snyder, Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: nuclear translocation participates in neuronal and

227

nonneuronal cell death, Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 94 (1997) 1166911674.

[193] R. Ishitani, M. Tanaka, K. Sunaga, N. Katsube, D.M. Chuang, Nuclear localization of overexpressed glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in cultured cerebellar neurons undergoing apoptosis, Mol. Pharmacol. 53 (1998) 701-707.

[194] E.I. Arutyunova, L.V. Domnina, A.A. Chudinova, O.N. Makshakova, D.Y Arutyunov, V.I. Muronetz, Localization of non-native D-glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in growing and apoptotic HeLa cells, Biochem. Mosc. 78 (2013) 91-95.

[195] E. Nagy, W.F.C. Rigby, Glyceraldehyde-3-phosphate Dehydrogenase Selectively Binds AU-rich RNA in the NAD+-binding Region (Rossmann Fold), J. Biol. Chem. 270 (1995) 2755-2763.

[196] M. Backlund, K. Paukku, L. Daviet, R.A. De Boer, E. Valo, S. Hautaniemi, N. Kalkkinen, A. Ehsan, K.K. Kontula, J.YA. Lehtonen, Posttranscriptional regulation of angiotensin II type 1 receptor expression by glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase, Nucleic Acids Res. 37 (2009) 2346-2358.

[197] M.R. White, M.M. Khan, D. Deredge, C.R. Ross, R. Quintyn, B.E. Zucconi, V.H. Wysocki, P.L. Wintrode, G.M. Wilson, E.D. Garcin, A Dimer Interface Mutation in Glyceraldehyde-3-Phosphate Dehydrogenase Regulates Its Binding to AU-rich RNA, J. Biol. Chem. 290 (2015) 1770-1785.

[198] T. Hildebrandt, J. Knuesting, C. Berndt, B. Morgan, R. Scheibe, Cytosolic thiol switches regulating basic cellular functions: GAPDH as an information hub?, Biol. Chem. 396 (2015) 523-537.

[199] J.H. Kim, S. Lee, J.B. Park, S.D. Lee, J.H. Kim, S.H. Ha, K. Hasumi, A. Endo, P.-G. Suh, S.H. Ryu, Hydrogen peroxide induces association between glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase and phospholipase D2 to facilitate phospholipase D2 activation in PC12 cells, J. Neurochem. 85 (2003) 1228-1236.

[200] H. Nakajima, W. Amano, T. Kubo, A. Fukuhara, H. Ihara, Y.-T. Azuma, H. Tajima, T. Inui, A. Sawa, T. Takeuchi, Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase aggregate formation participates in oxidative stress-induced cell death, J. Biol. Chem. 284 (2009) 34331-34341.

[201] C. Little, P.J. O'Brien, Mechanism of peroxide-inactivation of the sulphydryl enzyme glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, Eur. J. Biochem. 10 (1969) 533-538.

[202] E.V. Schmalhausen, N.K. Nagradova, S. Boschi-Muller, G. Branlant, V.I. Muronetz, Mildly oxidized GAPDH: the coupling of the dehydrogenase and acyl phosphatase activities, FEBS Lett. 452 (1999) 219-222.

[203] E.V. Schmalhausen, V.I. Muronetz, An uncoupling of the processes of oxidation and phosphorylation in glycolysis, Biosci. Rep. 17 (1997) 521-527.

[204] I.N. Shalova, K. Cechalova, Z. Rehakova, P. Dimitrova, E. Ognibene, A. Caprioli, E.V. Schmalhausen, V.I. Muronetz, L. Saso, Decrease of dehydrogenase activity of cerebral glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in different animal models of Alzheimer's disease, Biochim. Biophys. Acta. 1770 (2007) 826-832.

[205] I.V. Guzhova, V.F. Lazarev, A.V. Kaznacheeva, M.V. Ippolitova, V.I. Muronetz, A.V. Kinev, B.A. Margulis, Novel mechanism of Hsp70 chaperone-mediated prevention of polyglutamine aggregates in a cellular model of huntington disease, Hum. Mol. Genet. 20 (2011) 3953-3963.

[206] M.A. Sirover, Role of the glycolytic protein, glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, in normal cell function and in cell pathology, J. Cell. Biochem. 66 (1997) 133-140.

[207] R. Ishitani, M. Kimura, K. Sunaga, N. Katsube, M. Tanaka, D.M. Chuang, An antisense oligodeoxynucleotide to glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase blocks age-induced apoptosis of mature cerebrocortical neurons in culture, J. Pharmacol. Exp. Ther. 278 (1996) 447-454.

[208] P.A. Saunders, R.W. Chen, D.M. Chuang, Nuclear translocation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase isoforms during neuronal apoptosis, J. Neurochem. 72 (1999) 925-932.

[209] J.L. Mazzola, M.A. Sirover, Reduction of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase activity in Alzheimer's disease and in Huntington's disease fibroblasts, J. Neurochem. 76 (2001) 442-449.

[210] I. Miklya, The significance of selegiline/(-)-deprenyl after 50 years in research and therapy (1965-2015), Mol. Psychiatry. 21 (2016) 1499-1503.

[211] J.L. Mazzola, M.A. Sirover, Alteration of intracellular structure and function of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase: a common phenotype of neurodegenerative disorders?, Neurotoxicology. 23 (2002) 603-609.

[212] S. Liu, I. Ninan, I. Antonova, F. Battaglia, F. Trinchese, A. Narasanna, N. Kolodilov, W. Dauer, R.D. Hawkins, O. Arancio, alpha-Synuclein produces a long-lasting increase in neurotransmitter release, EMBO J. 23 (2004) 45064516.

[213] V.M. Nemani, W. Lu, V. Berge, K. Nakamura, B. Onoa, M.K. Lee, F.A. Chaudhry, R.A. Nicoll, R.H. Edwards, Increased expression of alpha-synuclein reduces neurotransmitter release by inhibiting synaptic vesicle reclustering after endocytosis, Neuron. 65 (2010) 66-79.

[214] T. Logan, J. Bendor, C. Toupin, K. Thorn, R.H. Edwards, a-Synuclein promotes dilation of the exocytotic fusion pore, Nat. Neurosci. 20 (2017) 681-689.

[215] J. Sambrook, D.W. Russell, Agarose gel electrophoresis, CSH Protoc. 2006 (2006).

[216] G.L. Ellman, Tissue sulfhydryl groups, Arch. Biochem. Biophys. 82 (1959) 70-77.

[217] F.W. Studier, Protein production by auto-induction in high density shaking cultures, Protein Expr. Purif. 41 (2005) 207-234.

[218] M.M. Bradford, A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding, Anal. Biochem. 72 (1976) 248-254.

[219] U.K. Laemmli, Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4, Nature. 227 (1970) 680-685.

[220] Сулацкая АИ, Кузнецова ИМ, Взаимодействие тиофлавина Т с амилоидными фибриллами как инструмент для изучения их структуры, Цитология. 52 (2010) 955-959.

[221] M. Sunde, C. Blake, The structure of amyloid fibrils by electron microscopy and X-ray diffraction, Adv. Protein Chem. 50 (1997) 123-159.

[222] BioTek, Analysis of a-Synuclein Fibril Formation in vitro. Using Fluorescence to Monitor Protein Aggregation in Microplates.

[223] S.M. Kelly, T.J. Jess, N.C. Price, How to study proteins by circular dichroism, Biochim. Biophys. Acta. 1751 (2005) 119-139.

[224]N. Sreerama, R.W. Woody, A self-consistent method for the analysis of protein secondary structure from circular dichroism, Anal. Biochem. 209 (1993) 32-44.

[225] P. Manavalan, W.C. Johnson, Variable selection method improves the prediction of protein secondary structure from circular dichroism spectra, Anal. Biochem. 167 (1987) 76-85.

[226] W.C. Johnson, Analyzing protein circular dichroism spectra for accurate secondary structures, Proteins. 35 (1999) 307-312.

[227] M.A. Andrade, P. Chacón, J.J. Merelo, F. Morán, Evaluation of secondary structure of proteins from UV circular dichroism spectra using an unsupervised learning neural network, Protein Eng. 6 (1993) 383-390.

[228] S.W. Provencher, J. Glöckner, Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism, Biochemistry. 20 (1981) 33-37.

[229] A. Lobley, L. Whitmore, B.A. Wallace, DICHROWEB: an interactive website for the analysis of protein secondary structure from circular dichroism spectra, Bioinforma. Oxf. Engl. 18 (2002) 211-212.

231

[230] L. Whitmore, B.A. Wallace, DICHROWEB, an online server for protein secondary structure analyses from circular dichroism spectroscopic data, Nucleic Acids Res. 32 (2004) W668-673.

[231] Q. Zhang, J.M. Ames, R.D. Smith, J.W. Baynes, T.O. Metz, A perspective on the Maillard reaction and the analysis of protein glycation by mass spectrometry: probing the pathogenesis of chronic disease, J. Proteome Res. 8 (2009) 754-769.

[232] L.K. Muranova, M.M. Perfilov, M.V. Serebryakova, N.B. Gusev, Effect of methylglyoxal modification on the structure and properties of human small heat shock protein HspB6 (Hsp20), Cell Stress Chaperones. 21 (2016) 617629.

[233] M. Masuda, N. Dohmae, T. Nonaka, T. Oikawa, S. Hisanaga, M. Goedert, M. Hasegawa, Cysteine misincorporation in bacterially expressed human alpha-synuclein, FEBS Lett. 580 (2006) 1775-1779.

[234] L. Bousset, L. Pieri, G. Ruiz-Arlandis, J. Gath, P.H. Jensen, B. Habenstein, K. Madiona, V. Olieric, A. Böckmann, B.H. Meier, R. Melki, Structural and functional characterization of two alpha-synuclein strains, Nat. Commun. 4 (2013) 2575.

[235]H. Vicente Miranda, E.M. Szego, L.M.A. Oliveira, C. Breda, E. Darendelioglu, R.M. de Oliveira, D.G. Ferreira, M.A. Gomes, R. Rott, M. Oliveira, F. Munari, F.J. Enguita, T. Simöes, E.F. Rodrigues, M. Heinrich, I.C. Martins, I. Zamolo, O. Riess, C. Cordeiro, A. Ponces-Freire, H.A. Lashuel, N.C. Santos, L.V. Lopes, W. Xiang, T.M. Jovin, D. Penque, S. Engelender, M. Zweckstetter, J. Klucken, F. Giorgini, A. Quintas, T.F. Outeiro, Glycation potentiates a-synuclein-associated neurodegeneration in synucleinopathies, Brain J. Neurol. (2017).

[236] M.R. White, E.D. Garcin, D-Glyceraldehyde-3-Phosphate Dehydrogenase Structure and Function, in: J.R. Harris, J. Marles-Wright (Eds.), Macromol. Protein Complexes, Springer International Publishing, 2017: pp. 413-453.

[237]N.A. Demarse, S. Ponnusamy, E.K. Spicer, E. Apohan, J.E. Baatz, B. Ogretmen, C. Davies, Direct binding of glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase to telomeric DNA protects telomeres against chemotherapy-induced rapid degradation, J. Mol. Biol. 394 (2009) 789-803.

[238] W. Boers, E.C. Slater, The effect of substrates, effectors, acetyl phosphate and iodoacetate on the binding of NAD+ and NADH to rabbit-muscle glyceraldehydephosphate dehydrogenase, Biochim. Biophys. Acta 315 (1973) 272-284.

[239] J.I. Harris, M. Waters, Glyceraldehyde 3-phosphate dehydrogenase, in:

r c\

P.D.Boyer (Ed.), The enzymes, 3 edition, Oxidation-Reduction Part C, vol. XIII, Academic Press, London (1976) 1-49.

[240] A. Mougin, C. Corbier, A. Soukri, A. Wonacott, C. Branlant, G. Branlant, Use of site-directed mutagenesis to probe the role of Cys149 in the formation of charge-transfer transition in glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase, Protein Eng. 2 (1988) 45-48.

[241] O. Hwang, Role of oxidative stress in Parkinson's disease, Exp. Neurobiol. 22 (2013) 11-17.

[242] C. Zhou, Y Huang, S. Przedborski, Oxidative stress in Parkinson's disease: a mechanism of pathogenic and therapeutic significance, Ann. N. Y. Acad. Sci. 1147 (2008) 93-104.

[243] A.G. Ryazanov, L.I. Ashmarina, V.I. Muronetz, Association of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase with mono- and polyribosomes of rabbit reticulocytes, Eur. J. Biochem. 171 (1988) 301-305.

[244] M. Perucho, J. Salas, M.L. Salas, Study of the interaction of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase with DNA, Biochim. Biophys. Acta. 606 (1980) 181-195.

[245] M.R. White, E.D. Garcin, The sweet side of RNA regulation: glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase as a noncanonical RNA-binding protein, Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 7 (2016) 53-70.